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ACTUALIZACIÓN SOBRE HELICOBACTERIOSIS EN ANIMALES. PARTE 3.
DIAGNOSTICO Y TRATAMIENTO. (Update about Helicobacteriosis in animals.
Part 3. Diagnosis and Treatment).
RESUMEN
Hoy en día la obtención y el análisis de muestras para hacer un seguimiento de los
problemas gastrointestinales crónicos es limitado y pocas veces se llega a un
diagnostico definitivo y por ende los tratamientos que se utilizan solo son para el
manejo sintomático del paciente sin determinar cuál es la verdadera causa,
trayendo como consecuencia una alta resistencia a alguno de los antibióticos que
inicialmente se utilizaban. En la actualidad, una de las principales dificultades en el
manejo de la infección por Helicobacter sp., es la falla en la erradicación con
esquemas considerados de primera línea, por desconocer los métodos
diagnósticos indicados para detectar la bacteria. Las principales manifestaciones
clínicas de infección por Helicobacter spp., descritas en humanos y animales
incluyen gastritis y vómitos, el acercamiento al diagnóstico se basa en descartar
causas tóxicas, parasitarias, dietéticas, metabólicas, enfermedades infecciosas y
causas no gástricas. En el diagnóstico e identificación se emplea técnicas
Invasivas y no invasivas. Dentro de las primeras se cuenta, con una especifidad
buena pero la sensibilidad se ve un poco afectada por la difusa ubicación de la
bacteria a nivel gástrico o extra-gástrico. Los métodos no invasivos son
principalmente bioquímicos, como la prueba de la urea en el aliento con Carbono
13 o 14, donde la sensibilidad es buena pero la especifidad en ocasiones se ve
afectada, obteniéndose falsos negativos.
Palabras claves: Diagnostico | Helicobacteriosis | Tratamiento.
ABSTRACT
Today the collection and analysis of samples for monitoring of chronic
gastrointestinal problems is limited and rarely reaches a definitive diagnosis and
therefore treatments are only used for the symptomatic management of the patient
without determining what the true cause, consequently resulting in a high
resistance to any of the antibiotics used initially. Currently, one of the main
difficulties in the management of Helicobacter infection sp., Is the failure to
eradicate with schemes considered first-line, by ignoring the specified diagnostic
methods to detect the bacteria. The main clinical manifestations of infection with
Helicobacter spp., Described in humans and animals include gastritis and vomiting,
the approach to the diagnosis is based on discarding toxic causes, parasitic,
dietary, metabolic, infectious and non-gastric causes. In the diagnosis and
identification used invasive and noninvasive techniques. Within the first counts,
with a good specificity but the sensitivity is slightly affected by the location of the
bacteria diffuse at extra-gastric or stomach. Noninvasive methods are mainly
biochemical test as the urea breath with Carbon 13 or 14 wherein the sensitivity is
good but sometimes specificity is affected to yield false negatives.
Keywords: Diagnosis | helicobacteriosis | Treatment
INTRODUCCIÓN
El Helicobacter spp., es el principal factor etiológico para el desarrollo de
enfermedades gástricas como la gastritis crónica, la úlcera péptica, el
adenocarcinoma gástrico y enfermedades extra-gástricas como hepatitis, cáncer
hepático, colitis y se estima que infecta a casi la mitad de la población mundial.
Por tal motivo, numerosos grupos de investigación han enfocado sus estudios en
el desarrollo de técnicas diagnósticas cada vez más eficaces para detectar la
presencia de este microorganismo.
Las técnicas empleadas para el diagnóstico de Helicobacter spp., se pueden
dividir en 2 grupos: técnicas invasivas (prueba rápida de la ureasa, tinciones
histológicas, cultivo y la reacción en cadena de la polimerasa) y técnicas no
invasivas (la prueba del aliento, serología y detección de antígenos en heces
fecales) (BERMUDEZ y col, 2009).
