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UNIVERSIDAD AUTÓNOMA CHAPINGO
DEPARTAMENTO DE SUELOS
“EVALUACIÓN NUTRIMENTAL PARA EL CULTIVO DE ROSA (Rosa sp. L)
EN VILLA GUERRERO, ESTADO DE MEXICO”
TESIS
QUE COMO REQUISITO PARCIAL PARA
OBTENER EL TITULO DE INGENIERO
AGRONOMO ESPECIALISTA EN SUELOS
PRESENTAN:
ABEL SÁNCHEZ ROJAS
TAURINO GARCÍA SANTIAGO
“Enseñar la explotación de la tierra, no la del Hombre”
Chapingo, Edo. De México, Septiembre de 2007.
La presente tesis, titulada “EVALUACIÓN NUTRIMENTAL PARA EL CULTIVO DE
ROSA (Rosa spp.) EN VILLA GUERRERO, ESTADO DE MEXICO”, fue realizada bajo
la dirección del Dr. Miguel Ángel Vergara Sánchez y la asesoría del Ing. Francisco
Rodríguez Neave y ha sido aceptada y aprobada por el jurado examinador indicado,
como requisito parcial para obtener el título de:
INGENIERO AGRÓNOMO
ESPECIALISTA EN SUELOS
Jurado examinador
PRESIDENTE
___________________________
Dr. Miguel Ángel Vergara Sánchez
SECRETARIO
___________________________
Ing. Francisco Rodríguez Neave
VOCAL
___________________________
Ing. Raúl Flores Martínez.
SUPLENTE
___________________________
M.C. José Guadalupe Ruiz Salazar
SUPLENTE
___________________________
M.C. Prócoro Díaz Vargas
CHAPINGO, MÉXICO, AGOSTO DEL 2007
DEDICATORIA
A DIOS
Por haberme dado la oportunidad de vivir, sacar adelante todos mis trabajos, muchas gracias.
A MIS PADRES
Seferino García y Senorina Santiago, por haberme dejado seguir mis instintos, apoyarme
incondicionalmente en todos los momentos, guiarme hacia el mejor camino, sus ejemplos, sus consejos,
su cariño y por tantos sacrificios que han hecho por mi, como ustedes no hay otros, solamente les puedo
decir gracias, muchas gracias.
A MIS HERMANOS
Aurelio, Esteban, Aquilino, Pedro y Eleuterio; Gracias a todos sinceramente por el apoyo que me han
brindado, mil gracias, por los momentos que pasamos en la infancia, y estamos, los quiero mucho.
A MIS CUÑADAS
Virgen y Flora, por sus consejos y amistad.
A MIS SOBRINOS
Joelisafira, Argelio, Elvia, Ariel, Y Gaytan; Por la alegría de los momentos que hemos pasado juntos.
A LAS FAMILIAS
Miguel García y Zarate García: Por haber estado tan cerca de mi, sus consejos y su apoyo durante mi
carrera, gracias.
Santiago González y Santiago Martínez: Por sus consejos y apoyo durante mi infancia. Gracias.
A MIS PAISANOS
Luís, Marcelino, Jesús, Carmen, Eusebio, Hermelo, Castor: Por su apoyo durante el ingreso a la
Universidad muchas gracias. A Emma, Rolando, David y Jerónimo; por los momentos que pasamos
durante la preparatoria, y ser los mejores amigos. Y a Raymundo y Moisés.
A MIS AMIGOS
De la carrera, preparatoria, secundaria y primaria: Por todos los ratos que pasamos juntos en esta
Universidad.
A LOS FROFESORES
De la Universidad Autónoma Chapingo, la telesecundaria, y primaria que participaron en mi formación
académica, muchas gracias
Y
A toda la gente que me apoyo y puso su fe en mí, mil gracias.
Afectuosamente
Taurino García Santiago
DEDICATORIA
A DIOS:
Le agradezco el prestarme vida suficiente para lograr terminar mis estudios
universitarios, también por darme humildad, perseverancia y la capacidad de razonar y
aprender. Por permitir a mis padres y hermanas estar a mi lado a lo largo de mi vida.
A MIS PADRES:
Norberto Sánchez Reyes
Guadalupe Rojas Flores
Agradezco infinitamente todo el amor, cariño, confianza y apoyo que me brindan en todo
momento, ya que son el motivo para seguir adelante.
También les agradezco todas las ocasiones en las que me llamaron la atención por las
faltas que cometía y gracias a eso he llegado a este día en el que tanto sus sueños como los
míos se cumplen.
Gracias por todas sus bendiciones que me cuidaron a lo largo de todas las salidas a campo
en las que regrese con buena salud.
A MIS HERMANAS:
Adriana
Gracias por darme tu apoyo incondicional, por darme la esperanza de lograr este objetivo
en momentos en los que los tropiezos y la desesperación se hacían presentes, por cuidar a
mis padres durante estos 7 años de mi ausencia.
Nunca terminare de agradecerte todos los sacrificios que hiciste para lograr que entrara a
esta universidad, espero algún día poder pagarte todos tus esfuerzos.
Valeria
Te agradezco todos los momentos en los que estabas ahí apoyándome para seguir adelante,
además de todas las cosas que me enseñaste que me hicieron superarme día tras día.
Nuevamente a Dios le doy gracias por darme esta familia, que es la mejor bendición que
me ha dado.
De todo corazón, mil gracias
Abel Sánchez Rojas
AGRADECIMIENTOS
Al pueblo de México que a través de la Universidad Autónoma Chapingo, nos dió la
oportunidad de estudiar.
A la universidad Autónoma Chapingo y al Departamento de Suelos que en sus aulas
adquirimos los conocimientos.
Al Dr. Miguel Ángel Vergara Sánchez por la dirección, asesoramiento, apoyo y revisión
del presente trabajo, así como su tutoría durante la Estancia Pre-Profesional.
A los profesores que contribuyeron en la revisión y corrección de esta tesis.
Y a los profesores del Departamento de Suelos:
Dr. Antonio Vázquez Alarcón
Dr. Benito Martínez Hurtado
Dr. Mateo Vargas Sánchez
Dr. Miguel Ortiz Olguín
Dr. David Cristóbal Acevedo
Dr. Rafael Pérez García
M.C. Antonio Maldonado Estrella
M.C. Edmundo Robledo Santoyo
M.C. Jorge M. Rivera Díaz
M.C. José Guadalupe Ruiz Salazar
M.C. Juan Estrada Berg Wolf
M.C. Langén Corlay Chee
M.C. Prócoro Díaz Vargas
M.C. Ramiro Chávez Mota
Ing. Carlos Fernando Ureña Castellano
Ing. Francisco Rodríguez Neave
Ing. Raúl Zapata Rosales
Geol. Luís Velásquez Ramírez
QFB. Mª. Reyna Mata Velasco
Por sus esfuerzos, dedicación, y conocimientos que nos brindaron durante nuestra
formación profesional.
i
ÍNDICE GENERAL
INDICE DE CUADROS………………………………………………………………………………..
INDICE DE FIGURAS…………………………………………………………………………............
INDICE DEL APENDICE…………………………………………………………….........................
RESUMEN…………………………………………………………………………….........................
SUMMARY………………………………………………………………………………………………
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v
vi
CAPITULO
I.
INTRODUCCION…………………………………………………………………………………..
1
II. OBJETIVOS………………………………………………………………………………………..
3
III. HIPOTESIS…………………………………………………………………………………………
3
IV. JUSTIFICACIÓN………………………………………………………………………………….
3
V. REVISIÓN DE LITERATURA……………………………………………………………………
5.1 Importancia económica y social del cultivo de flores…………………………….............
5.1.1 Importancia económica………………………………………………………………...
5.1.2 Principales países consumidores de rosas.………………………………………..
5.2 Panorama nacional del cultivo del rosal…………………………………………………...
5.2.1 Fortalezas y debilidades de la floricultura en México……………………………….
5.2.2 Importancia social……………………………………………………………………….
5.2.2.1 Fuente de empleo…………………………………………………………………..
5.3 Características generales del cultivo de la rosa………………………………………….
5.3.1 Clasificación taxonómica…….…….…………………………………………………..
5.3.2 Descripción botánica del rosal………………………………………………………...
5.3.3 Clasificación de las flores………………………………………………………………
5.3.4 Requerimientos climáticos……………………………………………………………..
5 .3.4.1 Temperatura………………………………………………………………………...
5.3.4.2 Luminosidad………………………………………………………………………...
5.3.4.3 Humedad…………………………………………………………………………….
5.3.4.4 Aireación……………………………………………………………………............
5.3.4.5 Salinidad…………………………………………………………………………….
5.3.5 Manejo del rosal………………………………………………………………………...
5.3.5.1 Preparación del terreno……………………………………………………………
5.3.5.2 Desinfección del suelo……………………………………………………………..
5.3.5.3 Riego. ………………………………………………………………………............
5.3.5.4 Fertilización………………………………………………………………………….
5.3.5.5 Practicas de corte y despuntado………………………………………….. …….
5.3.5.6 Poda………………………………………….………………………………………
5.3.5.7 Manejo post-cosecha. …………………………………………………………….
5.3.6 Uso de reguladores de crecimiento…………………………………………………..
5.3.7 Propagación del rosal…………………………………………………………………..
5.3.7.1 Propagación por estacas…………………………………………………………..
5.3.7.2 Propagación por injerto…………………………………………………………….
5.4 Nutrición………………………………………………………….……………………………
5.4.1 Funciones, deficiencia y toxicidad de los nutrimentos………………………………
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ii
5.4.1.1 Nitrógeno……………………………………………………………………………..
5.4.1.2 Fósforo…………………………………………………………………………….…
5.4.1.3 Potasio……………………………………………………………………….. ……..
5.4.1.4 Calcio………………………………………….……………………………………...
5.4.1.5 Magnesio……………………………………………………………………………..
5.4.1.6 Azufre…………………………………………………………………………………
5.4.1.7 Manganeso…………………………………………………………………………..
5.4.1.8 Hierro…………………………………………………………………………………
5.4.1.9 Cobre…………………………………………………………………………………
5.4.1.10 Boro…………………………………………………………………………………
5.4.1.11 Zinc………………………………………………………………………………….
5.4.1.12 Molibdeno…………………………………………………………………………..
5.4.1.13 Cloro. ……………………………………………………………………………….
5.4.1.14 Oxigeno…………………………………………………………………….............
5.5 Plagas y enfermedades……………………………………………………………………..
5.5.1 Plagas………………………………………………………………….…………………
5.5.2 Enfermedades……………………………………………………………………………
5.6 Diagnóstico nutrimental mediante el análisis foliar……………………………………….
5.6.1 El Análisis Foliar…………………………………………………………………………
5.6.2 Origen del análisis foliar ………………………………………………………………..
5.6.3 Usos del análisis foliar…………………………………………………………………..
5.7 Muestreo foliar de plantas………………………………………………….……………….
5.7.1 Colección de muestras representativas…………………………….…………………
5.7.2 Muestreo para diagnostico nutrimental…………………………….………………….
5.7.3 Reglas a seguir al colectar muestras……………………………….…………………
5.7.4 Lavado de la muestra………………………………………………….………………..
5.7.5 Parte apropiada para muestrear………………………………………………............
5.7.6 Muestreo foliar en rosa de corte………………………………………………............
5.7.6.1 Tipo de órgano a muestrear………………………………………………………
5.7.6.2 Edad de la planta…………………………………………..………………………
5.8 Métodos de diagnostico foliar……………………………………………………………….
5.8.1 Niveles críticos y rangos de concentración…………………………………………...
5.8.2 Valores estándar…………………………………………………………………………
5.8.3 Índices de Kenworthy……………………………………………………………………
5.8.3 Sistema integral de diagnostico y recomendación (DRIS)…………………............
5.8.3.1 Establecimiento de las normas para N, P, K en hojas………………………….
5.8.3.2 Normas de cálculo…………………………………………………………….…….
5.8.3.3 Calculo de los índices de N, P y K......………………………………………….
5.8.4 Desviación del óptimo porcentual (DOP)……………………………………............
5.8.4.1 Definición, características y cálculo del Índice DOP……………………............
5.8.5 Evaluación de las capacidades interpretativas del sistema
DOP comparadas con la metodología DRIS…………………….…………………...
5.8.5.1 DOP contra DRIS: interpretación de balances….……………………………….
5.8.5.2 DOP contra DRIS: respuestas al cambio nutrimental……….………………….
5.8.6 Análisis foliar con rangos estandarizados (PASS)……….…………………......
5.8.6.1 Índice del nutrimento independiente (INI)………………….………………...
5.8.6.2 Índice del nutrimento dependiente (DNI)…………………………………….
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VI. MATERIALES Y MÉTODOS…………………………………………………………………..
6.1 Región de estudio…………………………………………………………...……………….
6.1.1 Características de la región………………………………………..…………………..
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iii
6.1.1.1 Localización……………………………………….…………………………………
6.1.1.2 Extensión territorial………………………………………………………….. …….
6.1.1.3 Orografía……………………………………………………………………… …….
6.1.1.4 Hidrografía……………………………………….…………………………………..
6.1.1.5 Clima………………………………………………………………………….. …….
6.1.1.6 Suelos
6.2 Metodología…………………………………………………………………………………..
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VII. RESULTADOS Y DISCUSIÓN………………………………………………………………...
VIII. CONCLUSIONES………...……………………………………………………………………..
IX. RECOMENDACIONES………………………………………………………………………….
X. BIBLIOGRAFÍA…………………………………………………………………………………..
XI. APENDICE……………………………………………………………………………………..
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iv
ÍNDICE DE CUADROS
Cuadro No.
1 Importación de flores frescas cortadas según especie y principales mercados en 1995.
2 Importaciones y exportaciones totales de rosas y rosales en México.
3 Producción de flores a nivel comercial por estado y método de cultivo.
4 Clasificación taxonómica de la rosa.
5 Necesidades nutrimentales del rosal Kg/Ha/año
6 Principales plagas y agroquímicos utilizados en su control.
7 Principales enfermedades y agroquímicos utilizados en su control.
8 Valores estándares usados para diagnósticos en fruticultura
9 Datos de durazno
10 Comparación entre DOP y DRIS en tres casos teóricos.
11 Contenidos nutrimentales de referencia para rosa
12 Promedios nutrimentales para rosa en Villa Guerrero, Estado de México.
13 Contenidos nutrimentales foliares mínimos, máximos y promedio (C) para 50 sitios,
valores referenciales (Cref) e índices DOP calculados
14 Porcentajes relativos para cada nutrimento
15 Valores DOP para cada sitio de muestreo
16 Orden de requerimiento nutrimental para cada sitio de muestreo
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ÍNDICE DE FIGURAS
Figura No.
1 Consumo percápita de flores cortadas a nivel mundial en 1995 (dólares/año).
2 Partes que componen un rosal.
3 Carta de Índices de Balance de Kenworthy
4 Localización de Villa Guerrero
5 Zona de estudio
6 Grafica de Balance Nutrimental para la región de Villa Guerrero, Estado de México.
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INDICE DEL APENDICE
Apéndice No.
1 Contenidos nutrimentales de cada uno de los 50 sitios de muestreo
2 Contenidos nutrimentales y cálculos de índices DOP para los 50 sitios muestreados.
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85
87
v
EVALUACIÓN NUTRIMENTAL PARA EL CULTIVO DE ROSA (Rosa sp. L.) EN
VILLA GUERRERO, ESTADO DE MEXICO
RESUMEN
La actividad florícola en el Estado de México es de gran importancia, dicha actividad
representa el 50.4% de la superficie del total nacional destinada a este sector. En los
municipios de la región florícola del Estado de México un alto porcentaje de la población
se dedica a esta actividad: Coatepec Harinas 70%, Ixtapan de la Sal 5%, Tenancingo
40%, Tonatico 5%, Villa Guerrero 80% y Zumpahuacán 20%.
El objetivo de este trabajo es elaborar un diagnóstico nutrimental para rosa de corte en
la región de Villa Guerrero, Estado de México, mediante la técnica de Desviación del
Optimo Porcentual (DOP). Para lo que se tomaron muestras foliares en 50 sitios en
producción y en ellas se determinaron las concentraciones nutrimentales de N, P, K,
Ca, Mg, Fe, Mn, Zn y Cu. Con estos valores se calcularon los índices DOP para cada
nutrimento y sitio.
Los índices DOP se ordenaron para obtener el orden de requerimiento nutrimental
(ORN) el cual, para la región de estudio,
fue Cu>Zn>N>Fe>Mg>P>Mn>K>Ca.
Prácticamente todos los sitios analizados presentan desbalances nutrimentales,
necesarios a considerar para diseñar las dosis de fertilización. Estos desbalances
nutrimentales reflejan el mal uso de los fertilizantes aplicados y son resultado de
algunas de las propiedades de los suelos de la región.
Palabras clave: Análisis foliar, Diagnostico nutrimental, Rosa.
vi
NUTRITIONAL EVALUATION IN ROSE (Rosa sp. L.) IN VILLA GUERRERO,
MEXICO STATE
SUMMARY
The flower activity in the Mexico State is of great importance, this activity represents
50,4 % of the surface of the national total destined for this sector. At the region's
municipalities of the Mexico State dedicates to this activity a population's loud
percentage: Coatepec Harinas 70%, Ixtapan de la Sal 5%, Tenancingo 40%, Tonatico
5%, Villa Guerrero 80% and Zumpahuacán 20%.
The purpose of this study is to elaborate a nutritional diagnosis for rose at the region of
Villa Guerrero in Mexico State, using the Deviation from Optimum Percentage technique
(DOP). Foliar samples were collected at 50 places in production, and were analyzed to
determine nutritional concentrations of N, P, K, Ca, Mg, Fe, Mn, Zn and Cu. The
obtained values were used to calculate DOP index for each nutrient and place.
The DOP index were ordered to be able to get a nutritional requirement order (NRO)
which, for the study region, was Cu>Zn>N>Fe>Mg>P>Mn>K>Ca. Practically all sites
analyzed present nutritional desbalances, necessary to consider for design fertilization
dose. These nutritional desbalances reflect the abuse of the applied fertilizers and result
from some soils properties of the region.
Key words: Foliar analysis, Nutritional Diagnostic, Rose
1
I. INTRODUCCION
El rosal (Rosa sp. L.), es la planta de jardín más popular y la flor cortada de invernadero
más importante a nivel comercial en el mundo, también es la única que se puede
cosechar durante todo el año. La rosa se adapta fácilmente a climas y latitudes
diferentes, por lo que se cultiva ampliamente en muchas partes del mundo. En los
últimos diez años la superficie de cultivo ha crecido en forma sobresaliente, en parte
debido a la existencia de una amplia variedad de microclimas adecuados para su
cultivo, principalmente en el eje neovolcánico, en donde están localizados los estados
de Morelos, México, Puebla y Michoacán.
El Estado de México ocupa el tercer lugar a nivel nacional en cuanto a superficie
cultivada con flores, con 1670 hectáreas de las cuales 1500 son a cielo abierto, 94 de
invernadero y 76 de semi-invernadero, y en la parte sur se ubica la principal zona
productora; el municipio de Villa Guerrero, que es la región de estudio.
Una de las principales plantas ornamentales cultivadas en la región de Villa Guerrero
es la rosa, la cual se produce en 450 hectáreas; el rendimiento medio de rosas en
invernadero es de 1, 260,000 tallos/hectárea divididos en 756,000 de primera calidad y
504,000 de segunda calidad. (BANCOMEXT, 1994).
Estudios recientes (Suárez 2006) han demostrado que el aporte de nutrientes por el
suelo, no es suficiente para satisfacer la demanda de la planta, por lo que es necesario
hacer uso de fertilizantes para lograr los rendimientos adecuados en cantidad y calidad.
El problema es que la fertilización en esta zona no se conduce con base a estudios
técnicos, sino que se hace de forma empírica, bajo recomendaciones de las casas
comerciales que se encuentran en la zona, con poca o nula consideración de las bases
técnicas y científicas de la nutrición vegetal.
Si bien se han hecho estudios en la región (Rodríguez et al., 1991), la información
técnica disponible aún es escasa. El uso inadecuado de fertilizantes y plaguicidas esta
generando problemas en el suelo, tales como desequilibrios nutrimentales, toxicidades,
salinidad y contaminación. Además de contaminación de acuíferos.
2
Para lograr, a mediano plazo, la generación de formulas de fertilización técnicamente
adecuadas para la rosa en dicha región, se debe empezar por la caracterización del
estado nutrimental actual del cultivo. Una herramienta adecuada para éste fin es el
análisis foliar, el cual ha adquirido importancia conforme se ha profundizado en el
conocimiento de la nutrición de las plantas y a medida que se ha tecnificado la
aplicación de nutrimentos mediante fertirrigación y fertilización foliar. El análisis foliar es
una excelente ayuda para dar seguimiento al estado nutricional de la planta durante
todo el ciclo de crecimiento. Por esta razón, es cada vez más útil en cultivos de alto
rendimiento como es el caso de la rosa.
En la actualidad se sigue desarrollando investigación sobre el método en si y su
aplicabilidad con lo que se ha logrado definir nuevos parámetros en la nutrición vegetal
y establecer nuevos estándares. Los datos del análisis foliar deben ser interpretados
por técnicos entrenados en este campo y que conozcan todos los factores involucrados
en el uso adecuado de esta herramienta; desde la técnica para un buen muestreo,
preparación de la muestra hasta manejo de los instrumentos del laboratorio. Entre los
múltiples métodos de diagnóstico (métodos de interpretación de análisis foliar)
conocidos esta el Índice de Desviación Optima Porcentual (DOP) (Montañés et al. 1991)
que resulta de fácil aplicación y alta precisión, razón por la cual se seleccionó como el
método de diagnóstico en el presente estudio.
