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VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA DEL VIRUS RABIA EN ANIMALES DE VIDA SILVESTRE. Resumen. En México se cuenta con programas de control y vigilancia del virus de la rabia en humanos y animales domésticos, así como para el murciélago hematófago, pero no así a los murciélagos no hematófagos, los cuales pueden desempeñar un papel importante no solo en la diseminación del virus entre especies, sino que resultan un riesgo potencial de transmisión incidental al hombre y no menos importante es el impacto económico en animales de producción. En México se han identificado una gran variedad de especies animales positivos al virus de la rabia, nuestro grupo de trabajo tenía el propósito de colectar muestras de varias de ellas, sin embargo dado a las colaboraciones cercanas con la SAGARPA y el Servicio Nacional de Sanidad Inocuidad y Calidad Agropecuaria del estado de San Luís Potosí, así como las facilidades que proporcionó el CIIDIR unidad Sinaloa para realizar un monitoreo en un municipio de la entidad, se decidió enfocarse a la colecta de murciélagos como parte del monitoreo de la rabia paralítica bovina. Así que en el presente estudio se trabajó con muestras solamente de murciélagos. Por lo anteriormente expuesto, nuestro grupo de trabajo participan activamente en la creación de un programa de vigilancia de esta enfermedad en murciélagos de vida silvestre, con el fin de realizar la caracterización molecular de las variantes del virus que circulan en estos animales, para establecer un patrón de diseminación del virus interespecies, así como la caracterización de las secuencias que codifican para el exodominio de la proteína G, la cual esta involucrada en la interacción virus-célula, con el fin de determinar si existe variabilidad que de lugar a cambios en la estructura proteínica, con el fin de conocer si este sitio potencialmente antigénico esta involucrado en la diversidad de hospederos del virus. Introducción La rabia es una zoonosis de distribución mundial, con excepción de la mayor parte de Oceanía, en la que el ser humano es afectado en forma accidental. Es una de las enfermedades más antiguas del mundo de las que se tienen conocimiento, y en el hombre es mortal a corto plazo pues solamente sobreviven quienes reciben profilaxis antirrábica adecuada; y desde una perspectiva de salud pública se estima que entre 45,000 y 60,000 personas mueren de rabia cada año en el mundo. El virus de la rabia pertenece a la Orden de Mononegarivales, Familia de Rhabdoviridae. Entre los rhabdovirus que infectan a mamíferos se tienen tres géneros: Vésiculovirus (virus de la estomatitis vesiculosa, VSV), Lyssavirus (virus de la rabia) y Ephémérovirus (virus de la fiebre efímera bovina). El genoma del virus de la rabia es RNA de una sola cadena de polaridad negativa, que codifica 5 1 proteínas, Nucleoproteína (N), fosfoproteína (P), proteína de matriz (M), glicoproteína (G) y la polimerasa (L). Del virus de la rabia se tienen identificados 7 serotipos, en los cuales se ven involucrados tanto animales domésticos (perros, gatos, roedores) como animales de vida silvestre (murciélagos hematófagos, insectívoros y frugívoros, así como diferentes tipos de carnívoros) y el hombre. Estos serotipos han sido identificados en diferentes países alrededor del mundo. En el Continente Americano el virus de la rabia se mantiene, en condiciones naturales, a través de los siguientes ciclos: urbano (perro-perro), en vida silvestre en animales terrestres (coyote, zorrillo, mapache y mangosta, entre otros) y aéreo (en poblaciones de murciélagos hematófagos, no hematófagos). En México, se tiene evidencia de la presencia de estos ciclos a través del diagnóstico por laboratorio en algunas de estas especies. En los estudios clínicos epidemiológicos de rabia en el humano se identifican como especies trasmisoras de estas zoonosis principalmente el perro, seguido del murciélago, zorrillo y coyote. Sin embargo, en diversos países se ha logrado controlar el ciclo urbano de la rabia (perro-perro), pero el número de casos de rabia trasmitidos por fauna silvestre se