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Sepsis y Hemocultivo
Tabla 1. Secuencia de la toma de hemocultivo
Sepsis y Hemocultivo
Procedimiento de
toma de hemocultivo
Dra. María Cristina Mogdasy
Recursos humanos:
• Dos operadores.
• Existen numerosos estudios que muestran que
la sobrevida de los pacientes sépticos aumenta
entre un 30 y 40% cuando se conoce el microorganismo
causal, y el paciente recibe el tratamiento
de acuerdo a la susceptibilidad antibiótica.(1, 2)
Recursos materiales:
• La positividad de los hemocultivos además de establecer
el diagnóstico de infección, permite identificar
el microorganismo y realizar el estudio de
la susceptibilidad antibiótica (antibiograma o antifungograma),
y aporta la etiología del proceso, lo que en ocasiones
apunta al foco primario u origen de la infección.
Introducción
La sangre normalmente es estéril.
Transitoriamente pueden pasar a la
circulación cantidades despreciables
de bacterias en periodos digestivos
o durante procedimientos sobre
sitios anatómicos con presencia de
flora normal, que son rápidamente
eliminados por el sistema reticuloendotelial.
Cuando hay multiplicación de microorganismos vivos en la sangre
estamos frente a una situación de alto
riesgo que amerita su rápido diagnóstico y tratamiento. Esto se conoce
como bacteriemia, que si se acompaña de síntomas y signos del Síndrome
de Respuesta Inflamatoria Sistémica
(SIRS) se denomina Sepsis.
Las bacteriemias pueden ser primarias cuando el foco de infección
es intravascular o secundarias a un
foco infeccioso situado en un órgano a distancia, en cuyo caso los
microorganismos llegan al torrente
sanguíneo a través de la circulación
linfática.
Objetivo y rendimiento
del hemocultivo
El objetivo del hemocultivo es investigar la presencia de bacterias u
hongos en el torrente sanguíneo. La
mayoría de los hemocultivos positivos son monomicrobianos y mucho
menos frecuentemente son a más de
un germen o polimicrobianos.
La positividad de los hemocultivos
además de establecer el diagnóstico
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de infección, permite identificar el
microorganismo y realizar el estudio de la susceptibilidad antibiótica
(antibiograma o antifungograma), y
aporta la etiología del proceso, lo que
en ocasiones apunta al foco primario
u origen de la infección.
Existen numerosos estudios que
muestran que la sobrevida de los
pacientes sépticos aumenta entre
un 30 y 40% cuando se conoce el
microorganismo causal, y el paciente
recibe el tratamiento de acuerdo a la
susceptibilidad antibiótica.(1, 2)
El rendimiento de los hemocultivos
depende de la patología de base, de
que el paciente haya recibido o no
antibióticos previos y de la técnica
de extracción de la muestra:
• Patología de base: está aceptado
que el rendimiento del hemocultivo en las endocarditis bacterianas
que no hayan recibido antibióticos
en los 15 días previos es de un
99%. En las infecciones intravasculares es cercano a esta cifra. En
estas situaciones, con los sistemas
actuales, la positividad se obtiene
en 24 horas o antes. En la neumonía neumocóccica sin antibióticos
es hasta 30%, y si tiene derrame
pleural llega a un 60%.
• Antibióticos previos: si el paciente recibió antibióticos hasta
15 días antes de la extracción de
la sangre, se pueden negativizar
los hemocultivos, aunque el antibiótico no sea eficaz para tratar la
infección.
• Extracción de la muestra: la
extracción de la muestra debe ser
Dra. María Cristina Mogdasy
Especialista en
Microbiología e Infectología
realizada con técnica aséptica,
entre 2 operadores y respetando
los tiempos.
Toma de muestras
del hemocultivo
Las bacteriemias en adultos, en
líneas generales, contienen escasas
bacterias por mililitro de sangre,
aproximadamente 1 bacteria/ml de
sangre,(3, 4, 5, 6) a la inversa sucede
en los niños en que las bacteriemias
contienen mayor número de gérmenes por ml de sangre.(7)
De la obtención cuidadosa de las
muestras de sangre para hemocultivo
depende el diagnóstico de infecciones graves o poder descartarlas
cuando inicialmente se sospechan,
por lo que debe evitarse la contaminación exógena de la muestra de
sangre. (Ver tabla 1. Secuencia del
procedimiento)
La sangre tiene sustancias antibacterianas naturales que es necesario
diluir, por lo que se cultiva en medio
líquido, lo que a su vez favorece el
desarrollo bacteriano. Varios estudios
han demostrado que para obtener
mejores resultados debe mantenerse
una relación sangre/medio de cultivo
de 5-10%.(8, 9, 10) Si se aumenta la
concentración de sangre, disminuyen
las chances de desarrollo microbiano
y se corre el riesgo de que la sangre
se coagule, atrapando en el coágulo
a los microorganismos que pudieran
desarrollarse. Si se usa menos cantidad, la posibilidad de tener un inóculo suficiente se ve comprometida. ToMayo 2010 •
en Medicina
• Tapabocas y gorro o cabello
recogido.
