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INSTITUTO DEL MAR DEL PERÚ
SEDE REGIONAL - ILO
LABORATORIO DE INVESTIGACION EN MOLUSCOS
(LIM)
Contacto: [email protected]
INFORME ANUAL
ACONDICIONAMIENTO DE REPRODUCTORES Y OBTENCIÓN DE SEMILLAS DE CONCHA
DE ABANICO Argopecten purpuratus (Lamarck, 1819), EN UN SISTEMA CONTROLADO
EXPERIMENTAL EN EL PUERTO DE ILO
Ilo – Perú
Marzo- 2008
INDICE
I.
INTRODUCCIÓN
......................................................................... 3
II.
ASPECTOS GENERALES
........................................................................ 4
III.
OBJETIVOS
.......................................................................... 8
IV. METODOLOGÍA
........................................................................... 8
V.
.......................................................................... 10
RESULTADOS
VI. DISCUSION Y CONCLUSIONES..….................................................................... .27
VII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS.. ................................................................... 28
VIII. PERSONAL
......................................................................... 36
ANEXO
2
ACONDICIONAMIENTO DE REPRODUCTORES Y OBTENCIÓN DE SEMILLAS DE
CONCHA DE ABANICO Argopecten purpuratus (Lamarck, 1819), EN UN SISTEMA
CONTROLADO EXPERIMENTAL EN EL PUERTO DE ILO
I. INTRODUCCIÓN
La acuicultura está cada vez más importante como fuente de producción de peces y
moluscos en el mundo, debido fundamentalmente al agotamiento de los bancos
naturales por sobrepesca y/o cambios climáticos. Los efectos del evento El Niño (EN)
sobre los invertebrados comerciales de la costa peruana, con especial énfasis en la
zona de Pisco, han sido reportados por varios autores en los últimos años (WOLFF
1985)
Por otro lado, la demanda insatisfecha del mercado internacional convierte al cultivo
de invertebrados en una actividad económica innovadora, de alta rentabilidad, capaz
de generar empleo y riqueza en las comunidades costeras.
Desde 1986 el Instituto del Mar del Perú (IMARPE) viene desarrollando estudios en
ambientes controlados a nivel experimental de especies de moluscos nativos e
introducidos. El desarrollo de los estudios comprende la obtención de lotes de
reproductores habituados a la vida en cautiverio (ostra, pulpo, almeja y pectínidos);
adaptación de técnicas para la fecundación y obtención de puestas en forma
espontánea (pectínidos y ostreidos); técnicas de incubación (bivalvos) y desarrollo de
técnicas de cultivo larvario, incluyendo las de alimentación (microalgas).
En el sur del Perú, el IMARPE ha iniciado estudios sobre especies nativas de
importancia económica de la región a través de su laboratorio controlado experimental,
cuyo objetivo es Incrementar el Desarrollo de Técnicas de Reproducción Artificial de
Moluscos Nativos de la Región para la obtención de “semillas” principalmente de los
recursos “macha” Mesodesma donacium, “chanque” Concholepas concholepas y
“pulpo” Octopus mimus. La construcción de este laboratorio se dio a través del
proyecto, “Mejoramiento de Infraestructura e Implementación de Laboratorio de
Investigación de Moluscos en el Instituto del Mar del Perú (IMARPE) en el distrito de
Ilo, provincia de Ilo, Región Moquegua”; construido entre los años 2004 y 2006 y con el
financiamiento del Gobierno Regional de Moquegua a través de FONCOR, CANON y
Sobre CANON y recursos ordinarios.
Esta infraestructura permitirá iniciar los estudios experimentales, cuyos resultados
generarán las técnicas para la obtención de “semillas” en sistemas controlados y
posteriormente crear tecnologías de producción intensiva de moluscos.
El presente informe contiene el desarrollo de las actividades realizadas en relación a la
aplicación de técnicas de cultivo de microalgas (alimento vivo) y de concha de abanico
(larvas y post larvas), durante el año 2007.
II. GENERALIDADES
2.1 De la Especie Objetivo
Los moluscos bivalvos, también denominados lamelibranquios o pelecípodos, agrupan
a unas 20 000 especies entre marinas y dulceacuícolas (p.e mejillones, las ostras y los
barbechos). Sus tamaños varían desde animales que poseen conchas de unos 2 mm
de longitud hasta almejas gigantes del género Tridacna sp., con conchas que pueden
alcanzar los 2 m de longitud. El cuerpo es comprimido lateralmente, y existe un manto
delgado constituido por dos lóbulos. Las dos valvas laterales se articulan entre sí
3
mediante una charnela (“bisagra”), y se sostienen unidas por un ligamento de la
charnela y músculos aductores de las valvas. Presentan generalmente dos sifones
(exhalante e inhalante) en el extremo posterior (BARNES 1996).