Con base en lo anterior esta investigación tiene como propósito valorar y explorar el
estado nutrimental del cultivo del rosal en Villa Guerrero, Estado de México, a través del
análisis foliar y su interpretación mediante el DOP para generar información que ayude
a mejorar el diseño de las dosis de fertilización a utilizar en dicha región.
3
II. OBJETIVOS
 Evaluar el estado nutrimental del cultivo del rosal en al región de Villa Guerrero,
Estado de México, mediante la técnica de Desviación del óptimo porcentual.
 Establecer las causas posibles del estado nutrimental resultante.
 Generar información nutrimental que permita el diseño de dosis de fertilización
adecuadas en cultivo de la rosa.
III. HIPOTESIS
De acuerdo al origen volcánico de los suelos de la región, se espera que los
nutrimentos en deficiencia en el cultivo de la rosa sean nitrógeno, fósforo, calcio,
magnesio, potasio y zinc, y en exceso sean hierro, manganeso y cobre.
IV.- JUSTIFICACIÓN
El cultivo del rosal bajo invernadero en Villa Guerrero ocupa alrededor de 450 has, lo
que representó una inversión de 800 millones de pesos, generando más de 3200
empleos directos y cerca de 300 millones de pesos de ganancias libres por año, este
cultivo es semiperenne, se cosecha durante todo el año, por lo que su demanda
nutrimental es alta.
El problema es que la fertilización en esta zona no se conduce con base a estudios
técnicos, sino que se hace de forma empírica, con poca o nula consideración de las
bases técnicas y científicas de la nutrición vegetal.
Con este trabajo se pretende lograr la caracterización del estado nutrimental actual del
cultivo, y a mediano plazo la generación de formulas de fertilización técnicamente
adecuadas para la rosa en la región.
4
V. REVISIÓN DE LITERATURA
5.1 Importancia económica y social del cultivo de flores
5.1.1 Importancia económica.
El mercado mundial de flores está valorado en 49,000 millones de dólares anuales y la
Unión Europea es uno de los principales productores, importadores y consumidores en
el mundo. Las rosas, claveles y crisantemos dominan la preferencia mundial y
representan cerca del 70% de la demanda.
Específicamente
rosas
y
claveles
son
los
principales
productos
florícolas
comercializados a nivel mundial. En 1995 la importación mundial de rosas alcanzó 688
millones de dólares, que representan el 18% del valor mundial importado de flores. Por
su parte, los claveles participaron en un 12%, seguido por crisantemos 7.5% y
orquídeas 1.3%. En el Cuadro 1. Se presenta mayor información en relación al mercado
de flores de corte.
Cuadro1.- Importación de flores frescas cortadas según especie y principales mercados
en 1995. (Datos en millones de dólares)
Alemania
U.S.A.
Reino Unido
Francia
Holanda
Suiza
Total
Rosa
242
184
35
62
99
66
688
Clavel
110
136
114
25
60
4
449
Crisantemo
66
95
62
33
4
A
280
Orquídea
30
A
3
11
3
A
47
Gladiolo
6
A
1
3
1
A
10
Otras
661
207
145
225
144
98
1,469
Total
1,124
622
360
359
310
169
2,942
Fuente: AIPH (1998).
A= Se encuentra en el rango de otras especies.
5
La competencia de países latinoamericanos, de donde procede más del 50% de las
rosas consumidas en Estados Unidos, ha repercutido seriamente en el país
norteamericano, llevándolo a una reducción drástica de la superficie de cultivo.
En cuanto a tipo de rosas, en el norte de Europa, Alemania es el principal consumidor,
se prefieren las rosas de flores medianas. En el sur de Europa, en cambio, en Italia, las
rosa de flor grande tiene más aceptación. En Estados Unidos ha decaído el monopolio
de las rosas rojas de flor grande y en la actualidad cerca del 50% de la demanda se
basa en rosas de flor mediana de colores pastel.
En lo referente a color; más de 2.5 billones de ejemplares que pasan anualmente por
las subastas holandesas son una clara referencia de las tendencias de color que se dan
en toda Europa, según los datos: la rosa de flores grandes de color rojo predomina, le
siguen las de color rosa y las bicolores en violeta y lavanda; a continuación las amarillas
y rosa pastel. Rojo, blanco y rosa por este orden son los colores de las rosas de flor
pequeña que se consume en Europa.
En Estados Unidos, las rosas rojas de flor grande representan más de la mitad de las
ventas. Mientras que los colores amarillo y rosa participan en un 12% y el blanco con un
5%.
Las rosas rojas de tamaño grande y mediano absorben más del 50% del consumo
mundial.
5.1. 2 Principales países consumidores de Rosas.
En la Figura 1. Se presenta el consumo percápita por los principales países
importadores de flores a nivel mundial. Según se aprecia, los países del viejo mundo
son los mayores consumidores, debido a que tienen una cultura en lo referente al
consumo de este producto. Para el caso de América, sólo destaca Estados Unidos.
6
Consumo percapita (dolares/año)
120
Dólares por año
100
80
60
40
E.U.A.
Francia
Italia
Japón
Holanda
Alemania
Austria
Finlandia
Noruega
0
Suiza
20
Figura 1.- Consumo percápita de flores cortadas a nivel mundial en
1995 (dólares/año).
Fuente: Floraculture International.
El principal mercado de flores es la Comunidad Económica Europea con el 47% de las
importaciones mundiales, Japón con el 29% y Estados Unidos con el 24%. Colombia
predomina en exportaciones de rosas a los Estados Unidos, al lograr colocar mas de
293 millones de tallos, que significan el 68.66% de las importaciones norteamericanas.
Por su parte, México participa con el 11%, lo que equivale a un envió de mas de 47
millones de tallos de diversos tipos de rosas, siendo el segundo proveedor de rosas a
Estados Unidos. En este sentido, los principales países proveedores del mercado
estadounidense son: Colombia, México, Costa Rica, Israel, Perú, y Republica
Dominicana. Los principales países exportadores a nivel mundial en orden de
importancia son: Holanda, Colombia, Israel, Italia, España, Tailandia, Francia y México.
Por otro lado, los países importadores son: Alemania, Estados Unidos, Francia, Reino
Unido, Suiza, Suecia, Bélgica, Canadá y Japón (Rebollar, 1994).
La importación y exportación de rosas y rosales en México se observa en el Cuadro 2.
7
Cuadro 2.- Importaciones y exportaciones totales de rosas y rosales en México.
Año
1997
1998
1999
2000
2001
2001
2003
Importaciones
Exportaciones
Volumen
Valor
Volumen
Valor
(kg)
(miles de pesos)
(kg)
(Miles de pesos)
86,878
15,902
2,503,781
79,011
69,879
19,373
2,553,866
100,949
75,111
18,706
2,974,127
97,349
79,977
15,438.819
1,351,447
58,456.651
41,676
9,359.196
911,128
39,209.369
184,326
18,803.807
615,312
23,998.788
82,216
8,726.003
173,948
7,526.376
Fuente: Claridades Agropecuarias (Núm154, Junio 2006)
5.2 Panorama nacional del cultivo del rosal.
En México existe una gran diversidad climática que permite el desarrollo y producción
adecuada de muchos tipos de plantas de ornato. La explotación comercial de
ornamentales más sobresaliente se inicia en la década de los 60’s en la región de Villa
Guerrero, Estado de México, con los cultivos de clavel, gladiola y otras flores a campo
abierto. Fue hasta 1980 cuando realmente se inició la producción de flores de corte en
invernadero y se introdujeron al país nuevas variedades y especies de flores para
satisfacer la demanda del mercado nacional.
La industria de la flor cortada, para exportación y consumo nacional, es relativamente
nueva en México y estadísticamente pequeña, comparada con los grandes países
productores y exportadores.
La producción de flores en nuestro país se practica bajo 2 sistemas: a la intemperie y
bajo condiciones controladas (Cuadro 3). El primer sistema consiste en manejar la
plantación a cielo abierto, quedando el desarrollo de las plantas en función de las
inclemencias del tiempo. El cultivo bajo condiciones controladas, o invernadero,
consiste en manejar las plantaciones en instalaciones, dentro de los cuales se
suministran de manera racional todos los factores que intervienen en el desarrollo de la
planta.
8
México ocupa el quinto lugar en superficie destinada a la producción de flores de corte a
nivel mundial; con una superficie de 4,250 ha representando el 7.1% a nivel mundial
(Cruz, 1997).
La floricultura es una industria próspera y requiere altas inversiones, es altamente
rentable. Genera una gran cantidad de empleos y es la forma más óptima de uso de las
tierras de cultivo, en cuanto a productividad y rentabilidad, comparada con cualquier
otro tipo de explotación agrícola comercial. En México las ornamentales de corte se
producen comercialmente en los estados de México, Morelos, Michoacán, Jalisco,
Puebla, Hidalgo, Baja California Norte, Tlaxcala, Chiapas y en pequeña escala otros
estados de la Republica (Cruz, 1997).
Cuadro 3. Producción de flores a nivel comercial por estado y método de cultivo.
Estado
Cielo abierto
Invernadero
Semi-invernadero
Sup. Total
(Ha)
(Ha)
(Ha)
(Ha)
4
---
4
Aguascalientes
B.C.N.
7
28
---
35
Coahuila
---
2
---
2
D.F.
---
10
7
17
Guanajuato
1,541
70
26
1,637
Hidalgo
---
8
---
8
Estado de México
1,500
94
76
1,670
Michoacán
994
19
---
1013
Morelos
614
35
10
659
Oaxaca
---
4
---
4
Puebla
3000
25
---
3025
Querétaro
---
12
---
12
TOTAL
7984
313
119
8416
Fuente: BANCOMEXT, 1994.
9
Como consumidores destacan el D. F., Guadalajara, Monterrey y sus áreas
metropolitanas, sin olvidar otras ciudades como Torreón, Veracruz, Acapulco, Ensenada
y Ciudad Obregón entre otras (Rebollar, 1994).
En 1985, se cultivaron 6,000 has. con ornamentales, siendo el Estado de México la
entidad más importante, la cual contribuía con un 60% del total de la producción, y la
superficie bajo invernadero fue de aproximadamente de 50 hectáreas. También se
señala que actualmente existen alrededor de 7,000 has. de producción de flores y de
éstas, aproximadamente 800 has. son de producción de invernadero, de las cuales 600
has. se encuentran en el Estado de México y 450 has. producen rosa y 100 has. más en
el resto del país con la misma flor. Las principales especies de flores cultivadas son:
rosa, gladiola, clavel, crisantemo, gerbera, áster, limonium, agapando, alcatraz, iris,
tulipanes, fresias, girasol, flores de semilla y follajes y flores tropicales (Gutiérrez, 1992).
5.2.1. Fortalezas y debilidades de la floricultura en México.
La producción de cualquier especie requiere que se tomen en cuenta las condiciones
en que se lleva a cabo. De acuerdo con BANCOMEXT (1994), las fortalezas en México
son:
 Diversidad de climas y microclimas, niveles de presión atmosférica y luminosidad
en diferentes regiones del país.
 Clima moderado en los meses de invierno.
 Bajos costos de mano de obra para el cultivo intensivo.
 Desgravación arancelaria para productos florícolas bajo el TLC.
 Proximidad geográfica al mercado de los Estados Unidos.
Las debilidades que menciona dicha institución son:
 Calidad media y baja del producto, procesos y empaque.
 Capacidad de producción relativamente baja y variable para hacer frente a
demandas del extranjero.
 Gran parte de los insumos son importados (costos de producción de 60%).
10
 Mal uso de las patentes para la producción comercial de flores.
 Falta de información y reglamentación en materia de erradicación de plagas y
enfermedades a nivel regional y estatal.
 Floricultura como negocio complementario a otros cultivos.
 La flor mexicana suele ser complementaria y marginal para algunos de los países
importadores.
 Falta de integración de la cadena productiva y su vinculo con el sistema de
comercialización eficiente.
 Reticencia de los productores a formar parte activa en organizaciones o
asociaciones y solución de problemas comunes.
 Desconocimiento del manejo de la flor por parte de los transportistas.
Aunado a lo anterior existen otros aspectos negativos de la floricultura, como:
 Capital de riesgo y crédito; existe una descapitalización por parte de los
productores.
 Tecnología e insumos, falta de la primera e insumos inadecuados.
 Comercialización, esta necesita de una atención especial que permita ordenar el
mercado; la industria florícola, en su mayoría, formada por productores pequeños
y dispersos que no tiene una línea completa de ornamentales y existe falta de
economías de escala. El proceso de comercialización se da ante un excesivo
intermediarismo, tanto en el mercado nacional como en el internacional, además
de que en México no se cuenta con una infraestructura adecuada de transporte
refrigerado, lo que provoca la ineficiencia de este subsector.
5.2. 2 Importancia social.
5.2.2.1 Fuente de empleo.
En la región de Villa Guerrero, el 22% de los pequeños y medianos productores
trabajan con mano de obra contratada. No obstante, se menciona que el 78% restante
trabaja con mano de obra familiar y contratada. Las grandes empresas manejan
11
exclusivamente mano de obra contratada: un equipo de técnicos de diferentes
especialidades que incluye gerencia de producción, compras, y ventas, con una
importante red en las principales ciudades del país y Estados Unidos.
En las empresas productoras, como es el caso de Rancho Los Oyameles, la mayoría de
las actividades de campo, como corte, labores culturales y otras, son realizadas por
mujeres y las actividades de transplante, fumigación, fertilización y otras son realizadas
por hombres. Cabe destacar que la floricultura, en esta zona, es la principal fuente de
empleo, seguida de la venta de insumos agrícolas.
5.3 Características generales del cultivo de la rosa
5.3.1 Clasificación taxonómica
Cuadro 4.- Clasificación taxonómica de la rosa.
Dominio
Eucariota
Reino
Plantae
Subreino
Traqueobiota
División
Magneolophyta
Clase
Magneolopsida
Subclase
Rosidae
Orden
Rosales
Familia
Rosaceae
Genero
Rosa L.
Especie
Rosa spp.
Fuente: USDA 2007
5.3.2 Descripción botánica del rosal
Se suele llamar rosa a la flor del rosal cultivado. Los rosales han sido domesticados,
cruzados y mejorados desde tiempo inmemorial en China y en el Oriente Próximo. Se
12
han conseguido castas excelentes de flores dobles y muy olorosas, que se han
reproducido por esqueje o injerto. El número de especies de rosales silvestres es de
unos 70 y el de variedades conseguidas de forma artificial es superior a especies
silvestres.
Las rosas son las flores de plantas leñosas más apreciadas y cultivadas en jardinería.
El agua y la esencia de rosas se han utilizado en perfumería y medicina (Encarta,
2006).
Los tallos son leñosos, duros, de corteza verde, gris o rojiza según la especie y la etapa
fenológica de la planta. Las espinas se encuentran en estos y son producto del
desarrollo de la epidermis en forma suberosa (acorchada); en la mayor parte de las
especies las espinas están recubiertas por una capa apergaminada y dura que casi
siempre toman forma curva.
Las hojas son alternas terminadas en impar, los foliolos están profundamente aserrados
y los limbos son estipulados en la base; casi siempre caducas y en muy pocos casos
son persistentes. Las flores de los rosales son completas, actimorfas, pentámeras, con
el receptáculo mas o menos elevado en sus bordes alrededor del gineceo, que lleva
insertos los sépalos en la parte exterior y al mismo tiempo sostienen los pétalos en la
parte superior interna, donde también se encuentran los estambres.
El fruto del rosal es de superficie exterior lisa o revestido de pelos no urticantes y
flexibles; en su interior se encuentran los óvulos ligados cada uno a un pistilo o carpelo.
Las semillas son de tegumento membranoso y su albumen es un embrión carnoso con
una radícula súpera y dos cotiledones alargados pero unidos unos a otros por su fase
interna plana (Gajón, 1984).
13
5.3.3 Clasificación de las flores
Se clasifican de acuerdo al número de pétalos y pueden ser: sencillas, inferiores a 8
pétalos y de 8 a 20 pétalos y doble la cual a su vez se divide en tres: moderadamente
llena de 21 a 29 pétalos, llena de 30 a 39 pétalos, muy llena de 40 pétalos o más. Los
colores de la flor se clasifican en monocolor, bicolor, multicolor, combinado, jaspeado y
pintado a mano (Hessayon, 1986).
5.3.4 Requerimientos climáticos
5.3.4.1 Temperatura
Para la mayoría de los cultivares de rosa, las temperaturas óptimas de crecimiento son
de 17°C a 25°C, con una mínima de 15°C durante la noche y una máxima de 28°C
durante el día. Pueden mantenerse valores ligeramente inferiores o superiores durante
periodos relativamente cortos sin que se produzcan serios daños, pero una temperatura
nocturna continuamente por debajo de 15°C retrasa el crecimiento de la planta, produce
flores con gran número de pétalos y deformes, en el caso de que abran. Temperaturas
excesivamente elevadas también dañan la producción, apareciendo flores más
pequeñas de lo normal, con escasos pétalos y de color más claro.
La velocidad de crecimiento se incrementa con la temperatura por lo cual se reduce el
tiempo entre dos floraciones. Hay una temperatura óptima para obtener la mayor
longitud floral y depende de la longitud del día y del nivel de CO 2 en el ambiente
(Dorantes, 1984).
Dorantes (1984), indica que un incremento en la temperatura durante el día hace
disminuir la longitud desde 42.3cm a 25.7cm (39%), para las mismas horas luz.
Además, el botón floral se forma sumamente pequeño.
14
Una temperatura nocturna demasiado baja también ocasiona un decremento en la
longitud, aunque no tanto como el caso anterior, el botón floral tiene mayor número de
pétalos (37 a 49). La temperatura nocturna óptima es de 17 a 19°C y la diurna
aproximadamente 5°C más alta (López, 1981).
5.3.4.2 Luminosidad.
En el rosal para las hojas totalmente expuestas, el punto de saturación es del orden de
20,000 a 30,000 lux, pero debido a que las plantas se hacen sombra unas con otras, el
punto de saturación para el cultivo puede ser tan alto como 100,000 lux. Es decir, a
mayor cantidad de luz recibida, mayor producción de flores, ya que se estimula mayor
numero de yemas por tallo y por acortarse los días entre 2 floraciones, la longitud de
los tallos florales se aumenta, básicamente por la mayor elongación del cuello de las
flores (Mastalerz, 1977).
Los índices de crecimiento para la mayoría de los cultivares de rosa siguen la curva
total de luz a través de todo el año. La producción floral es potencialmente alta en
verano cuando prevalecen altas intensidades y horas de luz. Lo contrario pasa en
invierno cuando las intensidades de luz son bajas y las horas totales de luz del día son
pocas (Larson, 1988).
El incremento de rendimiento de flores bajo luz adicional se debe a que se estimula el
crecimiento de un gran número de yemas axilares, pero se reduce la cantidad de
fotosintatos por brote disminuyendo la calidad de la flor para corte (Sedano, 1973).
5.3.4.3 Humedad.
La falta de agua en rosales induce marchitez; periodos repetidos y frecuentes de estrés
pueden causar quemaduras marginales en las hojas o su muerte y caída prematura.
Sequías continuas hacen que la planta se vuelva leñosa, raquítica, de crecimiento lento,
de follaje pequeño y a menudo verde claro y sin brillo. Además, como los niveles de
15
fertilización son altos, al secarse el sustrato puede aumentar la concentración de sales
hasta niveles excesivos y producir daños por salinidad. Por otro lado, el exceso de agua
produce síntomas muy similares a los de escasez, debido a que las raíces de la planta
han sido dañadas por exceso de agua (falta de oxigeno).
En verano es importante la temperatura del agua que no debe estar demasiado fría. Se
deben evitar los riesgos nocturnos tanto en primavera como en otoño. La persistencia
de una película de agua sobre las hojas y a la altura de las ramificaciones más bajas,
favorece la aparición de hongos, como Botritys (Botrytis spp) y Peronospora
(Peronospora sparsa) que ponen en peligro la apertura de los capullos y de los brotes
(López, 1981).
5.3.4.4 Aireación.
El intercambio de aire es de vital importancia a nivel de invernadero, especialmente
durante el día. Al amanecer, las temperaturas exteriores generalmente son demasiado
bajas para permitir la ventilación sin pérdidas severas de calor del invernadero. Los
niveles bajos de CO2 han sido medidos durante este periodo y se encontró que son
limitantes para el crecimiento de la planta. Las adiciones de CO 2 en la atmósfera del
invernadero a través del uso de generadores o el suministro directo de depósitos de
CO2 han sido benéficas. Ordinariamente los ventiladores se abren cuando la
temperatura del invernadero alcanza de 20 a 21°C. Durante el mediodía las adiciones
de CO2 parecen no ser benéficas para las rosas cultivadas en regiones donde no se
necesita suministrar calor y los ventiladores se deben abrir para el control de la
temperatura (Larson, 1988).
Cuando la atmósfera del invernadero se enriquece con CO 2 se incrementa la eficiencia
fotosintética del cultivo, y con ello la calidad y rendimiento; especialmente aumenta el
largo del tallo y numero de pétalos por flor. Por otro lado, a una temperatura de 18.3°C
se incrementa el rendimiento en un 40% producto del enriquecimiento de CO 2.
16
El rendimiento de rosas puede incrementarse elevando la temperatura diurna
conjuntamente con el enriquecimiento con CO2. Para mantener una concentración de
CO2 alta en la atmósfera del invernadero, la ventilación debe ser limitada, esta práctica;
además, incrementa la temperatura del aire en el invernadero. Si las temperaturas del
día son demasiado altas, y sobrepasan los 30°C, el incremento de CO 2 no compensa el
decremento en calidad (Shaw and Rogers, 1964, citados por Dorantes, 1984).
