Download Tesis - Universidad de Colima

DOCTORADO EN CIENCIAS: ÁREA BIOTECNOLOGÍA
CONCENTRACIÓN DE REGULADORES DEL DESARROLLO
VEGETAL INDUCIDA POR HONGOS ENDOMICORRÍZICOSEN DOS
CULTIVARES DE CHILE (Capsicum annuum L.)
1
TESIS
PARA OBTENER EL GRADO DE DOCTOR EN CIENCIAS,
ÁREA BIOTECNOLOGÍA
PRESENTA:
FRANCISCO ROMÁN GARCÍA
ASESOR INTERNO: DR JAVIER FARÍAS LARIOS
ASESOR EXTERNO: DRA. MARIA PATRICIA YAHUACA MENDOZA
COASESOR: DRA. MARÍA DEL ROCÍO FLORES BELLO
COASESOR: DR. SERGIO AGUILAR ESPINOSA
COASESOR: DR. JOSÉ GERARDO LÓPEZ AGUIRRE
UNIVERSIDAD DE COLIMA
FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓLGICAS Y AGROPECUARIAS
OFICIO No. 188/2003
C. FRANCISCO ROMÁN GARCÍA
EGRESADO DEL DOCTORADO EN CIENCIAS
AREA: BIOTECNOLOGÍA
PRESENTE.
Con fundamento en el dictamen emitido por el jurado revisor del colegiado del área: de
Biotecnología de esta Facultad a mi cargo, de su trabajo de tesis del Doctorado y en virtud de que
efectuó las correcciones y acató las sugerencias que le habian indicado los integrantes del mismo,
se le autoriza la impresión de la tesis
Concentración de reguladores del desarrollo vegetal
inducida por hongos endomicorrízicos en dos cultivares de chile (Capsicum annuum L.) “,
misma que ha sido dirigida por los C.C. Dr. Javier Farias Larios, Profesor-Investigador de la
Universidad de Colima y la Dra. María Patricia Yahuaca Mendoza de la Universidad Autónoma
de Zacatecas.
Este documento reunió todas las características apropiadas como requisito parcial para
obtener el grado de Doctor en Ciencias, Area: Biotecnología y fue revisado en cuanto a forma y
contenido por los C.C. Dra. María del Rocio Flores Bello, Dra. María de los Remedios Cigales
Rivero, Dr. Javier Farías Larios, Dr. José Gerardo López Aguirre y el Dr. Sergio Aguilar
Espinosa, Profesores-Investigadores de la Universidad de Colima.
Sin otro particular de momento, me despido de usted muy cordialmente.
ATENTAMENTE
“ESTUDIA * LUCHA * TRABAJA”
TECOMÁN, COL., A 29 DE ABRIL DEL 2003.
C.C.P. EXPEDIENTE ACADEMICO DEL ALUMNO
C.C:P. EXPEDIENTE CORRESPONDIENTE.
C.C.P. ARCHIVO.
RVMD/gng* *
Of. No. 188/2003.
Km 40 Autopista Colima-Manzanillo * Tecomán, Colima, México * C.P. 2 8 1 0 0
* [email protected]
Tel. 01 (313) 322 94 05 0 Fxt. 52251 * Fax 52252
DEDICATORIAS
A MI ESPOSA: MA. SOLEDAD SAUCEDO VENEGAS, por SU amor y por su calidad
humana, así como por compartir como pareja y acompañar la formación de nuestros
hijos, a comprenderlos, a guiarlos con sabiduría, con una disciplina positiva
fundamentada en valores y amor, y a orientarlos con nuestro testimonio, para que
asuman una libertad responsable. Por apoyarme en los proyectos por los que
luchamos juntos. Por tener una familia enriquecida en su esencia, fortalecida en el
valor, la grandiosidad y el enaltecimiento de cada miembro.
A MIS HIJOS: FRANCISCO GERARDO y OCTAVIO ISRAEL, por acompañarme
en mis viajes de trabajo, noches de desvelo, desánimos y transformarlos en
momentos de alegría. Para que se motiven, preparen y desarrollen su talento, así
como para que sean capaces de enfrentar con determinación, coraje y compromiso
este nuevo siglo.
A MIS PADRES: FRANCISCO ROMÁN AMAYA (+) y MA. AURORA GARCÍA
CANALES, por motivarnos para luchar y aquilatar el amor por la vida, la libertad y la
búsqueda de significado, que agigantan su esencia e impregnan los estudios para
adquirir habilidades y dar sentido, visión, orientación y compromiso a nuestra
existencia.
A MIS HERMANOS: MANUEL, DELIA, RUBEN, ESTHER, ISMAEL, ROSALBA y
OMAR ALEJANDRO, por mantener y cultivar en todos nosotros una profunda
amistad sin intereses ni prejuicios. Por hablar y enfrentar los problemas o diferencias
con bondad, inteligencia y tolerancia. Por su comprensión y solidaridad en la unión
familiar.
...
111
AGRADECIMIENTOS
A DIOS, por todo lo que me ha dado y porque nos enseña ‘que: “Feliz el hombre que
no sigue el consejo de los malvados, ni va por el camino de los pecadores, ni hace
causa común con los que se burlan de Dios, sino que pone su amor en la ley del
Señor y en ella medita noche y día”. Ese hombre es como un árbol plantado a la
orilla del río, que da fruto a su tiempo y jamás se marchitan sus hojas. iTodo lo que
hace, le sale bien! (Salmo l:l-3)
AL DR. JAVIER FARIAS LARIOS, por la asesoría y dirección del trabajo de tesis y
por el apoyo brindado en mi estancia en la Facultad de Ciencias Biológicas y
Agropecuarias de la Universidad de Colima, pero sobre todo por su amistad
brindada.
A LA DRA. MARIA PATRICIA YAHUACA MENDOZA, por la dirección del trabajo de
tesis y por el apoyo brindado en el Laboratorio de Farmacología de la Facultad de
Medicina Humana y Ciencias de la Salud, dependiente de la Universidad Autónoma
de Zacatecas.
AL DR. MARÍA DEL ROCÍO
recibidos del trabajo de tesis.
.
FLORES BELLO, por la coasesoría y consejos
AL DR. SERGIO AGUILAR ESPINOSA, por la coasesoría y consejos recibidos del
trabajo de tesis, así como por la atención brindada en la Facultad de Ciencias
Biológicas y Agropecuarias de ia Universidad de Colima.
DR. JOSÉ GERARDO LÓPEZ AGUIRRE, por la coasesoría y revisión del trabajo de
tesis.
DRA. MARIA DE LOS REMEDIOS CIGALES, por sus comentarios y sugerencias
sobre el presente trabajo de tesis.
MC. ARNOLDO MICHEL ROSALES, por sus comentarios y sugerencias sobre el
presente trabajo de tesis, así como por su amistad brindada.
ING. RODOLFO V. MORENTIN DELGADO, por su atención y confianza brindada
durante los estudios de posgrado en la U. de C.
DR. HECTOR ROMO MORENO, por su apoyo brindado en los estudios de
Laboratorio de Cromatografía de la Unidad Académica de Ciencias Químicas de la
UAZ y por los consejos recibidos.
MC. JOSÉ HERNÁNDEZ MARTINÉZ, por sus aportaciones y sugerencias sobre el
presente trabajo de tesis. Por ser un compañero de trabajo y un amigo.
iv
AGADECIMIENTOS
INSTITUCIONALES
AL COMITÉ FUNDADOR DE LA UNIVERSIDAD DE COLIMA Y DE LA FACULTAD
DE CIENCIAS BIOLÓGICAS Y AGROPECUARIAS, Por darme la oportunidad de ‘_
estudiar el Doctorado en Ciencias, Área: Biotecnología.
AL PROGRAMA DE PROMEP Y EN ESPECIAL AL C. RECTOR DE LA
UNIVERSIDAD AUTÓNOMA DE ZACATECAS. I.Q. ROGELIO CARDENAS.
HERNÁNDEZ por el apoyo brindado a través del programa de formación de
profesores por la beca otorgada y por las facilidades para realizar los estudios de
posgrado.
A LA UNIDAD ACADÉMICA DE AGRONOMÍA DE LA UAZ, a través del director DR.
ARMANDO LEGASPI GUZMÁN, por su apoyo y confianza brindada para mi
superación personal.
v
ABREVIATURAS
ABA
AIA
AIB
AIAId
ARN
CO2
cm
cv
g
GA3
h
HMA
IPA
kg/cm2
L
M
MA
m
mL/min
m
ME
MI
mm
mg
mg/kg
mg/L
mg/ml
N
nm
pH
ppm
psi
RCV
rpm
µ
µL
µg/mL
Ácido abscísico
Ácido indol-3-acético
Ácido indolbutírico
Ácido indol-3-acetaldehido
Ácido ribonucléico
Dióxido de carbono
Centímetros
Cultivar
Gramo
Ácido Giberélico
Hora
Hongo micorrizico arbuscular
Ácido indolpiruvico
Kilogramo por centimetro cuadrado
Litro
Modalidad
Micorrízico arbuscular
Metro
Milimetro por minuto
Mol por litro
Micelio extramatrical
Micelio interno
Milimetro
Miligramo
Miligramo por kilogramo
Miligramo por litro
Miligramo por mililitro
Normalidad
Nanómetro
Potencial hidrógeno
Partes por millón
Presión por pulgadas cuadradas
Reguladores de crecimiento vegetal
Revoluciones por minuto
Micra
Microlitro
Microgramo por mililitro
vi
CONCENTRACIÓN DE REGULADORES DEL DESARROLLO VEGETAL
INDUCIDA
P0R HONGOS ENDOMICORRÍZICOS EN DOS CULTIVARES
DE CHILE (Capsicum annuum L.)
RESUMEN
La contribución de los hongos micorrízicos arbusculares (HMA) en el
incremento de la concentración de los reguladores de crecimiento vegetal en plantas
de chile, en diferentes fenofases es desconocido. En este estudio se evaluó el
efecto de la inoculación de Glomus
sp. Zac-19, G. etunicatum,
G. intraradices y
plantas sin inocular, en los cultivares de chile mirasol y ancho, bajo condiciones de
invernadero, sobre la producción de fruto fresco y la concentración de fitohormonas
como ácido indolacético, ácido giberélico (GA3) y 6-amino purina. Se registró un
44% de colonización micorrízica en chile mirasol y un 42.4% en chile ancho, la cual
tuvo un -efecto positivo en el crecimiento y desarrollo, expresado en una mayor
altura, número de hojas, área foliar, peso fresco total y número de frutos. Se registró
un incremento del 80 % en el rendimiento de frutos en las plantas inoculadas con
respecto al testigo. Las concentraciones de ácido indolacético y ácido giberélico en
meristemos apicales, fueron mayores en las plantas colonizadas por los hongos
micorrízicos arbusculares (HMA) con respecto a las no inoculadas. La concentración
de 6-amino purina en meristemos de raíz de plantas colonizadas por HMA mostró
valores más altos. Estos resultados sugieren que la simbiosis micorrízica modifica la
concentración hormonal en las plantas favoreciendo a su vez el desarrollo y
rendimiento de las mismas.
Palabras clave: Hongos micorrízicos arbusculares, Capsicum annuum L.,
Fitohormonas, ácido indol 3-acético, ácido giberélico y 6-amino purina.
vii
Plant promoting growth hormonal concentration induced by arbuscular
mycorrhízal fungus on two chili cultivars (Capsicum annuum L.)
ABSTRACT
levels of growth factors the chili plants, in differents steps is presently unknown. In
this experiment was evaluated the effect of the inoculation whit AMF Glomus sp. Zac79, G. etunicatum and G. intraradices, and either inoculated or not inoculated on two
chili cultivars
(Capsicum
annuum L.), mirasol and ancho, under greenhouse
conditions, on the production of fresh fruit and the concentration the indolacetic acid,
giberellin GA3 and 6-amínopurine. It was registred that mycorrhizal colonization
average of the three fungus was 44% in mirasol cultivar y 42% ancho cultivar. The
colonization shad an effect on a better growth and development in both cultivars,
expressed in a greater height, leaf number, foliar area, total fresh weigh and fruit
mass. Was registred an increase of 80% in the yield in plants inoculated respecting
to the control. Indolacetic acid and gibberellins concentration in shoots, were bigger in
plants colonized by the arbuscular mycorrhizal fungus (AMF) than in controls. The 6aminopurine levels in roots of plants colonized by AMF showed higher values. These
results suggest that AM fungi modify the hormonal synthesis of growth factors by the
plants.
Key Words:
Arbuscular mycorrhizal, Capsicum annum L.,
Indolacetic acid.
Giberellin GA3, 6-aminopurine.
viii
ÍNDICE
Páginas
DEDICATORIAS
III
AGRADECIMIENTOS
iV
ABREVIATURAS
Vi
RESUMEN
Vii
ABSTRACT
VIII
INTRODUCCIÓN
1
REVISIÓN DE LITERATURA
5
2.1. Conceptos generales de la micorriza arbuscular
5
2.2. Evolución de los hongos (MA)
7
2.3. Taxonomía de los hongos (MA)
7
2.4. Características morfológicas
10
2.5. Aspectos bioquímicos de la simbiosis
15
2.6. Factores predisponentes para la colonización HMA
2.7. Dependencia micorrízica
17
18
2.8. Especificidad de los hongos MA
19
2.9. Efectividad del sistema MA
21
2.10. Efecto de la fertilidad del suelo en la simbiosis micorrízica
arbuscular
2.11. Efectos de la simbiosis MA en el crecimiento de las plantas
2.12. Relaciones MA-fósforo
2.13. Otros nutrimentos y la MA
2.14. Otros efectos de la MA
2.15. Relación MA-especies hortícolas
2.16. Relación hormonas vegetales-HMA
2.16.1. Los hongos MA y las auxinas
2.16.2. Los hongos MA y las citocìninas
2.16.3. Los hongos MA y las giberelinas
3.
MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. Descripción geográfica
22
24
INDICE
Página
4.
3.2. Cepas de hongos micorrízicos arbusculares (HMA)
49
3.3. Material vegetal
49
3.4. Diseño experimental
50
3.5. Siembra e inoculación
50
3.6. Análisis estadístico
52
3.7. Mediciones de crecimiento
53
3.8. Colonización micorrízica
53
3.9. Determinación de ácido indol 3-acético (AIA)
54
3.10. Determinación de ácido giberélico
55
3.11 Determinación de 6-amino purina
56
3.12. Determinación de la clorofila total
57
3.13. Determinación de proteínas totales solubles
57
3.14. Cuantificación de esporas de HMA
58
RESULTADOS
59
4.1. Efecto de los HMA sobre el crecimiento en plantas de chile
59
4.1.1 Altura de plantas de chile
59
4.1.2. Número de hojas en plantas de chile
61
4.1.3. Área foliar en plantas de chile
62
4.1.4. Diámetro de tallo en plantas de chile
64
4.1.5. Longitud de raíces en plantas de chile
66
4.2. Colonización micorrízica en plantas de chile
67
4.3. Contenido de clorofila total
69
4.4. Contenido de proteínas totales solubles
70
4.5. Número y peso fresco de frutos de chile
72
4.6. Determinación de ácido indol 3-acético (AIA)
74
4.7. Determinación de ácido giberélico (GA3)
75
4.8.Determinación de 6-amino purina
76
5. DISCUSIÓN
78
6. CONCLUSIONES
83
7. LITERATURA CITADA
85
\
ÍNDICE DE CUADROS
Cuadro
Página
1. Clasificación taxonómica de los hongos formadores de micorrizas
9
2 . Tratamientos evaluados en el experimento
50
3. Población de esporas en muestras de inóculo
51
4 . Fechas de muestreo
52
5. Efecto de la inoculación de HMA sobre el área foliar (cm2) en
plantas de chile mirasol, crecidas en condiciones de invernadero
63
6 . Efecto de la inoculación de HMA sobre el área foliar (cm2) en
plantas de chile mirasol, crecidas en condiciones de invernadero
63
7 . Efecto de la inoculación de HMA sobre el diámetro de tallo (mm) en
plantas de chile mirasol
65
8 . Efecto de la inoculación de HMA sobre el diámetro de tallo (mm) en
plantas de chile ancho
9. Efecto de los HMA sobre la concentración de AIA (mg/L) en
diferentes etapas fenológicas de plantas de chile
65
\
75
10 Efecto de los HMA sobre la concentración de GA3 (mg/L) en
diferentes etapas fenológicas de plantas de chile
76
l l . Efecto de los HMA sobre la concentración de 6-amino purina
fma/L) en diferentes etapas fenológicas
77
’
ÍNDICE DE FIGURAS
Página
1
Efecto de la inoculación de HMA sobre la altura (cm) de plantas
60
de chile mirasol a diferentes tiempos de estudio, crecidas en
condiciones de invernadero
2
Efecto de la inoculación de HMA sobre la altura (cm) de plantas
de chile ancho a diferentes tiempos de estudio, crecidas en
condiciones de invernadero
3
60
Efecto de la inoculación de HMA sobre el número de hojas en
plantas de chile mirasol a diferentes tiempos de estudio, crecidas
en condiciones de invernadero
4
62
Efecto de la inoculación de HMA sobre el número de hojas en
plantas de chile ancho a diferentes tiempos de estudio, crecidas
en condiciones de invernadero
5
62
Efecto de la inoculación de HMA sobre la longitud de raíz (cm) en
plantas de chile mirasol a diferentes tiempos de estudio, crecidas
en condiciones de invernadero
6
66
Efecto de la inoculación de HMA sobre la longitud de raíz (cm) en
plantas de chile ancho a diferentes tiempos de estudio, crecidas
en condiciones de invernadero
7
Colonización micorrízica en plantas de chile mirasol, crecidas en
condiciones de invernadero
8
69
Efecto de los HMA sobre el contenido de clorofila total en plantas
de chile ancho
11
68
Efecto de los HMA sobre el contenido de clorofila total en plantas
de chile mirasol
10
67
Colonización micorrízica en plantas de chile ancho, crecidas en
condiciones de invernadero
9
67
69
Efecto de los HMA sobre el contenido de proteínas totales
solubles en plantas de chile mirasol
71
ÍNDICE DE FIGURAS
Página
Figura
12
Efecto de los HMA sobre el contenido de proteínas totales
solubles en plantas de chile ancho
13
Efecto de los HMA sobre e! número de frutos en plantas de chile
mirasol
14
73
Efecto de los HMA sobre el peso fresco de frutos en plantas de
chile mirasol
16
72
Efecto de los HMA sobre el número de frutos en plantas de chile
ancho
15
71
74
Efecto de los HMA sobre el peso fresco de frutos en plantas de
chile ancho
74
1 . INTRODUCCIÓN
La importancia de los hongos micorrízicos en la agricultura sustentable, está
basada en su función de unir a la planta con el suelo, al servir como agente de
transporte nutrimental entre otros componentes,
teniendo un impacto en la
conservación de éste recurso (Elliot y Coleman, 1988; Bethlenfalvay y Linderman,
1992). En los últimos años ha sido un problema del cual se ha generado una gran
cantidad de información (Smith, 2001).
La inoculación con hongos micorríricos arbusculares (HMA), la fijación
biológica de nítrógeno, el uso de rizobacterias promotoras del crecimiento vegetal
(PGPR), la adición de materia orgánica, el control biológico y otras prácticas de
cultivo que favorecen la producción, son alternativas viables que pueden ser
empleadas para la solución de algunos problemas de la agricultura, teniendo una
repercusión favorable en el medio ambiente (Bethlenfalvay y Schuep, 1994).
El desarrollo vegetal puede incrementarse por la utilización de elementos
biológicos que actúen en forma coordinada en la interfase suelo-raíz, entre éstos
cabe reseñar la intervención de hongos formadores de la asociación micorriza y otros
organismos rizosférícos (Azcón-Aguilar y Barea,
1992). En la rizosfera se llevan a
cabo importantes procesos, que definen el desarrollo y la producción de las plantas.
Existe un flujo de compuestos producto de la fotosíntesis, que son exudados por la
raíz, en forma de carbohidratos, aminoácidos, vitaminas, enzimas, y nucleótidos, lo
que hace de la rizosfera, una zona ideal para el establecimíento de una gran
variedad de microorganismos (Buttner y Sauer, 2000).
Una forma de eficientizar la producción agrícola, es a través del uso de
microorganismos del suelo (bacterias, hongos, algas, actinomicetos, nematodos,
colémbolos y ácaros, entre otros), los cuales pueden mejorar las características
físicas, químicas y biológicas del agrosistema (Azcón-Aguilar y Barea, 1997).
Con el uso de microorganismos en la agricultura como los hongos
micorrízicos arbusculares (HMA), se mejoran las propiedades físicas del suelo, el
crecimiento de las plantas y el reciclado de los nutrientes del suelo. Gracias a estos
1
!
microorganismos existe una mejor asimilación de nutrientes a través de la liberación
del fósforo, potasio, la fijación biológica del nitrógeno (No3-, NH4+), la producción de
hormonas vegetales, la simbiosis con hongos formadores de la micorriza y el control
biológico natural. Los microorganismos endofitos comprenden a los hongos
y
bacterias que viven sin causar daño en el interior de células o tejidos de las plantas
superiores durante una parte considerable de su ciclo de vida (Quispel, 1992). En
general,
los
microorganismos
endofitos pueden localizarse en
espacios
intracelulares, intercelulares o en el tejido vascular (Reinhold y Hurek, 1998).
LOS hongos micorrízicos son microorganismos que están
presentes en la
rizósfera de muchas plantas, donde se establece una simbiosis mutualística, con lo
cual se logra una mejor estabilización del sistema suelo-planta (Hamel ef al., 1997;
Schreiner y Bethlenfalvay, 1997).
Los HMA son simbiontes obligados, ya que no pueden completar su ciclo de
vida, sin la presencia de la planta hospedera. Este tipo de hongos todavía no se han
podido cultivar in vitro, lo cual ha impedido estudiar, el desarrollo de las esporas
reproductoras (ontogenia). Su reproducción es clonal, las esporas son vástagos
somáticos multinucleados (Bécard y Piché, 1990; INVAM, 1997).
Son muchas las maneras en que actúan los HMA en la rizosfera y tal vez la
más importante sea que incrementan significativamente el volumen de suelo
explorado por las raíces de las plantas, sobre todo tratándose de la búsqueda de los
elementos de menor movilidad en el suelo (Ayling et al., 1997).
El uso de la micorriza arbuscular en viveros es factible en aquellos cultivos
que habitualmente contemplan la práctica del trasplante, como es el caso de los
frutales y de muchas hortalizas. En ese sentido, es necesario utilizar cepas altamente
efectivas y competitivas tanto en viveros como en almácigos, ya que las plantas
herbáceas necesitan a la micorriza para crecer mejor, mientras que las plantas
arbóreas las precisan para sobrevivir (Roldan-Fajardo y Barea, 1987).
La fisiología de la micorriza, es uno de los temas que mayor atención ha
recibido, lo cual ha ampliado el notable conocimiente sobre las interacciones entre
los simbiontes en términos de nutrición mineral, relaciones hídricas, flujos de carbono
2
y los efectos hormonales. A lo largo de la evolución las plantas han ido adquiriendo
capacidad para regular su actividad metabólica para asegurarse un desarrollo
controlado. Esa capacidad toma cuerpo en determinados mecanismos internos,
regulados
por hormonas, las cuales influyen en el crecimiento y desarrollo de las
plantas. Los reguladores del crecimiento vegetal (RCV) causan diversos efectos
biológicos a diferentes especies vegetales o variados efectos a una misma especie,
dependiendo de la etapa fenológica en que se estudie (Davies, 1395).
La asociación simbiótica entre hongos del orden Glomales y la mayoría de las
plantas del tipo mutualista llamada micorriza arbuscular (MA), puede modificar el
balance de reguladores del crecimiento como auxinas, citocininas, giberelinas y ácido
abscísico, las cuales favorecen el porte y vigor de las plantas colonizadas
(Gianinazzi, 1991; Legue et al., 1996).
La colonización micorrízica es estimulada por la presencia de exudados
radicales, afectando a su vez a la planta, ya que los HMA incrementan la producción
..
enzimas, quelatos, entre
de compuestos biológicamente activos, como las hormonas,
otros. Sin embargo, la acción de las hormonas vegetales depende de su
concentración, función a su vez de procesos de biosíntesis y de la sensibilidad de los
tejidos a esos estímulos, los que conducen finalmente a una respuesta fisiológica
(Davies, 1995).
La función de la micorrización y su influencia en las relaciones hídricas,
balance hormonal, fotosíntesis y distribución de carbono en la planta, son aspectos
relacionados con la interacción en ambos simbiontes y su efectividad en nutrición
vegetal (Azcón et al., 1996).
La simbiosis micorrízíca entre los hongos MA y las raíces de las plantas,
involucra varias interacciones a nivel molecular entre ambos simbiontes. Una de esas
interacciones es la producción endogena de hormonas vegetales, de la cual se han
hecho pocos estudios (Regvar y Gogola, 1995).
Con el uso de los HMA, se mejora el vigor de las plantas y es posible que
éstos induzcan un incremento en la concentración de hormonas vegetales y con ello
se mejore la productividad. A la fecha la información generada sobre el efecto de los
3
HMA sobre la bíoregulacìón en las plantas ha sido escasa y además no se ha
estudiado su variación en función de las diferentes fenofases de las plantas. Por otro
lado, los HMA han sido considerados como hospederos no específicos y por tanto se
requiere estudiar la contribución de la colonización micorrízica en diferentes
cultivares de plantas (Morton, 1988).
Es por ello que en este trabajo de investigación se planteó la siguiente
pregunta: ¿ Cuál será el efecto de la colonización de los hongos MA en la
concentración de los reguladores de crecimiento vegetal, en diferentes fenofases de
dos cultivares de chile ?.
La hipótesis a esta pregunta es que: la concentración de los reguladores de
crecimiento vegetal, inducida por hongos micorrízicos arbusculares será mayor en
plantas colonizadas por hongos MA,
lo cual influirá en una mayor respuesta
fisiológica en la planta, además existirá una correlación positiva entre la colonización
de la planta y los reguladores de crecimiento en diferentes fenofases de las plantas
de chile (Capsicum annuum L.).
Para probar esta hipótesis se planteó el siguiente objetivo general: Estudiar el
efecto de la inoculación de HMA en dos cultivares de chile crecidos bajo condiciones
de invernadero, para demostrar su participación como elicitores de la síntesis de
reguladores del crecimiento vegetal, en diferentes fenofases de la planta.
Particularmente, este objetivo se puede desglosar de la siguiente manera:
a). Determinar el efecto de la inoculación de diferentes hongos micorrízicos
arbusculares en la concentración de ácido indol-3-acético (AIA), ácido giberélico
(GA3) y 6-aminopurina en plantas de dos cultivares de chile (Capsicum annuum L.)
crecidas bajo condiciones de invernadero en diferentes fenofases.
b). Evaluar el efecto de la colonización micorrízica en el desarrollo de las
plantas de chile y correlacionarlo con la concentración de reguladores de crecimiento
en las diferentes fenofases de las plantas.
4
2. REVISIÓN DE LITERATURA
2.1.
Conceptos generales de la micorriza arbuscular (MA)
El término micorriza se refiere a la asociación simbiótica mutualística, que se
desarrolla entre las raíces de la mayoría de las plantas superiores y ciertos hongos
que son comunes en el suelo (Gianinazzi, 1991; Bethlenfalvay, 1992). En ella, el
micelio del hongo infecta la corteza radical a modo de endofito y proyecta sus hifas
tanto al interior como al exterior de la raíz. La micorriza funciona como órgano de
absorción y translocación de agua y nutrientes; es una de las más sobresalientes
adaptaciones de la raíz para desenvolverse adecuadamente en el ambiente edáfico
(Barea et al., 1984; Le Tacon, 1985; Creighton et al., 1986; Bethlenfalvay, 1992). Para
estos autores se trata de una simbiosis casi universal por él número de plantas
susceptibles de ser colonizadas por hongos micorrízicos arbusculares y por su
existencia en la inmensa mayoría de los hábitats naturales. De hecho algunos
vegetales no parecen crecer y desarrollarse normalmente sin la MA. De esta manera,
la condición micorrízica es la regla y tanto el hongo como la planta presentan mínima
especificidad (Creigton et al., 1986).
Son muchos los autores que han definido este concepto, (Powel y Bagyaraj,
1984; Harrison, 1997),
citan al patólogo Alemán Albert Bernard Frank como el
acuñador del término hace más de cien años, para describir esta asociación.
La nutrición de la mayoría de las plantas vasculares y briofitas, está
directamente relacionada con la nutrición de los hongos, fenómeno llamado
micotrofía. El micelio del hongo combinado con las raíces
forma una estructura
compuesta, denominada micorriza.
En la simbiosis formada, la energía se mueve primariamente desde la planta
hasta el hongo y los recursos inorgánicos se mueven desde el hongo a la planta. En
todos los casos se refieren a un concepto doble, que encierra los componentes:
hongo y planta, del mismo modo en que lo índica su nombre, del griego: mykes:
hongo y rhiza: raíz (Allen, 1991; Harrison, 1997).
Ce los tipos de micorriza que han sido reconocidos, la más abundante es la
vesículo-arbuscular, en la cual, hongos Zygomycetos producen arbúsculos, hifas y
5
-
vesículas dentro de las células del cortex radical (Stribley; 1990; Gianinazzi, 1991;
Brundrett, 1991). Estos hongos incluyen alrededor de 150 especies pertenecientes a
seis géneros del orden Glomales (Morton y Benny, 1990; Gianinazzi, 1991).
EI hongo coloniza la corteza de las raíces y, en perfecto equilibrio biologico
establece con las plantas una serie de interrelaciones biotróficas. La planta
suministra substratos energétícos y funcionales al hongo, y este, mediante su red de
hifas externas, capta elementos minerales, principalmente fosfatos, de la solución
edáfica y los transfiere a la planta por medio de mecanismos de gran eficiencia
(Barea et al., 1984).
El estudio de los HMA y la simbiosis formada con las raíces de las plantas
hospederas es complicado por la naturaleza biotrófica e hipogea de 1os micobiontes
involucrados (Fortin et a/., 2002).
