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Universidad de Colima
Doctorado en Ciencias, Área: Biotecnología
INFLUENCIA DE HONGOS MICORRÍZICOS ARBUSCULARES,
BACILLUS SP Y VERMICOMPOSTA EN EL CRECIMIENTO Y
FLORACIÓN DE PLANTAS DE PAPAYO
Tesis que para obtener el grado de
Doctor en Ciencias, Área: Biotecnología
Presenta
Héctor López Moctezuma
Asesores
Dr. Sergio Aguilar Espinosa
Dr. Ronald Ferrera -Cerrato
Coasesores
Dr. Javier Farías Larios
Dra. Ma. del Rocío Flores Bello
Dr. Alejandro F. Barrientos Priego
Tecomán, Colima; enero de 2003
OFICIO No.
014/2003.
C. HÉCTOR LÓPEZ MOCTEZUMA
EGRESADO DEL DOCTORADO EN CIENCIAS
ÁREA: BIOTECNOLOGÍA
P R E S E N T E.
Con fundamento en el dictamen emitido por el jurado revisor del colegiado del área:
de Biotecnología de est a Facultad a mi cargo, de su trabajo de tesis del Doctorado y en
virtud de que efectuó las correcciones y acató las sugerencias que le habían indicado los
integrantes del mismo, se le autoriza la impresión de la tesis "INFLUENCIA DE
HONGOS
MICORR ÍZICOS
ARBUSCULARES,
BACILLUS
SP
Y
VERMICOMPOSTA EN EL CRECIMIENTO Y FLORACIÓ N DE PLANTAS DE
PAPAYO. ", misma que ha sido dirigida por los C.C. Dr. Sergio Aguilar Espinosa,
Profesor - Investigador de la Universidad de Colima y el Dr. , Ronald Ferrera Cerrato del
Colegio de Posgraduados de Chapingo.
Este documento reunió todas las características apropiadas como requisito parcial
para obtener el grado de Doctor en Ciencias; Área : Biotecnología y fue revisado en
cuanto a forma y contenido por los C.C. Dra. María del Roc ío Flores Bello, Dr. Javier
Farias Larios, Dr. José Gerardo López Aguirre y Dr. Sergio Aguilar Espinosa ProfesoresInvestigadores de la Universidad de Colima, así como el Dr. Ronald Ferrera- Cerrato
Investigador del Colegio de
Posgraduados de Chapingo.
S in otro particular de momento, me despido de usted muy cordialmente.
AGRADECIMIENTOS
Deseo expresar mi más sincero agradecimiento a las instituciones y
más aún a los hombres que las dirigen, por apoyar este proyecto
que forjó y fortaleció mi vida profesional. Es mi reconocimiento a:
La Universidad Veracruzana.
A la Dirección General de Apoyo al Desarrollo Académico
de la Universidad Veracruzana.
A la Facultad de Ciencias Agrícolas, Zona Xalapa.
Al Programa PROMEP dependiente de la SEP.
Al Programa de Posgrado en Biotecnología en la Facultad
de Ciencias Biológicas y Agropecuarias de la Universidad
de Colima.
Al Colegio de Postgraduados.
A la Universidad de Chapingo.
También quiero decirles a los hombres que están dedicados a la
ciencia;
Dr. Sergio Aguilar Espinosa,
Dr. Ronald Ferre ra Cerrato,
Dr. Javier Farías Larios,
Dra. Ma. Del Rocío Flores Bello,
Dr. José Gerardo López Aguirre,
Dr. Alejandro F. Barrientos Priego,
a Uds. que me orientaron, formaron y modificaron positivamente m
pensamiento hacia esta inherente manera de vida del humano que
es la investigación; que les estoy infinitamente agradecido por su
enseñaza tiempo, asesoría, apoyos, por darme confianza, por sus
comentarios por corregir mi trabajo de investigación y por
brindarme su amistad.
Mi agradecimiento muy especial a mis amigos M.C. Juan 3. Almara;
Suárez y a la Ing. Ma. De Jesús Manjarrez Martínez y al personal de
área de Microbiología de Suelos del Colegio de Postgraduados por e
apoyo brindado.
DEDICATORIAS
A mi familia toda…
A mi madre Josefa por su bondad y cariño, y enseñarme a soportar
los momentos difíciles. A mis hermanos Ita y Carl os por darme su
amistad y cariño, y por mostrarme el camino de la perseverancia.
A mi esposa María Elena, por estar siempre conmigo en mi s
ausencias, por ser mi apoyo y guía, y enseñarme el camino de la fe.
A mis hijos Héctor y Mariela por soportar con amor el tiempo que no
les di, por comprender mi afán de darles todo. A mi nieta Mariela
Fernanda por llegar a dar más luz a mi camino.
A mi suegro Jacinto (…) por dejarnos su esencia y enseñanza para
apreciar nuestras raíces y tradiciones. A mi suegra Margarita por su
liderazgo para sacar adelante a la familia, por su fortaleza y espíritu
de bondad que ofrece. A sus hijos, mis amigos, por ser como son.
A mis compadres y amigos de siempre, Rubén M. y Rubén R., por su
amistad.
A mi entrañable compadre y amigo Armando por mostrar esa
transparencia y franqueza.
ÍNDICE
PÁGINA
ÍNDICE DE CUADROS………………………………………………………………………………
v
ÍNDICE DE FIGURAS……………………………………………………………………………….
vi
ANEXOS…………………………………………………………………………………………………..
vi¡i
RESUMEN………………………………………………………………………………………………..
ix
ABSTRACT……………………………………………………………………………………………….
I. INTRODUCCIÓN………………………………………………………………………………….
x
II. ANTECEDENTES…………………………………………………………………………………
2.1. La agricultura moderna y agricultura sustentable………………...
7
7
2.2.
10
Relación planta-suelo-microorganismos……………………………….
1
2.2.1.
La absorción de nutrimentos por las plantas…………..
10
2.2.2.
Nutrición mineral de la planta……………………………………
11
2.2.2.1 El nitrógeno…………………………………………………………………
.
2.2.2.2 El fósforo……………………………………………………………………..
.
2.2.3.
La rizósfera-microorganismos y nutrición de la planta.
13
15
2.2.3.1. La rizósfera………………………………………………………………….
15
2.2.3.2. Exudados de la raíz y nutrición de la planta………….
16
2.3.
La materia orgánica y la nutrición de la planta……………………..
17
2.4.
Erosión del suelo como pérdida de nutrimentos…………………….
17
2.5.
Los microorganismos: Bacterias y HMA…………………………………..
19
14
2.5.1.
Las bacterias……………………………………………………………….
19
2.5.2.
Hongos micorrízicos……………………………………………………
22
2.5.3.
La endomicorriza arbuscular………………………………………
24
2.5.3.1. Fisiología de la simbiosis………………………………………….
26
2.5.3.2. Absorción y transporte de fósforo por los HMA……..
27
2.5.3.3. Demanda de P y costo energético para la planta……
29
2.5.3.4. Hongos micorrízicos arbusculares nativos……………….
31
2.5.3.5. Los beneficios de los hongos MA……………………………..
32
2.6.
La materia orgánica y la micorriza arbuscular………………………..
33
2.7.
Relación de hongos micorrízicos arbusculares y bacterias…….
34
2.8.
Los microorganismos y la producción de sustancias reguladoras
del crecimiento………………………………………………………………………….
36
2.9.
La propagación de frutales y su relación con microorganismos. 39
i
2.10. El significado de la floración en frutales…………………………………
40
2.10.1. La floración…………………………………………………………………………
40
2.10.2. La juvenilidad y floración en especies frutales…………..
40
III. MATERIALES Y MÉTODOS………………………………………………………………..
43
3.1.
Condiciones de crecimiento para las plantas…………………………..
43
3.2.
Material biológico ……………………………………………………………………….
43
3.2.1. Obtención de semilla……………………………………………………………………
3.2.2. Preparación de la semilla para la siembra…………………………………
43
43
3.2.3. Bacterias………………………………………………………………………………………..
44
3.2.4. Hongos micorrízicos arbusculares……………………………………………….
44
3.3.
45
Metodología………………………………………………………………………………….
3.3.1. Primera fase: efecto de la inoculación de HMA y bacterias en
plantas crecidas en sustrato deficiente en fósforo ……………………..
3.3.2. Evaluación en vivero……………………………………………………………………..
45
46
3.3.2.1.
Tratamientos evaluados y diseño experimental……….
46
3.3.2.2.
Trasplante e inoculación……………………………………………
47
3.3.2.3.
Determinaciones………………………………………………………….
47
3.3.2.4.
Evaluación de la floración…………………………………………..
48
3.4. Segunda fase: efecto de la inoculación de HMA y bacterias en
plantas crecidas en vermicomposta……………………………………………………
48
3.4.1. Experimento 1: Efecto de la vermicomposta y HMA……………………
3.4.1.1.
Trasplante e inoculación………………………………………………
49
49
3.4.1.2.
Diseño experimental…………………………………………………….
50
3.4.1.3.
Evaluación de la floración…………………………………………..
50
3.4.1.4.
Determinaciones…………………………………………………………..
50
3.4.2. Experimento 2: Efecto de vermicomposta, HMA y bacterias………
50
3.4.2.1.
Tratamientos evaluados y diseño experimental……….
50
3.4.2.2.
Transplante e inoculación de los HMA y bacterias….
51
3.4.2.3.
Determinaciones………………………………………………………….
52
3.4.2.4.
Evaluación de la floración…………………………………………..
3.5. Análisis estadístico……………………………………………………………………………
52
52
3.6. Determinaciones……………………………………………………………………………….
52
3.6.1. Análisis del crecimiento………………………………………………………….
52
3.6.2. Análisis de nutrimentos en el tejido vegetal………………………
53
ii
3.6.3. Colonización endomicorrízica………………………………………………
3.6.4. Colonización por bacterias………………………………………………….
54
54
3.6.5. Determinación de clorofila y asimilación de CO 2……………..
55
3.6.6. Determinación de ABA y AIA……………………………………………..
56
3.6.6.1.
3.6.6.2.
Separación de las hormonas……………………………………..
Detección……………………………………………………………………
56
56
3.6.6.3.
Cuantificación…………………………………………………………….
57
3.6.7. Determinación de azúcares totales………………………………………
57
IV.
4.1
.
4.2
.
RESULTADOS…………………………………………………………………………….
58
Colonización de la raíz por los microorganismos y su efecto en
el crecimiento de las plantas en sustrato deficiente en P…..
58
4.1.1. Crecimiento de las plantas a 48 días de edad……………..
58
4.1.2. Crecimiento de las plantas a 77 días de edad……………..
61
4.1.3.
Nutrimentos en el tejido vegetal…………………………………..
63
4.1.4.
Colonización de la raíz por las bacterias y HMA………….
65
4.1.5. Contenido de AIA y ABA…………………………………………………….
66
4.1.6.
67
Floración…………………………………………………………………………..
Efecto de vermicomposta y HMA en el crecimiento y
colonización de las plantas……………………………………………………….
4.2.1.
Crecimiento de las plantas………………………………………………
69
69
4.2.2.
Asimilación de CO2…………………………………………………………..
73
4.2.3.
Colonización…………………………………………………………………….
74
4.2.4.
Floración…………………………………………………………………………..
76
4.2.5.
Nudos en los tallos y la madurez de las plantas………….
78
4.2.6.
Efecto de los HMA en la madurez de las plantas…………
78
4.3 Efecto de la vermicomposta, HMA y bacterias………………………..
. 4.3.1. Crecimiento de las plantas……………………………………………..
79
4.4
V.
79
4.3.2.
Colonización de la raíz……………………………………………………
83
4.3.3.
Concentración de nutrimentos en el tejido vegetal…….
84
4.3.4.
Crecimiento y floración bajo condiciones de campo……
86
Efecto de la vermicomposta y HMA en la velocidad de
crecimiento de las plantas………………………………………………………..
DISCUSIÓN…………………………………………………………………………………
91
iii
93
5.1. Efecto de la inoculación de HMA y bacterias en el crecimiento y
floración de las plantas crecidas en sustrato de baja
disponibilidad de P……………………………………………………………………….
5.2. Efecto de la inoculación de HMA en el crecimiento y floración de
plantas crecidas en vermicomposta …………………………………………….
5.3. Efecto de vermicomposta, HMA y bacterias en el crecimiento y
floración de las plantas…………………………………………………………………
5.4. Colonización de las plantas por los microorganismos…………………
5.4.1.
Bacterias………………………………………………………………………………
5.4.2.
Colonización por los HMA……………………………………………………
5.4.3.
La asimilación de CO 2 y contenidos de AIA y ABA………….
5.5. Influencia de los microorganismos………………………………………………..
93
99
102
107
107
109
111
111
VI. CONCLUSIONES…………………………………………………………………………………
114
VII. BIBLIOGRAFÍA CITADA……………………………………………………………………
VIII. ANEXOS…………………………………………………………………………………………..
116
139
iv
Cuadro
1
ÍNDICE DE CUADROS
Título
Página
Características químicas del sustrato empleado……………………..
45
2
Tratamientos evaluados en el ensayo con sustrato deficiente
en fósforo………………………………………………………………………………….
46
3
Contenido nutrimental
y características físicas de las
mezclas de vermicomposta y suelo…………………………………………
48
4
Cantidades de vermicomposta en el sustrato…………………………
49
5
Tratamientos evaluados en el segundo experimento……………..
51
6
Crecimiento de plantas de papaya a 48 días de edad……………
59
7
Crecimiento de las plantas y su asimilación de CO2,
concentración interna de CO2 (Ci) y conductancia estomática
60
8
Crecimiento de plantas de papaya a 77 días de edad……………
61
9
Crecimiento de las plantas y su asimilación de CO 2,
concentración interna y conductancia estomática a los 77
días de edad……………………………………………………………………………
62
Contenido de macronutrimentos (g.g-1) en base al peso seco
de las plantas a 77 días de edad…………………………………………….
64
11
Contenido de macronutrimentos en las plantas a 77 días de
Edad………………………………………………………………………………………….
64
12
Número de bacterias totales (UFC) y colonización MA en
plantas de papayo en dos fechas de estudio …………………………
65
13
Plantas con flor a los 160 y 175 días de edad de la planta
68
14
Contenido de los nutrimentos en el tejido vegetal a los 160
días de edad de la planta………………………………………………………..
69
15
Efecto de HMA y vermicomposta en la altura y área foliar de
las plantas a los 60 días de edad……………………………………………
72
16
Volumen radical (cm3) a los 60 días de edad de las plantas..
73
17
Concentración interna de CO 2 y asimilación de CO 2, a los 60
días de edad……………………………………………………………………………
74
18
Efecto del número de nudos en el tallo en la maduración de
las plantas……………………………………………………………………………….
78
10
v
19
Crecimiento de las plantas en sus primeras fases de
Crecimiento……………………………………………………………………………..
80
20
Crecimiento de las plantas a 64 días de edad, en un sustrato
con 40% de vermicomposta……………………………………………………
81
Crecimiento de las plantas a 64 días de edad, en un sustrato
de muy bajo contenido de P……………………………………………………
83
21
22
23
24
25
26
27
28
Colonización de las plantas por las bacterias y los HMA a los
64 días de edad………………………………………………………………………..
Contenido de nutrimentos en el tejido vegetal a 64 días de
edad de la planta………………………………………………………………………
Contenido de micronutrimentos en el tejido vegetal a 64 días
de edad de la planta………………………………………………………………..
Plantas que llegaron a la madurez después de 100 días de
edad de la planta………………………………………………………………………
Crecimiento de las plantas a los 115 días de edad bajo
condiciones de campo………………………………………………………………
84
85
85
86
87
Plantas con 115 días de edad mostrando el número de nudos
en el tallo y plantas que florecieron………………………………………..
88
Crecimiento de las plantas y número de flores promedio a los
115 días de edad………………………………………………………………………
89
29
Macronutrimentos en el tejido vegetal a 115 días de edad de
la planta, durante la fase de floración…………………………………….
30
Contenido de micronutrimentos en el tejido vegetal a 115
días de edad de las plantas……………………………………………………..
vi
90
91
Figura
1
ÍNDICE DE FIGURAS
Título
Condición del P en la solución del suelo y como lo
adquiere la planta mediante la extensión de raíces y
HM………………………………………………………………………………………
Página
10
2
Flujo de elementos en relación a la erosión nutrimental…
18
3
Cambios morfológicos en las raíces por efecto de los
hongos micorrízicos…………………………………………………………..
23
4
Ilustración de la simbiosis micorrízica arbuscular……………
26
5
Estimulación del alargamiento de raíz por bacterias
promotoras del crecimiento……………………………………………..
38
6
Metodologí a para determinar el número de unidades
formadoras de colonias…………………………………………………….
54
7
Crecimiento de las plantas a los 28 días de edad……………
59
8
Crecimiento de las plantas a 48 días de edad…………………
60
9
Contenido total de azúcares en hojas y raíz a los 77 días
de edad……………………………………………………………………………..
63
10
Contenido de ácido indolacético (AIA) y abscísico (ABA)
en el tejido de las plantas…………………………………………………
66
11
Flores por planta a los 160 días de edad…………………………
67
12
Flores por planta a los 175 días de edad…………………………
68
13
Efecto de la vermicomposta en la altura y peso seco de la
planta…………………………………………………………………………………
70
Efecto de la vermicomposta en área foliar y volumen de
raíz de las plantas…………………………………………………………….
70
15
Efecto de vermicomposta y HMA en el peso seco de las
plantas………………………………………………………………………………
71
16
Efecto de HMA y cantidad de vermicomposta en el
crecimiento de las plantas……………………………………………….
71
Efecto de la vermicomposta y (V)+HMA en laconductancia
estomática………………………………………………………………………..
74
14
17
vii
18
Efecto de la vermicomposta en la colonización micorrízica.
75
19
Efecto de la dosis de vermicomposta y HMA en el
porcentaje de plantas que llegaron a la floración………………
76
20
Efecto de HMA y vermicomposta en el número de flores por
planta a los 120 días de edad…………………………………………….
77
21
Relación del número de nudos en el tallo y flores por
planta en sustrato de vermicomposta………………………………..
79
22
Efecto de las bacterias y HMA+bacteria en el crecimiento
de las plantas………………………………………………………………………
81
23
Efecto de los HMA en el desarrollo de las plantas a los 64
días de edad crecidas en un sustrato del 40% de
vermicomposta……………………………………………………………………
82
Efecto de las bacterias sobre el crecimiento de plantas en
sustrato suelo sin vermicomposta……………………………………..
83
Vigor del tallo de plantas de papayo a los 115 días de
Edad…………………………………………………………………………………….
87
26
Influencia de HMA y bacterias en la floración de las plantas
a 130 días de edad……………………………………………………………..
90
27
Efecto de la vermicomposta y HMA en la velocidad de
crecimiento de las plantas………………………………………………….
92
Factores relacionados con el crecimiento de las plantas de
papaya en sustrato de vermicomposta inoculadas con HMA
y bacterias promotoras del crecimiento…………………………….
113
24
25
28
ANEXOS
Página
1
2
Agar nutritivo
Fermentador para la producción de inóculo de bacterias
3
Multiplicación de bacterias
140
4
Separación y cuantificación de ABA y AIA
141
5
Reactivo de antrona
143
viii
139
139
RESUMEN
A través de tres experimentos en invernadero y condiciones de campo se
evaluó el efecto del complejo Glomus sp Zac-19 y las bacterias Bacillus
pumilus
(Bp)
y B. macerans
(Bm)
en
la
colonización
de
raíces,
crecimiento, absorción nutrimental, contenido hormonal de AIA y ABA, y
floración en plantas de papaya (Carica papaya L.) crecidas en sustratos
de bajo (4.4 y 11 mg.kg -1 de P) (BCP) y alto contenido de P (ACP) con la
adición de vermicomposta (V) de pulpa de café (30 a 160 mg.kg - 1 de P).
En
BCP,
la
colonización
micorrízica
influyó
positivamente
en
el
crecimiento de las plantas hasta los 48 días de edad, superando a las
inoculadas con HMA+Bp y Bp. Con HMA las plantas crecieron 300% más
que sin inocular, pero fueron superadas en un 33% por plantas en V. El
efecto benéfico de HMA+Bp se manifestó después de los 77 días
promoviendo un mayor número de flores en las plantas que fue similar a
la de las plantas con V, y superó a las plantas con HMA. En ACP a 30 y
40% de V, la colonización micorrízica favoreció el crecimiento de las
plantas, superando a las plantas sin inocular. La aplicación del 50% de V
tuvo un efecto neutro y en cantidades mayores de 60% no se registró
efecto. En campo, las plantas que crecieron en vivero con HMA+50%V y
en 80 a 100% de V sin inocular desarrollaron mayor número de flores a
los 115 días de edad. Los microorganismos favorecieron la absorción de
P, Fe y Zn e influyeron en una mayor asimilación de CO2 y contenido de
AIA en las plantas de papayo en vivero.
Palabras clave: HMA, Bacillus pumilus, Bacillus macerans, Glomus,
asimilación de CO2 , Carica papaya L., vermicomposta, hormonas, AIA,
ABA, colonización micorrízica.
ix
ABSTRACT
Several trials were done under greenhouse and field conditions for
evaluate the effect of Glomus sp Zac-19 strain (AMF) and Bacillus
pumilus (Bp) and B. maceraras (Bm) bacteria on roots colonization,
growth, nutrient absorption, AIA and ABA content, and fiowering of
papaya plants, (Carica papaya L.). Piants were grown in substrate of low
content (4.4 and 11 mg.kg- 1 ) (LCP) and high content of P (30 to 160
mg.kg- 1)(HCP) by addition of vermicompost (V) of coffee puip. On LCP,
arbuscuiar mycorrhizal colonization (AMC) influenced positively plant
growth until 48 days oid, it is got over to the inoculated plants+ with
AMF + Bp and Bp. Plants with AMF shown 300% more growth that noninoculated plants, however, they were overcome on a 33% by plants
grown on V. Beneficia) effect of AMF + Bp was manifested 77 days later
showing a higher number of flowers in plants whi ch were similar to the
plants with V, and overcome to the plants with AMF. In HCP with 30%
and 40% of V, AMC favored the plants growing, overcoming to the noninoculated plants. In treatments with 50% of V and 50% V+AMF had
similar effects, and in treatment with 60% of V and higher there was not
effect when AMF was added. On the other hand, under field conditions,
plants grown in nursery with MAF + 50% of V and from 80% to 100% of
V and no-inoculated, had a higher number of flowers after 115 days oid.
The absorption of P, Fe, and Zn, were favored by the microorganisms
presence, moreover, a higher assimilation of CO2 , and content of AIA in
the papaya plants at nursery.
Key words MAF, Baci llus pumilus, Bacillus macerans, Glomus, CO2 assi
mi lation, Carica papaya L., earthworm castings, hormones, AIA, ABA,
arbuscular mycorrhizal.
x
I. INTRODUCCIÓN
Gracias a la capacidad de las plantas de utilizar la energía luminosa y
convertirla en energía química, con la cual logra la síntesis de sustancias
como aminoácidos y vitaminas que son aprovechadas por el hombre para
su dieta (Mengel y Kirkby, 1978).
Para que estas plantas logren satisfacer las necesidades de una
población en constante crecimiento, es necesario encontrar sistemas
agrícolas que incrementen los rendimientos de los cultivos. Los avances
en el conocimiento sobre la nutrición de las plantas han contribuido en
aumentarlos considerablemente. A pesar de lo anterior, existe una
presión sobre los sistemas agrícolas que se asocia con una disminución
en la productividad del suelo y en un deterioro ambiental que puede
incluso afectar la salud humana y animal (Reganold et al., 1990). Debido
a este efecto, los beneficios de la agricultura moderna son solo a corto
plazo, con una ineficiencia a largo plazo (Schaller, 1993).
La definición de nuevas estrategias que disminuyan los efectos nocivos
hacia el ambiente se hace prioritario, y se enmarca en lo que se
denomina agricultura sustentable; cuya finalidad última es el empleo de
tecnologías limpias, donde los microorganismos como las bacterias y
hongos micorrízicos arbusculares (HMA) se perfilan hoy en día como una
de las opciones biotecnológicas con mayor futuro en esta nueva
estrategia de producción (Hamel, 1996; Nehl et al., 1997). Se considera
así al suelo como un complejo viviente que asegura la productividad por
un largo periodo (Reganold et al., 1990). Donde la materia orgánica
condiciona muchas de las propiedades de este medio edáfico, que
Influye en el desarrollo de la microflora y repercute en el sistema sueloplanta (Grayston
et
al., 1996). En el suelo los microorganismos
Intervienen en el funcionamiento de ese sistema (Rose, 1997), ayuda a
1
que soporte cualquier estrés, constituyen una dinámica de fuente y
demanda de nutrimentos en el ecosistema con una participación a
importante en la descomposición de la materia orgánica y el ciclado de
nutrimentos (Smith y Paul, 1990; Cambardella y Elliott, 1992; Collins et,
al., 1992), o en la fijación de nitrógeno (Jha et al., 1993).
En este contexto es importante la visión sobre la relación planta-suelomicroorganismos, definida por Lynch (1990), como la trilogía del suelo. ''
Así planteado, el modelo representa una guía para imitarse y llegar a
una agricultura sustentable. Este modelo puede realizarse en aquellas
plantas que requieren una fase de crecimiento inicial en vivero antes de
establecerse en campo, en donde el sustrato se esteriliza para eliminar
agentes patógenos y por consiguiente también los microorganismos
benéficos como bacterias y hongos micorrízicos arbusculares (HMA).
Bajo esta condición, se plantea que los dos elementos de la trilogía:
suelo y microorganismos pueden modificarse a través de la reinoculación
para restablecer el sistema con un beneficio potenciado ya que los
organismos se establecen sin la competencia de otros (Alarcón y
Ferrrera -Cerrato, 1999) y por otro lado mejoran la fertilidad del
sustrato.
De las bacterias a introducir es importante tomar en consideración a
ciertos microorganismos de vida libre denominados PGPR (Plant Growth
Promoting Rhizobacteria) (Kloepper e t al., 1989), pertenecientes a los
géneros
Azotobacter,
Pseudomonas y Bacilius
Acetobacter,
(Elmerich,
Azospirillum,
1984;
Kloepper
Burkholderia,
et
al .,
1989;
Probanza et al ., 1996). Se ha encontrado que cuando se asocian a la
rizosfera pueden modificar la actividad fisiológica de las plantas y
mejorar su desarrollo al intervenir en el sistema con acciones como: (a)
solubilizar
nutrimentos,
(b)
fijación
biológica
del
nitrógeno,
(c),
producción de reguladores del crecimiento (d) inhibición de patógenos y
2
(e) la interacción sinérgica con otros organismos (Perry et al., 1987;
Bashan et al., 1996).