5.3.4.5 Salinidad.
La salinidad puede provenir fundamentalmente de los fertilizantes y/o del agua de riego.
Comparados con otros cultivos los rosales son fertilizados fuertemente. Un exceso de
fertilización puede hacer que la solución del suelo se concentre demasiado. En principio
y para una misma cantidad de fertilizante, el suelo arenoso será mas fácilmente
salinizado que el arcilloso, puesto que poseerá menor cantidad de complejo arcillohúmico, que es el encargado de amortiguar el exceso de sales de la solución del suelo
(Gajón, 1984).
Por otro lado, no todos los fertilizantes son igual de salinos debido a que el complejo
arcillo-húmico podrá fijar unos y otros no; los nitratos, cloruros y sulfatos no se fijan. Por
lo que es fácil salinizar un suelo abonado en exceso con estos fertilizantes, puesto que
todos ellos quedan en solución. En el extremo opuesto se encuentra el fósforo, que se
fija fuertemente y por ello es prácticamente imposible que produzca salinidad en
aplicaciones excesivas (López, 1981).
El agua de riego determina a la larga las características de la tierra a la que se aplica y
por eso su constitución es de gran importancia. Los principales elementos que lleva
disueltos son: Ca2+, Mg2+, Na+, K+, HCO3-, Cl-, NO3- y B(OH)30. Algunos elementos del
agua son tóxicos para los rosales y para otras plantas a concentraciones
suficientemente bajas; para que no existan problemas de sales, debe distinguirse muy
bien el efecto de salinidad del de toxicidad.
17
Se ha observado que la salinidad del agua en la producción de rosas tiene un efecto
negativo reduciendo la producción en un 15%, cuando contiene 1 meq L -1 de los iones
HCO3-, Na+ y Cl-. (Dorantes, 1984)
5.3.5 Manejo del rosal.
5.3.5.1 Preparación del terreno.
Los rosales suelen permanecer de 6 a 7 años e incluso más tiempo en una misma
porción de terreno. Las raíces deben de disponer de un suelo, permeable y aireado
para poder desarrollarse fácilmente. Es conveniente hacer mejoras en el drenaje y
aportes de materia orgánica, con un pH de 6 a 7 y con una cantidad máxima en caliza
activa de 10 por 100 (Vidalie, 1990).
El primer paso en la preparación del terreno es analizar exhaustivamente el suelo y el
agua tanto física como químicamente. Con estos datos se puede estimar si se necesita
o no la instalación de un sistema de drenaje y algún sistema de riego especial para
evitar la salinidad. Posteriormente, se procede a dar un subsoleo lo más profundo
posible; una vez instalado el sistema de drenaje si fuese necesario, se añaden las
enmiendas orgánicas y los abonos químicos que el laboratorio haya recomendado.
Todo se incorpora directamente con una labor de vertedera. No debe olvidarse que el
fósforo y el potasio son inmóviles, por lo que hay que asegurar que queden situados al
alcance de las raíces, posteriormente te aplica un riego (Albertos, 1969).
Se utilizan mejoradores del suelo como: aserrín, cascarilla de arroz y muchos otros
materiales orgánicos, aunque los suelos para las rosas no deben ser sobresaturados
con estos materiales. Una regla de oro para utilizar estos materiales es incorporar
aproximadamente 20% de mejoradores por volumen de suelo en la primera plantación y
cantidades menores después. En una cama en el suelo el material frecuentemente se
incorpora a una profundidad de 15 a 20cm (Larson, 1988).
18
5.3.5.2 Desinfección del suelo.
Corrales (1989), señala que el rosal no es tan sensible a enfermedades de cuello como
otros ornamentales, pero si es susceptible a ser atacado por nemátodos, verticilium y
otros patógenos. Por ello, los suelos deben limpiarse de estos organismos perjudiciales.
Hay dos formas de desinfectar un suelo: por medio de vapor o por medio de fumigantes
químicos, pero solo se logra una buena desinfección si se utilizan banquetas aisladas
de la tierra, pues de lo contrario la penetración de los químicos como del vapor es
limitada y el suelo a la larga se reinfecta desde las capas mas profundas que quedan
sin tratar.
Gutiérrez (1988), menciona que el tratamiento con vapor consiste en hacer pasar por el
suelo vapor de agua con el objetivo de destruir organismos perjudiciales. El vapor de
agua es el mejor método para tratar un suelo por las siguientes razones:
 Es rápido y en el suelo pueden plantarse tan pronto como se enfrié y no es
necesario esperar como sucede con métodos químicos.
 La penetración y efectividad se miden más fácilmente.
 A diferencia de los químicos, destruye todos los patógenos.
 No hay efectos tóxicos.
 El costo de tratamiento es menor con el vapor.
 Es más fácil destruir selectivamente a los patógenos.
La aplicación de fumigantes es otro método de desinfectar un suelo por medio de
compuestos químicos. Lo ideal seria que estas sustancias actuaran sólo sobre los
organismos perjudiciales y dejara a los benéficos, pero aunque son mas selectivos que
el vapor, están lejos de lograrlo. Los fumigantes se difunden lentamente en el suelo a
partir del punto en que se inyectan y por ello, el tratamiento no es tan uniforme como
con vapor; es fácil producir una esterilización en el punto de inyección y muy poca a
cierta distancia. Los fumigantes se escapan del suelo, por lo que este debe sellar con
agua o preferentemente con una cubierta impermeable al gas (Mendoza, 1985).
19
5.3.5.3 Riego.
El sistema de riego por aspersión se utiliza ampliamente. En este sistema el agua se
aplica a la cama o banco con una boquilla de nylon plana de rocío insertada en un tubo
de plástico en el perímetro de la cama o banco. Los tubos son abastecidos con agua de
un colector en cualquiera de los extremos. En la irrigación se lleva a cabo poca
compactación del suelo o ninguna, contrario a lo que resulta cuando se utiliza el riego
con regaderas manuales.
Los suelos que tienden a compactarse y a formar grietas excesivas al secarse
(vertisoles) se pueden beneficiar con el uso de cubiertas orgánicas. Un método efectivo
de regar estos suelos es aplicar primero un riego ligero. Luego, se hace un riego
pasado después de media hora. El suelo se dilata como resultado del primer riego.
Esto sella las grietas y obliga al agua del segundo riego a percolarse a través de la
masa del suelo. (Larson, 1988).
5.3.5.4 Fertilización.
El fósforo y calcio son incorporados a la preparación del suelo antes de plantar. Los
nutrimentos primarios necesarios regularmente son el nitrógeno, potasio, magnesio y
hierro. El magnesio es aplicado fácilmente en un programa de fertilizante líquido como
sulfato de magnesio o sales de Epson. El hierro puede aplicarse en forma de quelatos
en el fertilizante líquido si el pH del suelo tiende a aumentar, el sulfato de hierro como
una aplicación superficial es un buen medio de control.
El potasio se aplica más
frecuentemente como muriato de potasio o nitrato de potasio. El primero es un tipo de
acido residual, mientras que el ultimo tiene características alcalinas residuales. De las
fuentes de nitrógeno las formas de amonio como nitrato de amonio y sulfato de amonio
son altamente acidas. El nitrato de calcio y el nitrato de potasio son materiales
residuales alcalinos. El pH del suelo puede ser regulado a través de selecciones de
fertilizantes. La fertilización con líquidos es ahora el método más común de abastecer
nutrimentos a las plantas de rosas de invernadero. Las aplicaciones se hacen en
proporciones precisas de la solución concentrada a través de los sistemas automáticos
20
de aspersión o riego. Las cantidades de los diferentes fertilizantes utilizados en las
soluciones concentradas se puede variar utilizando pruebas de suelo o guías de
análisis foliar, de modo que las plantas estén siempre expuestas a un nivel
relativamente constante de nutrimentos en el suelo. Alguna falla en el mantenimiento de
los surtidores puede conducir a una deficiencia nutricional con la pérdida de la
producción o a una sobredosis, con lo que también disminuye la producción y/o hay
pérdida de plantas. Los fertilizantes líquidos que contienen 200 ppm de nitrógeno y 150
ppm de potasio, más hierro y magnesio, se pueden aplicar con buenos resultados en
una amplia variedad de condiciones de suelo (Larson, 1988).
El rosal es una planta leñosa en la que las necesidades de elementos fertilizantes son
muy importantes. Para los cultivares modernos que dan fuertes rendimientos (15 a 25
flores/pie/año), las necesidades nutrimentales se presentan en el Cuadro 5, (en g/m 2
por año) (Vidalie 1990).
Cuadro 5. Necesidades nutrimentales del rosal g/m2 por año (Vidalie 1990).
N
P2O5
K2O
MgO
100
25
100
20
5.3.5.5 Prácticas de corte y despuntado.
El despuntado es el retiro del botón floral en alguna etapa antes de la floración, tan
pronto como el botón es visible se puede retirar junto con el tallo y hojas hasta la
segunda hoja de cinco foliolos. Esto se llama despuntado suave. Los despuntes se
consideran suaves hasta que el botón se desarrolle al tamaño de un chícharo o
ligeramente mayor (Larson, 1988).
5.3.5.6 Poda.
La poda consiste en retirar las copas de las plantas. La mayoría de los rosales
necesitan alguna poda durante el segundo año y cada año posterior. La primera poda
21
después de la plantación se deberá realizar para retirar las copas hasta un punto a 60 a
90cm por encima de la línea del suelo. El corte se deberá realizar por encima de una
buena yema situada en madera de corteza verde. Mediante cortes y despuntes
apropiados, la segunda poda se puede realizar en un punto ligeramente más arriba que
el año anterior.
La poda se puede hacer gradualmente cortando los tallos individualmente conforme se
retiran los brotes florales. Esto se llama poda verde ya que las plantas no están en
letargo antes de la poda y se cortan mientras están verdes (Larson, 1988).
5.3.5.7 Manejo post-cosecha.
Mastalerz (1977), menciona que la temperatura es un factor que afecta la vida de la flor
después de la cosecha influyendo en la velocidad de respiración, absorción de agua y
transpiración: con el tiempo, el contenido de azúcar decrece y al no haber fotosíntesis,
sobreviene la degradación de las proteínas, terminando la vida de la flor en poco
tiempo. Si el agua transpirada es mayor que el agua absorbida, se corta la vida de la
flor. También señala que las bajas temperaturas dilatan la degradación de proteína,
retardando la respiración y por lo tanto alargando la vida de la flor.
5.3.6 Uso de reguladores de crecimiento.
Mastalerz (1965), indica que la aplicación de ácido giberélico en las rosas causan el
alargamiento de los tallos en la base de la flor, sin incrementar el rendimiento ni la
calidad; pero, si se hacen aplicaciones continuas, se afecta la presencia de
xantocianinas en los pétalos, que son pigmentos que dan aspecto juvenil a las flores de
color rojo y rosa, deteriorando su calidad.
22
5.3.7 Propagación del rosal.
Los rosales se pueden propagar por semillas, estacas, cortes de raíz o injerto. La
propagación por semillas sólo se hace para producir nuevas variedades y no es un
proceso aplicable a gran escala, ya que las plantas así obtenidas varían grandemente
en sus características genéticas.
Los métodos mas extendidos comercialmente son los injertos sobre patrones de
características apropiadas. Una nueva variedad puede ser francamente buena en
cuanto a calidad de sus flores, pero su sistema radicular no suele ser tan bueno como el
de determinadas especies silvestres y no hay razón para desaprovechar estas
características especiales. Así se suelen seleccionar ciertas especies que poseen
sistemas radiculares excepcionalmente buenos, e injertar sobre ellas las nuevas
variedades.
Resistencia de enfermedades, plagas, adaptación a amplios rangos de suelos y
precocidad de producción son solo algunas de las ventajas de utilizar la técnica del
injerto (Albertos, 1969).
5.3.7.1 Propagación por estacas.
Hoy en día la mayoría de los cultivares están patentados, es necesario obtener los
derechos de propagación y pagar regalías por cualquier planta utilizada en la
producción de invernadero.
No todos los cultivares crecen tan vigorosamente o producen tantas flores de calidad
uniforme en sus propias raíces como lo hacen cuando se injertan sus yemas o vástagos
en otros patrones. Las plantas con raíz propia son bastante pequeñas cuando se
plantan en el invernadero. Se requiere un tiempo considerable para que la planta crezca
hasta un tamaño suficiente antes de iniciarse la cosecha de las flores.
23
Las estacas se pueden tomar entre octubre y marzo dependiendo de la fecha de
plantación deseada. Las estacas deben ser seleccionadas de vástagos florales a los
que se ha permitido el desarrollo completo de la flor. Los brotes sin flor son menos
deseables ya que generalmente son más delgados y menos vigorosos por la naturaleza
de la posición en la planta. Se pueden cortar estacas con uno, dos o tres yemas, las
estacas de tres yemas son las preferidas, ya que son más largas y tienen tejido nodal
en la base, que podría reducir las pérdidas debidas a las enfermedades.
Después de que las bases se sumergen en un compuesto enraizante sintético, las
estacas se colocan en un banco de propagación que contenga vermiculita u otro
sustrato. El tiempo de enraizado es de aproximadamente de 5 a 6
semanas
dependiendo de la temporada del año y la condición del vástago. Después del
enraizado las estacas se plantan en macetas de 7.5cm o directamente en el
invernadero (Larson,1988).
5.3.7.2 Propagación por injerto.
Las plantas con injerto son el tipo de propagación más popular entre los floricultores de
rosa comercial. El patrón mas común para plantas con injerto es la R. manetti con uso
ocasional de R. odorata. El material utilizado para la plantación de los grupos de
patrones se obtienen de plantas que han sido tratadas con calor para librarlas de virus y
enfermedades (Larson, 1988).
El procedimiento de injerto consiste en hacer un corte horizontal y vertical en el
portainjerto en forma de T, se hace en el tronco y sólo a la profundidad de la capa del
cambium, la yema del cultivar deseado, se obtiene de las plantas madres asegurándose
de que los brotes estén maduros y libres de mosaico (Albertos, 1969).
Las ventajas que se tienen al injertar son las siguientes (Albertos, 1969):
 Se desarrolla un sistema radicular más resistente.
24
 El crecimiento es más rápido.
 Mayor resistencia a nemátodos.
 Más producción invernal en rosas.
 Vida más prolongada de la rosa.
5.4 Nutrición.
La presencia de un elemento en el suelo no garantiza que pueda ser absorbido. La
compactación del suelo, pobre drenaje y aireación, daños a las raíces por plagas del
suelo, temperaturas bajas del suelo y bajo o alto pH pueden interferir con la óptima
nutrición.
5.4.1 Funciones, deficiencia y toxicidad de los nutrimentos.
Rango de deficiencia. En este rango probablemente manifiestan reducción de
crecimiento, rendimiento y calidad.
Rango normal. En este rango el elemento es suficiente para el máximo rendimiento si
otros factores son favorables.
Rango de exceso. En este rango es posible una reducción de calidad. El síntoma visual
de efecto fitotóxico puede o no, estar presente.
5.4.1.1 Nitrógeno.
El nitrógeno es constituyente de algunas hormonas, de la clorofila y de ciertas
vitaminas. El N en la planta es fácilmente transferido. Si el N es deficiente, las proteínas
de las partes más viejas de las plantas se hidrolizan y en forma de aminoácidos se
movilizan a los tejidos mas jóvenes (Navarro, 2000).
25
En los rosales, el N se acumula en los tejidos jóvenes. Los primeros síntomas de
deficiencia aparecen con un verde claro uniforme a amarillo grisáceo de todas las hojas,
además una reducción del tamaño de la hoja, de la longitud del entrenudo y del
diámetro de los tallos de los brotes más jóvenes. Las flores son más pálidas, con
matices más claros de lo normal. Si la deficiencia es severa, las hojas más viejas
comienzan a caer y los brotes se debilitan.
Los síntomas de toxicidad por nitrógeno son similares a los de sales solubles en exceso
y se caracterizan porque las hojas más viejas se hacen necróticas a lo largo de los
bordes, seguido por necrosis total y abscisión (Urbina, 2000).
5.4.1.2 Fósforo.
Es un elemento esencial en el crecimiento y desarrollo de las plantas, por lo que se
asocia con algunas funciones vitales similares a la utilización de azúcares y almidones,
fotosíntesis, formación del núcleo y división celular, elaboración de grasa y de albumen,
organización celular, transmisión de la herencia, etc. (Navarro, 2000)
Los primeros síntomas de deficiencia son: reducción en el tamaño de los foliolos y del
crecimiento de los brotes. Con el avance de la deficiencia las hojas más viejas pierden
su lustre, llegando a ser verde grisáceo, el desarrollo de la raíz se reduce y la planta
entera tiene una apariencia achaparrada; algunos cultivares desarrollan un tinte púrpura
en la parte inferior de la vena media. Esta coloración no debe confundirse con la
coloración púrpura rojiza de crecimiento joven y sano de muchos cultivares.
La toxicidad por fósforo puede causar crecimiento achaparrado y leñoso; también limita
la disponibilidad de cobre, hierro y zinc (Urbina, 2000).
26
5.4.1.3 Potasio.
En la planta el potasio se encuentra neutralizando los ácidos orgánicos que resultan de
su metabolismo. Se sabe que disminuye la transpiración y aumenta la actividad
fotosintética, contrarrestando en parte los efectos de una falta de luz. (Urbina, 2000).
Investigaciones realizadas indican que el K es absorbido por las raíces pasiva y
activamente. Es constituyente de los tejidos estructurales de las plantas; se presenta
como una sal inorgánica. Es esencial para la producción y traslado de los carbonatos y
necesario en el proceso metabólico del nitrógeno (Navarro, 2000).
Los principales síntomas de deficiencias de potasio son: tallos más cortos, reducción
del vigor y de la producción. En algunos cultivares se observan brotes ciegos, necrosis
foliares y tallos débiles. Severas deficiencias de potasio pueden provocar una
inclinación del cuello asociada con un mal desarrollo de los vasos conductores en el
cuello del tallo además de necrosis de brotes y pedúnculos.
Los síntomas de toxicidad por potasio son los mismos que por excesos de sales,
clorosis, abscisión foliar, perdida de raíces y marchitamiento de tallos jóvenes (Urbina,
2000).
5.4.1.4 Calcio.
Entre sus funciones está neutralizar ácidos orgánicos que se forman en las plantas,
forma parte de las paredes celulares, está ligado íntimamente con el crecimiento de los
meristemos apicales y tiene relación estrecha con la formación de flores (Navarro,
2000).
Cuando existe deficiencia de calcio en la planta, las raíces son cortas, delgadas y
quebradizas, posteriormente se tornan negras y mueren. El primer crecimiento
vegetativo es reducido con una ligera clorosis internerval de las hojas más jóvenes que
27
llegan a ser deformes, las hojas más viejas, aunque turgentes son curvadas hacia abajo
y pierden su brillo, llegando a ser verde grisáceo. Los márgenes de las hojas van
cambiando de verde claro a amarillo y después a café. Eventualmente desarrolla un
color púrpura-violeta mate hasta convertirse en manchas café a lo largo de los
márgenes de los foliolos, estas manchas se unen para formar una gran mancha
necrótica.
La toxicidad por calcio afecta el pH y la disponibilidad de otros cationes. Por lo tanto los
síntomas de toxicidad serán los mismos de los elementos que son afectados (Urbina,
2000).
5.4.1.5 Magnesio.
La principal función del magnesio es que forma parte de la clorofila, por lo que es
esencial para la fotosíntesis. Es activador del sistema de enzimas, moviliza los
carbohidratos de las hojas al tallo y se acumula en las semillas (Navarro, 2000).
Los primeros síntomas de deficiencia de magnesio son: reducción en el crecimiento de
los tallos y foliolos: los márgenes de los foliolos de las hojas más viejas tienden a
enchinarse hacia abajo pero permanecen turgentes, retienen más clorofila que las
células cercanas a la raquis, formándose una banda verde a lo largo de los márgenes
de los foliolos. Aparecen manchas necróticas en ambos lados de la vena media y entre
las venas laterales de las hojas más viejas. La toxicidad por magnesio en rosal no ha
sido reportada (Urbina, 2000).
5.4.1.6 Azufre.
Participa en la biosíntesis de lípidos, clorofila, carotenos, y ácidos orgánicos. Interviene
en dos procesos esenciales para el metabolismo vegetal: la biosíntesis
de los
aminoácidos sulfurados cisteina, cistina y metionina, y a la formación del acetilcoenzima
A, eslabón básico de conexión entre la glucólisis y el ciclo de Krebs (Navarro, 2000).
28
La deficiencia de azufre aparece como una ligera clorosis internerval de crecimiento
terminal. Una severa deficiencia está caracterizada por una clorosis completa y un
acortamiento de los brotes y hojas más jóvenes.
La toxicidad por azufre puede ser debido a excesos de sulfatos en el suelo o por
excesos de bióxido de sulfuro y se producen síntomas típicos de deficiencia de oxigeno
como: la caída de las hojas más viejas después de una clorosis nerval (Urbina, 2000).
5.4.1.7 Manganeso.
Este elemento interviene en varios procesos metabólicos de la planta: destrucción de
azúcares, síntesis de vitamina C, formación de ciertos pigmentos, etc.
Los primeros síntomas de deficiencia de manganeso es una ligera clorosis internerval
en hojas jóvenes. Las áreas internervales y los márgenes de los foliolos llegan a ser
cloróticas mientras las áreas cercanas al raquis y venas laterales permanecen verdes.
Conforme la deficiencia avanza el foliolo entero llega a ser clorótico, a menudo las
nervaduras pequeñas permanecen verdes creando una apariencia de red.
Eventualmente desarrollan manchas necróticas en las puntas de los foliolos y las hojas
más viejas mueren y caen. Los síntomas de deficiencia de manganeso, zinc, hierro y
excesos de sulfato de amonio son fácilmente confundidos.