2.2. Evolución de los hongos (MA)
La micorriza es el producto de un proceso de coevolución entre plantas y
hongos, como parte del avance colonizador de las plantas acuáticas primitivas hacia
el medio ambiente terrestre (Simon et a/., 1993). Una asociación
de este tipo
aparece en musgos, plantas vasculares primitivas y helechos. Tal ha sido su éxito
evolutivo que la simbiosis mantiene una presencia casi universal entre las plantas
vasculares con semilla.
Las micorrizas Son tan antiguas como las propias plantas, hecho deducido de la
observación del primer registro fósil que se conoce de un vegetal, el fósil Rhynie,
fechado en 370 millones de años (Nicolson, 1975). Por otro lado Redecker et al.
(2000), mencionan que los fósiles encontrados datan de 400 a 460 millones de años:
estos mismos autores muestran que los HMA del orden Glomales, formaron
simbiosis con las plantas terrestres ancestrales, posiblemente influenciadas por SU
inicio crucial y su colonización
Le Tacon
en fa tierra.
(1995), señala que cuando las plantas comenzaron a colonizar Ias
tierras emergidas, encontraron condiciones totalmente adversas. También indica que
en los suelos procedentes de la degradación de las rocas, los elementos minerales
se encontraban básicamente en forma insoluble; su concentración
era
6
extremadamente pequeña en la composición del suelo y los intercambios entre las
formas solubles e insolubles eran lentos.
Las primeras plantas terrestres tuvieron que adaptarse a estas condiciones tan
especiales y solamente las que pudieron asociarse a hongos y a ciertas bacterias
consiguieron colonizar los continentes. Se puede decir, que las plantas y los hongos,
formadores de las micorrizas, han evolucionado paralelamente de tal manera que se
han dado diferentes grados de interdependencia.
Marks (1991),
propone la idea de que los hongos formadores de MA fueron
derivados del grupo de hongos que forman infecciones subletales, en las cuales los
hongos sin matar a sus hospedantes, penetran en las células corticales con la
formación de interrelaciones prolongadas. Hoy. se sabe que casi todas las plantas
necesitan, en mayor o menor grado, estar colonizadas por hongos (MA) para captar
elementos minerales y crecer adecuadamente. Sin embargo, la dependencia es más
marcada por parte de los hongos MA, ya que no se ha logrado evidenciar que estos,
sean capaces de completar su ciclo d e vida en ausencia de la planta hospedera,
específicamente
raíz
hospedera,
en condiciones axénicas. Actualmente se.
consideran como simbiontes obligados (Barea ef al., 1984), ya que ninguno de los
medios de cultivo comúnmente utiiizados en el laboratorio para el. crecimiento de
microorganismos parece cubrir las necesidades básicas de los HMA (Azcón-Aguilar
et al., 1991; 1998).
2.3. Taxonomía de los hongos MA
La formulación de un sistema de clasificación para los HMA no ha sido una
tarea fácil, las evidencias fósiles que se tienen no han sido capaces de proveer
muchas pistas sobre las relaciones simbióticas durante la evolución, importantes en
la definición de un sistema de clasificación estable (Morton, 1988). Además los
esfuerzos para estudiar el desarrollo de las esporas reproductoras (ontogenia), han
sido truncados por la imposibilidad de cultivar los hongos MA axénicamente (Hepper,
1984).
El Sistema tradicional de clasificación de las micorrizas se basa en criterios
morfológicos que definen dos categorías básicas: a) ectomicorriza, y b)
7
endomicorriza, a las cuales algunos autores añaden una tercera categoría: c)
ectoendomicorriza (Morton y Benny, 1990; Gianinazzi, 1 991).
La simbiosis micorrízica, es formada por la mayoría de las plantas superiores y un grupo especial de hongos fúngicos de los glomales (Morton y Benny, 1990).
Desde que Gerdemann y Trappe (1974), presentaron su revisión de las
Endogonaceae, el número de especies reconocidas se ha duplicado. A pesar de esto
y de Ia incorporación de los géneros
Complixepes y Entrophospora, Y más
recientemente scutellospora, el sistema de clasificación se consideraba adecuado
todavía y no requería de una revisión a fondo (Hall, 1984).
La mayoría de los esfuerzos, desde entonces, se han concentrado más en la
descripción de nuevas especies, que a la consideración de sus relaciones
taxonómicas (Morton, 1988). También se señala que hasta 1974, se habían descrito
sólo 27 especies, de entonces a enero de 1988, se incluyeron 96, lo que da una idea
de la constante evolución del sistema taxonómico de los hongos micorrízicos, ya
para el año 1993 se habían identificado cerca de 150 especies (Walker y Trappe,
1993).
Una clasificación basada en los hospederos no puede ser usada porque pocos
son los hongos que presentan especificidad. Por otro lado, las características
anatómicas no son lo suficientemente diferentes entre grupos taxonómicos, para un
sistema de clasificación (Morton,. 1988).
En la ectomicorriza, el hongo forma sobre la superficie de la raíz un manto
micelial y las hifas que penetran la corteza radical- se distribuyen de manera
intercelular ofreciendo, al microscopio, un aspecto de red que se ha bautizado como
red de Hartig. En la endomicorriza, en cambio, no se forma manto fúngico y las hifas
del endofito crecen no sólo inter sino intracelularmente. La ectoendomicorriza, por
Último, Sería la categoría que incluye aquellas formas intermedias entre las dos
anteriores, con red de Hartig e hifas intracelulares; en realidad se trataría de una
variante de la ectomicorriza.
La clasificación de los HMA es discutida actualmente incluyendo la información
adicional de autores como: Trappe (1982) y Morton (1988),
por lo que hasta ese
tiempo la clasificación de los HMA queda como sigue:
8
Reino:
Mycetae
División:
Amastigomycota
Subdivisión:
Zygomycotina
Clase:
Zygomycetes
Orden:
Endogonales
Familia:
Endogonaceae
Géneros:
Acaulospora,
Entrophospora,
Gigaspora,
Glomus,
Sclerocystis,
Scutellospora.
Más recientemente Morton y Benny (1990) dan a conocer la clasificación
taxonómica de los grupos formadores de micorrizas, las cuales han sido definidad
por su modo de formación de esporas (Cuadro 1).
Cuadro 1. Clasificación taxonómica de los hongos formadores de micorrizas.
División
Eumycota
Subdivisión
Zygomycota
Clase
Zygomicetes
Orden
Glomales
Suborden
Glomineae y Gigasporineae
Familia
Glomaceae, Acaulosporaceae y Gigasporaceae
Género
Glomus, Sclerocystis, Acaulospora, Entrophospora,
Scutellospora y Gigaspora
Fuente: Morton y Benny (1990).
El orden Glomales está clasificado en la clase Zygomycetes. Sin embargo, está
siendo ahora cuestionado. Reciente la información de la secuencia de sus genes
ribosómicos (18S), podria establecer que eiios forman un grupo antiguo de
Ascomycetes y de Basidiomycetes (Rosendahl et al., 1994).
El género Glomus es el más abundante (56%) de las especies descritas
(Mot-ton y Benny, 1990). Mor-tan y Redecker (2001), realizaron estudios sobre las
características morfológicas y moleculares de nuevas familias de Gloma/es,
9
encontrando que la secuencia de nucleótidos va desde regiones 5.8 a 18s de .sus
r-DNA. Clasificándolas como dos nuevas familias de Archaeosporaceae y
Paraglomaceae. Cada familia es filogenéticamente diferente y de otros Glomales, a
pesar de
SU
similaridad en la morfología micorrízica y de su perfil de ácidos grasos.
Redecker (2000) y Kramadibrata et al., (2000), realizaron análisis moleculares,
a raíces de Plantago medía colonizadas por hongos MA (Glomus clarum Y A.
gerdemanníi), concluyendo que la técnica de PCR, es un potencial importante para
futuros estudios de las poblaciones de HMA.
Más recientemente en el lnternatíonal Culture Collection of Arbuscular &,
Vesicular-Arbuscular- Mycorrhizal Fungi (INVAM) se han hecho adiciones a esta
clasificación, donde se han incluido nuevas familias dentro del suborden Glomineae
(Paraglomaceae y Archaeosporaceae), la cual está basada sobre un consenso de
características morfológicas y moleculares.
2.4. Características morfológicas
La amplía diversidad de grupos fúngicos forman diversos tipos morfológicos de
asociaciones mícorrízícas. Las micorrizas se clasífícan con base en su morfología y
con los tipos de estructuras especializadas que producen en el proceso de
penetración ínter o intracelular (Marks, 1991).
La íntíma relación bíotrófica hongo-planta, junto con la dependencia recíproca
de los dos organismos para crecer y sobrevivir, permite sugerir que la micorriza
forma parte integral de las plantas. El establecimiento de la micorriza involucra
múltiples procesos y pueden ser determínados por una secuencia de fenómenos de
reconocimiento entre los simbiontes, los cuales inician antes del contacto físico y
permiten su integración morfológica (Gianinazzi y Gíaninazzi-Pearson, 1990).
El desarrollo vegetal puede incrementarse por la utilización de elementos
biológicos que actúen de forma coordinada en la interfase suelo-raíz, entre éstos
cabe reseñar la intervención de hongos formadores de la asociación micorriza y otros
organismos rizosféricos (Línderman, 1992; Azcón-Aguilar y Barea, 1992).
La infección o colonización de una raíz por parte de un hongo mícorrízico es un
proceso que involucra una secuencia de etapas reguladas por una precisa
10
interacción entre endosimbionte y hospedero. En términos generales, las etapas
básicas son: a) pre-infección, b) penetración, c) colonización intraradical, d)
desarrollo del micelio externo, e) esporulación del hongo ‘y f) re-infección (Azcón, et
al., 1996).
La micorriza es resultante de complejas interacciones secuenciales entre las
hifas de los hongos arbusculares y células hospedantes, permitiendo así un estado
mutualista funcional (Bonfante-Fasolo, 1988), donde factores de la planta, estimulan
el crecimiento hifal de los hongos arbusculares en la fase de precolonización y
formación de la simbiosis.
La pre-infección está asociada a la actividad de los propágulos infectivos
presentes en el suelo que circunda a la raíz. Dichos propágulos pueden ser esporas’
o micelio fúngico. Este último, generalmente se encuentra vinculado a raicillas de
plantas vivas o a segmentos de raíz infectados. La germinación de esporas requiere
en muchos casos del estímulo de exudados radicales (Daniels, 1984). El tubo de
germinación se proyecta desde la espora hasta encontrar la superficie de la raíz. La
hifa micelial tiene, en cambio, un origen menos definido y puede ser el producto de
múltiples ramificaciones dicotómicas (Elìas y Safir, 1987).
Bécard y Piché (1989) distinguen dos mecanismos por los cuales las raíces
contribuyen en el crecimiento hifal. El primer mecanismo es iniciado inmediatamente
por la presencia de las raíces y es una respuesta de una estimulación en el
crecimiento hifal de esporas germinando y requiere de las esporas hasta la
progresiva pérdida de sus reservas. El segundo mecanismo es la activación que
ocurre antes del contacto del hongo con la raíz y el crecimiento fúngico cesa
inmediatamente después de remover las raíces.
La penetración se inicia con la formación de un “punto de entrada” que se
caracteriza por el desarrollo de un abultamiento o apresorio de contacto sobre la
superficie de la raíz. No es del todo claro si el mecanismo de penetración está
mediado por un evento enzimático, por un evento mecánico o, por una combinación
de ambos. En cualquier caso, dado el carácter no patogénico de estos hongos, la
producción de enzimas hidrolíticas sería en cantidad apenas suficiente para abrir
11
Paso a la hifa de penetración sin alterar la estructura de la pared celular (Barea et al.,
1991).
Después de la secuencia de fenómenos de reconocimiento, la simbiosis
endomicorrízica
se
establece
morfológicamente,
donde
las
estructuras
características son las vesículas y los arbúsculos, estructuras internas de ta raíz
colonizada y por lascuales la micorriza se denomina “arbuscular”. Una vez que
penetra la hifa del hongo por el apresorio de la raíz, se genera un
proceso
proliferatívo que conduce al establecimiento de una “unidad de colonización” que se
puede extender hasta
al., 1991).
cm de distancia
a partir del punto de penetración (Barea et
El avance de la infección está restringido a la epidermis y parénquima cortical.
La endodermis actúa como una barrera que impide el paso del hongo hacia el
cilindro vascular, evitando el nesgo de una infección sístémíca (Bar-ea et al., 1991).
La“unídad de colonización” avanza mediante el crecimiento de hífas aseptadas que
se extienden por entre las células corticales y que generan estructuras
características, como los arbúsculos y las vesículas.
LOS arbúsculos son estructuras del tipo de los haustorios que se originan a
partir de la ramificación dicotómica repetida de una hifa al interior de una célula
vegetal. Las finas ramificaciones de los arbúsculos realmente no entran en contacto
con el protoplasma de las células, sino que penetran como dedos en un guante,
denominándose “invaginaciones de la membrana celular” (Newman et a/., 1994). De
esta forma se produce una extensa superficie de contacto a través de la cual se
lleva a cabo el intercambio de nutríentes minerales y carbohidratos entre el hongo y
la planta. LOS arbúsculos son estructuras de corta vida, cuya presencia es indicativa
de la actividad metabólica asociada al transporte de sustancias a través de
membranas.
Con posterioridad a la aparición de los arbúsculos, el micelio empieza a
acumular reservas de carbono en forma de lípidos, lo cual se manifiesta mediante la
aparición de ensanchamientos terminales de las hifas conocidas como vesículas.
El tipo más común es la endomicorriza arbuscular, formada en muchas
especies vegetales y por miembros fúngicos de orden Glomeles de ta clase
12
I
1
I
Zygomycefes (Morton y Benny, 1990). Las micorrizas endotróficas, están formadas
.
por especies del género Scutellospora,
correspondientes a la subdivisión
/
l
/
Zygomyco tina, agrupadas en el orden Glomales.
Estas son conocidas como
micorrizas arbusculares (MA); ya que el hongo, produce vesículas largas e hinchadas
y arbúsculos ramificados complejos en el interior de las células vegetales, excepto
los cuales forman estructuras llamadas
1
los géneros Gigaspora y Scutellospora,
I
células auxiliares originadas en el exterior de la raíz (Deacon, 1980; Morton y Benny,
/
¡I
/
1990).
L
l
/
simultáneo al avance de la infección cortical del micelio interno (MI). Este micelio
El desarrollo del micelio externo o micelio extramatricai (ME), es un evento
actúa como un puente que conecta el suelo con el interior de la raíz. Las hifas
externas se proyectan en el suelo algunos centímetros más allá de la superficie de la
raíz, e incluso pueden establecer vínculos con raíces vecinas (Newman et al., 1994).
Algunas semanas después de iniciada la infección, el hongo está en
condiciones de esporular, lo cual está supeditado a las condiciones ambientales del
suelo. En particular, la humedad parece ser el factor regulador de importancia, ya
que se ha visto que el estrés hídrico en el suelo acelera la esporulación. En el micelio
externo se desarrollan las estructuras reproductoras del hongo, en tanto que en el
micelio interno se concentran las actividades metabólicas y de almacenamiento de
carbono (Siquiera et al., 1991).
Una micorriza completamente funcional es aquella en la cual el hongo penetra
las células de la raíz del hospedero para formar arbúsculos en los que se lleva a
cabo el intercambio de fosfatos, carbohidratos y otros iones indispensables para el
desarrollo del hongo (Koide y Schneider, 1992). El intercambio de señales entre el
hongo y la planta hospedera ocurre en tres zonas.. en la zona de adhesión (Smith y
Gianinazzi-Pearson, 1988),
dentro de la raíz (Anderson, 1988) y en la rizósfera
(Siqueira et a!., 1991). Es probable que la transducción de señales tenga una
estrecha relación con el aumento de la actividad de ATP asa en la membrana del
hospedero que rodea las ramificaciones fúngicas en las células infectadas, así como
con el incremento de los contenidos de algunos reguladores del crecimiento o
“fitohormonas” (Danneberg et al., 1992).
13
l
Originalmente las micorrizas fueron agrupadas en tres grandes grupos: ecto,
endo Y ectoendo-micorrrkas, basados fundamentalmente en los tipos de estructuras
hongo-raíz que se forman (Azcón y Barea, 1982; Harley y Smith, 1983; Creighton et
a/., 1986). Enseguida se presentan brevemente algunas de las características
morfológicas más importantes,
así como su significado ecológico.
a). Ectomicorrizas: en la naturaleza se encuentran alrededor de 5000 especies
de hongos formadores de Ectomicorrizas, las cuales se asocian a unas 2000
especies de árboles como el pino, roble, abedul, haya, abeto, suace, cedro, nogal,
castaño Y eucalipto entre Otros. En un bosque maduro pueden encontrarse más de
25 especies de hongos formando Ectomicorrizas en un solo árbol. Estos hongos
forman el manto de Sheating que envuelve a la raíz; sus hifas son intercelulares (red
de Hartig) y presentan micelio septado. Las familias botánicas más destacadas que
presentan este tipo son: Betulaceae, Fagaceae, Pinaceae y Myrtaceae, a Ias que
pertenecen la mayoría de las especies de interés forestal (Morton y Benny, 1990).
b). Endomicorrpízas: se desarrollan principalmente dentro de la raíz, con hifas
externas no formadoras del manto de Sheating, micelio no septado, salvo en hifas
adultas. Mismas que pueden ser inter e intracelulares. Las intercelulares no forman la
red de Hartig y las intracelulares forman: vesículas y arbúsculos. La endomicorriza es
el tipo de simbiosis (hongo-raíz) más común, que se establece en más del 90% de
las Plantas. Las micorrizas arbusculares son las más representativas de las
Endomicorrizas. Solo se conocen 150 especies de hongos MA. Sin embargo, este
tipo de hongos se asocian con las 300,000 especies de plantas (agrícolas, frutales y
ornamentales, enredaderas, pastos, árboles como el maple, fresno, nogal cerezo,
acacia, magnolia, ginkgo, palmito, laurel. Los hongos MA no tienen asociaciones
específicas, cualquier especie de hongo puede establecer asociaciones con todas las
plantas. Usualmente está asociada con plantas herbáceas tales como maíz, tomate,
fresa, leguminosas, oleaginosas y muchas más. Sin embargo también se forma en
árboles
como manzano, naranjo y muchos frutales de este tipo. Los hongos
responsables
son de los géneros: Glomus,
Sclerocystis,
Entrophospora Scutellospora y Gigaspora (Morton y Benny, 1990)..
Acaulospora,
14
c). Ectoendomicorriras: este es un grupo mixto que se divide a su vez en
Ericaceas y Orquidaceas. Las primeras pueden ser ericoides o arbutoides, y forman
estructuras intermedias de los grupos ya descritos. Sus principales plantas
hospedadoras pertenecen a las familias: Ericaceae, Epacrídaceae, Empetraceae,
Pyrolaceae,
Monotropaceae
y
Orchídaceae,
principalmente.
Los
hongos
responsables son Ascomicetos, Boletus o Basidiomicetos (Morton y Benny, 1990).
Los hongos micorrízicos arbusculares (HMA) son componentes importantes de
las comunidades terrestres para la ecología, pero la estrategia de la colonización
micorrízica es aún incierta. Hart y Reader (2002) estudiaron el comportamiento de la
colonización de 21 aislados de HMA de tres familias (Acaulosporaceae,
Gigasporaceae y Glomaceae), para probar su relación entre la taxonomía y su,
estrategia de colonización. La proporción y la magnitud de la colonización fueron
consideradas, midiendo el porcentaje de la raíz colonizada, biomasa fúngica de la
raíz y la longitud de la hifa del suelo a las 12 semanas. De las tres familias,
Glomaceae colonizó más rápidamente y presentaron hifas más extensas.
Gigasporaceae mostró baja colonización de raíces y alta colonización del suelo,
mientras que, Acaulospora, tuvo baja colonización de raíz y del suelo. Estos
resultados fueron similares para cuatro diferentes plantas hospederas. Estos
resultados indican que las estrategias de colonización por los HMA difieren
considerablemente y que la variación taxonómica es basada al nivel de familia.
2.5. Aspectos bioquímicos de la simbiosis
,
Innumerables estudios se han realizado sobre la simbiosis micorrízica,
encaminados en su mayoría a los aspectos fisiológicos, dada la importancia que
reviste su potencialidad como fertilizante biológico. En cambio, son relativamente
pocos los trabajos que tratan los aspectos morfológicos y bioquímicos de la
simbiosis. Johnson et al., (2002) aplicaron l3C en pasto ín situ y encontraron que las
plantas transfieren entre 5 y 8% del carbono sintetizado al micelio externo en el
establecimiento de la simbiosis micorrízica. Estos resultados demuestran que bajo
condiciones de campo, el micelio de los HMA proporciona un flujo rápido del carbono
de las plantas al suelo y a la atmósfera.
15
Bago et aI., (2002) evaluaron mediante técnicas de resonancia magnética la
translocación y utilización de lípidos del almacenamiento fúngico en la simbiosis
micorrízica arbuscular, encontrando que el carbono se transfiere de la planta al
hongo en forma de hexosa y este es transformado en triacilglicerol. Los experimentos
realizados mostraron que este lípido de almacenamiento es exportado al micelio
extraradical, lo cual indica que hay una recirculación sustancial de lípidos a lo largo
de las estructuras del hongo. De igual forma mencionan que se sintetiza arginina y
otros aminoácidos en el proceso de germinación de las esporas. .Estos estudios son
de interés, bajo el conocimiento de que la transferencia de fósforo del hongo al
hospedante, ocurre en el arbúsculo, pero también puede estar involucrada la
liberación de fosfato por otras estructuras del endofito, como las hifas o las vesículas,
aunque la extensa área de contacto del arbúsculo y el hospedante, lo hacen el mas
probable sitio de transferencia de nutrimentos, donde las fosfatasas desempeñan
una función importante en el transporte activo del fósforo o mecanismos de
transferencia de otros nutrimentos por los hongos (Hayman, 1987; Gianinazzi, 1991).
Durante las últimas tres décadas, se han hecho varios esfuerzos para
desarrollar la simbiosis micorrízica in vítro y el uso de raíces ha sido exitoso,
mediante la transformación, perfilándose el uso potencial de cultivos continuos y la
criopreservación de esporas para su almacenamiento a largo plazo, esto permitirá
desarrollar investigación en el ámbito fisiológico, bioquímico y molecular (Fortin et al.,
2002).
También se han realizado algunos trabajos para estudiar la síntesis y el
metabolismo del esterol por Glomus intraradices, bajo diversas condiciones
experimentales (fase simbiótica, fase aislada y fase de germinación), encontrándose
que en los tres estados, G. intraradices contiene una mezcla de 24 eti colesterol,
como el principal compuesto, pero no ergosterol, el predominante esterol de muchos
hongos (Fontaine et aI., 2001).
2.6. Factores predisponentes para la colonización MA
Se ha observado que al incrementarse el nivel del fósforo en la solución del
suelo, se reducen los beneficios aportados por las asociaciones micorrízicas, lo cual
16
es un factor negativo para la colonización de HMA (Hayman, 1987; Kitt et al,, 1988;
Hetrick et al., 1989; Bürkert y Robson, 1994).
Hay ciertas evidencias de que la micorriza puede tener un mayor efecto‘
cuando el fósforo está presente en sus formas menos solubles (Brundrett, 1991). La
adaptación de hongos mícorrízicos a condiciones particulares del suelo,,
aparentemente es más común que interacciones específicas con plantas
hospedantes. Así, en sistemas experimentales, son raras las combinaciones
hospedante-hongo incompatibles, pero en ecosistemas naturales muchas de estas
combinaciones pueden ser menos exitosas porque los hongos son pobremente
adaptados al hábitat normal de las plantas (Brundrett, 1991).
Fundamentalmente, para que se forme un sistema MA, en un medio natural,
deberán existir dos condiciones, la presencia de una planta susceptible y la de algún
tipo de propágulo en el medio. En teoría, cualquier medio natural puede reunirlas; sin
embargo, las propiedades de infectividad de los hongos presentes y de efectividad
de la simbiosis resultante dependerán de los siguientes factores: el grado de
dependencia de las plantas a la MA, la especificidad de los hongos y las condiciones
físicas, químicas y biológicas del medio (Azcón et al., 1984); Los HMA del género
Glomus prefieren suelos ligeramante alcalinos o neutros (Nelsen et al., 1981).
Muchos
hongos
endomicorrízicos
poseen
características
específicas
individuales que les confieren mayor tolerancia a temperaturas extremas del suelo,
humedad, baja fertilidad y salinidad, presencia de tóxicos y metales pesados
(Dosskey et al., 1990), los cuales pueden proveer a la planta hospedante ventajas de
competencia ecológica e incrementar la supervivencia, crecimiento, nutrición 0
rendimiento en estas condiciones. El tipo de suelo, capacidad de fijación de P, pH,
contenido de agua, nivel del ion calcio y fertilidad general del suelo son algunos de
los factores conocidos de importancia para la infectividad y efectividad de la micorriza
(Daft, 1991; Arines, 1991). A un nivel más global, los hongos micorrízicos tienden a
seguir una distribución geográfica determinada por la latitud y la altitud sobre el nivel
del mar, además, por supuesto, de los mencionados factores suelo y vegetación
(Read, 1991).
17
Una de las ventajas distintivas prciporcionadas a las plantas colonizadas, es la
habilidad de producir plantas de mejor calidad que plantas no inoculadas, aún bajo
una gran variedad de situaciones adversas del .medio. Dehne (1990) reporta que Ia
inoculación en campo de hongos arbusculares eficientes adaptables
a prácticas
agrícolas y hortícolas intensivas, puede incrementar la resistencia de la planta
hospedante a varias condiciones adversas y organismos fitopatógenos, y beneficios
especiales se observan en cultivos perennes, donde las plantas normalmente
son
precultivadas en sustratos esterilizados o fumigados.
2.7. Dependencia mícorrízica
La dependencia micorrízica es definida como: “El grado en el cual la planta
depende de la condición de estar colonizada con hongos MA, para que produzca su
crecimiento máximo a un nivel dado de fertilidad del suelo”.
Las plantas exhiben diferentes grados de dependencia frente a la micorriza.
Algunas son micótrofas obligadas y, por tanto, ven severamente disminuido su
desarrollo si no cuentan con esta asociación; otras son rnicótrofas facultativas, pues
no precisan obligadamente de la micorriza, pero bajo ‘determinadas condiciones
crecen mejor con ella (bajo contenido de fósforo en el suelo); y finalmente una pocas
plantas no forman micorriza, es el caso de la mayoría de las Cyperaceae,
Crucifereae,
Polygonaceae
Caryophyllaceae,
Urticaceae,
Chenopodiaceae
Brassicaceae,
y Juncaceae, así como las plantas carnívoras, parásitas y pioneras de
suelos degradados, las cuales cuentan en general, con otras adaptaciones para
adquirir nutrientes (Paul y Clark, 1989 y St. John, 2000).
Algunas de las características de las raíces que no forman asociaciones
micorrízicas son: tienen poca área superficial para la absorción de agua y elementos
nutritivos, además son de corta vida (1 -6 semanas> y son susceptibles de
enfermedades como Pythium, .Phytophthora,
Fusarium
y al ataque de nematodos. En
las plantas se presenta un amplio espectro de casos, desde la independencia total
como son las crucíferas y cheenopodiaceas, que no forman MA en condiciones
normales, hasta la dependencia absoluta de ciertas plantas que son incapaces de
18
desarrollarse en suelos de elevada fertilidad como por ejemplo: las orquídeas y
algunas especies de cítricos.
Las especies con más dificultad para captar fosfatos de la solución del suelo o
con mayor demanda de ellos son las que tienen mayores grados de dependencia
micorrízica (Hayman, 1982).
Las especies del orden Magnoliales, las angiospermas más primitivas, ancestro
de todas las mono y dicotiledóneas, son especialmente dependientes de las MA para
captar elementos minerales, es decir, son altamente micotróficas. A las plantas con
este tipo de raíces se les llama “magnoloides”, e incluye también este grupo a las
otras plantas pertenecientes a ordenes diferentes. Estas raíces carecen de pelos
radicales o bien los tienen cortos y en escaso número, y las plantas que los poseen
dependen de la colonización aún en suelos muy fértiles.
Las plantas con raíces de este tipo sólo responden a la inoculación de MA en
suelos deficientes en fosfatos asimilables. Entre ambos extremos se encuentran la
mayoría de las especies botánicas, esto es, raíces del tipo intermedio.
Existen otros trãbajos, como el de St. John (1980) y Azcón et al., (1984):
donde se encontró una estrecha relación entre la micotrofía y las raíces de tipo
magnoloide. Sin embargo, ‘Hayman (1982), señala que hay excepciones a esta
hipótesis, ya que encontró plantas con raíces del tipo graminoide fuertemente
dependientes de la MA.
/
Azcón et al., (1984), sugieren la existencia de otros factores de tipo fisiológico o
anatómico que influyen en la mayor o menor dependencia de una determinada planta
a la MA. Sin embargo, la respuesta a la micorrización no depende únicamente del
hongo, sino también de la planta huésped (Morton y Benny, 1990).
2.8. Especificidad de los hongos MA
En general, los hongos micorrízicos son simbiontes obligados, pero no son
hospederos específicos, como ocurre con otros microorganismos que establecen
simbiosis con las raíces de las plantas. Sin embargo, aunque no exista especificidad
taxonómica estricta entre endofito y planta hospedera, sí parece evidente que se
presenten afinidades entre especies de hongos y rangos de hospederos (Restrepo et
19
aI., 1993). Existen dos aspectos importantes a considerar cuando se habla de
especificidad: el relacionado con las condiciones del suelo y el referente a las
relaciones plantz-hongos MA.
Los niveles de macro y micronutrientes asimilables y en especial el pH del
suelo, influyen selectivamente sobre las distintas especies de hongos MA. Se ha
demostrado que existe cierta especificidad entre determinadas características del
suelo y las especies de hongos MA predominantes.