• Bandeja con:
· Guantes estériles
· Frascos de hemocultivos
(en adultos 2 por serie)
· Jeringas y agujas para
punción venosa
· Gasas estériles
· Clorhexidina alcohólica
o tintura de yodo al 2%
o alcohol 70%
• Completar formulario anexo a
los frascos de hemocultivos
que van a ser usados en cada
“ronda” o serie, una para
cada frasco especificando si
recibe o recibió ATB en las 48
hs. previas y nombre de éste.
• Identificar los frascos con datos
solicitados.
das estas situaciones, de producirse,
deben ser informadas al Laboratorio
de Microbiología para mantener la
relación entre el volumen de sangre
a muestrear y el volumen del medio
de cultivo. En adultos se utilizan 2
frascos por serie de hemocultivo, por
lo tanto 1 serie es igual a 2 frascos.
Por lo general, el volumen de sangres
es de 7 a 10 ml en adultos para los
frascos comerciales de sistemas automatizados y de 1 a 5 ml por frasco
en las muestras pediátricas.
La tecnología aporta nuevos elementos que favorecen el desarrollo
bacteriano. Hay actualmente disponibles frascos para hemocultivo
de origen comercial que contienen
sustancias antifagocíticas, sustancias que pueden inhibir en parte a
los antibióticos que pudieran estar
presentes en la muestra (si el paciente
estuviera recibiendo antibióticos
previamente), como ser el polianetolsulfonato de sodio (SPS) que inactiva polimixinas y aminoglucósidos.
También algunos frascos comerciales
contienen resinas o carbón activado
(p.e. Plus/F de Becton Dickinson
y FAN de Bio Merieux), y poseen
una atmósfera microaerofilica que
favorece el desarrollo de la mayoría
de las bacterias.
Mayo 2010 •
en Medicina
El procedimiento se debe realizar
con técnica aséptica estricta
• Informar al paciente, si las condiciones de éste lo permiten y solicitarle que permanezca sin hablar durante el procedimiento.
• Localizar sitio de punción. Si se visualiza déficit de higiene en el sitio de punción,
realizar higiene del miembro a puncionar con agua y jabón.
• Lavado de manos de ambos operadores.
• Cabello recogido o con gorro. Colocarse tapabocas. Evitar conversar durante la
técnica.
• Aplicar torniquete y elegir la vena a puncionar en una zona libre de lesiones.
• Colocarse guantes estériles la persona que va a puncionar vena.
• El otro operador prepara la gasa con el antiséptico a usar y la alcanza al que está
con guantes.
• Realizar antisepsia de la zona con gasa estéril y antiséptico, frotando vigorosamente. Esperar a que seque el antiséptico.
• Realizar venopunción, aspirar el volumen de sangre de acuerdo al peso del paciente, que se distribuye en 2 frascos por toma. Aplicar presión sobre el sitio de
punción con gasa estéril y retirar la jeringa y la aguja.
• El otro operador, mientras tanto, retira la tapa del frasco, y desinfecta el tapón
de goma con alcohol 70%.
• Insertar con la misma aguja en la jeringa, sosteniendo el émbolo de la jeringa para
evitar que el vacío del frasco aspire toda la sangre en el primer frasco y dejar fluir
en el frasco la cantidad de sangre que corresponde al primer frasco (ej. en adultos
de 7 a 10 ml de sangre por frasco).
• Lavarse las manos.
• Realizar los registros correspondientes.
Los equipos incubadores de estos
frascos ofrecen la ventaja de realizar
una agitación programada del contenido, lo que favorece el contacto
de las bacterias con los nutrientes
del medio de cultivo. Finalmente la
detección del desarrollo bacteriano se
hace por detección de CO2 utilizando
método colorimétrico o fluorométrico (dependiendo del sistema que use
cada laboratorio) y por diferencia
en la curva de crecimiento. Estos
equipos están provistos con alarmas
que se activan cuando se detecta la
positividad, apoyado por software
para el registro de estos eventos.
Esto se traduce en una reducción
de los tiempos de positividad y de
incubación final.