está incrementando. En América Latina se informaron en la Organización Panamericana de la Salud 18 casos de rabia en humanos durante el 2006, de estos casos uno se debió a transmisión debida a murciélago hematófago. Mientras que hubieron 1114 casos reportados de rabia canina. Es importante resaltar que en la página Web de la OPS no se incluye un reporte de casos de rabia en animales de vida silvestre. Lo cual confirma el hecho de que no existe un programa de vigilancia epidemiológica en estos animales que funcionan como reservorios del virus rabia y que en algún momento pudieran transmitir la rabia a animales domésticos o al humano, como fue el caso de Brasil en donde se documentó un caso humano de rabia transmitida por un murciélago hematófago. A través de años de esfuerzo en USA se ha buscado erradicar la rabia en animales de vida silvestre a través de programas de vacunación oral empleando cebos con antígeno vacunal, los cuales se distribuyen en las zonas de interés por vía área; aunque esta estrategia a dado resultados, ha resultado ser ineficiente por lo que se deberán establecer nuevas estrategias de control en la diseminación del virus de rabia en animales silvestres. La poca eficiencia se debe entre otras causas a la baja inmunidad que induce la vacuna bajo estas condiciones, a que algunos animales consumen una cantidad de alimento que no es suficiente para inmunizarse, o bien, no consumen el cebo porque no es atractivo o no tienen acceso a este. Otra posibilidad que explicaría la baja protección en estos animales sería que los anticuerpos generados por la vacunación no confieran protección debida a alguna mutación en la proteína G, la cual se une al receptor de células del hospedero. En México la rabia en animales silvestres, constituye una problemática particular, que requiere métodos de control especializados. En el SIVE (Sistema Nacional de Vigilancia Epidemiológica) se 2 reportaron entre 1996 a Agosto de 2002, 112 casos positivos a rabia; 52 en quirópteros como las especies Desmodus rotundus, Lasurius cinereus y Tadarida brasiliensis mexicana (46.4%), 26 en zorrillos (23.2%) de las especies Spilogale putorius y Mephitis mephitis, 7 en zorros (6.2%), 7 en mapaches (6.2%), 4 en marsupiales (3.6%), 4 en ciervos (3.6%), 3 en tejones (2.7%), 3 en felinos salvajes (2.7%), 2 en coyotes (1.8%), 2 en agutí (1.8%) 1 en coatí (0.9%) y 1 en ardilla (0.9%). Lo anterior no obedece a un programa de monitoreo continuo de los animales de vida silvestre sino a la captura circunstancial cuando estos animales cambian sus hábitos debido a la enfermedad o durante los programas de captura de murciélagos para el control poblacional en las regiones ganaderas. Por otra parte, actualmente el diagnóstico de laboratorio se realiza con pruebas de inmunofluorescencia directa en cerebros de animales capturados. Estas pruebas aunque son ampliamente aceptadas, los resultados en parte son subjetivos y dependen en gran parte de la habilidad del técnico para discriminar entre puntos fluorescentes inespecíficos y aquellos debidos a la presencia del virus. Además, con estas pruebas no se puede determinar el linaje al cual pertenece el virus, lo cual dificulta establecer su origen. Más recientemente se han desarrollado una serie de anticuerpos monoclonales que permiten descifrar el linaje del virus de la rabia; esta determinación también se basa en inmunofluorescencia directa que se obtiene de aplicar todo el panel de monoclonales a una misma muestra; la positividad se establece a través de la intensidad de fluorescencia obtenida con cada anticuerpo monoclonal apreciada visualmente por el técnico. Por lo anteriormente expuesto, nuestro grupo de trabajo junto con otras Instituciones participa activamente en la creación de un programa de vigilancia de esta enfermedad en animales de vida silvestre, ya estos animales pueden estar jugando un papel importante no solo en la diseminación del virus entre especies, sino resultan riesgo potencial de transmisión incidental al hombre, y no menos importante es el impacto económico en animales de producción. Los resultados obtenidos durante el año 2007 en este proyecto se