A diferencia de los gasterópodos y cefalópodos, los bivalvos no presentan una clara
cefalización (no hay una cabeza diferenciada) y no poseen rádula. Se alimentan por
filtración (poseen una gran superficie branquial donde se colectan las partículas de
alimento.
La especie Argopecten purpuratus, presenta una concha grande, sólida, circular,
moderadamente convexa, mas larga que alta. Tiene una concha equivalva, concha
simétrica, pleurotética, la valva izquierda algo más abombada que la derecha y
equilateral, orejas casi iguales, las anteriores 1.02-1.21 veces más largas que las
posteriores. Las orejas posteriores de ambas valvas con 6-9 costillas, una escotadura
bisal amplia y profunda, con un ctenolium formado por 4 - 5 dientes. Los umbos
ortogiros (ángulo superior de 116 a 121o) y de contorno circular. El periostraco opaco y
de coloración externa blanca con púrpura encima de las costillas, alternativamente
rosado y marrón. A veces completamente blanco, crema o naranja moteado de crema
o púrpura. La coloración interna de las conchas blancas es blanca reluciente, pero en
las coloreadas hay bandas concéntricas de colores. La ornamentación externa del
disco está formada por 23 a 29 costillas radiales, anchas, lisas y almenadas que se
aplastan hacia el margen ventral. Generalmente la valva derecha con una costilla
menos que la izquierda. Los surcos intercostales con lamellas, pero la valva izquierda
tiene lamellas sobre las costillas. Estrías de interrupción del crecimiento concéntricas
bien marcadas. La ornamentación interna formada por placas que se extienden desde
el borde hasta un punto situado a nivel de la parte superior de la impresión el abductor.
Comisura almenada. Ligamento externo insertado en la ranura ligamentaria. Resilium
alojado en un resilífero. Monomiario, con la impresión el músculo poco acusada,
integropaleal. Impresión poco clara (Figura 1).
Argopecten purpuratus (Lamarck, 1819)
IMARPE - LIM/2007
Figura 1. Morfología Externa de Argopecten purpuratus
A. purpuratus en la costa del Pacífico tropical, se distribuye desde Paita (Perú) hasta
Valparaíso (Chile) (SANZANA, 1978, ALAMO Y VALDIVIESO 1987, AVENDAÑO &
CANTILLANEZ 1996). Sin embargo, GRAU 1959 Y URIARTE ET AL. 1996, lo sitúan en
Corinto (Nicaragua),
Habita normalmente en las zonas protegidas en donde hay presencia de conchuelas,
fondos rocosos, pedregosos, arenosos, arenofangosos, limosos y algosos,
especialmente en pequeños bosques formados por la microalga Rodhymenia sp. Este
molusco puede vivir tranquilamente con temperaturas que van desde los 13 ºC a 20
4
ºC, puede llegar a soportar extremos de 7º C hasta 28 º C. Los tenores de oxígeno son
de 0.2 a 8 mL/L ( BERMUDEZ ET AL, 2004).
La “concha de abanico” es un molusco filtrador, se provee de su alimento dependiendo
de la abundancia de fitoplancton en el medio donde habita. Si el fitoplancton
desaparece, la mayoría de los moluscos migran o mueren de inanición
A. purpuratus es una especie hermafrodita funcional. Tanto la gónada femenina como
la masculina maduran de forma simultánea (Figura 2). Sus gametos los expulsa de
forma secuencial, normalmente el esperma primero seguido de los óvulos, para luego
cambiar a esperma otra vez dentro del mismo ciclo de desove (FAO, 2006)
Argopecten purpuratus (Lamarck, 1819)
b
ma
t
o
m
IMARPE - LIM/2007
Figura 2. Anatomía de la “concha de abanico” (Argopecten purpuratus) en plena
madurez: músculo aductor (ma); branquias (b) (levantadas para resaltar la
gónada; manto (m); ovario (o); testículo (t).
Los ejemplares de A. purpuratus adquieren la primera madurez gonadal cuando
alcanzan la talla de 65 mm, a los 10 o 12 meses de edad, desovando de 1 a 10
millones de óvulos. El proceso del desove se inicia generalmente expulsando al
exterior primero el esperma para después seguir con los óvulos (BERMUDEZ ET AL,
2004).