Por lo antedicho, se hace necesario
que una vez extraída la muestra, debe
ser inoculada inmediatamente en los
frascos de hemocultivo, y estos deben ser introducidos en el incubador a
la brevedad, en un plazo no mayor de
2 horas(11) para evitar los resultados
“falsos negativos” o que la positividad del mismo demore más tiempo
en ser detectada por los equipos.
Por lo cual, no debe pasar más de 1
hora entre la extracción y su envío al
laboratorio. Los retrasos o muestras
que puedan ser enviadas de lugares
remotos deben dar aviso al laboratorio de la demora. Si existe demora y
es factible contar con un incubador
a 37º C hay que colocar los frascos
en su interior, de no ser posible
mantenerlos a temperatura ambiente,
nunca se deben refrigerar.
Se deben transportar en forma segura, ya que de caerse, al ser vidrio,
la posibilidad de rotura es grande
y compromete la bioseguridad del
operador y de la muestra. Hay que recordar la importancia de la muestra,
pues muchas veces es irrepetible.
Procedimiento
de toma de muestras
a. Elección de los frascos
Los frascos de hemocultivo comerciales de los sistemas automáticos
de monitorización continua tienen
atmósfera aerobia o anaerobia. La
frecuencia de bacteriemias por gérmenes anaerobios ha disminuido
enormemente desde su descubrimiento, ya que se han ido conociendo
mejor, y se aplica profilaxis mejor
dirigida a aquellas situaciones que
pueden derivar en infecciones por
anaerobios. Por el contrario, la
presencia de levaduras ha ido en
aumento, sobretodo en poblaciones
especiales.
137
MOGDASY MC
En cada serie se pueden usar o bien
dos frascos “aerobios” o una combinación de un frasco “aerobio” y otro
“anaerobio”, según se determine entre los clínicos y microbiólogos, y de
acuerdo a la patología predominante
de cada institución. La evidencia
actual(11, 12) indica que no se deben
usar de rutina frascos anaerobios,
y aconsejan que se reserven para
situaciones en que la sospecha de
patología anaerobia es alta. Para ello
el laboratorio debe poder realizar
técnicas y atmósfera de bacteriología
anaerobia. Sin embargo, un trabajo
que utiliza frascos con carbón activado mostró una mayor recuperación
de estafilococos y enterobacterias
cuando se usaron los frascos combinados.(13) Usar los dos frascos de
cada serie “aerobios” podría facilitar
la detección de levaduras, pero el
estudio no ha sido realizado.
b. Obtención de la sangre
Se obtiene por punción venosa, de
preferencia del pliegue del codo por
la accesibilidad y por ser un sitio
anatómico “limpio”. La obtención
de sangre arterial no da mejores
resultados que la venosa y no está
recomendada.(14)
La sangre obtenida a través de catéteres está asociada a una mayor tasa de
contaminación de los hemocultivos.
(15, 16, 17) Aunque a veces se piense
que se le ahorra dolor o la molestia
de la punción venosa al paciente, en
realidad se está realizando un daño.
Puede que el resultado obtenido sea
erróneo, contraproducente para el
paciente, confundiendo al equipo
de salud y encareciendo los costos.
Su uso se reserva a situaciones especiales.
c. Volumen de sangre
por muestra
Clásicamente es reconocido que la
variable más importante en la recuperación de microorganismos de
pacientes con sepsis es el volumen
de sangre a muestrear.
En adultos hay trabajos que comparan el volumen entre10 ml por serie
a 40 ml por serie vs. el número de
positivos.(13, 18, 19, 20, 21) De ahí se establece que un volumen de 20 ml por
serie es lo recomendado, inoculando
138
Sepsis y Hemocultivo
Advertencia: los frascos de hemocultivo tienen vacío
en su interior, por lo que al introducir la sangre
se debe evitar que el frasco aspire todo el contenido de
la jeringa en el primer frasco de los 2 que se van a usar.
en cada frasco de la serie de 7 a 10
ml. El aumento en la recuperación de
bacterias aumentando ese volumen es
bajo y por lo tanto no se aconseja. En
tanto la evidencia con los sistemas
automatizados en uso actualmente no
es muy abundante.(22, 23, 24)
Bouza y col(25) muestran recientemente que la positividad con volúmenes menores está asociada a las
condiciones del paciente, según la
estadificación por el APACHE II.