Con relación al suelo, la fertilidad es un factor asociado con la planta y
microorganismos. Dentro de los nutrimentos es el fósforo el que
contribuye significativamente en la fisiología de la planta al formar part e
de los ácidos nucleicos, fosfolípidos y del ATP (Schachtman et al ., 1998),
es por lo tanto un factor genético y energético, siendo el segundo
elemento esencial más importante para el desarrollo de las plantas
(Kramer y Koloswski, 1979).
El fósforo se encuentra en el suelo en grandes cantidades, pero por lo
regular no esta disponible para las plantas. Las causas son diversas;
puede estar fuertemente adsorbido a los coloides, formar precipitados
con el Fe, Al, Ca y Mg o estar en forma orgánica. Además el ortofosfato,
que es la forma asimilable se mueve muy lentamente en la solución del
suelo (Bolan, 1991; Schachtman et al., 1998). De esta forma este
elemento esta en insuficiencia constante en el suelo y es uno de los
factores que limita el crecimiento vegetal, presetandose este fenómeno
en cultivos tropicales (Diederichs y Moawad, 1993). En la propagación de
especies frutales se hace uso de este suelo, con los resultados de pobre
crecimiento de las plantas en vivero. Este efecto se reduce al inocular
los HMA , ya que al formar la simbiosis micorrízica contribuye a
incrementar la eficiencia de la raíz del hospedero, facilitando una mayor
absorción de este nutriente, además del cobre y zinc (Bolan, 1991).
El uso de sustratos para el crecimiento de las plantas en vivero se ha
convertido en una prioridad al tratar de incrementar la fertilidad y
mejorar el desarrollo de las plantas, como es el caso de los abonos
orgánicos que beneficia el crecimiento de las plantas al mejorar las
condiciones físicas y químicas del suelo y que los nutrimentos están en
forma disponibles; como es el caso de la vermicomposta, que no es más
3
que la excreta de la lombriz cuando ha digerido residuos orgánicos
(Riffaldi y Levi -Minzi, 1983; Albanell et al. , 1988). La vermicomposta
esta considerada como un agente de control de varias enfermedades
causadas por patógenos como Coletotrichum y por bacterias como
Pseudomonas (Zhang et al., 1998). Niveles altos o muy bajos del P
también, según Koide (1991), pueden reducir la infección y colonización
de la raíz. Se requiere por lo tanto buscar alternativas que mejoren el
desarrollo de las plantas sin detrimento de la simbiosis y sin depender
de los fertilizantes.
Al modificarse los componentes de la trilogía propuesta por Lynch
(1990); la acción de los microorganismos como los HMA y bacterias
PGPR sería una propuesta viable como inóculo, ya que un organismo por
si solo no puede ser responsable de todos los beneficios para la planta
(Linderman, 1992). Al respecto se ha demostrado que estos organismos
coexisten en forma mutualista, donde las bacterias influyen sobre los
HMA en: (a) ayudando a la colonización (Garbaye, 1994), (b) en la
germinación de esporas (Mayo et al ., 1986), y (c) en la producción de
esporas que favorecen la cantidad de raíces colonizadas (Azcón, 1993).
Por otro lado los HMA influyen en la calidad de los exudados radicales
modificando el crecimiento de las poblaciones bacterianas (Christensen y
Jakobsen, 1993) y que las hifas del hongo son un vehículo de transporte
(Bianciotto et al., 1996).
Sin embargo, se ha encontrado que hay especificidad entre el genotipo
de la planta y la bacteria, para que esta última pueda tener un efecto
positivo en el desarrollo vegetal (Provorov et al., 1994; García de
Salmone y Döbereiner, 1996). Primero deben colonizar la rizosfera, y
esto depende en gran medida del tipo de planta, el sustrato, la especie
de bacteria (Asanuma et al., 1979) y del HMA presente (Nehl et al.,
4
1997); condiciones que hay que determinar para cada bacteria y planta
en particular.
Una gran cantidad de investigaciones con bacterias se han realizado en
diferentes plantas, principalmente en gramíneas (Bashan et al., 1996),
pero no se descarta la posibilidad que tenga efectos positivos en plantas
perennes, como es el caso de papaya.
Por otro lado, los resultados obtenidos sobre la interacción materia
orgánica
y
la
micorriza
no
son
consistentes
y
algunos
son
contradictorios. Algunos investigadores han encontrado incrementos en
la colonización (Ishac et al., 1986; Sieverding, 1991) y en otros trabajos
se reporta una disminución (Tarkaison et al ., 1998a). No siendo aún
claro los efectos en la colonización y crecimiento de las plantas. En
general se ha encontrado que la eficiencia de la micorriza depende de la
fertilidad del suelo y de la dependencia de la planta (Plenchette et al .,
1983) así, una alta dependencia a los HMA hay un mayor beneficio
cuando los suelos son fértiles con un alto contenido de P (Johnson,
1993).
Las bacterias y HMA, pueden ser contemplados en su influencia en el
balance hormonal, o la tasa fotosintética que modifique el desarrollo del
vegetal como requisito para seleccionar estos organismos y usarse como
herramienta biotecnológica en el mejoramiento de los cultivos (Azcón,
2000). Bacillus pumilus es un organismo considerado como promotor del
crecimiento, que produce hormonas en el medio de cultivo y tiene
Influencia en el desarrollo de gramineas diferentes a frutales (Gutierrez
Mañero et al., 1996).
Existe escasa literatura sobre el efecto de la interacción de bacteriasMA-vermicomposta en plantas frutales de origen tropical; sin embargo,
cierta experiencias en la producción de tomate de cáscara, demostraron
una buena eficiencia, cuando se realizó la inoculación de Glomus
5
intraradix
y
Azospirilum
brasilience
usando
vermicomposta
como
sustrato (Velasco et al ., 2001), lo que permite establecer que estos tres
factores pueden ser importantes en frutales como la papaya.
A la fecha se desconoce que nivel de fertilidad del sustrato es adecuado
para permitir la colonización radical sin ocasionar detrimento en el
crecimiento de las plantas o de cómo se modifica su crecimiento, y
floración.
La
pregunta
es
sí
la
fertilidad
del
sustrato
por
la
adición
de
vermicomposta influye en la eficiencia de los hongos MA y bacterias
promotoras del crecimiento (BPC) para colonizar las raíces, mejorar el
crecimiento y reducir el periodo afloración de las plantas de papayo.
Para tratar de dar respuesta a esta interrogante se planteó la hipótesis
de que los complejos de HMA y BPC tienen mayor eficiencia para
incrementar el crecimiento inicial en plantas de papayo y reducir el
periodo
a
floración
como
resultado
de
una
mayor
absorción
de
nutrimentos, asimilación de CO 2 y balance hormonal de las plantas
crecidas en vermicomposta.
Como objetivo general se planteó evaluar la inoculación de un complejo
HMA y bacterias del género Bacillus en plantas de papayo crecidas en
sustrato deficiente en fósforo y en vermicomposta.
Objetivos específicos
1. Determinar el efecto de la inoculación del complejo Glomus sp
(Zac-19) y Bacillus pumilus en sustrato deficiente en fósforo.
2. Evaluar el efecto de la inoculación del complejo Glomus sp (Zac
19),
Bacillus
pumilus
y
vermicomposta.
6
B.
macerans
en
sustrato
con
II. ANTECEDENTES
2.1.
La agricultura moderna y agricultura sustentable
El término "agricultura" o "sistema agrícola" es una expresión que
denota una actividad biológica que involucra el manejo de los procesos
de crecimiento y reproducción de las plantas y animales para proveer al
hombre recursos de alto valor; principalmente como alimentos y fibras.
El término abarca además, los aspectos económicos, políticos, sociales,
de comercio y abastecimiento de la industria. Que en un sentido amplio
incluye
tres
ambientes:
a)
socio-político,
b)
biofísico,
y
c)
tecnológicoeconómico (Lehman et al ., 1993).
La "agricultura convencional", "agricultura actual o moderna" está
caracterizada por su alta especialización (Schaller, 1993), en el uso de
insumos; como los fertilizantes químicos, plaguicidas y herbicidas, es
preferentemente mecanizada, con aportación de grandes capitales; con
el paradigma de "obtener energía a través del agotamiento" (Lehman et
al., 1993; Hansen, 1996).
Este tipo de agricultura, si bien ha creado grandes ganancias en la
producción de alimentos y ha sostenido a una población creciente, el
costo ha sido de igual magnitud, ya que esta ha generado grandes daños
como son: (1) contaminación de suelos y agua por la aplicación de
agroquímicos, 2) daños a la salud humana y animal por el uso de
plaguicidas, (3) destrucción de la biodiversidad, (4) aumento de plagas y
enfermedades por la resistencia a plaguicidas, (5) muerte de insectos
benéficos por el abuso de agroquímicos, (6) reducción de la fertilidad del
suelo por la erosión, (7) dependencia de los recursos no renovables.
Puede decirse en general que se está ocupando cada día un ambiente
con menos capacidad, y que cualquier disturbio puede resultar en un
desastre ecológico (Hansen, 1996).
7
Ante esta problemática y al aumento de la población, en 1960 la
población mundial era de 3,000 millones de personas, y para 1990 creció
a 5,300 millones, se espera que para el año 2025 sea de 8,500 millones,
con una tasa crecimiento de 100 millones cada año. La pregunta es si
¿bajo una agricultura convencional, que cada día causa más daños al
ambiente, podrá continuar abasteciendo a esta población?. A esto hay
que agregar el desequilibrio social, la injusticia y falta de equidad que se
ha venido generando. Sin embargo, al ser los recursos naturales finitos y
escasos, es imperioso buscar alternativas que sean más justas, otras
formas de usar los recursos sin afectar al ambiente; que a futuro eviten
la incapacidad de producción del suelo o sistema agrícola (Hansen,
1994).
En el año 1987 apareció la palabra "sustentable" o "sostenible" y que ha
sido
dispersada
Environment
sustentable
and
o
rápidamente,
Development)
sostenible
como
la
WCED
definió
"El
el
(World
Commission
concepto
desarrollo
para
de
on
desarrollo
satisfacer
las
necesidades del presente sin comprometer la habilidad de las futuras
generaciones para que satisfagan sus necesidades" (Willer, 1994;
Hansen, 1996). En este mismo tenor ha sido descrita la agricultura
alternativa o sustentable, que se le han atribuido conceptos como:
Agricultura alternativa, orgánica, biológica, biodinámica, permacultura,
agroecológica o de bajos insumos (Vandermeer, 1995); aunque no hay
una definición exacta ya que depende en el contexto que se este usando
(Meyer y Helfman, 1993); pero si hay en su significado ciertos aspect os
generales, como de ser una agricultura para conservar los recursos
naturales y proteger el ambiente en forma indefinida, aumentar la salud
y seguridad del consumidor, que sea rentable y justa (Schaller, 1993).
Tres categorías integran la definición: la ecológica, social y económica
(Goodland, 1995; Elmore, 1996).
8
Los paradigmas de la agricultura sustentable están enmarcados en la
agricultura ecológica, agroecología, equidad, y suficiencia alimentaría
(Smith y Smithers, 1993).
Park y Seaton (1996) establecen que son tres aspectos que se deben
tomar en cuenta en la investigación agrícola: (1) El ampliar e integrar lo
más relevante de la investigación para que la información quede
disponible para la toma de decisiones, (2) la operatividad, flexibilidad,
adaptabilidad
e
identificación
de
políticas
que
sean
capaces
de
incrementar las opciones en el futuro y (3) la identificación a grandes
términos de los atributos para desarrollar sistema atractivos.
Para llegar a una agricultura sustentable se requiere util izar los recursos
renovables
y
disponibles
en
una
localidad
dada
con
tecnologías
apropiadas y accesibles, que minimice el uso de insumos externos y
costosos, aumentando de está manera la autosuficiencia (Yunlong y
Smit, 1994).
Las prácticas agronómicas que ayudan a la sustentabilidad tienden 3 la
mejora del ciclado biológico de nutrimentos, al control biológico de
patógenos
y
a
la
estabilización
del
sistema
suelo-planta.
La
microbiología del suelo es parte de la agricultura sustentable, al ser
responsable en la formación del humus, textura y estructura del suelo
(Kennedy y Smith, 1995).
Grandes áreas del trópico están bajo un manejo inapropiado que hace
que la productividad sea cada vez menor, aún en suelos de alta calidad
agrícola; el mejoramiento desde el punto de vista sustentable a largo
plazo, es el uso de prácticas que incrementen la materia orgánica, el uso
de cubiertas vegetales, incrementar la actividad microbiana de la
rizósfera, hongos micorrízicos arbusculares más eficientes y que sean
compatibles con el cultivo (Hoffman y Carroll, 1995).
9
2.2.
Relaci ón planta-suelo-microorganismos
2.2.1.
La absorción de nutrimentos por las plantas
Los procesos que controlan la absorción son complejos, involucrando la
solución del suelo, características del nutrimento en el suelo y las
interacciones físicas y químicas de las raíces con el suelo. Para
nutrimentos como el fósforo (P), que está fuertemente ligado a las
partículas del suelo, su absorción depende de la distribución que tenga
la raíz para llegar a él, más que el flujo que pueda tener este para llegar
hacia ella (Fig. 1); por lo que el tamaño y geometría del sistema radical,
(también incluyen las hifas de los HMA), así como los exudados de la
raíz son el factor dominante en la nutrición de las plantas (Loneragan,
1997; Schachtman et al., 1998).
Figura 1. Condición del P en la solución del suelo y como lo adquiere la
planta mediante la extensión de raíces y HMA (Modificado de Bolan, 1991;
y Schachtman et al., 1998).
10
La tasa de absorción de N03 - y K + por las raíces de las plantas, puede
incrementarse si existe suficiente cantidad en la solución del suelo, no
ocurriendo así para el P; debido a que este elemento se mueve muy
lentamente con relación a la tasa en que las raíces pueden absorberlo. Si
la concentración en la solución del suelo, próxima a la raíz, desciende
lentamente hasta agotarse, la tasa de absorción es superior a la de
abastecimiento. En un suelo enriquecido localmente (en parche) con una
solución de fosfato a concentración de 20 mol m-3 ; las raíces removieron
del suelo tratado en campo hasta un 60% de P de la solución más
rápidamente que en los ensayos de laboratorio donde las raíces
estuvieron con un suelo tratado con agua. Esto demostró la importancia
de fertilizar con P en forma localizada; si la concentración de P se
incrementa las raíces pueden absorberlo más rápidamente. Una alta
colonización de raíces por HMA puede causar un déficit en la solución del
suelo más rápidamente, a causa de ampliar el área de raíz por unidad de
volumen de suelo (Robinson, 1994; Schatman et al., 1998).
Cuando los nutrimentos son absorbidos, estos son usados para los
procesos de crecimiento o ser acumulados como una reserva, es el caso
de N, P y K; está reserva es utilizada por la planta cuando hay alguna
restricción en el abastecimiento de los elementos desde el suelo
(Robinson, 1994).
2.2.2.
Nutrición mineral de la planta
La supervivencia del hombre siempre ha dependido de las plantas como
un recurso para obtener fibra, alimento y energía. Esto es, por la
capacidad de las plantas de convertir la energía luminosa en energía
química, base importante para la síntesis de materiales como las fibras,
almidón, aceites, además de los aminoácidos y vitaminas que son
esenciales en la dieta del hombre. Un aspecto importante es la
11
productividad de las plantas, para que satisfagan las necesidades dE una
población en constante crecimiento; y la productividad depende entre
otros aspectos de la nutrición de la planta, en base a sus requerimientos
nutricionales (Mengel y Kirkby, 1978).
La nutrición mineral, desde el punto de vista bioquímico, es una serie de
eventos complejos de biosíntesis por los cuales las sustancias orgánicas
de la planta son producidas a partir de materiales inorgáni cos tomados
del medio. Desde el punto de vista fisiológico es la adquisición selectiva
de esos materiales y su distribución hacia los lugares que la planta los
requiere. La nutrición está relacionada con el metabolismo, con la
asimilación de nutrimentos y con su función en el desarrollo. Loneragan
(1997),
hace
una
referencia
histórica
del
descubrimiento
de
los
nutrimentos desde 1900 y destaca la importancia de este conocimiento y
su contribución en la producción de alimentos. Esto último por las
características de esencialidad de los elementos, que desempeñan un
papel muy específico en la fisiología de la planta: El nitrógeno (N) y
azufre (S) constituyen la materia orgánica de la planta; el fósforo (P),
boro (B), y silicio (Si) involucrados en los procesos energéticos y
transporte de sustancias. El potasio (K), sodio (Na), magnesio (Mg),
calcio (Ca), manganeso (Mn), y cloro (CI) intervienen en balance iónico
y osmótico de la planta, conformación de enzimas y en los fenómenos de
catálisis. El hierro (Fe), cobre (Cu), molibdeno (Mo) y zinc (Zn) son
esenciales en las reacciones redox de las células y para el transporte de
electrones (Mengel y Kirkby, 1978; Clarkson y Hanson, 1980).
El
incremento
mejoramiento
protección
con
en
la
producción
genético,
irrigación
agroquímicos,
es
debido
uso
incremento
de
de
a
factores
cultivos
la
como
el
intercalados,
disponibilidad
de
nutrimentos. Con relación a la nutrición, el nutrimento más común en
12
afectar al rendimiento y la calidad de los productos es el nitrógeno (Fell
y Stamp, 1993; Bockman, 1997).
2.2.2.1. El nitrógeno
El nitrógeno está en la biósfera y es disponible para las plantas en
diferentes formas: N2 molecular, amonio (NH3), como óxido nitroso
(N02),
nitrógeno
mineral
(NO3
y
NH4 )
y
el
nitrógeno
orgánico
(aminoácidos, péptidos, etc.). Este elemento es altamente demandado
por la planta y no es de sorprender que las plantas usen casi todas las
formas, con excepción del N2 que es usado por las plantas que viven en
simbiosis con las bacterias fijadoras de N (Wirén et al., 1997).
La fijación de N y la fertilización mineral son las principales entradas de
N al suelo. A escala global la fijación biológica de N es de alrededor de
44 a 200 Tg de N por año, de las cuales unas 140 Tg son usadas por las
plantas. Se estima que la productividad no puede ser posible sin la
fertilización mineral; en México se consumen de 10 a 25 Kg de nitrógeno
por hectárea y se sigue incrementando su aplicación (Peoples et al .,
1995), a nivel global el uso de fertilizantes nitrogenados ha aumentado
de 9.6 Tg de N en 1960 a 77 Tg en 1995.
Está dependencia hacia los fertilizantes puede tener las siguientes
consecuencias: 1) la producción de fertilizante depende de recursos
naturales no renovables; ¿Es esto sustentable?, ¿pue de la agricultura
encarar una crisis de recursos en el futuro?, 2) la agricultura intensiva
implica aumentar la disponibilidad de N con los riesgos de incrementar
las p erdidas de N por lixiviación (NO 3 ) y emisiones gaseosas al ambiente
(NH3 , N2 O y NO) (Bockman, 1997). A pesar de esto, propuso que para el
año 2000, la demanda global sería de 80 a 90x10 6 ton de N (Peoples et
al, 1995).
13
El aumento en los rendimientos depende de altos niveles de N disponible
para las plantas; con está intensificación de la agricultura se han
incrementado los residuos de N en raíces y una mineralización muy fácil,
otros problemas del uso intensivo de este elemento son la producción de
NO 3- hacia los mantos acuíferos, que afectan negativamente la calidad
del agua. Existen pérdidas de NH3 por evaporación (Bockman, 1997),
cambios en el cicl o de N que afecta en forma diferente a las especies,
llegando a producir alteraciones en los ecosistemas, como la volatilidad
de amonio y N2 O que altera químicamente la atmósfera; de los excesos
de N que disminuyen la actividad de microorganismos fijadores de este
elemento (Vitousek, 1994). En los trópicos la perdida de nitrógeno es
por lixiviación y arrastres, por la cantidad de lluvia (Campbell et al .,
1995).
2.2.2.2.
El fósforo
El fósforo es un nutrimento importante, contribuye con un 0.2% al peso
seco de la planta, es componente de moléculas como el ácido nucleico,
fosfolípidos y el ATP; de tal manera que es esencial para el crecimiento
de las plantas (Kramer y Kozlowski, 1979).
Después del N, es el segundo elemento más importante que limita el
crecimiento de los vegetales. Aunque el P en el suelo este en grandes
cantidades, está frecuentemente en forma no disponible o se encuentra
fuera de la rizósfera. El P en el suelo existe en forma orgánica e
inorgánica,
dependiendo
del
tipo
de
vegetación,
historial
de
fertilización, actividad microbiana y tipo de suelo. Un 80% aparece en
forma inmóvil y no disponible para la planta por causas como la
adsorción, precipitación (formando fosfatos de aluminio o fierro en
suelos ácidos, y fosfatos de Ca y Mg en suelos calcáreos o alcalinos) o
conversión a formas orgánicas. El resto del fósforo inorgánico está en
forma mineral y como fosfato disponible (menos del 1% en la solución
14
del suelo) (Fig. 1). El P-orgánico pasa a través de la mineralización a
formas inorgánicas. Está baja disponibilidad (menos de 10 µM) es una
limitante para las plantas, además este elemento se mueve muy
lentamente por difusión (Bolan, 1991; Schachtman et al., 1998). La
deficiencia de P tiene un impacto en la síntesis de proteína, el
crecimiento de la planta es menor, en frutales disminuye la calidad de la
fruta, existe un menor amarre de flor y fruto (Mengel y Kirkby, 1978).
El fósforo se mueve a través del suelo por difusión, el movimiento es de
un lugar de alta concentración hacia otro sitio de baja concentración. Al
ser absorbido el P que se encuentra cerca de la raíz deja una zona
'vacía" o de menor concentración que hace que el P de la solución del
suelo
se
difunda
hacia
la
raíz,
por
formarse
un
gradiente
de
concentración. La velocidad de movimiento depende del tipo de suelo
(tortuosidad),
lámina
de
agua
y
la
cantidad
de
P;
que
por
las
características de este elemento siempre es un movimiento muy lento.
En el trópico húmedo el fósforo es uno de los elementos que más limitan
el crecimiento de las plantas (Diederich y Moawad, 1993).
2.2.3.
La rizósfera -microorganismos y nutrición de la planta
2.2.3.1.
La rizósfera
La rizósfera es definida como la zona alrededor de la raíz, en donde se
lleva a cabo una gran actividad biológica, como proceso respiratorio,
intercambio de nutrimentos y actividad de microorganismos (Foster,
1988; Smiles, 1988). En está zona se encuentran sustancias que son
exudadas por la raíz (carbohidratos, sustancias como la tiamina, biotina,
niacina, colina, inositol, etc., ácidos orgánicos, enzimas, y hormonas);
que de alguna manera mantiene a los microorganismos que ahí habitan.
La asociación entre organismos y raíz pueden ser benéficas, sin efectos
o producir daños a la planta; uno de los objetivos en manipular la
15
rizósfera es incrementar el balance de organismos benéficos que inhiban
los efectos de organismos dañinos (Lynch, 1990).
Los microorganismos crecen a expensas del carbono orgánico, por lo que
su disponibilidad es importante y son las raíces en crecimiento una
fuente vital de carbono para la población microbiana (Whipps y Lynch,
1983; Wheatley et al., 1990).
La
diferencia
en
la
composición
de
exudados
hace
que
varíe
la
composición de las poblaciones microbianas en la rizósfera (Bowen y
Rovira, 1991). Como consecuencia cada genotipo de planta puede tener
en su rizósfera cierta población microbiana específica (Neal et al ., 1973).
Por otro lado, ciertos compuestos que son exudados por la raíz actúan
como señales que permiten que ciertos microorganismos que forman
simb iosis con ella sean atraídos hacia su rizósfera, estos compuestos son
del tipo de los ácidos fenólicos (López de Victoria y Lovell, 1993).
2.2.3.2. Exudados de la raíz y nutrición de la planta
Los microorganismos de la rizósfera liberan nutrimentos, intervienen en
la nitrificación y desnitrificación con una influencia en el balance de
nitrógeno en el suelo, hacen disponibles las diferentes formas de fósforo,
modifican la morfología de raíz, el desarrollo de la planta se incrementa
por sustancias como las fitohormonas (Rovira et al ., 1983).
Los efectos de la rizósfera en las plantas están relacionados con la
nutrición, crecimiento y desarrollo, patogenecidad, y simbiosis. Los
microorganismos colonizan el rizoplano o las estructuras internas y su
actividad metabólica modifica el suelo que las rodea, especialmente el
intercambio de iones y gases que con frecuencia modifican el pH
(García, 1987). Se sugiere que los exudados se relacionan con el
intercambio de nutrimentos con la solución del suelo por un proceso de
16
“Intercambio por contacto”, donde la fosfatasa ácida, liberada como una
enzima a través de la raíz o por los HMA que cambia el pH, potencial
redox. Para la absorción de elementos como P, Fe, Mn, Cu y Zn es
prioritario mejorar su absorción (Marschener, 1998). En los países
desarrollados, la productividad ha sido adquirida por el uso intenso de
fertilizantes químicos, que ahora están creando problemas al ambiente.
La nutrición de las plantas es un factor que debe cambiar para tener la
máxima producción con el mínimo de nutrimentos emitidos al ambiente;
haciéndose necesario investigar en las áreas de la fijación biológica de
N, el fenómeno simbiótico de la micorriza arbuscular y en los sistemas
de diagnóstico nutrimental del suelo y planta (Loneragan, 1997).
2.3. La materia orgánica y la nutrición de la planta
Históricamente se ha demostrado la importancia de la materia orgánica
en la fertilidad de los suelos, en la asimilación de nutrimentos, en la
sanidad y producción de los cultivos. Está es la fracción del suelo que
incluye
residuos
vegetales
y
animales
en
diferente
estado
de
descomposición, tejidos y células de organismos que viven en el suelo;
la parte más estable es el humus, que se obtiene cuando se ha
descompuesto la materia orgánica, en este proceso intervienen los
microorganismos, y las lombrices (Fassbender y Bornemisza, 1987).
Las condiciones edáficas son importantes en el sistema suelo-planta y la
materia orgánica condiciona muchas de las propiedades del suelo que
afecta tanto al crecimient o de las plantas como a la microflora (Grayston
et al ., 1996).
2.4. Erosión del suelo como pérdida de nutrimentos
La erosión del suelo es el resultado de una serie de procesos, en donde
la pérdida de nutrimentos es uno de los problemas principales, debido a
la remoción de los cultivos, lixiviación y pérdidas al ambiente en forma
17
gaseosa (Fig. 2); en América Latina se estima que se pierden hasta 70
kg de N ha- 1 año -1 (Giller y Cadisch, 1995).
Una exportación continúa de la planta o parte de ella puede disminuir el
abastecimiento de nutrimentos en cualquier suelo (erosión) y el fósforo
es el elemento más limitante. El nitrógeno es limitante en cualquier
etapa del cultivo necesitando la fertilización suplementaria (fertilización
biológica o fertilizantes químicos), para obtener altos rendimientos. Un
uso sostenido del suelo puede ser logrado si se reemplazan esos
elementos en el suelo y en el sitio donde se cultivaron las plantas (Buol,
1995).