encontró que el 7% de los murciélagos no hematófagos están infectados con viurs rabia, por lo que pueden desempeñar un papel importante en los ciclos naturales de diseminación de este virus, ya que ambos tipos de murciélagos hematófagos y no hematófagos cohabitan en las mismas cuevas. En este trabajo se esta llevando a cabo el diseño de iniciadores que permitan el diagnóstico molecular de los virus rabia que están circulando en nuestro país; asi como la caracterización molecular de las variantes del virus que circulan por todas estas especies para establecer un patrón de diseminación interespecies del virus; además, se estudia las secuencias que codifican para el exodominio de la proteína G del virus, ya que esta proteína está involucrada en la interacción del virus co la célula; este último estudio permitirá determinar la variabilidad en la secuencia de aminoácidos que de lugar a cambios en la estructura proteínica y con 3 ello explicar como un virus puede reconocer varios hospederos, así como su virulencia. Otra hipótesis que surgió durante la elaboración del proyecto 2007, fue que algunas especies de murciélagos pueden hacer migraciones y llevar el virus de una zona a otra del país, por lo cual es importante hacer una comparación de las secuencias de los genes N y P, entre virus aislados de diferentes zonas. Este análisis se complementaría con estudios ecológicos y de población que están realizando otras instituciones. Materiales y Métodos A) Obtención de las muestras Se realizaron monitoreos para la obtención de muestras de diferentes especies de murciélagos hematófagos y no hematófagos, en diferentes regiones de la Huasteca Potosina y en un municipio del estado de Sinaloa. Se hicieron capturas en los ranchos en donde los dueños al observar marcas de mordida o heridas en su ganado, notificaban el hecho ante el Comité de desarrollo y protección pecuaria del Estado de Sn. Luís Potosí, y en ambos estados se visitaron cuevas para llevar a cabo el monitoreo. De manera general, se realizaron monitores nocturnos (programados en base al calendario lunar) colocando redes de niebla en para capturar murciélagos hematófagos y no hematófagos, esto se preparó horas antes del anochecer (figura 1a). Ya capturados, se sacaron de las redes (figura 1b), se colectaron en jaulas, se eutanisaron y se almacenaron a 4ºC para ser transportados hacia el laboratorio. Se registró la especie y estado físico, así como la georeferenciación de cada sitio monitoreado. Las muestras se llevaron al laboratorio de Medicina de Conservación del Instituto Politécnico Nacional, en donde se realizó el procesamiento de las mismas. B) Procesamiento de las muestras El manejo de las muestras se llevó a cabo en el Laboratorio de Medicina de Conservación en una zona designada exclusivamente para el manejo muestras sospechosas al virus de la rabia. 1. Extracción del cerebro: El murciélago se colocó en posición ventral dentro de una charola, se hizó una sanitización de la región craneal con una solución de yodo al 5%. Se realizó de disección del craneo, haciendo un corte en el cráneo en forma de cruz, para así exponer el cerebro, el cuál se extrajo y se colocó en un criovial y se identificó con el código correspondiente. 4 a) b) Figura 1. Captura de los murciélagos en las zonas de monitoreo. Se muestra en a) Colocación de redes alrededor de los corrales del ganado o en cuevas unas horas antes de anochecer. b) murciélago capturado, los ejemplares quedan atrapados en una bolsa que forma de red, lo que limita sus movimientos. 