Las técnicas invasivas son muy útiles porque permiten detectar directamente la
bacteria y, por tanto, son altamente específicas, pero su sensibilidad está muchas
veces comprometida por la heterogénea distribución de la bacteria en el
estómago, lo que conlleva obtener falsos negativos. Por otra parte, las técnicas no
invasivas poseen buena sensibilidad, pero es la especificidad la que resulta en
ocasiones comprometida, en algunas de ellas se obtienen falsos positivos
(BERMUDEZ y col, 2009).
La apariencia endoscópica del estómago de animales con infección por
Helicobacter spp. Se caracteriza principalmente por abundante mucus y zonas de
marcada hiperemia (SIMPSON y col, 1999).
Un estudio reciente determinó que H. pylori puede adoptar la misma morfología
que H. heilmannii bajo condiciones variables de cultivo y sugiere que su
diagnóstico utilizando únicamente criterios morfológicos, no es específico para
diferenciar las dos especies bacterianas (FAWCETT y col, 1999).
Tabla 2. Métodos para el diagnostico de la infección por Helicobacter spp.
Invasivos
Examen Histopatológico
Test de Ureasa
Cultivo de bacterias gástricas
Reacción en cadena de la polimerasa
No – invasivos
Activos
Prueba de aliento con urea marcada
Antígeno de Helicobacter pylori en materia fecal
Pasivos
Serología
Fuente: BERMÚDEZ y col. (2009).
TÉCNICAS INVASIVAS
Examen histopatológico. Las muestras de tejido gástrico se fijan en formalina, se
procesan rutinariamente y se tiñen, ya sea con hematoxilina-eosina o tinción
modificada de Giemsa. Sin embargo, tinciones de plata (Whartin-Starry), son más
sensibles, siendo capaces de detectar un menor número de bacterias al hacerlas
fácilmente distinguibles (KUSTERS y KUIPERS, 1998).
Estos métodos han mostrado ser sensibles (90%) y específicos (95%) para la
identificación de H. pylori, especialmente en glándulas y células parietales, donde
la bacteria aparece como espirales negros sobre un fondo de luz café (SIMPSON
y BURROWS, 1999).
La histología proporciona información relacionada con la localización de la
bacteria, la severidad de la hepatitis, cáncer hepático, gastritis (grado de
infiltración de células polimorfonucleares y degeneración celular) y la posible
presencia de alteraciones premalignas, tales como la metaplasia intestinal o
displasia de la mucosa gástrica (MAJALCA y col, 2001).
Por otra parte, existen algunos factores específicos que disminuyen su
sensibilidad, como son: la baja densidad de microorganismos y la desigual
distribución de la bacteria en el estómago; esto último afecta por igual a todos los
métodos directos de detección y, por tanto, se recomienda tomar varias biopsias
para aumentar la sensibilidad de la técnica en cuestión que se esté empleando
(FAWCETT y col, 2004).
Test de Ureasa. Es una técnica cualitativa que determina la actividad de la
enzima ureasa en una pequeña muestra de mucosa gástrica, dicha prueba es
universalmente empleada para detectar la presencia de este microorganismo. Se
realiza colocando la pieza de biopsia en un tubo con urea que además contiene un
indicador de cambio de pH. Si la muestra presenta actividad ureásica, se hidroliza
la urea y se forman iones de amonio, los cuales aumentan el pH de la solución,
produciendo el cambio de color (BERMUDEZ y col, 2009), de naranja-amarillo a
rosa fucsia este cambio es considerado una reacción positiva, indicando la
presencia de ureasa en la muestra inoculada (Cardona y col, 2009).
Para determinar la carga bacteriana que presenta los animales, se utilizan
parámetros adaptados descritos por OTTO y col. (1994), donde una reacción
positiva al test de ureasa en un tiempo superior a 24 horas es considerada
negativa, una reacción positiva en un periodo de tiempo comprendido entre 4 a 24
horas es considerada como una carga de Helicobacterias leve, una reacción entre
2 a 4 horas, como una carga moderada y reacciones menores a 2 horas, como
una carga bacteriana marcada o alta.