Figura 2. Flujo de elementos en relación
modificado de Giller y Cadisch, 1995.
18
a
la
erosión
nutrime ntal,
2.5.
Los microorganismos: Bacterias y HMA
2.5.1.
Las bacterias
La agricultura alternativa, según Vandermeer (1995) busca, al contrario
de la agricultura moderna, mantener un equilibrio en las tres categorías
del suelo: estructura física, dinámica de nutrimentos, y la biota. Con
relación al N, los organismos como Rhizobium y bacterias de vida libre
como Azotobacter y Azospirillum intervienen en la fijación biológica de
este elemento.
Los organismos que fijan nitrógeno; pueden estar en la rizósfera y son
llamados de vida libre y los simbióticos que están en íntima relación con
la raíz formando nódulos. Las primeras son denominadas PGPR (Plant
Growth Promoting Rhizobacteria) que tienen la facultad de producir
sustancias reguladoras del crecimiento; como las citocinina y auxinas,
que influyen grandemente en el desarrollo de la planta (Kloepper et al.,
1989).
Los
géneros
más
conocidos
son Azospiri llum, Azotobacter,
Acetobacter, Burkholderia, Pseudomonas y Bacillus (Elmerich, 1984,
Kloepper et al., 1989; Bashan y Levanony, 1990, Probanza et al ., 1996).
En zonas tropicales pueden ser de gran potencial en combinación con
otros microorganismos.
Las bacterias de vida libre (PGPRs) tienen influencia sobre la raíz como:
promover
su
crecimiento
y
desarrollar
pelos
radicales.
Además
intervienen para que las plantas mejoren la absorción de N, P y K y en
algunos casos inhibir el desarrollo de patógenos al quelatar el ion Fe;
cuya forma no es disponible para ellos (Okon y Kapuinik, 1986).
En
general
las
bacterias
pueden
afectar
a
las
plantas
directa
e
indirectamente. En forma indirecta la bacteria libera metabolitos los que
tienen un efecto en otros factores de la rizósfera que provocan un
estimulo para el crecimiento de la planta. Estas sustancias pueden ser
19
ácidos orgánicos, que tienen la capacidad de movilizar nutrimentos hacia
la planta (Yosikawa et al., 1993; Jones, 1998) o de aminoácidos que
movilizan específicamente el P, Fe y Al (Jones et al., 1994).
Otro mecanismo indirecto es la producción de sideróforos, que le permite
a estas bacterias competir con otras bacterias (Kloepper et al., 1980;
Leong, 1986). Las bacterias secretan los sideróforos los que se asocian
al
Fe3+,
quelatándolo,
forma
que
no
esta
disponible
para
otros
microorganismos, lo que disminuye la población por falta del nutrimento;
principalmente en bacterias patógenas (O'Sullivan y O'Gara, 1992). Las
plantas tienen la capacidad de utilizar estos sideróforos, con lo que
mejoran su nutrición (Crowley et al., 1988; Bar-Ness et al., 1992; Wang
et al ., 1993).
Ciertas sustancias con características de ser antifúngicas como la
pirrolnitrina, pioluteorina y tropolona; pueden ser sintetizadas por
Pseudomonas y Bacillus (Howell y Stipanovic, 1979, 1980; Lindbergh,
1981). Las bacterias también producen sustancias que causan en la
planta una resistencia inducida, como los liposacáridos y ácido salicílico
(Van Loon et al ., 1998).
Los metabolitos que producen las bacterias afectan directamente el
crecimiento de las plant as y ocurre en forma independiente de los
factores externos, como es la producción de reguladores del crecimiento
o fijación de N.
Las citocininas son el principal grupo de reguladores del crecimiento de
las plantas; estas estimulan la división celular, retardan la senescencia,
son capaces de dirigir la traslocación de materiales dentro de-Ja planta.
Las citocininas se sintetizan en los ápices de las raíces desde donde se
trasladan
hacia
la
parte
aérea.
Las
bacterias
producen
grandes
cantidades de estos reguladores que controlan el desarrollo de las
plantas, siendo en algunos casos benéficos. (Greene, 1980).
20
Se dice que las bacterias favorecen el desarrollo de las plantas al
aportarles N, modificar el desarrollo y función de la raíz mejorando la
absorción de nutrimentos, así como facilitar el establecimiento de otros
microorganismos mutualistas (Pacovsky, 1988).
Las plantas de maíz inoculadas con Azospirillum brasilense, mostraron
un alto contenido de N en el tallo, debido a un incremento en la
proliferación de raíces que aumentó la absorción de nutrimentos y las
plantas tuvieron una mayor acumulación de biomasa (Stancheva y
Dinev, 1992).
En cultivos como Brassica campestris, Triticum turgidum y Lycopersicon
esculentum al ser inoculados con Azotobacter paspali incrementaron su
desarrollo; el efecto pudo haber sido por la producción de AIA,
citocininas y giberelinas (ácido giberélico: AG) (Abbas y Okon, 1993).
Según Zimmer y Bothe, (1988) Azotobacter brasilense forma AIA en
grandes cantidades la cual tiene influencia en la formación de raíces
laterales.
El crecimiento y rendimiento de plantas de arroz, trigo y colza por
aplicaciones de aislados de Bacillus cereus L., se atribuyó a sustancias
reguladoras del crecimiento y a la supresión de patógenos del suelo
(antibióticos) que producen estos organismos (Selvadurai, et al ., 1991).
En
Vicia
faba,
las
bacterias
como
Bacillus
cereus,
Pseudomonas
fluorences y hongos como Aspergillus niger y A. terreus incrementaron el
peso seco por efecto de los reguladores del crecimiento (Omar y AbdAlla, 1994).
Con
bacterias
del
género
Azospiri llum
las
plantas
mejoran
su
crecimiento, a causa de la síntesis de hormonas; especialmente AIA,
citocininas y giberelinas. Desde su descubrimiento, algunas giberelinas
han venido siendo usadas para múltiples propósitos entre los que se
destacan el amarre de flor y fruto, y en mejorar la calidad de los frutos
21
de cítricos (Rademacher, 1994). De Azospirillum lipoferum se han
aislado giberelinas GA1 , y GA3 (Bottini et al., 1989).
En arroz, Hernández et al., (1996) encontraron que utilizando Azospiri
lum brasilense, ahorran el 25% de fertilizante mineral; dejándose de
aplicar 51 kg ha- 1 de N sin afectar el rendimiento. Según Garbaye
(1994), las bacterias pueden ayudar a reemplazar las fumigaci ones
químicas a los substratos (para eliminar patógenos); debido a que las
bacterias suprimen por competencia a los simbiontes no deseables.
La colonización depende del tipo de planta, el suelo y de la especie de
microorganismo (Asanuma et al., 1979). Por ejemplo, Ghai y Thomas
(1989), encontraron una alta incidencia de Azospirillum en caña de
azúcar, media en cafetos, canela, coco y pimienta; pero no se observó
en guayaba ni en mango.
2.5.2.
Hongos micorrízicos
Ciertos hongos del suelo muy específicos en asociación con las raíces de
las plantas se denomina micorriza; está es una simbiosis tipo mutualista,
donde la planta le proporciona sustancias carbonadas necesarias para el
desarrollo del hongo, y este a través de sus hifas externas explora la
solución
del
suelo
significativamente
absorbiendo
con
la
los
nutrición
nutrimentos;
mineral
de
contribuyendo
la
planta;
proporcionándole principalmente el fósforo (Botan, 1991).
La asociación micorrízica varia en estructura y función y que esta de
acuerdo a las condiciones donde crecen las diferentes especies (Fig. 3):
las plantas Ericaceas, que predominan en suelos con alto contenido de
materia orgánica, son colonizadas por hongos ascomicetos; este tipo de
micorriza se caracteriza por un crecimiento extensivo dentro del cortex
celular, pero con pequeña extensión en el suelo. El hongo produce
22
enzimas que fragmentan los compuestos orgánicos del suelo, quedando
a disposición de las plantas. Dentro de este grupo se han descrito a las
Ericoides, Arbutoide y Monotropoide (Fig. 3)(Peterson y Farquhar, 1994).
Figura 3. Cambios morfológicos en las raíces por efecto de los hongos
micorrízicos (Linderman, 1988).
23
Las
coniferas
(3%
de
las
plantas)
son
colonizadas
por
hongos
basidomicetos que colonizan la zona cortical de las raíces, no habiendo
penetración intracelular (Fig.3). El hongo forma un manto de hifas
alrededor de la raíz, su función es el transporte de nutrientes y agua,
además de producir enzimas que liberan los compuestos orgánicos del
suelo (Peterson y Farquhar, 1994).
En zonas de baja disponibilidad de fósforo, las plantas (cerca de un 80%
de las especies) son colonizadas por hongos del orden Glomales que
forman intracelularmente en la raíz (Fig. 3), estructuras que semejan
pequeños árboles, denominados arbúsculos; estas son la micorriza
arbuscular. Estos hongos producen una extensa red de hifas en el suelo
que incrementan significativamente el flujo de fósforo y agua hacia las
plantas, y las orquidaceas que colonizan a la raíz de orquideas (Bonfante
y Perotto, 1995; Azcón-Aguilar y Barea, 1997).
2.5.3.
La endomicorriza arbuscular
Son hongos que según Morton y Benny (1990) pertenecen a la clase
zygomicetos del orden glomales. Son micorrízicos porque la raíz de
muchas
plantas
son
colonizadas
por
estos
hongos
formando
una
asociación simbiótica con un gran significado para la planta, ya que se
sirve de ellos para adquirir nutrimentos del suelo (Botan, 1991).
Esta simbiosis ha tenido lugar durante la evolución de las especies,
donde la micorriza co -evolucionó al adaptarse las plantas acuáticas al
medio terrestre (Simon et al ., 1993). Con la característica de que el
hongo se convirtió en un simbionte obligado, desarrollando la estrategia
de colonizar a una gran cantidad de especies vegetales, se estima que
sea más del 80% de ellas (Bonfante y Perotto, 1995).
24
El hongo al estar en contacto con la raíz forma un apresorio y penetra el
tejido parenquimatoso, sin invadir los haces vasculares. Dentro de las
células el hongo forma los arbúsculos; estos se desarrollan en forma
apoplástica, al extenderse la membrana celular de la planta alrededor de
estos arbúsculos, formándose de esta manera una zona de interfase
entre las membranas plasmáticas de los simbiontes permitiendo un
íntimo contacto entre ambos organismos (Smith y Gianinazzi -Pearson,
1988; Peterson y Farquhar, 1994; Gianinazzi-Pearson, 1996). Se ha
encontrado que la función de estos arbúsculos es como sitios de
intercambio, principalmente de la transferencia de nutrimentos que son
transportados por las hifas desde el suelo hacia la planta y de
fotosintatos del hospedero hacia el hongo (Smith y Smith, 1990, 1997;
Azcón-Aguilar y Barea, 1997; Blee y Anderson, 1998).
Cuando se da la colonización de la raíz, el hongo desarrolla un micelio
externo (Fig. 5), que es un sistema de hifas que están en contacto con
una considerable cantidad de suelo que rodea a la raíz (Toro et al .,
1997). El efecto más inmediato es que la planta incrementa la absorción
de fósforo (Koide, 1991); debido a la capacidad del hongo para absorber
fosfatos del suelo y transportarlo a la raíz (Asimi et al., 1980; George et
al., 1995). Por esta vía se ha comprobado que las plantas colonizadas
incrementan su biomasa en mayor proporción que las que no son
inoculadas con HMA (Johansen et al ., 1996).
El hongo endomicorrízico es un simbionte obligado que pertenece a la
clase
Zygomicetes,
Glomaceae
con
los
orden
Glomales,
géneros
Glomus
Acaulosporaceae con los géneros
suborden
y
Glomineae,
Sclerocytis
y
la
familia
familia
Acaulospora y Entrophospora. El
suborden Gigasporaceae con la familia Gigasporaceae con los géneros:
Gigaspora y Scutellospora (Morton y Benny, 1990). La mayoría de
hongos endomicorrízicos forman estructuras tipo Arum (Figs. 3 y 4) que
25
tiene una fase intercelular muy extensa con ramificaciones (Smith- y
Smith, 1997).
Figura 4. Ilustración de la simbiosis micorrízica arbuscular. Números del 1
al 6 indican los puntos de control molecular o genético. Ep= Epidermis, C =
Cortex, En = Endodermis, S= espora, eh= Hifa externa, ap= apresorio,
ih=hi fa intracelular, a= arbúsculo, v= vesícula y A= tipo Arum (Barker et
al., 1998).
2.5.3.1. Fisiología de la simbiosis
En forma muy general y basándose en una extensa investigación básica
se han propuesto modelos que indican como se da está simbiosis y los
mecanismos que la regulan, principalmente en lo referente a como llega
el hongo a la raíz, como inicia su penetración al hospedero y como pasan
los nutrimentos de los arbúsculos a la células del hospedero (Fig. 4). En
todos los casos son señales químicas y aspectos genéticos (Cooper y
Tinker 1981; Anderson, 1988; Schwab et al., 1991; Koske y Gemma,
1992; Barker et al., 1998; Douds et al., 1998).
26
2.5.3.2. Absorción y transporte de fósforo por los HMA
El H2 PO4- es llevado al citoplasma de las hifas y acumu lado en las
vacuolas como polifosfato, después pasa a los arbúsculos donde el
polifosfato es degradado a Pi y transferido a la célula de la planta.
Existen evidencias de dos sistemas de transporte; el sistema I con una
alta afinidad y una limitada capacida d para el P, y el sistema II con una
gran
capacidad
pero
baja
afinidad,
ambos
están
regulando
la
transferencia de este elemento (Ayling et al., 1997).
Por está vía de absorción del P se ha comprobado que las plantas
colonizadas
tienen
un
mayor
desarrollo;
medido
como
biomasa,
principalmente por el aporte de nutrimentos. Se ha comprobado que los
hongos micorrízicos arbusculares pueden liberar hacia el hospedero el
80% de P, 25% de N, 10% de K, 25% de Zn y 60% de Cu. Con relación
al Mg, B y Fe no se conoce completamente cuanto puede ser absorbido y
transportado por los hongos micorrízicos. Las hifas externas de Glomus
intraradices son capaces de absorber el NH 4+ y el NO3 - e incorporarlo a
los aminoácidos, el crecimiento de las hifas es estimulado por la adición
de NH 4 en el suelo (Johansen et al., 1996).
Para la planta le representa un costo entre el 10 al 20% de la
fotosíntesis, que el hongo requiere para su desarrollo (Marschener y
Dell, 1994). En la mayoría de los casos, la micorriza mejora la absorción
de P que es la causa primera de incrementar los rendimientos de las
plantas, el hongo MA desarrolla una cantidad grande de hifas que
exploran un volumen de suelo más allá de donde llegarán las raíces
(Gianinazzi -Pearson y Gianinazzi, 1983). En trébol, Bolan et al., (1987)
encontraron que las plantas micorrizadas absorbieron más fósforo que
las no inoculadas, atribuyendo esto a que la micorriza explora un mayor
volumen de suelo y son capaces de absorber el P que está precipitado o
unido al fierro; debido a que produce compuestos como el citrato.
27
El aumento del área de las hifas incrementa el área de la zona de "vacío"
que acorta la distancia para que el fósforo se pueda difundir en el suelo
(Coleman et al., 1988). Cuando en el suelo existen deficiencias de P, la
extensión de las hifas del hongo pueden mejorar el funcionamiento de la
planta al reducir el déficit de este elemento = (Koide, 1991). Sin
embargo, a altas concentraciones de P las plantas tienen un crecimiento
menor,
decrece
la
colonización
por
la
micorriza;
indicando
que
aparentemente la concentración de fósforo regula el" desarrollo de la
colonización
(Gianinazzi -Pearson
y
Gianinazzi,
1983;
Negeve
y
Roncadori, 1985).
Según Schachtman et al., (1998) y Bonfante y Perotto (1995), cuando
existe limitación de P, las raíces crecen más, se incrementa la tasa de'
absorción, se trasladan el P desde las hojas más viejas, se vacían las
vacuolas y las micorriza coloniza profusamente a la raíz; por el
contrario, en un exceso se desencadenan procesos para prevenir que k
haya toxicidad; entre los cuales está el mandar señales hacia la raíz
para disminuir la actividad de los hongos micorrízicos.
A concentraciones extremadamente bajas de fósforo el beneficio para el
hospedero puede ser pequeño a pesar de estar coloniza da (Koide y Li,
1990). El contenido de P en las células del tallo reduce el número de
apresorios (Braunberger et al ., 1991), y regula la colonización, y
producción de esporas (Menge et al., 1978). Sin embargo, a baja
disponibilidad de nutrimentos no siempre existe un aumento en el
crecimiento
de
la
planta
colonizada,
sugiriéndose
que
ocurra
lo
siguiente: (a) que la planta sea eficiente en la absorción, (b) que no
requiera una alta demanda, (c) que las hifas se destruyan, (d) disturbios
en el suelo, (e) por aplicación de fungicidas o por (f) simbiosis
incompleta (Smith et al., 1994a).
28
De cómo la micorriza modifica la absorción de nutrimentos hacia la raíz
depende de: 1) desarrollo de las hifas en el suelo, 2) la capacidad de
absorción de las hifas, 3) la traslocación a través de las hifas a diferente
distancias y 4) la transferencia de P a las células de la raíz. La extensión
de las hifas depende de la especie de hongo MA, estado de desarrollo de
la simbiosis y las condiciones ambientales (Smith y Gianinazzi -Pearson,
1988).
Jakobsen et al ., (1992a), encontraron diferencias en la extensión de
hifas entre Glomus ssp, Scutello spora calospora y Acaulospora laevis en
plantas de trébol. Esta última produjo un incremento mayor en la
absorción de P y crecimiento de la planta, que fue atribuido a su
distribución espacial de las hifas y a su capacidad de absorción. Estos
mismos autores encontraron que A. laevis tuvo una extensión de hifas
mayor que las otras (Jakobsen et al., 1992b).
Johansen et al., (1993) estudiaron la absorción de P y N por el hongo
Glomus intraradices. Los nutrimentos se pusieron a 2 y 5 cm de
distancia de la raíz; a la distancia más pequeña la planta poseía el 70%
más de N que el testigo, y a la distancia de 5, la cantidad fue de 175%
de aumento, demostrando una eficiencia de este hongo a absorber los
nutrimentos a grandes distancias. Smith et al., (1994a) encontraron
diferencias en el flujo de nutrimentos a través de las hifas de dos
hongos; Glomus spp y G. mosseae, el primero fue más eficiente.
2.5.3.3. Demanda de P y costo energético para la planta
La simbiosis micorrízica es de tipo mutualista, sin embargo puede
convertirse en parasítica por factores ambientales, nivel de P, intensidad
luminosa, genotipo del hospedero; en donde los costos para la planta
son mayores que los beneficios (Johnson et al., 1997).
29
Las hifas usan la glucosa producida por la planta como sustrato en la
respiración (Solaiman y Saito, 1997), las altas concentraciones de P en
el suelo decrecen la concentración de carbohidratos en la raíz y también
la proporción de raíz infectada (Thomson et al ., 1990). Las defoliaciones
y disminución de luminosidad reducen la respuesta a la colonización y
producción de esporas de los HMA; por lo que el abastecimiento de
fotosintatos es un factor que controla el desarrollo de la micorriza (Daft
y El-Giahmi, 1978).
Las necesidades de P por la planta dependen de la especie o variedad,
demandando por lo tanto diferentes tasas de P. Está demanda es
definida como la tasa absorción para un óptimo crecimiento y depende
de: (a) área de absorción, (b) capacidad de absorción, (c) disponibilidad
del nutrimento, (d) la tasa de crecimiento y (e) la fenología de la planta;
estrategias que dependen de la especie o variedad (Koide, 1991; Smith
et al., 1992).
En estos aspectos de alta y baja disponibilidad del fósforo la agresividad
de los hongos mi corrízicos es importante básicamente por el costo del C
para la planta; Graham et al., (1996) estudiaron el efecto de varios
hongos MA del género Glomus y encontraron que a elevados niveles de P
los hongos más agresivos (mayor colonización) provocaron un mayor
costo para la planta, reduciendo su crecimiento, no resultando así para
los menos agresivos que demandaron menos energía y favorecieron
ligeramente el crecimiento de las plantas.
En cinco genotipos de cítricos, Graham et al ., (1997) encontraron que
los
genotipos
menos
dependientes
de
las
micorrizas
tuvieron
la
concentración más baja de carbohidratos en sus raíces en relación con
los dependientes de micorrizas, y que trasladaron más C. El gasto de la
planta de limón, cuando existe alta concentración de P, se ha estimado
en un 50% más de C hacia la raíz que en los no inoculados; del cual el
30
39% es respirado para mantener el tejido del hongo en la raíz y el 11%
en la síntesis de lípidos para la estructura del hongo (Peng et al., 1993).
2.5.3.4. Hongos micorrízicos arbusculares nativos
La búsqueda y uso de hongos nativos eficientes como un potencial para
ser utilizados en las zonas o regiones y en el cultivo donde son aislados
es una de las prioridades para un beneficio eficiente. Stahal et al.,
(1988) concluyen que los hongos nativos pueden formar una asociación
efectiva y mejorar el crecimiento de las plantas en suelos perturbados y
que poblaciones individuales de MA pueden tener una gran amplitud de
tolerancia a condiciones ambientales y que pueden encontrarse ecotipos
bien adaptados.
En
maíz,
Gavito
y
Varela
(1995)
determinaron
que
Acaulospora
biriticulata fue tan eficiente como los hongos nativos en niveles bajos y
altos de fósforo.
Henkel et al., (1989) establecieron diferencias en los porcentajes de
colonización en los tejidos de plantas con hongos aislados de diferentes
condiciones ambientales de suelo de alto y bajo nivel de fósforo. Algunas
cepas están adaptadas a altos niveles de P. Talukdar y Germida (1993;
1994) también han demostrado el potencial que existe entre diferentes
cepas nativas en promover el crecimiento de las plantas, Indicando que
si se quiere incrementar los rendimientos de un cultivo, es necesario
conocer los hongos nativos y tener cepas locales que tengan influencia
en el desarrollo de las plantas.
En papaya se ha encontrado que ciertas especies de hongos micorrízicos
arbusculares tienen un efecto positivo en el desarrollo a nivel de vivero
(Ferrera -Cerrato, 1987), pero a nivel de campo, los efectos no han sido
documentados. En general los HMA son una alternativa muy promisoria
31
en frutales, principalmente en los que se requiere de una primera fase'
de vivero (Azcón-Aguilar y Barea, 1997).
2.5.3.5. Los beneficios de los hongos MA
Linderman (1988), menciona que los beneficios que la micorriza puede
producir en las plantas son: a) ayudar en la absorción de nutrimentos,
b) incrementar la eficiencia de absorción cuando existe deficiencia en el
abastecimiento de fósforo, c) reducir el estrés de agua y del suelo
(toxicidad de elementos como el Mn y de metales pesados), d) reducir
.los daños causados por patógenos, e) actuar como cofactores del
enraizamiento de estacas, f) alterar la estructura y textura del suelo
dándole
mayor
estabilidad,
g)
cambia
la
fisiología
de
la
planta
incrementando la producción de sustancias reguladoras del crecimiento,
y h) inducir cambios en la permeabilidad de las membranas que produce
mayor cantidad y calidad de exudados en la raíz que son un potencial
benéfico para el desarrollo de la microbiota de la rizósfera, la que a su
vez tiene efectos positivos en la planta.
Según Hirsch et al ., (1997) la simbiosis micorrízica aumenta el nivel de
citocininas, estimulando la síntesis de proteína, clorofila y división
celular, razón por lo que las plantas tienen un aumento en su desarrollo.
Otros aspectos de los hongos micorrízicos es que intervienen en
estabilizar la estructura del suelo formando agregados que no se
colapsan con el agua (Tisdall, 1994).
En frutales los HMA reducen la aplicación de fertilizante y el tiempo para
llevar las plantas de vivero al campo (Diederich y Moawad, 1993).
La
asociación
micorrízica
tienen
una
influencia
importante
en
la
absorción del P debido a: (i) la extensión de la hifas incrementa la
absorción al disminuir la distancia entre el P que puede difundir hacia la
32
raíz, (ii ) debido al diámetro de la hifa, 2-4 µm, mientras que un pelo
radical tiene 10 µm, permitiendo de está manera explorar una mayor
superficie al penetrar en poros más pequeños del suelo donde no entran
las raíces y (i v) por una afinidad del hongo micorrízico al P (Bolan,
1991).
2.6. La materia orgánica y la micorriza arbuscular
Un
suelo
fértil
microorganismos
y
es
considerado
materia
orgánica
biológicamente
capaz
de
activo
influir
en
con
muchas
propiedades que redundan en efectos directos en el crecimiento de las
plantas (Henis, 1986).
La vermicomposta es el humus que proviene del desecho de la lombriz
de tierra, cuando esta ha ingerido para su alimentación, productos
orgánicos
(Tomati
et
al.,
1987).
El
humus,
debido
a
que
pasa
únicamente por su tracto digestivo, tiene una microflora diferente;
puede
contener
vesículas
de
HMA,
bacterias,
nutrimentos
y
una
diversidad de hongos (Clive et al., 1988; Pedersen y Hendriksen, 1993;
Tiwari y Mishra, 1993). Desde el punto de vista de fertilidad, esta
composta es considerada de alta calidad y es ideal como mejorador del
suelo (Mitchell, 1996). Además es un producto que contiene sustancias
microbicidas
dominantes
que
en
el
ayudan
a
producto
mantener
(Brown,
a
ciertos
1995),
con
microorganismos
altos
niveles
de
vermicomposta se disminuye la colonización por Phytopthora y Fusarium
en tomate (Szczech et al., 1993).
El efecto de la materia orgánica o el humus de lombriz sobre el
crecimiento de las plantas se ha estudiado ampliamente, pero existe
escasas referencias sobre el efecto de la combinación de vermicomposta
y HMA.
33
En maíces criollos, Quintero -Ramos et al., (1993) encontraron que a
mayor contenido de materia orgánica tuvieron una mayor colonización
micorrízica.
En plantas de laurel a concentraciones bajas de 300 mg.kg-1 de suelo, se
incrementó el crecimiento de la planta, y tuvo una mayor, colonización
de Glomus mosseae, a concentraciones elevadas de ácidos húmicos
(3000 mg) inhibió el crecimiento de las hifas (Vallini et al ., 1993).