2. Inmunofluorescencia directa (IFD) Se realizaron improntas por duplicado de los cerebros de murciélagos en portaobjetos, se secaron al aire, se fijaron con acetona a -28ºC durante 4h, una vez seca la impronta, se delimitó el área de la impronta. Se colocó 50μL de una dilución 1:20 del anticuerpo monoclonal anti-rabia conjugado a isotiocianato de fluoresceína (Laboratorio Baer S.A. de C.V.), se incubó 30 minutos a 37ºC en una cámara húmeda. Se realizaron 10 lavados con PBS 1X, se dejó secar a temperatura ambiente. Luego se colocó una gota de glicerol al 90%, se cubrió con un cubreobjetos y se observó en un microscopio de epifluorescencia a 100X. Se estandarizó la dilución y el volumen de reacción del anticuerpo monoclonal. C) Aislamiento viral en cultivos celulares Se realizó la estandarización de la infección de un cultivo de células BHK21 (células de riñón de hámster joven) con un control positivo al virus de la rabia. Se utilizó una microplaca de 24 pozos con una monocapa celular al 80% de confluencia. A los pozos se les quitó el medio de mantenimiento y se inocularon con 100μL del control positivo en cada pozo, se incubó 30 minutos a 37°C. Se adicionaron 900μL de medio de mantenimiento M199 y se incubaron a 37°C con una tensión del 5% de CO2. Las células se observaron a diario hasta que se observó efecto citopático. Al realizar las revisiones diarias, observamos que a las 48 h de inoculación del virus se presentaba un efecto citopático evidente, en este tiempo realizamos la prueba de IFD en el cultivo celular con el objetivo de verificar que el efecto producido en las células fue causado por la infección del virus. 5 Con las muestras positivas a inmunofluorescencia se realizó la infección del cultivo de células BHK-21 y se observaron diariamente por 96 h. D) Análisis de las muestras por técnicas de biología molecular. Se realizó la estandarización de la técnica de RT-PCR para la detección del fragmento de 760 pares de bases (nucleótido 66 al 826 correspondiente al gen N) del virus de la rabia, basado en el protocolo de Loza-Rubio, 2005. Las condiciones se describen en la Tabla 1. Para realizarlo se utilizó el testigo positivo. Tabla 1. Condiciones de RT-PCR para la detección de un fragmento de 760pb del virus de la rabia. 50ºC 30 minutos Para la síntesis de la cadena de cDNA 95ºC 15 minutos Inactivar la transcriptasa reversa y activar la DNA taq polimerasa 30 ciclos de: 95ºC 45 segundos 50ºC 30 segundos 70ºC 30 segundos 72ºC 10 minutos Mantener a 4°C Para el alargamiento final Durante tiempo indefinido Los iniciadores utilizados para la reacción de RT-PCR fueron (Loza-Rubio, 2005): SuEli+ 5’ CGT GGA CCA ATA TGA GTA CA 3’ SuEli- 5’CAG GCT CGA ACA TTC TTC TTA 3’ Se tomaron 10μL del producto de reacción y se colocaron en un gel de agarosa al 1.8% utilizando TEB 1X como regulador de corrimiento. El gel se tiño con una solución de bromuro de etidio a una concentración de 0.5μg/mL. Se analizó una muestra de murciélago hematófago, la cual resulto positiva a IFD, esta muestra fue proporcionada por la SAGARPA. Al correr la muestra en el gel de electroforesis observamos la banda esperada de 760pb, lo que nos confirma la presencia del virus en esta muestra. Se realizó la prueba de RT-PCR para la detección del gen N a los sobrenadantes colectados del cultivo de células infectadas con las muestras positivas a IFD. E) Diseño de iniciadores para la amplificación por RT-PCR de la región del exodominio de la proteína G Se diseñaron iniciadores degenerados dirigidos a la región del exodomino de la proteína G (glicoproteína). Se realizó la búsqueda en la base de datos del NCBI de las secuencias 6 reportadas de la proteína G del virus de la rabia y solo se seleccionaron las que han sido registradas en el continente Americano. Con las secuencias de aminoácidos se realizó la predicción de la región del exodominio de la proteína mediante el programa Anteprot. Por otro lado con las secuencias de bases se localizaron los marcos de lectura abierta con el programa ORF finder. Se obtuvieron los marcos de lectura abierta con los correspondientes aminoácidos y localizamos los aminoácidos que habíamos obtenido de la predicción. Ubicamos la secuencia de bases que codifica esos aminoácidos (que corresponden a la región del exodominio). Se hizo el alineamiento múltiple de secuencias de bases utilizando el programa Clustal W del European Bioinformaatic Institute. Con el programa Bioedit se seleccionó las porciones con mayor similitud entre las secuencias. Se calculó la Tm, la formación de dímeros o heterodímeros, empleando las funciones para este fin de la página IDTDNA. El fragmento esperado para los iniciadores diseñados es de 727pb. Se realizaron alícuotas de 45 µl de la mezcla de reacción en cada tubo para PCR