Entre los primeros juegos comerciales que se desarrollaron basados en esta
técnica se encuentran CLO test y PyloriTek, con los que se han obtenido muy
buenos resultados en el diagnóstico de la infección (MEGRAUD y LEHOURS,
2007).
En la actualidad existen otros juegos comerciales como GUT test y el MIU test
(motility indole urease test). Para el GUT test se ha reportado 100 % de
especificidad y una sensibilidad del 95,3 % a los 60 min de incubación de la
muestra (VAN y col, 2006). Por otra parte, con el juego comercial MIU se reportó
mayor sensibilidad que con el juego CLO, cuando se evaluó una sola muestra
gástrica (KUMALA, 2006). Sin embargo, recientemente se demostró que al
aumentar el número de muestras gástricas a 4, el juego CLO test incrementa
notablemente su sensibilidad (SIDDIQUE y col, 2008).
La especificidad de esta prueba de la ureasa es alta por las siguientes razones
fundamentales: el número de bacterias diferentes de H. pylori en la cavidad
gástrica es muy escaso y los análisis se realizan a temperatura ambiente, lo cual
limita la posible proliferación de otras bacterias durante la realización de la prueba
(LAINE y col, 1997). Por su sencillez, rapidez y bajo costo, se considera como una
técnica de elección para el diagnóstico inicial de la infección por H. pylori en
aquellos pacientes que se someten a endoscopia (MEGRAUD, 2005).
Sin embargo, la sensibilidad de la prueba se ve afectada en los pacientes que han
recibido tratamiento con antibióticos (tratamiento no erradicador) y en los
pacientes tratados con fármacos inhibidores de la bomba de protones
(HABIBULLAH y col, 2005).
Pueden presentarse resultados falsos positivos por la presencia de otros
microorganismos productores de ureasa (Klebsiella, Proteus, Yersinia, etc.)
(HAPPONEN y col, 1996).
Cultivo de bacterias gástricas. no es recomendado como método de rutina,
debido a que su crecimiento depende de muchos factores como la experiencia del
laboratorista, manipulación rápida y apropiada de la muestra, medio de cultivo
adecuado y fresco, así como ambiente de incubación microaerofílico (CARDONA
y col, 2009). Este microorganismo requiere una atmósfera microaerofilica, alta
humedad, temperatura de 35-37 °C y un tiempo de incubación de 5 a 10 dias.
(VAN y col, 1996).
La identificación del microorganismo se hace a través de su morfología colonial,
tinción de Gram y características bioquímicas (catalasa, oxidasa y ureasa
positivas). La especificidad y sensibilidad de esta prueba es del 90% y 95%
respectivamente. H. pylori es una bacteria difícil de cultivar y este método es
prolongado y costoso. Incluso en laboratorios competentes hay una considerable
incidencia de fallas en la recuperación del microorganismo. Sin embargo, este
método es indispensable para determinar la susceptibilidad antimicrobiana de la
bacteria, y para la extracción de ADN para el uso de técnicas moleculares
(RAUTELIN y col, 2003).
Reacción en cadena de la polimerasa (PCR). Mediante la técnica de PCR es
posible detectar el ácido desoxirribonucleico (ADN) de Helicobacter spp., en
concentraciones mínimas, a partir de biopsias gástricas (BROOKS y col, 2004),
para lo cual se utilizan diferentes iniciadores de secuencias (cebadores) para
amplificar varios genes como: el gen ureA que codifica para la subunidad A de la
enzima ureasa (FAWCETT y col, 2004), el gen glmM que codifica para una
fosfoglucosamina mutasa y secuencias altamente conservadas del gen que
codifica para el ácido ribonucleico de la subunidad 16S del ribosoma (ARNr 16S)
(YAKOOB y col, 2006). De todos los genes, el gen glmM ha sido el más empleado
para el diagnóstico de H. pylori, y se reportan muy buenos valores de sensibilidad
y especificidad con su uso (LU y col, 1999).