En piña, Noval et al., (1995) utilizaron suelo, cachaza, estiércol ovino y
zeolita
en
combinación
con
Glomus
clarum;
en
la
combinación
suelozeolita -micorriza las plantas tuvieron un peso seco de 0.94 g, con
suelozeolita -cachaza-micorriza de 0.90 g en comparación de suelo con
0.51 g. Sin embargo, en otras plantas Joner y Jakobsen (1995), no
encontraron respuesta a la colonización por Glomus invermaium ni a la
absorción de P, cua ndo se aplicó materia orgánica.
2.7. Relacion de hongos micorrízicos arbusculares y bacterias
En la rizósfera la población de bacterias es abundante lo mismo que los
hongos micorrízicos, sugiriéndose que las bacterias están adaptadas a
vivir en unión estrecha con estos hongos. Las bacterias intervienen en ,,
el proceso de micorrización, a traves de: (a) mejorar la rizósfera por la
producción
de
enzimas
que
ablandan
la
pared
celular
para
un
penetración fácil del hongo, (b) la bacteria está entre la raíz y el hongo,
produciendo
compuestos
reconocimiento
entre
químicos
hospedante
(señales)
y
el
que
hongo,
(c)
ayuda
a
ayudando
un
al
crecimiento del micosimbionte, con sustancias nutritivas como ácidos
orgánicos o amonio, (d) modificando las condiciones del suelo cercano a
la rizósfera que favorecen el desarrollo del hongo y (e) produciendo
exudados que promueven la germinación de los propágulos del hongo
endosimbiotico (Garbaye, 1994).
34
Con relación a los efectos entre bacterias y HMA sobre el crecimiento de
las plantas se ha encontrado una respuesta positiva en la mayoría de los
casos.
En arroz, la inoculación con Pseudomonas y HMA nativos produjeron
plantas con una mayor biomasa y acumularon más P y N que las plantas
no tratadas (Dhillion, 1992).
En papa, Paula et al., (1992) encontraron que el peso de los tubérculos
aumentaron cuando inoculó un hongo MA + Acetobacter (32.79 g por
maceta), con mayor contenido de N y P en la planta, en relación con la
aplicación del hongo solo (13.53 g). En cambio, Staley et al ., (1992) no
encontraron ningún beneficio para la planta de alfalfa con la inoculación
de Pseudomonas y HMA, debido a que no haya sido compatible está
combinación.
Christensen y Jakobsen (1993), reportaron que los exudados de las
raíces colonizadas por hongos MA alteran las condiciones de crecimiento
de la microflora, en plantas de Cucumi s sativus L., inoculadas con
Glomus fasciculatum disminuyó la síntesis de ADN bacteria) y la biomasa
de estas, cambiando el patrón de crecimiento.
Bianciotto et al., (1996) observaron en microscopio electrónico que en la
masa micelial de
Gigaspora margarita se adhirieron Pseudomonas
fluorenscens y Rhizobium leguminosarum, esto soporta el punto de vista
que los hongos son un vehículo para la colonización de las raíces por las
bacterias y que existe una asociación muy estrecha entre hongos y
bacterias.
Los beneficios de la interacción pueden ser en ayudar a la colonización
de la planta por el hongo micorrízico (Meyer y Linderman, 1986), en la
germinación de esporas (Mayo et al., 1986) o por una mayor absorción
de nitrógeno, por la fijación del mismo por las bacterias que para
35
lograrlo requieren de fósforo que puede ser proporcionado por las
micorrizas (Ho, 1988). Existe una mayor cantidad de hormonas como
giberelinas, citocininas y AIA producida por las bacterias (PGPR) que
estimulan un mayor porcentaje de raíces infectadas por el hongo`
micorrizico (Azcón et al., 1978; Azcón, 1993).
Las bacterias como Azotobacter incrementan la formación de pelos
radicales,
los
cuales
tienen
mayor
capacidad
de
absorción
del
nutrimentos (Abbass y Okon, 1993).
Según Linderman (1988; 1992), las bacterias afectan positivamente eI
desarrollo de las hifas de los HM y que estas absorben los metabolitos de
las bacterias y las tra sladan al hospedero, mejorando el crecimiento de
estas. Las hifas de los HM están nutricional mente soportadas por el
hospedero,
pero
su
biomasa
puede
ser
aumentada
por
los
microorganismos del suelo. La pregunta es ¿la respuesta del hospedero
es debida sól o a la presencia de los hongos micorrízicos, de otros
microorganismos o a su combinación?, También, ¿la absorción de P está
en función del potencial de absorción por el desarrollo de las hifas o es
debido al efecto combinado con las bacterias que solubilizan el P?, ¿Los
cambios en la fisiología y morfología de la raíz son debido a la sola
colonización o a la asociación con bacterias?
2.7. Los microorganismos y la producción de sustancias reguladoras del
crecimiento
Si bien las plantas colonizadas por los HMA y bacterias mejoran su
desarrollo,
nutrimentos,
lo
que
se
explica
principalmente
el
por
una
fósforo.
mejor
También
disponibilidad
es
posible
de
una
influencia del balance hormonal, que se modifica con la presencia de los
microorganismos (Barea y Azcón-Aguilar, 1982).
36
Thiagarajan y Ahmad (1994), encontraron un incremento de citocininas
en la raíz de Vigna unguiculata L. 30 días después que fueron inoculadas
con Glomus pallidum. Alíen et al ., (1980), habían encontrado altos
niveles de citocininas en raíces de Boutelova gracilis inoculadas con
Glomus fascicuiatum; postulando que este incremento era debido que el
hongo la sintetizó y que luego pasaba a la planta o que el incremento
era debido a una mayor absorción de nutrimentos. Sin embargo, Edriss
et al, (1984), reportan que la producción de citocininas esta asociada a
la colonización micorrízica, más que a los niveles de fósforo en la planta.
Danneberg
et
al.,
(1992)
determinaron
que
en
plantas
de
maíz
colonizadas por los HMA se incrementaban los niveles de ABA y
citocininas en la parte aérea de la planta, ya Alíen et al., (1982) habían
encontrado en plantas de Bouteiova gracilis inoculadas con HMA, un
incremento de giberelinas en hojas y menor cantidad en raíz y que el
ácido absicíco estaba en mayores cantidades en raíz. Este balance
hormonal alteró positivamente la fisiología de la planta.
También existe una mejora en la colonización micorrízica (Azcón et al.,
1978), y que aplicaciones externas de citocininas a las plantas mejoran
el porcentaje de colonizaci ón (Amal, 1993).
El incremento en las tasas de asimilación de CO2 en plantas que están
colonizadas se debe según Drüge y Schünbeck (1992) a un aumento
interno en el nivel de citocininas.
Las bacterias promotoras del crecimiento (PGPRs) pueden incrementar
los niveles de AIA (ácido indol acético) en la raíz (Fig. 5) y disminuir las
concentraciones de etileno, favoreciendo la elongación de la raíz; la
bacteria produce AIA que es tomado por la planta que internamente
estimula la división y alargamiento celular, por otro lado esto también
estimula a que la raíz produzca la enzima ACC sintetasa (1-amino37
ciclopropano-1-carboxílico), una cantidad considerable es exudada por la
raíz y tomada por la bacteria para formar sus propios compuestos,
bajando de está mane ra la producción de etileno en la raíz (Hall et al.,
1996).
Figura 5. Estimulación del alargamiento de raíz por bacterias promotoras
del crecimiento (BPC) o (PGPR) (Hall et al., 1996). SAM= S-AdenosinMetionina, ACC=1 -amino -ciclopropano -1-carboxílico.
El incremento en los niveles hormonales en plantas colonizadas, ya sea
debida al aumento de absorción de nutrimentos o la producción por los
organismos, tiene que ver con un factor del desarrollo importante como
es la floración; ya que se ha encontrado que la floración de ciertas
plantas
coincide
con
el
incremento
en
carbohidratos,
auxinas,
giberelinas, citocininas y el calcio (Berenier et al., 1993; Janick, 1993;
Chasan y Walbot, 1993).
38
Las plantas de Abutilon theophrasti inoculadas con Glomus etunicatum
florecieron más temprano que las no inoculadas, además de prolongar el
periodo de duración de la floración y número de flores producidas
(Stanley et al., 1993; Lu y Koide, 1994).
2.9. La propagación de frutales y su relación con microorganismos
Según Diederich y Moawad (1993), en el trópico, la micorriza es un
fenómeno importante en frutales y que debe verse bajo un contexto de
que forman parte de una comunidad microbiológica, como inoculantes en
asociación con otros organismos como las bacterias.
En los frutales, donde la etapa de vivero es un requisito indispensable
antes de llevarlos al campo; la biotecnología del uso de hongos
micorrízicos
arbusculares
es
factible,
ya
que
reducen
el
estrés,
incrementan resistencia a enfermedades, mejoran la absorción de
nutrimentos y agua, incrementan la tasa de asimilación de CO 2,
mejorando en general el vigor de las plántulas (Hamel, 1996). En
frutales también, los HMA reducen la aplicación de fertilizante y el
tiempo para llevar las plantas de vivero al campo (Diederich y Moawad,
1993).
Los principales efectos de la inoculación de hongos rnicorrízicos en
frutales son: (i) incremento en el crecimiento de las plántulas, (ii)
incrementos
en
la
absorción
de
fósforo,
(iii)
incremento
en
la
supervivencia de las plántulas, (iv) resistencia a patógenos de la raíz,
(v) resistencia al estrés, (vi) floración y fructificación temprana, (vi¡)
uniformidad en la cosecha, (vi¡¡) mejoran el enraizamiento, (ix) e
incrementan los rendimientos (Catska, 1994; Azcón-Aguilar y Barea,
1997).
39
2.10. El significado de la floración en frutales
2.10.1. La floración
La floración es un proceso esencial en las plantas que asegura la
producción de frutos y de ello depende las sobrevivencia del hombre ya
que es un componente de la producción de alimentos, el interés en este
proceso es asegurar la producción y calidad de los productos (Janick,
1993). El tiempo de la transición de vegetativo a floración es uno de los
eventos más importantes en agricultura, horticultura y programas de 1
mejoramiento genético, ya que marca el inicio de la reproducción sexual
de las plantas (Berenier et al., 1993).
2.10.2. La juvenilidad y floración en especies frutales
Las plantas que se propagan por semilla pasan por diferentes fases de
desarrollo: germinación, juvenilidad, madurez y senescencia. La fase
juvenil es un periodo durante el cual la planta no puede producir flores
bajo ningún medio, en está etapa la planta crece vegetativamente hasta
alcanzar cierto tamaño (por lo general adquiere cierto número de nudos
en el tallo) para llegar a la madurez, donde ya la planta adquiere la
capacidad de florecer (Zimmerman, 1973; Zimmerman et al., 1985).
Este periodo juvenil varía según la especie, que es un control genético o
cambia
de
acuerdo
a
factores
ambientales
como
el
fotoperíodo,
nutrición, y el manejo de la planta (Hackett, 1985).
En mango (Mangifera indica L.) se ha encontrado que el nivel de
citocininas se incrementa en el momento de la floración, lo mismo que el
ácido abscísico, mientras que las auxinas y giberelinas tienden a
disminuir su nivel; sugiriéndose una relación de los reguladores en la
reducción del crecimiento de los tallos y en promover la floración (Chen,
1987).
40
Según Zimmerman (1973), el cambio a madurez se da al modificar
internamente las condiciones físico-químicas (forma, número de capas,
en ácidos nucleicos, enzimas y balance hormonal) de los meristemos
(Sachs, 1977). Una de las hormonas que regula está fase son las
giberelinas, y una manera de acortar este periodo es hacer crecer las
plantas (proporcionando todos los factores en su nivel óptimo: como:
luz, agua, temperatura y nutrimentos) y luego detener su crecimiento
con prácticas de manejo como anillados, injertos, o aplicación de
retardantes del crecimiento; que son factores que disminuyen el nivel de
producción de giberelinas (Rogler y Hackett, 1975; Wareing y Frydman,
1976; Zimmerman et al., 1985).
Una vez que las plantas llegan a la madurez y son capaces de florecer,
necesitan percibir y responder a condiciones ambientales apropiadas,
donde varias moléculas pueden estar controlando la transición hacia la
floración,
incluye
el
nivel
de
carbohidratos,
auxinas,
giberelinas,
citocininas y el calcio (Chasan y Walbot, 1993).
Las señales (fotoperíodo, temperatura, sequía) son percibidas por
diferentes partes de la planta y en respuesta se forman compuestos
como
los
carbohidratos,
principalmente
la
sacarosa,
las
auxinas,
citocininas, poliaminas y el calcio que controlan los procesos en los
meristemos para que inicien la diferenciación floral, siendo en algunos
casos como mensajeros (Berenier et al., 1993; Janick, 1993).
En relación con el azúcar, se postula que la disponibilidad o falta de ésta
dispara cualquier repuesta del desarrollo, debido a que está afectando
intensamente la expresión de un gran número de genes (Smeekens y
Rook, 1997).
41
De la información recabada se desprenden algunas conclusiones:
El hongo MA es simbionte obligado; no ha sido posible su reproducción
sin la presencia de una planta: las investigaciones se encaminan para
poder tener suficiente inóculo.
La búsqueda y uso de hongos MA nativos o autóctonos eficientes es un
tema prioritario por su potencial en un cultivo y localidad determinada.
La materia orgánica es un elemento importante en la fertilidad del suelo
y es, junto co n los microorganismos, un recurso para la agricultura
sustentable.
En bacterias los estudios están encaminados a: (a) determinar que
sustancias son las que originan la señal o señales para que se establezca
está simbiosis y (b) determinar si hay especificidad entre ambos
simbiontes; (c) cuantificar el grado de asociación y su influencia en el
desarrollo de las plantas, (d) si la asociación HMA y bacterias ayuda en
la colonización de las raíces, y si contribuye en la nutrición de la planta y
(e)
si
las
bact erias
tienen
un
efecto
de
suprimir
bacterias
entomopatógenas.
La presencia en las plantas de bacterias y la MA suele traducirse en
mayores beneficios para las especies que los contiene, que cuando se
encuentran por separado cada uno de ellos.
No hay una respuesta clara entre la materia orgánica o vermicomposta y
la colonización micorrízica arbuscular de las plantas; además de una
escasa literatura.
Las bacterias y plantas forman una asociación especifica que se requiere
ampliar en su conocimiento de acuerdo a la especie, escasos trabajos
hay con relación a frutales.
42
III. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1. Condiciones de crecimiento para las plantas
Este estudio se llevó a cabo en la comunidad de Santa Ana, municipio de
Alto Lucero de Gutiérrez Barrios en el estado de Veracruz (20° 02' LN y
96° 39' LW). A una altitud de 10 msnm; con temperatura media anual de
24 a 26°C y de 1500 mm de precipitación, considerándose un clima
cálido subhúmedo con lluvias en verano (INEGI, 1999). Para evitar que
las plantas se infectaran con el virus de la mancha anular; estas se
pusieron bajo una cubierta de plástico transparente con malla contra
áfidos alrededor, en el interior la temperatura varió de 35 a 45°C.
3.2. Material biológico
3.2.1. Obtención de semilla
La semilla fue obtenida de frutos maduros cosechados de plantas
hermafroditas de Canica papaya L. cv Maradol Roja con similares
características fenotípicas. Las plantas fueron seleccionadas de una
huerta comercial ubicada en la comunidad de Santa Ana y que estaba en
plena producción con una edad aproximada de 9 meses. Las semillas se
pusieron a fermentar por un periodo de 24 h, posteriormente se frotaron
con una tela para eliminar el arilo (Lange, 1961; Gherardi y Vallo,
1976), se lavaron con agua y se secaron a la sombra (Begum et al .,
1988).
3.2.2.
Preparación de la semilla para la siembra
Las semillas con un contenido de 25% de humedad se desinfectaron
sumergiendolas durante 3 min en una solución de cloro al 10%,
posteriormente
se
lavaron
dos
Inmediatamente
se
pusieron
a
veces
germinar
con
agua
destilada.
en
charolas
plásticas
previamente desinfectadas con formo) al 2%, y que contenían como
sustrato arena esterilizada a 30 lb por tres horas. Las charolas con la
43
semilla se colocaron en invernadero a temperaturas de 35 a 40°C par.
favorecer la germinación (Lange, 1961). Cuando las plántulas tenían dos
hojas se consideraron con un desarrollo óptimo para el trasplante.
3.2.3.
Bacterias
Las especies de bacterias PGPR's evaluadas fueron proporcionadas por el
área de Microbi ología de Suelos del Colegio de Postgraduados, Montecillo
estado
de
México.
Estas
cepas
se
aislaron
de
vermicomposta
y
seleccionadas por su efecto en la promoción de la germinación de
semillas y en el crecimiento de plántulas de Carica papaya L.
Las cepas bacterianas fueron B-29 y B-87 que corresponden a Bacillus
pumilus y B. macerans respectivamente. Estas se sembraron en tubos de
ensaye con agar nutritivo Merck (Anexo 1) y se pusieron a crecer en una
incubadora a 28°C y posteriormente en un refrigerador a 4°C para su
conservación.
La reactivación de las cepas bacterianas se realizó en caldo nutritivo
(Anexo 1) incubándose en una agitadora rotatoria a 180 rpm y a una
temperatura de 28°C durante dos días.
3.2.4. Hongos micorrízicos arbusculares
Los hongos micorrízicos arbusculares fueron proporcionadas por el área
de Microbiología de Suelos del Colegio de Postgraduados, Montecillo
estado de México. Se usó el complejo Zac-19, compuesto de tres
especies de Glomus: albidum, cleroides y diaphanum (Chamizo et al.,
1998). Este inóculo MA se multiplicó en plantas de alfalfa (Medicago
sativa L.) crecidas en sustrato de arena más suelo (3:1) y bajo
condiciones de invernadero.
44
3.3.
Metodología
3.3.1.
Primera fase: efecto de la inoculación de HMA y bacterias en
plantas crecidas en sustrato deficiente en fósforo
El experimento se realizó del 19 al 20 de octubre de 1999 al 3 de enero
del 2000. Se determinó el efecto de las bacterias y hongos micorrízicos
arbusculares en el crecimiento y floración de las plantas cuando estas se
establecen inicialmente en vivero en un sustrato deficiente en fósforo.
3.3.1.1. Evaluación en vivero
La evaluación se realizó en diferentes edades de la plántula; que
correspondió a los 48 y 77 días después del trasplante al vivero,
considerando a la primera como fase para el trasplante a campo, y la
tercera a los 160 días en que las plantas florecieron.
El sustrato se formó con suelo más arena de río en una proporción (v:v)
de 3:1; con las características químicas reportadas en el Cuadro 1. El
suelo y la arena se esterilizaron a 30 lb por un periodo de tres horas
(Antunes y Cardoso, 1991).
El sustrato de vermicomposta (sin esterilizar) fue obtenida con lombriz
Eisenia andrei L. a partir de pulpa de café con las características
reportadas en el Cuadro 3 y se consideró como un testigo.
Cuadro 1. Características químicas del sustrato empleado.
Macronutrimentos
N total
Fósforo
Potasio
Calcio
Magnesio
pH
Contenido
0.07
11.0
0.13
3.60
3.20
7.25
Micronutrimentos Contenido (mg.kg-1 )
%
mg.kg- 1
mg.kg- 1
mg.kg- 1
mg.kg- 1
Boro
Cobre
Fierro
Manganeso
Zinc
0.216
2.153
24.70
48.70
2.46
Laboratorio de Nutrición Vegetal, Colegio de Postgraduados
45
3.3.1.2. Tratamientos evaluados y diseño experimental
Se formaron 5 tratamientos (Cuadro 2), y se distribuyeron utilizando un
diseño experimental completamente al azar con 5 repeticiones. El
número de plantas por tratamiento fue de 14, con un total en el
experimento de 70 plantas. A los 64 días se realizó el primer muestreo
con
4
repeticiones
en
cada
tratamiento
(una
so la
planta
por
tratamiento), el segundo muestreo se realizó a los 77 días y se
muestrearon 5 plantas por tratamiento considerando una planta como
repetición.
Las
demás
plantas
se
utilizaron
para
trasplantarlas
a
recipientes más grandes para posteriormente evaluar su floración bajo
condiciones de campo.
Cuadro 2. Tratamientos evaluados en el ensayo con sustrato deficiente en
fósforo
Tratamientos
Simbología
Cantidad
agregada
por planta
15 g
1.- Glomus sp (Zac-19)
(HMA)
2.- Bacillus pumilus (B p)
3.- Glomus sp + Bp
(13P)
(HMABp)
4.- Vermicomposta (sin inocular)
(V)
500 mL
5.- Testigo (sin inocular)
(t)
500 mL
5 mL
15 g + 5 mL
3.3.1.3. Trasplante e inoculación
Las plantas se trasplantaron a recipientes de plástico de 500 mL, y se
realizó la inoculación de los HMA depositando 15 g del inóculo a la mitad
del recipiente, procurando que este estuviera en contacto con la raíz
(Sieverding, 1991). El inóculo estuvo constituido por el sustrato con
46
esporas, segmentos de raíces colonizadas en un 62% e hifas; el número
de esporas fue de 60 por cada 15 g de sustrato.
Baci llus
pumi lus
(B-29)
se
multiplicó
usando
un
fermentador
(previamente esterilizado a 18 lb por 18 min) con una corriente continua
de aire. El medio fue caldo nutritivo (Anexo 1). El fermentador fue
armado de acuerdo a Hoben y Somasegaran (1987) (Anexo 2). Las
bacterias permanecieron en el fermentador durante 3 días, período en el
cual el medio alcanzó una densidad de 1.8 x 109 células por mL . A cada
planta se le aplicaron de 5 mL con una jeringa estéril procurando que el
inóculo tuviera contacto con la raíz.
3.3.1.4. Determinaciones
Se cuantificó la colonización radicular por los HMA y bacterias totales
como unidades formadoras de colonias (UFC), se registraron variables de
crecimiento (altura, área foliar, peso seco) y asimilación de CO 2 . A los
77 días se determinó el contenido nutrimental del tejido vegetal,
azúcares y contenido de ABA y AIA.
Para la determinación de ABA y AIA, las plantas se cortaron y se
envolvieron con papel aluminio y se pusieron en nitrógeno líquido,
posteriormente se pasaron a temperatura de -4°C, hasta que se
realizaron los análisis. Para determinar el contenido nutrimental de las
plantas, estas se secaron y se molieron para su posterior análisis.
3.3.1.5. Evaluación de la floración
Las plantas con una edad de 77 días (el 18 de enero del 2000) y con los
mismos tratamientos de la fase de vivero se pasaron a recipientes más
grandes (bolsas de 30 kg de suelo). Las plantas continuaron bajo las
condiciones del vivero, durante 100 días.
El
suelo
con
las
mismas
características
químicas
(Cuadro
1)
se
desinfectó con formol al 60%, usando dos litros por cada 100 litros de
47
agua; de esta solución se aplicaron 7 litros por cada m2 de suelo con 20
cm de altura, se cubrió con plástico durante 8 días, posteriormente se
destapó y se dejó ventilar por 5 días. Con este suelo se llenaron bolsas
de polietileno negro con una capacidad de 30 kg.
El
diseño
experimental
fue
de
bloques
completos
al
azar
con
4
repeticiones, con 8 plantas por parcela útil. Se midió el crecimiento de
las plantas, se registró y cuantificó el número de botones florales y se
determinó el contenido nutrimental.
3.4. Segunda fase: efecto de la inoculación de HMA y bacterias en
plantas crecidas en vermicomposta
El experimento se realizó para determinar el efecto de las bacterias y
hongos MA en el crecimiento y floración de las plantas cuando estas se
establecen inicialmente en el vivero en un sustrato con vermicomposta.
En este aspecto se realizaron dos experimentos: uno para determinar la
eficiencia de la vermicomposta y los HMA en el crecimiento de las
plantas y otro para determinar el efecto de las bacterias y HMA.
El sustrato para el crecimiento de las plantas fue vermicomposta y suelo
con las características físicas y químicas señaladas en el Cuadro 3.
Cuadro 3. Contenido nutrimental y características físicas de las mezclas de
vermicomposta y suelo.
P
Muestra
NH4 +
Mg.kg
N0 3 -
M.O
-1
Arena Arcilla Limo
(%)
pH
Suelo
4.4
1.02
1.44 1.66
63.6
Vermicomposta
158
3.96
1150 37.69
--
--
-- 4.7
20%*
34
0.93
168 3.74
--
--
-- 6.9
40%*
32.3
1.02
171 3.92
--
--
-- 6.8
50%*
50.5
0.99
252 4.99
--
--
-- 6.7
60%*
59.2
0.93
419 6.98
--
--
-- 6.3
*Porcentaje de vermicomposta en el sustrato.
48
17.1 19.3 8.2
3.4.1. Experimento 1: Efecto de la vermicomposta y HMA
El experimento se inició el 24 de febrero del 2000. Se formaron mezclas
de
vermicomposta
con
el
suelo
en
diferentes
proporciones
(en
porcentaje) en relación a volúmenes de vermicomposta: suelo (v:v) en
cantidades que variaron de 10 en 10 como se reporta en el Cuadro 4. A
estas cantidades, una parte se inoculó con el complejo micorrízico Zac19
(+HMA) y la otra sin inocular (-HMA). Las mezclas se esterilizaron a 30
lb por 3 h (Antunes y Cardoso, 1991).
Cuadro 4. Cantidades de vermicomposta en el sustrato (%).
Vermicomposta:suelo (%)
Tratamientos
Inoculados
Sin inocular
1
100:0
100:0
2
90:10
90:10
3
80:20
80:20
4
70:30
70:30
5
60:40
60:40
6
50:50
50:50
7
40:60
40:60
8
30:70
30:70
9
20:80
20:80
10
10:90
10:90
11
0:100
0:100
3.4.1.1. Trasplante e inoculación
Se utilizó la misma metodología del primer experimento, el número de
esporas de HMA fue de 50 por cada 15 g de inóculo.
49
3.4.1.2. Diseño experimental
Se usó un diseño completamente al azar con arreglo en parcele divididas
con tres repeticiones, teniendo una planta como parcela útil. La parcela
grande fue la inoculación con HMA y sin HMA y la parcela chica la
cantidad de vermicomposta. Las plantas se analizaron a los 61 días
considerados como la etapa de vivero (24 de febrero a 24 de abrí del
2000).
3.4.1.3. Evaluación de la floración
A los 60 días las plantas se llevaron al campo hasta inicio de floración,
en esta etapa se pusieron bajo un diseño de bloque al azar con arreglo
en parcelas divididas con 5 repeticiones, utilizando una planta como
parcela útil. Las plantas se distribuyeron en el campo de acuerdo al tipo
de diseño con una separación entre sí de 40 x 40 cm. El experimento
terminó el 24 de junio del mismo año a los 110 días.
3.4.1.4. Determinaciones
A los 60 días de edad de las plantas, se cuantificó la colonización por los
HMA y se registró el crecimiento, área foliar, peso seco, volumen de raíz
y asimilación de CO 2. En campo se determinó el número de flores por
planta y número de nudos en tallos.