Los síntomas de toxicidad por manganeso son manchas negras en hojas maduras y
verdes, áreas necróticas en la corteza y una supresión del crecimiento terminal. (Urbina,
2000).
5.4.1.8 Hierro.
En las plantas es esencial para la formación de la clorofila. Cuando se presenta
deficiencias de hierro las hojas jóvenes llegan a ser cloróticas y las nervaduras
29
pequeñas permanecen verdes sobre una lámina amarilla. Conforme la deficiencia
avanza las hojas jóvenes incluyendo las venas, llegan a ser amarillo pálido o casi
blancas y pequeñas. El desarrollo de las flores es deforme cuando la deficiencia es
severa. Muchas deficiencias de hierro son funcionales, es decir que a pesar de que en
el suelo hay suficiente, la planta no lo asimila.
El crecimiento se retrasa por un exceso de hierro; mientras el cobre, zinc o manganeso
pueden ser deficientes cuando los niveles de hierro son altos (Urbina, 2000).
5.4.1.9 Cobre.
Las funciones del cobre están asociadas con un gran número de enzimas, ya sea como
activador o formando parte de ellas como grupo prostético. Al igual que el hierro, tiene
la capacidad de experimentar reducciones reversibles que le permiten intervenir en una
gran variedad de procesos redox (Navarro, 2000).
En las deficiencias de cobre las hojas jóvenes son estropeadas y presentan puntas
cloróticas; más tarde, el punto de crecimiento muere y las puntas de las hojas llegan a
ser necróticas, posteriormente hay desarrollo de brotes laterales cortos y necróticos.
Los síntomas de toxicidad por cobre en invernadero no han sido reportados.
5.4.1.10 Boro.
En la planta favorece el transporte de azúcares, influyen en el metabolismo de ácidos
nucléicos y en la síntesis protéica, formación de paredes celulares (lignificación) y está
relacionado con el metabolismo del nitrógeno (Navarro, 2000).
Las deficiencias de boro presentan pétalos con márgenes cafés y en algunos casos
necrosis en toda la flor, deformaciones a lo largo de los márgenes de los pétalos y en
algunos casos se presentan redes azuladas en los pétalos internos.
30
Los primeros síntomas de toxicidad por boro son una distintiva coloración café en los
dientes de los foliolos de las hojas viejas, el resto de las hojas permanece verde,
después aparecen manchitas internervales de forma irregular, que son rápidamente
seguidas por una clorosis, los foliolos caen separadamente dejando al raquis
enganchada a la planta. Las hojas más viejas son las primeras afectadas (Urbina,
2000).
5.4.1.11 Zinc.
Una de sus funciones principales es como activador enzimático de la enzima ureasa.
Los síntomas de deficiencia de zinc son muy similares a la deficiencia de cobre, el
punto de crecimiento muere y los brotes laterales son desarrollados, las deficiencias de
cobre y zinc pueden ocurrir simultáneamente.
Los primeros síntomas de toxicidad de zinc aparecen en las hojas más viejas con áreas
remojadas a lo largo del raquis y en otras nervaduras de los foliolos: estas áreas son
transparentes cuando las hojas están expuestas a la luz. Las áreas transparentes
permanecen verde claro, mientras el resto del foliolo cambia primero a amarillo,
después café, siguiendo una abscisión irregular de los foliolos. Muy frecuentemente las
puntas de los foliolos son de color café, la sección media amarilla se presenta entremezclada y con áreas transparentes verde claro, mientras la base del foliolo es verde
claro. La caída del follaje es únicamente después de que esté completamente café
(Urbina, 2000).
5.4.1.12 Molibdeno.
El molibdeno junto con el hierro forma la estructura de la enzima nitrogenasa. Los
síntomas de deficiencia son similares en muchas formas a síntomas de estrés por
humedad, siendo los más comunes: poco crecimiento, tallos florales débiles y hojas
secas desde los bordes además de puntas hacia lo ancho con necrosis. Para algunas
31
extensiones aparece un manchado violeta en partes vivas de la hoja. No se han
reportado síntomas de toxicidad por molibdeno (Urbina, 2000).
5.4.1.13 Cloro.
Diversas investigaciones señalan que en cloroplastos aislados, el Cl- es un cofactor
esencial en la fotosíntesis situando lugar de acción junto al Mn +2 en la fotolisis del agua,
a partir de la cual el fotosistema II se reduce por captura de los electrones liberados. El
Cl- favorece la turgencia de las plantas (ósmosis de las células), y actúa como
neutralizador de cationes (Navarro, 2000).
Los primeros síntomas de deficiencia son manchas en los márgenes de los foliolos de
las hojas más viejas de color café, púrpura o amarillo arena, posteriormente marchitez
de las hojas jóvenes por la perdida de la raíz y caída de las hojas más viejas (Urbina,
2000).
5.4.1.14 Oxígeno.
La deficiencia de oxigeno causa la caída de las hojas y clorosis de crecimientos nuevos,
el raquis y la nervadura lateral más larga llegan a ser cloróticas antes de la caída de las
hojas, algunas veces los foliolos caen primero dejando el esqueleto o ráquis (Urbina,
2000).
5.5 Plagas y enfermedades.
Hay muchas plagas de las plantas y trastornos fisiológicos reportados en las rosas de
invernadero, pero en cualquier localidad específica los problemas principales pueden
ser relativamente pocos.
32
5.5.1 Plagas.
El ácaro rojo de lunares es la plaga insectil más seria de las rosas de invernadero, que
frecuentemente se le llama araña roja. Las encontradas en los invernaderos son de
color rojo con dos puntos distintivos negros en la espalda de los adultos. El ciclo de vida
bajo condiciones de invernadero es de aproximadamente 12 a 14 días. Las hojas
infestadas con esta plaga muestran áreas manchadas. Finalmente la hoja se vuelve
café-amarillenta. Una infestación severa resulta en una caída prematura de la hoja.
Aspersiones con Agrimec cada 7 días es muy efectivo en el control de esta plaga.
Los trips se introducen a los botones florales en etapa cerrada y se alimentan de las
orillas de los pétalos, causando un color café y algo de deformación de los pétalos
conforme las flores se desarrollan, además los daños ocasionados propician la entrada
de hongos, esta plaga se controla con insecticidas elaborados con milbemectina (ver
Cuadro 6).
Cuadro 6.- Principales plagas y agroquímicos utilizados en su control.
Plaga y nombre comercial del
agroquímico
Araña roja (Tetranichus urticae)
Ingrediente activo
Dosis / 200 L.
Milbemectina
100 ml
Dimetoato
100 ml
Dimetoato
100 ml
Milbemectina
100 ml
Lannate
Metomilo
205 ml
Laverage
Imidacloprid
40 ml
Imidacloprid
100 g
Koromite
Perfekthion
Trips (Frankliniella spp.)
Perfekthion
Koromite
Pulgón (Myzus persicae)
Mosquita blanca (Bemisia tabaci)
Confidor
Fuente: Super Rosa Monrog S. de P. R. de R. L de C. V, 2006.
33
5.5.2 Enfermedades.
Muchas de las enfermedades de origen fungoso que atacan el follaje y tallos del rosal,
se pueden inhibir o prevenir manteniendo condiciones apropiadas del ambiente en
invernadero. Los programas de aspersiones de fungicidas pueden ayudar a reducir las
pérdidas por algunas enfermedades, pero su erradicación sería muy difícil si no se
corrigen las condiciones que favorecen el crecimiento del organismo causante de la
enfermedad.
Las principales enfermedades que pueden manifestarse en un invernadero son:
Cenicilla (Spharotheca pannosa).
Es la enfermedad más importante de las flores,
follaje y tallo, que los productores deben controlar. La enfermedad cubre de micelio
blanco al tejido joven de yemas, hojas, tallos y también espinas. Hay crecimiento
distorsionado y la apariencia desagradable hace a las flores no aptas para la venta.
Botrytis (Botrytis spp). La apariencia de la botrytis es de una masa gris, cuando las
esporas aparecen en las flores o tallos. Con frecuencia la infección forma un anillo
alrededor de la corteza del tallo y éste muere.
Peronospora (Peronospora Sparsa). Produce manchas moradas oscuras en las hojas
de crecimiento activo. Los cuerpos fructíferos se pueden ver en el envés de la hoja.
Estas caen ya sea como foliolos o como hojas completas. La alta humedad relativa u
hojas mojadas favorecen el crecimiento del patógeno. La presencia de la enfermedad
también se favorece si se cierran los ventiladores y no se calienta el ambiente durante
condiciones de nubosidad y alta humedad. La humedad relativa debe estar por debajo
del 85% en el invernadero (Larson, 1988).
En el cuadro 7, se presentan las principales enfermedades y agroquímicos utilizados en
su control.
34
Cuadro 7. Principales enfermedades y agroquímicos utilizados en su control.
Enfermedad y nombre comercial del Ingrediente activo
agroquímico
Cenicilla (Spharotheca pannosa)
Dosis / 200 L.
Folicur
Tebuconazole
100 ml
Kumulus
Azufre
200 g
Tatoo
Propamocarp
200 ml
RanMan
Cyazofamida
40 ml
K3
Cymoxanil
250 g
Sportak
Procloraz
100 ml
Captan 50
Captan
250 g
Zineb
Zineb
250 g
Peronospora (Peronospora sparsa)
Botrytis (Botrytis spp)
Fuente: Rancho Los Oyameles, 2006.
5.6 Diagnóstico nutrimental mediante el análisis foliar.
5.6.1 Análisis Foliar.
El análisis Foliar o de Tejidos Vegetales o análisis de Plantas, designado a veces como
análisis de las hojas, es la determinación del contenido elemental de minerales en
alguna parte determinada de la planta. El análisis de la planta como técnica de
diagnóstico, tiene una historia considerable de aplicación; recientemente se utiliza para
determinar el nivel nutritivo de las plantas, como base para determinar las necesidades
de cal, fertilizantes y otras enmiendas.
Entre los diversos objetivos que se proponen para analizar las plantas, el más frecuente
es la verificación de síntomas de deficiencias nutrimentales.
35
5.6.2 Origen del análisis foliar
El origen de la técnica de análisis foliar tiene su fundamento en la búsqueda de formas
de solucionar los inconvenientes nutricionales, pues es la planta la encargada de tomar
del suelo lo que necesite y manifestar a través de las hojas la oferta nutricional de su
entorno. En los años 50, el análisis foliar comienza a ser empleado en los Estados
Unidos. En su génesis figuran trabajos pioneros de relevancia nutricional, donde se
muestreó un gran número de plantaciones con buen rendimiento en variados tipos de
suelos y distintos tipos de hojas a lo largo del ciclo de crecimiento, hasta encontrar
aquella combinación que garantizara la menor variabilidad.
Las tablas de referencia o interpretación se caracterizaron por brindar un rango de
concentración para los macro y microelementos y fueron de suma utilidad en su
momento, cuando no existían suficientes conocimientos fisiológicos. Además el
panorama presente dista bastante de los de hace cincuenta años en aspectos
intrínsecos de la planta (nuevos portainjertos y variedades) y de manejo cultural como
sistemas de conducción, uso de reguladores de crecimiento, modernas técnicas de
riego, por citar a los más relevantes, factores que influyen directamente en la nutrición
mineral de la planta.
Los técnicos de laboratorio tienen a su alcance nuevos métodos analíticos y
sofisticados equipos como espectrofotómetros de absorción atómica y espectrógrafos
de emisión que pueden analizar 10 ó más elementos en cuestión de minutos. Un
número considerable de laboratorios en diferentes países del mundo prestan el servicio
de análisis foliar. La demanda de este servicio continuará creciendo a medida que la
investigación demuestre las oportunidades existentes en manejo nutricional durante
todo el ciclo de crecimiento.
36
5.6.3 Usos del análisis foliar.
1. Confirmar el diagnóstico de síntomas visibles en el campo.
2. Identificar problemas de “hambre escondida” cuando no aparecen síntomas
aparentes de deficiencia en la planta.
3. Localizar las áreas en los lotes de producción donde ocurren deficiencias de uno o
más nutrimentos.
4. Determinar si los nutrimentos aplicados han ingresado en la planta.
5. Conocer las interacciones entre varios nutrimentos.
6. Estudiar las funciones internas de los nutrimentos en la planta.
7. Sugerir análisis y estudios adicionales para identificar problemas particulares en la
producción del cultivo.
Al igual que en el análisis de suelo, una importante fase del análisis foliar es la
recolección de muestras. La composición de la planta varía con la edad, la parte de la
planta que se toma como muestra, la condición de la planta, la variedad, el clima y otros
factores. Por lo tanto, en este caso es también importante seguir las instrucciones que
permiten un apropiado muestreo foliar
La mayoría de los laboratorios proveen panfletos con instrucciones para muestreo foliar
de varios cultivos. En áreas con problemas se sugiere que se envíe una muestra de la
zona buena y otra de la mala para comparación. Debido a que la experiencia y el entrenamiento son vitales para la correcta recolección de muestras foliares pues con
frecuencia el muestreo lo conduce el técnico agrónomo de la parcela, un consultor o un
extensionista.
Actualmente, el análisis foliar está sujeto a extensa investigación por los especialistas
en nutrición vegetal. Existe todavía mucho por descubrirse acerca del uso del análisis
foliar como herramienta de diagnóstico. La constante investigación determina continuamente nuevos parámetros y establece nuevos estándares. Los datos de los análisis
37
foliares deben ser interpretados por técnicos entrenados en este campo y que conozcan
todos los factores involucrados en el uso adecuado de esta herramienta.
El análisis foliar se emplea para evaluar el estado nutrimental de las plantas e
indirectamente, la disponibilidad de nutrimentos en el suelo. Se puede medir la
concentración total de un elemento en la planta o una fracción de ésta (hojas y/o tallos).
El análisis de plantas se emplea principalmente para diagnosticar deficiencias
nutrimentales y como base para formular recomendaciones de fertilización para un
cultivar.
El órgano que se usa con mayor frecuencia con el propósito de diagnosticar el estado
nutrimental de los cultivos es la hoja, de ahí que también se le llame análisis de las
hojas. Otros órganos pueden ser de igual utilidad, como por ejemplo: los tejidos
meristemáticos nodales, los frutos más tiernos, etc. El análisis foliar requiere de
definiciones precisas en cuanto a la edad de la hoja a observar, orientación, altura,
posición, especie y, en ciertos casos, hasta de la hora del día en que se hace el
muestreo. La interpretación de los resultados requiere de una investigación previa para
establecer niveles de referencia.
El fundamento del análisis foliar es la relación existente entre la concentración de un
nutrimento en un órgano específico de la planta, colectado en un momento también
específico de su desarrollo y el rendimiento de ésta.
El análisis químico de planta es de particular ayuda para diagnosticar el estado
nutrimental de cultivos permanentes (frutales, forestales, viñedos), pero su utilidad para
cultivos anuales es limitada. La razón fundamental es que los ciclos de crecimiento de
estos últimos son muy cortos y el diagnóstico ocurre muy tarde en la vida de la planta.
Sin embargo, el análisis químico de plantas en especie anuales tiene amplio empleo,
pero con otros propósitos, como son medir la eficiencia del uso de los fertilizantes y
para definir indicadores de calidad, etc. (Etchevers, 2000).
38
5.7 Muestreo foliar de plantas
El valor del análisis foliar para diagnosticar y monitorear el estado nutrimental de las
plantas depende en gran medida del cuidado que se tenga al muestrear, manejo y
análisis del material reunido. Interpretaciones erróneas pueden ocurrir a menos que se
sigan los pasos adecuados para minimizar los errores en cada una de las fases del
muestreo.
Para las pruebas de diagnostico y en menor extensión para las de monitoreo, deben ser
consideradas como esenciales dos actividades antes de comenzar el muestreo:
entrevista con el productor y descripción de los síntomas de cultivo. Con el productor
deben precisar y analizar detalles del sitio y manejo del cultivo para obtener su punto de
vista del problema en su parcela. Además de dar respuesta a una serie de preguntas
respecto al cultivo y a las características del suelo.
La descripción de los síntomas en la planta es particularmente importante para las
pruebas de diagnóstico. El tipo y la localización de los síntomas en la parte aérea e
incluso en la raíz deben ser anotados cuidadosamente. Aunque los síntomas por si
solos pueden ser mal interpretados, especialmente donde más de un nutrimento esta
limitando la producción de los cultivos, estos pueden ayudar para eliminar aquellos
nutrimentos que están siendo suplidos en forma no adecuada.
Es extremadamente importante evaluar y anotar si las plantas afectadas están dañadas
por factores no nutrimentales (Vergara, 1992).
5.7.1 Colección de muestras representativas.
Muchos análisis de plantas han sido desarrollados y calibrados para su uso tanto en
agricultura extensiva como intensiva. Desafortunadamente muy pocos estudios han
establecido procedimientos de muestreo estadísticamente confiables para muchos
cultivos comerciales. Es ampliamente aceptado que el más grande error en los análisis
39
de plantas surge durante el muestreo, y que los errores asociados con la preparación
de la muestra y el análisis de laboratorio son, en comparación, usualmente menores.
El principal objetivo en cualquier programa de muestreo es colectar muestras que
representen satisfactoriamente la situación que está siendo examinada y colectar
suficiente material en cada muestra para realizar el análisis en el laboratorio (Vergara,
1992).
5.7. 2 Muestreo para diagnóstico nutrimental.
La recolección debe ser confinada dentro del área de cultivo donde se observen
problemas. La muestra debe reflejar la varianza en síntomas de la planta. Para
minimizar el efecto de la variabilidad natural, cada muestra compuesta debe ser
colectada dentro de una pequeña área uniforme.
Donde los síntomas y tamaño de las plantas varían apreciablemente, un cierto número
de muestras podrían ser tomadas sistemáticamente, de una pequeña área uniforme, la
cual caracterice la variabilidad observada. La comparación del análisis de las muestras
apareadas es útil muchas veces, especialmente donde los criterios de diagnóstico de
plantas son imperfectos. Tales comparaciones también ayudan a interpretar los
resultados de análisis de plantas completas.
En donde el cultivo está uniformemente afectado o donde un desbalance nutrimental
más o menos evidente está siendo confirmado con la ayuda del análisis de plantas, sólo
es necesario colectar una muestra compuesta.
Si las plantas han sido colectadas de áreas pequeñas uniformemente afectadas, las
cuales reflejan la variación observada en el vigor de las plantas, el tamaño de la
muestra será determinado por la cantidad de material para la determinación química.
Aproximadamente de 30 a 100 partes de planta deben ser colectadas sistemáticamente
y combinadas para una muestra compuesta.
40
El muestreo de diagnóstico es realizado mejor cuando los síntomas de desórdenes
nutrimentales han sido ya observados. Las plantas que han resistido largos períodos de
stress a menudo desarrollan desordenes nutrimentales inusuales y problemas
secundarios, tales como enfermedades. Cada muestra debe contener partes de la
planta de la misma edad fisiológica. Los tejidos de plantas deficientes y plantas sanas o
tejidos de edad cronológica o fisiológica variable no deben ser incluidos en una misma
muestra compuesta. Sin embargo, en algunos casos puede ser difícil satisfacer los
requerimientos
de
edades
fisiológicas
comparables,
identificando
las
partes
muestreadas necesita ser cuidadosamente anotada (Vergara, 1992).
La concentración de un elemento en la planta es el valor integrado de todos los factores
que han interactuado e influenciado el crecimiento y desarrollo de la planta. Es
importante señalar que aún en diferentes condiciones, se presentan y se mantienen las
relaciones entre los nutrimentos en los tejidos. El muestreo foliar es mas decisivo que el
muestreo de suelos.
5.7.3 Reglas a seguir al colectar muestras vegetales
La exactitud del análisis del tejido, depende de la precisión del procedimiento de la
colección de la muestra foliar. A continuación se presentan algunas reglas generales
que se aplican en la recolección de muestras foliares:
 Quien toma las muestras debe lavarse las manos antes de colectar o usar
guantes de plástico.
 No mezcle muestras de diferentes especies o variedades, Las
diferentes
especies y variedades tienen diferentes concentraciones de nutrimentos que son
considerados normales. Por consiguiente, si las muestras fueron mixtas, los
resultados del análisis no reflejan las necesidades reales del cultivo.
41
 Si un cultivo se encuentra en un terreno con diferentes clases de suelos, las
muestras deben colectarse por clase de suelo.
 Los cultivos que hayan recibido diferentes aplicaciones recientes o previas de
fertilizante no deberían estar combinados en una sola muestra.
 Evite muestrear plantas anormales, débiles o infectadas a menos que sean
reportados separadamente.
 A menos que se especifique, las muestras deberían constar de 100 hojas
colectadas al azar de plantas representativas en el área determinada de
muestreo, Seleccione hojas libres de insectos, enfermedades y daño mecánico.
(www.viticulture.hort.iastate.edu/info/pdf/leafsampling.pdf)
 No muestrear cuando las plantas se hallen bajo stress de agua o temperatura,
evitar muestrear plantas con problemas de inundación.
 Evitar muestrear órganos vegetativos después de floración ya que muchos
nutrimentos son retransferidos a órganos en desarrollo.
 Minimizar la contaminación de la muestra, en especial cuando se analicen
micronutrimentos.
 Estandarizar la hora de muestro para aquellos elementos cuya concentración se
sabe que tienen variación diurna (Vergara, 1992).
 Colocar las hojas colectadas en una bolsa de papel, e identificar las muestras
con el nombre, el cultivar, el número de muestra, para su referencia cuando se
reciben los resultados de la muestra. Algunos laboratorios pueden pedir
información sobre el crecimiento de la planta, el rendimiento, el programa de
fertilización y los productos usados en las aspersiones foliares.
42
 Realizar el muestreo en el mismo periodo climático preferiblemente en la época
seca cuando el contenido de los elementos es más estable.