La secuencia genómica 16S rARN es muy similar entre H. felis, H. bizzozeronnii,
H. salomonis y H. heilmannii; por tanto, este método no es adecuado para
diferenciar entre especies (HAPPONEN, 1999) y no se usa rutinariamente en
medicina veterinaria.
Sin embargo la mayoría de los métodos basados en esta técnica tienen 100 % de
sensibilidad, también varios estudios sugieren que la PCR es tan válida como el
cultivo para confirmar la erradicación del microorganismo y para detectar los fallos
de las múltiples terapias empleadas en la erradicación de este patógeno
(LOTTSPEICH y col, 2007).
La PCR también permite detectar los genes de factores de patogenia específicos
de H. pylori como CagA y VacA.42 Es, además, un método rápido y aplicable a
diferentes tipos de muestras (FAWCETT y col, 2004). Su principal inconveniente lo
constituye la presencia en la muestra de restos de tejido gástrico, lípidos u otros
componentes que inhiben la reacción de la PCR y que por tanto favorecen la
obtención de falsos negativos. Al igual que para el cultivo y la histología, la
sensibilidad de la PCR se ve afectada por la desigual colonización de la mucosa
gástrica por H. pylori (BERMUDEZ y col, 2009).
TÉCNICAS NO INVASIVAS
Prueba de aliento. Utilizan isótopos C13 (no radioactivo) y C14 (radioactivo), es
fácil de realizar, segura, de alta sensibilidad (95%) y especificidad (100%) en
humanos (RAUTELIN y col, 2003).
La prueba de urea en aliento, implica la recolección de una muestra de aliento
antes y otra, 30 minutos después de beber una solución con isótopos C 13 o C14. Si
H. pylori está presente, su enzima ureasa hidrolizará la urea en CO 2
13
o
14
y
bicarbonato que finalmente será excretado en el aliento y el carbono presente en
el aliento espirado se detecta en un espectrofotómetro de masas (C 13) o contador
de centelleo (C14) (RAUTELIN y col, 2003).
Pueden presentarse resultados falsos negativos si la prueba se hace dentro de la
semana siguiente de haber tomado inhibidores de la bomba de protones,
antibióticos y sales de bismuto, o después de una cirugía gástrica (RAUTELIN y
col, 2003).
La prueba de urea en el aliento es la opción para confirmar la erradicación de H.
pylori y ésta debe hacerse como mínimo un mes después de terminado el
tratamiento (RAUTELIN y col, 2003).
La prueba no radioactiva con C13 no presenta contraindicaciones para su uso, ni
límites al número de pruebas que pueden aplicarse a cualquier individuo
(RAUTELIN y col, 2003).
Antígeno de Helicobacter spp., en materia fecal. La prueba del PCR fecal es
una prueba útil en el diagnóstico de infecciones con Helicobacter spp., al ser una
prueba simple, no invasiva, de alta sensibilidad y especificidad, podría ser utilizada
como prueba de rutina (“screening test”) para el diagnóstico de esta infección
(RAUTELIN y col, 2003). Es una prueba simple y fácil de hacer, se tiene un
resultado relativamente rápido, y la muestra puede tomarla el mismo paciente,
entre otras características a su favor (VAKIL y col, 2000).
La detección de antígenos de Helicobacter spp., en materia fecal es una prueba
enzimática (usualmente un Elisa) que identifica antígenos (MAKRISTATHIS y col,
1998). La prueba se basa en el hecho de que el jugo y la mucosa gástrica se
eliminan constantemente por el intestino y que ahí, en caso de estar infectado por
Helicobacter pylori, también se eliminan bacterias (GISBERT y col, 2005).