con 5 µl del RNA molde. Se realizó la estandarización de la técnica de RT-PCR para la detección del fragmento de 727 pares de bases (nucleótido 523 al 1250 correspondiente al exodominio del gen G) del virus de la rabia, basado en el diseño de iniciadores antes mencionado. El par de iniciadores se muestran en la tabla 3 y las condiciones de RT-PCR se describen en la Tabla 4. Para realizarlo se utilizó el testigo positivo. Transcripción reversa y reacción en cadena de la polimerasa. Se utilizaron los reactivos del kit One-step RT-PCR, se preparó la mezcla de reacción en un tubo Eppendorf de 1.5 mL, cada 50 μl de mezcla de reacción contiene: Reactivo Regulador de reacción Mezcla de dNTP`s Iniciador RvG523 ó RvG1230 Iniciador RvG859 ó RvG1125 Mezcla de enzimas Inhibidor de RNA asas H2O libre de RNAasas RNA molde Total Dilución de trabajo 5X 10 mM c/u 15 µM 15 µM ----- Volumen 10 µl 2 µl 1.5 µl 1.5 µl 2 µl 0.8 µl 26.8 µl 5 µl 50 µl Concentración final 1X 0.4 mM 0.45 µM 0.45 µM 2U 0.5 U -0.1 U: unidades También realizó la estandarización de la técnica de RT-PCR anidado para la detección del fragmento de 285 pares de bases (nucleótido 859 al 1144 correspondiente al exodominio del gen G) del virus 7 de la rabia, basado en el diseño de iniciadores antes mencionados. El par de iniciadores se muestran en la tabla 5 y las condiciones de RT-PCR se describen en la Tabla 6. Para realizarlo se utilizó el testigo positivo. Tabla 2. Combinación de iniciadores para amplificar la región del exodominio de la proteína G. Combinación 1 * Nombre Secuencia 5'--3' Tm Posición en Tamaño (°C) el gen esperado del amplificado (pb) RvG523 ACYAACCAYGATTACACCATYTGG 56.2 523-537 727 RvG1230 AAARTCYTCHGCYTCRTCMCC 56.9 1230-1250 Tabla 3. Condiciones de RT-PCR para amplificar un fragmento de 727pb correspondiente a la región del exodominio de la proteína G. Temperatura Tiempo Proceso 50 º C 30 minutos Síntesis de la cadena de cDNA 99 ºC 15 minutos Activar la taq DNA polimerasa. 40 ciclos 94 ºC 30 segundos 56.5 ºC 30 segundos 72 ºC 1min 20seg Amplificación 72 ºC 7 minutos Extensión final 4 ºC indefinidamente Conservación después de la amplificación Tabla 4. Combinación de iniciadores para amplificar una región interna del exodominio de la proteína G. Combinación 2 Tm (°C) Posición en el Tamaño del Nombre Secuencia 5'--3' gen amplificado esperado (pb) RvG859 CAYTRGAGTCCATCATGACHACC 55.7 859-882 285 RvG1125 AGRGAYGAYTGCATCTCHGG 56.2 1125-1144 8 Tabla 5. Condiciones de RT-PCR para amplificar un fragmento de 285pb correspondiente a una región interna del exodominio de la proteína G. Temperatura Tiempo Proceso 50 º C 30 minutos Síntesis de la cadena de cDNA 99 ºC 15 minutos Activar la taq DNA polimerasa. 40 ciclos 94 ºC 30 segundos 55.9 ºC 30 segundos 72 ºC 60 segundos Amplificación 72 ºC 7 minutos Extensión final 4 ºC indefinidamente Conservación después de la amplificación 9 DESCRIPCIÓN DE RESULTADOS Meta 1 Recolección de muestras de murciélagos hematófagos y no hematófagos en las regiones de México de mayor frecuencia de rabia bovina. (Meta 2007 y 2008 concluida) A) Obtención de las muestras Se realizó la captura de murciélagos hematófagos y no hematófagos en 8 sitios de la región Huasteca Potosina, México. Se capturaron un total de 222 murciélagos, 113 hematófagos y 109 no hematófagos. En la tabla 7 se enlistan las regiones monitoreadas, el número de muestras obtenidas y las especies capturadas en cada una de ellas. Tabla 6. Sitios de monitoreo de murciélagos hematófagos y no hematófagos en la región de la Huasteca Potosina, México. MUNICIPIO Talnajas Guadalcazar San Ciro de Acosta NÚMERO DE EJEMPLARES CAPTURADOS 25 3 2 8 1 2 9 37 9 34 1 8 4 4 2 10 Tanquintián Río Verde Ejido Alvaro Obregón Aquismón Rancho “El Cafetal” 42 Rancho “La joya del Sabino” 21 Total : 8 sitios 222 muestras ESPECIES CAPTURADAS Desmodus rotundus Diphylla ecaudata Mormoops sp Anoura sp Enchistenes sp Pteronotus sp Leptonycteris sp Artibeus sp Desmodus rotundus Mormoopos sp Desmodus rotundus Natalus sp Anoura sp Promops sp Desmodus rotundus Desmodus rotundus Desmodus rotundus 10 especies 10 También se colectaron 33 muestras en una cueva localizada en