3.4.2. Experimento 2: Efecto de Vermicomposta, HMA y bacterias
Este experimento se inició el 4 de agosto del 2000, se usó un sustrato
con 40% de vermicomposta y 60% de suelo en relación v:v y el testigo
relativo con solo suelo con las características dadas en el Cuadro 3. El
sustrato se esterilizó a 30 lb por tres horas (Antunes y Cardoso, 1991).
3.4.2.1. Tratamientos evaluados y diseño experimental
Los tratamientos evaluados fueron la inoculación de las plantas con los
HMA y las bacterias Bp y Bm y sus combinaciones, generando los
50
tratamientos que se reportan en el Cuadro 5. En esta fase de vivero se
aplicó un diseño completamente al azar con cinco repeticiones, tomando
una planta por tratamiento.
Cuadro 5. Tratamientos evaluados en el segundo experimento.
Tratamientos
1
Inóculo
Característica
Testigo (40% de vermicomposta) Sin inocular
2
Glomus sp
Zac-19
3
Bp
Bacillus pumi lus
4
B m
Bacillus macerans
5
Bp+ Bm
Las dos bacterias
6
HMA Bp
HMA +b1
7
HMA Bm
HMA + b2
8
HMA Bp+ Bm
HMA + blb2
9
Testigo2
Suelo sin inocular
3.4.2.2. Transplante e inoculación de los HMA y bacterias
Se utilizaron recipientes de unicel blanco de 500 mL , se llenaron con
cada sustrato hasta la mitad, posteriormente se trasplantaron las
plantas y se aplica ron 15 g del inóculo micorrízico, (el inóculo contenía
en promedio 50 esporas, hifas y segmentos colonizados; las raíces de la
planta de alfalfa tenía un 65% de colonización.
Las bacterias (Bp y Bm) se multiplicaron utilizando una incubadora
rotatoria a 180 rpm y una temperatura de 28°C (Anexo 3). Con una
densidad de 1.8 x 109 bacterias por mL (McFarland, 1970), se inocularon
123 mL a 300 g de vermicomposta esterilizada la cual se incubó por 15
días hasta que alcanzó 2.8 x10 9 UFC por g, de este último se tomaron 3
g y se aplicaron a cada planta según el tratamiento.
51
3.4.2.3. Determinaciones
A lo 64 días de edad de las plantas se determinó: la colonización por los
HMA y bacterias, crecimiento de las plantas, área foliar, peso seco y
contenido nutrimental en tejido.
3.4.2.4. Evaluación de la floración
Los tratamientos de vivero (Cuadro 5) se pasaron a campo el 5 de
octubre del mismo año, cuando las plantas tenían 64 días de edad.
En campo el suelo fue desinfectado con 50 g de Dazomet por m2 ,
(Sieverding, 1991) después de aplicar el producto el suelo se humedeció
a saturación con 20 litros de agua por cada m2 . Posteriormente se cubrió
con plástico durante 14 días, dejándose destapado otro periodo de 10
días. Transcurrido este tiempo se realizó e trasplante las a una distancia
de 40 x 40 cm.
El diseño utilizado fue bloques al azar con cuatro repeticiones y tres
plantas como unidad experimental (12 plantas por tratamiento). Los
muestreos se realizaron a los 100, 115 y 130 días de edad de las
plantas; a los 100 días se determinó el número de nudos en tallos y
botones florales por planta. A los 115 días se cuantificó el área foliar,
altura de planta, peso seco, botones florales y contenido nutrimental.
3.5. Análisis estadístico
Los datos se analizaron por medio de análisis de varianza con el
programa
Statistical
Analysis
System
(SAS
Institute,
1982)
y
la
separación de medias fue hecha por el método de Tukey (P ≤ 0.05)
(Martínez, 1994).
3.6. Determinaciones
3.6.1.
Análisis del crecimiento
Altura de planta. Medida en cm de la base de la planta hasta el ápice.
52
Diámetro del tallo: medido con vernier en la parte cercana al cuello de la
raíz.
Área foliar: se midió el área de cada una de las hojas en cm2 con un
equipo marca LI-COR 3000.
Volumen de raíz: esta variable se midió sobre la base de su volumen
radical dado en cm3 ; la raíz se extrajo, se lavó y se eliminó el exceso de
agua, así se introdujo en una probeta graduada, el volumen desplazado
se tomó como el volumen radical (Linderman y Hendrix, 1982).
Peso seco; el peso de tallos, hojas y raíces se determinaron secando en
estufa con corriente de aire a 70°C por 72 h.
3.6.2. Análisis de nutrimentos en el tejido vegetal
Se realizaron las determinaciones de nutrimentos en hojas según la
técnica propuesta por Awada et al., (1975), bajo la metodología
propuesta por Alcántar y Sandoval, (1999).
Las muestras se recolectaron e inmediatamente se lavaron, se secaron
en estufa a una temperatura a 70°C por 72 h. Las determinaciones se
realizaron por los métodos de:
Elemento
Método
Nitrógeno
semimicro_Kjeldahl modificado
para inducir nitratos (Bremmer,
1965)
Fósforo (P)
Potasio (K)
Ca, Mg y
microelementos
}
Por digestión con
HNO3 /HC1O 4 (Alían, 1971).
53
3.6.3. Colonización endomicorrízica
Se siguió el procedimiento de tinción y clareo de raíces mediante el
método propuesto por Phillips y Hayman (1970). El porcentaje de
colonización fue estimado mediante la observación de hifas, arbúsculos y
vesículas (en el microcopio 100x) del segmento radical. Se tomaron 3
repeticiones por raíz de cada tratamiento.
3.6.4. Colonización por bacterias
Se cuantificó el total de bacterias en la rizósfera de las plantas,
calculándose el total por conteo de placa en agar, en la que se
consideraron como unidades formadoras de colonias (UFC) en las
distintas diluciones (Clark, 1965; Wollum, 1982). El procedimiento fue el
siguiente (Fig. 6).
Figura 6. Metodología para determinar el número de unidades formadoras
de colonias.
54
Se preparó agar nutritivo (Anexo 1), y se esterilizó a 18 lb por 18 min.
El medio de cultivo se vació en cajas petri y se dejó solidificar. Por otro
lado se prepararon botellas de dilución con 90 mL de agua destilada
est éril y tubos de ensaye con 9 mL de agua también estéril.
Procedimiento: 10 g de raíces se pusieron en la botella de dilución, se
agitó vigorosamente por 15 min, se tomó una alícuota de 1 mL y se
depositó en tubo de ensaye. De este se tomó una alícuota igual y se
pasó a otro tubo y así sucesivamente para obtener diluciones de 10 -2
hasta 10 -7. Al final se tomó una alícuota de 0.1 mL y se inoculó en las
cajas de petri y se distribuyó con una varilla en forma de L y se pusieron
a incubar a 28°C durante 48 h; para después contar el número de
colonias. Las bacterias se identificaron por morfología típica y de cada
tratamiento se tomaron 4 repeticiones de cada dilución (Robert, 1990).
3.6.5. Determinación de clorofila y asimilación de CO2
El contenido de clorofila en las hojas fue estimado usando el medidor
SPAD -502 (Minolta Corp), este valor se aplicó a la fórmula: Y=18.695175 + 6.50885 (lectura del SPAD) y los valores se reportan como
µmol.m- 2 . Los datos se obtuvieron de la tercera hoja, contando de la
apical hacia abajo.
La asimilación de CO2 (A), conductancia estomática (gs) y concentración
interna de CO2 (Ci) se midió con el analizador de gases infrarrojos
(IRGA) marca LICOR modelo LI-6200 (LI-COR Inc.), que estima la
asimilación neta de CO 2 en µmoles.m-2.s- 1. El dato se obtuvo a las 12 h
del día tomándole el dato a la tercera hoja, la cual fue introducida en la
cámara sin desprenderla de la planta (Long, 1981). Fue una sola
medición a los 48 y 77 días después de la aplicación de tratamientos y a
60 días en el segundo experimento.
55
3.6.6. Determinación de ABA y AIA
Se siguió el procedimiento indicado por Cowthon y Morris (1982) y Ciha
et al., (1977); al que se le hicieron algunas modificaciones. El:
procedimiento se describe en el Anexo 4 y consiste en:
3.6.6.1. Separación de las hormonas
A 5 g de peso fresco (se tomó toda la planta) se le agregaron 50 mL de
metano) al 80% se maceró con un mortero y se dejó reposar por 48 h a
4°C. Después de este periodo las muestras se filtraron con papel
Whatman # 1 (Whatman International Ltd., Inglaterra) y el metano) se
removió por evaporación a 40°C y aplicándoles un flujo continuo de aire
filtrado.
La fase acuosa obtenida se ajustó a pH de 2.5 con H2 SO4 al 0.8 N. Esta
solución se particionó dos veces con un volumen igual de éter.
Las fases etéreas se juntaron y se filtraron con el papel Whatman # 1. El
filtrado se llevó a sequedad para después agregarle 200 µl de metano) al
100%. De esta forma quedaron listas para la detección de las hormonas.
3.6.6.2. Detección
Las muestras se centrifugaron a 5,560 g durante 5 min, posteriormente
se tomó una alícuota de 20 µl y se inyectó a un cromatógrafo de líquidos de alta presión (HPLC) modelo Varian 9012 con inyector
Reodyne modelo 7125 provisto de un "loop" de 20 µl conectado a una
precolumna y columna de fase reversa Beckman de 4.6 mm x 25 cm
Ultrasphere -ODS con relleno de sílica C-18 de 5 µm.
La muestra inyectada se separó isocráticamente en 45% de metano)
(grado HPLC) y 0.2 N de ácido acético en agua (grado HPLC) a un flujo
de 1.0 mL/min.
56
La identificación se realizó con un detector de longitud de onda variable
UV-VIS (Varian modelo 9050) a una longitud de onda de 280 nm. La
señal la recibe una computadora provista de una tarjeta 16 Star (Varian,
Inc.) y con el programa de cómputo Star Chromatography Workstation
(Varian Inc.). El tiempo de retención se determinó con estándares
preparados con (±) cis-tras-ABA sintético (Lancaster, Inglaterra) y AIA
(SIGMA, USA).
3.6.6.3. Cuantificación
Con volúmenes conocidos y la absorbancia del HPLC se determinó una
recta, y con la absorbancia o altura de la curva de la hormona detectada
se comparó con la recta, dando en la abcisa "Y" la cantidad de hormona.
3.6.7. Determinación de azúcares totales
Se utilizó el método de antrona propuesto por Southgate (1976); las
muestras (2.5 g) de hojas y raíz se pusieron en etanol al 80% y se
hirvieron durante 5 min, posteriormente se le adicionó al extracto 5 mL
del reactivo de antrona (Anexo 5). Las muestras se dejaron reposar y se
analizaron en
un espectrofotómetro Beckman DU-60 tomandose la
lectura a 620 nm. Se determinó una curva de calibración para glucosa a
concentraciones de 0 a 200 µg mL-1, se determinó la ecuación de
regresión y con esta se calculó la cantidad de azúcares de las muestras
de acuerdo a cada absorbancia:
1°) Cálculo de µg en la curva:
µg = absorbancia de la muestra (y) -b (0.071)
m (0.0048
2°) Azúcares totales en mg.g-1 :
= (µg x mL del extracto x dilución)+ (g de muestra) =1000
57
IV. RESULTADOS
4.1.
Colonización de la raíz por los mi croorganismos y su efecto en
el crecimiento de las plantas en sustrato deficiente en P
4.1.1.
Crecimiento de las plantas a 48 días de edad
La vermicomposta (V) tuvo una gran influencia en promover el mayor
crecimiento de las plantas, este efecto fue observado desde los 28 días
(Fig. 7). A los 48 días de edad (dd), las plantas en vermicomposta eran
de mayor diámetro del tallo y volumen de raíz. En esta primera fase de
crecimiento el efecto de los HMA sobre las plantas se equiparó con las
plantas crecidas en V en altura, nudos en el tallo y hojas, pero tenían
menor diámetro y volumen radical. La inoculación con HMA+Bp no tuvo
un efecto de sinergismo para influir en un mayor crecimiento de la
planta; estas presentaban una altura, diámetro del tallo y volumen
radical similar a las plantas con sólo bacteria y al testigo. Las bacterias
por si solas no influyeron sobre estas variables del crecimiento (Cuadro
6).
Con relación a la biomasa desarrollada por las plantas, se demostró que
las plantas crecidas en V y las inoculadas con HMA formaron un área
foliar más grande; en V crecieron un 29% más de área, no existiendo
una diferencia estadística clara entre estos dos tratamientos. Sin
embargo, las plantas en V fueron de mayor peso seco, a pesar de que
las plantas con HMA tuvieron una tasa de asimilación de CO 2 alta no
acumularon igual materia seca. Las plantas inoculadas con el complejo
HMA+Bp desarrollaron un área foliar intermedia, no existiendo el efecto
de sinergismo, aunque fueron de mayor área foliar que las plantas con
sólo bacterias, el peso seco de las plantas en estos tratamiento fue
similar. Ambos tratamientos sólo superaron a las plantas testigo (Cuadro
7).
58
Con relación a la asimilación de CO 2, hubo una tendencia a que las
plantas en sustrato de V y las inoculadas con HMA y bacterias tuvieran
una mayor actividad fotosintética que se relacionó con un mayor
crecimiento. En todos los tratamientos las plantas no presentaron una
limitante
para
la
difusión
del
CO2 ,
teniendo
igual
conductancia
estomática (Cuadro 7).
Figura 7. Crecimiento de las plantas en los primeros 28 días de edad.
Cuadro 6. Crecimiento de plantas de papaya a 48 días de edad.
Tratamientos
Vermicomposta
HMA
HMA+Bp
Bp
Testigo
Pr>F
C. V. (%)
Z
Altura de
planta
(cm)
12.7 az
10.6
7.9
6.6
6.6
Nudos en
tallos
(Número)
10.7 a
Hojas
(Número)
11.7 a
Diámetro
del tallo
(cm)
0.69 a
Volumen
de raíz
(cm 3 )
7.50 a
ab
bc
c
c
9.5 ab
8.2 bc
7.5 cd
6.2 d
10.2
9.5
8.7
6.5
ab
b
b
c
0.45 b
0.40 bc
0.34 bc
0.30 c
4.50 b
2.50 bc
2.50 bc
1.38 bc
0.0001
15.5
0.0001
10.7
0.0001
8.84
0.0001
13.6
0.0005
42.8
En columna medias con la misma letra son estadísticamente iguales (Tukey P ≤ 0.05).
59
Cuadro 7. Crecimiento de las plantas y su asimilación de CO 2
concentración interna de CO2 (Ci) y conductancia estomática (Gs) a los 4
días de edad.
V
Área
foliar
(cm2 )
153 aZ
Gs
Asimilación
Ci
Clorofila Peso
de CO 2
seco
(µ mol m 2 s -1 ) (mg.kg -1 ) (cm.s - 1 ) (µ mol m2 ) (g)
0.81 a
265.5 h
0.20 a
176 c
8.40 ab
HMA
108 ab
10.90 a
226 bc
0.34 a
264.8 b
0.51 b
HMA+Bp 84
bc 9.34
ab
271 abc
0.28 a
330.3 a
0.37 bc
Bp
52
cd 6.20
ab
327 ab
0.32 a
259.3 b
0.23 de
t
27 d
4.30 b
368 a
0.32 a
254.4 b
0.12 d
0.024
34
0.005
24
0.006
27
0.019
9.5
0.0001
21
Pr> F 0.001
C.V. (%) 25
z
En columna medias con la misma letra son estadísticamente iguales (Tukey P ≤ 0.05).
En la Fig. 8 se presenta el efecto de los diferentes tratamientos a los 48
días de edad de las plantas.
Figura 8. Crecimiento de las plantas a 48 días de edad. 60
60
4.1.2. Crecimiento de las plantas a 77 días de edad
A esta edad las plantas en V continuaron con un crecimiento vigoroso
superando a las plantas de los demás tratamientos en altura de planta,
diámetro del tallo y volumen radical (Cuadro 8). Las plantas inoculadas
con HMA alcanzaron una la altura y volumen radical similar a las plantas
crecidas con bacterias y menor que con la dual inoculación de HMA+Bp;
a pesar de ello las plantas con la dual inoculación crecieron en menor
proporción que las plantas en V (Cuadro 8).
Cuadro 8. Crecimiento de plantas de papaya a 77 días de edad.
Hojas
Altura de Nudos en
el tallo
planta
(Núm.)
(Núm.)
(cm)
Z
Vermicomposta 21.6 a
14.2 ab
11.5 a
Diámetro Volumen
del tallo
de raíz
(cm)
(cm3 )
0.98 a
12.9 a
HMA+Bp
14.1 b
11.5 b
0.49 b
6.5
b
HMA
10.9 c
12.5 ab
8.2 b
0.52 b
5.0
bc
Bp
Testigo
9.2
6.4
13.2 ab
12.0 ab
9.0 ab
8.7 ab
0.49 b
0.36 b
4.7
2.7
bc
c
Tratamientos
P≤ F
C.V. (%)
z
c
d
0.0001
8.9
11.2 a
0.0209
8.5
0.0066
13.3
0.0001
14.7
0.0001
26.3
En columna medias con la misma letra son estadísticamente iguales (Tukey P ≤ 0.05).
Las plantas en V además de tener una mayor altura, a esta edad
también habían desarrollado la mayor biomasa en área foliar y peso
seco. Las plantas inoculadas con HMA y con la dual inoculación
estadísticamente presentaban el mismo crecimiento en área foliar
superando a las plantas inoculadas con Bp y a las plantas testigo. Sin
embargo, no se detecto ninguna diferencia en el peso seco de las plantas
con HMA, HMA+Bp y Bp, aunque superaron a las plantas testigo (Cuadro
9).
La capacidad de asimilación del CO2 en plantas crecidas en V disminuyó
un 45% y se equiparó a la de las plantas con HMA pero de menor valor
61
que las de plantas inoculadas con HMA+Bp y Bp. Sin embargo, las
plantas en V presentaban altos contenidos de clorofila. Las plantas con
doble inoculación de HMA+Bp y de Bp mantuvieron una tasa de
asimilación de CO2 alta durante los dos periodos de muestreo, con una
ligera disminución a los 77 días de edad y que fue atribuido a una menor
capacidad de forma r clorofila ya que no mostraron una resistencia a la
difusión de CO2 (Cuadro 9).
Cuadro 9. Crecimiento de las plantas y su asimilación de CO 2 en µ mol m 2
s -1 ,concentración interna de CO 2 (Ci) y conductancia estomática (Gs) a los
77 días de edad.
Tratamientos
V
Área Asimilación
Gs
Clorofila Peso seco
Ci
-1
foliar
de CO 2 (mg.kg 1) (cm.s ) (µ mol m2 )
(g)
(cm2 )
2.32 a
0.32 a 287 a
273 b
283 a 2 4.6 bc
HMA+Bp
137 b
HMA
Bp
t
408 a
0.55 a
242 ab
0.85 b
122 bc 5.3 bc
341 ab
0.46 a
225 bc
0.87 b
95 c
7.6 ab
339 ab
0.55 a
264 ab
0.68 b
38 d
3.1 c
400 a
0.59 a
189 c
0.25 c
Pr>F
C.V. (%)
z
8.7 a
0.001
13
0.0004
24
0.008
14
0.07
27
0.001
15
0.0001
16
En columna medias con la misma letra son estadísticamente iguales (Tukey P ≤ 0.05).
Las plant as de mayor biomasa (V) también acumularon mayor cantidad
de azúcar en sus hojas. Las plantas con microorganismos tenían menos
contenido pero superaron a las plantas testigo; notándose una influencia
de
los
HMA.
El
mayor
desarrollo
de
las
plantas
inoculadas
con
microorganismos se debió a un metabolismo más eficiente, ya que
formaron una mayor cantidad de azúcar en sus tejidos; la cual puede ser
utilizada para el crecimiento (Fig. 9). En raíz las plantas inoculadas
presentaron menos azúcares que las plantas testigo y las crecidas en
62
(V). Las de doble inoculación (HMA+Bp) presentaron el menor contenido
de azúcar en su raíz (Fig. 9).
Figura 9. Contenido total de azúcares en hojas y raíces a los 77 días de
edad. Barras con ± error estándar.
4.1.3.
Nutrimentos en el tejido vegetal
El contenido de los nutrimentos en el tejido vegetal varió en función de
los
diferentes
tratamientos,
encontrándose
diferencia
altamente
significativa entre ellos. En las plantas con V siempre se encontraron los
máximos niveles de P, N, K y Ca. En los casos donde se aplicaron los
HMA, HMA+Bp y Bp los contenidos fueron similares a excepción del N, en
cuyo caso fue absorbido en mayor cantidad por la influencia de HMA+Bp.
En todos los casos las plantas del testigo presentaron los nive les más
bajos (Cuadro 10).
63
Cuadro 10. Contenido de macronutrimentos (g.g-1 ) en base al peso seco
de las plantas a 77 días de edad.
Tratamientos
Vermicomposta
p
0.46 a z
N
5.1 a
HMA+Bp
0.18 b
HMA
7.5 a
Ca
1.62 a
Mg
1.69 a
2.1 b
1.1 b
1.17 b
1.08 b
0.16 b
1.6 bc
0.8 b
1.11 b
1.14 b
Bp
0.14 b
1.5 bc
0.8 b
0.83 b
0.76 b
Testigo
0.05 c
0.3 c
0.2 c
0.42 c
0.33 c
Pr> F
C.V. (%)
0.0001
21.4
0.0001
38.5
0.0001
31.3
0.0002
25.3
0.0001
24.9
Z
K
En columna mismas letras indican igualdad estadística (DuncanP ≤ 0 .05).
Con relación al contenido de micronutrimentos, las plantas colonizadas
con HMA tuvieron mayor cantidad de Fe y con excepción a las plantas
con vermicomposta; también presentaron un alto contenido de Zn. En
las
plantas
con
vermicomposta
se
registraron
las
mayores
concentraciones de Cu, Mn, Zn y B. Las plantas con bacterias, HMA y
HMA+bacteria
presentaron
concentraciones
similares
de
Cu
y
Mn
(Cuadro 11).
Cuadro 11. Contenido de micronutrimentos (mg.g- 1 ) en base a peso seco
de las plantas a 77 días de edad.
Tratamientos
Cu
Mn
Zn
Fe
B
Vermicomposta
7.83 az
40.4 a
52.0 a
291.5 ab 94.8 a
HMA+Bp
3.48 b
24.5 b
13.3 c
110.0 c
19.8 b
HMA
4.52 b
29.2 b
28.0 b
360.0 a
16.3 bc
Bp
3.37 b
22.5 b
12.6 c
132.0 bc
14.3 bc
Testigo
1.29 c
07.4 c
07.7 c
077.4 c
07.8 c
Z
Pr> F
C.V. (%)
0.0001.
23.6
0.0001
17.8
0.0001
42.6
En columna mismas letras indica n igualdad estadística (DuncanP ≤ 0.05).
64
0.0115
58.8
0.0001
21.0
4.1.4. Colonización de la raíz por las bacterias y HMA
Las raíces de las plantas fueron abundantemente colonizada por las
bacterias, cuyo crecimiento fue relativamente rápido y varió de acuerdo
a la edad de la planta y al efecto de los hongos MA. En los primeros 48
días el número de bacterias totales en la raíz como unidades formadoras
colonias (UFC); fueron mayores en las plantas inoculadas con Bp y
estadísticamente diferentea
los
demás
tratamientos.
En
plantas
inoculadas con HMA, HMA+Bp y en V el crecimiento de bacterias nativas
fue similar y mayor que en las plantas testigo (Cuadro 12). A los 77 dd,
la diferencia en la intensidad de colonización fue afectada
por la presencia de los hongos micorrízicos. La cantidad de bacterias
(UFC) en la raíz de las plantas colonizadas con HMA fue mayor y similar
a las plantas con solo Bp. Sin embargo, cuando se aplicaron HMA+BP, el
número de UFC se incrementó. En plantas testigo los niveles fueron
menores que los demás tratamientos. La colonización micorrízica fue
elevada a los 48 y 77 días pero no fue incrementada por la aplicación de
bacterias (Cuadro 12).
Cuadro 12. Número de bacterias totales (UFC) y colonización MA en
plantas de papayo en dos fechas de estudio.
Tratamientos
UFC x 10- 5 en 10 g de raíz Colonización MA (%)
48
77 días
48
77 días
Bp
129 a Z
246 b
00 c
90.0 a
HMA
49 b
225 b
77 a
83.5 a
HMA+Bp
32 bc
399 a
64a
83.0 a
Vermicomposta 44 bc
191 bc
00 c
00.0 b
Testigo
146 c
7.0 b
90.0 a
0.0001
23.3
0.098
6.3
Pr>F
C.V (%)
15 c
0.0001
26.3
0.0001
12.5
Z
Medias con la misma letra en cada columna son estadísticamente iguales (Tukey 0.005).
65
4.1.5. Contenido de AIA y ABA
Las plantas que se inocularon con microorganismos mostraron los
niveles más altos del ácido indolacético (AIA), con menor cantidad en las
plantas testigo y en plantas en V. Con relación al contenido del inhibidor
del crecimiento ABA, las plantas testigo de menor crecimiento exhibieron
el mayor contenido. Las plantas con HMA y Bp presentaron un contenido
intermedio y menor que las plantas en vermicomposta y en HMA+Bp
(Fig. 10).
Figura 10. Contenido de ácido indolacético (AIA) y abscísico (ABA) en tejido
(µg.5g -1 de peso fresco) de las plantas. Barras con ± error estándar.
66
4.1.6.
Floración
El crecimiento inicial de las plantas en vivero fue suficiente para
promover un mejor desarrollo de las plantas en el campo. El periodo
juvenil de las plantas con microorganismos se acortó, empezando la
floración a los 160 días. Las plantas con Bp y HMA+Bp superaron a las
plantas testigo y a las con solo HMA; la cantidad de flores en las plantas
con vermicomposta fue superior a todos los tratamientos (Fig. 11).
Figura 11. Flores por planta a los 160 días de edad. Barras con la misma
letra son estadísticamente iguales (Tukey, P ≤ 0.05) y ± error estándar.
El
porcentaje
de
plantas
que
florecieron
fue
diferente
en
cada
tratamiento; con la aplicación de vermicomposta, con bacteria y el
complejo HMA+bacteria influyeron en un mayor número de plantas con
flor (Cuadro 13).
67
A los 175 días la mayor población de plantas llegaron a florecer (Cuadro
13), con una cantidad de flores por planta que no mostró diferencia
estadística entre los tratamientos (Fig. 12).
Cuadro 13. Plantas con flor (%) a los 160 y 175 días de edad de la planta.
Porcentaje de plantas con flor
Tratamientos
160 días
175 días
0
31
75
69
81
87.5
87.5
87.5
93.7
93.7
Testigo
HMA
HMA+Bp
Bp
Vermicomposta
Figura 12. Flores por planta a los 175 días de edad. Barras con la misma
letra son estadísticamente iguales (Tukey, P ≤ 0.05) y con ± error estándar.