Desde el punto de vista de la utilidad clínica, la búsqueda de antígenos de
Helicobacter spp., en materia fecal se utiliza en las mismas situaciones que la
prueba de aliento con 13C-urea, esto es como prueba de diagnostico en pacientes
con sospecha de estar infectados, en la evaluación del tratamiento de erradicación
y como prueba tamiz en estudios epidemiológicos (CAMPUZANO-MAYA, 2007).
Recientemente, GISBERT y PAJARES (2005), encontraron una sensibilidad de
91%, una especificidad del 93%, es una buena opción cuando no está disponible
la prueba de aliento con 13Curea en el medio (MALFERTHEINER y col, 2004).
Con relación a la utilidad clínica de la búsqueda de antígenos de Helicobacter
pylori en materia fecal para evaluar el tratamiento de erradicación, 4 a 8 semanas
o mas después de haber concluido el tratamiento, GISBERT y PAJARES (2005),
encontraron que la prueba tiene una sensibilidad de 86%, una especificidad de
92%.
Limitaciones de los antígenos de Helicobacter pylori en materia fecal. La
búsqueda de antígenos de Helicobacter pylori en materia fecal, como cualquier
otra prueba de laboratorio, no está exenta de resultados falsos positivos y
resultados falsos negativos, que el laboratorio clínico y el médico deben conocer.
Resultados falsos positivos. Las causas que con mayor frecuencia se asocian
con resultados falsos positivos son las reacciones cruzadas con otras bacterias
intestinales que comparten antígenos comunes con Helicobacter pylori (TAYLOR y
col, 1999).
Resultados falsos negativos. Las causas que con mayor frecuencia se asocian
con resultados falsos negativos son la falla técnica, o no ha sido conservada
adecuadamente, situaciones que técnicamente pueden ser difíciles de controlar
teniendo en cuenta el tipo de muestra (YEE y col, 2002).
Reducción de la carga bacteriana, en el estomago o en la materia fecal, a niveles
no detectables por la prueba (GISBERT y col, 2005), ya que los inhibidores de
bomba de protones son responsables de resultados falsos negativos entre el 15%
y el 25%, y el bismuto entre el 10% y 15%, negativización que desaparece
después de dos semanas de descontinuada la droga (BRAVO y col, 1999).
Serología. Actualmente existe una prueba serológica para la infección por
Helicobacter gástricos en humanos, mas no existe prueba similar válida para
perros, gatos y equinos (WILLARD, 2000).
La detección de anticuerpos IgG contra H. pylori es realizada por el método de
ELISA (Enzyme-Linked Immunosorbent Assay), la respuesta inmunológica que
induce la infección por Helicobacter pylori es similar a la observada con otras
bacterias: aproximadamente a los 14 días se detectan anticuerpos tipo IgM y a los
21 días anticuerpos tipo IgG; los anticuerpos IgM desaparecen dentro de los tres
primeros meses de haber sido infectado, cuando se establece la fase crónica de la
infección, es caracterizada por la presencia de anticuerpos IgG (SUERBAUM y
MICHETTI, 2002).
Ante todo, es importante resaltar que la presencia de anticuerpos contra
Helicobacter pylori no necesariamente indica que se está frente a una infección
por Helicobacter pylori, con la serología positiva se tienen tres posibles
interpretaciones: que el paciente está infectado al momento de hacer la prueba
(positivos verdaderos) (CROWE, 2005), que el paciente estuvo infectado en el
pasado pero en el momento de la prueba ya no está infectado (falsos positivos),
(WEAVER, 1995) y que la prueba detecte anticuerpos cruzados no específicos
para Helicobacter pylori (falsos positivos) (RICCI y col, 2007).
En los dos últimos casos si la serología se utiliza como prueba única en el
diagnóstico, el paciente podría recibir un diagnóstico incorrecto y en consecuencia
un tratamiento innecesario (McNULTY y col, 2006).