En pediatría no se ha establecido un
volumen óptimo. Un estudio de la
década del 70 mostró que la tasa de
positividad es mayor con muestras
mayores a 1 ml de sangre que con
muestras menores a esa cantidad,(26)
el 23% de los episodios de bacteriemia tienen menos de 1 bacteria/
ml de sangre. (27) Los volúmenes
de 1 a 5 ml de sangre aconsejados
históricamente serían los que dan
mejores resultados, siempre que sea
posible. Como se sabe que se puede
extraer un máximo de 4 a 4.5% del
total de la volemia de una persona
y de la relación entre la volemia de
una persona y su peso, como guía se
utilizan las recomendaciones de Kellog y col(28,27) que están en la Tabla
2 modificadas.(27, 11)
cultivo, separadas por 1 hora entre
cada una, y extraída de diferentes
sitios de punción.
Esto aumenta la sensibilidad diagnóstica y es fundamental para la
interpretación de un resultado positivo.
En bacteriemias o fungemias sin
endocarditis, utilizando sistemas
automáticos de monitorización continua, Cockerill y col(13) utilizando 20
ml de sangre por set de hemocultivo,
detectaron 65 % de positividad en
la primera serie, 80% con 2 series y
96% con 3 series. La primera serie de
hemocultivos fue positiva en el 90%
de los casos de endocarditis.
e. Desinfección de piel
La desinfección de la piel al momento de la extracción de sangre juega un
papel fundamental para evitar que las
bacterias de la flora normal, presentes
normalmente en la piel del paciente
o del operador (Corynebacterium sp.
o estafilococos coagulasa negativos),
contaminen el hemocultivo. Para
que los antisépticos actúen necesitan
de un tiempo de acción, que está
relacionado con el pasaje desde su
estado de húmedo hasta que se seca.
Está demostrado que los antisépticos
en base alcohólica secan más rápido
que los de base acuosa. Para acortar
el tiempo de espera de la acción
del antiséptico se aconseja utilizar
aquellos con un tiempo de secado
de 30 segundos como la tintura de
d. Número de muestras
En adultos, si no está especificado de
otra manera, se realizarán 2 o 3 series
de 2 o 3 frascos cada una, para poder
mantener la relación sangre/medio de
yodo o gluconato de clorhexidina al
2% en base alcohólica y no los iodóforos, que son soluciones acuosas
que demoran en secarse entre 1.5 y
2 minutos.
El hecho de esperar a que se seque
además evita el arrastre del antiséptico al frasco de hemocultivo con restos de sustancia que pueda interferir
con el desarrollo bacteriano.
Cualquiera de estos antisépticos que
se seleccione debe aplicarse vigorosamente en el sitio de punción.
En niños pequeños, como estas sustancias son potencialmente toxicas o
irritantes, se aconseja retirar sus restos usando una torunda con alcohol al
70% al terminar el procedimiento.
En caso de alergia a estos productos
se aconseja el uso de alcohol al 70%
aplicado 2 veces, en forma de círculos excéntricos, dejando secar entre
cada aplicación y la punción.
Incubación y desarrollo
Tiempo de incubación
Cuando se utilizan los sistemas
comerciales basados en la monitorización continua del crecimiento
bacteriano, es suficiente un lapso
de incubación de 5 días.(13, 29, 30, 31,
32) El subcultivo a ciegas al final del
tiempo de incubación, puede ser
útil para pacientes que han recibido
antibióticos previo a las tomas de
hemocultivos.(12)
Detección
del desarrollo bacteriano
Cuando se cumplen las condiciones y
los tiempos precedentes, la mayoría
de la positividad de los hemocultivos
se obtiene antes de las primeras 24
hs. Con los sistemas automatizados actuales, Bouza y col(25) han
demostrado la importancia de la
observación del frotis con coloración de Gram como primer paso en
la confirmación de la positividad y
en la pronta comunicación entre el
laboratorio y el médico tratante, para
mejorar la evolución de los pacientes
bacteriémicos. Posteriormente se realiza la identificación y las pruebas de
susceptibilidad antibiótica, que complementan el informe preliminar, lo
cual ayuda a que la antibioticoterapia
pueda ser ajustada, si corresponde.
Varios estudios demuestran la mejor
evolución de este grupo de pacientes
cuando esto sucede.(1, 23, 33)
Situaciones especiales
Sepsis relacionada
a catéteres
Es de relativa frecuencia el planteo
de sospecha de “sepsis por catéter”
en pacientes portadores de estos
dispositivos terapéuticos, tras un
período luego de su inserción, por
más cuidadosa que ésta haya sido.