el sitio llamado Arroyo pelón, Municipio de Guasave,; Localidad Cerro cabezón Edo. Sinaloa, como se observa en la tabla 8. Los datos de GPS del sitio mencionado son: N: 25°,33´, 57.5´´ W: 108°, 50´, 58.1; Altitud: 38msnm. Tabla 7. Sitios de monitoreo de murciélagos no hematófagos en el estado de Sinaloa, México MUNICIPIO NÚMERO DE ESPECIES EJEMPLARES CAPTURADAS CAPTURADOS Cueva 1 Arroyo pelón, Municipio de 32 Balantiopteryx alicata Guasave Localidad Cerro 1 Pteronotus davyi cabezón Edo. Sinaloa Total : 2 sitios 33 muestras 2 especies Meta 2 Procesamiento de muestras para los estudios de inmunofluorescencia directa por microscopia de epifluorescencia (meta 2007 y 2008 concluida) B) Procesamiento de las muestras por IFD Se realizó la prueba de inmunofluorescencia directa a 113 muestras de murciélagos hematófagos y 142 no hematófagos. Se realizó la observación de la fluorecencia en un microscopio de epifluorescencia y se descartaron falsos positivos debidos a cristales por la observación en contraste de fases. Además se hizo el registro fotográfico que las muestras positivas. Los resultados mostraron que el 4% de las muestras fueron positivas al virus de la rabia. De los murciélagos hematófagos el 1.7% (2) fueron positivas y de los de no hematófagos el 5.7% (ocho). Las 10 muestras positivas pertenecen a 6 especies de las 12 capturadas, como se puede observar en la tabla 8. La presencia del virus de la rabia se evidencia por la presencia flourescencia verde manzana, como se muestra en las fotografías. Todas las muestras se observaron en contraste de fases para descartar la presencia de cristales, que pudieran dar fluorescencia inespecífica. 11 Tabla 8. Municipios con murciélagos positivos a IFD MUNICIPIO ESPECIE Hematófago Cueva Nacimiento Municipio Tanajas (25)Desmodus el rotundus IF + (3) Diphylla 0 ecaudata Río Verde Álvaro Obregón Aquismón “El cafetal” “La joya” Cueva 1 Arroyo pelón, Municipio de Guasave Localidad Cerro cabezón Edo. Sinaloa (9)Desmodus rotundus (1)Desmodus rotundus (2)Desmodus rotundus (10)Desmodus rotundus (42)Desmodus rotundus (21)Desmodus rotundus IF + (2) Mormoops sp 0 (8) Anoura sp 0 (1) Enchistenes sp 1 (2) Pteronutus sp 0 (9)Leptonycteris sp 2 (37) Artibeus sp 3 (34) Mormoops sp 0 (8) Natalus sp 1 (4) Anoura sp 0 (4) Promops sp 0 1 Las Túnel Ejido: El fraile (colinda con los Edos. Tamaulipas y vo. León) Municipio: Guadalcazar Ejido Rancho Nuevo Municipio Sn. Ciro de Acosta Tanquintián No Hematófago ÍNDICE DE POSITIVIDAD Hemató- No fago Hematófago 1 0 1/28 6/59 1/9 0/34 0/1 1/12 0/4 0 0/2 0 0/10 0/42 0/21 (32) Balantiopteryx alicata 0 (1) davyi 1/33 Pteronotus 1 12 cristal IF + a) Enchistenes sp c) Leptonycteris sp cristal IF + b) Contraste de fases d) Leptonycteris sp Figura 5. Inmunufluorescencia positiva en muestras de cerebros de murciélagos no hematófagos. a) Impronta de cerebro en donde se observa la inmunofluorescencia positiva marcada en color verde (visto en epifluorescencia) y la presencia de un cristal. En (b) microfotografía en contraste de fases de (a) donde se muestra el cristal. En (c,d) Otras muestras de murciélagos positivas. 100X 13 a) Artibeus sp c) Artibeus sp b) Artibeus sp d) Natalus sp Figura 6. Inmunufluorescencia positiva en muestras de cerebros de murciélagos no hematófagos. Se observa la inmunofluorescencia positiva marcada en color verde (visto en epifluorescencia) a 100X. 14 a) Desmodus rotundus b) Desmodus rotundus Figura 7. Inmunufluorescencia positiva en muestras de cerebros de murciélagos hematófagos. Improntas en donde se observa la inmunofluorescencia positiva marcada en color verde (visto en epifluorescencia) a 100X. Pteronotus davyi Figura 8. Inmunufluorescencia positiva en muestra de cerebro de murciélago no hematófago procedente del municipio de Guasave, Sinaloa. Impronta en donde se observa la inmunofluorescencia positiva marcada en color verde (visto en epifluorescencia) a 100X. 15 Meta 3 Aislamiento de los virus rabia a partir de los cerebros positivos por inmunofluorescencia, para la formación de un cepario que permita estudios posteriores. (meta 2007 y 2008 concluidas) A) Aislamiento viral en cultivos celulares. Se