A pesar de lo anterior, el Consenso de Maastricht III ha rescatado la utilidad de la
serología en el diagnóstico de la infección por Helicobacter pylori en casos
especiales, en particular cuando las otras pruebas pueden dar resultados falsos
negativos (MALFERTHEINER, 2007), como puede suceder en pacientes con
úlcera péptica sangrante (MAHACHAI y col, 2002), gastritis atrófica, linfoma
gástrico tipo MALT (LEHOUR y col, 2003), cáncer gástrico (KLAAMAS y col, 1996)
baja densidad de bacterias (menos de 10.000 UFC/mL [72]) y en pacientes con
antecedentes recientes o que en el momento en que se requiera definir con
relativa urgencia el estatus de Helicobacter pylori estén tomando antibióticos o
inhibidores de la bomba de protones, debido a que la serología no se afecta en
estos casos (GATTA y col, 2004).
TRATAMIENTO
Los protocolos de tratamiento en perros y gatos se han basado en los que han
resultado efectivos contra H. pylori en humanos, pero algunos de estos regímenes
causan sólo supresión transitoria en vez de erradicación de la bacteria en
animales (KIGNEL y col, 2005). Es importante aclarar que no se han realizado
estudios acerca de la terapéutica de otros animales con diagnóstico positivo a
Helicobacter spp.
Uno de los protocolos más utilizado en humanos es la combinación de amoxicilina,
metronidazol y Subcitrato de bismuto (AMB), que ha sido evaluado en perros,
logrando la erradicación en la mayoría de caninos tratados; en los que no se
erradicó, se utilizó tetraciclina y omeprazol (TO), con lo cual se eliminó esta
bacteria (HAPPONEN y col, 2000).
Se
informa
que
los
signos
gastrointestinales
superiores
disminuyen
significativamente con ambas terapias, pero no totalmente. Al utilizar tratamientos
complementarios como tylosina, cimetidina, sucralfato, prednisolona o cisaprida
se
disminuyen
aún más los signos clínicos (HAPPONEN y col, 2000). En
humanos los signos clínicos y la inflamación inducida por la infección de H. pylori
desaparecen después de la erradicación de esta bacteria (HAPPONEN, 1999).
La efectividad del protocolo AMB y TO se debe a la citoprotección del Subcitrato
de bismuto y al bloqueo ácido logrado por el omeprazol. La duración de 10 días
con
AMB
es
suficiente
para
generar
erradicación
del
microorganismo
(HAPPONEN y col, 2000).
La resistencia al metronidazol puede explicar la falla en la erradicación en ciertos
casos, la cual está ampliamente registrada en tratamientos contra H. pylori, y
puede ocurrir también en la helicobacteriosis canina y felina. La tylosina y el
sucralfato inducen una disminución del número de Helicobacter spp, pero no la
erradicación (HAPPONEN y col, 2000).
Un protocolo de amoxicilina (20 mg/kg PO BID), metronidazol (20 mg/kg PO BID) y
famotidina (0.5 mg/kg PO BID) (AMF) durante 14 días, también ha sido evaluado
en perros y gatos, en los que se presentan reinfecciones desde los 4 a 28 días pos
tratamiento (SIMPSON, 1999).
La secreción ácida, gastrina plasmática y la inflamación de la mucosa no fueron
afectadas por la supresión transitoria de la bacteria con el protocolo AMF. Estos
hallazgos
sugieren
que
la
función
secretora
en
perros
no
se
altera
significativamente por la infección de Helicobacter spp y el tratamiento con este
protocolo causa supresión transitoria en vez de erradicación del microorganismo
en perros (SIMPSON, 1999).
Los perros que han sido tratados pueden volver a ser positivos, debido a una
reinfección o por una recrudescencia causada por una disminución del número de
la bacteria por el tratamiento médico y no la eliminación total (GÓMEZ y
OROZCO, 2006).
En varios estudios se ha registrado recurrencia de la infección en periodos
inferiores a tres años después del tratamiento de erradicación. Otra gran diferencia
con los humanos es que se puede detectar gastritis moderada en las biopsias
subsiguientes a la erradicación (GÓMEZ y OROZCO, 2006).