 No debe permitirse el almacenamiento prolongado de las muestras vegetales.
 Hacer mapas e identificar cada área de muestreo para su futura referencia.
(www.viticulture.hort.iastate.edu/info/pdf/leafsampling.pdf)
5.7.4 Lavado de la muestra
Durante el período de muestreo, generalmente es mejor dejar que la naturaleza limpie
las hojas colectadas después de una lluvia fuerte y antes de la siguiente aplicación de
pesticida. Sin embargo, si las hojas están sucias, o han tenido recientes aplicaciones
foliares de fertilizantes, las hojas deben ser enjuagadas en una solución de detergente
suave, seguidos por dos de agua destilada. Las hojas deben ser lavadas en fresco, y el
procedimiento debe realizarse en menos que un minuto para minimizar la pérdida de
cualquier nutrimento. Después de enjuagar, el agua excedente debe ser sacudido de
las hojas, inmediatamente las hojas se secan con toallas de papel, y se acomodan en
una bolsa de papel para traslado al laboratorio.
(www.viticulture.hort.iastate.edu/info/pdf/leafsampling.pdf)
Después de transportar las muestras al laboratorio estas deben ser almacenadas en
refrigeradores a 5°C para minimizar pérdidas respiratorias y deterioros (Vergara, 1992).
5.7.5 Parte apropiada para muestrear.
Para muchas especies se especifica cual es la parte de la planta que debe muestrearse
para el análisis. Por ejemplo, las hojas jóvenes, la hoja bandera, los pecíolos, etc. Esas
partes de la planta, de edad fisiológica conocida, son especialmente sensitivas al
abasto de nutrimentos y a menudo se prefiere analizar estas partes que la planta
completa (Vergara, 1992).
43
El muestreo de plantas enteras puede dar como resultado errores importantes, por lo
que es mejor muestrear sólo ciertas partes de la planta.
Cuando se realiza un muestreo es necesario conocer, mediante estudios previos, que
hoja u hojas deben ser muestreadas, y evitar que estas presenten daños por plagas,
enfermedades o estén rotas, lo cual ocasiona amplia variación en los contenidos
nutrimentales (Vergara, 1992).
5.7.6 Muestreo foliar en rosa de corte.
5.7.6.1 Tipo de órgano a muestrear.
Para el muestreo de diagnóstico en rosa se toman hojas del tercio basal del T1; estas
reflejan mejor las deficiencias así como la acumulación o exceso de nutrimentos. Para
un muestreo pronóstico se toman la segunda hoja de cinco foliolos bajando, es decir del
tercio superior cuando el botón esté en tamaño de un garbanzo.
(http://www.drcalderonlabs.com/Metodos/Analisis_Foliar/MetodosdeMuestreo/Muestreo
FoliarenRosa.htm)
Figura 2.- Partes que componen un rosal.
44
5.7.6.2 Edad de la planta.
Las plantas se pueden muestrear en cualquier edad, pero hay que recordar que la edad
de la hoja es muy importante así que: se deben tomar hojas cuando el botón este en
tamaño comprendido entre mostrando color y punto de corte.
Cuando sea necesario muestrear hojas de edades más jóvenes se debe anotar la edad
de los tallos (T1) en algunas observaciones.
(http://www.drcalderonlabs.com/Metodos/Analisis_Foliar/MetodosdeMuestreo/Muestreo
FoliarenRosa.htm)
5.8 Métodos de diagnóstico foliar.
En la mayoría de los casos, una vez que se ha tomado la muestra foliar y se ha
analizado por medio de los métodos analíticos estándar, la interpretación de resultados
es apoyada en los conceptos como la concentración en la materia seca, valores
estándar y críticos, balance de nutrimentos, proporciones entre nutrimentos, etc.
Otra alternativa para el diagnóstico nutrimental es la metodología DRIS (Diagnostic and
Recommendation Integrated Sistem), formulada y descrita por Beaufils (1973).
Más recientemente, nuevos conceptos interpretativos como Valor Estándar Regional
(RSV), Rango Critico Nutrimental (CNR), Nivel Crítico Nutrimental, Nivel Crítico
Deficiente (CDL), y Nivel Crítico Toxico (CTL) han sido aplicados, aunque su uso aún no
ha sido generalizado. Estas técnicas de interpretación de análisis foliar tienen muchas
limitaciones (Jones Jr, 1991).
A continuación se detallan algunos conceptos básicos sobre varios métodos de
diagnóstico nutrimental foliar.
45
5.8.1 Niveles críticos y rangos de concentración.
Los principales criterios para la interpretación de los análisis de tejido vegetal son el
nivel crítico de deficiencia y toxicidad y los rangos de concentración.
Se define como nivel (valor o concentración) crítico de deficiencia de la parte
especificada, la concentración de un nutrimento en particular, determinada en
condiciones experimentales, donde todos los factores de crecimiento se encuentran en
un nivel óptimo, que se asocia con un valor predeterminado del rendimiento (o calidad)
máximo. Este valor predeterminado corresponde a 90 ó 95 % del rendimiento máximo y
está comprendido dentro del rango bajo o marginal. La concentración nutrimental de un
cultivo siempre deberá mantenerse ligeramente arriba del nivel crítico.
El nivel (valor o concentración) crítico de toxicidad es el que se asocia con una
reducción, por exceso nutrimental y es de 5 a 20 % del rendimiento máximo.
Los rangos de concentración se han dividido en deficiente, bajo o marginal, adecuado o
suficiente, alto y tóxico o excesivo, Según se define cada uno (Etchevers, 2000).
Deficiente. Es el rango de concentración, en la parte especificada, que se asocia con
síntomas visibles de deficiencia en plantas y con una severa reducción del crecimiento y
producción. Cada vez que se encuentren valores en este rango es preciso tomar
medidas correctivas inmediatas.
Bajo o Marginal. Este es el rango de concentraciones, en la parte especificada que se
asocia con una reducción del crecimiento y producción, pero en el cual la planta no
muestra síntomas visibles de deficiencia. Cuando se observan niveles de este tipo, es
preciso efectuar algunos cambios en las prácticas de fertilización. Sin embargo, para
ciertos cultivos pudiera ser conveniente operar en este nivel, por ejemplo en el caso de
las flores.
46
Adecuado o Suficiente. Dentro de este rango de concentración, en la parte
especificada,
los cambios que ocurren no provocan aumentos o disminución del
crecimiento y producción. Esta clase también se conoce como intermedia, normal, o
satisfactoria. Si los valores de un análisis de planta caen en este rango no es necesario
realizar ningún cambio en las prácticas de fertilización.
Alto. Esta clase representa el rango de concentración, de la parte especificada,
comprendido entre el rango adecuado y tóxico o excesivo. En algunos cultivos esta
clase
puede definirse objetivamente por su asociación con una tendencia hacia la
producción de calidad o vigor indeseables. El uso de fertilizantes en las plantas que
muestren concentraciones nutrimentales en este rango debe reducirse o suspenderse
hasta que éstas se establezcan en el rango adecuado o suficiente.
Tóxico o Excesivo. La presencia de concentraciones tóxicas de un nutrimento, en la
parte especificada, se asocia generalmente con síntomas de toxicidad y algunas veces
con
reducción en el rendimiento y casi siempre con reducción de calidad y vigor
excesivo. Cuando se encuentran valores en este rango, es preciso tomar medidas
correctivas inmediatas tales como: suspensión de la fertilización y aplicación de láminas
de lavado (Etchevers, 2000).
5.8.2 Valores estándar
Consiste en conocer, mediante el análisis foliar de muestras representativas de
poblaciones de alto rendimiento, cuáles son las concentraciones nutrimentales y contra
esas, consideradas óptimas, comparar los resultados de otras plantas, obteniendo así
un panorama que permite apreciar cuáles nutrimentos están en exceso y cuáles en
deficiencia. El que hace el diagnóstico debe tener en mente que para términos como
niveles de valor crítico, rango de suficiencia, rango deficiente, deficiencia, toxicidad,
valores estándar. etc., en la mayoría de los casos, no hay una definición clara de los
términos y no son utilizados de manera semejante por diversos intérpretes. Un ejemplo
de valores estándar se muestra en el Cuadro 8:
47
Cuadro: 8.- Valores estándares usados para diagnósticos en fruticultura según
Kenworthy, 1965.
Nutrimento Manzana Cereza Durazno Uva
Arándano
N
2,33
2,95
3,87
0,82
1,98
K, %
1,53
1,67
1,68
2,01
0,53
P, %
0,23
0,25
0,26
0,2
0,16
Ca, %
1,4
2,09
2,12
1,75
0,74
Mg, %
0,41
0,68
0,67
0,44
0,28
Mn, ppm
98
150
151
650
168
Fe, ppm
220
203
166
30
150
Cu, ppm
23
47
18
23
15
B, ppm
42
50
48
41
49
Zn, ppm
ð
ð
ð
30
20
5.8.3 Índices de Kenworthy.
En este método, para medir la “distancia” que tiene cada nutrimento determinado en
una muestra foliar con respecto a un valor estándar, se convierte la concentración del
mismo en la muestra en un porcentaje o proporción del valor estándar y dado que este
valor estándar tiene asociado un cierto coeficiente de variación, se hace necesario
realizar ciertos ajustes a los porcentajes calculados, estos valores ajustados o
corregidos se le llama índices de balance (Kenworthy, 1965).
Los cálculos se realizan con información y las formulas siguientes:
X = Valor de la muestra.
S = Valor estándar.
P = Porcentaje del estándar.
V = Coeficiente de variación
I = Influencia de variación. .
B = Índice del balance.
48
Si X < S.
Si X > S.
1.- (X / S) * 100 = P
1.- (X / S) * 100 = P
2.- (100 - P) * (V / 100) = I
2.- (P - 100) * (V / 100) = I
3.- P + I = B
3.- P - I = B
A manera de ejemplo se utilizan los datos del Cuadro 9
Cuadro 9.- Datos de durazno
Elemento
S
CV
X
N
3.87
15.6
2
P
0.26
12
0.17
K
1.68
9.1
2.1
Ca
2.12
21.8
2.2
Mg
0.67
21.6
0.21
Mn
151
27.6
110
Fe
166
30.6
130
Donde S= valor estándar; CV= coeficiente de variación de S; X= valor de la muestra.
Como X < S
BN = P + I
P = (X/S)*100  P = (2.0/3.87)*100  P = 51.6
I = (100-P)*(CV/100)  I = (100-51.6)*(15.6/100)  I = 7.55
BN = 51.6 + 7.55 = 59.15
De manera similar para: BP, BK, BCa, BMg, BMn y BFe
Obteniéndose finalmente los siguientes índices para cada nutrimento:
BN= 59.15 BP= 69.53 BK= 122.7 BCa= 102.17 BMg= 46.17 BMn= 80.3 BFe= 84.96
49
Valores que pueden ser graficados en la Carta de Índices de Balance de Kenworthy
para obtener un panorama general del estado nutrimental del cultivo ejemplificado
(Figura 3):
Figura 3.- Carta de Índices de Balance de Kenworthy
Pudiendo apreciarse cuáles elementos están en deficiencia o exceso. Los valores
obtenidos pueden ordenarse de menor a mayor para obtener un Orden de
Requerimiento Nutrimental (ORN): Mg>N>P>Mn>Fe>Ca>K, para este caso
5.8.5 Sistema integral de diagnóstico y recomendación (DRIS).
El sistema integral de diagnóstico y recomendaciones fue desarrollado para determinar
la fertilización y otros tratamientos requeridos por un cultivo, en un sitio dado. Para
lograr la máxima producción hay que superar las limitaciones impuestas por la planta, el
suelo y el ambiente, por lo que se hace necesario un diagnóstico que integre todos
esos factores y esto es lo que pretende el DRIS (Beaufils, 1973).
La correlación entre la planta, el suelo y los factores ambientales, como su relación con
la producción se estudia independientemente. Puesto que se conoce que cualquier
50
factor
tiene una influencia en la producción, éstos deben ser estudiados lo más
completo posible para poder utilizar la información con fines de diagnóstico y de
recomendación. En segundo lugar, es esencial caracterizar el papel que desempeña
cada uno de los componentes o factores que influyen en el proceso de producción, Los
componentes que constituyen entre el suelo y la producción se ilustran a continuación:
i.
Propiedades del suelo  respuesta de la planta  producción.
ii.
Condiciones climáticas  respuesta de la planta  producción.
iii.
Prácticas agrícolas  respuesta de la planta  producción.
iv.
Respuesta del suelo  Condiciones climáticas  Prácticas agrícolas 
respuesta de la planta  producción.
El sistema DRIS caracteriza los componentes anteriores en términos de índices que se
derivaron como funciones comparables de la producción. Estos índices no solamente
permiten una clasificación de los elementos limitados, también se incorpora el concepto
del balance en el sistema. Para el suelo, la planta y los parámetros ambientales estos
índices constituyen un sistema de normas evaluadas que se pueden utilizar para el
diagnóstico y recomendación (Sumner, 1977).
Los índices para el suelo, las condiciones climáticas y las prácticas agrícolas indican
qué se ofrece o no a una planta. Por otra parte, los índices simplemente indican el
grado del nutrimento y el equilibrio en la planta lo cual uno puede establecer qué es lo
que requiere la planta en un sitio. Los índices que la planta tiene no dan una indicación
de la cantidad de un elemento que se deba agregar al suelo, pues la respuesta de la
planta es una función de las características del suelo y de la respuesta del suelo a los
tratamientos (Sumner, 1977).
El uso completo y correcto del sistema de los índices calibrados permitirá establecer la
práctica o el tratamiento más apropiado para cada caso. Aunque el uso del tratamiento
más apropiado aumentara la producción obtenida o una eficiencia en la producción, se
51
debe considerar a los factores incontrolables que pueden hacer una limitación para el
éxito (Beaufils 1973).
5.8.5.1 Establecimiento de las normas para N, P, K en hojas
En el del desarrollo de las normas del DRIS se ha implicado un considerable gasto de
tiempo y de dinero, debido a que este método requiere gran cantidad de muestras
foliares desde altos hasta bajos rendimientos. Para muchos cultivos los datos de los
investigadores están parcialmente disponibles, por lo que las normas del DRIS puedan
usar y desarrollarse ahora más rápido y a menor costo.
5.8.5.2 Normas de cálculo
Se requiere tener disponible una gran cantidad de muestras foliares de un cultivo
abarcando toda la variabilidad posible (provenientes de poblaciones desde bajos hasta
altos rendimientos).
La población se divide en dos subpoblaciones A de bajos rendimientos y B de altos
rendimientos. Pudiéndose usar el criterio siguiente para separar subpoblaciones de alto
y bajo rendimiento
Rendimientos bajos = Media – Desviación estándar.
Altos rendimientos = Media + Desviación estándar.
Se hace una prueba de Xi2 para comprobar que se tienen una población distribuida
normalmente, si la Xi2 en la prueba no sale una población normal se hacen más
muestreos.
Para cada subpoblación se expresan todas las relaciones nutrimentales posibles (por
ejemplo n/p, n/k, etc.).
52
Se calcula para cada relación nutrimental en ambas subpoblaciones la media (X), la
desviación estándar (SD), el coeficiente de variación (CV) y la varianza (S), relación de
varianzas (R.V.) para cada relación nutrimental, dividiendo la varianza obtenida para la
relación nutrimental en la población de bajo rendimiento entre la varianza
correspondiente a la subpoblación de alto rendimiento.
Se seleccionan las relaciones nutrimentales de mínima varianza que son las que se
usarán como normas y, por convención, se expresan con letras minúsculas.
Se calcula los índices DRIS para los nutrimentos de interés.
5.8.5.3 Calculo de los índices de N, P y K
Los índices de NPK se calculan usando las ecuaciones siguientes:
 f  A / B   f  A / C   f  A / D   f E / A  ...  f  A / N 
IA  

Z


Donde: A, B, C, D, E, y N simbolizan nutrimentos.
Z = es el numero de funciones que están interviniendo en el cálculo.
La función es (+) si el elemento A es dividendo. Y (-) si es divisor.
Por ejemplo.
 f N / P   f N / K 
Indice.de.N   

2


 f  N / P   f K / P  
Indice.de.P  

2


Dónde:
 A / B  10
 1 *
si ( A / B) > (a / b) y
f ( A / B) = 100
 a / b  CV
 a / b  10
si ( A / B) < (a / b) ,
f ( A / B) = 1001 
*
 A / B  CV
53
(a / b) es el valor promedio de la relación de mínima varianza para esos nutrimentos
(A/B) es la relación de nutrimentos obtenida para una cierta muestra
CV = coeficiente de variación de la norma correspondiente.
Las normas de diagnóstico desarrolladas por cualquier método se deben sujetar a
pruebas que demuestren su capacidad para hacer diagnósticos y recomendaciones y
que realmente tengan la posibilidad de aumentar la producción.
Las normas del DRIS para maíz, caña de azúcar, papas, soyas y caucho se han
sujetado a tal prueba y son válidas universalmente.
Ventajas del sistema DRIS
 El sistema puede ser usado independientemente de la especie y de la edad de
las plantas muestreadas. Esto es importante para aproximarse al valor crítico.
 El sistema de DRIS puede dar relativamente en orden los elementos requeridos
por la planta.
 Se pueden distinguir los efectos de tratamientos apropiados e inadecuados.
Se debe recordar que todos los sistemas de diagnóstico pueden fallar cuando se
desconocen los factores incontrolables e inesperados han marcado efectos sobre la
producción. Por lo tanto, siempre habrá casos donde el sistema DRIS falla pero esta
falla no es necesariamente del sistema (Summer 1977).
5.8.6 Desviación del óptimo porcentual (DOP)
El método DRIS tiene algunas ventajas adicionales sobre otros procesos tradicionales,
algo semejante como el valor crítico, para la elaboración de programas de fertilización y
para evaluar rendimiento y/o respuestas de crecimiento para los aportes de fertilizante
54
(Beverly et.al 1984). Sin embargo, las ventajas del método DRIS sobre las técnicas
tradicionales para análisis foliar no son tan evidentes (Jones Jr., 1991).
Estas consideraciones han inducido a buscar una metodología nueva para la
interpretación de análisis foliares y el diagnóstico que le podría proveer información en
los aspectos cualitativos y cuantitativos de nutrición.
La metodología DOP toma en cuenta la evaluación simultánea, en una misma prueba,
de las concentraciones de varios nutrimentos, el orden, balance nutritivo y las
concentraciones de elementos limitantes (Montañés, 1991).
5.8.6.1 Definición, características y cálculo del Índice DOP.
Para interpretar los datos analíticos y realizar un diagnóstico correcto de una situación
nutritiva dada, hay que tener valores de referencia confiables. Para buscar nuevas
posibilidades de diagnóstico foliar, se han aplicado un número de metodologías
diferentes de cálculo del estado nutrimental de los cultivos.
Los diferentes índices interpretativos han sido comparados, usando varios parámetros
(las concentraciones, las relaciones, los balances, etc.), tratando de encontrar técnicas
que conduzcan un diagnóstico correcto.
El índice DOP (Desviación Porcentual del Óptimo) es definido como la desviación
porcentual de la concentración de un elemento (en % en base a la materia seca) con
relación al contenido óptimo tomado como el valor de referencia (Montañés, 1993).
El índice DOP se calcula aplicando la siguiente fórmula:
 C 100 
  100
DOP  
 Cref 
55
Donde C es la concentración de un nutrimento dado, obtenido en el análisis de
laboratorio, expresada como el porcentaje en base a la materia seca, y Cref es la
concentración óptima de nutrimento para las mismas condiciones, también como
porcentaje en base a la materia seca.
Calculando los índices DOP, para cada uno de los nutrimentos incluidos en el estudio,
se tendrá una descripción precisa del estado nutrimental de la planta. El índice DOP
también permite ordenar de manera precisa los nutrimentos indicando cuándo están en
exceso o deficientes y cuando el nivel de nutrición es adecuado. La interpretación de
los índices DOP requiere dos reglas:
 El valor absoluto de un índice DOP indica la importancia o la severidad de una
situación anómala. Por consiguiente, cuando un elemento está en su
concentración óptima, el índice DOP para este elemento es igual a cero. Un valor
absoluto grande en un índice DOP, indica una desviación grande de la condición
óptima.
 Para cualquier elemento, un índice negativo DOP indica que existe una situación
de déficit, y un índice positivo se indica un exceso.
Con el fin de ilustrar la metodología de cálculo para el índice DOP, se desarrolla un
ejemplo práctico a continuación:
Suponiendo que la concentración óptima de los cinco nutrimentos principales para un
cultivo dado son: 3.00% N, 0.25% P, 4.00% K, 2.00% Ca, y 0.80% Mg,
que las
concentraciones de una muestra foliar del mismo cultivo son:: 2.25% N, 0.25% P, 3.40%
K, 2.40% Ca, y 0.84% Mg, aplicando la fórmula general se obtienen los siguientes
índices DOP:
DOPN ((2.25 x 100)/3.00) - 100 = - 25
DOPP ((0.25 x 100)/0.25) - 100 = 0
DOPK ((3.40 x 100)/4.00) - 100 = - 15
DOPCa ((2.40 x 100)/2.00) - 100 = +20
DOPMg ((0.84 x 100)/0.80) - 100 = +5
56
Por consiguiente, N y K son considerados como deficientes (índices -25 y -15,
respectivamente), mientras que el contenido de P es óptimo (índice DOP = 0), y Mg y
Ca están en exceso (índices DOP +5 y +20, respectivamente).
El orden limitante de los elementos, mejor dicho, el orden de requerimiento de
fertilización será: N > K> P> Mg> Ca.