Con relación al contenido de nutrimentos en los tejidos no se encontró
una relación con algún elemento (Cuadro 14). Inclusive las plantas
testigo lograron una mayor acumulación de nutrimentos que las plantas
colonizadas, lo que influyó, para que posteriormente estas plantas
68
tuvieran la misma cantidad de flores que los demás tratamientos. Debido
a que todos los tratamientos continuaron en un suelo de baja fertilidad,
esto no fue suficiente para mantener el gasto energético de las plantas
que iniciaron una floración temprana.
Cuadro 14. Contenido de los nutrimentos en el tejido vegetal a los 160
días de edad de la planta.
Tratamientos
N
(%)
P
(%)
K
(%)
Ca
(%)
Mg
(%)
B
Cu
Fe
(mg.kg - 1 )
5.4a
94.0a
HMA
4.2a
0.24 b 1.11a
1.3ab
0.62a 41.2a
Bacteria
4.1a
0.30a
1.45a
1.4ab
0.65a 46.1a
6.2a
127.4a
Testigo
4.1a
0.26a
1.29a
1.8a
0.78a 40.7a
7.la
124.4a
HMA+b.
3.8a
0.29a
1.20a
1.6a
0.73a 49.5a
6.4a
111.8a
Vermic.
3.8a
0.34a
0.95a
1.0b
0.62a 41.8a
4.5a
97.la
C.V. (%)
Pr>F
5.3
0.06
13.2
0.03
22.8
0.18
14.8
0.003
16.2
0.22
15.4
0.33
20.0
0.07
16.8
0.08
En columna promedios con misma letra son estadísticamente iguales (Tukey P ≤ 0.05).
El efecto de los tratamientos en la fase de vivero fue suficiente para que
las plantas adquirieran una gran carga energética que las capacitó para
continuar con su desarrollo, luego de su trasplante en campo. Sin
embargo, es necesario que estas continúen con un abastecimiento
adecuado de nutrimentos, de lo contrario este efecto se pierde.
4.2. Efecto de vermicomposta y HMA en el crecimiento y colonización de
las plantas
4.2.1. Crecimiento de las plantas
La
cantidad
de
significativamente
vermicomposta
en
el
crecimiento
(V)
en
de
las
el
sustrato
plantas;
influyó
conforme
se
incrementó la cantidad de V, el crecimiento de las plantas también fue
en aumento. Las plantas alcanzaron una mayor altura, área foliar y peso
seco con cantidades de 60 a 90% de V, mientras que con 100% las
plantas tuvieron un crecimiento similar a las plantas crecidas en 40 a
69
50% (Fig. 13 y 14). Las plantas crecidas en sustratos con 60 a 80% de
V, crecieron con respecto a las plantas testigo, en 6 a 7 veces más en
altura, con 27 a 35 veces más de área foliar y alcanzaron un peso seco
de 14 a 16 veces más. En cantidades de 10 a 70% de V las plantas
desarrollan un volumen radical que va en relación al aumento de V; las
plantas en 70% de V crecen en un 478% más que las plantas testigo.
Después de esta dosis, no hubo incrementos al aumentar la cantidad de
V (Fig. 14B).
Figura 13. Efecto de la vermicomposta en la altura y peso seco de la planta.
(En barras misma letra significa igualdad estadística Tukey P ≤ 0.05. Barras
con ± erro r estándar).
Figura 14. Efecto de la vermicomposta en área foliar y volumen de raíz de
las plantas. (En barras misma letra significa igualdad estadística Tukey P≤
0.05).
70
La mezcla de los HMA+V afectó significativamente el crecimiento de las
plantas; sin embargo este resultado sólo fue observado en cantidades de
0 a 50% de V. Bajo estas cantidades los efectos de los HMA fueron
positivos incrementando en mayor proporción, con respecto a sólo V, la
altura, área foliar y peso seco de las plantas. Con cantidades arriba de
estas, los HMA afectaron negativamente el crecimiento con valores
menores a las plantas con sólo V (Fig. 15 y 16, Cuadro 15).
Figura 15. Efecto de vermicomposta y HMA en el peso seco de las plantas.
(Barras con ± error estándar).
Figura 16. Efecto de HMA y cantidad de vermicomposta en el crecimiento de
las plantas.
71
Cuadro 15. Efecto de HMA y vermicomposta en la altura y área foliar de las
plantas a los 60 días de edad.
Altura de planta
(cm)
Vermicomposta
(%)
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
promedio
HMA
Cantidad de V
HMA*cantidad
Con HMA Sin HMA
8.3
13.2
13.2
19.0
19.8
24.5
26.7
27.8
25.0
23.7
24.7
20.5
5.0
7.3
10.7
13.3
19.7
25.7
31.3
34.2
32.7
29.8
22.5
21.1
Pr>F
0.4467
0.0001
0.0008
Área foliar
(cm2 )
Con HMA
Sin HMA
78.7
118.7
104.0
261.0
194.7
363.0
353.0
333.7
284.3
320.7
291.3
245.7
14.3
55.0
127.3
200.7
313.0
360.7
384.3
406.3
494.7
430.7
277.7
278.6
Pr>F
0.02
0.0001
0.0021
Los HMA tuvieron un efecto significativo para influir en el crecimiento de
raíz; con HMA crecieron en promedio un 19% más. El mayor crecimiento
de la raíz en plantas inoculadas ocurrió en cantidades de 0 a 50% de V;
con una mayor influencia en sustratos sin V. Al comparar cada una de
las cantidades se observa que los HMA influyeron en forma positiva
aumentando el volumen de raíz con respecto a las no inoculadas, pero
su efecto disminuyó en forma decreciente de acuerdo a la cantidad de V.
Después de 50% de V no hubo una influencia de los HMA (Cuadro 16).
72
Cuadro
16. Volumen radical (cm 3) a los 60 días de edad de las plantas.
Vermicomposta
(%)
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
promedio
HMA
Cantidad de V
HMA*V
Con HMA
5.0 z
7.7
9.7
10.7
12.3
17.0
16.0
21.3
13.3
15.7
15.7
13.1
Pr>F
0.006
0.0001
0.50
Sin HMA
2.3
4.3
6.0
9.3
12.3
14.0
15.3
14.0
13.3
16.7
14.0
11.0
Diferencia
con HMA
(%)
+117
+79
+62
+15
0
+21
+4.5
+52
0
-6
+12
+19
4.2.2. Asimilación de CO2
La asimilación del CO2 en plantas con V se incrementó con respecto a las
plantas en sustrato suelo. En todas las demás cantidades de (V) las
plantas tuvieron una asimilación de CO2 muy semejante y que varió de 8
a 9.6 µmol de CO 2 por m- 2 s-1 . Aparentemente no hubo un efecto
considerable de la cantidad de vermicomposta sobre esta variable, a
pesar que la conductancia estomática (gs) no fue una limitante (Fig. 17
y Cuadro 17).
La presencia de los HMA en el sustrato tuvo una marcada influencia en
inducir una mejor respuesta a la asimilación de CO 2 en las plantas, con
una tendencia a ser mayor en todos los niveles de V, superando a la de
las plantas sin HMA. La máxima asimilación se dio a niveles mayores de
40% de V. La conductancia estomática no fue una limitante en las
plantas para la asimilación de CO2 (Fig. 17 y Cuadro 17).
73
Figura 17. Efecto de la vermicomposta y (V)+HMA en la conductancia
estomática. (Barras con ± error estándar).
Cuadro 17. Concentración interna de CO 2 (Ci) y asimilación de CO 2,
promedio por planta a los 60 días de edad.
Ci de CO2
(mg.kg - 1)
Vermicomposta
(%)
Con HMA
Sin HMA
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
390
417
389
310
462
300
319
394
347
337
332
379
364
334
334
316
315
373
333
309
340
315
HMA
4.2.3.
Pr>F
0.07
Asimilación de CO 2
(µ mol. m- 2. s- 1)
Diferencia
con HMA
Con HMA
Sin HMA
(%)
8.3
8.7
6.4
7.4
9.7
9.6
9.7
12.0
10.9
11.0
8.1
Pr>F
0.002
5.5
6.3
8.1
8.3
9.2
5.6
6.5
7.8
7.9
9.6
7.7
+50.9
+38.1
-21.0
-10.8
+5.4
+71.4
+49.2
+53.8
+38.0
+14.6
+5.2
Colonización
El porcentaje de vermicomposta en el sustrato influyó en la cantidad de
raíz colonizada. De 0 hasta el 50% de vermicomposta, la colonización y
74
cantidad de arbúsculos fue elevado y en plantas con sustrato más rico en
vermicomposta
el
porcentaje
de
colonización
disminuyó.
A
dosis
superiores a 60% de vermicomposta, las plantas colonizadas crecieron
menos que las plantas con esas mismas dosis pero sin HMA; indicando
que el efecto de la micorrización fue negativo a estas dosis (Fig. 18).
Figura 18. Efecto de la vermicomposta en la colonización micorrízica. (Las
líneas con ± error estándar).
75
4.2.4.
Floración
Bajo condiciones de campo, las plantas se desarrollaron de acuerdo a las
condiciones de fertilidad del sustrato del vivero, así como por la
influencia de los HMA. Así, las plantas que provenían de sustratos con
altas cantidades de V, en campo su periodo juvenil fue más corto,
alcanzando a florecer a los 120 días. Las plantas crecidas inicialmente
sin V no llegaron a florecer a esta edad. Las que provenían de 10%
floreció una población del 40% y sólo plantas con 50 a 100% el total de
plantas llegó a floración. Cuando las plantas se inocularon con los HMA
hubo un mayor efecto para que las plantas llegaran a florecer: las
plantas sin V pero inoculadas, el 40% floreció y este efecto fue mayor
conforme las plantas habían crecido en sustratos más ricos en V llegando
a florecer el 80% de la población (Fig.19).
Figura 19. Efecto de la dosis de vermicomposta y HMA en el porcentaje de
plantas que llegaron a la floración después de 120 días de edad.
76
Con relación al efecto sobre la floración, se encontró que hubo una
tendencia que al incrementar la cantidad de V, mayor fue el número de
flores que desarrollaron las plantas. Las plantas que crecieron en
sustratos con 10 a 30% de V en el vivero, en campo llegaron a producir
una flor por planta, en cambio las que provenían de sustratos con 40% a
70% de V produjeron de 4 a 5 flores y con 80, 90 y 100% las plantas
tuvieron más de 5 flores. Las plantas inoculadas promovieron más flores
que las no inoculadas a las dosis iniciales de 0 a 50% de V, después de
estas cantidades el efecto de los HMA fue menor. Las plantas que se
desarrollaron en sustratos de 90 y 100% produjeron un número igual de
flores que las plantas que habían crecido en sustrato con 40% de V e
inoculadas con HMA (Fig. 20).
Figura 20. Efecto de HMA y vermicomposta en el número de flores por
planta a los 120 días de edad. Pr>F: Dosis =0.0001, HMA=0.20,
HMA*dosis=0.17.
77
4.2.5. Nudos en los tallos y la madurez de las plantas
El número de nudos que desarrollaron las plantas estuvo relacionado con
la floración, las plantas con más de 20 nudos en el tallo, lograron salir
del periodo juvenil en 120 días. No tomando en cuenta los efectos de los
HMA ni de la vermicomposta, se ve una influencia muy marcada del
número de nudos en la planta y su relación con su madurez. En el
Cuadro 18 se observa que la mayoría de plantas florece cuando llega a
desarrollar más de 20 nudos.
Cuadro 18. Efecto del número de nudos en el tallo en la maduración de las
plantas.
Plantas con flor
Nudos en el tallo
Número
%
Flores totales
8-10
0
0
0
11-13
1
1.2
2
14-16
1
1.2
2
17-19
7
8.2
12
20-22
25
29.4
86
23-25
44
51.8
238
26-28
7
8.2
56
29-31
1
1.2
11
4.2.6. Efecto de los HMA en la madurez de las plantas
Las plantas que en vivero fueron inoculadas con los HMA continuaron
con un crecimiento vigoroso que les permitió que la mayoría de plantas
llegara a tener más de 22 nudos. El incremento en el número de nudos
fue favorable para que un mayor número de plantas salieran de la fase
juvenil. Las plantas con HMA y cantidades de (V) tuvieron una influencia
78
en incrementar el número nudos por planta y la cantidad de flores, el
efecto fue mayor de 0 a 50% de vermicomposta. La vermicomposta sin
HMA solo tuvo efecto con dosis superiores al 60%, las plantas que
fueron fertilizadas en el vivero con estas dosis desarrollaron más nudos
y flores que las que se fertilizaron con dosis bajas (Fig. 21).
Figura 21. Relación del número de nudos en el tallo y flores por planta en
sustrato de vermicomposta.
4.3.
Efecto de la vermicomposta, HMA y bacterias
4.3.1.
Crecimiento de las plantas
En los primeros 16 días de crecimiento el efecto de las bacterias en
complejo con los HMA influyeron para promover un mayor crecimiento;
con
Bp,
Bm,
BpBm,
HMA,
HMA+Bm
y
HMA+BpBm
tuvieron
un
crecimiento similar y superior a todos los demás tratamientos. Las
plantas con HMA+Bp y las plantas en V sin inocular tuvieron el menor
79
crecimiento similar a las plantas testigo en suelo sin inocular. A pesa de
existir diferencia estadística entre los diferentes tratamientos, el efecto
de cada uno era muy pequeño (Cuadro 19). A los 30 días el efecto fue
más notorio, y las plantas inoculadas con HMA, Bm, BpBm, y HMA+BpBm
fueron más altas y con un área foliar más grande. Las plantas con
HMA+Bm y HMA+Bp presentaron un crecimiento intermedio pero mayor
que las plantas testigo (Cuadro 19).
Cuadro 19. Crecimiento de las plantas en sus primeras fases de crecimiento.
Tratamientos
Altura de planta (cm)
a 16 días
a 30 días
Área foliar (cm2 )
a 30 días
HMA
3.46 a bz
6.15 a b
7.2 a
Bp
3.78 a b
4.73 b c d
1.6 b c
Bm
3.97 a
6.33 a b
5.2 a b
BpBm
3.73 a b
6.43 a
4.8 a b
HMA+Bp
3.20 b c
5.20 a b c
4.9 a b
HMA+Bm
3.90 a
5.37 a b c
4.9 a b
HMA+BpBm
3.99 a
5.89 a b
5.9 a
T(V)
3.21 b c
4.08 c d
2.5 c
St(suelo)
2.79 c
3.36 d
1.3 c
Pr>F
C.V. (%)
0.0001
12.79
0.0001
21.50
0.0001
17.83
Z
En columna medias con la misma letra son estadísticamente iguales (Tukey P 0 ≤ 0.05).
A los 64 días las plantas colonizadas con HMA eran las más altas, con
mayor área foliar y peso seco. La interacción de HMA se dio con la
bact eria Bp que produjeron plantas con crecimiento similar a HMA. De
menor crecimiento que estos tratamientos fueron las plantas con Bm,
BpBm HMA+Bm y HMA+BpBm, con un crecimiento intermedio en altura
con área foliar similar pero mayor que las plantas testigo (T (V) y t
(suelo) (Fig. 22). Sin embargo, difirieron en el peso seco total de la
80
planta; las plantas inoculadas con Bp, Bm, HMA+BpBm tuvieron un peso
seco estadísticamente igual al de las plantas crecidas en vermicomposta
sin inocular. De mayor peso que éstas, fueron las plantas inoculadas con
el complejo BpBm y HMA+BpBm (Cuadro 20).
Figura 22. Efecto de las bacterias y HMA+bacteria en el crecimiento de las
plantas.
Cuadro 20. Crecimiento de las plantas a 64 días de edad, creciendo en un
sustrato con 40% de vermicomposta.
Tratamientos
HMA
Altura de
planta
(cm)
18.0 a z
238.4 a
0.77 a
1.46 a
Bp
9.1 de
100.2 c
0.41 c
0.78 c
Bm
11.0 bc
132.0 bc
0.44 c
0.78 c
BpBm
11.4 bc
128.8 bc
0.52 abc
0.96 bc
HMA+Bp
12.8 abc
193.6 ab
0.70 ab
1.24 ab
HMA+ Bm
15.6 ab
128.0 bc
0.44 bc
0.82 c
HMA+BpBm
12.6 abc
145.6 bc
0.54 abc
0.99 bc
T(V)
13.4 abc
88.8 c
0.36 c
0.63 c
t(suelo)
4.0 d
2.7 d
0.03 d
0.07 d
F calculada
Pr>F
C. V. (%)
6.13
0.0001
18
10.9
0.0001
29.5
8.84
0.0001
28.6
15.27
0.0001
21.5
Z
Área foliar
(cm2 )
P. seco hojas P. seco total
(g)
(g)
En columna medias con misma letra son estadísticamente iguales (Tukey P ≤ 0.05).
81
Las plantas en el sustrato con 40% de vermicomposta y colonizadas por
los HMA crecieron en un 230% más que sin inóculo, notándose una gran
influencia de estos organismos, a pesar del alto grado de fertilidad del
sustrato.
El
crecimiento
de
las
plantas en sustrato suelo fueron
superadas por las plantas inoculadas con HMA y crecidas en V en un
450% (Fig. 23).
Figura 23. Efecto de los HMA en el desarrollo de las plantas a los 64 días de
edad crecidas en un sustrato del 40% de vermicomposta.
El efecto de las bacterias fue más notorio en las plantas que crecieron en
el sustrato del 100% de suelo de muy baja fertilidad. A los 64 días de
edad las plantas con HMA tenían un crecimiento similar a las plantas
testigo y aún no estaban colonizadas. Las plantas con HMA en asociación
con
las
bacterias
presentaban
el
mayor
crecimiento
y
estaban
colonizadas, sin embargo su crecimiento era muy lento y no se
comparaba con las que crecían en vermicomposta (Cuadro 21 y Fig. 24).
82
Cuadro 21. Crecimiento de las pla ntas a 64 días de edad, crecidas en un
s ustrato de muy bajo contenido de P (4 4 mg kg-1 de P)
Sin
Bp
bacteria
Con HMA 5.10 c
14.2 bc
16.9 bc
33.9 a
Sin HMA
Bm
BpBm
2.30 c
15.2 bc
11.7 c
29.9 ab
Con HMA 0.07 c
0.16 bc
0.17 bc
0.38 a
Sin HMA
0.18 bc
0.15 c
0.28 ab
0.06 c
Con HMA 4.10 d
4.60 bcd 5.40 abc 6.20 a
Sin HMA
5.40 abc 5.60 ab 6.40 a
4.20 d
Variable
Área foliar (cm2 /planta)
Peso seco (g/planta)
Altura (cm/planta)
Los promedios en la hilera con la misma letra son estadísticamente iguales (Tukey P ≤ 0.05).
Figura 24. Efecto de las bacterias sobre el crecimiento de plantas en
sustrato suelo sin vermicomposta. (b1= Baci ll us pumil us, b2= B.
macerans).
4.3.2.
Colonización de la raíz
La colonización de las plantas por los HMA no se vio incrementada por la
presencia de las bacterias, pero si tuvo una influencia en el crecimiento
inicial de las plantas. La baja colonización pudo deberse a que el
muestreo haya sido hecho en forma tardía, ya que a los 30 días se
notaba la influencia de los microorganismos en el crecimiento de las
plantas (Cuadro 22).
La raíz de las plantas estuvo influenciada por las bacterias, con Bp las
83
plantas fueron más colonizadas que con la Bm, la influencia de los HMA
modificó la cantidad de bacterias en la raíz (Cuadro 22). En el sustrato
suelo el número de colonias siempre fue mayor que en el que contenía
vermicomposta.
Cuadro 22. Colonización de las plantas por las bacterias y los HMA a los 64
días de edad
t (suelo)
UFC 10- 5
Colonización
(10 g de
Total por HMA
raíz)
(%)
z
201.7 a
HMA+Bp 17.25 a
HMA+Bp
190.0 a
Bp
142.5 ab
HMA+BpBm 8.25
ab
HMA+BpBm
122.5 bc
HMA+Bm 7.50
b
HMA+Bm
92.7
bcd
Bp 0.00
Bm
87.5
bcd
BpBm 0.00
BpBm
74.7
cd
Bm 0.00
HMA
66.7
cd
T(V) 0.00
T (40% vermicomposta)
33.2
d
Pr>F
C.V. (%)
0.0001
23.7
Tratamientos
z
HMA 17.00 a
t(Suelo) 0.00
0.0001
70.6
En columna medias con misma letra son estad ísticamente iguales (Tukey P ≤ 0.05).
4.3.3. Concentración de nutrimentos en el tejido vegetal
A los 64 días el contenido de fósforo en las plantas de mayor crecimiento
(HMA+Bp y HMA) era más alto que los demás tratamientos. En los
demás nutrimentos como Nitrógeno (N), Potasio (K), Magnesio (Mg),
Boro (B) y Fierro (Fe) las concentraciones fueron iguales en todos los
tratamientos. Solo en los tratamientos con HMA+Bp y HMA+Bm la
concentración (mg.kg- 1 ) de Zn fueron más elevados que en los demás
tratamientos, mientras que en las plantas testigo la concentración de N,
Cu y Mn (mg.kg - 1 ) fueron las más altas (Cuadros 23 y 24).
84
Cuadro 23. Contenido de nutrimentos en el tejido vegetal a 64 días de edad
de las plantas.
Tratamientos
Testigo
N
(%)
3.54 az
P
(%)
0.21 bcde
K
(%)
1.14 a
Ca
(%)
2.6 a
Mg
(%)
1.54 a
HMA+BpBm
3.30 a b
0.25 abc
1.65 a
2.5 ab
1.41 a
HMA+Bm
3.03 a b
0.23 bcde
1.98 a
2.2 abc
1.20 a
HMA+Bp
2.97 a b
0.30 a
1.43 a
2.0 abc
1.33 a
Bm
2.94 a b
0.16 de
1.83 a
2.0 abc
1.38 a
Bp
2.87 a b
0.14 e
1.43 a
1.9 bc
1.13 a
HMA
2.74 a b
0.27 ab
1.73 a
1.6 c
1.09 a
BpBm
Pr>F
C.V. (%)
2.41 b
0.04
14.5
0.19 cde
0.0001
14.4
1.40 a
0.36
31.9
2.1 abc
0.001
13.5
1.33 a
0.06
15.2
Z
En columna medias con misma letra son estadísticamente iguales (Tukey P ≤ 0.05).
Cuadro 24. Contenido de micronutrimentos en el tejido vegetal a 64 días de
edad de la planta.
B
Tratamientos
Cu
Fe
Mn
Zn
-1
(mg.kg )
Testigo
61.3 a
3.54 a
414.4a
91.0 a
45.5 ab
HMA+BpBm
51.1 a
1.54 b
274.4 a
73.8 ab
43.0 ab
HMA+Bm
47.2 a
1.86 ab
235.9 a
70.8 ab
48.8 a
HMA+Bp
52.7 a
2.77 ab
371.8 a
65.4 ab
50.8 a
Bm
49.3 a
1.03 b
188.5 a
75.8 ab
37.6 ab
Bp
41.1 a
1.04 b
274.4 a
66.0 ab
33.2 b
HMA
41.1 a
3.48 a
374.8 a
51.8 b
39.4 ab
BpBm
44.1 a
1.19 b
309.3 a
69.6 ab
41.8 ab
Pr>F
C.V. (%)
0.11
20.1
0.0001
37.5
0.18
41.4
0.02
18.5
0.01
14.5
Medias con misma letra son estadísticamente iguales (Tukey P ≤ 0.05).
85
4.3.4. Crecimiento y floración bajo condiciones de campo
Las plantas con una edad de 64 días se trasplantaron al campo y no se
fertilizaron en lo que duró el experimento. Cuando las plantas tenían una
edad de 100 días iniciaron la floración en el 50% de las plantas que
inicialmente fueron inoculadas en el vivero con HMA y HMA+Bp. En los
demás tratamientos el porcentaje fue menor, y en las plantas testigo y
las que se inocularon con Bp las plantas no florecieron (Cuadro 25).
En todos los casos las plantas que florecieron habían desarrollado más
de 19 nudos en el tallo. Al parecer este sigue siendo el parámetro que
determina en que momento las plantas terminan su periodo juvenil.
Cuadro 25. Plantas que llegaron a la madurez después de 100 días de
edad de la planta.
Plantas
(Número)
12
Plantas
con flor
6
Plantas con flor
(%)
50
Flores
totales
12
HMA+Bp
12
6
50
10
HMA+Bm
12
3
25
7
HMA+BpBm
11
4
36
7
Bp
12
0
0
0
Bm
12
1
8
1
BpBm
12
2
17
3
Testigo
12
0
0
0
Tratamientos
HMA
A los 115 días de edad (51 días después del trasplante) el crecimiento
de las plantas con HMA y HMA+Bp y HMA+Bm presentaban un mayor
vigor, peso seco de la planta y de las hojas, teniendo un área foliar
significativamente más grande que los demás tratamientos; las plantas
con bacterias superaron sólo a las plantas testigo (Fig. 25 y Cuadro 26).
86
Figura 25. Vigor del tallo de plantas de papayo a los 115 días de edad.
Cuadro 26. Crecimiento de las plantas a los 115 días de edad bajo
condiciones de campo.
Tratamientos
Área foliar
(cm2 )
Peso seco
(g/planta)
Peso seco de
hojas (g/planta)
HMA+Bm
2612.3 aZ
24.3 a b
11.8 a
HMA+Bp
2565.7 a
24.0 a b
11.7 a
HMA
2380.3 ab
26.8 a
12.9 a
HMA+BpBm
2177.3 ab
20.3 b
9.7 a b
Bp
1840.3 ab
12.9 c
6.8 a b
BpBm
1485.7 ab
10.5 c d
5.8 a b
Bm
1361.0 ab
10.7 c d
5.8 a b
Testigo
Pr>F
C. V. (%)
682.3
0.01
31.4
6.2 d
0.0001
12.6
3.1 b
0.004
31.8
Z
b
En columna medias con misma letra son estadísticamente iguales según (Tukey P ≤ 0.05).
87
El crecimiento de las plantas estuvo relacionado con el número de nudos
que desarrollaron en el tallo y esta variable se asoció con el inicio e
intensidad de floración. La inoculación de las plantas en vivero fue un
factor que favoreció que en campo estas plantas formaran más; nudos
que las plantas sin inocular. La inoculación con HMA y HMA+Bp .
influyeron para que una población alta de plantas desarrollara de 17 a
25 nudos en el tallo y el 90 a 100% de plantas floreciera. Con HMA+Bm
y HMA+BpBm sólo el 80 y 75% de plantas llegó a este desarrollo. Las
plantas inoculadas con bacterias a pesar de desarrollar plantas con más
de 17 nudos, el porcentaje de plantas que llegaron a florecer fue más
bajo que cuando se asociaron con los HMA. Las plantas testigo
alcanzaron un desarrollo que les permitiera salir de la fase juvenil
(Cuadro 27).