Es importante anotar que no existen datos sobre el tiempo de duración de esta
inflamación gástrica después de la erradicación de la bacteria en perros
(Happonen, 1999). La combinación óptima de medicamentos para el tratamiento
de H. pylori aún está en investigación. A la fecha no existe terapia 100% efectiva
contra H. pylori, como tampoco se ha establecido el protocolo más efectivo
(GÓMEZ y OROZCO, 2006).
Los regímenes van desde los tres hasta los 14 días de tratamiento con
porcentajes de eliminación de la bacteria muy variados. Actualmente se utiliza una
combinación de inhibidores de la bomba de protones o antagonistas de los
receptores H2, con dos o tres antibióticos como amoxicilina, azitromicina,
metronidazol o claritromicina. Cada uno de los diferentes protocolos tiene
porcentajes variables de erradicación (CHAHINE, 2001).
En humanos actualmente el protocolo de primera elección es la combinación de
omeprazol, amoxicilina y metronidazol o el tinidazol o claritromicina. Si esta triple
terapia falla, la segunda opción es la asociación de omeprazol, subcitrato de
bismuto, metronidazol y tetraciclina o amoxicilina. En un futuro vale la pena
evaluar la efectividad de erradicación de estos protocolos en caninos
(HAPPONEN, 2000).
Se ha indicado que H. felis es sensible a cefalotina, ácido nalidíxico, amoxicilina,
ciprofloxacina, tetraciclina y eritromicina y resistente al metronidazol (ANDERSEN
y col, 1999).
Nuevos ensayos con moléculas antibióticas como la 7 alfa-metoxi-cephem y 7
alfametoxi-oxacephem han demostrado tener actividad de erradicación contra H.
felis en ratones, debido a que no son absorbidos después de la administración
oral, lo que le permite actuar directamente sobre las bacterias y permanecer por
más tiempo en la cavidad gástrica (KOBAYASHI y col, 2000).
Recientemente se ha informado que el uso de la lactoferrina recombinante
humana para el tratamiento de H. felis en ratones de laboratorio ha tenido muy
buenos resultados. Su uso durante dos semanas es suficiente para disminuir la
gastritis inducida, la infección y los cambios de la superficie gástrica inducida por
este patógeno (DIAL y col, 2000).
Se han realizado comparaciones de protocolos de lactoferrina en combinación con
amoxicilina y el AMB, sin ninguna diferencia en las tasas de infección. Es
necesario continuar la investigación con este agente promisorio, para su aplicación
en otras especies (DIAL y col, 2000).
La utilización de Lactobacillus acidophilus cepa LB ha sido utilizada con éxito tanto
en el tratamiento de las infecciones con H. pylori y H. felis, como en la inhibición
de la colonización de la mucosa gástrica, sin evidencia histológica de lesiones,
inclusive llegando hasta una disminución en la actividad de la ureasa
(COCONNIER y col, 1998).
Existe un amplio campo en que se ha venido trabajando en el desarrollo de
vacunas contra la infección de Helicobacter spp, donde se ha demostrado que la
vacunación oral con lisados de H. pylori protege ratones contra la infección de H.
felis, generando una protección de 18 semanas hasta un año (KOESLING y col,
2002).
Algunos autores han planteado que la protección profiláctica y terapéutica de la
vacuna puede estar relacionada con una reacción cruzada de los antígenos de H.
pylori; sin embargo, aunque benéfica, ésta no es una respuesta suficiente para
una máxima protección. La vacunación logró disminuir la carga de H. pylori, pero
no eliminó completamente el patógeno.
Al utilizar la vacuna se disminuyó la
infección en menos tiempo (KOESLING y col, 2002).