En el sentido estricto, no hay especificidad entre las plantas superiores y las
especies de hongos MA, ya que cualquier hongo puede colonizar cualquier planta
susceptible. Sin embargo se presentan grandes diferencias en cuanto a la morfología
de la infección y el grado de colonización que producen, así como en la efectividad
de la simbiosis cuando se utilizan determinados tipos de hongos y especies de
plantas (Schenck y Kinloch, 1980; Creighton, 1986).
Azcón et al., (1984), consideran adecuada una revisión del tema, en et sentido
de no utilizar el término “especificidad” si se quiere respetar el significado estricto del
mismo, señalan, más lógico, hablar de “compatibilidad” en las distintas
combinaciones de una planta con especies MA.
Algunas plantas no forman sistemas con los HMA como las crucíferas y las
chenopodiaceas en general y otras se muestran más favorables a la simbiosis como
la cebolla (Yost y Fox, 1982).
Lo interesante de este punto radica en que, existen diferencias de
compatibilidad entre especies de hongos MA con especies de plantas, sobre todo
tratándose de la efectividad del sistema simbiótico. Esto implica que se podrán
seleccionar aquellos sistemas más favorables o compatibles para la planta en
cuestión.
Creighton et al., (1986), señalan que la respuesta, en términos de colonización
y desarrollo radical, varía considerablemente de un hospedero a otro, donde las
plantas desempeñan una función importante.
Desde el punto de vista práctico, el hecho de seleccionar el hongo específico
para un sistema suelo-planta dado, es absolutamente clave para la aplicación de las
MA a la agricultura.
20
2.9. Efectividad del sistema MA
La estabilidad del sistema suelo-planta depende no sólo de la raíz vegetal
(tamaño, morfología y fisiología) sino también de la microbiota asociada, la cual
afecta la captación de nutrientes, y de la química del medio (pH, potencial redox) Por
esta razón, Ia productividad vegetal y el reciclaje de nutrientes están influidos por las
poblaciones rizosféricas (Barea y Jeffries, 1995).
De acuerdo con los estudios de Abbott y Robson (1982), las características que
definen la eficacia de un hongo MA son: la capacidad de formar un micelio externo y
bien distribuido en el suelo; así como formar colonizaciones extensivas en las raíces
nuevas, la eficacia para absorber el fosfato de la solución del suelo y el tiempo que
las hifas permanecen efectivas en el transporte de elementos minerales.
Hayman y Tabares (1985), indican que la distribución, la efectividad de la
simbiosis o eficiencia de los hongos endomicorrízicos depende de múltiples factores
del suelo y del ambiente. Jaen (1989), menciona que son cuatro los factores que
pueden determinar el éxito y la eficiencia de esta relación simbiótica:
a). El genotipo de la planta hospedera para el. reconocimiento bioquímico y
aceptación de la relación gene-gene.
b). La efectividad e infectividad de las especies endomicorrízicas para promover
o inducir efectos morfológicos y fisiológicos en las plantas hospederas.
c). La cantidad del fósforo presente en el suelo.
d). Los requerimientos nutrimentales de la planta.
Se podrían incluir factores como la capacidad de intercambio nutritivo: plantahongo, mediante la formación de arbúsculos y la alteración del metabolismo del
hospedero.
Con frecuencia, las poblaciones naturales de hongos micorrízicos son
insuficientes o ineficientes para el establecimiento de la simbiosis, lo cual afecta
negativamente el desarrollo de una comunidad vegetal, tanto en ecosistemas
agrícolas como naturales. En estos casos, la eficiencia de la micorriza puede ser
incrementada ya sea por manejo adecuado de los hongos nativos de un determinado
suelo, o por la inoculación, de hongos más eficientes y competitivos. Por tanto, la
inoculación de hongos formadores de micorriza no debe ser una práctica
21
indiscrìminada sino que debe responder a condiciones ecológicas y edáficas
particulares. En ocasiones, puede resultar más apropiado el manejo agrocultural de
los hongos nativos y no la introducción de hongos exóticos.
El uso práctico. de la micorriza encaja dentro de una estrategia de gestión
biológica de fertilidad de los suelos, dirigida a obtener una productividad sostenida.
Los sistemas de inoculación y manejo cultural de los hongos micorrízicos son‘
tecnologías ecológicamente racionales, y aparecen como una de las prácticas de
base biológica más promisorias e innovativas para los sectores agrícola y forestal.
El estudio de los hongos micorrízicos arbusculares y la simbiosis formada con
las raíces de las plantas hospederas es complicado por la naturaleza biotrófica de los
micosimbiontes involucrados. Fortin ef a/:, (2002) proponen que para conocer la
efectividad del sistema micorrízico arbuscular, es necesario realizar estudios en el
ámbito fisiológico, bioquímico y molecular en condiciones ín vitro.
2.10. Efecto de la fertilidad del suelo en la simbiosis micorrízica arbuscular
El nivel de fertilidad del suelo y algunas prácticas como la fertilización afectan el
proceso de formación y desarrollo del sistema hongo-raíz (Menge et al.,1 980; Strobel
et al., 1982; Diederichs y Moawad, 1993).
La aplicación excesiva de fertilizantes químicos fosforados y nitrogenados
afectan negativamente la formación de la simbiosis MA, es decir, condicionan la
selección de hongos adaptados a la formación de la simbiosis en suelos fértiles o
fertilizados (Alexander y Fairley, 1983). Autores como Buwalda et al., (1982), señalan
también, que disminuye notablemente la colonización con la adición de niveles
elevados de fósforo.
Hayman (1987), menciona que al existir una menor cantidad de fósforo
asimilable en la solución del suelo, se incrementa en la planta la síntesis de la
enzima fosfatasa, la cual inhibe a as lectinas y permite el desarrollo de la MA.Por el
contrario, al existir una mayor cantidad de fósforo asimilable, decrecerá en la planta
la síntesis de la enzima fosfatasa, lo anterior permite que no se inhiban, las lectinas
promoviendo así que se bloqueé el desarrollo de la MA.
22
La adición de bajas cantidades de fósforo es
compatible e incluso
complementaria con los HMA en la estimulación del crecimiento de la planta, pero al
incrementar la dosis se comienza a interferir la formación de la simbiosis, llegándose
incluso a la inhibición de la infección (Abbott y Robson, 1982; Hayman, 1982).
Los estudios realizados sobre la acción directa de los fertilizantes en el
desarrollo preinfectivo del hongo y la formación de la simbiosis micorrízica han
puesto de manifiesto, que ni la germinación, ni el posterior desarrollo de las hifas se
ven afectados por la concentración del fósforo del medio, lo que hace suponer que la
inhibición de la colonización es producida fundamentalmente a través de la planta.
Boisson-Dernier et al., (2001),
señalan que una alta fertilización nitrogenada afecta
negativamente la simbiosis micorrízica arbuscular.
Las diferentes especies de hongos MA, muestran distintos grados de
resistencia a la aplicación de fertilizantes y productos fitosanitarios, lo que tiene
consecuencias de interés práctico en relación con la selección de hongos MA’
específicos para una planta en el suelo que ha recibido dichos aportes (Hayman,
1982).
t
Otros factores del suelo que actúan sobre el desarrollo de las MA’ son: ‘la
temperatura, la humedad, el pH y el nivel del oxígeno en la atmósfera del suelo
(Cooper y Tinker, 1981).
Sobre la temperatura, Harley y Smith (1983),
señalan que el incremento de la
temperatura es proporcional con el porcentaje de infección hasta los 30°C, donde
decrece y después de los 40°C se inhibe por completo; ‘así como la germinación de
las esporas y el desarrollo de otros propágulos.
Las hifas del hongo en el suelo, pueden facilitar el transporte de agua hacia la
raíz, especialmente bajo condiciones de sequía y en suelos arenosos; así como
soportar condiciones de estrés durante el transplante (Read y Boyd, 1986).
/
Tommerup y Kidby (1980), señalan que el contenido óptimo de humedad para
el desarrollo de la MA es coincidente con el de las plantas. El pH y el nivel de
oxígeno ,afectan el desarrollo de la MA casi en el mismo grado que para las plantas
hospederas; así que en valores
I
I
extremos del pH y en bajos niveles de oxígeno
existente en la atmósfera del suelo habrá inhibición.
l
23
La simbiosis y la fisiología de la’ planta se ven‘ afectadas por varios factores
genético, tipo de hongo micorrízico, nutricional, fenología de la planta, mecanismos
de transferencia de nutrientes del hongo a la planta, fitohormonas, exudados
radicales, microorganismos de la rizósfera y condiciones ambientales. Sin embargo,
en general se habla de señales bioquímicas y aspectos genéticos (Schwab et al.,
1991; Koske y Gemma, 1992; Barker et aI., 1998; Douds et al., 1998).
2.11. Efectos de la simbiosis MA en el crecimiento de las plantas
A menudo se ha reportado que la colonización micorrízica, además de
incrementar el crecimiento y la absorción de fósforo, también incrementa la
concentración de otros nutrimentos en los tejidos de las plantas. Sin embargo,
Hughes ef al., (1979) encontraron que Glomus
fasciculatum no influyó en la
utilización de N, Mg, B y Zn, en ninguna dosis de fertilización de P. Sin embargo-es
necesario aclarar que las hifas externas de las diferentes especies endomicorrízicas
difieren en su papel de contribuir a la mayor absorción de nutrimentos y esto está en
relación con el nutrimento involucrado y requerimiento nutrímental de la planta
hospedante. Por otro lado Gianinazzi et
al.,(1983) reportan que el beneficio de la
inoculación se refleja en un adecuado contenido de P, K y Mg en la planta.
Entre los microorganismos cuyas acciones desempeñan un papel importante en
el crecimiento y nutrición vegetal los hay de naturaleza saprofítica o simbiótica. En
\
ambos grupos existen especies a las que se les han atribuido actividades como el
control biológico de patógenos, favorecimiento del, enraizamiento vegetal,
transformación química de formas no asimilables y biorremediación entre otras
(Barea, 1986; Bethlenfalvay y Linderman, 1992).
La simbiosis micorrízica arbuscular se caracteriza por ser la parte más activa de
los órganos de absorción de la planta, y es altamente efectiva en la captación de
nutrientes y agua del suelo (Barea y Jeffries, 1995; Ruiz-Lozano y Azcón, 1995). La
micorriza estimula el crecimiento vegetal debido principalmente al efecto benéfico
sobre la nutrición mineral de las plantas (Barea et al., 1984; Diederichs y Moawad,
1993).
24
El incremento de la concentración y/o contenido de fósforo en los ‘tejidos
vegetales es el “efecto micorriza” más estudiado y universalmente aceptado, aunque
también se han encontrado incrementos en el contenido y concentración de otros
nutrientes en la planta (Bürkert y Robson, 1994).
En algunos casos esto puede deberse al efecto directo de los HMA, aunque en
otros, esto puede ser una consecuencia índirecta, cuando la planta alcanza un
equilibrio nutrícional, las raíces serán más capaces de captar mejor otros nutrientes,
como los elementos menos solubles y menos móviles en el suelo como el fósforo,
cobre y zinc (Le Tacon, 1985).
La MA no sólo incrementa la biomasa vegetal, sino que también influye sobre la
proporción en la cual ésta se distribuye entre la parte aérea y la parte radical. La
estimulación de la captación de elementos minerales y la subsiguiente translocacíón
de éstos a la parte aérea, ocasiona que se transloquen a la raíz, relativamente
menos productos de la fotosíntesis, y una mayor proporción de éstos sea retenida en
la parte aérea y utilizada en la producción de materia verde. Como consecuencía, la
relación peso seco de la parte aérea-peso seco de la raíz, es normalmente más alta
en plantas colonizadas por hongos MA (Smith, 1980).
2.12. Relaciones MA-fósforo
Las formas existentes del fósforo en el suelo son poco solubles en el agua y por
ello su concentración es muy pequeña en la solución del suelo. Entre el 95 a 99%
del fósforo del suelo, no está disponible para las plantas, esto incluye las formas del
fósforo orgánico y el mineral insoluble. Se pensó en la posibilidad de que el fósforo
extra que las plantas colonizadas captan, procediera de una solubilizacíón de estos
fosfatos no asimilables. Sin embargo, los ensayos de Hayman (1982), con
32P
han
puesto de manifíesto que, tal como lo hacen las propias raíces, los HMA absorben el
fósforo de la fracción soluble de! suelo.
La concentración de fósforo en el micelio fúngico es 1000 veces superior que en
el suelo, ya que se presenta mayor afinidad para la captación de fósforo que por la
propia raíz. La HMA incrementa la asimilación del fósforo por las plantas, llevado a
través de las hifas. Pocos autores han considerado la utilización del fósforo orgánico
25
por la asociación hongo micorrízico arbuscular y las plantas (Jayachandram et al.,
1992).
La explicación de la aparente solubilización del fósforo por los HMA, puede ser
que las hifas externas del hongo proporcionan a la planta más posibilidades de
contacto con superficies de partículas insolubles de fosfato que las simples raíces,
por lo que hay muchas más posibilidades de que los distintos microhábitats donde
química y bioquímicamente se está disociando el fósforo, mantengan el nivel de P
soluble y pueda ser captado por los HMA (Le Tacon, 1985; Estrada y Davies, 2001).
Existen considerables evidencias sobre la función que realizan los hongos
micorrízicos en mejorar la absorción de fosfatos y su transferencia hacia las plantas
hospederas y que su presencia prevalece más en las raíces localizadas en suelos
,
pobres en fósforo.
Los mecanismos que se han propuesto para explicar en qué se basa la
interferencia por fósforo en la formación y operatividad de los HMA son:
a). La aplicación de P soluble provoca un descenso en la exudación radical y
en la formación de la simbiosis micorrízica, estableciéndose una relación causaefecto y explica la participación del fósforo en la constitución de las membranas
celulares (Ratnayake et al., 1978).
b). Regulación por fosfatos de la transferencia de fósforo. Al aumentar la
concentración de fósforo en las células radicales, se inhiben las fosfatasas
específicas de las micorrizas arbusculares encargadas de degradar los gránulos de
polifosfato en el interior del arbúsculo, paso previo a la transferencia de iones fosfato
desde el hongo a la planta (Gianinazzí-Pearson y Gianinazzi, 1981).
c). La concentración de fósforo en la planta es inversamente proporcional a la
concentración de carbonatos solubles en la raíz y sus exudados, como consecuencia
de ello, es más baja la frecuencia de los puntos de entrada del hongo en la raíz. Esto
puede constituir una evidencia de que la planta condiciona la colonización de
acuerdo a sus necesidades nutrimentales (Same et al., 1983).
26
Estrada y Davies (2001), mencionan que el fosfato, desde la solución del suelo, ’
hacia la planta se presenta en tres fases:
a). El fósforo es captado por las hifas externas de la planta, unas 1000 veces
más rápido que por la difusión a través de la solución del suelo.
b). Posteriormente el fosfato es trasladado a través de las hifas intraradicales, y
c).’ Finalmente se da la transferencia al citoplasma o es acumulado en las
vacuolas, en forma de gránulos de polifosfato, el cual es impulsado a través del
\
lumen de las hifas por corrientes citoplasmáticas hacia los arbúsculos, en donde el
polifosfato es degradado y el ión fósforo es transferido a la célula hospedadora.
El fósforo orgánico en el suelo puede ser utilizado,por las plantas, después de
la mineralización, la cual es una actividad importante de los microorganismos del .
suelo (Joner et al., 1995).
Por lo general, los fertilizantes completos (N, P y K), crean efectos negativos
\
sobre la intensidad de la colonización micorrízica. ‘Por lo tanto suelos con alta
fertilidad conducen a una pobre colonización, siendo poco probable encontrar
abundantes hongos MA en suelos agrícolas que son fertilizados intensivamente.
Consecuentemente a la aplicación de fertilizantes, los cultivos dependen menos de
los hongos MA para su crecimiento. Bajo estas condiciones, algunas especies de
hongos son incapaces de colonizar y de beneficiar al cultivo (Sieverding, 1989;
Sieverding, 1991).
Al producirse la entrada del hongo en la célula vegetal, ésta sintetiza la
membrana perisimbiótica que posee fosfatasas neutras y ATP asa, implicadas en la
degradación de gránulos de fosfato y su transferencia activa al vegetal,
respectivamente, y dicha membrana continúa con la membrana plasmática que es la
que rodea a la hifa del hongo (Perotto et al,, 1994). Cabe destacar que la pared del
hongo cambia la estructura de quitina de estratificada a amorfa, lo que la convierte
en más fina y desaparecen los β-. 1 3 glucanos con la formación del arbúsculo. El
incremento de la actividad fosfatasa que ocasionalmente se ha observado alrededor
de las raíces micorrizadas parece ser atribuible al incremento, en la micorrizosfera,
de poblaciones microbianas con dicha actividad (Tarafdar y Marschner, 1994).
27
2.13. Otros nutrimentos y la MA
Las hifas de los HMA pueden absorber nutrientes de la solución del suelo, tales
como: P, Zn, S, Ca, B y Cl (Buwalda et al., 1982) y N (Ames et a/.,
traslocan a las raíces de las plantas hospedantes, pero es más
absorción de
los más
1983),
y los
importante la
inmóviles que son P, Zn y Cu (Kothari et a/,, 1991).
Las plantas por sí solas absorben a través de sus raíces solo los elementos
minerales solubles que se encuentran en cantidades muy pequeñas en la solución
del suelo.
Los elementos minerales que circulan con facilidad hacia la rizosfera, como
nitratos y sulfatos, no suelen crear zonas de deficiencia alrededor de las raíces y la
contribución de las hifas, en la captación de ellos, es limitada (Barea et a/., 1984).
Los iones fosfato y amonio, que se difunden más lentamente en la solución del suelo,
Son captados relativamente más por las hifas de ‘los HMA. La captación de los
micronutrientes es a Veces contradictoria, ya que se tiene evidencia consistente de
un incremento en Su captación por los HMA, sólo para zinc y cobre (Rhodes y
Gerdemann, 1980).
2.14. Otros efectos de ta MA
’
Son Varios Ios efectos fisiológicos con los que la planta’ responde a la
inoculación, por mencionar algunos de ellos: incremento en la concentración de
algunos reguladores de crecimiento vegetal (Allen et al., 1980); mayores tasas
fotosintéticas (Allen et al., 1981; Del Val et a/., 1999); mayor producción de arginina
(Barea y Azcón-Aguilar, 1983); mayor producción de isoflavonoides (Morandi et el.,
1984).
Algunos autores sugieren un efecto adicional de las micorrizas, en condiciones
de estrés hídrico (Ruíz-Lozano et al., 1995), al mero aporte de fosfatos, esto
adquiere especial relevancia cuando la movilidad del ion se dificulta aun mas en
condiciones de escasa humedad (Nelsen y Safir, 1982).
Louis y Lim (1987), estudiaron la relación entre la densidad de esporas y la
Colonización en cuatro especies de plantas bajo suelos forestales, encontrando que
28
cuando el número de esporas fue alto, el porcentaje de colonización fue bajo, pero‘ ’
que cuando el número de esporas declinó, la colonización se incrementó.
Allen et al., (1980; 1982), encontraron que además del efecto de los HMA sobre‘
la nutrición, existen otros mecanismos que actúan sobre el crecimiento de las plantas
colonizadas, detectando niveles elevados de fitohormonas como giberelinas,
citocinínas, lo que se manifestó en adelantos en la floración de dichas plantas.
Foster y Nícolson (1981); Koske y Halverson (1981); Schreiner y Bethlenfalvay
(1995), coinciden en afirmar que los efectos de los HMA sobre el mejoramiento de la ,~
estructura del suelo es a través de la formación y estabilización de los agregados del
suelo, en concreto por las hífas del hongo.
Dehne (1975), encontró un mayor contenido de clorofilas a y b, en plantas
colonizadas de tomate (Licopersicum sculentum L.), las cuales fueron monos
afectadas por las enfermedades vasculares. Otros investigadores señalan a los HMA
como los responsables de ejercer sobre la planta una protección contra patógenos
del suelo. En el caso de enfermedades que afectan al sistema radical, los HMA
pueden actuar protegiendo a la raíz frente al patógeno o bien compensando el daño
causado. En cualquier caso, esta proteccíón puede ser debida simplemente a la
mejor nutricíón de la planta (Graham y Menge, 1982).
La MA puede sintetizar los siguiente compuestos: etanol-ísobutanol, ácido
butírico, monoterpenos, sesquíterpenos, ácido ascórbico, etileno, argínina, proteínas,
_’
isoflavonoides y fitoalexinas, los cuales pueden inhibir el crecimiento de otros hongos
fitopatógenos como: Pythíum, Phytophthora y Pómez, (Hayman, 1987).
La MA acumula manitol y trehalosa en las vacuolas de las células vegetales, al
contrarío de lo que ocurre normalmente con otro tipo de micorriza, el material de
reserva en la MA se acumula en forma de lípidos, ya que la mitad del peso del
micelio lo constituye material lipídico (Cooper et al., 1978); esto permite una mayor
resistencia al estrés hídrico, reduce la incidencia al ataque de patógenos, por medio
de los rizomotfos las cuales son bandas alargadas de hifas paralelas, que forman
una maraña que sirve como barrera física contra la entrada de patógenos (Siquiera,
1988).
29
\
Diversos estudios han demostrado que la colonización MA puede controlar las
enfermedades de las plantas causadas por patógenos de la raíz, y, que solamente
una vez establecidos los HMA podrían reducir el peligro (Rosendahl y Rosendahl,
1990; Perrin, 1990). La asociación de los microorganismos endofitos con su
hospedero puede ser mutualística y llegar hasta el umbral de un organismo patógeno
en estado de latencia (Strobei y Long, 1998).
La producción de la “peroxidasa”, la cual produce paredes celulares
secundarias y suberización de las mismas, puede contribuir a crear resistencia a
subsecuentes microorganismos patógenos invasores. Con este probable control
biológico de enfermedades por la MA, se abre un nuevo proceso de investigación en
la fisiología de la simbiosis, ya que su potencial en la producción de cultivos permite
su explotación (Gianínazzi, 1991).
Existen más evidencias de lo que la micorriza puede llegar a significar en sus
aplicaciones en la agricultura, por lo pronto, sólo constituyen líneas de investigación
que incrementan el interés por su estudio.
2.15. Relación MA - especies hortícolas
Los cultivos hortícolas se constituyen como de gran valor estratégico y social
para la agricultura en México por varias razones, entre las cuales destacan las
siguientes:
a). La potencialidad que ofrecen las condiciones climáticas y edáficas en el
país.
b). La diversificación de la agricultura.
c). Sus necesidades de mano de obra, que generan fuentes de empleo en el
campo durante casi todo el año.
d). El valor alimenticio que representan para productores y consumidores.
e): Las superficies establecidas que normalmente tienden a incrementarse en
muchas áreas del país.
Por estas y otras razones, el fomento de la horticultura es esencial para el
desarrollo sano de la agricultura en general.
30
En algunos trabajos que se han realizado en’ cultivos hortícolas se han
corroborado los efectos benéficos de los hongos MA en el desarrollo y en la mejor
nutrición de éstos cultivos. Por ejemplo, Wacker y Safir (1990) reportaron que las
raíces de espárrago produjeron un compuesto fenólica llamado ácido ferúlico, el cual
es inhibitorio para el crecimiento de HMA. Pedersen et al., (1991) determinaron que
el espárrago produce tres ácidos fenólicos (ferúlico, caféico y metilenedioxicinámico),
los que inhibieron la colonización micorrízica. Por su parte Smith (1980), realizando
estudios, en cultivos anuales, encontró que la máxima abundancia de esporas,
ocurrió al final de la estación de crecimiento.
Nelsen et al., (1981),
reportan que a niveles superiores a 10 kg/ha de P
disponible, la colonización es uniformemente baja en cebolla (Allium
fuerte respuesta de las plantas de
cepa L.). La
Allium a la colonización micorrízica es
probablemente atríbuíble a la baja eficiencia con la que sus raíces absorben P de la
solución del suelo y a una baja longitud radical específica así como a una escasez
de pelos radícales (Itoh y Barber, 1983).
Snellgrove y Stribley (1986), demostraron que las plantas de cebolla (Allium
cepa L.), inoculadas en el almácígo con G. mosseae y transplantadas un mes
después, a la cosecha dieron menor rendimiento que con la tecnología comercial, ,_
pero produjeron menor número de bulbos divididos. En Inglaterra la fertilización de la
cebolla significa sólo el 5% de los costos variables de producción, por lo que el
’
empleo de la micorriza significaría poco ahorro. Tal vez el potencial de la micorriza
esté en la agricultura orgánica donde el fósforo autorizado por la Britísh Organic
Standard Committe está basado en materiales orgánicos poco solubles ó roca
fosfórica.
Stribley (1990), recalca que desde 1904 Gallaud, demostró que la raíz de
cebolla, es material excelente para el estudio de la colonización micorrízica. Las
plantas de cebolla colonizadas con HMA mantuvieron más altas concentraciones de
P que las no inoculadas, hasta que la concentración de P en la solución del suelo fue
de 0.8 mg/L .
Linderman y Davis (2001), estudiaron los efectos de Glomus intraradices y
cornposta, en la captación de fósforo por parte de la micorriza y en la retención de
31
\
agua , encontrando que las plantas de cebolla ‘son altamente susceptibles de ser
colonizadas y que el crecimiento del bulbo fue debido a la captación de fósforo por
parte de la hifa extraradical, se mejoró la eficiencia nutrimental y que Ios HMA tienen
efectos estimulantes en las plantas.
Al-Karaki (2002), en un experimento de campo, en el cultivo de ajo inoculado \
l con Glomus mosseae, evaluó el rendimiento del bulbo y encontró que eI análisis del
beneficio-costo se mejoró en las plantas hospederas, concluyendo que los HMA
pueden utilizarse para optimizar el rendimiento del cultivo.
Entre las hortalizas, el cultivo de chile (Capsícum annwwm L.), ha mostrado una
respuesta significativa a la inoculación micorrízica (Bagyaraj y Sreeramulu, 1982).
Estos autores inocularon semillas de chile al momento de la siembra, sin tratar al \
suelo; seis semanas después lo trasplantaron, observando que la inoculación puede
sustituir en un 50% la fertilización fosfatada, midiendo como respuesta el peso seco
deIOfrutos y contenido de ácido ascórbico, entre otras variables. Ellos encontraron
que las plantas provenientes del almácigo tenían’un 30% de colonización (el doble
que las no inoculadas) y al final de la cosecha presentaron. de 90 a 100% de
colonización, mientras que las no inoculadas presentaron un 80%.
Yocom (1985) reportó la influencia de la MA en el esfuerzo reproductivo, es
decir que indujo una proporción mayor de recursos hacia la fructificación en el cultivo
de chile (Capsicum annwwm L.). La producción de plántulas de chile, debe hacerse
utilizando las técnicas que garanticen su posterior desarrollo para que lleguen a
producir adecuadamente, tanto en cantidad como en calidad. Babu y Lokeshwar
(1988), afirman que se puede ahorrar de 50 a 70% del fertilizante fosfatado al
inocular el chile con HMA.
Waterer y Coltman (1989) compararon la inoculación al momento de la siembra
y al transplante y obtuvieron mejores resultados cuando lo hicieron a la siembra.
También observaron que los HMA no tuvieron efectos negativos discernibles cuando’
el fósforo. del suelo fue suficiente. Estos mismos autores, al trabajar también con
chile y G. aggregafwm, variaron la concentración de P en la solución de 0.01 a 1.0
mg/L y notaron que a concentraciones de 0.01 y 0.03 mg/L, la inoculación con HMA
incrementó la absorción de P, producción total de materia seca, rendimiento de fruto
32
I
y reducción del tiempo a la antesis. Arriba de 0.4 mg/L las plantas testigo y las ’
colonizadas rindieron similarmente. También notaron que con 60% de infección
radical al transplante no fue suficiente para una respuesta máxima durante el
crecimiento subsecuente.
Recientemente Aguilera-Gómez et al., (1999) evaluaron la influencia del fósforo
y la endomicorriza (Glomus intraradices) sobre el crecimiento de plantas de chile
ancho (Capsicum annuum L.
CV.
San Luis), encontrando que la endomicorriza
incrementó el número de hojas, área foliar, tallo, raíces y tamaño del fruto,
comparado con las plantas no colonizadas. La colonización de raíces (arbúsculos,
vesículas, hifas internas y extrarradicales) fue elevada en niveles bajos de fósforo,
mientras que la esporulación no fue afectada negativamente.
Por su parte, Davies et al., (1993) demostraron que plantas micorrizadas de
chile ancho, cultivar “San Luis” (Capsicum annuum), son capaces de regular sus
estomas en forma más rápida y presentar tasas fotosintéticas más altas que las
I
plantas no inoculadas durante la etapa de aclimatación. En sí, plántulas
/
micorrizadas de chile ancho tienen una alta tasa fotosintética, así como mayor
expresión de crecimiento y desarrollo y, mayor capacidad de absorción nutrimental
que las plántulas no inoculadas por estos hongos.
La inoculación con Glomus aggregatum en plantas de chile, incrementó la
absorción de P y el rendimiento de materia seca, donde la concentración de P en la
I
/
solución del suelo fue de 0.02 mg/L (Waterer y Coltmann, 1989b).
1989b).
I Afek et al., (1990) probaron el tiempo requerido para la colonización micorrízica,
basándose en la edad de la raíz y posición del inoculante en suelo con 9.5 ppm de P
y 632 ppm de N, empleandoGlomus desertícola, G. intraradix y G. mosseae, en
cebolla y chile, reportando los siguientes datos: en suelo esterilizado, plantas de
cebolla de tres días de edad fueron inoculadas con G. desertícola, presentando
colonización a los tres días, la cual incrementó a 50% después de 21 días. En chile,
G. desertícola presentó colonización a los tres días y alcanzó un 60% a los 21 días;
G. mosseae mostró colonización a los 6 días y se registró un 13% a los 21 días; y
para G. intraradix, la colonización fue observada a los 6 días llegando a 10% a los 21
días después. La máxima colonización fue lograda cuando el inóculo se colocó a 3
33
cm abajo de la semilla cuyo máximo pico fue a las 5 semanas tanto para el suelo
fumigado como para el control.