La información contenida en los índices DOP permite diseñar un programa de
fertilización para lograr un máximo rendimiento. Usando el método DOP, para el
ejemplo, recomendaríamos un programa de fertilización para incrementar los niveles
actuales de N y K, mantener la concentración existente de P y reducir los niveles de Ca
y Mg (Montañés, 1993).
5.8.7 Evaluación de las capacidades interpretativas del sistema DOP
comparadas con la metodología DRIS.
Hasta la fecha, la técnica DRIS ha sido el único método disponible para interpretar un
análisis foliar del los cultivos estableciendo un orden relativo de limitación entre los
elementos analizados.
Por esta razón es de interés contrastar este orden cuando se aplica a la misma muestra
la metodología DOP.
Como resulta en algunos ejemplos, la metodología DOP da el mismo orden relativo de
limitación nutrimental que se ha obtenido con la metodología DRIS. Además, el índice
DOP indica no sólo los nutrimentos, sino que también las cantidades relativas de èstos,
señalando cuáles elementos pueden ser considerados deficientes (signo negativo) o
exceso (signo positivo) y su concentración óptima (DOP = 0). Consecuentemente,
debería implementarse programas de fertilización basados en esta interpretación, para
57
alcanzar el estado nutritivo óptimo deseable conduciendo a rendimientos máximos
(Montañés 1993).
5.8.7.1 DOP contra DRIS: interpretación de desbalances
Algunos autores han usado como parámetro interpretativo, dentro de la metodología
DRIS, a la suma de los valores absolutos de los índices de los nutrimentos, el llamado
Índice de Desbalance Nutrimental (IDN), como un valor que representa el efecto de
todos los factores sobre el rendimiento, pero
otros autores han señalado que los
factores que influencian el rendimiento no pueden ser integrados de esta manera en la
metodología de cálculo para los índices DRIS. En el caso de DOP, un mismo índice
puede estar derivado de situaciones muy diferentes. Por ejemplo, la suma de índices
DOP = 50 puede originarse de un elemento con un DOP = +50 o -50 y el resto con un
DOP = 0, de dos elementos con un DOP = +25 o -25 y el resto con un DOP = 0, etc.
Claramente la interpretación será muy diferente para cada caso.
5.8.7.2 DOP contra DRIS: respuestas al cambio nutrimental
Cualquier índice DOP indica inequívocamente el estado nutritivo de un elemento,
mientras que los índices DRIS son “mixtos” y por consiguiente pueden cambiar cuando
el contenido de otro elemento cambie.
Para conocer realmente cómo el Índice DOP y DRIS reflejan el estado nutritivo de una
muestra foliar, las principales diferencias podrían ser observadas entre la respuesta del
DOP y DRIS para modificaciones en el contenido de nutrimentos. Por ejemplo, e
inversamente para lo que ocurre con los índices DRIS, el índice DOP es siempre cero
cuando el elemento analizado está en la concentración óptima. También, optimizar un
índice DOP no afecta el índice de los elementos restantes. Sólo cuando todos los
elementos han sido llevados a su valor óptimo los índices (DRIS y DOP) son igual a
cero. Sin embargo, el orden de limitación encontrado es siempre idéntico en ambas
metodologías.
58
Una de las mayores ventajas de usar el índice DOP puede ser claramente apreciada, al
analizar las consecuencias de una interpretación basada en esta metodología en
comparación con lo inferido por el método DRIS. Por ejemplo, Ca y Mg son óptimos,
aunque el orden de limitación es lo mismo para DOP y DRIS (Mg>Ca>N>P>K), las
recomendaciones prácticas serían muy diferentes. La metodología DOP indica que K,
P, y N están en concentraciones de exceso (K>P>N), mientras que Ca y Mg están en
concentración óptima. Por otra parte, el método DRIS daría un orden de limitación:
Mg>Ca>N>P>K. Por consiguiente, el método DRIS recomendaría un incremento en el
suministro de magnesio y de calcio aunque los contenidos de Ca y Mg sean óptimos.
Además, el sistema DOP, al estar más acorde con la situación real, recomendaría
disminuir las adiciones de N, P y K.
Otra ventaja del índice DOP sobre la metodología DRIS es que DOP refleja la
intensidad y cantidad de nutrimento necesario en la nutrición de los cultivos. Esto puede
ser visto claramente en el cuadro 10:
Cuadro10.- Comparación entre DOP y DRIS en tres casos teóricos.
Suposición
(a)
(b)
(c)
N
P
K
Ca
Mg
Contenidos
3.32
0.16
2.58
2.05
0.82
DRIS
0
0
0
0
0
DOP
0
0
0
0
0
Contenidos
4.98
0.24
3.87
3.08
1.23
DRIS
0
0
0
0
0
DOP
+50
+50
+50
+50
+50
Contenidos
1.66
0.08
1.29
1.03
0.41
DRIS
0
0
0
0
0
DOP
-50
-50
-50
-50
-50
(a) = corresponde a valores óptimos.
(b) = corresponde a valores óptimos incrementados en un 50%.
(c) = corresponde a valores óptimos disminuidos en un 50%.
Fuente: Montañés, 1993
59
En resumen se tienen los índices DOP y los índices DRIS en tres pruebas teóricas de
análisis foliar para melocotonero, (a) con el nivel óptimo de N, P, K, Ca, y Mg, otro (b)
con un incremento de concentración de 50 % y (c) donde los contenidos de nutrimento
han sido disminuidos a la mitad del nivel óptimo. En los tres casos la técnica DRIS
indicaría un estado nutritivo simétrico (índice DRIS igual a cero). Sin embargo, el
sistema DOP recomendaría mantener el estado nutrimental actual en la primera prueba,
disminuir el suministro de los cinco nutrimentos que se encuentran en exceso en la
segunda prueba, y aumentar los niveles actuales de los cinco elementos en la tercera
prueba.
Inversamente a lo que ocurre con la técnica DRIS, pueden convertir los índices DOP al
contenido de nutrimento original, y por consiguiente puede usar cualquier información
disponible como son: los valores estándar y críticos, balances de nutrimentos,
relaciones de nutrimentos, etc.
5.8.6 Análisis foliar con rangos estandarizados (PASS).
El sistema híbrido PASS, tiene 2 secciones, una basada en un índice del nutrimento
independiente (INI) aproximado, y otra basada en un índice del nutrimento dependiente
(DNI) aproximado. Usa dos variantes de una fórmula simple para ubicar los índices
nutricionales en ambas secciones sobre la misma escala que usa el DRIS. La ecuación
es una adaptación de la fórmula de rangos estandarizados encontrada en muchos
textos estadísticos; de ahí el nombre de PASS.
5.8.6.1 Índice del nutrimento independiente (INI).
Este índice es similar al que se usa en los rangos de suficiencia. Sin embargo, en lugar
de determinar directamente el estado nutrimental, se calcula un índice basado en la
fórmula de rangos estándares:
60
SSi 
F (CI  M )
 (1)
SD
Donde SSi, es el rango estandarizado de la observación i, Ci, es la concentración del
nutrimento en la observación i, M es la media de la población estimada, SD es la
desviación estándar de la población y F es el factor escala.
M como desviación estándar se aproxima al nivel critico; si fuera así entonces; M=nivel
critico+ SD. Sustituyendo el nivel crítico + SD por M en la ecuación (1) y arreglando los
términos dados se obtiene la fórmula del PASS INI:
INIi ,k 
F (Ci ,k  CLk )
 F  (2)
SDk
Donde, para k = 1 para n nutrimento, INIi,k es el INI para la muestra i y el nutrimento k,
Ci,k es la concentración del nutrimento k, SDk es al desviación estándar del nutrimento k,
y F es un factor de escala.
5.8.6.2 Índice del nutrimento dependiente (DNI).
Similar al DRIS, en donde los rangos de los nutrimentos son calculados y comparados
con sus valores óptimos. Sin embargo hay dos grandes diferencias; la primera es que
los rangos estandarizados son calculados para cualquier nutrimento.
El DNI es calculado tomando la media aritmética de los rangos estandarizados. El signo
se usa como en el DRIS: por ejemplo el rango estandarizado es positivo si el nutrimento
para el cual fue calculado el índice aparece en el numerador del rango y negativo si
aparece en el denominador.
61
VI. MATERIALES Y MÉTODOS
6.1 Región de estudio
La zona de estudio es la región florícola, que se encuentra en la parte central del
municipio de Villa Guerrero Estado de México.
6.1.1 Características de la región
6.1.1.1 Localización
El municipio de Villa Guerrero, se localiza en las laderas australes de la Sierra Nevada
de Toluca, ubicada aproximadamente entre los 18° 34’ y 19° 05’ de latitud norte; y los
99° 36’ y 99° 46’ de longitud occidental.
Colinda hacia el norte con Zinacantepec, Toluca, Calimaya y Tenango del Valle; hacia
el oriente, con los municipios de Tenancingo y Zumpahuacán; al sur con Ixtapan de la
Sal; y al occidente con el mismo Ixtapan de la Sal y con Coatepec Harinas, según se
muestra en la Figura 4:
Figura 4.- Localización de Villa Guerrero.
62
6.1.1.2 Extensión territorial
Su extensión territorial abarca 267.8 kilómetros cuadrados.
6.1.1.3 Orografía
El territorio municipal de Villa Guerrero, presenta diversos niveles altimétricos que van
desde los 3,900 msnm, descendiendo en forma longitudinal de norte a sur, sobre
numerosas cañadas y barrancas, hasta el lecho del río San Jerónimo, el que se ubica a
los 1,420 msnm., la altitud media es de 2,660 msnm. Su cabecera se sitúa a los 2,140
msnm.
Las principales montañas del municipio son El Cerro Cuate o de Cuaximalpa, con una
altitud de 3,760 msnm, seguido por el Cerro Cuexcontepec de 3,330 msnm.
6.1.1.4 Hidrografía
El municipio da origen en su territorio a numerosos arroyos y ríos que en su conjunto
forman parte de la cuenca del Alto Balsas; destacan por su importancia el río Grande o
Texcaltenco, el río Chiquito de Santa María, el río San Gaspar, el arroyo Los Tizantez,
el Tequimilpa, el río Cruz Colorada o San Mateo y el río Calderón.
6.1.1.5 Clima
Villa Guerrero posee un extraordinario clima en el que predomina el templado,
subhúmedo con lluvias en verano e invierno benigno. Su temperatura máxima es de 39°
C y la mínima es de 2° C. Su temperatura media en el mes más frío es inferior a 13°C
pero superior a -3°C, por lo que según el sistema de clasificación de Köppen se le
considera como del tipo Cw, su temperatura media anual, oscila alrededor de los
18.8°C, la precipitación oscila entre 900 a 1200 mm.
63
6.1.1.6 Suelos
Las características de los suelos del municipio se encuadran dentro de las siguientes
unidades; Feozem, Cambisol éutrico y Andosol Húmico. Que a continuación se
describen.
Feozem: El término se deriva del vocablo griego "phaios" que significa oscuro y del ruso
"zemlja" que significa tierra, haciendo alusión al color oscuro de su horizonte superficial,
debido al alto contenido en materia orgánica.
El material original lo constituye un amplio rango de materiales no consolidados;
destacan los depósitos glaciares y el loess con predominio de los de carácter básico.
El perfil es de tipo Ah/B/C el horizonte superficial suele ser menos oscuro y más
delgado que en los Chernozem. El horizonte B puede ser de tipo Cámbico o Árgico.
Los Feozems soportan una vegetación de matorral o bosque, si bien son muy pocos.
Son suelos fértiles y soportan una gran variedad de cultivos de secano y regadío así
como pastizales. Sus principales limitaciones son las inundaciones y la erosión
(FitzPatrick, 1980).
Cambisol: El término se deriva del latín "cambiare" que significa cambiar; indicando los
cambios en color, la estructura y consistencia que resultan de la intemperización.
Cambisol éutrico: tiene un horizonte A ócrico y una saturación de bases del 50% o
más en un espesor de entre 20 y 50 cm. de las superficie, pero que a esa profundidad
no son calcáreos. El perfil es de tipo A/B/C. El horizonte B se caracteriza por una débil a
moderada alteración del material original, por la ausencia de cantidades apreciables de
arcilla, materia orgánica y compuestos de hierro y aluminio, de origen iluvial.
(FitzPatrick, 1980).
64
Andosol: El término se deriva de los vocablos japoneses "an" que significa negro y "do"
que significa suelo, connotativos de suelos formados de materiales ricos en vidrio
volcánico y que por lo común tienen un horizonte superficial oscuro.
Los suelos del área de estudio corresponden tipo Andosol Húmico. En condiciones
naturales se encuentra en su superficie hojarasca suelta que descansan sobre un
horizonte superior Ah, muy humoso de color pardo oscuro a negro, migajonoso o
granular que puede tener hasta 30 cm. de espesor. Este horizonte pasa en forma
gradual al horizonte medio B cámbico de color pardo a pardo amarillento, que tiene de
20 -30 cm. de espesor, una estructura de bloques angular o subangulares.
Con la profundidad, el horizonte medio pasa gradualmente a ceniza volcánica
relativamente inalterada. Ambos horizontes son esponjosos y cuando se les frota en
estado húmedo tienen una consistencia barrosa. En la mayoría de los casos el
horizonte medio es tixotrópico; esto es se vuelve plástico al flotarlo, liberando humedad
pero se vuelve a endurecer al dejar de flotarlo.
El contenido de arcilla es bajo, no pasa del 20 al 25%. La mayor cantidad se presenta
en el horizonte superior y disminuye con la profundidad hasta menos del 5% en el
material parental no intemperizado.
Dos características de todos los horizontes son su esponjosidad y alta porosidad que
puede pasar del 70%. Estas dos propiedades son atribuidas a la presencia de alófono
que es producto el producto principal de la hidrólisis. Estos suelos varían de moderada
a fuertemente ácidos, con valores de pH de 4.5 en la superficie. Sin embargo, hay un
incremento constante con
la profundidad, hasta llegar a pH 6.0 o más en ceniza
inalterada.
El contenido de materia orgánica es alto y comúnmente existen valores de más del 20%
en el Horizonte superior; y aunque el material parece estar en un estado de
65
intemperización bastante avanzado y formar un complejo estable con alófono, la
relación C/N puede llegar a 15 lo cual es bastante alto.
Debido al elevado contenido de materia orgánica, la capacidad de intercambio catiónico
es alta en el horizonte superior y más de 35 meq por 100 gr. de suelo. Abajo, en el
horizonte medio, desciende bruscamente de 10 -15 meq por 100gr. de suelo.
En algunos Andosoles el Oxido de Manganeso es un producto de la intemperización y
puede estar presente en cantidades para ser excesivos para los cultivos.
La formación de andosoles es un proceso muy rápido el cual
bajo condiciones
húmedas se comporta en forma única. El proceso principal de hidrólisis que intemperiza
a la ceniza volcánica, inicialmente la palagonita amarilla, parda o anaranjada. Se piensa
que la palagonita es un aluminosilicato amorfo que contiene calcio, magnesio y potasio,
pero que, cambia con rapidez a alófono. Después de la hidrólisis se forman también
óxidos amorfos y microcristales de hierro y aluminio, que están distribuidos
uniformemente en el suelo.
Zona de
estudio
Figura 5.- Zona de estudio.
Fuente: INEGI (1976).
66
6.2 Metodología
En dicha región se realizaron varios recorridos para ubicar sitios donde se cultiva rosa,
ya sea a cielo abierto o en invernadero, localizándose un total de 50 sitios y en cada
uno de ellos se efectuó, durante marzo del 2005 a abril del 2006 un muestreo foliar
compuesto, colectando la primera hoja compuesta de cinco foliolos, del botón floral
hacia abajo. Las muestras fueron trasladadas al Laboratorio Central Universitario de la
Universidad Autónoma Chapingo, donde se determinó su contenido de N, P, K, Ca,
Mg, Fe, Zn, Mn y Cu, de acuerdo a los métodos estandarizados de dicho laboratorio.
Con los valores de los contenidos nutrimentales se creó una pequeña base de datos y
se calculó la media, el valor mínimo y el valor máximo.
Adicionalmente, se tomaron muestras de suelo para medir pH, evaluar N inorgánico, PBray, K-Ca Acetato de amonio, Fe- Zn,-Cu-Mn DTPA (SEMARNAT 2002) y se recopiló
información acerca del manejo del cultivo para relacionarla con el estado nutrimental del
mismo.
Por otra parte, se buscó en la literatura los estándares nutrimentales para rosa, que de
acuerdo a Jones Jr. (1991), son los que se muestran en el Cuadro 11:
Cuadro11.- Contenidos nutrimentales de referencia para rosa (Jones Jr. 1991).
%N
4
%P
0.38
%K %Ca
2.25 1.5
%Mg
0.38
Fe mg Kg-1 Mn mg Kg-1
130
115
Zn mg Kg-1
58
Cu mg Kg-1
16
67
VII. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Los contenidos nutrimentales promedio obtenidos para el cultivo de rosa en Villa
Guerrero, Estado de México se muestran en el Cuadro 12.
Cuadro 12. Promedios nutrimentales para rosa en Villa Guerrero, Estado de México.
(n=50).
Nutrimento
Contenido en hojas
%
N
2.49
P
0.30
K
2.75
Ca
2.05
Mg
0.29
mg Kg-1
Fe
97.74
Mn
132.39
Zn
34.49
Cu
9.05
Estos valores promedio se compararon con los estándares de Jones Jr. (1991) y se
observó que las concentraciones foliares de K, Ca y Mn fueron mayores a los
estándares de referencia, mientras que los de N, P, Mg, Fe, Zn y Cu fueron menores,
lo cual indica que para prácticamente todos los nutrimentos analizados existen
desbalances nutrimentales, necesarios a considerar para diseñar las dosis de
fertilización.
Para realizar el diagnóstico nutrimental se usó la técnica DOP, por considerar que ésta
reúne las características de facilidad y precisión para realizar un diagnóstico nutrimental
con un número limitado de muestras (Montañés et al.1993). Los índices nutrimentales
se calculan mediante la siguiente expresión:
68
DOP= [(Cx100)/Cref]-100
Donde: C= valores muestrales y Cref=Valores de referencia
Como valores referenciales se usaron los estándares mostrados en el Cuadro 11 y
como valores muestrales se usaron los promedios de los contenidos nutrimentales del
Cuadro 12.
En el Cuadro 13 se muestran los índices DOP calculados para toda la región, así como
los datos empleados.
Cuadro 13.- Contenidos nutrimentales foliares mínimos, máximos y promedio (C) para
50 sitios, valores referenciales (Cref) e índices DOP calculados
mg Kg-1
%
N
P
K
Ca
Mg
Fe
Mn
Zn
Cu
Min
1.23
0.11
1.25
0.80
0.08
30.0
46.13
2.23
2.50
Max
3.73
0.44
4.97
3.35
1.40
194.15
385.0
189.70
34.65
(C)
2.49
0.30
2.75
2.05
0.29
97.94
132.39
34.49
9.05
(Cref)
4.0
0.38
2.25
1.50
0.38
130.0
115.0
58.0
DOP
-37.77
-21.53
-22.39
-24.66
15.12
-40.54
22.20 36.48
16.0
-43.44
De acuerdo a lo anterior, el ORN (Orden de Requerimiento Nutrimental) para la región
de estudio, que resulta de ordenar los valores de los índices del valor menor al valor
mayor, es el siguiente:
Cu>Zn>N>Fe>Mg>P>Mn>K>Ca
Los nutrimentos que se encuentran deficientes son: Cu, Zn, N, Fe, Mg, P, y los que se
encuentran en cantidades suficientes o incluso excesivos son Ca, K y Mn, lo cual es
consistente y corrobora la comparación previamente realizada entre valores
nutrimentales promedio y estándares.
69
Si se consideran por separado deficiencias y excesos entonces, el Orden de Limitación
Nutrimental por deficiencia es Cu>Zn>N>Fe>Mg>P y Ca>K>Mn por exceso. Estos
desbalances nutrimentales reflejan el mal uso de los fertilizantes aplicados y son
resultado de algunas de las propiedades de los suelos de la región, tales como: pH
moderadamente ácido, nitrógeno inorgánico bajo, potasio alto, calcio moderadamente
alto y manganeso alto. Con respecto al fósforo, su contenido en el suelo es alto, pero
bajo en el tejido vegetal, lo cual puede ser explicado por las características propias de
los suelos derivados de ceniza volcánica, que tienen la capacidad de retener al fosfato,
lo que disminuye su disponibilidad. La deficiencia de nitrógeno, a pesar de las altas
fertilizaciones que de este nutrimento se aplican en la zona, puede relacionarse con el
bajo contenido de materia orgánica de los suelos como con la incorporación de grandes
cantidades de hojarasca de rosal al suelo; como su relación C/N es mayor a 30 (datos
no reportados), parte del N fertilizante aplicado se utiliza para la degradación de ese
material (López. 1981)). En cuanto al bajo contenido de Fe en la planta esto se atribuye
a la relación Fe/Mn que favorece a este último y permite que el manganeso oxide al
hierro y disminuye su velocidad de absorción (Marschner, 2002). Los valores altos de
calcio en planta se relacionan con la adición al suelo de materiales que contienen Ca
(Cal agrícola o Dolomita), que con relativa frecuencia realizan los productores, en su
intención de controlar, más que el pH del suelo, la incidencia de enfermedades
fungosas, casi siempre presentes por las condiciones climáticas. Las deficiencias de Zn
y Cu podrían estar relacionadas con este exceso de calcio, que disminuye la eficiencia
de absorción de dichos nutrimentos por las plantas.
Tres de los seis nutrimentos deficientes son microelementos; por lo que se esperara
que la planta muestre síntomas de deficiencia, tales como:
 Los ápices de las hojas toman apariencia clorótica y posteriormente necrótica,
mueren los puntos de crecimiento. Esto ocasionado por deficiencia de Cobre
 La carencia de zinc provoca la muerte apical en tallos principales y por
consiguiente se rompe la dominancia apical estimulando la brotación de yemas
laterales.