Otras vacunas orales de Helicobacter pylori recombinante han sido ensayadas en
ratones infectados con H. felis, con las cuales se logra una protección de 79%100% a la segunda semana y de 63%-78% a la décima semana de desafío; este
tipo de vacuna confiere una inmunidad duradera contra H. felis (MYERS y col,
1999) y previene la formación de agregados linfoides en el tejido gástrico
(SUTTON, 2001). Se piensa que las vacunas inducen una respuesta inmune de
linfocitos TH2, a diferencia de la producción de linfocitos TH1 vista en infecciones
naturales (JIANG y col, 1999).
Otras vacunas de H. felis, H. pylori y de H. pylori recombinante con la subunidad
toxina B del cólera como adyuvante, generaron erradicación de la infección. A
pesar de la inmunidad conferida por todas las vacunas, se ha determinado que se
genera como efecto secundario una gastritis con infiltrado neutrofílico y atrofia,
cambios que no están asociados con los anticuerpos séricos (Sutton, 2001). La
demostración de estos resultados deja una ventana abierta para la inmunización
como terapia de manejo de la infección por Helicobacter spp (GÓMEZ y
OROZCO, 2006).
Cuadro 2. Drogas usadas para tratar la infección por Helicobacter en perros y
gatos.
Droga
Antimicrobial
Amoxicilina
Claritromicina
Metronidazol
Tetraciclina
Anti-secretorio
Cimetidina
Famotidina
Ranitidina
Omeprazol
Dosis
15–20 mg/kg VO cada 8h
7.5 mg/kg VO cada 12h
10–20 mg/kg VO cada12h
20 mg/kg VO cada 8–12h
5–10 mg/kg VO o IV cada 8h
0.5 mg/kg VO cada 12h
1–2 mg/kg VO or IV q12h; 2.5 mg/kg IV
or 3.5 mg/kg
VO cada 8h (gatos)
0.5–1 mg/kg/día VO (máxima dosis en
perros, 20 mg)
Otros
Misoprostol
Subsacilicato de Bismuto
1–5 μg/kg VO cada 8h (perro)
0.5–2 ml/kg (perro) o 0.5–1
ml/kg (gatos) VO cada 6h
Subcitrato de bismuto
6 mg/kg VO cada 12h
Sucralfato
0.5–1 g VO cada 2–4h
* La duración del tratamiento es de 2 a 4 semanas.
* Las dosis es para perros y gatos
* El subsacilicato de bismuto se usa con precaución en gatos, debido a
su sensibilidad al salicilato
Fuente: SIMPSON y col (2000); FOX y col (2002).
Cuadro 3 Resumen de los protocolos farmacológicos más utilizados en el
tratamiento de Helicobacter spp en perros y gatos.
Protocolo
AMB
TMB
CMB
TO
AMF
TS o C
AMS
ACO
A: Amoxicilina
O: Omeprazol
Comentarios
Adyuvante
Erradicación de la bacteria en la
Subcitrato
de bismuto mayoría de los caninos tratados.
Se ha reportado resistencia al
metronidazol
Subcitrato
Tetraciclina
Metronidazol de bismuto
resistencia
producen
Ambos
Claritromicina Subcitrato
ser
deben
No
Metronidazol de bismuto antibiótica.
prescritos rutinariamente –sin
manera
de
antibiogramaconsecutiva en el mismo paciente.
Peterson (178).
Omeprazol Erradicación de la bacteria en el
Tetraciclina
infructuoso tratamiento con AMB
Famotidina Supresión transitoria de la bacteria
Amoxicilina
sin erradicación
Metronidazol
La combinación de la tylosina y el
Sucralfato
Tylosina
sucralfato induce reducción de la
o
bacteria pero no su erradicación.
cimetidina
Sucralfato
Amoxicilina
Metronidazol
Omeprazol
Amoxicilina
Claritromicina
M: Metronidazol B: Subcitrato de bismuto T: Tylosina
F: Famotidina T: Tetraciclina S: Sucralfato C: Cimetidina
Antibióticos
Amoxicilina
Metronidazol
Fuente: HAPPONEN y col (2000); PETERSON y col (1993).
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