Davies et a/., (2002) realizaron estudios del efecto de los HMA en plantas de
chile ancho (Capsicum annuum L.) CV. “San Luis” en la resistencia a sequía. Glomus
fasciculatum y Glomus sp. Zac-19 fueron los inóculos utilizados, donde las plantas
fueron expuestas a 20 días de sequía, la cual afectó la conductancia estomatal, la
transpiración y biomasa de la planta. Las plantas colonizadas con Glomus sp. Zac19, fueron más resistentes a la sequía, ya que encontraron una mayor proporción de
raíces y mayor biomasa total en las plantas inoculadas, con respecto de las plantas
sin inocular. Así mismo encontraron que la sequía reforzó la formación de arbúsculos
y el desarrollo de la hifa de G. sp. Zac-19, mientras que la colonización por G.
fasciculatum fue menor.
Gaur et al., (1998), estudiaron el efecto de los HMA en el cultivo de chile en
suelos enriquecidos con materia orgánica, encontrando que G. intraradices colonizó
en un 68% y tuvo un efecto en el incremento en rendimiento del orden del 112% en .
comparación con plantas sin inocular.
2.16. Relación hormonas vegetales - HMA
El desarrollo de cualquier tejido vegetal es un proceso sumamente complejo en
el cual interviene un gran número de factores externos e internos cuyos mecanismos
precisos de acción en muchos casos aún no se han esclarecido. Entre los factores
internos que controlan el desarrollo en los diferentes tejidos de una planta destacan
los llamados reguladores del crecimiento vegetal (RCV), también conocidos como
hormonas vegetales o fitohormonas. Los RCV son compuestos orgánicos
sintetizados por la propia planta, que en muy pequeñas cantidades alteran el
crecimiento o los patrones del desarrollo en los tejidos vegetales (Davies, 1995).
Estos reguladores vegetales químicos son compuestos que en cantidades bajas
estimulan, inhiben o modifican los procesos fisiológicos, son específicos en cuanto a
su acción y regulan el crecimiento de las células, la división y la diferenciación
celular así como la organogénesis, la senescencia y el estado de latencia. Su acción
es probablemente secuencial (Takahashi, 1986)..
34
Hasta hace pocos años se tenía la creencia de que la mayoría de los
fenómenos relacionados con el desarrollo de los vegetales podían ser explicados
sobre la
base de simples cambios en las concentraciones y tipos de estos
compuestos presentes en un tejido. Actualmente se sabe que el papel de la
concentración de estos compuestos en un tejido, aunque importante, no es tan
determinante como llegó a suponerse, pues hay otro tipo de consideraciones a tomar
para explicar el proceso del desarrollo en las plantas (Davies, 1995).
La fisiología de la micorriza, es uno de los temas que mayor atención ha
recibido en años recientes, lo cual ha ampliado el notable conocimiento sobre las
interacciones entre los simbiontes en términos de nutrición mineral, . relaciones
hídricas, flujos de carbono y efectos hormonales (Davies, 1995).
Las hormonas regulan muchos procesos fisiológicos en plantas superiores,
tales como crecimiento y alargamiento celular, diferenciación y especialización de
tejidos, y la inducción de síntesis de proteínas. Las hormonas de las plantas pueden
ser divididas en 5 clases principales: auxinas, citocininas, giberelinas, gas etileno y
ácido abscísíco, aunque recientemente se han encontrado substancias que ejercen
acción parecida como los brasinoesteroides,
poliaminas, jasmonatos y ácido
salisílico (Darnell ef al., 1990; Davis, 1995).
La palabra hormona significa “mensajero”, un mensajero químico que ejerce
acción a una distancia. El término fue usado primero por Starling en 1906, en
relación con animales y apareció en la literatura botánica en 1910 (Gardner et al.,
1985). Los fitoreguladores son aquellos compuestos que en cantidades bajas
estimulan, inhiben o modifican los procesos fisiológicos de las plantas. Bidwell (1979)
define a las hormonas vegetales o fitohormonas como reguladores vegetales
(auxinas, citocininas, giberelinas e inhibidores de crecimiento y etileno), que son
transportados del lugar donde son producidos en la planta, al lugar donde ejercen su
acción y que entonces sirven como portadores de información. Frecuentemente los
procesos del desarrollo están afectados en rutas contrarias por dos a más hormonas.
Actualmente se sabe que estos compuestos actúan no solamente sobre el
crecimiento. sino también sobre muchos otros fenómenos del desarrollo, por tanto
sería más apropiado llamarlos “reguladores del desarrollo”.
35
Las poblaciones microbianas del suelo se desarrollan fundamentalmente
alrededor de las raíces de las plantas, donde son estimuladas por la presencia de
exudados radicales, células desprendidas, fragmentos de tejidos, entre otros,Ios
cuales son aportados por las plantas. Esta es la principal suministradora de sustratos
energéticos al suelo, por lo que, al ser heterótrofos la mayor parte de Ios
microorganismos que allí viven, se constituyen en la principal fuerza motriz del
sistema suelo-planta. Este incremento en la actividad microbiana de la zona de
influencia de las raíces, la “rizósfera”, afecta a su vez a la planta, ya que los
microorganismos estimulados llevan a cabo una serie de actividades que repercuten
en el desarrollo de la misma. Entre tales actividades cabe destacar la producción de
compuestos biológicamente activos, como son hormonas, enzimas, quelatos, entre
otros; su implicación en el ciclo de nutrientes y de la materia orgánica; así como su
contribución al mantenimiento de la estructura del suelo (Azcón et al., 1984; Barea y
Azcón-Aguilar, 1992).
Esencialmente, las interacciones de los HMA con algunas bacterias como
Rhizobium, han mejorado la nodulación y fijación de nitrógeno, inducida por las
micorrizas y, recíprocamente, un incremento de la colonización micorrízica en plantas
bien noduladas. Como en leguminosas, se han argumentado mecanismos basados
en la mejora de la nutrición fosforada y nitrogenada, así como cambios en el balance
hormonal de la planta. Son necesarios, sin embargo, más estudios que profundicen
entre las interacciones de ambos endofitos (Russo, 1989).
Azcón et al., (1984) demostraron la interacción sinérgica entre Azotobacter,
Rhizobium y Pseudomonas sp. (bacterias solubilizadoras de fosfatos), las cuales
producen reguiadores del crecimiento y son un factor que les permite incrementar la
colonización de la MA en las plantas.
2.16.1 Los hongos MA y las auxinas
Gaspar et al., (1996) señalan que las auxinas son un grupo de compuestos
derivados comúnmente del triptófano, sintetizados por lo general en los ápices de las
plantas, y que están implicados en varios eventos relacionados con el crecimiento y
diferenciación celular. Se sabe que participan en la regulación de algunos procesos
36
que ocurren en los tejidos vegetales como el crecimiento celular, estimulación del
crecimiento del tallo, la acidificación de la pared celular, el inicio de la división celular,
la formación de tejidos no diferenciados (tejido calloso), la diferenciación del tejido
vascular y la formación de órganos (raíces, flores y frutos). En las plantas, las
auxinas tienen que ver con la dominancia apical, afectan la senescencia y abscisión
de las hojas y coordinan algunas respuestas trópicas. La auxina natural más común
es el ácido indol-3-acético (AIA), pero dependiendo de la especie, edad de la planta,
estación del año y condiciones de crecimiento pueden aparecer otras auxinas
naturales en los tejidos, como por ejemplo el ácido 4cloroindol-3-acético, el ácido
indol-3-acrílico o el ácido indolbutírico (AIB). Estos mismos autores señalan que
algunos precursores de las rutas biosintéticas de las auxinas pueden tener actividad
propia como auxinas y sustituir así al AIA.
Muchas plantas superiores crecen más por alargamiento celular que por
proliferación celular, el tamaño y forma de la planta esta determinada primariamente
por la cantidad y dirección de ese alargamiento. El nombre auxina significa en griego
“crecer” y es dado a un grupo de compuestos que estimulan la elongación (Mc.
Dougall y Hillman, 1978).
El ácido indol-3-acético (AIA) es la forma predominante, sin embargo,
evidencias recientes sugieren que existen otras auxinas indólicas naturales en las
plantas. Aunque las auxinas se encuentran en toda la planta, las más altas
concentraciones se localizan en las regiones meristemáticas en crecimiento activo,
Se les encuentra tanto como molécula libre o en formas conjugadas inactivas.
Cuando están conjugadas, las auxinas Se encuentran metabólicamente unidas a
otros compuestos de bajo peso molecular. Este proceso parece ser reversible. La
concentración de auxinas libres en las plantas varía de 1 a 100 mg/kg de peso fresco
(Barker y Tagu, 2000).
Slankis (1973) examinó los efectos de los hongos micorrízicos sobre la
histología y morfogénesis de algunas plantas hospederas como el pino, encontrando
que la colonización de hongos micorrízicos induce la formación de auxinas, las
cuales participan directamente en el crecimiento de la longitud de raíces y en Ia
cantidad de raíces. Este mismo autor observó que el AIA es absorbido y
37
translocado al sistema radicular y que parece tener efectos en otras regiones donde
no ha sido producido, concluyendo que esta hormona causa desviaciones
morfológicas en la formación de micorriza; que las hormonas influyen totalmente en
el sistema radicular, afectando la frecuencia y secuencia de raíces cortas y largas; y
que no Solamente se incrementó la dicotomía de las raíces, sino que causó
modificaciones histológicas o diferenciación cerca de los meristemos. Así mismo
sugirió que la estructura de las ectomicorrizas refleja una fisiología específica y un
estado metabólico que es reducido y mantenido por auxinas fúngicas y que ese
estado es Un prerrequisito para el establecimiento y función de la relación simbiótica.
También encontró que elevadas concentraciones de
formación de auxinas por los hongos.
nitrógeno disminuyen la
El ‘ácido indolacético (AIA) fue aislado por primera vez por Kogl y Kosterman en
1934. Llamado originalmente " heteroauxina”, también fue aislado de medios de
cultivo de levadura y del hongo Rhizopus suinus (Leopold, 1987).
Antoszewsk (1973) establece que las condiciones para la actividad de los
reguladores de desarrollo en el organismo vivo son:
a). Debe existir el emisor del regulador y el sistema que lo suministra. Es decir,
el regulador puede producirse en el mismo sistema o recibirse de afuera (por
ejemplo, de parte de los organismos que viven en simbiosis con la planta).
Frecuentemente el regulador es producido por el emisor a partir de precursores
suministrados por otros órganos. El emisor produce el regulador de crecimiento, el
cual Sea transpmta Otras partes de la planta. En el caso de fas auxinas, se puede
considerar como emisor, la parte apical del brote con el meristemo, entrenudos
inmaduros y hojas jóvenes.
b). Debe existir el sistema que controla el límite superior e inferior de
concentraciones. El límite inferior es controlado frecuentemente por el mismo emisor.
El límite superior esta dado por los sistemas enzimáticos que desintegran el
regulador (por ejemplo: oxidasa de ácido indol 3-acético), conjugándolo con otras
sustancias de una manera reversible o irreversible.
38
c). En el organismo debe existir el sistema que hace posible el transporte del
regulador, desde el emisor hasta el lugar donde desempeña su acción. Conocido
como canal de información, sistema de translocación ó sistema translocador.
d). La parte de la planta, en la cual el regulador despliega su acción, debe
disponer del sistema para recibir la información y descifrarla, así como un receptor de
información. El conocimiento sobre receptores de hormonas es muy escaso. Por lo
general, las funciones fisiológicas del organismo se regulan por la transmisión de
alimentación e información. Se debe recordar que cada proceso- fisiológico aunque
localizado en una parte de la planta, depende de lo que ocurre en otras partes de
ésta.
Algunos progresos se han dado; en la ‘última década, en respuesta a esos
postulados. Las evidencias acumuladas indican que las auxinas son transportadas
dentro de las raíces, desde la base hasta el ápice de la raíz, esto es una dirección
acropétala y el transporte está polarizado, el cual es dependiente de la energía
metabólica y es favorecido por la luz y por la temperatura.
Por otro lado, algunos estudios bioquímicos empiezan a aclarar el panorama
sobre las interacciones enzimáticas entre el hongo y la raíz. Parece ser que el hongo
MA contribuye significativamente a la actividad metabólica de la raíz colonizada
(Gianinazzi, 1991). Este mismo autor señala que, la MA puede afectar el balance
‘hormonal de las plantas hospederas como ácido abscísico (ABA), ácido indolacético
(AIA), citocininas, giberelinas, vitaminas y compuestos volatiles, incrementando de
esta forma el tamaño y longevidad de la raíz, así como-lograr un mejor crecimiento y
desarrollo del vegetal.
Rayle y Cleland (1992), señalan que las auxinas se generan principalmente en
las partes jóvenes de las plantas: ápices, frutos y hojas en desarrollo. Las auxinas
estimulan el crecimiento por elongación del tallo, participan en la inhibición correlativa,
de las yemas axilares, estimulan la acción del cambium y diferenciación del xilema y
promueven la formación de raíces.
La propiedad más importante de las auxinas es su transporte, basípetala en el
tallo y la raíz. Otra propiedad importante de las auxinas es que el tejido en donde se
encuentran en alta concentración, se convierte en el punto de atracción de
39
\
nutrientes. En las Plantas se encuentran muchos derivados del indol, entre ellos, el
triptófano es uno de los Precursores principales del ácido indol -3- acético (AlA).
Danneberg et al., (1992) cuantificaron las fitohormonas ácido indol -3 acético
(AlA), ácido abscísico (ABA), citocinina (zeatina ribósido) en maíz (Zea mays L.)
inoculado por Glomus. Las mediciones por ELISA indirecta mostraron elevados
niveles de ABA en plantas colonizadas en todos los estados de crecimiento (40, 60,
80 Y 110 días). En contraste la cantidad de zeatina ribósido, fue similar en plantas
colonizadas y no colonizadas tanto en raíces como tallos, con la excepción de que al
final del Ciclo Vegetarivo (110 días), se mostró un nivel alto de zeatina ribósido en
plantas colonizadas. El contenido de AIA fue esencialmente la misma en las plantas
evaluadas.
Allen et aI., (1980), mencionan que la concentración de AIA y citocininas fue
mayor en plantas colonizadas, que en las no inoculadas.
La dominancia apical, la elongación de entrenudos, crecimiento radicular y
tamaño celular del xilema en la copa y raíces apicales de Betulapubescens y Betula
pendula, fueron determinadas y relacionadas con los niveles de AIA endógeno,
encontrando que no hubo diferencias significativas entre ambas plantas en cuanto al
contenido AIA (Päivi et al., 1993).
El metabolismo de AIA de las plantas ha sido objeto de muchos interés en los los
?993).
últimos años, desde que se encontraron
los ácidos libres en las plantas, aunque
también existen formas conjugadas (Folke et al., 1993). También se ha estudiadola
relación exsistente entre las hormonas y el fenómeno de estrés, destacándose que el
el
contenido y actividad fisiológica de auxinas, giberelinas y citocininas decrece cuando
el contenido de agua disponible para las plantas es limitado. Mientras que el
el
contenido de ácido abscísico se incrementó en las hojas cuando el potencial hídrico
disminuyó (Sharp y Davies, 1989).
Wightman et al., (1980) estudiar los factores hormonales como control de laI
iniciación y desarrollo de raíces laterales de frijol, encontraron que la concentración
concentración
óptima de AIA de 1x10-4 M, promueve la iniciación de raíces laterales (primordios
laterales) y todas las auxinas exepto el ácido indol-3.propiónico inhiben la
elongación de raíces laterales.
Ia
40
Law y Davies (1990), estudiaron el contenido de AlA en Sleder pea, bajo
diferentes contenidos de giberelina, realizado con el método de cromatografía de
gases y espectrometría de masas (GC-MS)., Los niveles de AIA de brotes
de
crecimiento fueron similares en las líneas de frijol evaluadas. Las muestras fueron
obtenidas de ápices y brotes tiernos,
2.16.2 Los hongos MA y las citocininas
Gaspar et al., (1996) mencionan que las citocininas generalmente son
derivados de la adenina y son sintetizadas en tejidos jóvenes y raíces. Poseen dos
propiedades que las hacen muy útiles para el cultivo ín vitro de tejidos vegetales; por
un lado estimulan, la división celular y por otro rompen la latencia de las yemas
axilares haciéndolas brotar. En las plantas, las citocininas promueven la brotación
de
yemas axilares, estimulan la expansión de las hojas y retardan la senescencia. Junto
con las auxinas, las c itocininas regulan a d ívisión celular. D ebido a o a nterior, el
balance entre auxinas y citocininas en las plantas suele ser determinante para el
patrón de desarrollo.
Greene (1980) señala que las citocininas se localizan en los ápices de las
raíces de donde se transportan hacia la parte aérea y que son el principal grupo de
reguladores de crecimiento de las plantas, ya que éstas estimulan la división celular y
retardan la senescencia.
Smith (1983) considera que la intervención de los hongos en la derivación de
hormonas puede ser una hipótesis que puede explicar la morfogénesis de la planta,
y, que los factores físicos y funciones bioquímicas son vagas, por lo que sugiere una ’
experimentación racional.
También señala que las funciones fisiológicas de un
grupo dado de células dependen en la mayoría de los casos, de la influencia de más
de una hormona. Por tanto se requiere conocer la información cuantitativa sobre la’
formación de hormonas y otros factores de crecimiento, bajo ciertas condiciones
ecológicas
Linderman
(1988) menciona que los beneficios de la simbiosis micorrízica son
muy variados, destacando que los procesos fisiológicos de la planta se favorecen, al
incrementarse las substancias reguladoras del crecimiento, induciendo cambios en la
41
permeabilidad de la membrana celular y produciendo algunos exudados que son un
potencial para el desarrollo de la microfauna de la rizósfera, la que a su vez ejerce
efectos positivos
en la planta. Los microorganismos de la rizósfera liberan
nutrimentos,
intervienen en la nitrificación y desnitrificación, aumentan la
disponibilidad
del fósforo, modifican la morfología de la raíz favoreciendo el aporte
nutrimental además de que el desarrollo de la planta se incrementa por sustancias
como las fitohormonas.
La simbiosis micorrízica aumenta el nivel de citocininas,
las cuales son
producidas principalmente en las raíces, se transportan por el xilema y floema en
forma acropétala y basipétala, estimulando la síntesis de proteína, clorofila y división
celular de los meristemos, retardando la senescencia de órganos y en presencia de
auxinas estimulan la actividad del cambium,.
neutralizan la inhibición del crecimiento
de las yemas axilares causadas por auxinas o ácido abscísico, intervienen en la
regulación de muchos otros fenómenos biológicos, razón por la cual las plantas
tienen un incremento en su desarrollo (Hirsch et al., 1997).
Pohleven (1989) analizó la influencia de k inetina, z eatina,
zeatina-ribósido y
otras citocininas de exudados radiculares, sobre el transporte de K, Ca, P y Na en el
micelio de Suillus varíegatus. Encontrando que estas sustancias tienen efectos
específicos sobre cada ion y que ejercen una influencia marcada sobre el crecimiento
micelial de los hongos micorrízicos. Las concentraciones óptimas para el crecimiento
del hongo son 1 x 10-7 a 1 X 10-8 mol/L . Alguna otra concentración de las citocininas
inhibe el crecimiento micelial. La investigación realizada demostró que la activación
de iones transportados está más intimamente conectada a la síntesis de proteínas
que a otros procesos metabólicos.
Los efectos exógenos de as c itocininas son a Itamente dependiente d e otros
factores: la concentración aplicada, las condiciones ambientales (fotoperíodo), el sitio
y el tiempo de aplicación. Los estudios con la longitud del día, en plantas de Sinapia
alba, sugieren la existencia de señales entre ramas y raíces, las cuales están bajo el
control del fotoperíodo y afectan la síntesis de citocininas y su liberación desde las
raíces (Kinet et al., 1993).
42
Drüge et al., (1992) evaluaron el efecto de la colonización por hongos
micorrízicos arbusculares sobre la
transpiración, fotosíntesis y crecimiento en
relación con los niveles de citocininas (zeatina ribósìdo) por la técnica de ELISA, en
plantas de Linux usitatissimum
L., encontrando que no hubo una correlación entre la
colonización y los incrementos de N , P o K en el análisis foliar. Por otro lado, las
plantas altamente colonizadas manifestaron incrementos en la transpiración y CO2.
Desde el inicio de la colonización micorrízica, los niveles de zeatina ribósido,
incrementaron en las yemas apicales, manifestándose una respuesta en el
crecimiento de brotes y raíces. Goicoechea et al., (1997),
mencionan que hay una
correlación positiva entre el incremento de las citocinínas y la tasa de intercambio de
CO2, conductancia estomatal y la transpiración. Estos resultados conducen a la
conclusión de que los niveles de esta citocinina están involucrados en el
mejoramiento de la fotosíntesis y el crecimiento de plantas colonizadas por HMA.
2.16.3 Los hongos MA y las giberetinas
El estudio de las giberelinas comenzó a partir de 1926, cuando Kuròsawa, en
Japón, analizó una enfermedad común en los arrozales llamada “Bakanae”
(gigantismo). La enfermedad es causada por Gibberella fujikuroi Saw, hongo
Ascomiceto
denominado Fusarium
monilíforme
Sheld, en su forma asexual. Las
plantas atacadas se caracterizan por el tamaño desmesurado que alcanzan sus
cañas, las que raramente florecen y fructifican. Con filtrados de cultivos del hongo,
libres de micelio o esporas, Kurosawa pudo reproducir la enfermedad y llegó a la
conclusión de que el fenómeno era causado por una sustancia activa sintetizada por
el microorganismo parásito.
En el año 1939, Yabuta y Hayashi (Barlow, 1987) lograron aislar el producto
activo, al que denominaron “giberelina A”. Sólo en 1954, Curtis y Cross, en
Inglaterra, determinaron la composición química del producto y lo llamaron ácido
giberélico, conocido también como giberelina (GA3). Poco después, Radley en 1956
demostró la presencia de principios activos semejantes en plantas superiores. Más
tarde fueron identificadas también en las gimnospermas, pteridofitas, algas, hongos y
bacterias (Takahashi, 1986).
43
Radamacher (1994) Y Danneberg et al., (1992) señala que las giberelinas: se
producen en las Partes jóvenes de las plantas; las fuentes más ricas y abundantes
de esta hormona son las raíces y Ios frutos jóvenes, especialmente sus semillas;’
estos compuestos estimulan el Crecimiento
por alargamiento de los tallos de
numerosas Plantas; que la presencia de auxinas estimula la actividad del cambium;
en Plantas herbáceas de día largo, la producción de giberelinas es estimulada por la
longitud del día, lo cual favorece !a inducción floral, estas se transportan fácilmente
en forma basipétala como acropétala; la giberelina más común es GA3;
Participan en la floración
que
y amarre de frutos, con lo cual se incrementa la producción.
La concentración de giberelinas en la maduración de hojas de plantas
frondosas de naranja fue consistentemente alta en comparación con plantas con
Poco follaje, mientras que el ABA en el fruto decreció durante el desarrollo del mismo
(Sager y Erner, 1991).
Las giberelinas GA 1, GA 4, GA9, GA20 y
fueron identificadas en extractos
de hojas de begonia (Begonia evansiana), las cuales fueron purificadas usando fase
reversa y por fase normal, mediante la técnica de HPLC, donde se señala que las
giberelinas afectan la floración inicial y el desarrollo. Destacándose que la variación
cuantitativa de esas cinco giberelinas bajo varias condiciones de
temperatura Y
regímenes de fotoperíodo, fue estudiada posteriormente (Oden y Ola, 1988).
Wightman et al., (1980) comprobaron que las concentraciones endógenas de
giberelina (GA3) de 1x1 O-3 10-4, 1 O-5 , promueven el desarrollo de raices de fríjoi y
mencionan que los entrenudos son regulados por el nivel-de giberelina.
Barea y Azcón-Aguilar (1982), utilizaron una cepa de G/omus mosseae, Ia cual
es capaz de formar micorriza arbuscular y evaluaron la capacidad de la cepa para Ia
producción de fitohormonas. Las esporas de G. mosseae fueron axénicamente
germinadas en, agua, y el micelio resultante fue ensayado por procedimientos
estándares para la extracción de hormonas desde el cultivo
microbiológico.
Utilizando bioensayos específicos y papel cromatográfico para separar e identificar
las sustancias reguladoras de crecimiento, encontraron
que los microorganismos
sintetizaron un mínimo de dos sustancias parecidas a las giberelinas (con Rf
44
correspondiente en posición al ácido giberélico
y cuatro substancias con las
’
propiedades de las citocininas).
Allen et al., (1982) realizaron un estudio sobre los cambios fitohormonales en
Bouteloua gracilis, la cual fue inoculada con Glomus fascículatum, en un período de
50 días, determinando los niveles de giberelinas (GA) y ácido abscísico (ABA), por
HPLC. La infección por hongos micorrízicos resultó en incrementos significativos por
el ácido giberélico en las hojas y una tendencia por disminuir en las raíces. La
concentración de ABA fue menor en hojas de plantas colonizadas, pero sin cambios
en las raíces. Esto puede indicar que al incrementarse los niveles de GA, se reducen
los niveles de ABA en las hojas, lo cual puede alterar sustancialmente la fisiología de
Bouteloua gracilis.
Fos et al., (2000),
cuantificaron la concentración de giberelinas mediante HPLC
en ovarios de tomate (Lycopersicum esculentum Mill.) y afirman que elevando la
concentración de esta hormona, se puede producir partenocarpía en los frutos y
actualmente se estudian los genes que están involucrados en este fenómeno.
Akiyama y Hagashi (2002),
evaluaron raíces de melón mediante la técnica de
HPLC y TLC, para cuantificar los niveles de metabolitos secundarios, al ser
inoculadas con HMA Glomus caledonium,
encontrando que estos inducen la
acumulación de triterpenos.
Ebel ef al., (1997) determinaron que el nivel del ABA en el xilema, se alteró por
la simbiosis micorrízica de Cowpea
(Vigna unguiculata),
creciendo en condiciones de
sequía, reportando que el ABA se encontro en niveles más bajos en plantas
colonizadas, atribuyendo dicha alteración al cierre de los estomas.
Elías y Safir (1987) evaluaron los exudados radicales de Trifolium repens a las
2, 4 y 6 semanas después de la siembra, utilizando Glomus fasciculatum,
encontrando que no hubo diferencia significativa entre la cantidad de exudados en
plantas con y sin aplicación
.fósforo. Los resultados sugieren que es la calidad de
exudados de las plantas la que estimula la elongación de las hifas de los hongos
micorrízicos arbusculares.
Las nuevas aproximaciones al estudio de la micorriza, mediante el uso de
técnicas bioquímicas y moleculares, permitirán comprender mejor la dinámica de
45
esta simbiosis, así como identificar y cuantificar a tos hongos que colonizan una raíz,
además de manipularlos genéticamente (Piche et al., 1994).
Los hongos micorrízicos requieren de un adecuado suministro hidrocarbonado
Por. Parte del vegetal para un correcto funcionamiento del sistema simbiótico, se ha
determinado que, en el caso de la simbiosis tripartita (leguminosa-rhizobiummicorriza), tal requerimiento llega a ser compensado ya que la actividad fotosintética
del vegetal colonizado se incrementa, como consecuencia del aporte mineral Y
hormonal en mayor medida de lo que los endofitos respectivos consumen. Este
balance positivo para el vegetal conocido con el nombre de “compensación
fotosintética" tiene lugar cuando existe compatibilidad funcional del sistema (RuízLozano y Azcón, 1993).
La función de la colonización de los HMA y, su influencia en las’ relaciones
hídricas, balance hormonal, fotosíntesis y distribución de carbono en la v planta son
aspectos relacionados con la interacción entre ambos simbiontes (RizobiumMicorriza) y
SU
efectividad en nutrición vegetal (Azcón et al. 1996).,
Los hongos micorrízicos pueden actuar como bioreguladores, biofertilizantes y
bioprotectores de las plantas, haciendo posible la producción de más alta calidad y
con menos insumos químicos (Lovato et al., 1996).
Las raíces colonizadas por hongos micorrízicos pueden afectar el crecimiento y
el desarrollo. Se ha demostrado que la presencia de ésta asociación, evita bloquear
la dominancia apical del crecimiento en plantas de transplante, lo cual es una
característica importante para reducir el tiempo de producción (Berta et al., 1994).
Uno de los grandes problemas con las hormonas vegetales es eI ensayo. Por lo
general están presentes en cantidades minúsculas y son muy difíciles de detectar o
caracterizar químicamente.
Se puede destacar la importancia que todos los días adquieren los trabajos de
investigación con HMA y los cultivos en general, ya que idealmente el uso práctico de
los HMA en los sistemas de producción vegetal, eficientizará el uso del fósforo del
suelo y de los fertilizantes fosfóricos, optimizará la productividad de los suelos Y
cultivos con niveles bajos de insumos, hará más rentable la producción de cultivos en
46
condiciones adversas y ayudará a establecer cultivos en suelos erosionados o
degradados.
El uso de los hongos micorrízicos arbusculares en sistemas comerciales de
propagación de plantas ha ído en aumento. La actividad de los hongos micorrízicos
repercute en la reducción de estrés en la planta, un aumento tanto en la resistencia a
enfermedades, como en la absorción de nutrientes ,mejoramiento de las relaciones
hídricas en la planta, incremento en la tasa fotosintética e inducción de mayor vigor,
todas esas características tienen especial importancia en los sistemas de
propagación de plantas.
En México, se ha trabajado con el sistema producto chile, ya que este cultivo es
de gran importancia económica, por la mano de obra que ocupa y por ser uno de los
cultivos importantes que repercute en la dieta de la población. Por tal motivo, se
considera necesario establecer líneas de investigación tendientes a mejorar la
productividad de este cultivo, mediante el uso de HMA, los cuales sean evaluados
en condiciones de campo e invernaderos.