Cuadro 27. Plantas con 115 días de edad mostrando el número de nudos en
el tallo, plantas que florecieron (Pcf) de un total de 12 plantas, y el total de
flores.
Sin
bacteria
Tratamientos Nudos
14a16
17a19
con
20a22
HMA
23a25
suma
Sin
HMA
Pcf
-3
4
4
11
91%
11 a 13 0
14a16 0
17a19 2
20a22 -23a25 1
suma
3
25%
Bp
flores Pcf
-14
22
25
61
0
0
4
-5
9
flores Pcf
--4
18
7
36
1
6
12
60
100%
0
0
6
14
3
10
--9
24
75%
88
Bm
6
4
10
83%
0
4
2
1
7
58%
BpBm
flor
c/f
flor
-22
25
47
0
2
6
1
9
75%
-0
1
2
-3
25%
0
8
33
5
46
-0
11
8
6
25
2
7
38
47
Las plantas inoculadas con HMA y con HMA+bacteria produjeron el
mayor número de flores a los 115 y 130 días de edad de las plantas,
aunque no hubo diferencia significativa con las plantas inoculadas con
HMA+Bm y HMA+BpBm. Con HMA+Bm y HMA+BpBm lograron un efecto
similar en las plantas pero superaron a las plantas inoculadas con sólo
bacterias. Las plantas inoculadas con bacterias únicamente superaron a
las plantas testigo. A los 115 días el promedio de flores por planta en los
mejores tratamientos fue de 4 a 5 flores y los 130 días fue de más de 8
(Cuadro
28
y
Fig.
26).
En
general
la
inoculación
con
HMA
y
HMA+bacteria influyeron en el desarrollo de las plantas para incrementar
el número de nudos en el tallo, la altura, y la cantidad de flores por
planta.
Cuadro 28. Crecimiento de las plantas y número de flores promedio a los
115 días de edad
Tratamientos
Altura
Nudos
(cm)
(No/planta)
Hojas
flores
HMA
44.7a
20.9 a
17.8 a
5.1 a
HMA+Bp
41.8 a
20.2 ab
17.7 a
5.0 a
HMA+BpBm
38.7 a b
20.2 ab
17.7 a
4.2 ab
HMA+Bm
36.4 a b c
18.9 abc
16.7 a
3.9 abc
Bm
32.4 b c
19.3 abc
16.2 ab
2.1 bcd
BpBm
32.0 b c
18.8 abc
15.9 ab
1.6
Bp
31.0 b c
18.5 bc
15.9 ab
2.0 bcd
Testigo
28.5 c
17.2 c
14.7 b
0.7
Pr>F
C. V. (%)
0.0001
19.0
0.0001
8.9
0.0001
9.3
Medias con misma letra son estadísticamente iguales (Tukey P ≤ 0.05).
89
cd
d
0.0001
67.8
Figura 26. Influencia de HMA y bacterias en la floración de las plantas a
130 días de edad. (Las barras con misma letra significa igualdad estadística
Tukey P ≤ 0.05).
A los 115 días no se encontró ninguna relación entre el contenido
nutrimental de las plantas y la floración (Cuadros 29 y 30).
Cuadro 29. Macronutrimentos en el tejido vegetal a 115 días de edad de la
planta, durante la fase de floración.
Tratamientos
N
(%)
P
(%
K
(%
Ca
(%)
Mg
(%)
Bm
1.54 a
0.12 a
1.24 a
2.89 a
0.56 a
Bp
1.47 ab
0.14 a
0.66 a
3.06 a
0.66 a
Testigo
1.44 ab
0.12 a
1.74 a
2.95 a
0.69 a
HMA+Bp
1.30 ab
0.14a
1.55 a
2.98 a
0.62 a
HMA+BpBm
1.28 ab
0.13 a
0.94 a
2.95 a
0.56 a
BpBm
1.26 ab
0.13 a
1.40 a
2.34 a
0.57 a
HMA+Bm
1.24 ab
0.11 a
1.40 a
2.63 a
0.49 a
HMA
1.16 b
0.14 a
0.94 a
3.00 a
0.55 a
En las columnas medias con la misma letra son estadísticamente iguales (Tukey, P ≤ 0.05).
90
Cuadro 30. Contenido de micronutrimentos en el tejido vegetal a 115 días
de edad de las plantas.
Tratamientos
B
Cu
Fe
(mg kg - 1 ) (mg kg - 1)
Mn
Zn
(mg.kg- 1) (mg kg-1 )
(mg kg- 1 )
BpBm
34.0 ab
2.84 a
56.2 a
23.5 a
11.2 ab
Bp
29.4 ab
2.36 ab
89.0 a
27.6 a
7.3
ab
Bm
31.5 ab
2.13 abc
66.5 a
23.2 a
9.1
ab
Testigo
51.7 a
, 1.97 abc 157.1 a
28.7 a
17.2 a
HMA+ Bm
27.2 ab
1.93 abc
48.5 a
30.1 a
4.1
HMA+ Bm
23.3 b
1.92 abc
96.6 a
22.2 a
0.89 b
HMA+ Bp
36.5 ab
1.78 bc
90.8 a
24.4 a
16.9 a
HMA
HMA
En las
columnas
26.7 ab 1.29 c
26.7
1.29
c son
medias
con ab
la misma
letra
b
133.0 a
24.6 a
18.1 a
133.0 a
24.6
estadísticamente
igualesa(Tukey, P ≤ 0.05).
En general se encontró que cuando las plantas crecen en un sustrato de
alta fertilidad, estas plantas responden a la colonización MA aún a
niveles de 40% de vermicomposta. Las bacterias junto con los hongos
micorrízicos no incrementaron el desarrollo inicial pero superaron a las
plantas testigo. El máximo crecimiento y floración de las plantas fue con
la aplicación de solo los HMA y con la inoculación de HMA+Bacillus
pumi lus.
4.4.
Efecto de la vermicomposta y HMA en la velocidad de
crecimiento de las plantas
Con sólo vermicomposta el crecimiento es más acelerado y crecen más
que las plantas con HMA y en un sustrato de bajo contenido de P. Pero si
las plantas con V se inoculan con HMA, el crecimiento se acelera aún
más que con sólo V y llegan a un mayor desarrollo (Fig. 27).
91
Figura 27. Efecto de la vermicomposta y HMA en la velocidad de
crecimiento de las plantas en relación al tiempo o edad de las plantas (T).
92
V. DISCUSIÓN
5.1. Efecto de la inoculación de HMA y bacterias en el crecimiento y
floración de las plantas crecidas en sustrato de baja
disponibilidad de P
Se demuestra con este estudio que los bajos niveles de fósforo son
importantes para que los HMA colonicen las raíces y mejoren el
crecimiento de las plantas, no es claro que nivel de P es el adecuado, ya
que esto depende de la especie vegetal y el hongo (Henkel et al ., 1989;
Mcarthur y Knowles, 1992; Graham et al., 1996). En general los
beneficios de los hongos micorrízicos arbusculares se reducen o no
tienen efecto cuando el fósforo está en cantidades que son las
adecuadas para el crecimiento de las plantas (Bolan, 1991).
Esto explica que las plantas aún colonizadas por los HMA no alcancen su
máximo crecimiento; y este es uno de los problemas, debido a que no se
tiene suficiente evidencias de cuanto es el crecimiento de las plantas
inoculadas con los HMA con respecto a los suelos fértiles con suficiente
contenido de P. En este trabajo se abordó esta temática, además de que
se suma el factor de que papaya es una planta donde las deficiencias de
P, Fe y Zn limitan su crecimiento (Bowen, 1991).
En los resultados de este trabajo se observó que las plantas en sustrato
con 11 mg.kg- 1 de P y sin inocular con los HMA, tienen una tasa de
crecimiento muy baja y el periodo en vivero se prolonga más de 70 días.
Cuando se inoculan con los HMA las plantas tienen un mayor crecimiento
que difiere de acuerdo al tiempo que pasen en la fase de vivero. En los
primeros 48 días las plantas inoculadas superaron a las plantas testigo
en área foliar y peso seco en un 300% y crecieron en volumen radical en
un 226% más. Esta es una ventaja de la inoculación de las plantas en
las
primeras
fases
de
crecimiento;
93
autores
como
Jaizme-Vega y Azcón (1995), demostraron que plantas de papaya CV.
Sunraise inoculadas con Glomus mosseae y G fasciculatum mejoraron su
crecimiento en un 46%, crecidas en sustrato con 26.7 ppm de P.
El crecimiento de la planta fue una respuesta a la simbiosis con los HMA,
ya que se colonizaron en un 80%, y que según Koide (1991), cuando el
P está en una condición limitante, la colonización micorrízica ocurre y
mejora el desarrollo de las plantas.
En suelos con bajo contenido de fósforo la respuesta a la micorrización
es una característica ampliamente estudiada. Smith (1988) reporta que
en estos suelos las plantas se colonizan y alcanzan la mayor tasa de
crecimiento que las no inoculadas. Al respecto Henkei et al., (1989)
encontraron que en suelos con 10 y 19 mg kg - 1 de fósforo, las plantas
inoculadas con HMA alcanzaron el mayor nivel de colonización que en
sustrato con 50 mg.kg - 1 ; lo que coincide con lo obtenido por Graham et
al., (1996) y Mcarthur y Knowles (1992).
En este estudio se encontró que el crecimiento de las plantas fue mayor
con la aplicación de HMA, pero sin llegar a su máximo crecimiento,
existiendo limi tantes nutrimentales que impiden que se exprese su
potencial genético. En esta primera etapa las plantas crecidas en
vermicomposta superaron a las inoculadas en un 29 a 37% en área foliar
y peso seco respectivamente.
En esta etapa de crecimiento las plantas colonizadas con HMA alcanzaron
altas tasas de asimilación de CO2 y contenido de clorofila, lo que
significa un estimulo importante de los microorganismos y que puede
tener repercusiones positivas al trasplantarse al campo. Esta es una
característica que debe ser estudiada con mayor detenimiento.
Con relación a la asimilación de CO2 se ha encontrado que es más alta
en las plantas colonizadas (Aguilera-Gómez et al., 1999; Lynch et al.,
94
1991). Este he cho ha sido atribuido a un efecto de los microorganismos
para mejorar la conductancia estomática. Brown y Bethlenfalvay, (1987)
encontraron que las plantas de soya (Glicine max) e inoculadas con
Glomus mosseae tenían una mayor conductancia estomática que las
plantas testigo; a pesar de que tenían un bajo contenido de fósforo (P)
en sus tejidos, concluyendo que la sola micorrización fue el estimulo
para que ocurriera. Ya en 1979 las investigaciones de Wong et al .,
habían
demostrado
importante
en
el
que
la
conductancia
intercambio
de
gases
estomática
en
la
es
hoja;
un
factor
una
mayor
conductancia permite una mayor difusión hacia el interior del mesófilo.
Drüge y Schönbeck (1992), también encontraron que la asimilación de
CO 2 se incrementó en las plantas colonizadas; la causa la atribuyeron a
una mayor apertura de estomas, la cual estaba relacionada con el
balance hormonal. Un incremento de citocininas es importante para
estimular dicha apertura, y en cambio un aumento de ácido abscísico
provoca el cierre de estomas. Lo mismo fue determinado por Radin en
1984.
En ciertos frutales como guayaba, papaya y pistache y en hortalizas, la
conductancia
estomática
estuvo
asociada
al
intercambio
de
CO 2
(Estrada-Luna et al., 2000; Aguilera-Gómez et al., 1999; Vemmos,
1994; Manjarrez-Martínez et al., 1999). Estos resultados concuerdan con
lo encontrado en este trabajo, donde la conductancia estomática de las
plantas fue independiente de la fertilidad del sustrato; las plantas
crecidas
en
sustrato
de
bajo
contenido
de
P
tuvieron
la
misma
conductancia estomática que las plantas crecidas en vermicomposta.
A los 77 días en vivero la tasa de crecimiento de las plantas inoculadas
con HMA disminuye; debido principalmente a las restricciones en el
volumen de suelo que contiene el recipiente, posiblemente debido a una
deficiencia en el abastecimiento nutrimental, que esta de acuerdo a lo
95
que mencionan Munro et al., (1999), en el sentido de que las plantas
inoculadas con HMA inicialmente tienen una alta tasa de crecimiento y se
vuelve más lento en el momento en que los nutrimentos son limitantes.
Este hecho hace que en la planta disminuyan los procesos fisiológicos; a
esta edad las plantas redujeron su tasa de asimilación de CO 2 en un
50%, a pesar de presentar una alta conductancia estomática.
Se forma entonces un circulo donde un déficit nutrimental provoca poco
crecimiento de la planta, pocos fotosintatos a la raíz, la cual crece
menos y no abastece a la planta y que según Scaife, (1994) la raíz crece
en proporción al peso de la planta y que cuando aumenta el crecimiento
aumenta la demanda de nutrimentos.
El efecto de las bacterias fue observado hasta los 77 días de edad de las
plantas donde la doble inoculación de HMA+bacterias, provocaron el
mayor crecimiento en área foliar, clorofila e intercambio de CO 2 . El
efecto de las bacterias solo superó a las plantas testigo.
Las plantas con la doble inoculación presentaron un intercambio de CO 2
que no vario su intensidad de los 48 a 77 días; posiblemente a una
mejor característica metabólica interna. A diferencia de las plantas con
solo HMA que a los 77 días disminuyó esta capacidad, posiblemente a un
estrés nutrimental por fósforo.
Las plantas con HMA y bacterias tuvieron una mayor cantidad de
bacterias en su raíz que se relacionó con una mayor área foliar. Se ha
encontrado que las plantas inoculadas con HMA muestran una mayor
población de bacterias y que algunas de estas puede influir en la sanidad
y crecimiento de las plantas (Secilia y Bagyaraj, 1987; Tisdall, 1991).
Estos reportes concuerdan con los trabajos de Linderman (1988), quien
encontró que las plantas de alfalfa crecieron más en las primeras 6
semanas por efecto de los HMA, pero a las 8 semanas las plantas con
96
bacterias PGPR fueron más grandes y con trébol, este efecto, se not ó
hasta las 11 semanas.
En sustrato con baja fertilidad fue más evidente el efecto de las
bacterias; en suelo con 4.4 ppm de P, se encontró que cuando las
plantas tenían una edad de 64 días, el efecto de la doble inoculación con
HMA+bacteria influyeron en un mayor crecimiento de las plantas con un
efecto de sinergismo, siendo más notorio con el complejo HMA +BpBm.
Lo que concuerda con los datos de Woodard y Bly (2000), quienes
encontraron que Azospiri llum brasilense fue eficiente en incrementar la
materia seca de maíz solo en los tratamientos de sustrato con baja
fertilidad.
Se especula que el estrés nutrimental pudo provocar una respuesta de la
planta
con
exudados
hacia
la
raíz
de
diferente
composición
que
incrementó la disponibilidad de nutrimentos, de acuerdo a lo expresado
por autores como Lee y Gaskins, (1982); Beck y Gilmore, (1983) y
Laheurt y Berthelin, (1988).
A los 77 días de edad, a pesar de una mayor eficiencia en la asimilación
de CO 2 en plantas inoculadas con HMA+Bacillus pumilus, las plantas en
vermicomposta habían acumulado la mayor cantidad de azúcar y
nutrimentos en sus tejidos, y que se tradujo en el mayor crecimiento de
las plantas, a pesar de tener un contenido menor de hormonas
promotoras del crecimiento como el ácido indolacético (AIA). Las plantas
inoculadas con HMA, bacterias y HMA+bacterias crecieron, por efectos
nutrimentales y hormonales; ya que presentaron un incremento en los
contenidos de AIA y menor contenido de ácido abscísico (ABA). Por el
contrario las plantas sin inocular, con estrés nutrimental, presentaron
los niveles más altos de ABA.
Esta mayor actividad fisiológica en plantas inoculadas favoreció su
desarrollo. Se ha encontrado que los HMA y bacterias contribuyen para
97
mejorar la nutrición de la planta y en modificar el balance hormonal, con
influencia positiva en el desarrollo vegetal (Hirsch et al ., 1997). Es un
hecho que estos microorganismos producen sustancias hormonales
(Azcón et al ., 1978; Barea y Azcón-Aguilar, 1988).
La relación entre ABA y hormonas promotoras del crecimiento puede
estar regulando el desarrollo vegetal. En plantas colonizadas con HMA
son estimuladas a sintetizar ABA en menor cantidad que los promotores
del crecimiento (Danneberg et al ., 1992); como es el caso de giberelinas
(Allen et al ., 1982) o de auxinas (Strzelczyk y Pokojsk Burdzie, 1984).
Las otras hormonas que han sido identificadas en plantas inoculadas con
HMA y bacterias son las citocininas y giberelinas (Allen et al., 1980;
Bass y Kuiper, 1989).
Estos efectos de las hormonas tienen que ver con el desarrollo posterior
de los vegetales. A los 160 días, las plantas iniciaron la floración,
indicando el inicio de la madurez y etapa final de la juvenilidad. Las
plantas que fueron inoculadas con el complejo de HMA+bacteria y las
inoculadas con sólo bacterias produjeron mayor número de flores que
aquellas inoculadas con HMA. Posiblemente debido a un efecto hormonal
y a que las inoculadas con bacterias habían absorbido mayor cantidad de
nitrógeno y boro al momento de trasplante al campo.
Esta influencia aparente de los microorganismos en mejorar el proceso
de floración puede estar relacionada en papayo con un aumento en la
producción de ATP, al mejorarse la absorción de P, a una mayor síntesis
de carbohidratos y a un balance hormonal con mayor proporción de
auxinas, y citocininas.
En suelos de bajo contenido de P, las plantas con HMA tienen un
desarrollo más acelerado que cuando están presentes los complejos de
HMA+bacteria,
posiblemente
debido
a
la
competencia
o
a
una
incompatibilidad de Bacillus con estos HMA. Sin embargo, al pasar el
98
tiempo la eficiencia de los complejos aumenta; la cantidad y calidad de
los exudados pueden ser uno de los factores que esté relacionado con
esta capacidad de crecimiento de determinada bacteria asociada a los
HMA; ya que los microorganismos pueden favorecer el incremento de
exudados con diferencias en cantidad y calidad (Meharg y Killham,
1995).
Queda sin respuesta si a trasplantar las plantas inoculadas con HMA en
forma
temprana,
se
favorece
su
desarrollo
y
floración.
Pero
se
demuestra que a pesar de que la vermicomposta mejora el crecimiento
de las plantas en vivero, los microorganismos tienen una mayor
persistencia en los efectos benéficos que pueden ocasionar a las plantas.
De hecho las plantas con vermicomposta tuvieron altos niveles de
bacterias en sus raíces y algunas pudieron ser benéficas para su
crecimiento.
5.2.
Efecto de la inoculación de HMA en el crecimiento y floración
de plantas crecidas en vermicomposta
Es evidente que las plantas de papayo soportan niveles elevados de
vermicomposta. El crecimiento de las plantas se incrementó conforme se
aumentaron las dosis de vermicomposta, teniendo un máximo de
crecimiento con la dosis del 80%, a partir de estas dosis, el crecimiento
de las plantas es constante, y con 100% el crecimiento es similar a las
plantas crecidas con 30 a 40%, posiblemente debido a la presencia de
algunos
elementos
tóxicos
liberados
por
el
calor
usado
para
la
desinfección.
Esta respuesta está relacionada con los altos contenidos de nutrimentos
en los sustratos (Albanell et al., 1988; Deuliegher y Verstraete, 1997),
pero también es respuesta de la especie a altas dosis de P, como lo
99
demostraron Sáinz et al ., (1998) que encontraron que el trébol rojo
creció mejor en 50 y 100% de vermi composta; mientras que el pepino
creció mejor en un 50%.
Con lo que respecta a colonización MA, se encontró que todas las plantas
crecidas en las dosis estudiadas registraron colonización; aunque esta
decreció
significativamente
con
el
incremento
de
la
cantidad
de
vermicomposta. Solo un 8% de raíces fue colonizado a 80, 90 y 100% de
vermicomposta que corresponde a 100 a 160 mg.kg -1 de P, que coincide
con lo reportado por Sáinz, (1998) en el sentido de que las altas
cantidades de vermicomposta se relacionan con contenidos elevados de
fósforo y este factor pudo ser el responsable de esta baja colonización.
Existen numerosas evidencias que demuestran que los altos niveles de P
disminuyen la colonización (Graham et al., 1996).
Con
cantidades
de
60
a
70%
de
vermicomposta
las
plantas
se
colonizaron en alta proporción que varió de un 40 a 70%, pero las
plantas no manifestaron una respuesta positiva en su crecimiento. Estas
dosis corresponden a 60 y 70 mg.kg - 1 de P y se podría establecer que las
altas colonizaciones no siempre implican una simbiosis benéfica.
En este trabajo se encontró que la efectividad de los HMA sólo se
manifestó en los niveles de 0 a 40% de vermicomposta, con un efecto
neutral a 50%; que es similar al encontrado en otras plantas y reportado
por Fitter, (1991), y con un efecto negativo arriba de 60% de V. Este
último efecto Johnson, (1997) lo califica como de parasitismo, ya que
solo es un costo para la planta. En este caso el costo para la planta pudo
ser el incremento de recursos energéticos para mantener una raíz más
grande y el C para los HMA. Porque a pesar que las plantas colonizadas y
en dosis altas de V presentaban una alta tasa de asimilación de CO2 , que
indicaba una alta capacidad de la planta para formar asimilados, la
planta tenía menos crecimiento. Davies et al.,
100
(1993); Bayne et al., (1984) encontraron que las plantas colonizadas
logran una mayor eficiencia en el uso del fósforo para la asimilación de
CO 2.
El efecto de la vermicomposta en la colonización de papaya y en
respuesta en el crecimiento coinciden con el estudio en Sesbania emerus
(Aubl) realizado por Gardezi et al., (1999) quienes encontraron que con
la aplicación de vermicomposta y HMA, las plantas se colonizan y
mejoran sustancialmente su crecimiento. Los porcentajes de colonización
fueron de 34.8% para la dosis alta de vermicomposta (7.6 g/2kg de
suelo) y de 64.2% para la dosis intermedia (6.08 g/2kg de suelo). En
chile serrano también la aplicación de vermicomposta no tuvo efecto
negativo en la colonización micorrízica (Manjarrez-Martínez et al ., 1999),
aunque también fueron dosis pequeñas de vermicomposta que varió de
1.25 a 6.0 g.kg-1 de suelo. En otros trabajos se ha encontrado una
respuesta negativa en el porcentaje de micorrización cuando se aplica
materia orgánica (tensen y Jakobsen, 1980; Brechelt, 1989).
Existe escasa literatura sobre el efecto de HMA y vermicomposta y la
producción en campo, por lo que no se tiene información al respecto. En
este trabajo se encontró que la floración de las plantas dependió
básicamente por el sustrato-vermicomposta y de la interacción V+HMA
que afectaron inicialmente el crecimiento de las plantas en vivero. Más
del 80% plantas lograron salir del periodo juvenil en 120 días, estas
fueron las plantas que habían crecido en el vivero con cantidades de
vermicomposta arriba del 60%, y las inoculadas con HMA que crecieron
en 30 al 40% de V. Sin embargo, el mayor número de flores
correspondió a las plantas inoculadas que crecieron en vivero en 50% de
V, que estaban consideradas con un efecto neutral de los HMA. El
número de flores por planta fue similar a las que habían crecido con 80
101
a 100% de V. Esto indica una mayor eficiencia metabólica que puede
estar relacionada con una mayor capacidad de absorción de nutrimentos,
síntesis hormonal y mayor eficiencia en el uso del P para la fotosíntesis.
5.3. Efecto de la vermicomposta, HMA y bacterias en el crecimiento
y floración de las plantas
Las plantas que crecieron en un sustrato con el 40% de V, la
colonización de bacterias y HMA fue en forma temprana influyendo en su
crecimiento, esto se vio reflejado a los 30 días de edad de las plantas. El
efecto de las bacterias fue notorio igualándose al efecto de los HMA.
En sustrato con vermicomposta es posible que las plantas se colonicen
en una forma temprana, aunque no se tomaron datos, el crecimiento en
sí
indica
un
estímulo
importante
de
estos
microorganismos.
Suponiéndose que las plantas con vermicomposta con un crecimiento
más acelerado en una primera etapa, pudo haber existido mayor
cantidad de fotosintatos hacia la raíz y permitir la colonización. En el
posterior desarrollo de la planta, con suficiente contenido de P en sus
tejidos, la simbiosis dejó de tener respuesta. Con vermicomposta más la
adición de hongos MA la velocidad de crecimiento es mayor; debida a
una
disposición
de
nutrimentos
y
a
la
acción
temprana
de
los
microorganismos. Esta mayor tasa de crecimiento supera a las demás
plantas para adquirir un desarrollo y madurez más temprano. Es posible,
en base al mayor crecimiento de las pl antas en las primeras etapas (30
días) que las bacterias hayan favorecido una colonización más rápida por
favorecer la germinación de esporas.
De acuerdo a lo reportado por Alten et al., (1993), la colonización de la
raíz se da en forma temprana cuando los HMA se inocularon junto con
102
Bacillus mycoide y que al final de la etapa de crecimiento de las plantas
no observaron diferencias en colonización entre plantas con solo HMA y
los HMA+bacteria, indican además que este establecimiento temprano de
la simbiosis puede favorecer el desarrollo por un largo periodo.
Varios aspectos pueden estar ocurriendo con la presencia de las
bacterias junto con los HMA antes de la colonización: (a) que las
bacterias estimulen la germinación de las esporas, (b) que estimulen el
crecimiento de las hifas hacia la raíz y (c) provoquen una mayor
sobrevivencia del micelio, esto pudo resultar en una colonización
temprana en aquellas plantas con vermicomposta con un beneficio
temprano para ella (Azcón, 1987).
En este trabajo no se realizaron muestreos en las primeras etapas del
crecimiento, pero en otros estudios con la inoculación de bacterias la
colonización de la raíz por los HMA ocurrió en las primeras 6 semanas,
encontrando una colonización similar a las 12 semanas en plantas con
solo HMA y HMA+ bacteria (Meyer y Linderman 1986). Los resultados del
efecto en el crecimiento de las plantas a 30 días, sugieren que hubo esa
respuesta temprana a la colonización, ya que al ocurrir ésta siempre hay
un estímulo en el crecimiento (Abbott y Robson, 1981).
En el sustrato con 40% de V, hubo una diferencia en la respuesta al tipo
de bacteria. Las plantas a 64 días de edad e inoculadas con Bacillus,
macerans tuvieron el mismo peso seco que cuando se inocularon con B.
pumilus, pero con un área foliar superior en esta última. Al co-inocularse
con los HMA hubo una mejor respuesta de B. pumilus, superando a las
plantas con cualquiera de las dos bacterias solas y teniendo un
crecimiento similar a las plantas inoculadas con HMA.