La patogenia de esta situación es
que estas vías tienden a colonizarse
a punto de partida de la flora de la
piel circundante, la que coloniza
el material del catéter y junto con
las sustancias orgánicas forma un
“biofilm” o limo que protege a las
bacterias. Con más frecuencia se
encuentran especies de Staphylococcus o Corynebacterium sp. Puede
presentarse con signos inflamatorios
a nivel de la inserción o trayecto de
la vía, o con fiebre aislada sin foco
aparente o con shock séptico.
Los métodos aceptados hoy en día
para el diagnóstico de estas situaciones se pueden dividir en dos
categorías de acuerdo a la necesidad,
de remover o no el catéter, para hacer
el diagnóstico. Esto tiene importancia
clínica para pacientes con sospecha
de sepsis por catéter y sin signos de
gravedad de infección, ya que de no
confirmarse el diagnóstico se debe
buscar otra foco de infección, sin
necesidad de retirar el catéter.
En el otro extremo, en un paciente
con un catéter central y signos de infección grave, sin otro foco aparente,
está indicada la remoción de la vía sin
esperar el resultado bacteriológico,
aunque en esa situación siempre se
debe enviar para cultivo junto con
hemocultivos que certifiquen la
sepsis.
Los métodos diagnósticos en que
no se retira el catéter son de variada
complejidad. Uno relativamente
simple, está basado en que si las
bacterias se están replicando en la
pared del catéter, se van a encontrar
en mayor concentración que las que
se encuentren en la sangre venosa
de un sitio anatómico distante del
catéter. Con los sistemas actuales
de monitorización continua de
hemocultivos, se puede precisar el
momento en que el sistema detecta
la positividad de cada hemocultivo.
Para la misma bacteria el tiempo
de positividad está relacionado con
la cantidad inicial de bacterias presentes en la muestra, si se extraen,
se inoculan y se incuban al mismo
momento. Basado en esto, algunos
autores señalan que una diferencia
mayor a 2 hs en la positividad de
una muestra de hemocultivo extraí-
SPEFAR
??
Tabla 2. Volumen de sangre para hemocultivo según peso corporal.
Peso del
Paciente (kg)
<1
1.1 – 2
2.1 – 12.7
12.8 – 36.3
>36.3
Volumen de sangre
recomendada
por cultivo (mL)
Cultivo 1 Cultivo 2
2
—
2
2
4
2
10
10
20-30
20-30
Volumen total
de sangre para
2 cultivos (mL)
% del total de
la volemia (mL)
2
4
6
20
40 - 60
4
4
3
2.5
1.8 – 2.7
Mayo 2010 •
en Medicina
Mayo 2010 •
en Medicina
139
MOGDASY MC
do a través de la vía y una muestra
extraída de una vena periférica es
suficiente para hacer el diagnóstico.
(34, 35)
Cuando se puede retirar el catéter,
el más utilizado de los métodos
diagnósticos es el cultivo semicuantitativo de la punta o extremo distal
del catéter por el método de Maki,36)
junto con la recuperación del mismo
germen de dos muestras de hemocultivo de vena periférica.
Endocarditis
Frente a la sospecha de endocarditis,
o para su confirmación etiológica,
se deben realizar hemocultivos a la
brevedad. Si la persona no recibió
antibióticos, se aconseja realizar 2 o
3 series de hemocultivos de diferen-
tes sitios de punción separadas por
media hora y esperar el resultado
para iniciar antibioticoterapia. Por
ser una bacteriemia continúa la
positividad es muy alta (90% con la
primera serie).
De ser negativo el resultado a las
24 horas, se extraen 2 serien más de
hemocultivos y de ser necesario se
inicia antibioticoterapia empírica.
Esta se mantendrá o se ajustará de
acuerdo a la identificación del germen y al antibiograma.
Recién nacidos y bajo peso
En la población pediátrica, la mayoría de las veces se puede obtener una
sola muestra de sangre para cultivar
lo que dificulta la diferenciación
entre contaminación y verdadera
bacteriemia. Aunque la obtención de
sangre por venopunción es factible
por personal entrenado, en pediatría
se recurre en general a la obtención
de muestras a través de vías centrales o periféricas, las que se utilizan
para administrar medicación. Se
usa el método de descarte. En estas
situaciones la vía se debe desinfectar
y “enjuagar” para evitar todas las
sustancias inhibitorias, dejando fluir
parte del contenido, dependiendo
del peso del niño,(37) lo cual es la
limitante mayor para la toma de la
muestra. (Ver tabla 2) A efectos de
mantener la relación entre medio y
sangre se utilizan frascos pediátricos
con un menor contenido de medio
de cultivo, que aceptan de 1 a 4 ml
de sangre.
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Mayo 2010 •
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