Por ahora la mayor parte de los trabajos se relacionan con aspectos nutritivos,
pronto podrán extenderse a condiciones de campo. Lo que sí ya es un hecho, es su
aplicación en condiciones de almácigo, con lo que se logran plántulas de calidad y
libres de organismos patógenos del suelo, y una mejor adaptación al transplante de
vivero a campo cuando se trata de árboles frutales y forestales, así como de algunas
hortalizas de importancia económica, lo cual permite asegurar un mejor desarrollo en
condiciones productivas.
Los niveles de fertilización química, la fuente de fósforo, la fertilización del suelo
con materia orgánica, el tipo de fungicidas aplicados y la rotación de cultivos, entre
otros, son variables de las prácticas agronómicas que afectan de manera
determinante el establecimiento y la efectividad de la micorriza, ya que ésta es el
principal mecanismo con que cuentan !as plantas en su adaptación al medio
ambiente.
El estudio de la micorriza contribuye a un mejor conocimiento sobre la
estructura de ecosistemas naturales y los procesos sucesionales de la vegetación.
47
Por tanto el manejo de los hongos MA es coherente con modelos tecnológicos para
una gestión sostenible de los recursos naturales.
Los hongos formadores de micorriza arbuscular son considerados como ,un
recurso biológico multipropósito, además de los efectos sobre la productividad
vegetal, produce beneficios ambientales, pues mejora las propiedades físicoquímicas y biológicas del suelo y disminuye la erosión.
El desarrollo de la investigación sobre la simbiosis microbiana se ha estimulado
en los últimos 50 años. El advenimiento de nuevas técnicas experimentales sobre el
origen de la simbiosis en la biotecnología y en la conservación de la biodiversidad
deberá ser explorada (Smith, 2001).
Por otro lado, no está claro, si los efectos observados en cuanto a la alteración
de los niveles hormonales son debidos directamente al hongo mícorrízico o
indirectamente a alguna alteración en la fisiología del hospedero como un resultado
de su mejoramiento nutricional.
Los cambios en los balances de las cuatro hormonas más importantes en las
plantas (auxinas, giberelinas, citocininas y ácido abscísico), aun no han sido
examinadas para alguna especie de planta infectada por HMA y tampoco en
diferentes etapas de desarrollo, por lo que ésta es una justificación importante
(Danneberg et al., 1992).
Finalmente, los trabajos que se han desarrollado sobre la relación
HMA
y
promotores del desarrollo vegetal, se han enfocado a la investigación de una o dos
variables de estudio, por lo que se considera necesario abordar este tema desde
diversos puntos de vista: nutritivos, fisiológicos, metabólicos y hormonales.
48
v
3. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. Descripción geográfica
El presente trabajo de investigación se realizó en la Unidad Académica de
Agronomía y en el Laboratorio de Farmacología de la Unidad Académica de
Medicina Humana así como en el Laboratorio de la Unidad Académica de Ciencias
Químicas dependientes de la Universidad Autónoma de Zacatecas en la Ciudad de
\
Zacatecas, Zac. Se ubican entre las coordenadas 22° 45’ de Iatitud norte y 102° 42’
de longitud oeste. Su altura sobre el nivel del mar es de 2190 m.
El clima predominante en la zona es semi-seco templado, del tipo BS1KwlG
según la clasificación de Köppen modificada por Enriqueta García (1988). La mayor
parte de las precipitaciones pluviales se presentan durante el verano (445 mm), con
una temperatura media anual de 16°C.
3.2. Cepas de hongos mícorrízicos arbusculares (HMA)
Los inóculos de hongos micorrízicos arbusculares (HMA) empleados, fueron
proporcionados por el Área de Microbiología del Instituto de Recursos Naturales del
Colegio de Postgraduados de Ciencias Agrícolas ubicado en Montecillo, estado de
México, y por el laboratorio de fertilidad de suelos de la Facultad de Ciencias
\
Biológicas y Agropecuarias de la Universidad de Colima, ubicado en Tecomán,
Colima. En este experimento se usaron las cepas: Glomus sp. Zac-19 (multicepa
integrada por G. albidum, G. claroides y G. diaphanum; Chamizo et al., 1998),
Glomus etunicatum (Becker y Gerdemann) y Glomus intraradices (Schenck & Smith),
los inóculos fueron reproducidos en plantas de fríjol (Phaseolus vulgaris L.), sin
fertilizar y bajo condiciones de invernadero, durante 120 días, en recipientes de 1 kg
de peso, previamente desinfectados con alcohol utilizando un sustrato de arena y
suelo esterilizado a 18 Ib/cm3 durante 3 h, en una proporción 3:1.
\
3.3. Material vegetal
Los materiales vegetales utilizados Fueron semillas de los cultivares: chile
mirasol y chile ancho, proporcionados por el Campo Agrícola Experimental de Calera
49
de Víctor Rosales, Zacatecas (CAEZAC) del INIFAP. Dicho material fue lavado en
agua destilada a una temperatura de 40°C durante 20 min y se puso en imbibición
durante 24 h antes de la siembra.
3.4. Diseño experimental
El experimento fue desarrollado bajo condiciones de invernadero (30°C con un
fotoperíodo de 12 hrs), con un diseño experimental completamente al azar. Se
evaluaron las cepas de hongos mícorrízicos:Glomus sp. Zac-19, Glomus
etunícatum, Glomus intraradices y el testigo, en dos cultivares de chile: mirasol y
ancho. Se establecieron 8 tratamientos con 16 repeticiones cada uno. A
continuación se mencionan los tratamientos:
Cuadro 2. Tratamientos evaluados en el experimento.
nóculo
Chile mirasol Chile ancho
Glomus sp. Zac-19
Tl
T5
Glomus etunicatum
T2
T6
Glomus intraradices
T3
T7
Testigo
T4
T8
\
3.5. Siembra e inoculación
Para la siembra del material biológico se usaron recipientes de unicel
(volumen de 296 mL), utilizando sustrato a base de la mezcla de Peat moss y arena
fina (1 :1), esterilizados con bromuro de metilo durante 3 días. Para la inoculación de
las cepas de hongos micorrízicos correspondientes en cada uno de los tratamientos,
se realizó previamente una cuantificación del número de esporas presentes en 100 g
de suelo seco, por el método de tamizado y decantación de Gerdemann y Nicolson
(1963), obteniendo lo siguiente:
50
/
I
Cuadro 3. Población de esporas en muestras de inóculo.
Inóculo
Esporas en 100 g de suelo
Esporas aplicadas por
seco*
tratamiento
Glomus sp. Zac-19 9
1598 ± 16
479
Glomus etunicatum
1626±22
488
Glomus intraradíces
1741 ±24
522
* promedio de 6 repeticiones.
El procedimiento utilizado para la siembra fue el siguiente: a ‘cada unidad
experimental se le colocó 28 g del sustrato, luego se usó 30 g de inóculo del hongo
micorrízico correspondiente, se sembró y finalmente se procedió a cubrirla con el
mismo sustrato (6.8 g). Se regó con agua destilada
cada tercer día hasta el
momento del trasplante, posteriormente se utilizó agua común. El trasplante se
realizó a los 40 días, colocando en recipientes de 1 L para el muestreo a los 80 días
y de 10 L para los de 120 y 160 días de edad. La temperatura mínima promedio
registrada dentro del invernadero fue de 8°C y la máxima promedio fue de 45°C. Se
fertilizó con solución nutritiva de Hoagland desde el inicio de germinación del cultivo,
aplicando a cada unidad experimental 60 mL, con una frecuencia de 15 días.
La solución nutritiva de Hoagland se preparó a base de: 0.025 g/L de KH2PO4
1.25 g/L de KNO 3-, 1.25 g/L de Ca(N03); 0.50 g/L de MgSO4 1.25 g/L de Fe EDTA;
1.67 g/L de Na2 EDTA; los cuales se aforaron a un litro de solución. Además se
preparó una solución de micronutrientes a base de: 2.86 g/L de H3B03; 1.81 g/L de
MnCl2; 0.22 g/L de ZnSO4-, 0 . 08 g/L de CuS04;
0.025 g/L de NaMoO4 y 0.025 g/L de
CoCL2. De ésta solución de micronutrientes, se tomaron 0.25 L y se agregó a un litro
de la solución Hoagland. El pH de la solución nutritiva se ajustó a 5.5 con HCI.
51
l
Cuadro 4. Fechas de muestreo.
Fecha de muestreo (días)
40
Etapa de desarrollo del cultivo
Crecimiento
vegetativo
80
Inicio de floración
120
Formación de frutos
160
Fructificación (cosecha)
Cada fecha de muestreo se cosecharon cuatro unidades experimentales (una
Planta) Por tratamiento con el objeto de evaluar las diferentes variables agronómicas
(altura, numero de hojas, área foliar, diámetro de tallo, longitud radical, peso fresco
total, Peso fresco de raíz, peso fresco foliar). Así como el porcentaje de colonización
de hongos micorrízicos arbusculares por el método de clareo Y tincion (Phillips y
Hayman, 1970). Al final del experimento se evaluó el numero de frutos v peso fresco
de fruto.
En los muestreos
periódicos destructivos del tejido joven y de crecimiento
meristemático de las plantas, que luego fueron procesados en el laboratorio se
determinaron los contenidos de hormonas (AIA y GA3 Para la cuantificación de 6amino-Purina (adenina), Se procesaron muestras de ápice de raíz. También se
cuantifico el contenido de clorofila a, b y total, así como proteínas totales solubles.
3.6. Análisis estadístico
Se usó el procedimiento de ANOVApara obtener el análisìs de varianza deI
programa SAS, el cual sirve para hacer análisis de varianza en situaciones
balanceadas, donde el mismo tratamiento se repite el mismo número de veces y
donde no hay datos perdidos. Después de hacer el análisis de varianza y verificar
que sí hubo efectos significativos entre los tratamientos, eso quiere decir que al
menos un tratamiento es diferente de los demás. Por tanto se realizo una
‘comparación de medias de tratamientos, mediante la prueba de Tukey a un nivel de
significancia de 0.05 (=0.05). La Cual permitió resolver si se rechaza o no la
hipótesis.
52
1
I
I
/
,
1
Finalmente se realizó un análisis de los coeficientes de correlación (Pearson)
entre todas las variables evaluadas.
3.7. Mediciones del crecimiento
La altura de planta (cm) se determinó midiendo longitudinalmente desde la base
hasta el ápice; el área foliar fue medida en cada una de las hojas en cm2 con un
planímetro polar; el diámetro de tallo se midió con vernier en la parte más cercana al
cuello de la raíz; la longitud de la raíz fue medida en cm desde la base del tallo al
ápice radical; el peso fresco de raíz, se realizó una vez que éstas se limpiaron y
lavaron perfectamente. El peso fresco de follaje, incluyó al conjunto de hojas, ramas
y tallos; el peso fresco total fue la sumatoria de los dos anteriores; y el peso de fruto,
fue evaluado al momento de la cosecha, en base a la cantidad producida por
tratamiento. Todas las variables de peso fueron realizadas en balanza analítica.
3.8. Colonización micorrízíca
Se siguió el método de Phillips y Hayman (1970). Una vez que se han lavado
las raíces cuidadosamente, éstas se cortaron en segmentos de 1.0 cm de longitud
aproximadamente, se colocaron dentro de cápsulas de acero inoxidable, las cuales
se colocaron en un recipiente agregando (KOH) al 10% hasta cubrir la cápsula.
Posteriormente se aplicó el primer ciclo de calentamiento en autoclave a 1.05 kg/cm2
de presión y a una temperatura de 121°C, durante 10 min. Se retiró el KOH,
procurando que no se abrieran las cápsulas. Se enjuagaron bien, por lo menos 3
veces con agua potable, hasta eliminar
el exceso de KOH. Después se aplicó
peróxido de hidrógeno por 3 min y posteriormente se enjuagó 3 veces con agua.
Para acidificar las raíces, las cápsulas se sumergieron en HCI al 1% durante 3 min,
se retiró el HCI y ya no se lavaron posteriormente. La tinción de raíces se realizó con
azul de tripano al 0.05%, aplicándose un segundo ciclo de calentamiento durante 10
min. Después de ese tiempo se retiró la solución colorante y se lavó, adicionando
enseguida lactoglìcerol. Se montaron en portaobjetos 25 fragmentos de raíces
teñidas; se agregó lactoglicerol para clarificarlas y se colocó el cubreobjetos,
53
eliminando las burbujas de aire; se eliminó el exceso de lactoglicerol y se selló con
esmalte. La colonización micorrízica se estimó basándose en Ia observación al
microscopio
realizándose
tres
pasajes
equidistantes
sobre
cada
fragmento
con
ayuda de un microscopio binocular compuesto utilizando el objetivo de 100x. La
identificación se basó en la observación, de las vesículas, arbúsculos e hifas
características de Ios hongos micorrízicos arbusculares. La fórmula para calcular el
porcentaje de colonización fue la siguiente:
% de colonización = segmentos totales colonizados
x 100
segmentos totales observados
3.9. Determinación de ácido Indol 3-Acético (AIA)
Para la extracción Separación y cuantificación de esta hormona se utilizó la
metodología descrita por Li et al., (1992) en este análisis se utilizó un cromatógrafo
de gases (HP 6890 GS System) el cual tiene acoplado un espectrómetro de masas
(HP 5973 MS).Este equipo de cromatografía de gases trabaja con Helio comprimido
como gas de arrastre y cuenta con una columna capilar de 30 m de largo y 0.25 mm
de diámetro interno. Este equipo cuenta con una biblioteca de datos denominada
NBS 75%, la cual permite la identificación de diferentes Compuestos
Contenidos en
una muestra.
Se Pesaron 3 g de material fresco de meristemos apicales (ápice Y hojas en
desarrollo), se pesó 3 g de material fresco y se colocó en un recipiente Con hielo La
extracción Se realizó Con metanol frío (4°C) al 80% y agitando durante 24 h . se
removió el metanol por filtración con Vacío y el residuo acuoso fue parficionado con
acetato de etilo a pH 3; se evaporó el acetato de etilo por sequedad, el residuo se
disolvió en metanol al 7O%, pH 8.5; a Solución se evaporó a sequedad y luego fue
inyectada manualmente al equipo mencionado.
Cabe señalar, que en
todos los estudios de cromatografía, en los que se
requiera hacer una cuantificación de compuestos contenidos en una muestra, es
necesario Contar Con la curva de calibración del compuesto por estudiar, partiendo
de una solución madre a una concentración conocida y haciendo varias diluciones,
Para obtener la pendiente de la curva de calibración respectiva. Es importante
54
mencionar que los tiempos de retención relativos (trr) del estándar de alta pureza,
sirven de base para comparar los tiempos de retención de los compuestos buscados
bajo idénticas condiciones de trabajo. La aproximación del tiempo relativo se duplica
por cada disminución de 2O°C.
Las muestras fueron inyectadas en un volumen de 3 µL, a una temperatura
inicial de 160°C, con un incremento de 20°C por min, hasta llegar a una temperatura
final de 280°C. La velocidad de flujo fue de 1.2 mL/min. Se utilizó la técnica de
monitoreo de iones seleccionados (SIM), la cual consiste en determinar el pico
sobresaliente que contenga los iones seleccionados, en este caso fueron los iones
sobresalientes 130 y 174 de acuerdo a su relación masa sobre carga (m/z). El tiempo
de corrida fue de 10 min. Con este procedimiento se determina la masa o
concentración de un componente en la muestra y compara su porcentaje de
composición. Se obtuvo el promedio de tr, de tres inyecciones por muestra.
Esta técnica analítica permite determinar una cantidad muy grande de
compuestos orgánicos, y brinda. un resultado llamado cromatograma, que es
característico en las condiciones obtenídas y simularía ta “huella dactilar” del
compuesto, que proviene del espectro de masa vía una línea de transferencia, el cual
es el resultado del barrido de la elución que es realizada por el espectro de masas
varias veces por segundo durante una corrida cromatográfica completa, generándose
una gran cantidad de datos sobre el compuesto.
Esta información se correlacionó con la curva de calibración específica y los
datos se transformaron a concentración (mg/L). Para el AIA, bajo las condiciones de
trabajo, el tiempo de retención fue de 6.3 min.
3.10. Determinación de ácido giberélico (GA3)
Para la extracción, separación y cuantificación de esta hormona también se
utilizó la metodología descrita por Rodrigo et al., (1997), este análisis se llevó a cabo
usando un GC-MS (HP 6890 GS System) con detector selectivo de masas (HP 5973
MS).
Las muestras se obtuvieron de yemas meristemáticas y ápices de hoja; se pesó
55
agitando durante 24 h; el homogenado se filtro a vacio, los residuos fueron levados
dos veces. con metanol al 80%, la fase líquida se ajustó a pi-i 8 usando 0.1 N de
NH4O-I con igual volumen de hexano; la solución se evaporó a sequedad a 35°C
para posteriormente ser utilizada para cuantificación de GA3.
Las muestras se filtraron en Milipore de 1cm de diámetro y 0.2 µm de tamaño
de poro. Posteriormente, fueron inyectadas en un volumen de 3 µL, a una
temperatura inicial de 60°C, con un incremento de 20°C por min, hasta llegar a una
temperatura final de 28O°C. La velocidad de flujo en la columna fue de 1.2 mL/min.
Se utilizó la técnica SIM, por lo que los iones seleccionados, en este caso fueron
347, 370, 475, 489 y 504 de acuerdo a su relación masa sobre carga (m/z). El
equipo funcionó a una presión de 0.5 - 3.8 PSI y un tiempo de corrida de 12 min.
La información proveniente del cromatograma fue correlacionada con la curva
de calibración específica y los datos transformados a una concentración conocida, El
tiempo de retención para GA3 fue de 8.4 min en las condiciones de trabajo utilizadas.
3.11. Determinación de 6-amino purina (Adenina)
Para la extracción, separación y cuantificación de esta hormona ‘se utilizó la
metodología descrita por Müller et al., (1988) mediante el procedimiento GC-MS.
Las muestras se obtuvieron de ápice de raíz en desarrollo; se pesaron 5 g de
tejido fresco; la extracción se realizó con metanol frío (4°C) al 70% y se agitó durante
24 h; se filtró y la fracción orgánica se evaporó en rotavapor a 40°C, se redisolvió en
agua con pH=4 y se almacenó en refrigerador antes de hacer la determinación.
Finalmente se filtraron todas las muestras en papel filtro Milipore de 1 cm de
diámetro y 0.2 m de tamaño de poro, luego se inyectó manualmente al equipo
mencionado, para hacer la cuantificación de la hormona descrita.
Las condiciones de corrida fueron semejantes a las anteriores: las muestras
fueron inyectadas en un volumen de 3 L, a una temperatura inicial de 160°C, con
un incremento de 20°C por min, hasta llegar a una temperatura final de 25O°C. La
velocidad de flujo en la columna fue de 1.2 mL/min. Al utilizar la técnica SIM, los
iones fueron 135, 108, 81 y 54 de acuerdo a su relación masa sobre carga (m/z). El
56
equipo funcionó a una presión de 0.5 - 3.8 .PSI y un tiempo de corrida de 10 min.
Bajo las condicionas de trabajo, la adenina tuvo un tiempo de retención de 7.3 min.
3.12. Determinación de clorofila total
Para la determinación de clorofila ‘total, se utilizaron los siguientes materiales:
hielera, papel filtro, papel
aluminio,
sacabocados de ll mm aproximadamente,
balanza, estufa, morteros, acetona (Merck Co.), centrífuga clínica, espectrofotómetro
(UV - Visible Perkin-Elmer) y carbonato de calcio (Merck Co.).
Para la determinación de clorofila “a” y “b”, se utilizó la metodología basada en
el método de Harbone (1973). El muestreo se realizó en las diferentes fechas
descritas con anterioridad, donde, la hoja de la planta que sirvió de muestra, se
envolvió en papel filtro húmedo y en papel aluminio. Posteriormente se cortaron 6
discos (ll mm) de cada hoja. Tres discos se colocaron en la estufa hasta su
deshidratación para determinar el peso seco. Los otros tres discos se tomaron para
hacer la extracción de clorofila. Los tres discos de la hoja se maceraron y trituraron
con 10 ml de acetona al 80%, agregando un poco de carbonato de calcio. La mezcla
se centrifugó a 3000 rpm durante 5 min, hasta que los residuos se compactaron en el
fondo del tubo, para tomar libremente el sobrenadante. Este se aforó a un volumen
de 10 ml, para hacer las lecturas de absorbancia relativa en el espectrofotómetro. Se
tomaron las lecturas de absorbancia a 645 y 663 nm. Se utilizó un blanco de acetona
al 80%.
Las cantidades de clorofila "a”, “b” y total se obtuvieron sustituyendo los valores
obtenidos en las ecuaciones siguientes:
Clorofila "a" = 12.7 (Absorbancia 663 nm) - 2.69 (Absorbancia 645 nm) = mg/L
Clorofila “b” = 22.9 (Absorbancia 645 nm) - 4.68 (Absorbancia 663 nm) = mg/L
Clorofila total = (Absorbancia 663 nm) + 20.2 (Absorbancia 645 nm) = mg/L.
3.13. Determinación de proteínas totales solubles
Para la extracción y cuantificación de las proteínas totales solubles, se utilizó la
metodología propuesta por Bradford (1976).El reactivo de Bradtord utilizado se
57
Preparó a base de: 100 mg de azul de Coomasie, 50 mL de etanol, 100 mL de ácido
fosfórico Y agua destilada, y se aforó a un litro.
Inicialmente Se preparó Una curva de calibración utilizando albúmina sérica
bovina (ASB) como estándar (0.5, 1 2 4 8 y 16 g/mL), uyendo con agua
destilada; se añadió 2.0 ml del reactivo’ de Bradford Y Se procedió a leer
inmediatamente a 620 nm). Una vez obtenidas las lecturas de cada muestra en el
espectrofotómetro, se elaboró 1a curva patrón y se realizó el análisis de regresión
lineal. Se Pesó un gramo de tejido vegetal fresco, se lavó cuidadosamente y en agua
destilada se homogeneizó hasta obtener una pasta muy fina. Posteriormente se
tomó una submuestra del homogenado de
destilada. Se añadió 2.0 mL de
ocacionando
400 L de agua
reactivo de Bradford y se agitó suavemente. Se
procedió a medir la cantidad de proteinas en un espectrofotómetro DU-65 Beckman,
donde Se hicieron las lecturas a 620 nm en luz visible y finalmente se correlacionaron
los Valores obtenidos basándose en la curva de calibración, para expresarlos en
µg/mL.
3.14. Cuantificación de esporas de HMA
En este estudio se hizo el conteo de esporas, ya que éstas se reprodujeron en
un cultivo trampa (frijol) antes de ser utilizadas para la inoculación en el experimento
de chile. Para la cuantificación de esporas se utilizó Ia metodología propuesta por
Gerdeman Y Nicolson (1963), la cual consistió en lo siguiente. Se pesó 100 g del
suelo-inóculo Y se colocó en un vaso de precipitados de dos litros de capacidad Y se
agregó agua potable común y agitando mecánicamente durante 10 min para
Propiciar una suspensión. Se dejó reposar durante 3 min y la suspensión se pasó por
una serie de tamices de 250, 105 y 44 µm de diámetro de poro en forma sucesiva,
lavando Con agua. Dos veces más se agregó agua al decantado del suelo y se repitió
el tamizado. A la fracción obtenida del tamiz de 44 m, se agregó sacarosa al 30%
y Se agitó suavemente durante 10 minutos; se centrifugó a 2500 rpm (Jenkins, 1964)
y Se recolectaron las esporas; posteriormente éstas se pasaron sobre papel filtro
húmedo para su conteo en microscopio estereoscópico. Los datos obtenidos se
reportan en el cuadro 3, los cuales son el promedio de seis repeticiones.
58
4. RESULTADOS
4.1. Efecto de los HMA sobre el crecimiento de las plantas de chile
En el estudio realizado con los dos cultivares de chile e inoculados con las tres
cepas de hongos micorrízicos arbusculares (HMA), se estableció que los valores
obtenidos para los diferentes parámetros evaluados, fueron mayores en las plantas
inoculadas, con respecto a las plantas sin inocular. Se aprecia que en el cultivar
ancho fue mayor la evidencia del efecto de la colonización MA. De manera general
se demostró que la inoculación de Glomus sp. Zac-19, Glomus intraradices y Glomus
etunicatum, indujeron respuestas favorables en las plantas. Mismas que se
proporcionan a continuación.
4.1 .1. Altura de plantas de chile
Los hongos micorrízicos que confirieron un mayor efecto sobre la altura de
plantas fueron Glomus sp. Zac-19 y Glomus intraradices. El mayor crecimiento
registrado, fue en el cultivar de chile ancho, inoculado con Glomus sp. Zac-19, con
una altura de ll 9 cm, mientras que en el control fue de 110 cm, teniéndose un
incremento del 8%.
Las plantas de chile mirasol presentaron una altura promedio de 111 cm,
mientras que en las plantas sin inocular fue de 93 cm, registrando una diferencia del
16%. Se manifestó un efecto significativo (P<_0.05), esto indica que la altura de la
planta (promedio de los dos cultivares), se incrementó conforme aumentó la
colonización micorrízica; sin embargo, la altura de planta fue mayor en el chile ancho,
donde se aplicó Glomus sp. Zac-19, lo cual se aprecia en las Fig. 1 y 2.
59
Figura 1. efecto de la inoculación de HMA sobre la altura (cm) de plantas de chile
mirasol a diferentes tiempos de estudio, crecidas en condiciones de invernadero.
Figura 2. Efecto de la inoculación de HMa sobre la latura (cm) de plantas de chile
ancho a diferentes tiempos de estudio, crecidas en condiciones de invernadero.
El análisis de la asociación de la altura de planta de chile mirasol en la etapa
de crecimiento vegetativo (40 días de edad) fue positiva con varios parámetros
evaluados. Los coeficientes de correlación fueron los siguientes: con la colonización
micorrízica (0.71), con el contenido de clorofila (0.92) y con el número de hojas
(0.60). Al inicio de floración (80 días), con la concentración de ácido giberélico (0.71);
mientras que en la etapa de formación de frutos (120 días de edad), las variables con
60
más correlación fueron: el’ porcentaje de colonización (0.84) y la concentración de
auxinas (0.82); mientras que en la madurez fisiológica (160 días), las variables que
más se correlacionaron con la altura de planta fueron: el peso fresco total (0.91), el
número de frutos y el número de hojas (0.90), el peso fresco (0.87), la concentración
de AIA y GA 3 (0.85), el porcentaje de colonización (0.82) y la clorofila total (0.77).
En el cultivar de chile ancho, en la etapa de crecimiento vegetativo (40 días)
de la planta, esta variable se asoció con el número de hojas (0.65); al inicio de
floración (80 días), con el porcentaje de colonización (0.84), con la concentración de
AIA (0.85) y con la concentración de GA3 (0.75); y a la madurez fisiológica (160 días)
se asoció positivamente con el porcentaje de colonización (0.92), con el número de
hojas (0.83), con la clorofila total (0.80) y con el número de frutos (0.70).
4.1.2. Número de hojas en plantas de chile
Las hojas juegan un papel importante en el cultivo de chile porque, en función
del número de éstas, se puede determinar la futura producción. En este experimento
se encontró que las plantas de chile inoculadas con los HMA, presentaron mayor
cantidad de hojas (100%) que las plantas sin inocular. El inóculo que propició mayor
efecto fue el consorcio Glomus sp. Zac-19, con 297 hojas por planta, seguido de
Glomus etunicatum con 259, con G. intraradices fue de 203, mientras que las plantas
sin inocular presentaron 148 hojas al final del ciclo de cultivo.
El número de hojas entre cultivares no fue significativo, ya que en chile
mirasol, el número de hojas fue de 226, mientras que para chile ancho fue de 227
(Fig. 3 y 4).
61
El análisis de correlación para los valores registrados en plantas del cultivar
mirasol, a los 40 y 80 días, mostró coeficientes significativos entre el área foliar y el
número de hojas (0.68 y 0.90, respectivamente). A los 120 días, con la concentración
de 6-amino purina (0.79) y a los 160 días de edad, se presentó mayor correlación
con el peso fresco total (0.86), con el peso de fruto (0.84), con AIA (0.87) y con GA3
(0.67).
En plantas del cultivar chile ancho, a los 40 días de edad de la planta, los
valores no mostraron una correlación significativa; mientras que a los 80 días se
registró un coeficiente significativo con el número de hojas (0.76); a los 120 días, con
el número de hojas (0.85), con 6-amino purina (0.87), con GA3 (0.84) y con el
contenido de proteínas totales solubles (0.72); y a los 160 días de edad se
correlacionó con el peso fresco total (0.95) y con la concentración de AIA (0.89).
4.1.4. Diámetro de tallo en plantas de chile
El diámetro como un parámetro que permite conocer el vigor de la planta,
manifestó diferencia estadística (P<_0.05) entre los inóculos utilizados, sobresaliendo
la cepa de Glomus intraradices y el consorcio Glomus sp. Zac-19 y se evidenció con
el cultivar de chile ancho y estadísticamente significativo a los 160 días de edad de
la planta (Cuadros 7 y 8).
64
Cuadro 7. Efecto de la inoculación de HMA sobre el diámetro de tallo (mm) en
CME
0.063
0.208
0.54
0.005
Los datos son promedio de cuatro repeticiones y no son significativamente diferentes cuando
son seguidas por la misma letra.
Cuadro 8. Efecto de la inoculación de HMA sobre el diámetro de tallo (mm) en
plantas de chile ancho.
GL error = 12; Prueba de Tukey a) = 0.01)
Los datos son promedio de cuatro repeticiones y no son significativamente diferentes cuando
la son seguidos por misma letra.