Con el incremento de edad de las plantas (130 días) los HMA solos y
HMA + Bacillus pumilus influyeron en un mayor crecimiento de las
103
plantas, con este último tratamiento no se notó un efecto de sinergismo,
es posible que las plantas hayan alcanzado su máximo crecimiento, con
otras limitaciones como luz, temperatura o cantidad de CO 2 para
expresar su potencial genético. Las bacterias pueden influir en promover
o no el crecimiento de las plantas de acuerdo a las' condiciones del
ambiente, genotipo de las planta y a los HMA que participen (Nehl et al.,
1997).
El efecto de la doble inoculación de bacterias y HMA en algunos casos ha
sido positivo en producir plantas de mayor crecimiento que por el efecto
de cualquiera en forma individual (Linderman, 1992). El efecto del
género Bacillus se ha encontrado que participa como una bacteria
"ayudante" permitiendo que el principal organismo lleve a cabo sus
funciones de manera óptima (Bashan et al., 1996). Además de ser una
bacteria que produce auxinas en medios de cultivo (Gutierrez Mañero et
al., 1996). Sin embargo, en este trabajo no se encontró una respuesta
positiva a la doble inoculación, a pesar que sus raíces se colonizan con
esta bacteria.
Al parecer la efectividad de la bacteria y HMA en el crecimiento de las
plantas se da en forma específica, hay una relación simbiótica más
estrecha cuando ambos simbiontes pueden estar asociados. Por ejemplo
la rizobacteria Azotobacter fue más efectiva cuando estuvo asociada con
Glomus mosseae, en cambio Enterobactericeae fue efectiva junto con G.
fasciculatum (Azcón, 1989).
A pesar de que no se notó una respuesta en el crecimiento de la planta,
las que fueron inoculadas con HMA, con HMA+Bp, HMA+Bm la doble
inoculación de HMA+BpBm absorbieron más P y Zn que las plantas
testigo
o
con
solo
bacteria.
El
zinc
es
uno
de
los
elementos
nutrimentales que tiene que ver con los procesos metabólicos de la
planta; interviene en la estabilización de la clorofila, en la actividad de
104
al menos 80 enzimas en las cuales es parte de su estructura. Hay una
relación entre la cantidad de Zn y la hormona AIA; ya que interviene en
la síntesis de triptofano, aminoácido precursor de la hormona (Salisbury
y Ross, 1994).
En general las plantas colonizadas pueden absorber el Zn a través del
micelio del hongo y la cantidad absorbida depende de la especie del
hongo, de su densidad de las hifas, las condiciones del suelo y el nivel
de P en el suelo (Clark y Zeto, 2000).
En las plantas colonizadas el incremento de P en sus tejidos fue de
115% y de Zn un 22% más que las plantas testigo. Esas altas
concentraciones se deben en gran medida a las hifas del hongo (Kothari
et al ., 1991). Además de lo anterior la densidad de las hifas (Bürkert y
Robson, 1994) y a la especie de HMA que esté presente (Mehravaran et
al., 2000).
Esta mayor absorción de elementos minerales del suelo puede ser
atribuido
al
efecto
de
la
colonización
por
los
HMA,
a
pesar
de
encontrarse en niveles del 17% de colonización, lo que no concuerda con
los resultados del segundo experimento, debido posiblemente a errores
de muestreo o a diferencias en las condiciones ambientales. Sin
embargo, esta baja colonización fue efectiva en el crecimiento de las
plantas.
Se hace necesario evaluar la eficiencia de los HMA por porcentaje de
colonización, por la extensión y efectividad de las hifas para absorber el
fósforo para determinar la efectividad de la simbiosis (Gryndler et al.,
1995). Sugiriendo que el desarrollo de las hifas es un factor importante,
Graham
et
al.,
(1982).
Esto
colonización
no
necesariamente
significa
que
significan
los
que
niveles
el
hongo
altos
de
también
desarrolle en concordancia el micelio para el transporte de nutrimentos.
Es posible que una baja colonización sea suficiente para el transporte
105
de nutrimentos, si estos se encuentran bastante disponibles, como es el
caso de la vermicomposta. Hepper y Warner (1983); St. John et al .,
(1983) coinciden en señalar que las hifas de los HMA incrementan su
longitud con la adición de materia orgánica, lo que pudo ser el caso para
este estudio.
Por
otro
lado
la
infl uencia
de
la
fertilización
orgánica,
ha
sido
controversia) en el proceso de colonización de las raíces de las plantas.
Por ejemplo, se han encontrado incrementos en la colonización (Ishac et
al., 1986) y baja colonización (Tarkalson et al., 1998a).
En plantas inoculadas con HMA+bacterias se encontró una menor
concentración de Mn que en las plantas testigo. Según Marschener
(1992), cuando las raíces son una fuente de compuestos carbonados, la
densidad de microorganismos, especialmente bacterias, son más altas en
la raíz que en el suelo; afectando la movilización de algunos elementos y
reducción de otros como el Mn.
En papaya, se ha encontrado que las deficiencias de P, Fe y Zn limitan el
crecimiento y desarrollo de las plantas (Bowen, 1991). Este aspecto
nutrimental
inicial,
donde
la
interacción
V+HMA
y
V+HMA+Bp
promueven una mayor absorción de estos elementos fue suficiente para
que en campo las plantas con estos tratamientos llegaran a la madurez
en tan sólo 100 días y que a los 115 días tuvieran el mayor crecimiento
y número de flores por planta. La cantidad de nutrimentos en las
plantas, a excepción de K, Ca y Cu, durante la floración fueron menores
que en plantas en crecimiento, suponiendo un gran gasto energético
para este proceso.
Existe una limitada información referente al efecto de los organismos
sobre los componentes de la reproducción como es la floración; en
plantas anuales del género Abutilon, la colonización micorrízica y la
aplicación de fósforo redujo el tiempo entre el trasplante y antesis,
106
además de incrementar el número de flores por planta (Lu y Koide,
1994; Stanley et al., 1993).
De cómo es el comportamiento de las plantas bajo condiciones de
V+HMA y V+HMA+bacterias, posiblemente tengan explicación en lo que
propone Koide (1991), en el modelo sobre el abastecimiento y demanda
de nutrimentos en relación a la colonización micorrízica. Si se define la
demanda de nutrimentos como la tasa absorbida que se refleja en el
máximo crecimiento de la planta y al déficit de nutrimentos reflejada por
el menor crecimiento. Se observa que a mayor disponibilidad mayor
crecimiento
de
la
planta
disminuyendo
con
mucho
el
déficit
de
nutrimentos (d). El déficit se reduce aún más y en un menor tiempo si se
adiciona al sustrato los HMA. En suelos con baja fertilidad el déficit es
mayor y se disminuye este solo con la inoculación con HMA (Fig. 27).
Con vermicomposta e inoculación con HMA la cantidad de vermicomposta
por
planta
se
reduce
considerablemente
sin
afectar
el
posterior
desarrollo de las plantas. El déficit de nutrimentos esta en base a la
velocidad de absorción y a la eficiencia que estos tienen en la fisiología
de las plantas.
5.4. Colonización de las plantas por los microorganismos
5.4.1.
Bacterias
Los conteos de la población microbiana en raíces de plantas crecidas en
el sustrato de bajo contenido de P, muestran que al inocularse con los
microorganismos, la población de bacterias se incrementa con un efecto
muy significativo en plantas con HMA + bacterias donde la población fue
mayor
que
los
demás
tratamientos.
En
plantas
crecidas
en
vermicomposta y sin inocular, la raíz presentó mayor cantidad de
bacterias que las plantas crecidas con solo suelo.
107
En sustrato enriquecido con el 40% de vermicomposta hubo el mismo
comportamiento, con una mayor población bacteriana en plantas con
HMA más Bacillus pumilus, la cual mostró por si sola una mayor
capacidad
de
crecimiento.
En
suelo
y
sin
inocular,
las
plantas
desarrollaron una colonización más alta que las plantas crecidas en
vermicomposta.
Estos resultados muestran que la doble inoculación de las plantas con
HMA y bacterias, tanto en suelo con alta o baja fertilidad, los hongos MA
tienen una influencia para incrementar la población microbiana de la
raíz.
Con respecto a esto se ha encontrado que los HMA y bacterias están bien
adaptados a coexistir en forma mutualista y que las hifas de los hongos
pueden enriquecer la flora bacteriana de la raíz, principalmente por los
exudados (Andrade et al., 1997); las hifas por lo tanto pueden producir
sustancias útiles para las bacterias (Linderman, 1992) o ser un modo de
trasporte para las bacterias (Boddey et al., 1991; Bianciotto et al.,
1996).
Cuando las esporas del hongo germinan y crecen hacia la raíz, las
bacterias están presentes y de alguna manera tener influencia tanto en
la germinación de esporas, en la colonización o en la inhibición de
ambos, que en último de los casos solo se nota un incremento en el
desarrollo de la planta (Fifter y Garbaye, 1994).
En general, los HMA pueden influir en la persistencia de las bacterias
inoculadas, así como favorecer su crecimiento (Andrade et al., 1998).
Esto mismo fue observado por Linderman (1988), indicando además que
las hifas de los HMA enriquecen la flora bacteriana en forma específica
de acuerdo al hongo y a la bacteria presente y que la interaccón entre
los hongos MA y bacterias es selectivo (Gryndler et al., 1995). En este
caso se encontró una concordancia, ya que B. pumilus inoculada con los
108
HMA tuvieron una mayor capacidad de crecimiento que con B. maceran.
La cantidad y calidad de los exudados pueden ser uno de los factores
que
esté
relacionado
con
esta
especificidad
en
la
capacidad
de
crecimiento de determinada bacteria asociada a los HMA; ya que los
microorganismos pueden favorecer el incremento de exudados con
diferencias en cantidad y calidad (Meharg y Killham, 1995).
5.4.2.
Colonización por los HMA
Se encontró que la mayor colonización se da en sustratos de bajo (11
mg. kg- 1 ) y mediano (32 mg. kg - 1) contenido de P. Con dosis altas de
vermicomposta la colonización es baja y sin efecto en el crecimiento de
las plantas.
Se estableció que las bacterias no influyeron en un incremento de la
colonización de las plantas por los HMA. Pero se pudo demostrar que los
HMA se vinculan con las bacterias en una forma indirecta y su influencia
puede ser en la germinación de esporas y la estimulación del crecimiento
de los hongos por sustancias producidas por las bacterias (Mayo et al .,
1986). En 1985 Azcón-Aguilar y Barea encontraron que al desinfectar
superficialmente las esporas de los HMA se producían menos vesículas
en las raíces colonizadas.
Con relación a la colonización en plantas crecidas en sustratos ricos en
nutrimentos como es el caso de la vermicomposta, aún no es bien
definido este efecto, ya que pueden estar involucrados varios aspectos
como: materia orgánica, ácidos húmicos, o cantidad de P, entre otros.
Por ejemplo, en sistemas agrícolas manejados orgánicamente las plantas
se colonizan por los HMA en mayor proporción que en sistemas
convencionales (Ryan et al., 1994) y hay incrementos de esporas (Kurle
y Pfleger, 1994), en base a que las hifas de los HMA se asocian a las
partículas de materia orgánica las que utiliza como fuente de energía
(St. John et al., 1983).
109
En trabajos con plantas de trébol, Joner (2000) encontró que la
colonización fue alta cuando se fertilizó con un contenido bajo de
nutrimentos y que fue de muy baja colonización cuando se aplicó la
materia orgánica; sin embargo, las plantas con M.O. y colonizadas
tuvieron el mayor crecimiento. Concluye que la fertilización orgánica
representa una fuente de nutrimentos que permite beneficios adicionales
con la inoculación de HMA. Saif (1986) encontró que retornando los
residuos de cosecha al suelo, la colonización de las raíces por los HMA se
mejora.
Tarkalson et al ., (1998b) muestra que con la adición de materia orgánica
se incrementó la colonización de raíces y el peso seco de las plantas de
frijol, datos que se correlacionaron con la absorción de Zn.
Una causa adicional en la inhibición de intensidad de la colonización de
las raíces por los HMA, es el contenido de ácidos húmicos. Vallini et al.,
(1993) mencionan que con 3000 mg.kg-1 de esta sustancia hubo una
disminución en la micorrización e inhibición del crecimiento de las hifas.
A pesar de las controversias en los datos de la colonización, se concluye
que el contenido de fósforo en el sustrato donde crezcan las plantas es
importante en la colonización y desarrollo de las plantas (Alloush et al .,
2000). A pesar de que la cantidad de fósforo para la colonización no esta
bien definida; ya que depende de la demanda de la planta y el hongo;
Joner y Jakobsen (1995) encontraron que con aplicaciones de 45 mg.kg - 1
de P e inoculando las plantas con los HMA, las plantas se colonizaron en
un 30% y las plantas alcanzaron mayor biomasa que las que tenían 15
mg.kg- 1 de P con un 39% de colonización y superando también a las
testigo con 0% de fósforo + HMA que llegaron a obtener un 52% de
colonización. En el caso del experimento con vermicomposta al 40%, los
niveles
de
fósforo
en
los
sustratos
110
estuvieron
dentro
de
estos rangos, con niveles bajos de micorrización pero con una gran
respuesta en el crecimiento de las plantas.
Cuando al sustrato se le adicionó vermicomposta, la fertilidad cambió de
acuerdo a la cantidad proporcionada en cada mezcla; así, con 20% de
vermicomposta y un 80% de suelo, el sustrato contenía 34 mg.kg- 1 de P.
Con 50% de vermicomposta y 50% de suelo el contenido fue de 50.5
mg.kg- 1 y con un 60% de vermicomposta contenía un 59.2 mg.kg - 1 de
fósforo. Esas cantidades de fósforo en el sustrato fueron importantes en
el crecimiento de las plantas y en la colonización por los HMA. En todos
los niveles de vermicomposta la raíz de las plantas se colonizó; sin
embargo, se encontró que el nivel de colonización fue inversamente
proporcional a la dosis de vermicomposta aplicada.
5.4.3.
La asimilación de CO2 y contenidos de AIA y ABA
La tasa fotosintética siempre fue más elevada en las plantas con
microorganismos, tanto en plantas crecidas en suelo como aquellas en
los diferentes porcentajes de vermicomposta; característica que estuvo
unida a una mayor apertura estomática que permitió una mayor difusión
del CO 2 al interior del mesófilo de la hoja. Una absorción de nutrimentos
y sin estrés hídrico las plantas logran hacer un uso eficiente de los
nutrimentos.
En
varias
investigaciones
se
ha
demostrado
que
la
asimilación de CO2 de fotosíntesis es más alta en las plantas colonizadas
(Aguilera-Gómez et al., 1999; Lynch et al., 1991). Este hecho ha sido
atribuido
a
un
efecto
de
los
microorganismos
para
mejorar
la
conductancia estomática.
La
mayor
actividad
microorganismos,
que
fisiológica
además
de
de
la
planta
incrementar
inoculada
los
con
contenidos
nutrimentales, también favorecieron el contenido hormonal de AIA con
una disminución de los niveles de ABA, balance que está relacionado con
el incremento en el crecimiento de las plantas (Hirsch et al., 1997).
111
Las plantas testigo con menor crecimiento, tuvieron mayor cantidad de
ABA que de AIA.
5.5. Influencia de los microorganismos en el crecimiento vegetal
La reducción en la aplicación de fertilizantes químicos es fundamental
para implementar la sustentabilidad agrícola, sin que haya detrimento
del medio y sin que se disminuya el efecto en la productividad de las
plantas; por lo que el uso de complejos como el aquí planteado puede
llegar a ser esta alternativa encaminada al conocimiento de una
agricultura con reciclaje de nutrimentos, con un incremento en el uso de
mi croorganismos benéficos como los hongos endomicorrízicos y las
bacterias que mejoren la fertilidad de los suelos.
Se presenta un modelo que pretende demostrar la hipótesis sobre la
relación entre las bacterias, HMA y la vermicomposta con el desarrollo
de las plantas de papaya (Fig. 28). Se resalta que la vermicomposta
tiene un efecto en mejorar la disponibilidad de nutrimentos, factor que
hace que las plantas tengan una mayor tasa de crecimiento. Las
bacterias mejoran las condiciones químicas del medio, siendo un
estímulo para la germinación del hongo MA y crecimiento de sus hifas,
pero también pueden influir en el crecimiento de raíces de las plantas.
Estos son factores que modifican la fisiología de la planta, por lo que los
exudados tienen un efecto temprano para que los HMA colonicen la raíz.
Las hormonas producidas por los microorganismos y las condiciones
nutricionales de las plantas son factores que modifican su balance
hormonal y desarrollo de la planta en general.
112
Figura 28. Factores relacionados con el crecimiento de las plantas de
papaya en sustrato de vermicomposta inoculadas con HMA y bacterias
promotoras del crecimiento.
113
VI. Conclusiones
En suelos con bajo contenido de P:
1.
Los
HMA
con
infectividad
del
80%,
promueven
un
mayor
crecimiento de las plantas hasta una edad de 48 días, superadas
por sólo un 33% por plantas crecidas en 100% de vermicomposta.
Después de este periodo, las plantas tienen una menor capacidad
fotosintética y tasa de crecimiento.
2.
El complejo de HMA+Baciilus pumilus tuvo un efecto benéfico en el
crecimiento de las plantas que se manifestó después de los 48 días,
con una tasa de asimilación de CO 2 constante. Promovieron en las
plantas mayor número de flores, igualándose con las plantas
inoculadas con bacterias y vermicomposta, pero superando a las
plantas inoculadas con HMA.
3.
El estrés nutrimental tiene un efecto hormonal en las plantas
incrementando los niveles de ABA y disminuyendo el ATA. El abasto
nutrimental por los microorganismos elimina este factor invirtiendo
dichos niveles.
En sustratos con vermicomposta:
1.
Los HMA colonizan a las raíces de las plantas que crecen en niveles
desde
0
hasta
colonización
es
100%
de
vermi composta.
inversamente
proporcional
El
a
porcentaje
la
dosis
de
de
vermicomposta.
2.
Los
efectos
benéficos
de
la
colonización
micorrízica
en
el
crecimiento de las plantas fue en plantas crecidas en 30 a 40% de
V, con un efecto neutro a 50% de V y de consecuencias de
parasitismo con más de 60%. Sin embargo, el mayor efecto en
floración se observó en plantas que crecieron en 50% de V+HMA y
en plantas con 80 a 100% de V sin Inóculo.
114
3.
El complejo de HMA+Bacillus pumilus inoculados en sustratos con
un
40%
de
vermicomposta,
inducen
en
las
plantas,
efectos
similares en crecimiento y floración que las inoculadas con sólo
HMA y superando a las plantas sin inocular. Estos organismos
promueven una floración temprana a 100 días, mientras que en las
plantas testigo fue de 130.
Tasa de asimilación de CO 2 y absorción de nutrimentos:
1.
Los microorganismos incrementaron la asimilación de CO2 , al
mejorar
la
conductancia
estomática
en
las
plantas,
independientemente de la fertilidad del sustrato.
2.
Aunque en menor proporción que las plantas en vermicomposta, las
inoculadas con los HMA, bacterias y HMA+bacteri as promovieron
mayor absorción de P, Fe y Zn en plantas crecidas en suelo con
bajo
contenido
de
P.
En
vermicomposta
el
complejo
de
HMA+Bacillus pumilus influyeron en una mayor absorción de P y
Zn.
Colonización:
1.
Las bacterias Bacillus pumilus y B. macerans fueron capaces de
colonizar las raíces del papayo. Los HMA estimulan su crecimiento,
pero las bacterias no influyeron en el incremento de la colonización
micorrízica.
Juvenilidad:
1.
La fase juvenil de las plantas de papaya termina cuando estas
logran desarrollar más de 20 nudos en el tallo.
115
VII. BIBLIOGRAFÍA CITADA
Abbas, Z., y Okon, Y. (1993). Physiological properties of Azotobacter
paspali in culture and the rhizosphere. Soil. Biol. Biochem. 25 (8),
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II/IV. Springer- Verlag. Berlin and New York.
138
VIII. ANEXOS
Anexo 1
Agar nutritivo (Merck)
Peptona
Extracto de carne
Agar
Agua destilada
Para agar nutritivo
(g)
5
3
15
1000 mL
Para caldo nutritivo
(g)
5
3
0
1000 mL
ANEXO 2
Figura 29. Fermentador para la producción de inóculo de bacterias según
Hoben y Somasegaran, (1987).
139
ANEXO 3
Multiplicación de bacterias en vermicomposta (como vehículo).
a) activación de las bacterias
140
ANEXO 4
Separación y cuantificación de ABA y AIA
1. Muestra: 5 g de tejido
Observaciones
2. Macerado: agregando Metanol al 80% (50 mL)
Se macera bajo condiciones
de baja luminosidad o en
obscuridad.
3. Almacenado en refrigeración a -4 °C.
En frascos bien sellados
durante 48 horas.
Eliminación del metanol
4. Filtrado
El filtrado se realizó con papel
filtro Whatman No. 1.
5. Evaporación del Metanol
Se pusieron los frascos en plato
caliente a una temperatura que
varió de 35 a 40 °C, a cada frasco
se le inyectó un flujo continuo de
aire filtrado.
Se obtuvo una solución acuosa.
Después del filtrado cada muestra
se ajustó a pH de 2.5 a 2.8,
utilizando H2SO4 a 0.8 N.
141
Separación de las sustancias: a la solución acuosa con pH ácido se le agregó igual
volumen de éter etílico y se puso en un embudo de separación el cual se agitó durante 15
minutos y se procedió a la separación de las fases:
142
Cuantificación
ANEXO 5
Reactivo de antrona
Ácido sulfúrico
660 mL
Tiourea
10 g
Antrona
0.5 g
Agua destilada
340 mL
143
ING. RODOLFO V. MORENTÍN DELGADO
DIRECTOR DE LA F.C.B.A.
PRESENTE
En atención a que el C. Héctor López Moctezuma, alumno egresado del Doctorado
en Ciencias, área: Biotecnología, con número de cuenta 98 -4314, ha realizado
todas las correcciones al manuscrito de tesis que presentó al cuerpo académico de
revisores, constituido por: Dra. María del Rocío Flores Bello, Dr. Javier Farías
Larios, Dr. José Gerardo López Aguirre y Dr. Sergio Aguilar Espinosa profesores investigadores de la Universidad de Colima, así como el Dr. Ronald Ferrera Cerrato
Investigador del Colegio de Posgraduados, me dirijo respetuosamente para
solicitarle la autorización de impresión de la tesis titulada: "Influencia de hongos
micorrízicos arbusculares, Bacillus sp y vermicomposta en el crecimiento y floración
de plantas de papayo".
Esta tesis ha sido dirigida por el Dr. Sergio Aguilar Espinosa de la Universidad de
Colima y el Dr. Ronald Ferrera Cerrato del Colegio de Posgraduados de Chapingo.
Sin otro asunto más que tratar, reciba s aludos.
DR. SERGIO AGUILAR ESPINOSA
COORDINADOR DE POSGRADO
UNIVERSIDAD DE COLIMA
PRESENTE
Estimado Dr. Aguilar:
Después de revisar el escrito del M.C. HÉCTOR LÓPEZ MOCTEZUMA, considero que
reúne los requisitos para su impresión, así como para llevar a cabo la presentación de la
disertación doctoral.
Como siempre le deseo muchos éxitos en sus actividades de investigación y docencia.
Carretera México - Texcoco Km. 35.5 C.P. 56230 Montecillo, estado de México.
Teléfonos (Conmutador) + ( 5) 95 20200 extensiones: Laboratorio Fijación Biológica del Nitrógeno 1277; Laboratorio Micorrizas 1269
Oficinas 1279 y 1280. Fax + (5) 95 20287
Asunto: Aprobación de tesis de Doctorado.
DR. SERGIO AGUILAR ESPINOSA
COORDINADOR DEL POSGRADO EN BIOTECNOLOGÍA
P R E S E N T E.
De la manera más atenta me permito comunicarle que he concluido con la
revisión del Informe en Extenso de los estudios de Doctorado en Ciencias del C.
Héctor López Moctezuma, titulado "INFLUENCIA DE HONGOS MICORRÍZICOS
ARBUSCULARES, Bacillus sp Y VERMICOMPOSTA EN EL CRECIMIENTO Y
FLORACIÓN DE PLANTAS DE PAPAYO". Luego de su revisión he encontrado que
el documento reúne los requisitos necesarios, tanto en su contenido como en su
forma. Por lo anterior, deseo expresarle mi aceptación para su impresión final.
Agradezco la oportunidad brindada para fungir como revisor de este
documento, a la vez que ratifico mi firme deseo de continuar contribuyendo en la
formación de recursos humanos altamente calificados y con carácter independiente.
Sin otro particular, aprovecho la presente para enviarle un cordial saludo.
DR. SERGIO AGUILAR ESPINOSA
RESPONSABLE DEL POSGRADO EN BIOTECNOLOGÍA
FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS Y AGROPECUARIAS
PRESENTE
Por este conducto, hago de su conocimiento que después de haber revisado el
borrador de tesis de doctorado titula do "Influencia de hongos micorrízicos arbusculares.
Bacillus sp y vermicomposta en el crecimiento y floración de plantas de papayo", que
presenta el C. Héctor López Moctezuma, considero que reúne los elementos suficientes
de contenido y forma de un documento de doctorado en ciencias. Por lo que expreso mi
aprobación para que se sigan los tramites académicos que correspondan.
Sin otro particular me despido de usted.
UNIVERSIDAD DE COLIMA
FACULTAD DE CIENCIAS BIOLÓGICAS Y AGROPECUARIAS
Tecomán, Col., a 14 de Enero de 2003
Asunto: Aprobación de Tesis de Doctorado
DR. SERGIO AGUILAR ESPINOSA
RESPONSABLE DEL POSGRADO EN BIOTECNOLOGÍA
PRESENTE.
Por este medio me dirijo a Usted, para informarle que, una vez que he concluido la revisión
del
documento
titulado:
"INFLUENCIA
DE
HONGOS
MICORRÍZICOS
ARBUSCULARES, Bacillus sp., Y VERMICOMPOSTA EN EL CRECIMIENTO Y
FLORACIÓN DE PLANTAS DE PAPAYO", que presenta el C. Héctor López Moctezuma
como requisito para obtener el grado de Doctor en Ciencias, verifiqué que las observaciones
que se le hicieron al documento han sido incorporadas y por lo tanto no tengo ningún
inconveniente para otorgar mi autorización para que s e realice su impresión final y de esta
manera continúen los trámites académicos correspondientes.
Agradezco de antemano la oportunidad brindada en la revisión de este documento, y al
mismo tiempo me pongo a sus respetables órdenes para continuar apoyando la formación de
recursos humanos de alta calidad.
Sin más por el momento, reciba un cordial saludo.