realizó la estandarización de la infección de un cultivo de células BHK-21 con un control positivo al virus de la rabia (cepa LP2061) proporcionado por la colaboración con SENASICASAGARPA. Al realizar el seguimiento del efecto citopático en las células, se observó el cambio de la morfología celular a las 48h, las células presentaron arredondamiento y agregación, finalmente lisis celular a las 72h, como se ve en la figura 9. Se llevo a cabo la lisis total de las células por congelación y se recuperaron los sobrenadantes. Se hizo una segunda infección celular y se observaron los mismos efectos citopáticos. También se recuperaron los sobrenadantes y se le realizó la prueba de RT-PCR para la confirmación de la presencia del virus. Además se realizó la prueba de IFD para verificar que el efecto citopático se debía a la presencia del virus de la rabia. Se observaron los corpúsculos de Negri, que son indicativos de la presencia del virus, como se muestra en la figura 10. Con ellos verificamos que el efecto citopático producido en las células fue causado por la infección del virus. Las muestras positivas a IFD fueron utilizadas para realizar la infección de células BHK-21, estos cultivos fueron incubados hasta por 96 h y se observó que hubo efecto citopático poco evidente. La muestra positiva que fue colectada en el estado de Sinaloa, no fue inoculada en cultivo de células, sino que fue procesada directamente por RT-PCR. B) Aislamiento en ratones neonatos de los virus de las muestras positivas. Como un recurso adicional para obtener virus en cantidades mayores que nos permitieran los estudios de Biología molecular que se comprometieron en este proyecto, se realizaron extractos virales de los cerebros de los murciélagos y se inocularon por via intracraneal en ratones BALB/ c neonatos. Al cabo de algunos días los ratones manifestaron las reacciones características de la rabia; los tiempos de aparecieron de esta signología fue diferente y se debió entre otras causas a la carga viral en cada muestra, y posiblemente al tipo de virus rabia que se encontraba en cada muestra; sin embargo, esto último es lo que esta bajo estudio en el proyecto, ya que el trabajo continuará según los recursos económicos que vayamos obteniendo. 16 a) Testigo de células BHK b) Testigo positivo 24H c)Testigo positivo 48H d) Testigo positivo 72H Figura 9. Células BHK21 infectadas con el virus de la rabia. a) Células sin infección, se observa una monocapa uniforme con morfología celular normal. b) Células con 24 horas de infección, se observa arredondamiento celular. c) Células con 48 horas de infección, se observa arredondamiento celular en toda la monocapa. d) células con 72 horas de infección, se observa células redondas y perdida de la monocapa. Figura 10. Células BHK21 con IFD positiva a rabia . Fotografías de células BHK-21 en donde se muestra la presencia de corpusculos después de 48 h de infección. 17 Meta 4. Identificación por PCR de virus rabia en muestras de cerebros de murcielagos. Así como de los cultivos celulares. (meta 2008 concluida) Meta 5 Secuenciación de los genes N amplificados en las diferentes muestras de murciélagos hematófagos y no hematófagos, para determinar la correlación en el ciclo de transmisión del virus en las cuevas donde cohabitan.(meta 2008 en proceso) Meta 6 Secuenciación de la proteína G de los virus aislados; y análisis de las secuencias.(meta 2008 en proceso) C) Análisis de las muestras por técnicas de Biología Molecular. Se realizó la estandarización de la prueba de RT-PCR con el Kit comercial One step RT-PCR, para la detección de un fragmento de 760pb, correspondiente al gen N. Se establecieron las condiciones de la reacción y los productos de reacción se corrieron en un gel de azarosa al 1.8% (figura 11), como se mencionó en materiales y métodos. M+ T+ T+ 2 3 4 T- PM 100pb 6 8 Fragmento de 760pb Figura 11. Fotografía de un gel de agarosa para la detección de un fragmento de 760pb del gen N del virus de la rabia. Carril 2: muestra positiva, Carril 3 y 4: testigo positivo, Carril 6: testigo negativo, Carril 8: marcador de peso molecular. La muestra positiva corresponde a un murciélago hematófago colectado en la localidad El varal, Municipio de Tamasopo, estado de San Luís Potosí y proporcionada por la SAGARPA. 