65
4.1.5. Longitud de raíces en plantas de chile
La mayor longitud de raíz se registró en las plantas inoculadas: con HMA,
sobresaliendo las colonizadas por Glomus etunicatum, registrándose valores de 56
cm. El uso de los hongos micorrízicos arbusculares beneficiaron a la longitud radical
de las plantas de chile y de manera significativa en el cultivar de chile ancho, a los 40
y 1 60 d ías de edad de las plantas, estableciéndose un incremento del 22% en la
longitud radical entre las plantas inoculadas y el control. La diferencia en la longitud
del sistema radical, entre los cultivares fue de 9%, siendo superior en el cultivar de
chile ancho (50 cm). El coeficiente de variación promedio de las cuatro etapas de
muestreo fue del 9.07% y la longitud radical tuvo una correlación positiva (0.76) con
la colonización micorrízica (Fig. 5 y 6).
60--
Longitud e raíz (cm)
50--
G. Zac-19
+ G. etunicatum
40--
G. intraradices
Cotrol 1
30-20-10
0-40
80
Tiempo (dias)
120
160
Figura 5. Efecto de la inoculación de HMA sobre la longitud de raíz (cm) en plantas
de chile mirasol a diferentes tiempos de estudio, crecidas en condiciones de
invernadero.
66
75
Zac-19
----- G. efunicafum
G. infraradices
Control 2
0
120
80
160
tiempo (dias)
1
Figura 6. Efecto de la’ inoculación de HMA sobre la longitud de raíz (cm) en plantas
de chile ancho a diferentes tiempos de estudio, crecidas en condiciones de
invernadero.
4.2. Colonización rnicorrízica en plantas de chile
La colonización micorrízica mostró variación a través de diferentes estados de
desarrollo de las plantas de chile, cuyos intervalos fueron de 12% a los 40 días y del
44% de colonización a los 160. Los hongos del consorcio Glomus sp. Zac-19 y
Glomus intraradices presentaron los valores más altos en la etapa de fructificación.
También se observó que la colonización micorrízica se incrementó paulatinamente,
en función del estado de desarrollo de las plantas (Fig. 7 y 8).
40--
etunictum
Figura 7. Colonización micorrízica en plantas de chile mirasol, crecidas en
condiciones de invernadero.
67
Zac-19
- G. etunicatum
G. intraradices
---x-- Control 2
Figura 8. Colonización mìcorrízica en plantas de chile ancho, crecidas en condiciones
de invernadero.
En el cultivar de chile mirasol, a los 40 días de edad, el porcentaje de
colonización micorrízica se correlacionó con la altura de planta (0.71); a los 80 días
se correlacionó con el área foliar (0.71), con el peso fresco total (0.72), con la
concentración de 6 amino purina (0.93), con ácido giberélico GA3 (0.75) y con la
clorofila total (0.66); a los 120 días con la altura de planta (0.84), número de hojas
(0.70), el peso fresco total (0.89), la concentración de 6 amino purina (0.90) y con la
clorofila total (0.70); mientras que al los 160 días se presentó la mayor correlación
con las variables: altura de planta (0.82), con el peso fresco total (O-83), con el
número de frutos (0.68), con la concentración de 6 amino purina (0.72) y con AIA
(0.65).
En el cultivar de chile ancho, a los 40 días de edad, el porcentaje de
colonización micorrízica se correlacionó con el número de hojas (0.70), con la
concentración de AIA (0.80) y con la clorofila total (0.92); a los 80 días, con la altura
de planta (0.84), con la concentración de AIA (0.98) y con la clorofila total (0.86); a
los 120 días de edad con el número de hojas, con la concentración de 6 amino purina
(0.69), con la clorofila total (0.91) y se presentó una correlación negativa con la
concentración de AIA (-0.72); a los 160 días se correlacionó con la altura de la planta
(0.92), con el número de hojas (0.77), con el número de frutos (0.83), con la
concentración de AIA (0.71) y con la clorofila total (0.85).
68
4.3. Contenido de clorofila total
El efecto de los hongos micorrízico-arbusculares en el contenido de clorofila
total, fue evidente comparado contra las plantas sin inocular, con una diferencia del
10%. Se observó un efecto significativo entre inóculo, sobresaliendo Glomus
intraradices
(41.37 mg/L) a los 160 días de edad. La diferencia entre cultivares, fue
notoria destacando que, el cultivar de chile ancho sobresalió al mirasol a los 40, 120
y 160 días de edad (Fig. 9 y 10).
- -
G. etunicatum
G. intraradices
Figura 9. Efecto de los HMA sobre el contenido de clorofila ‘total en plantas de chile
Clorofila total mg/L)
mirasol.
15 10 5 -
50
45
40
35
30
25
20
G. etunicatum
G. intraradices
---x---
control-2
0
40
80
120
Tiempo (días)
160
Figura 10. Efecto de los HMA sobre el contenido de clorofila total en plantas de chile
ancho
69
En el cultivar de chile mirasol, a los 40 días de edad, la clorofila total presentó
una correlación con la altura de planta (0.92) y con el porcentaje de colonización
(0.73); a los 80 días de edad, solamente se presentó correlación con el porcentaje de
colonización (0.66); a los 120 días se presentó correlación con la concentración de 6
amino
purina (0.68),
giberelina GA 3 (0.87),
AIA (0.60) y con el porcentaje de
colonización (0.70); mientras que a los 160 días se presento mayor correlación con
las variables: altura de planta (0.77), área foliar (0.77), peso fresco total (0.89),
número de frutos (0.75), peso de fruto (0.75), con la concentración de AIA (0.74) y
con el porcentaje de colonización (0.92).
En el cultivar de chile ancho, a los 40 días de edad de la planta se presentó
una correlación con el porcentaje de colonización (0.92); mientras que a los 80 días
de edad se correlacionó con el peso fresco total (0.84) y con el porcentaje de
colonización (0.86); a los 120 días, con el número de frutos (0.72), con el porcentaje
de colonización (0.91) y con el contenido de proteínas totales solubles (0.72); a los
160 días con la altura de planta (0.80), con el número de frutos (0.72) y con la
concentración de AIA (0.85).
4.4. Contenido de proteínas totales solubles
Las proteínas desempeñan una gran cantidad de funciones, siendo de las
sustancias orgánicas más importantes para las células. Se utilizan como material
estructural, hormonas, enzimas y como protección contra infecciones. De manera
general se aprecia que el contenido de proteínas totales solubles, es mayor en las
plantas inoculadas que en las no inoculadas, lo cual puede tener un efecto directo en
la producción y en la calidad de los frutos, así como en el contenido de los
promotores del crecimiento vegetal.
Se estableció una diferencia significativa entre inóculos, sobresaliendo
Glomus sp. Zac-19 y Glomus intraradices en los muestreos realizados. La diferencia
en el contenido de proteínas totales solubles, entre las plantas inoculadas con HMA y
las no inoculadas fue del 20% (Fig. ll y 12).
70
Concentración en
microgramos/mL
+ Glomus etunicatum
Glomus
intraradices
- - -X- - -control-l
80
40
120
TlEMPO
160
(días)
Figura 11 I Efecto de los HMA sobre el contenido de proteínas totales solubles en
Concentración en
en microgramos/L
plantas de chile mirasol.
-._______
_ _______ -.--l
0.95
40
80
TIEMPO
(días)
120
160
Figura 12. Efecto de los HMA sobre el contenido de proteínas totales solubles en
plantas de chile ancho.
En el cultivar de chile mirasol a los 40 días de edad, se correlacionó
únicamente con el porcentaje de colonización (0.77).
En el cultivar de chile ancho a los 120 días de edad, se correlacionó con el
área foliar (0.72), con AIA (0.77) y con la clorofila total (0.72).
71
4.5. Número y peso fresco de frutos de chile
En estas variables, se registró que los hongosmic orrízicos arbusculares
tuvieron un efecto positivo, destacándose que las plantas inoculadas con Glomus sp.
Zac-19 y Glomus intraradíces mostraron mayor número de frutos (35 y 32,
respectivamente), comparado con las plantas sin inocular (21), en términos
porcentuales esto significa un aumento del 46%. De igual forma se observó que el
número de frutos fue mayor en el cultivar mirasol, lo cual se atribuye a sus
características genéticas (Fig. 13 y 14).
En el cultivar de chile mirasol, al momento de la cosecha se presentó
correlación con el número de frutos y con la concentración de AIA (0.94), con la de
giberelina GA3 (0.95) y con el porcentaje de colonización (0.68).
En el cultivar de chile ancho al momento de la cosecha, se presentó
correlación con el número de frutos y con altura de planta (0.70) con el área foliar
(0.90), con el peso fresco total (0.87), con el peso de fruto (0.88) y con la
concentración de AIA (0.81).
G. sp. Zac-19
G.
etunicatum
G. intraradices
control
Figura 13. Efecto de los HMA sobre el número de frutos en plantas de chile mirasol.
72
0
G. sp. Zac-19
G. etunicatum
G. intraraciices
control
Figura 14. Efecto de los HMA sobre el número de frutos en plantas de chile ancho.
La producción de chile, calculada como peso fresco del fruto, muestra que
para las plantas inoculadas con Glomus
sp. Zac-19, Glomus etunicatum y con
Glomus intraradices presentaron mayor producción (0.81, 0.54 y 0.68 kg.,
respectivamente) que las plantas no inoculadas (0.44 kg). El incremento en el peso
fresco de fruto entre las plantas inoculadas y las no inoculadas fue del 53%. Estos
resultados muestran la importancia de encontrar las mejores interacciones entre el
hongo MA y cultivar de chile, lo cual mejore y optimice el proceso de producción.
También sedebe destacar que hubo diferencia significativa entre cultivares, ya que
en el cultivar de chile mirasol se obtuvo en promedio 0.52 kg, mientras que en chile
ancho fue de 0.71 kg (Fig. 15 y 16).
La asociación del rendimiento del fruto con las características agronómicas
varió en relación con los cultivares empleados.
En el chile mirasol se observaron
correlaciones positivas significativas con la altura de la planta (0.87), con el área
foliar (0.84) y con el peso fresco total (0.93); mientras que en el cultivar de chile
ancho, el rendimiento mostró correlaciones positivas significativas con el área foliar
(0.95),
con el peso fresco total (0.84), con el número de frutos (0.88) y con el
contenido de AIA (0.81).
73
Figura 15. Efecto de los HMA sobre el peso fresco de frutos en plantas de chile
mirasol
1.2
PESO FRESCO KG
1
08.
0.6
0.4
0.2
0 --
G. sp. Zac-19
G. etunicatum
G. intraradices
control
Figura 16. Efecto de los HMA sobre el peso fresco de frutos en plantas de chile
ancho.
Los resultados obtenidos muestran que hubo efecto de los HMA en la
concentración de AIA en tres etapas fenológicas del cultivo (desarrollo, floración y en
la madurez fisiológica), es decir a los 40, 80 y 160 días de edad de la planta,
mientras que a los 120 días (etapa de formación de frutos), las plantas sin inocular
fueron superiores a las inoculadas con Glomus
sp. Zac-19.
La diferencia en
74
concentración de AIA, entre las plantas inoculadas y las no inoculadas fue del 45%.
Por otro lado también se observa que hay diferencia entre cultivares, ya que en
general las plantas del cultivar mirasol mostraron mayor concentración de AIA que
las de chile ancho, en un 32% (Cuadro 9).
Cuadro 9. Efecto de los HMA sobre la concentración de AIA (mg/L) en diferentes
etapas fenológicas de plantas de chile
Cultivar
Inóculo
Mirasol
Edad de la planta (días)
40
80
120
160
G. sp. Zac-19
0.57 b
11.50 c
3.67 b
7.01 a
G . etunica tum
0.19 c
16.63 a
2.29 c
3.40 b
G. in traradices
1.14 a
15.23 b
1.32 d
6.56 a
0.16c
11.12c
4.44a
3.10b
Control 1
Ancho
G. sp. Zac-19
1.35b
11.81c
2.36d
7.34a
G. etunicatum
2.86a
14.65a
3.06c
4.9b
G. intraradices
2.75a
14.00b
4.97b
4.24c
1.12c
5.89d
6.04a
Control 2
2.69d
Análisis estadístico por cultivar de acuerdo con la prueba de Tukey a = 0.01
Los datos son promedio de cuatro repeticiones y no son significativamente diferentes cuando son seguidos
por la misma letra, dentro de un mismo cultivar.
4.7. Concentración de ácido giberélico (GA3)
.
De los resultados obtenidos se aprecia que existe diferencia altamente
significativa en el contenido de GA3 y que la máxima concentración se registró en las
plantas inoculadas con Glomus s p . Zac-19 y Glomus etunicatum. T a m b i é n s e
observó que en los tratamientos donde se aplicó HMA superaron en concentración
75
de ácido giberélico a las plantas no inoculadas y en todas las etapas fenológicas
(Cuadro 10).
La diferencia en la concentración de este regulador del crecimiento, entre las
plantas inoculadas y las no inoculadas fue del 50%. Por otro lado, también se
observa que hay diferencia entre cultivares, ya que en general las plantas del cultivar
mirasol mostraron mayor concentración de GA3 que las de chile ancho, en un 50%.
Cuadro 10. Efecto de los HMA sobre la concentración de GA3 (mg/L) en diferentes
etapas fenológicas de plantas de chile
Cultivar
Inóculo
Mirasol
Edad de la planta (días)
40
80
120
160
G. sp. Zac-19
1.8 a
15.0 a
15.0 a
8.5 a
G. etunica tum
3.6 c
15.0 a
6.0 b
3.1 a
G. intraradìces
12.0 a
8.50 a
15.0 a
6.0 b
8.0 a
6.50 b
6.5 b
3.1 b
10.5 a
8.0 a
3.0 a
6.5 ab
G. etunicatum
6.5 a
13.0 ab
1.0 b
6.3 ab
G. intraradices
6.0 a
8.5 a
1.0 a
3.3 a
Contro 2
6.1 a
6.5 b
1.0 b
3.0 b
Control 1
Ancho
G. sp. Zac-19
Análisis etadistico por culivar deacero con la prueba de Tukay a= 0 01
,
Los datos son promedio de cuatro repeticiones y no son significativamente diferentes cuando son seguidos por la
misma letra, dentro de un mismo cultivar.
4.8. Concentración de 6-amino purina
Los resultados muestran que hubo diferencia significativa (P<_0.01) para (los
inoculantes utilizados, destacando que el mayor contenido de 6-amino purina se
76
presentó en las plantas inoculadas con Glomus sp.Zac-19 a los 80, 120 y 160 días
de edad. Es importante señalar que el contenido de este regulador del crecimiento, a
los 120 días fue más alto, a diferencia de los contenidos de AIA y de GA3. Los
tratamientos donde se aplicaron HMA, superaron en concentración de esta citocinina
a las plantas no inoculadas en un 20% en promedio. Así mismo, se observó
diferencia entre cultivares, donde el contenido de 6-amino purina fue superior en el
cultivar de chile ancho a los 80, 120 y 160 días de edad.
Para la concentración de .6-amino purina del sistema radical en los cultivares
de chile y los inoculantes empleados, los análisis de varianza permitieron detectar
una respuesta diferencial (P<_0.01)
entre los inoculantes utilizados (Cuadro ll).
Cuadro ll. Efecto de los HMA sobre la concentración de 6-amino purina (mg/L) en
diferentes etapas fenológicas de plantas de chile.
Cultivar
Mirasol
Inóculo
Edad de la planta (dias)
40
80
120
160
G. sp. Zac-19
3.1 a
4.5 a
7.3 a
2.9 a
G. etunicatum
3.2 a
4.1 ab
6.2 b
3.2 a
G. intraradices
3.2 a
4.1 a
7.1 a
2.3 b
Control 1
3.1 a
3.5 b
6.1 b
1.9 b
3.3 a
5.1 a
9.5 a
2.9 ab
Ancho
G. sp. Zac-19
G.etunicatum
3.2 a
4.9 ab
7.5 b
2.7 ab
G.intraradices
3.1 a
5.1 a
9.1 a
3.3 a
Control 2
3.1 a
4.5 b
7.2 b
2.5 b
Análisis estadístico por cultivar de acuerdo con la prueba de Turkey a= 0.01
Los datos son promedio de cuatro repeticiones y no son significativamente diferentes cuando son seguidos por la
misma letra, dentro de un mismo cultiva.
50. DlSCUSlÓN
La presente investigación, donde se evaluó el efecto de la colonización con
hongos micorrízicos arbusculares, sobre la concentración de los reguladores de
crecimiento vegetal en plantas de chile, revelan resultados positivos, ya que en el,
caso del ácido indol 3-acético (AIA), en las muestras evaluadas, el contenido de este
regulador de crecimiento en brotes de hojas apicales de los dos cultivares de chile
fue superior a los 40, 80 y 160 días en comparación con las plantas no inoculadas.
Es posible que el incremento de AIA en las etapas fenológicas haya promovido la
elongación del tallo en las plantas colonizadas por los HMA. A los 120 días de edad,
las plantas no inoculadas presentaron mayor contenido de esta hormona que las
plantas inoculadas con Glomus sp. Zac-19, esto podría ser atribuido a algunos
factores genéticos propios de la planta y que es necesario plantear en nuevas
investigaciones para su conocimiento.
La máxima concentración de AIA registrada fue al inicio de la floración (80
días), estos resultados son diferentes a los reportados por Danneberg et a/., (1992),
quienes encontraron un efecto similar entre los tratamientos evaluados en plantas de
maíz (Zea mays L.), aunque los niveles de AIA que ellos encontraron fueron
ligeramente superiores a los 120 días. Estos resultados permiten afirmar que sí hay
un efecto de los HMA sobre las plantas de chile en la concentración de ácido indol 3acético y de manera muy importante a los 80 días de edad, lo cual coincide con la
etapa de floración de las plantas de chile (Capsicum annuum L.).
Los valores obtenidos para la concentración de AIA, muestran que la cepa de
Glomus intraradices fue la que sobresalió para los dos cultivares de chile, ya que los
valores acumulados fueron más altos (24.25 y 25.96 mg/L) para chile mirasol y ancho
respectivamente.
Para el caso de ácido giberélico (GA3), la concentración más alta se presentó
al inicio de la floración (80 días) en las plantas inoculadas con HMA en comparación
con las plantas no inoculadas. Los resultados obtenidos permiten afirmar también
que la dinámica de esta hormona es más variable en el caso de chile mirasol que en
chile ancho. Esto concuerda con los resultados obtenidos por Allen et al., (1982), los
78
cuales encontraron que los niveles de giberelinas se incrementaron con la simbiosis
micorrízica en plantas de Bouteloua gracilis.
Akiyama y Hagashi (2002) encontraron que el nivel de terpenoides se
incrementó en raíces de melón al ser colonizadas con Glomus caledonium, con lo
cual se asegura que los HMA promueven la acumulación de gíberelinas. Estos
mismos autores afirman que la inoculación con Glomus mosseae, también mejoró la
acumulación de triterpenos.
La concentración de AIA y GA3, mostraron un comportamiento similar, ya que
a los 40 y 160 días presentan una concentración baja, mientras que a los 80 y 120
días su concentración se incrementa de manera significativa en ambos cultivares de
chile. Esto posiblemente se deba a que la demanda hormonal por parte de la planta
supera a su síntesis a los 40 y 160 días de edad; también puede ser que la
colonización de los hongos micorrízicos arbusculares influyó positivamente en la
producción de estas hormonas a los 80 y 120 días de edad, los cuales mejoraron el
vigor de la planta, aumentaron la elongación del tallo y el crecimiento celular, lo que
se reflejó en un mayor número de hojas y mayor área foliar.
Los resultados muestran que la colonización micorrízica en plantas de chile
modificaron el balance hormonal de GA3, y que la cepa de Glomus intraradices fue la
que sobresalió para el cultivar de chile mirasol con 41.5 mg/L acumulados en las
cuatro etapas , mientras que para el cultivar de chile ancho sobresalió el consorcio
Glomus sp. Zac-19, ya que el valor acumulado fue de 28.0 mg/L.
En el caso de 6-amino purina en brotes de raíces, a los 40 días (crecimiento
vegetativo), la concentración fue similar en los tratamientos y entre cultivares,
mientras que en los diferentes estadios del desarrollo (80, 120 y 160 días), la
concentración de esta hormona fue superior en fas plantas inoculadas con respecto
de las plantas sin inocular, lo cual pudo afectar la expansión de tejidos de hojas
\
(dada su capacidad para inducir división celular) y actuar sobre los pigmentos de
clorofila, ya que se incrementó en las plantas inoculadas con los HMA. Los niveles de
citocininas han sido incrementados como resultado de la simbiosis micorrízica y esto
concuerda con los resultados obtenidos por Allen
et al., (1980),
en sus
investigaciones con plantas de B. gracilis.
80
Los valores obtenidos para la concentración de 6-amino purina muestran que
el consorcio Glomus sp. Zac-19, fue la que sobresalió para los dos cultivares de chile
mirasol y ancho con valores acumulados de 17.8 y 20.8 mg/L respectivamente.
Muchos microorganismos como Azofobacfer (Taller y Wong, 1989) o
Rhizobium (Sturtevant y Taller, 1989) son reconocidos por producir fitohormonas y
los resultados de esta investigación demuestran que los hongos micorrízicos lo
hacen también, lo cual coincide con los trabajos realizados por Barea y Azcóh
(1982). También se ha descrito que la colonización de los HMA incrementan el flujo
de citocininas desde las raíces hasta los brotes apicales en cítricos (Dixón et al.,
1988). Las citocíninas típicamente estimulan la síntesis de proteínas y clorofila, así
como la división y expansión celular en plantas.
La correlación entre el grado de colonización micorrízica y los niveles
hormonales encontrados fue positiva en las diferentes fenofases de las plantas, por
lo que se acepta la hipótesis planteada, sin embargo a los 120 días de edad en el
cultivar de chile ancho, los niveles de auxinas y giberelinas disminuyeron a medida
que la colonización aumentó, mientras que los niveles de citocininas se elevaron. Las
interacciones entre los hongos micorrízicos y las plantas de chile son complejas, y
esto tiene relación directa con muchos otros factores involucrados en regular esta
simbiosis.
Los HMA pueden afectar el balance hormonal de la rizósfera, ya que secretan
una gran cantidad de reguladores de crecimiento como AIA, citocininas, giberelinas,
ABA, vitaminas y compuestos volatiles. De tal suerte se ha demostrado que el AlA es
la hormona que promueve principalmente la colonización MA en la raíz hospedadora
(Gianinazzi, 1991; Bethlenfalvay y Schuep, 1994,; Hodge, 2000). Lo antes citado
coincide con los resultados obtenidos ya que, en el presente trabajo de
investigación, se demostró que las plantas de chile mirasol y ancho inoculadas con
HMA incrementaron la concentración de AIA, GA.3 y 6-amino purina. Con relación a lo
anterior, se ha cumplido en dar respuesta a la pregunta científica, ya que las plantas
de chile inoculadas con HMA, mostraron una modificación en el balance hormonal y
existió una correlación positiva entre los reguladores de crecimiento y la colonización
micorrízica.
80
La simbiosis de los HMA en plantas ‘de chile fue en promedio del 45%, estos
valores de colonización micorrízica son comparables a los reportados por Davies et
al., (1993) quienes reportan una colonización del 48% y ligeramente inferiores a los
reportados por Gaur et al., (1998). En este estudio se destaca que los hongos
Glomus sp. Zac-19 y Glomus intraradices, presentaron la mayor colonización,
mientras que Glomus etunicatum colonizó menos a las plantas de chile. Diferentes
investigadores como Smith y Gianinazzi-Pearson (1988), Harley y Smith (1983)
concuerdan que la colonización micorrízica, estimula el crecimiento vegetal, pero que
la dimensión de este estímulo del crecimiento es variable y depende del estatus
nutrimental, particularmente del abastecimiento
de fósforo.
De acuerdo a los resultados obtenidos en este trabajo, se encontró una
respuesta favorable para las variables agronómicas, mejorando su crecimiento y su
productividad.
La capacidad de los hongos micorrízicos arbusculares para colonizar a las
plantas de chile, bajo condiciones de invernadero fue en grado intermedio
de
micotrofía, lo cual mejoró algunos parámetros agronómicos como la altura de la
planta en un 18%, resaltando que estos resultados contrastan con lo reportado en la
literatura, en los cuales se ha consignado que la colonización micorrízica en plantas
de chile afecta positivamente su crecimiento vegetativo (Berta et al., 1994; AguileraGómez et a/.,1999).
El número de hojas y el área foliar, también fueron afectados positivamente
por la colonización de los HMA en un 100 y 64 %
, respectivamente, existiendo una
correlación directa entre ambas variables y que al final afectaron al peso fresco total
de la planta. Estos resultados coinciden con lo reportado por Davies et al., (2002), ya
que en un experimento de chile ancho del
CV.
“San Luis”, con inoculación de Glomus
fasciculatum y Glomus sp. Zac-19, se tuvo un efecto importante en la producción de
biomasa.
Las asociaciones entre la planta de chile y los HMA, incrementó en un 22% la
longitud de raíz, la cual influyó en que la planta tuviese un mejor anclaje al sustrato,
mayor absorción y transporte de agua y nutrimentos de minerales, una mayor síntesis
de reguladores de crecimiento y una mayor contribución a la rizósfera. Además de lo
81
anterior, la raíz influyó en el tamaño y forma- de la planta, en la floración y
fructificación, en el tamaño de fruto y en la producción. El diámetro de tallo fue
incrementado en un 20% en las plantas colonizadas por los HMA en comparación
con las no inoculadas, lo cual mejoró el vigor, se observó que las plantas eran más
robustas, de alto porte y en consecuencia se mejoró la productividad.
También se incrementó el contenido de clorofila total (10%) y el contenido de
proteínas totales solubles (20%), en las plantas inoculadas con HMA, lo cual
concuerda con estudios realizados por Davies et a/., (1993), los cuales reportaron
que en plantas micorrizadas de chile ancho se tuvieron altas tasas fotosintéticas, así
como mayor expresión del crecimiento y desarrollo, así como mayor capacidad de
absorción nutrímental, que en las plantas no inoculadas.
Estas variables que fueron afectadas por la colonización micorrizica,
propiciaron un mayor número de frutos (46%) y una mayor producción de chile fresco
(53%). Estos resultados indican que la inoculación de plántulas de chile con HMA
afectan en mayor magnitud los componentes del rendimiento final y que coinciden
con los resultados obtenidos por Yocom (1985);, Waterer y Coltman (1989); y Gaur
et a/., (1998), los cuales reportan un incremento en el rendimiento del 112% en Ias
plantas de chile que fueron inoculadas con Glomus intraradices. Es importante
reconocer que se presentaron algunas diferencias entre las especies de hongos
micorrízicos en cuanto al beneficio que aportaron a las plantas de chile.
Los inhibidores constituyen, entre los reguladores del crecimiento vegetal, un
grupo conformado por compuestos de estructura química muy variada que, por tanto,
provocan muy diversos efectos biológicos en las plantas, por lo que es importante
realizar estudios del efecto de los HMA sobre los inhibidores del crecimiento vegetal.
82
6. CONCLUSIONES
La colonización de los hongos micorrízicos arbusculares (HMA) tuvo un efecto
significativo en la concentración de ácido indol-3-acético (AIA), ácido giberélico (GA3)
y de 6-amino purina, en las plantas de los dos cultivares de chile (Capsicum annuum
L.) crecidas bajo condiciones de invernadero, en las diferentes fenofases del cultivo.
El efecto de los hongos micorrízicos en el desarrollo de las plantas de chile
mostró una correlación positiva con la concentración de los diferentes reguladores de
crecimiento en diferentes fenofases de la planta.
La respuesta de la colonización micorrízica en los dos cultivares de chile fue
diferente, ya que en la concentración de ácido indol-3-acético y de ácido giberélíco
(GA3) se presentó en mayor proporción en chile mirasol que en chile ancho. Mientras
que la concentración de 6-amino purina fue mayor en chile ancho.
Se estableció una correlación positiva entre los niveles de colonización
micorrízica y el contenido de promotores del desarrollo vegetal, los cuales
propiciaron un incremento en el crecimiento vegetativo y en la fase de fructificación.
El efecto de los hongos micorrízicos arbusculares (HMA) en la concentración
de los reguladores de crecimiento fue mayor para ácido giberélico (GA3), luego para
ácido indo-3-acético y finalmente para 6-amino purina en un incremento del 50, 45 y
20% de su concentración en los diferentes tejidos evaluados, lo que permite aceptar
la hipótesis planteada. Se estableció también que a medida que se incrementa el
contenido de GA3, se incrementa el contenido de AIA.
La colonización de los HMA en plantas de chile bajo condiciones de
invernadero, indujo respuestas favorables en el número de hojas (100%), área foliar
(64%), en el número de frutos (46%) y en el peso fresco del fruto (53%); que se
traduce en un mayor crecimiento y desarrollo e incremento en la producción de chile.
El efecto de la colonización micorrízica afectó la concentración de proteínas
totales solubles y el de clorofila total. Por tanto se sugiere investigar a mayor
profundidad que tipo de proteínas se están expresando en cada etapa fenológica de
la planta y en que concentración.
83
Los HMA evaluados en la presente investigación representan una alternativa
viable para las plantas de chile y en la medida que estos se apliquen en el proceso
productivo, los resultados serán favorables para los productores de este sistema
producto.
El grado de colonización registrado entre los HMA y las plantas de chile, no
fue significativamente diferente, lo cual sugiere que existen diferencias en cuanto a
Su efectividad, ya que los endófitos asociados a la misma planta, pueden tener
diferente efecto sobre el propio huésped dependiendo de su infectividad y efectividad
de colonización.
La inoculación micorrízica, mejoran el rendimiento de fruto frasco en plantas
de chile, registrándose un mayor efecto con Glomus sp. Zac-19 y con Glomus
intraradices, ya que fueron las cepas que indujeron una mayor concentración de
reguladores de crecimiento, así como mayor correlación con el crecimiento y
desarrollo de las plantas.
84
7. LITERATURA CITADA
Abbott, L.K. y Robson, A.D. (1982). The role of vesicular-arbuscular mycorrhizal
fungi in agriculture and the selection of fungi for inoculation. Australian Journal
Agricultura1 Research, 33: 389-408.