70
 Malformaciones en botones florales y clorosis en hojas jóvenes por carencia de
hierro.
De los elementos primarios deficientes se espera:
 Reducción de la longitud del entrenudo, del diámetro de tallos, flores pálidas,
caída de hojas viejas y producción de brotes débiles. Esto ocasionado por
falta de nitrógeno.
 Pérdida de brillo en las hojas, reducción en el desarrollo de la raíz, apariencia
achaparrada de la planta, coloración púrpura en la vena media. Como
consecuencia de la falta de fósforo.
 La escasez de magnesio provoca reducción del crecimiento de tallos y
foliolos, enchinamiento de las hojas viejas, clorosis intervenal por reducción
de la concentración de clorofila.
De la misma manera se esperan efectos negativos por excesos, tales como:
 Absición de hojas, perdida de raíz y marchitamiento de tallos jóvenes. Por
exceso de potasio.
 El exceso de calcio incrementa en pH y disponibilidad de algunos cationes
principalmente micronutrientes.
 El manganeso en exceso provoca manchas negras en hojas maduras, áreas
necróticas en la corteza y supresión del crecimiento.
Para apreciar en forma gráfica la proporción en que se encuentran los nutrimentos en el
tejido foliar los valores muestréales (C) se convirtieron a porcentajes relativos del
contenido de referencia (Cref), como se muestra en el Cuadro 14:
71
Cuadro 14.- Porcentajes relativos para cada nutrimento
N
P
K
Ca
Mg
Fe
Mn
Zn
Cu
(Cref)
100
100
100
100
100
100
100
100
100
(C)
62.25
78.94
122.2
75.33
115.12
59.47
56.56
136.7 76.32
Y estos porcentajes relativos se usaron para generar la gráfica de Balance Nutrimental
que se observa en la Figura 6.
N
150
Cu
P
100
50
Zn
K
0
(C ref)
(C)
Mn
Ca
Fe
Mg
Figura 6.- Gráfica de Balance Nutrimental para la región de Villa Guerrero, Estado de
México.
Esta gráfica claramente permite apreciar que, para la región de estudio, existen fuertes
desbalances nutrimentales.
72
Además de los índices DOP regionales, también se calcularon los índices DOP para
cada uno de los 50 sitios de muestreo, los cuales se reportan en el Cuadro 15:
Cuadro 15.- Valores DOP para cada sitio de muestreo
DOP
DOP
DOP
DOP
DOP
DOP
DOP
DOP
DOP
Muestra
N
P
K
Ca
Mg
Fe
Mn
Zn
Cu
1
-53.0
-23.7
1.1
-3.8
-23.7
-26.9
108.7
-52.6
-68.8
2
-39.9
-21.1
-12.2
-15.0
-17.9
-26.9
143.5
-53.4
-68.8
3
-38.0
-18.4
11.1
25.0
-44.7
-30.8
234.8
-29.3
-68.8
4
-41.3
-15.8
-7.8
-6.7
-19.7
-38.5
60.9
-48.3
25.0
5
-47.5
-10.5
-25.6
-38.9
-38.9
-52.3
65.2
-43.1
56.3
6
-28.5
-18.4
13.9
33.3
-9.2
-69.2
39.1
-62.1
-68.8
7
-28.5
-13.2
50.0
71.7
-10.5
-30.8
52.2
-64.7
-68.8
8
-34.8
0.0
40.0
106.7
-45.5
-30.8
26.3
-46.6
-37.5
9
-29.8
-2.6
-2.8
118.3
7.9
-38.5
60.0
-48.3
-68.8
10
-22.3
-10.5
50.0
63.3
-10.5
-26.9
33.0
-51.7
-68.8
11
-34.8
-10.5
76.7
35.0
-31.1
-30.8
35.7
-51.7
-68.8
12
-28.5
-13.2
47.8
90.0
-20.5
-42.3
33.0
-58.6
-53.1
13
-32.5
-15.8
76.7
56.7
-16.6
-23.1
59.1
-51.7
-68.8
14
-26.8
0.0
47.8
56.7
-44.2
-38.5
50.4
-31.0
-21.9
15
-19.3
-10.5
41.6
85.8
-50.8
-76.9
76.5
-48.3
-21.9
16
-37.5
-15.8
69.4
85.0
-12.6
-61.5
-10.4
-52.6
-68.8
17
-20.0
-13.2
34.4
110.0
-13.9
-63.1
17.8
-59.5
-53.1
18
-22.3
-13.2
91.6
-8.3
-7.9
-32.3
-8.4
-60.3
-53.1
19
-56.8
-7.9
1.1
88.3
-25.8
7.7
-47.6
-46.6
-68.8
20
-42.5
-7.9
5.6
121.7
-24.5
3.8
-17.4
-48.3
-68.8
21
-44.3
-36.8
25.2
10.0
11.1
15.4
4.3
-25.9
-21.9
22
-47.5
-31.6
-2.8
24.1
-28.9
-7.7
-43.5
-52.6
-53.1
23
-33.8
-26.3
41.6
21.7
-21.8
26.9
17.4
-15.5
-68.8
24
-41.3
-23.7
11.1
81.7
-34.2
-11.5
-43.0
-43.1
-53.1
25
-66.3
-71.1
5.6
45.8
-37.6
-7.7
52.2
-25.9
-68.8
73
26
-69.3
-47.4
66.7
87.5
-70.5
23.1
33.0
-13.8
-53.1
27
-66.3
-52.6
58.9
89.1
-80.3
-30.8
17.8
-31.0
-68.8
28
-47.5
-15.8
26.2
123.3
-38.2
-30.8
26.1
-24.1
-68.8
29
-22.3
-34.2
-12.2
103.3
268.4
-52.3
-13.9
-62.9
-84.4
30
-30.5
-31.6
13.9
43.3
-47.4
-52.3
-13.9
-65.5
-84.4
31
-6.7
-26.3
19.4
58.0
-53.9
-38.5
-12.2
-62.1
-68.8
32
-34.9
-15.8
40.0
58.0
-48.2
15.4
-11.3
-31.9
-84.4
33
-34.9
-15.8
25.0
40.0
-56.1
1.5
-10.4
-45.7
-84.4
34
-31.7
-39.5
1.1
10.8
-52.1
-46.2
-43.0
-65.5
-84.4
35
-31.7
-39.5
-30.6
-39.2
-73.2
-46.2
-52.2
-70.7
-84.4
36
-22.3
-36.8
-2.8
-4.2
-52.1
-52.3
-51.3
-65.5
-84.4
37
-44.3
-31.6
11.1
39.1
-47.4
-38.5
-10.4
-56.0
-68.8
38
-36.7
-23.7
-44.4
-37.5
-63.2
-53.8
-38.7
-59.5
-68.8
39
-31.7
-23.7
-2.8
35.0
-52.1
-61.5
-46.5
-69.0
-84.4
40
-19.2
-15.8
13.9
69.1
-46.8
-46.2
-10.4
-31.9
-68.8
41
-48.3
-2.6
-8.4
25.3
36.8
49.3
-59.9
-81.8
83.3
42
-52.8
-13.2
-2.7
-18.0
-10.5
-3.5
21.7
-1.4
84.1
43
-57.3
5.3
-2.7
-37.3
-13.2
22.6
-18.3
-80.6
10.5
44
-52.3
-36.8
10.2
14.7
13.2
-39.5
-45.9
227.1
-8.9
45
-52.8
-26.3
10.7
8.0
0.0
-14.1
-48.1
-72.7
56.8
46
-52.8
-28.9
12.0
2.0
-2.6
-16.1
0.1
-63.7
116.6
47
-52.8
-34.2
24.9
8.7
10.5
-15.0
-54.2
-96.2
51.4
48
-37.5
-42.1
120.9
-46.7
-18.4
4.6
210.4
19.0
-37.5
49
-15.0
-31.6
38.2
-26.7
-15.78
-2.3
-4.3
29.3
-68.8
50
-20.0
15.8
32.4
-40.0
-34.21
3.1
-7.8
20.7
-68.8
Para identificar con mayor facilidad el ORN para cada uno de los sitios muestreados, se
construyo el Cuadro 16:
74
Cuadro 16.- Orden de requerimiento nutrimental para cada sitio de muestreo
Sitio
Cu
N
Zn
Fe
P
Mg
Ca
K
Mn
1
-68.8
-53.0
-52.6
-26.9
-23.7
-23.7
-3.8
1.1
108.7
Sitio
Cu
Zn
N
Fe
P
Mg
Ca
K
Mn
2
-68.8
-53.4
-39.9
-26.9
-21.1
-17.9
SITIO
Cu
Mg
N
Fe
Zn
P
K
Ca
Mn
3
-68.8
-44.7
-38.0
-30.8
-29.3
-18.4
11.1
25.0
234.8
SITIO
Zn
N
Fe
Mg
P
K
Ca
Cu
Mn
4
-48.3
-41.3
-38.5
-19.7
-15.8
-7.8
-6.7
25.0
60.9
SITIO
Fe
N
Zn
Mg
Ca
K
P
Cu
Mn
5
-52.3
-47.5
-43.1
-38.9
-38.9
-25.6
-10.5
56.3
65.2
SITIO
Fe
Cu
Zn
N
P
Mg
K
Ca
Mn
6
-69.2
-68.8
-62.1
-28.5
-18.4
-9.2
13.9
33.3
39.1
SITIO
Cu
Zn
Fe
N
P
Mg
K
Mn
Ca
7
-68.8
-64.7
-30.8
-28.5
-13.2
-10.5
50.0
52.2
71.7
SITIO
Zn
Mg
Cu
N
Fe
P
Mn
K
Ca
8
-46.6
-45.5
-37.5
-34.8
-30.8
0.0
26.3
40.0
106.7
SITIO
Cu
Zn
Fe
N
K
P
Mg
Mn
Ca
9
-68.8
-48.3
-38.5
-29.8
-2.8
-2.6
7.9
60.0
118.3
SITIO
Cu
Zn
Fe
N
P
Mg
Mn
K
Ca
10
-68.8
-51.7
-26.9
-22.3
-10.5
-10.5
33.0
50.0
63.3
SITIO
Cu
Zn
N
Mg
Fe
P
Ca
Mn
K
11
-68.8
-51.7
-34.8
-31.1
-30.8
-10.5
35.0
35.7
76.7
SITIO
Zn
Cu
Fe
N
Mg
P
Mn
K
Ca
12
-58.6
-53.1
-42.3
-28.5
-20.5
-13.2
33.0
47.8
90.0
SITIO
Cu
Zn
N
Fe
Mg
P
Ca
Mn
K
13
-68.8
-51.7
-32.5
-23.1
-16.6
-15.8
56.7
59.1
76.7
SITIO
Mg
Fe
Zn
N
Cu
P
K
Mn
Ca
14
-44.2
-38.5
-31.0
-26.8
-21.9
0.0
47.8
50.4
56.7
SITIO
Fe
Mg
Zn
Cu
N
P
K
Mn
Ca
-15.0 -12.2 143.5
75
15
-76.9
-50.8
-48.3
-21.9
-19.3
-10.5
41.6
76.5
85.8
SITIO
Cu
Fe
Zn
N
P
Mg
Mn
K
Ca
16
-68.8
-61.5
-52.6
-37.5
-15.8
-12.6
-10.4
69.4
85.0
SITIO
Fe
Zn
Cu
N
Mg
P
Mn
K
Ca
17
-63.1
-59.5
-53.1
-20.0
-13.9
-13.2
17.8
34.4
110.0
SITIO
Zn
Cu
Fe
N
P
Mn
Ca
Mg
K
18
-60.3
-53.1
-32.3
-22.3
-13.2
-8.4
-8.3
-7.9
91.6
SITIO
Cu
N
Mn
Zn
Mg
P
K
Fe
Ca
19
-68.8
-56.8
-47.6
-46.6
-25.8
-7.9
1.1
7.7
88.3
SITIO
Cu
Zn
N
Mg
Mn
P
Fe
K
Ca
20
-68.8
-48.3
-42.5
-24.5
-17.4
-7.9
3.8
5.6
121.7
SITIO
N
P
Zn
Cu
Mn
Ca
Mg
Fe
K
21
-44.3
-36.8
-25.9
-21.9
4.3
10.0
11.1
15.4
25.2
SITIO
Cu
Zn
N
Mn
P
Mg
Fe
K
Ca
22
-53.1
-52.6
-47.5
-43.5
-31.6
-28.9
-7.7
-2.8
24.1
SITIO
Cu
N
P
Mg
Zn
Mn
Ca
Fe
K
23
-68.8
-33.8
-26.3
-21.8
-15.5
17.4
21.7
26.9
41.6
SITIO
Cu
Zn
Mn
N
Mg
P
Fe
K
Ca
24
-53.1
-43.1
-43.0
-41.3
-34.2
-23.7
-11.5
11.1
81.7
SITIO
P
Cu
N
Mg
Zn
Fe
K
Ca
Mn
25
-71.1
-68.8
-66.3
-37.6
-25.9
-7.7
5.6
45.8
52.2
SITIO
Mg
N
Cu
P
Zn
Fe
Mn
K
Ca
26
-70.5
-69.3
-53.1
-47.4
-13.8
23.1
33.0
66.7
87.5
SITIO
Mg
Cu
N
P
Zn
Fe
Mn
K
Ca
27
-80.3
-68.8
-66.3
-52.6
-31.0
-30.8
17.8
58.9
89.1
SITIO
Cu
N
Mg
Fe
Zn
P
Mn
K
Ca
28
-68.8
-47.5
-38.2
-30.8
-24.1
-15.8
26.1
26.2
123.3
SITIO
Cu
Zn
Fe
P
N
Mn
K
Ca
Mg
29
-84.4
-62.9
-52.3
-34.2
-22.3
-13.9
SITIO
Cu
Zn
Fe
Mg
P
N
-12.2 103.3 268.4
Mn
K
Ca
76
30
-84.4
-65.5
-52.3
-47.4
-31.6
-30.5
-13.9
13.9
43.3
SITIO
Cu
Zn
Mg
Fe
P
Mn
N
K
Ca
31
-68.8
-62.1
-53.9
-38.5
-26.3
-12.2
-6.7
19.4
58.0
SITIO
Cu
Mg
N
Zn
P
Mn
Fe
K
Ca
32
-84.4
-48.2
-34.9
-31.9
-15.8
-11.3
15.4
40.0
58.0
SITIO
Cu
Mg
Zn
N
P
Mn
Fe
K
Ca
33
-84.4
-56.1
-45.7
-34.9
-15.8
-10.4
1.5
25.0
40.0
SITIO
Cu
Zn
Mg
Fe
Mn
P
N
K
Ca
34
-84.4
-65.5
-52.1
-46.2
-43.0
-39.5
-31.7
1.1
10.8
SITIO
Cu
Mg
Zn
Mn
Fe
P
Ca
N
K
35
-84.4
-73.2
-70.7
-52.2
-46.2
-39.5
SITIO
Cu
Zn
Fe
Mg
Mn
P
N
Ca
K
36
-84.4
-65.5
-52.3
-52.1
-51.3
-36.8
-22.3
-4.2
-2.8
SITIO
Cu
Zn
Mg
N
Fe
P
Mn
K
Ca
37
-68.8
-56.0
-47.4
-44.3
-38.5
-31.6
-10.4
11.1
39.1
SITIO
Cu
Mg
Zn
Fe
K
Mn
Ca
N
P
38
-68.8
-63.2
-59.5
-53.8
-44.4
-38.7
SITIO
Cu
Zn
Fe
Mg
Mn
N
P
K
Ca
39
-84.4
-69.0
-61.5
-52.1
-46.5
-31.7
-23.7
-2.8
35.0
SITIO
Cu
Mg
Fe
Zn
N
P
Mn
K
Ca
40
-68.8
-46.8
-46.2
-31.9
-19.2
-15.8
-10.4
13.9
69.1
SITIO
Zn
Mn
N
K
P
Ca
Mg
Fe
Cu
41
-81.8
-59.9
-48.3
-8.4
-2.6
25.3
36.8
49.3
83.3
SITIO
N
Ca
P
Mg
Fe
K
Zn
Mn
Cu
42
-52.8
-18.0
-13.2
-10.5
-3.5
-2.7
-1.4
21.7
84.1
SITIO
Zn
N
Ca
Mn
Mg
K
P
Cu
Fe
43
-80.6
-57.3
-37.3
-18.3
-13.2
-2.7
5.3
10.5
22.6
SITIO
N
Mn
Fe
P
Cu
K
Mg
Ca
Zn
44
-52.3
-45.9
-39.5
-36.8
-8.9
10.2
13.2
14.7
227.1
SITIO
Zn
N
Mn
P
Fe
Mg
Ca
K
Cu
-39.2 -31.7
-37.5 -36.7
-30.6
-23.7
77
45
-72.7
-52.8
-48.1
-26.3
-14.1
0.0
8.0
10.7
56.8
SITIO
Zn
N
P
Fe
Mg
Mn
Ca
K
Cu
46
-63.7
-52.8
-28.9
-16.1
-2.6
0.1
2.0
12.0
116.6
SITIO
Zn
Mn
N
P
Fe
Ca
Mg
K
Cu
47
-96.2
-54.2
-52.8
-34.2
-15.0
8.7
10.5
24.9
51.4
SITIO
Ca
P
Cu
N
Mg
Fe
Zn
K
Mn
48
-46.7
-42.1
-37.5
-37.5
-18.4
4.6
20.0
SITIO
Cu
P
Ca
Mg
N
Mn
Fe
Zn
K
49
-68.8
-31.6
-26.7
-15.8
-15.0
-4.3
-2.3
29.3
38.2
SITIO
Cu
Ca
Mg
N
Mn
Fe
P
Zn
K
50
-68.7
-40.0
-34.2
-20.0
-7.8
3.1
15.8
20.7
32.4
120.9 210.4
En el Cuadro 16 se muestran el orden de requerimiento nutrimental para cada sitio
muestreado, para algunos sitios hay deficiencias de todos los nutrimentos
determinados, en otros hay desbalances y algunos no coinciden con los promedios.
Esto es debido a que el manejo del cultivo es diferente en cada sitio, por lo que las
recomendaciones de fertilización se deben de hacer de acuerdo al nutrimento más
deficiente.
78
VIII. CONCLUSIONES.
Se rechaza la hipótesis propuesta, ya que las deficiencias y excesos detectados
siguieron un orden diferente al esperado, esto debido a que el manejo de fertilizantes
en la región a través del tiempo ya ha modificado las condiciones originales del suelo.
El estado nutrimental del rosal en Villa Guerrero presenta un desbalance total debido a
la falta de atención en el manejo tecnificado de la nutrición del cultivo.
Cada sitio de muestreo tiene un desbalance específico, por lo que las correcciones
nutrimentales deben de hacerse por sitio.
79
IX. RECOMENDACIONES
La fertilización con los nutrimentos deficientes debe aumentarse y disminuirse o no
aplicar los que se encuentran en exceso La recomendación puede particularizarse para
cada sitio muestreado
Modificarse algunas prácticas de manejo (p.e.: adiciones de hojarasca de rosa,
adiciones de compuestos con Ca contra enfermedades fungosas) que contribuyen al
desbalance nutrimental, para que así se logre una mejor calidad de flor.
Dado que los micronutrimentos Cu, Zn y Fe se presentan, en general, como deficientes
en muchos de los sitios donde se muestreo, implementar aplicaciones foliares de los
mismos seria una práctica adecuada para mejorar la nutrición de la rosa en la región de
estudio
Es necesario realizar el seguimiento de la evolución del estado nutrimental del cultivo
de la rosa después de que se hagan las correcciones sugeridas, para afinar aún más
las recomendaciones de fertilización.
80
X. BIBLIOGRAFIA
Albertos G., J., 1969. Cultivo del rosal en invernadero. Folleto. Ministerio de agricultura.
Madrid España.
Beaufils, E.R. 1973. Diagnosis and recommendations integrated system (DRIS). Soil
Science Bulletin 1. University of Natal , South Africa.
Beverly, R. B., Starck J. C., Ojala, J. C. and Embleton, T.W. 1984. Nutrient Diagnosis of
‘Valencia’ oranges by DRIS. J. Amer. Soc. Hort. Sci. 109: 649-654.
Castellanos. J. Z., J. Uvalle-Bueno,. A. Aguilar. S. 2000. Manual de Interpretación de
Análisis de Suelos y Aguas. Ed INCAPA. Celaya Gto.
Corrales M., D. L., 1989. Determinación de los trips (Thysanoptera) que atacan al clavel
(Dianthus caryophillus L.), crisantemo (Chrisantemum morifolium Ram.) y rosal (Rosa
spp.) en Villa Guerrero, Estado de México. Tesis de Maestria. Chapingo. México.
Cruz A., R. 1997. El TLCAN y el mercado de las flores mexicanas en el oeste de
Canadá. Tesis profesional. Departamento de Economía Agrícola. Universidad
Autónoma Chapingo. Chapingo. México. 90 pp.
Dorantes B., M. 1984. El cultivo del Rosal (Rosa spp) bajo condiciones de invernadero.
Tesis profesional, Dpto. de Parasitología. UACh.
Encarta® 2006, El rosal. Biblioteca de Consulta Microsoft ®. ©1993-2004 Microsoft
Corporation.
Etchevers J., D. 2000. Técnicas de diagnostico útiles en la medición de la fertilidad del
suelo y el estado nutrimental de los cultivos. Colegio de Postgraduados, Montecillo,
Texcoco, Edo. de México, México. 209-219 pgs.
81
FitzPatrick E., A. 1980. Suelos: su formación, clasificación y distribución. Universidad de
Aberdeen USA.