18 También realizó el RT-PCR para la amplificación de un fragmento de correspondiente a la región del exodominio de la proteína G. 727 pb Para la estandarización de esta prueba se utilizó el Kit comercial One step RT-PCR. Se establecieron las condiciones de la reacción y los productos de reacción se corrieron en un gel de agarosa al 1.8% (figura 12), como se mencionó en los métodos. El fragmento esperado es de 727pb. PM 100pb 2 Trx 4 T+ 5 T6 Fragmento de 727pb Figura 12. Fotografía de un gel de agarosa al 1.8% para la detección de un fragmento de 727pb del exodominio del gen G del virus de la rabia. Carril 2: marcador de peso molecular; Carril 4: testigo de reacción; Carril 5: testigo positivo; Carril 6: testigo negativo. Además se realizó la estandarización de la prueba de RT-PCR anidado para la detección de un fragmento interno de 285pb de la región del exodominio del gen G del virus Rabia. Se establecieron las condiciones de la reacción y los productos de reacción se corrieron en un gel de agarosa al 1.8% (Figura 13), como se mencionó en los métodos. PM 100pb 1 Trx 3 T+ 4 T5 Fragmento de 285pb 19 Figura 13. Fotografía de un gel de agarosa al 1.8% para la detección de un fragmento de 285pb del exodominio del gen G del virus de la rabia. Carril 1: marcador de peso molecular; Carril 3: testigo de reacción; Carril 4: testigo positivo; Carril 5: testigo negativo. La muestra positiva a inmunofluorescencia identificada como IPN Sin-33, que correspondia a un ejemplar macho de la Familia Mormoopidae, de la especie Pteronotus davyi, se le realizó la prueba de RT-PCR para la detección de un fragmento de 760pb correspondiente al gen N del virus de la rabia, como se puede observar en las figura14 y 15. Así como el RT-PCR para la detección del fragmento de 727pb correspondiente a la región del exodominio de la proteína G, como se ve en la figura 15. 100pb Trx T+ 1 2 3 T- Sin33 4 5 Fragmento de 760pb Figura 14. Prueba de RT-PCR para el gen N para la muestra del ejemplar Pteronotus davyi. Carril 1: marcador de peso molecular, Carril 2: testigo de reacción, Carril 3: testigo positivo, Carril 4: testigo negativo, Carril 5: muestra positiva identificada como Sin-33. T- T+N SinN T+G SinG 1 2 3 4 5 Fragmento de 760pb 100pb 8 Fragmento de 727pb Figura 15. Prueba de RT-PCR para el gen N y G para la muestra del ejemplar Pteronotus davyi. Carril 1: testigo negativo, Carril 2: testigo positivo para el gen N, Carril 3: muestra IPN-Sin33 gen N, Carril 4: testigo positivo para el gen G, Carril 5: muestra Sin-33 gen G, Carril 8: marcador de peso molecular. 20 Los amplificados de los genes N y G que se lograron obtener a partir de la muestra positiva de un murciélago de Sinaloa, se envió a secuenciación a la compañía MacrogenUSA. oreder number : 080908FN_028 date of order : 09/08/2008 User ID : gaby name : Nayelly Gabriela Jiménez Sanchez Type : PCR/non-purified DNA order in detail : PCR Purification only Sequencing 4 sample(s) 4 rxn(s) preferred sample storage : 1 month(s) PO number : attention : Jose Leopoldo Aguilar Faisal CONCLUSIONES • Se realizó la estandarización de la prueba de Inmunufluorescencia Directa; con la que se encontró que de las 253 muestras de los murciélagos, el 4% (10) resultaron positivos al virus de la rabia; en los murciélagos no hematofagos se encontró una mayor prevalencia. • Se observó efecto citopático en el cultivo de células BHK21 a las 48 horas de ser inoculas con virus de la rabia de la cepa LP1249, en las que se identifico por Inmunufluorescencia Directa este virus, por lo cual se empleará para hacer el aislamiento del virus de rabia en las muestras positivas. • Se realizó la estandarización de las pruebas de RT-PCR para la del gen N y G del virus de la rabia en murciélagos; así como de PCR anidado para el fragmento de 285pb para el exodominio de la proteína G. • En la localidad de Cerro cabezón del municipio de Guasave, se encontró un ejemplar positivo al virus de rabia de la especie Pteronotus davyi, identificado por ID y por RTPCR del gen N. 21