Afek, U., Rinaldelli, E., Menge, J.A., Johnson, E. y Pond, E. (1990). Mycorrhizal
especies, root age, and position of mycorrhizal inoculum influence colonization of
cotton, onion, and pepper seedlings. Journal of the American Society for Horticultura¡
Science, 115 (6): 938-942. .
Aguilera-Gómez, J., Davies, F.T, Olalde-Portugal, V., Duray, S.A. y Phavaphutanon,
L. (1999). Influence of phosphorus and endomycorrhiza (Glomus intraradices) on gas
exchange and plant growth of chile ancho pepper (Capsicum annuum L. CV. San
Luís). Photosynthetica, 36: 441-449.
Alexander, L.J. y Fairley, R.I. (1983). Effects of N fertilización on populations of time
roots and mycorrhizal in spruce humus. Plant and Soil, 71: 49-53.
Al-Karaki, G.N. (2002). Benefit, cost and phosphorus use efficiency of mycorrhizal
field-grown garlic at different soil phosphorus levels. Journal of plant nutrition 25 (6):
1 1751184.
Allen, M.F. (1991). The ecology of mvcorrhizae. Cambridge Univ. Press, Cambridae.
U.K. 312-321
Allen, M.F., Moore, T.S. y Christensen,M. (1980). Phytohormone changes in
Bouteloua gracilis infected by vesicular-arbuscular mycorrhizae:
Cytokinin
increases in the host plant. Canadian Journal of Botanv, 58: (3) 371-374.
Allen, M.F., Smith, W.K., Moore, T.S. y Christensen, M. (1981) Comparative water
relations and photosynthesis of mycorrhizal and non-mycorrhizal Bouteloua gracilis.
New Phytologist, 88: 683-693.
Allen, M.F., Moore, T.S. y Christensen, M. (1982). Phytohormone changes in
Bouteloua gracilis infected by vesicular-arbuscular mycorrhizae. ll. Altered levels of
gìbberellin like substances and abscisic acid in the host plant. Canadian Journal of
Botany, 60 (4): 468-471.
Akiyama, K. y Hagashi, H. (2002). Arbuscular mycorrhizal fungus-promoted
accumulation of two new triterpenoids in cucumber roots. Bioscience biotechnology
and biochemistry. 66 (4): 762-769.
85
Ames, R.N., Reid, C.P., Porter,L.K. y Cambardella C. (1983). Hyphal uptake and
transport of nitrogen from two N labelled sources by Glomus mosseae, a vesicular95 331-396
arbuscular mycorrhizal fungus. New Phytoloqist
Amzallag, G.N. Y Lerner-, H.R. (1995). Physiological adaptation of pIants to
environmental stresses. In: Handbook of Plant and Crop physiology M . essarakli
(Ed.), Marcel Dekker, Inc. New York.
Andersen, A.J. (1988). Mycorrhizae-host specificity and recognition. Phytopatholoqy
78: 375-378.
Altoszewski,
R.
(1973).
Regulación
de
teóricas. Wiadomosci Botaniczne, 18:. 37-4 1.
procesos
fisiológicos-consideraciones
Arines, J. (1991). Aspectos físico-químicos de la fijación y movilización biológica de
nutrimentos en el suelo Y su incidencia en la formación y efectos de las micorrizas VA
pp. 203-220. In: J. Oli vares Y J.M. Barea (eds.). Fijación y Movilización Biológica de
nutrientes, Vol ll. Nuevas Tendencias, CSIC. Madrid.
Ayling, S.M., Smith, S. E., Smith, F.A. y Kolesik, P (1997). Transport processes at
the plant-fungus interface in mycorrhizal associations: physiological studies. plant
and Soil 196: 305-310.
Azcón Aguilar, C. Y Barea, J.M. (1982). lnteractions between mycorrhizal
Other rhizosphere microorganismos. pp. 163-198 In. Allen M. J (ed) Mycorrhiza,
functioning. An integrative plant-fungal process. Routledge, Chapman & Hall, New
York.
Azcón-Aguilar, C., Barea, J.M. Y‘Roldan-Fajardo, B.E. (1984). Avances recientes en
el estudio de las micorrizas V-A. ll. F tac ores que afectan SU formación y función y
aplicaciones Prácticas en agricultura. Anales de Edafología y Agriobiología, Granada
España. 945-958.
Azcón-Aguilar, C., García-García, F. y Barea, J.M. (1991) Germinación y crecimiento
axenico de los hongos formadores de micorrizas vesículo-arbusculares. pp. 129-147.
In: Olivares y J.M. Marea (eds). Fijación Y movilización biolóqica de nutrientes, Vol 1II
Nuevas Tendencias, CSIC. Madrid.
Azcón-Aguilar, C. y Piche, Y. (1998). Architecture and developmental dynamics of
the external micelium of the simbiotic arbuscular mycorrhizal fungi. New phytologist,
139: 375-388.
Azcón-Aguilar, C., Bago, B. Y Barea, J.M. (1998). Saprophytic growth of AMF. pp.
391-407. ln: A Varma and B. Hock. (eds.). Mycorrhiza. Structure, Functjon, Molecular
Berlin.
Biology and Biotechnology. 2 nd . ed Springer-Verlag,
86
Azcón-Aguilar, C., García-García, F. y Barea, J.M. (1991). Germinación y crecimiento ‘\
axénico de los hongos formadores de micorrizas vesículo-arbusculares. pp. 129-147.
In: Olivares y J.M. Marea (eds). Fijación y movilización biológica de nutrientes, Vol II.
Nuevas Tendencias, CSIC. Madrid.
Azcón, R. y Barea, J.M. (1992). Nodulation, N2 fixation (15N) and N nutritìon
relatioships in mycorrhizal or phosphate-amended plants. Symbíosis, 12: 33-41.
Azcón, R., Barea, J.M., y Hayman, D.S. (1976). Utilization of rock phosphate in
alkaline soil by plant inoculated wíth mycorrhizal fungi and phosphate-solubilizing
bacteria. Soil Biology and Biochemistrv, 8: 135-l 38.
Azcón, R., Gómez, M. y Tobar, R.M. (1996). Physiological and nutritional responses
by Lacta sativa L. to nitrogen sources and mycorrhizal fungi under drought
conditions. Biology Fertility and Soils, 22: 156-I 61.
Azcón, R., Ruiz-Lozano, J.M. y Gómez, M. (1996). The effect of potassiummycorrhizal interaction on plant tolerance to water stress, evaluated as CO2
assimilation and water use efficiency. In: Azcón-Aguilar, C. and J.M. Barea (Eds.).
Mycorrhizas in integrated systems. From Genes to Plant Development., Bruselas. pp.
420-423.
Azcón-Aguilar, C. y Barea, J.M. (1992). Interactions between mycorrhizal fungí and
other rhizosphere mícroorganisms. pp. 163-198. In: Mvcorrhizal Functioning. An
Integrative Plant-Fungal Process. Ed. M.F. Allen, Routledge, Chapman y Hall, New
York. pp. 163-198.
. Azcón-Aguilar, C. y Barea, J.M. (1997). Applying mycorrhiza biotechnology to
horticulture: significance and potentials. Scientia Horticulturae, 68: 1-24.
Azcón-Aguilar, C., Bago, B. y Barea, J.M. (1998). Saprophytic growth of AMF. pp.
391-407. In: A Varma and B. Hock. (eds.). Mycorrhiza: Structure, Function, Molecular
Biology and Biotechnology. 2nd. ed., Springer-Verlag, Berlin.
Babu, R.S. y Lokeshwar. (1988). The response of chìlli (Capsicum annuum) plants to
early inoculation with mycorrhizal fungi at dífferent levels of phosphorus.
Biotechnology research Abstracts, 4: 93-94.
Bago, B., Zipfel, W., Williams, R.M., Jun, J., Arreola, R., Lammers, P.J., Pfeffer P.E.
y Shachar-Hill, Y. (2002). Translocation and utilization of fungal storage lipid in the
arbuscular mycorrhizal symbiosis. Plant Physiology, 128 (1): 108-124.
Bago, B. (1994). Ph. D. Thesis. Universidad de granada, Spain. pp. 56.
Bagyaraj, D.J. y Sreeramulu, K.R. (1982). Preinoculation with VA mycorrhiza
improves growth and yield of chilli transplanted in the field and saves phosphatic
fertilizer. Plant and Soil, 69: 375381.
87
Barea, J.M. (1986). Importance of ‘hormones and root exudates in mycorrhizal
phenomena. pp. 77-87. In: Gianinazzi-Pearson, V. and S. Gianínazzi. (Eds.).
Physiological and genetical aspects of mycorrhizal. INRA, Paris.
Barea, J.M., Azcón-Aguilar, C. y Roldan-Fajardo, B. (1984). Avances recientes en el
estudio de la micorriza V-A.
Formación, funcionamiento y efectos recientes en
nutrición vegetal. Anales de edafología y Agrobiología, Granada, españa. 659-677.
Barea, J-M. y Azcón-Aguilar, C. (1982). Production of plant growth-regulating
substances by the vesicular-arbuscular mycorrhizal fungus Glomus mosseae: Applied
and Environmental Microbiology, 43 (4): 81 O-81 3.
Barea, J.M. y Azcón-Aguilar, C. (1983). Mycorrhizas and their significance in
nodulating nitrogen-fixing plants. In: Advances in Agronomy, vol. 36, N.C. Brady,
(ed.). Academic press, New York. pp. l-53.
Barea, J.M., Azcón, R. y Azcón-Aguilar, C. (1992). Vesicular-arbuscular mycorrhizal
fungi in nitrogen-fixing systems. In: Methods in Microbiology. Vol. 24. Academic
Press, Londres, pp. 391-412.
Barea, J.M., Azcón-Aguilar, C. y Roldan-Fijardo, B. (1984). Avances recientes en el
estudio de la micorriza V-A.
Formación, funcionamiento y efectos recientes en
nutrición vegetal. Anales de edafología y Agrobiología, Granada, españa. 659-677.
Barea, J.M., Azcón, R. y Ocampo, J.A. (1991). Morfología, anatomía y citología de
las micorrizas vesículo-arbusculares. En: Fijación y movilización biológica de
nutrientes. Vol. II, Coordinadores: J. Olivares y Barea, J.M. Consejo Superior de
Investigaciones Científicas, Madrid, pp. 149-173.
Barea, J.M. y Jeffries, P. (1995). Arbuscular mycorrhizas in sustainable soil plant
systems. In: Varma, A. And B. Hock (Eds.); Mycorrhiza: Structure, function, molecular
biology and biotechnology. Spriner-Verlag, Heidelberg. pp- 521-559.
Barker, S.J., Tagu, D. y Delp, G. (1998). Regulation of root and fungal
morphogenesis mycorrhizal simbioses. Plant physiology, 116: 1201-I 207.
Barrieu, F. y Maarteu, J. (1999). Delivery of a secreted soluble protein to the vacuole
via a membrane anchor. Plant Physiology, 120: 961-968.
Bécard, G. y Piché Y. (1992). Establishment of vesicular arbuscular mycorrhiza in
root organ culture: Review and proposed methodology. In: Methods in microbiology
Vol. 24. Techniques for the study of mycorrhiza (Ed). Norris, J.R., Read, D.J., y
Varma, A.K. Academic Press. New York.
Bécard, G. y Piché Y. (1990). Physiological factors determining vesicular-arbuscuiar
mycorrhizal formation in host and nonhost Ri T-DNA transformed roots.
Canadian Journal of Botana, 68: 1260-1264.
88
Bécard, G. y Piche Y. (1989). New aspects on the acquisition of biotrophic status by
a vesicular-arbuscular mycorrhizal fungus, Gígaspora margarifa. New Phytologist,
112: 77-83.
Bécard, G. y Piché Y. (1989). Fungal growth stimulatìon by CO2 and root exudates in
vesicular arbuscular and root exudates. In: vesicular-arbuscular mycorrhizal
symbiosis. Applied and Environmental Microbiology, 55: 232-2325.
Berta G., Trotta A., Hooker J., Munro M., Atkinson D., Giovanetti M., Marini S., Loreti
F., Tisserant B., Gianinazzi-Pearson V. y Gianinazzi S. (1994). The effects of
arbuscular mycorrhizal infection on plant growth, root system morphology and soluble
protein content in Prunus cerasífera L. Tree Physiology, 15: 281-293.
Bethlenfalvay, G.J. (1992). Mycorrhiza and crop productivity. In: Mycorrhizae in
Sustainable Agriculture. American Society of Agronomy, special publication No. 54,
Madison WI, pp. l-27.
Bethlenfalvay, G.J. y Schüepp, H. (1994). Arbuscular mycorrhizas
and agrosystem
.
stability. In: Impact of arbuscular mvcorrhizaa on sustanaible aqriculture and natural
ecosystems. Gianinazzi, S., Schüep, H. y Basel, H. (Eds.). Birkhäuser Verlag. pp.
1-24.
Bethlenfalvay, G.J. y Linderman, R.G. (1‘992). Mycorrhizae in Sustainable Agriculture.
Amercian Society of Agronomy. Special publication 54. Madison, WI, USA. pp. 124.
Bethlenfalvay, G. J., Mihara, K.L., Schreiner, R.P. y McDaniel, .H. (1995).
Mycorrhizae, bìocodes, and biocontrol. 1. Herbicide- Mycorrhiza interactions in
soybean and cocklebur treated with Bentazon. Applied soil Ecology, 3: 205-214.
\
Bidwell, R.G. (1976). Plant physiology. (Ed). R.G. Bidwell. University, Kigston.
Ontario Canada. pp. 784.
Boisson-Dernier, A., Chaband, M., García, F., Becard, G., Rosenberg, .C. y Barker,
D.G. (2001). Agrobacterium rhizogenes-transformed roots of Medicago trunatula for
the study of nitrogen-fixing and endomycorrhizal symbiotic associations. Molecular
Plant Microbe Interact . pp. 695-700.
Bonfante-Fasolo, P. (1988). The role of ‘the cell wall as a signal in mycorrhizal
assocíations. In: Scannerini S, Smith D, Bonfante-Fasolo P, Gianinazzi-Pearson V,
(Eds.). Cell to Cell signals in Plant. Animal and Microbial Symbiosis, Berlin
Heidelberg: Springer-Verlag, pp. 219-235.
Brundrett, M. (1991). Mycorrhizas in Natural Ecosystems. Advances Ecology
Research, 21: 71-313.
89
,
Bradford M.M. (1976). A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram
quantíties of protein utilizing the prínciple of protein-dye binding. . Analytical
Biochemistry 72: 248-254.
Bürkert, B. y Robson, A. (1994). HTZn uptake in subterranean clover (trifolium
subferraneum L.) by three vesicular-arbuscular mycorrhìzal fungi in root-free sandy
soil. Soil Biology and Biochemistty, 26: ll 17-1124.
Buttner, M. y Sauer, N. (2000). Monosaccharide transporters in plants: structure,
function and physiology. Acta Biochimica et Biophvsica, 1465: 263-274. Elsevier
Science.
Buwalda, J.G., Ross, G.J.S., Strìbley, D.B. y Tinker, P.B. (1982). The development of
endomycorrhizal root systems: IV. The mathematical analysis of effects of
phosphorus on the spread of vesicular-arbuscular mycorrhizal infection in root
systems. New Phytologist, 92: 391-399.
Chamizo, Ch. A., Ferrera-Cerrato, R. y Varela, L, (1998). Identificación de especies
de un consorcio del género Glomus. Revista Mexicana de Micología. 37-40.
Christa, T., Rene, M., Vander M., Berry, J.O., Albertus, H., Sjoukje, H., Jan W. y Mei
W. (1999). Differences in spatial expression between 14-3-3 Isoforms in germinating
Barley Embryos. Plant Physiology, 127: 81-87.
Cooper , K.M. y Tinker, P.B. (1981). Translocation and transfer nutrients ín vesiculararbuscular mycorrhizal. IV. Efect of environmental variables on movement of
phosphorus. New Phytologist, 88 (2): 327-339.
Cox G. y Tinker, P. (1976). Translocation and transfer of nutrients in vesículararbuscular mycorrhizas. The arbuscule and phosphorus transfer: a quantitative
ultrastructural study. New Phytologist, 77: 371-378.
Cox, G., Moran, K.J., Sanders, F., Nockoids, C. y Tinker, P.B. (1980). Translocation
and transfer of nutrients in vesicular-arbuscular and phosphorus translocation. New
Phytologist, 84: 649-659.
Creighton, M.J., Rajapakse, S. y Garber, R.K. (1986). Vesicular-arbuscular
mycorrhizal in vegetable crops. Horticultural Science, 21 (4): 974-984.
Daft, M.J. (1991). Influences of genotypes, rock phosphate and plant densities on
mycorrhizal development and the growth responses of five different crops.
Agricultura1 Ecosystems Envíronmental, 35: 152-169.
Daniels, B.A. (1984). Ecology of VA mycorrhizal fungi. In: VA mvcorrhiza. (Ed). C.L.
Powel y D.J. Bagyaraj, CRC Presr, Florida, pp. 35-55.
90
Danneberg, G., Latus, C., Zimmer, W,, Hundershagen, B., Schneider-Poetsch, H. y
Bothe, H. (1992). lnfluence of vesicular-arbuscular mycorrhiza on phytohormone
balances in maiz (Zea mays L.). Journal Plant Physiology, 141: 33-39.
’
Darnell J., Lodísh H. y Baltimore, D. (1990). Plant hormones and plant growth and
differentiation. In: Molecular cell biology. Scientific American Books. pp. 752-762,
Second edition. New York.
Davies, F.T., Jr., Potter, J.R. y Linderman, R.G., (1993). Drought resìstance of
mycorrhizal pepper plants independent of leaf P concentration-response in gas
exchange and water relations. Physiología Plantarum, 87: 45-53.
Davies, P.J. (1995). The plant hormones: Their nature, occurrence, and functions. In:
Plant Hormones. Davies, P.J. (Ed). Physiology, Biochemistry and Molecular Biology.
Kluwer Academic Publishers, Dordrecht. . pp. l-l 1.
Davies, F.T., Olalde-Portugal, V., Aguilera-Gómez, L., Alvarado, M:J., FerreraCerrato, R.C. y Boutton, T.W. (2002). Alleviaton of drought stress of chile ancho
pepper (Capsicum annuum L. CV. San Luis) wìth arbuscular mycorrhiza indigenous to
Mexico. Scientia Horticulturae, 92 (3-4): 347-359.
Deacon J.W. (1980). Introduction to modern mycology. Basis Microbiology. (Ed).
Biackweli Scientific pubiication. 17: 163-l 67.
Dehne, H.W. (1990). Application of inoculo of VA mycorrhizal fungi in organic carrier
materials in practica1 agriculture and horticulture. Eight North American Conference
on Mycorrhizae. Jackson, Wyoming.
Dehne, H.W. y Schonbeck, F. (1975). The influente of endotrophic mycorrhiza in
plants tomato colonization by Fusarium oxysporum. Pflschtz ,82: 630-632.
Del Val, C., Barea, J.M. y Azcón-Aguilar, C. (1999). Diversity of arbuscularmycorrhizal fungal populations in heavy-contaminatéd soil. Appl. Environmental
Microbiologv, 65: 718-723.
Diederichs, C. y Moawad, A.M. (1993). The potential of VA mycorrhizae for plant
nutrition in the tropics. Angew. Bot. 67: 91-96
Dixón, R.K., Garret, H.E. y Cox, G.S. (1988). Cytokinins in the root pressure exudate
of Citrus jambhiri Lush colonized by vesicular-arbuscular mycorrhizae. Tree
Physiology, 4: 9-18.
Douds, D.D. Jr., Galvez, L., Bécard, G. y Kapulnik, Y. (1998). Regulation of
arbuscular mycorrhizal development by plant host and fungus species in alfalfa. New
Phytologist, 138: 27-,35.
91
’
Drüge u. Schönbeck F. (1992). Effect of vesicular arbuscular mycorrhizal infection on
transpiration, photosynthesis and growth of flax (Linun usitatissimum L.) in relation to
cytokinin levels. Journal Plant Physiology, 141: 40-48.
Dosskey, M-G., Linderman, R.G. y Boersma, L. (1990). Carbon-sink stimulation of
photosynthesis in douglas fir seedlings by some ectomycorrhizas. New Phytologist,
115: 269-274.
Ebel R.C., Duan X, Still D.W y Augé R.M. (1997). Xilem sap abscisic acid
concetration and stomatal conductance of mycorrhizal Vigna unguiculata in drying
soil. New phytologist, 135: 755-761.
El-Fiel, H., El-Tinay, A., El- Elsheikh, E. (2002). Effect of nutritional status of faba
bean (vicia fava L.) on protein solubility profiles. Food Chem, 76 (2): 21 g-223.
Elias KS. y Safir G.R, (1987). Hyphal elongation of Glomus fascicu/atus in reponse to
root exudates. Applied and environmental microbioloqv, 53 (8): 1928-1 933.
Elliot, E.T. y Coleman, D.C. (1988). Let the soil work for us. Ecology Bulletin, 39:
23-32.
Estrada, L.A. y Davies, T.F. (2001). Mycorrhizal fungi enhance growth and nutrient
uptake of prickly-pear cactus (Opuntia albicarpa scheinvar “Reyna”). PIantlets after ex
vitro transplantation. Journal of Horticultura! Science & Biotechnology. pp 739-745.
Folke, S., Ostin, A., Sundberg, B., Olsson, 0. y Sandberg, G. (1993). Conjugation of
indole-3-acetic acid (IAA) in wild tipe and lAA- overproducing transgenis Tobacco
plants, and identification of the main conjugates by frit-fast atom bombardment liquid
chromatography-mass spectrometry.
Fontaine, J., Grandmougin-Ferjani, A., Hartmann, M.A. y Sancholle M. (2001) Sterol
biosynthesis by the arbuscular mycorrhizal fungus Glomus intraradices. Lipids, 36
(12): 1357-1363.
Fortin J.A., Becard, G., Declerck, S., Dalpe, Y., St-Arnaud M Coughlan A.P. y
Piche, Y. (2002). Arbuscular mycorrhiza on root-organ cultures. Canadian Journal of
Botany, 80 (1): I-20.
FOS, M., Nuez, F. Y García-Martinez, J.L. (2000). The gene pat-2, which induces
natural parthenocarpy alters the gibberellin content in unpollinated tomato ovaries,
Plant Physiology, 122: 471-479.
Foster, S.M. y Nicolson, T.H. (1981). Aggregation of sand from a maritima embryosand dune by microorganism and higher plants. Soil Biology and Biochemistry, 13 (3):
199-203.
92
Friese, C.F. y Michael F. Allen. (1991). The spread of VA mycorrhizal fungal hyphae
in the soil: Inoculum types and external hyphal architecture. Mycologia, 83 (4): 409418.
García, E. (1988). Modificaciones al sistema de clasificación climática de Köppen.
Offset (ed.). México, D.F. pp. 217.
García, G. J. M., Cabello, M.N., García-Romera, I. y Ocampo, J.A. (1992).
Endoglucanase activity in lettuce plants colonized with the vesicular - arbuscular
mycorrhizal fungus Glomus fasciculatum. Planta, 170: 955-958.
Gaspar, T., Kevers, C., Penel, C., Greppin, H., Reid, D.M. Thorpe, T.A. y
Gerdemann, J.W. (1968). Vesicular-arbuscular mycorrhiza and plant growth. Annual
Review Phytopathologv, 6: 397-418.
Gaspar, T., Kevers, C., Penel, C., Greppin, H., Reid, D.M. y Thorpe, T.A. (1996).
Plant hormones and plant growth regulators in plant tissue culture. In vitro cell. Dev.
Biol-Plant, 32: 272-289.
Gaur, A., Adholeya, A. y Mukerji, K. (1998). A comparison of AM fungi inoculents
using Capsicum and Poliantes in marginal soil amended with organic matter.
Mycorrhíza,
7,
307-312.
Gerdemann, J.W. y Nicolson T.H. (1963). Spores of mycorrizal Endogonae species
extracted from soil by wet sieving and decanting. Transactíon of the British
Mycological Society, 46: 235-244.
Gerdemann, J.W. y Trappe. (1974). The endogonaceae in the pacific northwest.
Mycology memory, 5: l-76.
Gianinazzi, S. (1991). Vesicular-Arbuscular (endo)-mycorrhizas: Cellular, biochemical
and genetìcs mycorrhizai roots. Plant and Soil, 71: 197-209.
Gianinazzi-Pearson, V. y Gianinazzi, S. (1983). The physìology of vesiculararbuscular mycorrhizaI roots. Plant and Soil, 7: 19-29.
Gianinazzi- Pearson, V. y Gianinazzi, S. (1981). Role of endomycorrhizal fungi in
phosphorus cycling in the ecosystem. In: The fungal community: its organization and
role in the ecosystem. Ed. Wicklow, D.T., C. Carrol, G.C. y Dekker, M. New York. pp.
637-652
Gianinazzi, S. y Gianinazzi-Pearson, V. (1990). Analysis of the molecular languaje
and gene expression in VA mycorrhizal symbìosis, an approach toward selective host
plant management of fungal infection. Eighth North American Conference on
Mycorrhiza. Jackson, Wyoming. pp. 117.
93
Goicoechea, N., Antolìn, M.C. y Sánchez-Díaz, M. (1997). Gas exchange related
the hormone balance in mycorrhizal or
fixing alfalfa subjeted to drought.
Physiologia Plantarum,100: 989-997.
Graham, J.H. y Menge, J.A. (1982). Influence of vesicular-arbuscular mycorrhízae
and soil phosphorus on take-all disease of wheat. Phytopathology, 72 (1):95:98.
Greene, M.E. (1980). Cytokinin production by microorganisms. Botanical Review,
46 (1): 25-74.
Hall, I.R. (1984). Taxonomy of VA mycorrhizal fungi. In: VA- Mvcorrhízae, (Ed.).
Powel, C. y Bagyaraj, D.J. CRC Press. Boca Raton FL. pp. 56-94. -Hall, I.R. (1975). Endomycorrhizas of Metrosideros umbellata and Weinmannia
racemosa. Botany, 13: 463-472.
Hamel, C., Dalpe, V. y Parent, S. (1997). Indigenous populations of arbuscular
mycorrhizal fungi and soil aggregate stability are major determinants of leek (Allium
porrum L.) response to inoculation with Glomus intraradices Schenck & Smith or
Glomus versiforme (Xarsten) Berch. Mycorrhiza, 7: 1 87-196.
Harbone, J.B. (1973). Phytochemical methods a guide to modern techniques of plant
analysis. Chapman an Hall . Ltd Norfoik G.B. . 204-208.
Harley, J.L. y Smith, S.E. (1983). Mycorrhizal Smbiosis. Academic Press, London yy
New York. 483.
Hart, M.M. y Reader, R.J. (2002). Taxonomic basic for variation in the colonization
strategy of arbuscular mycorrhizal fungi. New Phytologist, 153 (2): 335-344.
Harrison, M.J. (1997). The arbuscular mycorrhizal symbiosis. Academic Press Inc.
England ISBN-0-12-325560-O.
Hayman, D.S. (1974). Plant srowth response to vesicular arbuscular mycorrhiza. VI.
Effect of light and temperature. New Phytologist, 73: 71-80
Hayman, D.S. (1982). Influence of soil and fertility on activity and survival of
vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. Phytopathology, 72 (8): 11 19-l 125.
Hayman , D.C. y Tabares, M. (1985). Plant growth responses to vesicular arbuscular
mycorrhiza: XV. Influence of soil pH on the symbiotic efficiency of different
endophytes. New Phytologist, 1 OO: 367-377.
Hepper, C.M. (1984). Isolation and culture of VA Mycorrhizal (VAM) fungi In: VA
Mycorrhiza. (Ed.j. Powell, C. Li., y Bagyaraj, D.J. CRC Press. Boca Raton, FL: 95125.
94
Hetrick, B.A.D., Thompson, G.W., y Hartnett, D.C. (1989). Relationship between
mycorrhizal dependence and competítive ability of two tallgrass prairie grasses.
Canadian Journal of Botany, 67: 2608-2615.
Hirsch, A.M., Fang, Y., Asad, S. y Kapulnik, Y. (1997). The role of phytohormones in
plant-microbe symbìoses. Plant and Soil, 194: 171-I 84.
Hodge, A. (2000). Microbial ecology of the arbuscular mycorrhiza. FEMS
Microbiology Ecology. pp 91-96.
Hughes, M., Chaplin, M.H. y Martin, L.W. (1979). Influence of mycorrhiza on the
nutrition of red Strawberries. Horticultura1 Scìence, 14: 521-523.
Itoh, S. y Barber, S.A. (1983). Phosphorus uptake by six plant species as related to
root hairs. Agronomy Journal, 75 (3): 457-461.
Hoagland, D.R. y Arnon, D.J. (1950).The water culture method for ‘growing plants
without soil. Cir. 347. California Agriculture Experiment Station, pp. 348.
INVAM. (1998). Species descriptions for reference cultures. West Virginia Agriculture
and Forestry Experiment Station. http://invam.caf.wvu.edu/
Jaen, C.D. (1989). Ecología y aplicación de los hongos endomicorrízicos V-A en la
producción agrícola. En: Ecología de la raíz. (Ed.). Ferrera Cerrato, R., Sociedad
Mexicana de fitopatologia, pp. 22-56.
Jayachandram, K., Schwab, A.P. y Hetrick, B.A. (1989). Mycorrhizal mediation of
phosphorus availability: Synthetíc Iron chelate effects on phosphorus solubilization.
Soil Science Society American Journal, 53: 1701-1706.
Jayachandram, K., Schwab, A.P. y Hetrick, B.A. (1992). Mineralizatión of organic
phosphorus by vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. Soil Biology and Biochemistry,
24: 897-903.
Johnson D., Leake, J.R., Ostlen N., Ineson, P. y Lea, D.J. (2002). In situ (CO2)-C-13
pulse-labelling of upland grassland demostrates a rapid pathway of carbon flux from
arbuscular mycorrizal mycelia to the soil. New Phytologist, 153 (2): 327-334.
Joner, E.J. y Jakobsen, I- (2995). Uptake of 32P from labelled organic matter by
mycorrhizal and non-mycorrhizal subterranean clover (Trifolium subterraneum L.).