Gajón S., C. 1984. La rosa y su cultivo. Ed. Agrícola Trucco. México D.F.
Gil M., M. P. 1996. Evaluación técnico Financiero del cultivo del rosal para flor cortada
en condiciones de invernadero. Tesis. Departamento de Fitotecnia UACh.
Gutiérrez C., G., 1988. Enfermedades fungosas del rosal (Rosa spp.) de inverndadero,
jardin y campo. Tesis profesional. Departamento de parasitología agrícola. UACh.
Chapingo. México.
Gutiérrez E., J. A., 1992. Efectos de la intensidad y la época de poda en rosal (Rosa
hybrida). Tesis (Maestría en Ciencias Especialista en Fruticultura). Colegio de
Postgraduados. Centro de fruticultura. Montecillo, Texcoco Edo. De México. México.
Heitz H. 1990. Rosas, Asesoramiento técnico sobre su plantación, cultivo, poda y
reproducción. Ed. Everest Madrid España. 59 p
Herrera H. J., J. C. Zenil R. 2001. Producción del Cultivo del Rosal (Rosa sp) a raíz
desnuda en la región del Silao Guanajuato. Tesis. Departamento de Fitotecnia. UACh.
Hessayon D., G., 1986. Rosas: manual de cultivo y Conservación 1 a Ed. en Español.
Editorial Lume. Barcelona, España.
INEGI (1976). Carta edafologica Tenancingo E14-A58, escala 1:50,000.
Jones Jr. J.B. Wolf. B., and Mills, H. A. 1991. Plant Analysis HandBrook, A Practical
Sampling, Preparation, Analysis, and Interpretation Guide. Micro-Macro Publishing, Inc.,
Athens, GA.
82
Kenworthy A., L., 1965. Plant analysis and interpretation of analysis for horticultura
crops. Michigan State University. USA.
Larson A., R.1998. Introducción a la floricultura. AGT Editor, S.A. México, DF.
López L., M. 2003. Proyecto de producción de Rosa (Rosa spp) para flor de corte, bajo
invernadero en Tlalixtac de Cabrera, Oaxaca. Tesis de licenciatura. Ingeniero Agrónomo
Especialista en Fitotecnia. UACh. Chapingo, Edo. de México. 124 pp.
López M., J. 1981. Cultivo del Rosal en Invernadero. Mundi-Prensa. Madrid, España.
341 pp.
Marschner, H. 2002. Mineral nutrition of higher plants. 2nd ed. Academic Press. GB
Mastalerz J., W., 1977. The greenhouse environment: the effect of environmental factors
on the growth and development of flower crops. New York. USA.
Mastalerz J., W., 1965. The effect of gibberellic acid on the flowering shoots of batter
time roses. Proc. American Society for Agricultural Science. Colorado. USA.
Mendoza Z., C., 1985. Principios de fitopatología y enfermedades causadas por hongos.
Tesis profesional. Departamento de parasicología agrícola. UACh. Chapingo. México.
Montañés L., Heras L., Sanz M. 1991. Desviación del Óptimo Porcentual (DOP): Nuevo
Índice para la interpretación del análisis vegetal. An. Est. Exp. Aula Dei. Zaragoza,
España.
Montañés L., Heras L., Abadia J., M. Sanz. 1993. Plant analisys interpretation based on
a new index: Desviation from Optimum Porcentaje (DOP). J. Plant nutrition 16(7) 1289 –
1308. Zaragoza. España.
83
Navarro F., O. 2004. El cultivo de la rosa (Rosa spp.) en invernadero y su situación
fitosanitaria en la región de Villa Guerrero. Estado de México. Tesis profesional.
Departamento de Parasicología Agrícola. UACh, Chapingo México.
Navarro G., G. 2000. Química Agrícola: El Suelo y los Elementos Químicos esenciales
para la vida Vegetal. Mundi-Prensa. Madrid, España.
Rebollar
R., S., 1994. Una función de producción para el cultivo del rosal bajo
invernadero en villa guerrero. Estado de México. Tesis profesional. Departamento de
Economía Agrícola. UACh, Chapingo México.
Ríos M. V. 1996. Evaluación de cuatro sustratos en el desarrollo reproductivo de rosal
cv. “Dallas”, para flor de corte bajo invernadero. Tesis Departamento de Fitotecnia.
UACh. Chapingo. México.
Sedano V., R. A.., 1973. La floricultura en el Estado de México. Tesis profesional. ENA.
Chapingo, México.
Suárez S., J. A. 2006. Evaluación de fertilidad de los suelos y recomendación de la
fertilización en la rosa (Rosa sp) de la región de Coatepec Harinas, estado de México.
Tesis profesional, Dpto. de Suelos. UACh. Chapingo. México.
Rodríguez Q., A, Rogelio T. R., y V. L. G. 1991. Diagnostico nutrimental en rosa (Rosa
spp) y clavel (Dianthus caryophyllus) en Villa Guerrero, Estado de México. Tesis
profesional, Dpto. de Suelos. UACh. Chapingo. México.
SEMARNAT, 2002. Norma
Oficial Mexicana. NOM-021-RECNAT-2000, Diario Oficial
de la Federación, Diciembre 2002.
Summer, M. E. 1977. Preliminary N, P and K foliar diagnosis norms for soybeans.
Agron. J. 69:149-167.
84
Urbina S., E. 2000. Uso de diferentes tipos de Vermicomposta como Fertilizante
Orgánico en el Cultivo del Rosal. Tesis de Maestría en Ciencias en Horticultura. UACh.
Chapingo Edo de México. 142 pp.
Vergara S., M. A., 1992. Guía para la colección, manejo y análisis de material vegetal
con fines de diagnostico nutrimental. CEDOC. Departamento de Suelos. UACh.
Chapingo. México.
Vidalie H. 1990. Producción de Flores y Plantas Ornamentales. Mundi-Prensa.
Paginas web consultadas (21 de abril de 2007)
http://www.viticulture.hort.iastate.edu/info/pdf/leafsampling.pdf
http://www.itis.usda.gov/servlet/SingleRpt?search_topic=TSN&search_value=24833
http://www.drcalderonlabs.com/Metodos/Analisis_Foliar/MetodosdeMuestreo/MuestreoF
oliarenRosa.htm
http://www.cem.itesm.mx/dacs/publicaciones/proy/n1/inveco1.html
AIPH 1998. http://www.aiph.org/uk/index.html
BANCOMEXT.
1994.
Serie
de
análisis
de
competitividad
de
flores.
http://www.cem.itesm.mx/dacs/publicaciones/proy/n1/inveco1.html
Claridades Agropecuarias. La floricultura mexicana, el gigante que esta despertando
numero 154. Junio 2006. http://www.infoaserca.gob.mx/claridades/busca.asp
Floraculture International. http://www.floracultureint.com
85
XI. APENDICE
Apéndice 1.- Contenidos nutrimentales de cada uno de los 50 sitios de muestreo.
Muestra %N %P %K %Ca %Mg Fe(ppm) Mn(ppm) Zn (ppm) Cu(ppm)
1
1.88 0.29 2.28 1.44 0.29 95.00
240.00
27.50
5.00
2
2.41 0.30 1.98 1.28 0.31 95.00
280.00
27.00
5.00
3
2.48 0.31 2.50 1.88 0.21 90.00
385.00
41.00
5.00
4
2.35 0.32 2.08 1.40 0.31 80.00
185.00
30.00
20.00
5
2.10 0.34 1.68 0.92 0.23 62.00
190.00
33.00
25.00
6
2.86 0.31 2.56 2.00 0.35 40.00
160.00
22.00
5.00
7
2.86 0.33 3.38 2.58 0.34 90.00
175.00
20.50
5.00
8
2.61 0.38 3.15 3.10 0.21 90.00
145.30
31.00
10.00
9
2.81 0.37 2.19 3.28 0.41 80.00
184.00
30.00
5.00
10
3.11 0.34 3.38 2.45 0.34 95.00
153.00
28.00
5.00
11
2.61 0.34 3.98 2.03 0.26 90.00
156.00
28.00
5.00
12
2.86 0.33 3.33 2.85 0.30 75.00
153.00
24.00
7.50
13
2.70 0.32 3.98 2.35 0.32 100.00
183.00
28.00
5.00
14
2.93 0.38 3.33 2.35 0.21 80.00
173.00
40.00
12.50
15
3.23 0.34 3.19 2.79 0.19 30.00
203.00
30.00
12.50
16
2.50 0.32 3.81 2.78 0.33 50.00
103.00
27.50
5.00
17
3.20 0.33 3.03 3.15 0.33 48.00
135.50
23.50
7.50
18
3.11 0.33 4.31 1.38 0.35 88.00
105.30
23.00
7.50
19
1.73 0.35 2.28 2.83 0.28 140.00
60.30
31.00
5.00
20
2.30 0.35 2.38 3.33 0.29 135.00
95.00
30.00
5.00
21
2.23 0.24 2.82 1.65 0.42 150.00
120.00
43.00
12.50
22
2.10 0.26 2.19 1.86 0.27 120.00
65.00
27.50
7.50
23
2.65 0.28 3.19 1.83 0.30 165.00
135.00
49.00
5.00
24
2.35 0.29 2.50 2.73 0.25 115.00
65.50
33.00
7.50
25
1.35 0.11 2.38 2.19 0.24 120.00
175.00
43.00
5.00
26
1.23 0.20 3.75 2.81 0.11 160.00
153.00
50.00
7.50
27
1.35 0.18 3.58 2.84 0.08 90.00
135.50
40.00
5.00
28
2.10 0.32 2.84 3.35 0.24 90.00
145.00
44.00
5.00
29
3.11 0.25 1.98 3.05 0.14 62.00
99.00
21.50
2.50
30
2.78 0.26 2.56 2.15 0.20 62.00
99.00
20.00
2.50
31
3.73 0.28 2.69 2.37 0.18 80.00
101.00
22.00
5.00
32
2.61 0.32 3.15 2.37 0.20 150.00
102.00
39.50
2.50
33
2.61 0.32 2.81 2.10 0.17 132.00
103.00
31.50
2.50
34
2.73 0.23 2.28 1.66 0.18 70.00
65.50
20.00
2.50
35
2.73 0.23 1.56 0.91 0.10 70.00
55.00
17.00
2.50
36
3.11 0.24 2.19 1.44 0.18 62.00
56.00
20.00
2.50
37
2.23 0.26 2.50 2.09 0.20 80.00
103.00
25.50
5.00
38
2.53 0.29 1.25 0.94 0.14 60.00
70.50
23.50
5.00
39
2.73 0.29 2.19 2.03 0.18 50.00
61.50
18.00
2.50
40
3.23 0.32 2.56 2.54 0.20 70.00
103.00
39.50
5.00
41
2.07 0.37 2.06 1.88 0.52 194.15
46.13
10.53
29.33
86
42
43
44
45
46
47
48
49
50
1.89
1.71
1.91
1.89
1.89
1.89
2.50
3.40
3.20
0.33
0.40
0.24
0.28
0.27
0.25
0.22
0.26
0.44
2.19
2.19
2.48
2.49
2.52
2.81
4.97
3.11
2.98
1.23
0.94
1.72
1.62
1.53
1.63
0.80
1.10
0.90
0.34
0.33
0.43
0.38
0.37
0.42
0.31
0.32
0.25
125.43
159.40
78.61
111.70
109.08
110.48
136.00
127.00
134.00
139.95
93.95
62.18
59.73
115.13
52.65
357.00
110.00
106.00
57.18
11.28
189.70
15.83
21.05
2.23
69.00
75.00
70.00
29.45
17.68
14.58
25.08
34.65
24.23
10.00
5.00
5.00
87
Apéndice 2.- Contenidos nutrimentales y cálculos de índices DOP para los 50 sitios muestreados.
Muestra %N DOP %P DOP %K DOP %Ca DOP %Mg DOP
Fe
DOP Mn
DOP
N
P
K
Ca
Mg (ppm) Fe (ppm) Mn
1
1.88 -53.0 0.29 -23.7 2.28 1.1 1.44 -3.8 0.29 -23.7 95.0 -26.9 240.0 108.7
2
2.41 -39.9 0.30 -21.1 1.98 -12.2 1.28 -15.0 0.31 -17.9 95.0 -26.9 280.0 143.5
3
2.48 -38.0 0.31 -18.4 2.50 11.1 1.88 25.0 0.21 -44.7 90.0 -30.8 385.0 234.8
4
2.35 -41.3 0.32 -15.8 2.08 -7.8 1.40 -6.7 0.31 -19.7 80.0 -38.5 185.0 60.9
5
2.10 -47.5 0.34 -10.5 1.68 -25.6 0.92 -38.9 0.23 -38.9 62.0 -52.3 190.0 65.2
6
2.86 -28.5 0.31 -18.4 2.56 13.9 2.00 33.3 0.35 -9.2 40.0 -69.2 160.0 39.1
7
2.86 -28.5 0.33 -13.2 3.38 50.0 2.58 71.7 0.34 -10.5 90.0 -30.8 175.0 52.2
8
2.61 -34.8 0.38 0.0 3.15 40.0 3.10 106.7 0.21 -45.5 90.0 -30.8 145.3 26.3
9
2.81 -29.8 0.37 -2.6 2.19 -2.8 3.28 118.3 0.41 7.9
80.0 -38.5 184.0 60.0
10
3.11 -22.3 0.34 -10.5 3.38 50.0 2.45 63.3 0.34 -10.5 95.0 -26.9 153.0 33.0
11
2.61 -34.8 0.34 -10.5 3.98 76.7 2.03 35.0 0.26 -31.1 90.0 -30.8 156.0 35.7
12
2.86 -28.5 0.33 -13.2 3.33 47.8 2.85 90.0 0.30 -20.5 75.0 -42.3 153.0 33.0
13
2.70 -32.5 0.32 -15.8 3.98 76.7 2.35 56.7 0.32 -16.6 100.0 -23.1 183.0 59.1
14
2.93 -26.8 0.38 0.0 3.33 47.8 2.35 56.7 0.21 -44.2 80.0 -38.5 173.0 50.4
15
3.23 -19.3 0.34 -10.5 3.19 41.6 2.79 85.8 0.19 -50.8 30.0 -76.9 203.0 76.5
16
2.50 -37.5 0.32 -15.8 3.81 69.4 2.78 85.0 0.33 -12.6 50.0 -61.5 103.0 -10.4
17
3.20 -20.0 0.33 -13.2 3.03 34.4 3.15 110.0 0.33 -13.9 48.0 -63.1 135.5 17.8
18
3.11 -22.3 0.33 -13.2 4.31 91.6 1.38 -8.3 0.35 -7.9 88.0 -32.3 105.3 -8.4
19
1.73 -56.8 0.35 -7.9 2.28 1.1 2.83 88.3 0.28 -25.8 140.0 7.7
60.3 -47.6
20
2.30 -42.5 0.35 -7.9 2.38 5.6 3.33 121.7 0.29 -24.5 135.0 3.8
95.0 -17.4
21
2.23 -44.3 0.24 -36.8 2.82 25.2 1.65 10.0 0.42 11.1 150.0 15.4 120.0 4.3
22
2.10 -47.5 0.26 -31.6 2.19 -2.8 1.86 24.1 0.27 -28.9 120.0 -7.7 65.0 -43.5
23
2.65 -33.8 0.28 -26.3 3.19 41.6 1.83 21.7 0.30 -21.8 165.0 26.9 135.0 17.4
24
2.35 -41.3 0.29 -23.7 2.50 11.1 2.73 81.7 0.25 -34.2 115.0 -11.5 65.5 -43.0
25
1.35 -66.3 0.11 -71.1 2.38 5.6 2.19 45.8 0.24 -37.6 120.0 -7.7 175.0 52.2
26
1.23 -69.3 0.20 -47.4 3.75 66.7 2.81 87.5 0.11 -70.5 160.0 23.1 153.0 33.0
27
1.35 -66.3 0.18 -52.6 3.58 58.9 2.84 89.1 0.08 -80.3 90.0 -30.8 135.5 17.8
28
2.10 -47.5 0.32 -15.8 2.84 26.2 3.35 123.3 0.24 -38.2
90.0 -30.8 145.0 26.1
29
3.11 -22.3 0.25 -34.2 1.98 -12.2 3.05 103.3 1.40 268.4
62.0 -52.3
99.0 -13.9
Zn
(ppm)
27.5
27.0
41.0
30.0
33.0
22.0
20.5
31.0
30.0
28.0
28.0
24.0
28.0
40.0
30.0
27.5
23.5
23.0
31.0
30.0
43.0
27.5
49.0
33.0
43.0
50.0
40.0
44.0
21.5
DOP
Zn
-52.6
-53.4
-29.3
-48.3
-43.1
-62.1
-64.7
-46.6
-48.3
-51.7
-51.7
-58.6
-51.7
-31.0
-48.3
-52.6
-59.5
-60.3
-46.6
-48.3
-25.9
-52.6
-15.5
-43.1
-25.9
-13.8
-31.0
-24.1
-62.9
Cu
(ppm)
5.0
5.0
5.0
20.0
25.0
5.0
5.0
10.0
5.0
5.0
5.0
7.5
5.0
12.5
12.5
5.0
7.5
7.5
5.0
5.0
12.5
7.5
5.0
7.5
5.0
7.5
5.0
5.0
2.5
DOP
Cu
-68.8
-68.8
-68.8
25.0
56.3
-68.8
-68.8
-37.5
-68.8
-68.8
-68.8
-53.1
-68.8
-21.9
-21.9
-68.8
-53.1
-53.1
-68.8
-68.8
-21.9
-53.1
-68.8
-53.1
-68.8
-53.1
-68.8
-68.8
-84.4
88
30
31
32
33
34
35
36
37
38
39
40
41
42
43
44
45
46
47
48
49
50
2.78
3.73
2.61
2.61
2.73
2.73
3.11
2.23
2.53
2.73
3.23
2.07
1.89
1.71
1.91
1.89
1.89
1.89
2.50
3.40
3.20
-30.5
-6.7
-34.9
-34.9
-31.7
-31.7
-22.3
-44.3
-36.7
-31.7
-19.2
-48.3
-52.8
-57.3
-52.3
-52.8
-52.8
-52.8
-37.5
-15.0
-20.0
0.26
0.28
0.32
0.32
0.23
0.23
0.24
0.26
0.29
0.29
0.32
0.37
0.33
0.40
0.24
0.28
0.27
0.25
0.22
0.26
0.44
-31.6
-26.3
-15.8
-15.8
-39.5
-39.5
-36.8
-31.6
-23.7
-23.7
-15.8
-2.6
-13.2
5.3
-36.8
-26.3
-28.9
-34.2
-42.1
-31.6
15.8
2.56
2.69
3.15
2.81
2.28
1.56
2.19
2.50
1.25
2.19
2.56
2.06
2.19
2.19
2.48
2.49
2.52
2.81
4.97
3.11
2.98
13.9
19.4
40.0
25.0
1.1
-30.6
-2.8
11.1
-44.4
-2.8
13.9
-8.4
-2.7
-2.7
10.2
10.7
12.0
24.9
120.9
38.2
32.4
2.15
2.37
2.37
2.10
1.66
0.91
1.44
2.09
0.94
2.03
2.54
1.88
1.23
0.94
1.72
1.62
1.53
1.63
0.80
1.10
0.90
43.3
58.0
58.0
40.0
10.8
-39.2
-4.2
39.1
-37.5
35.0
69.1
25.3
-18.0
-37.3
14.7
8.0
2.0
8.7
-46.7
-26.7
-40.0
0.20
0.18
0.20
0.17
0.18
0.10
0.18
0.20
0.14
0.18
0.20
0.52
0.34
0.33
0.43
0.38
0.37
0.42
0.31
0.32
0.25
-47.4
62.0
-53.9
80.0
-48.2 150.0
-56.1 132.0
-52.1
70.0
-73.2
70.0
-52.1
62.0
-47.4
80.0
-63.2
60.0
-52.1
50.0
-46.8
70.0
36.8 194.2
-10.5 125.4
-13.2 159.4
13.2
78.6
0.0 111.7
-2.6 109.1
10.5 110.5
-18.4 136.00
-15.8 127.00
-34.2 134.00
-52.3
99.0
-38.5 101.0
15.4 102.0
1.5 103.0
-46.2
65.5
-46.2
55.0
-52.3
56.0
-38.5 103.0
-53.8
70.5
-61.5
61.5
-46.2 103.0
49.3
46.1
-3.5 140.0
22.6
94.0
-39.5
62.2
-14.1
59.7
-16.1 115.1
-15.0
52.7
4.6 357.00
-2.3 110.00
3.1 106.00
-13.9
-12.2
-11.3
-10.4
-43.0
-52.2
-51.3
-10.4
-38.7
-46.5
-10.4
-59.9
21.7
-18.3
-45.9
-48.1
0.1
-54.2
210.4
-4.3
-7.8
20.0
22.0
39.5
31.5
20.0
17.0
20.0
25.5
23.5
18.0
39.5
10.5
57.2
11.3
189.7
15.8
21.1
2.2
69.00
75.00
70.00
-65.5
2.5 -84.4
-62.1
5.0 -68.8
-31.9
2.5 -84.4
-45.7
2.5 -84.4
-65.5
2.5 -84.4
-70.7
2.5 -84.4
-65.5
2.5 -84.4
-56.0
5.0 -68.8
-59.5
5.0 -68.8
-69.0
2.5 -84.4
-31.9
5.0 -68.8
-81.8 29.3 83.3
-1.4 29.5 84.1
-80.6 17.7 10.5
227.1 14.6 -8.9
-72.7 25.1 56.8
-63.7 34.7 116.6
-96.2 24.2 51.4
19.0 10.00 -37.5
29.3 5.00 -68.8
20.7 5.00 -68.8