Plant and Soil, 172: 221-227.
Kinet, J.M., Lejeune, P. y Bernier, G. (1993). Shoot-root interactions during floral
transition: A posibie role for cytocininas. Environmental and Experimental Botany, 33
(4): 459-469.
95
Kitt, G.D., Hetrick, B.A. y Thqmpson G.W. (1988). Relationship of Soil fertility to
suppression of the growth response of mycorrhizal bìg bluestem in non-sterile soil.
New Phytologist, 109: 473-481.
Koide, R.T. y Schneider, R.O. (1992). Regulation of the vesicular-arbuscular
mycorrhizal symbiosis. Annual Review Plant Physiology, 43: 557-581
Koske, R. E. y Gemma, J.N. (1992). Fungal reactions to plants prior to mycorrhizal /
formation. In: Mycorrhizal functioning: an integrative plant fungal process. Michael F.
Allen (Eds.). pp. 361. Chapman and Hall, New York, London.
Koske, R. E. y Halverson, W.L. (1981). Ecological studies od vesicular arbuscular
Mycorrhizal in a barrier sand dune. Canadian Journai Botany, 59 (8): -1433-1422.
Kothari, S.K., Marschner, H. y Römheld, V. (1991). Contribution of the mycorrhizal
hyphae in acquisition of phosphorus and zinc by maize grown in a calcareus soil.
Plant and Soil, 131: 177-l 85.
Kramadibrata, K., Walker, C., Schwarzotts, D. y Schublers, A. (2000). A new species
of Scutellospora with a corled germination shield. Annals of Botany, 86: 21-27.
Leopold, A.C. (1987). Contemplation of hormone as biological regulators hormone
action in plant deveiopment-a critical appraisai (Hoad, G.V., Lenton, J.R., Jackson,
M.B. y Atkin, R. K. eds). Butterworths, London. p. 3.
Le Tacon, F. (1985). Las micorrizas, una cooperación entre plantas y hongo. Mundo
científico, 49 (5) 776-784.
Li, X., La Motte C.E., Stewart C.R., Cloud, N.P., Wear-Bagnall, S., y Jiang C.Z.
(1992). Determination of IAA and ABA in the same plant sample by a widely
applicable method using GC-MS with selected ion monitoring. Journal Plant Growth
Regul. 11: 55-65.
Li, X., Marschner, H. y George, E. (1991). Acquisition of phosphorus and copper by
VA-mycorrhizal hyphae and root-to-shoot transport in white clover. Plant and Soil,
136: 49-57.
Linderman, R.G. (1992). Vesicular-arbuscular mycorrhizae and soil microbial
interactions. In: Mycorrhizae in sustainable agriculture. Bethlenfalvay, G.J y
Linderman, R (Eds.). ASA Special Publication 54, Madison, Wi, USA. pp. 45-70.
Linderman R.G. (1998). Mycorrhizal interactions with the rhizosphere microflore: the
mycorrhizosphere effect. Phytopathology, 78 (3): 366-371.
Linderman, R.G. y Davis, E.A. (2001). Vesicular-arbuscular mycorrhiza and plant
growth response to soil amendment with composted grape pomace or its water
extract. Phyton-Annales Rei Botanicae, 11 (3): 446-450.
96
Louis, I. y Lim, G. (1987). Spore density and root colonization of vesicular-arbuscular
mycorrhizas in tropical soil. Transaction of the British Mycological Society, 88 (2):
207-212.
Lovato, P. E., Gianinazzi-Pearson V., Trouvelot A. y Gianinazzi, S. (1996). The state
of art of mycorrhizas and micropropagation. Review paper. Advances in
Horticultura1 Science, 10: 46-52.
Manjunath, A. y Habte, M. (1988). Development of vesicular-arbuscular micorrhizal
infectíon and the uptake of inmovile nutrients in Leucaena Leucocephala. Plant and
SoiI, 106: 97-193.
Marks, G.C. (1991). Causal morphology and evolution of mycorrhízas. Agriculture,
Ecosystems and Environmental, 35: 89-l 04.
Mc. Dougall, J. y Hillman, J.R. (1978). Analisis of índole-3-acetic acid using GC-MC
techniques. In: Isolation of plant growth substances., ed. J.R. Hillman, Cambridge
Universíty Press, Londres.
Menge, J. A., Jarrell, W.M., Labanauska, C.K., Ojala, J.C., Husza, R., Johnson,
E.L.V. y Sibert, D. (1982). Predicting mycorrhizal dependency of troyer Citrange on
G/omus fasciculatus California citrus soils and nursery mixes. Soil Science Society of
America, Journal, 46: 762-768.
Menge, J.A., La Rue, J., Labanauskas, C.K. y Johnson, E.L. (1980). The effect of
two Mycorrizal fungi upon growth and nutrition of avocado seedlings grown with six
fertilizar treatments. Journal of the American Society for Horticultural Science,
105(3): 400-404.
Morandi D, Bailey, J.A. y Gianinazzi-Pearson V. (1984). Isoflavonoid accumulation in
soybean roots infected with vesicular-arbuscular mycorrhizal fungi. Physiological
Plant Pathology, 24: 357-364.
Morton, J.B. (1988). Taxonomy of VA mycorrhizal fungi: classification, nomenclature,
and identification. Mycotaxon, 32: 267-324.
Morton, J.B. y Benny, G.L. (1990). Revised classification of arbuscular mycorrhizal
fungi (Zygomycetes): A new order, Glomales; two new suborders, Glomineae and
Gìgasporineae, and two new famìlies, Acaulosporaceae and Gigasporaceae, with an
emendation of Glomaceae. Mvcotaxon, 37: 471-491.
Nambara E., Naito, S. y Mc Coort P. (1992). A mutant of arabidopsis wich is
defective in seed development storange protein accumulation is a new abi 3 allele
The plant Journal, 2 (4): 435-491.
97
Nelsen, C.E., Bogliano, N.C., Furutaní, S.C., Safi, G.R. y Sandstra B.H. (1981). The
effect of soil phosphorus levels on mycorrhizal infection of field-grown onion plants
and on mycorrhizal reproduction. Journal. of the American Society ‘For Honicultura
Science, 106: 786-788.
Nelsen, C.E. y Safir, G.R. (1982). lncreased drought tolerance of mycorrhizae onion
plants caused by improved phosphorus. Nutrition plant, 54 (5): 407-413.
Newman, E.I. (1986). Evidence on the pathways of phosphorus transfer betwen
vesicular-arbuscular mycorrhizal plants. New Phytologist, 104: 77-87.
Newman, E. I., Devoy, C.L.N., Easen, N.J. y Fowles, K.J (1994) Plant species that
can be linked by VA mycorrhizal fungi. New Phytologist, 126: 691-693.
Powell, C.L. y Bagyaraj, D.K. (1984). VA Mycorrhizae. CRC Press. Boca Raton,
Florida, USA.
Nicolson, T.H. (1975). A flotation method for collecting spores of a phytomycetous
mycorrhizal parasite from soil. Phytopathology, 47: 751-752.
Odén, P. y Ola, M. H. (1988). Detection and identification of giberellins in extracts of
begonia leaves by bioassay, radioimmunoassay and gas chromatography mass
spectrometry. Physiologia plantarum, 73: 445-450.
Päivi, R., Tuominen, H. y Sundberg, B. (1993). Growth patterns and endogenous
indole-3-acetic acid concetrations in current-year coppice shoots and seedlings of two
betula species. Plant Physiology, 88: 403-412.
Paul, E.A. y Clark, F.E. (1989). Soil Microbiology and Biochemistry. Academic Press,
Inc. 198-232.
Pedersen, C.T., Safir, G.R., Siqueira, J.O. y Parent, S. (1991) Effect of phenolic
compound on asparagus mycorrhiza. Soil Biology and Biochemistry, 23: 491-494.
Phillips, T.M. y Hayman, D.S. (1970). lmproved procedures for clearing root and
staining parasitic and vesicular-abuscular-mycorrhízal fungi for rapid assessment of
infection. Transaction of the British Mycological Society, 55: 158-l 61.
Peroto, S., Brewin, N.J. y Bonfante, P. (1994). Colonization of pea roots by the
mycorrhizal fungus Glomus versiforme and by Rhizobium bacteria: Inmunological
comparison using monoclonal antibodies as probes for plant cell surface components.
Mol. Plant-Microbe Interact, 7: 91-98.
Perrin, R. (1990). Interactions between mycorrhizae and diseases caused by soilborne fungi. Soil Use and Management, 6: 189-194.
98
!
i
Piche, Y. y Séguin, A. (1994). Genetic manipulation in vesicular-arbuscular
mycorrhizal fungi. Plant and Soil, 159: 171-178.
\
Plenchette, C., Fortin, J.A. y Furlan, V. (1983). Growth responses of several plants
species to mycorrhizal in a soil of moderate P fertility. Plant and Soil, 70 (2): 199-209.
Pohleven, F. (1989). The influence of zeatin on the ion absorption and transport in
mycorrhizal fungus Suillus variegatus. Biol. Vestn, 37 (3): 67-78.
Powell, C.L. y Bagyaraj, D.K. (1984). VA Mycorrhizae. CRC Press. Boca Raton,
Florida, USA.
Quìspei, A. (1992). A search for‘ signals in endophytic microorganisms. In Verma,
D.P.S. (ed.), Molecular signal in plant-microbe communications, CRS Press. Boca
Raton. 471-491.
Ratnayake, R.T., Leonard, R.T. y Menge, J.A. (1978). Root exudaton in relation to
supply of phosphorus and its posible relevance to mycorrhizal infection. New
Phytologist, 81: 543-552.
Rademacher, W. (1994). Gibberellin formation in microorganisms. Plant Growth
Regulation, 15: 303-314.
Rayle, D. L. y Cleland, R.E. (1992). The acid growth theory of auxin- induced cell
elongation is alive and well. Plant Physiology, 99: 1271-1274.
Read, D.J. (1991). Mycorrhizas in ecosystems. Experientia, 47: 376-391.’
Read, D.J. y Boyd, R. (1986). Water relations of mycorrhizal fungi and their host
plants. In: Water, Fungi and Plants (eds:9 P. Ayres and L. Boddy). Cambridge
University Press, Cambridge, U.K. pp. 287-303.
Redecker, D., Morton, J.B. y Bruns, T.D. (2000). Ancestral lineages of arbuscular
mycorrhizal fungi. Molecular Phylogenetics and evolution. 14: 276-284.
Redecker, D. (2000). Specific PCR primers to identify arbuscular mycorrhizal fungi
within colonized roots. Mvcorrhiza, 10: 73-80.
Reguar, M. y Gogola, N. (1995). Changes in root growth patterns of Abeto spruce
(Picea abies) roots by ínoculation with an ectomycorrhizal fungus Pisolithus tinctorius
and jasmoníc acid treatment. Trees, 10 (6): 410-414.
Reinhold-Hurek, B. y Hurek, T. (1998). Life in grasses: diazotrophic endophytes.
Trends microbiol. 6: 139-144.
99
Restrepo, M., Martínez, J., Montenegro, A., Caicedo, A. y Torres, E. (1993). Análisis
sobre la actividad de hongos formadores de micorrizas vesículo-arbusculares. En.
Aspectos ambientales para el ordenamiento territorial del occidente de;
Departamento del Caquetá, Tomo ll, Instituto Geográfico Agustín Codazzi (IGAC) Tropenbos Colombia, Bogotá, pp. 698-736.
Rhodes, L.H. y Gerdemann, J.W. (1980). Cellular ìnteractíons in symbiosis and
parasitism. (Eds.). Cook, C.B., Pappas, P.W. y Rudolph, E.D. Ohio State Univ. Press
Columbus, 173-I 98.
Rodrigo M.J. y García-Martínez, J.L. (1998). Hormonal control of parthenocarp ovary
growth by the apical shoot ín pea. Plant Physiology, 116: 51 l-51 8.
Rodrigo, M.J., García Martínez, J.L., Santes, C.M., Gaskin, P. y Edén P. (1997). The
role of gibberellíns A1 and A3 fruit growth of Pisum sativum L. and the’identificatíon of
gibberellins A4 and A 7 in young seeds. Planta, 201: 446-455.
Roldan-Fajardo, B.E. y Barea, J.M.. (1987). Micorrizas V-A en árboles y Arbustos.
An. Edafol. Agrobiol. 14: 220-246.
Rosendahl , S., Dodd, J.C. y Waker, C. (1994). Taxonomy and phylogeny of the
Glomales. In: Gianinazzi S., Schuepp H. Eds. Impact of arbuscular mycorrhizal on
sustainable agriculture and natural ecosystem. Basel, Switzerland. 1-12 pp.
Rosendahl, S. y Rosendahl, C. N. (1990). The role of vesicular arbuscular
mycorrhìzal in biological control of postemergence Damping-off caused by Phytium
ultimum. Svmbiosis, 9: 363-366.
Ruíz-Lozano, J.M. y Azcón, R. (‘1995). Hyphal contribution to water uptake in
mycorrhizal plants as affected by the fungal species and water status. Physiologia
Plantarum, 95: 472-478.
Ruiz-Lozano, J.M., Azcón, R. y Gómez, M. (1995). Effects of arbuscular micorrhizal
glomus species on drought tolerance - physiological and nutritional plant response.
Applied and Environmental Microbiologv, 61: 456-460.
Ruíz-Lozano, J.M. y Azcón, R. (1993). Specificity and functional compatibility of VA
Mycorrhizal endophytes in association with Bradyrhizobium strains in Cice
arietinum. Symbiosis , 15: 217-226.
Ruíz-Lozano, J.M. y Azcón, R. (1996). Mycorrhizal colonization and drought stress as
factors affected by the fungal species and water status. Physiologia Plantarum 95:
472-478.
Russo, R.O. (1989). Evaluating alder-endophyte (Alnus acuminata-FrankiaMycorrhizae) interactions. Plant and Soil, 118: 151-155.
100
Sager, 0. y Erner, Y. (1991). Gibberellins and abscisic acíd content T during flowering
and fruit set of “Shamouti”
Orange.
J
Scientia Horticulturae, 48: 29-39.
Same, B.I., A.D. Robson y Abbott, L.K. (1983). Phosphorus, soluble carbohídrates
and endomycorrhízal ínfection. Soíl Biology and Bíochem, 15: 593-597.
Schenck, N.C. y Kínloch, R.A. (1980). Incidence of mycorrhízai fungi on six field
crops in monoculture on a newly cleared woodland site. Mycologia, 72: 445-456.
Schreiner, R.P. y Bethlenfalvay, G.J. (1995). Mycorrhizal Interactions in sustanaible
Agrículture.
Critical
Reviews
in
Biotechnology,
15(3/4):
271-285.
Schreiner, R.P. y Bethlenfalvay, G.J. (1997). Plant and soil response to single and
mixed species of arbuscular mycorrhizal fungi under fungicíde sress. Appl. Soíl Ecol.
7: 93-102.
Schwab, SM., J.A. Menge y Tinker, L.R. (1991). Regulation of nutrient transfer
between host and fungus in vesicular-arbuscular mycorrhizas. New phytologist 117:
387-398.
Sharp R.E. y Davíes, W.J. (1989). Regulation of growth and development of plants
growing with a restricted supply of water. Plant under stree. (eds.) Jones H.G.,
Flowers T.J. y M.B. Jones. Cambridge. Uníversíty Press, Cambridge, 71 pp.
Sieverdíng, E. (1989). Ecology of VAM fungí in tropical agrosystems. Agriculture
Ecosystems and Envíronment, 29: 369-390.
Sieverdíng, E. (1991). Vesicular- arbuscular mycorrhiza management ín tropical
agrosystems. Technical Cooperation, Federal Republíc of Germany (GTZ). Eschborn,
Alemania, 371 pp.
Simon, L., J. Bousquet, R.C. Levesque y Lalonde, M. (1993). Origin and
diversificatíon of endomycorrhizal fungi and coincidence wíth vascular land plants.
Nature, 363: 67-69.
Siqueira, J.O., G.R. Safír y Naír, M.G. (1991). Stimulation of vesicular-arbuscular
mycorrhiza formation and growth of whíte clover by flavonoid compounds. New
Phytologist 118: 87-93.
Slankis V. (1973). Hormonal relationshíp in mycorrhizal development. In:
Ectomycorrhizae (eds. G.C. Marks and T.T: Korlowski). Academic Press. New York,
USA.
Smith, S.E. (1980). Mycorrhizas of alotrophic higher plants. Bíological Review,
55:475-510.
101
Smith, T.F. (1980). The effect of season and crop rotation on the abundance of
spores of vesicular-arbuscular (VA) mycorrhizal endophytes. Plant and Soil, 57:475479.
Smith, S.E. y Read, D.J. (1983). Mycorrhizal symbiosis. VI. Structure and
development of ectomycorrhizal roots. Second Edition. Academíc Press, San Diego.
pp. 163-232.
Smith D.C. (2001). Symbiosis research at the end of the millenium. Hidro/ogía, 461:
49-54.
Smith, S.E. y Gianinazzi-Pearson, V. (1988). Physiological interactions between
symbionts in vesicular-arbuscular mycorrhizai piants. Annu. Rev. Plant Physiol. Plant
Mo/. Biol. 39:22 1-244.
Snellgrove, R.C. y Stribley, D.P. (1986). Effects of pre-inoculation with a vesiculararbuscular mycorrhizal fungus on growth onions trnsplanted to the field as
multiseeded peat blocks. Plant and Soil, 92 (3):387-397.
St. John, T.V. (1980). Root size, root hairs, and mycorrhizal infection: a reexamination
of Baylis’s hypothesis with tropical trees. New Phytologist, 84:483-487.
St. John, T.V. (2000). The instant expert guide to mycorrhiza. The connection for
functional ecosystems. By Ted St. John. pp. l-46.
Steitz, J.A. (1989). Immunoprecipitation of ribonucleo protein using antibodies.
Methods in Enzymology , 180: 468-481.
Stribley, D.P. (1990). Mycorrhizal associations and their significance. En : Qnions and
Allied crops. Vol ll. Por Haim D. Rabínowitch y James I. Brewster. CRC Press, pp. 85
101.
Strobel, G.A. y long, D.M. (1998). Endophytic microbes embody pharmaceutical
potential. ASM News,64: 263-268.
Strobel, N.E., R.S. Hussey y Roncador¡, R.W. (1982). Interactionsn of VAM fungi
Meloidogyne
incognita and soil fertility on peach. Phytopathology, 72:690-694.
Sturtevant, D.B. y Taller, J. (1989). Cytokinin production by Bradyrhizobium
japonicum. Plant Physiology, 89: 1247-A 252.
Takahashi, N. (1986). Chemistry of plants hormones. Boca Raton, Fla. C.R.C. Press
Inc.
Tarafdar, J.C. y Marschner, H. (1994). Phosphatase activíty in the rhizosphere and
hyphosphera of VA mycorrhizal wheat supplied with inorganic and organic
phosphorus. Soil Biology Biochemitry. 26: 387-395.
102
Tommrup. J.C. y Kìdby, D.K. (1980). Production of aseptíc spores of vesiculararbuscular endophytes and their viability after chemical and physical stress. Appl.
Environ. Microbio/, 39: ll 1 l-l 119.
Trappe, J.M. (1982). Synoptic keys of genera and species of Zigomicetous
mycorrhizal fungi. Phytopathology 72: 1102-I 108.
Wacker, T.L. y Safir, G.R. (1990). Effects of ferulic acid on Glomus fasciculatum and
associated effect on phosphorus uptake and growth of asparagus (Asparagus
officinalis L.). Journal Chemical Eco/., 16:901-909.
Walker, C. y trppe, J.M. (1993). Names and epithets in the Glomales and
endogonales. Mycoogia, 93: 339-344.
Waterer D. y R. Coltman. (1989). Response of lecttuce to pre- and post-trasplant
phosphorus and pre-trasplant inoculation with a VA-micorrhizae fungus. Plant and
Soil 117:151-156.
Waterer D. y R. Coltman. (1989). Response of mycorrhizal bell peppers to
inoculation timing, phosphorus y water stress. Hort Science., 24 (4):688-690.
Waterer D. y R. Coltman. (1989). Mycorrhízal infection level of bell pepper transplants
influences subsequent responses to soil solution phosphorus. Journal Plant Nutrient,
12 (3):327-340.
Wightman, F., Elnora, A.S. y Kenneth, V.T. (1980). Hormonal factors controlling the
initiation and development of lateral roots. Plant Physiology, 149: 304-314.
Yocom, D.H. (1985). VA Mycorrhizae and host plant reproduction: a study with green
peppers. In: R. Molina (Ed.). Proc. of the 6th North American Conference on
Mycorrhizae, Forest Research Laboratory, Oregon State University, Corvallis, OR, pp.
298-299.
Yost, R.S. y R.L. Fox. (1982). Influence of mycorrhizal on the mineral contens of
cowpea and soybean grown in an oxisol. Agronomy Journa/,75:475-481.
103
Universidad de Colima
ESTUDIA
-
LUCHA
-
TRABAJA
FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS Y AGROPECUARIAS
POSGRADO EN BIOTECNOLOGÍA
ING. RODOLFO M. MORENTIN DELGADO
D I R E C T R D E F.C.B.A.
PRESENT E
En atención a que el C, Julián González Trinidad, alumno egresado del Doctorado
en Ciencias, área: Biotecnología, con número de cuenta 99-3004, ha realizado
todas las correcciones al manuscrito de tesis que presentó al cuerpo académico
de revisores, constituido por: Dra. Maria del rocío Flores Bello, Dr. Javier Farias
Larios, Dr. Sergio Aguilar Espinosa y Dra. María de los Remedios Cigales Rivero
esta en calidad de suplente, profesores - investigadores de la Universidad de
Colima, y el Dr. Octavio Pérez Zamora Investigador del INIFAP-Tecomán, me dirijo
respetuosamente para solicitarle la autorización de impresión de la tesis titulada:
“Efecto de la adición de agua residual urbana sobre las características de un suelo
agricola"
Esta tesis ha sido dirigida por el Dr. José Gerardo López Aguirre de la Universidad
de Colima.
Sin otro asunto más que tratar, reciba saludos.
Atentamente
Tecomán, Colima a 29 de Abril de 2003
c.c.p Expediente Académico del Alumno
c.c.p. Interesado
Km. 40 Carretera Colima-Manzanillo, Tecomán Colima, México Cp. 28100
Tels. 01 (313) 3229409, 01 (312) 3161000 exts 52500, 52501 Tel-fax. 01 (313) 3229405 Email saqullar@ucol
mx
UNIVERSIDAD DE COLIMA
FACULTAD DE CIECIAS BiOLÓGlCAS Y AGROPECUARIAS
PROGRAMA DE POSGRADO EN BIOTÉCNOLOGÍA
Asunto: Aprobación de tesis de Doctorado
DR. SERGIO AGUILAR ESPINOSA
COORDINADOR DEL POSGRADO EN BIOTECNOLOGÍA
PRESENTE
De la manera más atenta me permito comuncarle que he concluido con la
revisión del informe en Extenso de los estudios de Doctorado en Ciencias del C.
Francisco Román García, titulado “CONC TRAC/ÓN DE REGULADORES DEL
DESARROLLO VEGETAL INDUCIDA POR HONGOS ENDOMICORRÍZICOS EN
DOS CULTIVARES DE CHILE (Capsicum annuum L)”. Luego de su segunda
revisíon he ontrado que el documento reúne los requisitos necesarios, tanto en
su contenido como en su forma. Por lo anterior, deseo expresarle mi aceptación
para su impresión final.
Agradezco la oportunidad brindada para fungir como revisor de este
documento, a la vez que ratifico mi firme deseo de continuar contribuyendo en la
formación de recursos humanos altamente calificados y con carácter
independiente.
Sin otro particular, aprovecho la presente para enviarle un cordial saludo.
ATENTAMENTE
Tecomán Col., a 11 de Abril del 2003.
RIOS
OR
C.c.p. Dr. Carlos E. Izquierdo Espinal. Delegado Regional No. 2.
C.c.p. Ing. Rodolfo Valentino Morentín Delgado. Director de la FCBA.
C.c.p .Interesado
C.c.p. Archivo
UNIVERSIDAD DE COLIMA
FACULTAD DE CIANCIASAS BIOLAGICAS Y AGROPECUARIAS
Zacatecas, zac., a 8 de Abril de 2003
Asunto: Autorización de Tesis de doctarado
DR. SERGIO AGUILAR ESPINOSA
COORDINADOR DEL POSGRADO EN BIOTECNOLOGIA
PRESENTE.
Por este medio me dirijo a Usted para comunicarle que he discutido el documento de tesis
titulado
“CONCENTRACIÓN DE REGULADORES DEL DESARROLLO
VEGETAL INDUCIDA POR HONGOS ENDOMICORRÍZICOS EN DOS
CULTIVARES DE CHILE (Capsicum annuum L.)“; en forma conjunta con el alumno
de Doctorado en Biotecnología, FRANCISCO ROMAN GARCÍA, en donde revisamos
las observaciones hechas por los revisores, mismas que fueron tomadas en cuenta, por lo
que considero que el documento reúne los requisitos necesarios para que el mencionado
alumno pueda continuar los trámites académicos para tal fin y así mismo, que la presente
ante un jurado y realice su defensa.
Son más por el momento, enviándole un cordial saludo.
Dra. en C. Maria Patircia Yahuaca Mendoza
Director externo de tesis de alumno
c.c.p. Francisco Roman García . Alumno
c.c.p. Archivo
UNIVERSIDAD DE COLIMA
CENTRO UNIVERSITARIO DE INVESTIGACIÓN Y DESARROLLO
AGROPECUARIO (CUIDA)
Tecomán, Colima., a de abril de 2003
DR. SERGIO AGUILAR ESPINOSA
COORDINADOR DEL POSGRADO EN RIOTECN OLOGIA
PRESENTE.
Por este conducto me dirijo a usted, para comunicarle que he revisado el documento de tesis
titulado
“CONCENTRACION DE REGULADORES ‘DEL DESARROLLO VEGETAL
INDUCIDA POR HONGOS ENDOMICORRIZÍCOS EN DOS CULTIVARES DE CHILE
(Capsicum annuumm
L.)“, en forma conjunta con el alumno de Doctorado en Biotecnología.
FRANCISCO ROMÁN GARCÍA. en donde revisamos las observaciones hechas por Los revisores.
mismas que fueron tomadas en cuenta, por lo que considero que el documento reúne los requisitos
necesarios para que el mencionado alumno pueda continuar los trámites académicos para tal fin y así
mismo. que la presente ante un jurado y realice su defensa.
Sin más por el momento, me despido de usted con un cordial saludo
ATENTAMENTE.
DRA. MARIA DE LOS REMEDIOS CIGALES RIVER
REVISORA DE TESIS
APR/amv *
UNIVERSIDAD DE COLIMA
FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGlCAS Y AGROPECUARIAS
PROGRAMA DE POSGRADO EN BIOTECNOLOGÍA
Asunto: Aprovación de tesis de Doctorado.
DR. SERGIO AGUILAR ESPINOSA
COORDINADOR DEL POSGRADO EN BIOTECNOLOGÍA
PRESENTE.
De la manera más atenta me permito comunicarle que he concluido con la
revisión del Informe en Extenso de los estudios de Doctorado en Ciencias del C.
Francisco Román García, titulado “CONCENTRACIÓN DE REGULADORES DEL
DESARROLLO VEGETAL INDUCIDA POR HONGOS ENDOMICORRÍZlCOS EN
DOS CULTIVARES DE CHILE (Capsicum annuum L.)“. Luego de su segunda
revisión he encontrado que el documento reúne los requisitos necesarios, tanto en
su contenido como en su forma. Por lo anterior, deseo expresarle mi aceptación
para su impresión final.
Agradezco Ia oportunidad brindada para fungir como revisor de este
documento, a la vez que ratifico mi firme deseo de continuar contribuyendo en la
formación de recursos humanos altamente calificados y con carácter
independiente.
Sin otro particular, aprovecho la presente para enviarle un cordial saludo.
ATENTAMENTE
Tecomán, Col., a ll de Abril del 2003.
DR. JOSE GERARDO LÓPEZ AGUlRRE
PROFESOR-INVESTIGADOR
C.c.p.
C.C.p.
C.C.p.
C.c.p.
Dr. Carlos E. Izquierdo Espinal. Delegado Regional No. 2.
Ing. Rodolfo Valentino Morentín Delgado. Director de la FCBA.
Interesado.
Archivo.
DR. SERGIO AGUILAR ESPINOSA
RESPONSABLE DEL POSGRADO EN BIOTECNOLOGIA \
FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS Y AGROPECUARIAS
PRESENTE
borrador de tesis de doctorado titulado “Concentración de reguladores del desarrollo
vegetal inducida por hongos endomicorricicos en dos cultivares de chile (Capsicum
annuum L.)"; que presenta el C. Francisco Román García, considero que reúne los
elementos suficientes de contenido y forma de un documento de doctorado en ciencias. Por
lo que expreso mi aprobación para que se siyan los tramites académicos que correspondan.
sin otro paticular, me despido de usted.
ATENTAMENTE
Tecomán, Col , a 12 de abril de 2003
c.c. p, Ing Rodolfo V. Morentin Delgado - Director de la F,C.B.A:
c.c p Interesado
c.c p Archivo personal
Dr. Sergio Aguilar Espinosa
Responsable del Posgrado
PRESENTE.-
Por este conducto me permito comunicar que he revisado el documento
doctoral “Concentración de reguladores del desarrollo vegetal inducida
por hongos endomicorrízicos en dos cultivares de chile (Capsicum
annuum L)“, que presenta el C. Francisco Román García, mismo que
considero que incluyó las revisiones que le fueron recomendadas, por lo que
expresó mi aprobación para que se sigan los trámites académicos que
correspondan.
Si otro particular, agradezco su atención.
ATENTAMENTE
Tecomán, Colima 12 de Abril de 2003
.
c.c.p. Ing. Rodolfo valentino Morentín Delgado- Director de la F.C.B.A.
c.c.p. Interesado
c.c.p. Archivo Personal