El ciclo biológico comprende cuatro fases: huevo, larva, juvenil y adulto. La fase larval
es planctónica y presenta tres estadios: 1 trocófora (larva ciliada) 2 veliger (con velo u
órgano ciliado nadador) y el estadio 3 pediveliger, que se caracteriza por la
segregación de la concha y del pie, que le sirve para adherirse al sustrato adecuado
(Figura 3)
Figura 3 Ciclo biológico de la “concha de abanico”
5
2.2 De la pesquería de la especie objetivo
La pesquería artesanal costera en el Perú, muestra una producción anual de cerca de
200 000 t, pero aparece como insignificante comparada con la bien conocida
pesquería de pequeños pelágicos, la cual en algunos años supera los 10 millones de
toneladas anuales, (ESPINO & WOSNITZA-MENDO, 1988). Esta pesquería artesanal
explota alrededor de 170 especies de peces y 30 especies de invertebrados de alto
valor comercial (ESTRELLA & GUEVARA, 1998) que brinda empleo a miles de
pescadores y a sus familias.
La mayoría de los invertebrados bentónicos son capturados por buzos que colectan
estos manualmente del fondo, algunos son desprendidos del sustrato (Concholepas
concholepas, Fisurela sp.) y otros como el pulpo son extraídos con un gancho de sus
refugios. El centro de la pesquería de buceo es la Bahía Independencia, situada al sur
de Pisco, donde destacaba la extracción de la concha de abanico (A. purpuratus),
cuyos volúmenes de desembarque se incrementan explosivamente durante eventos El
Niño fuertes como en los años 1983/84 o 1997/98 (MENDO & WOLFF, 2003).
2.3 Del cultivo en ambientes controlados
La producción más o menos controlada, de especies acuáticas, aun cuando pueda dar
la impresión de ser una práctica moderna, debido al uso –y abuso- que en los últimos
años se está haciendo del término acuicultura, tiene casi la antigüedad que los demás
sistemas de producción de alimentos utilizados por el hombre: la agricultura y la
ganadería. El aprovechamiento de zonas particulares, como lagunas costeras, refugio
de alevines y formas juveniles de diferentes especies marinas, tiene también una
historia de siglos. Este tipo de acuicultura extensiva, la encontramos en Asia
(Tambanks); Italia (vallicoltura), Camargue francesa (Marais), Cádiz y las lagunas del
Delta del Ebro, (esteros) (CASTELLÓ, 1993).
Las características biológicas que permiten que estas especies sean adecuadas para
su cría en ambientes controlados (sistemas intensivos) y con un costo económico
(aceptable), son las siguientes: alta fecundidad, naturaleza gregaria, ciclo reproductivo
controlable, alta tasa de crecimiento y alto contenido proteico en sus tejidos (PADILLA
ALVAREZ Y CUESTA LÓPEZ, 2003).
A diferencia de la cría de especies de agua dulce, la maricultura es una actividad
relativamente reciente en el Perú; pudiendo afirmarse que su ejecución, a nivel de
producción comercial, se inició a mediados de los años ‘70, con la operación de las
primeras granjas de cultivo de peneidos. Previo a ello, se tienen registros de la
ejecución de cultivos experimentales con algunas especies nativas de moluscos
bivalvos (“ostra de mangle” Crassostrea columbiensis, “concha negra” Anadara
tuberculosa, “choro” Aulacomya ater y de peces (“lisa” Mugil cephalus, “monengue”
Dormitator latifrons). La mayoría de estos cultivos experimentales, a nivel de
bioensayos, fueron realizados por diversas instituciones académicas universitarias e
institutos de investigación, destacando el aporte del Instituto del Mar del Perú –
IMARPE (YÉPEZ, 2000).
En el Perú, la cría de “concha de abanico” Argopecten purpuratus, la única especie
objeto de cría a nivel comercial, mantiene una producción que se destina casi
íntegramente a la exportación (YÉPEZ, 2000).
6
2.4 De la infraestructura utilizada
El Laboratorio de Investigación de Moluscos (LIM) está ubicado dentro de las
instalaciones del IMARPE Sede Regional Ilo. Su infraestructura que ocupa un área de
160 m2, es de material de concreto y techo aligerado de fibra forte. El piso de concreto
tapizado con cerámica, tiene una pendiente de 3% y canaletas para desagües con
rejillas de fibra de vidrio (Fig. 4). Adicionalmente, sus instalaciones cuentan con una
serie de sistemas que funcionan de manera versátil: a) sistema hidráulico, b)
tratamiento de agua de mar y c) sistemas auxiliares.
Figura 4. Vista general del Laboratorio de Investigación en Moluscos (LIM).
Ilo, Perú 2007
a) El sistema hidráulico: i) la captación de agua de mar, desde la caseta de bombeo,
ubicada dentro de las instalaciones del Desembarcadero Pesquero Artesanal de Ilo. El
agua de mar recorre 200 m aproximadamente hasta llegar al tanque de sedimentación
(Fig. 5), a través de tuberías de resinas de polietileno de alta densidad (HDPE); ii)
ocho electro bombas autocebantes, como medio de succión e impulsión del agua de
mar y, iii) red de tuberías de agua de mar y agua dulce que abastecen al laboratorio.
2
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Abastecimiento Agua de Mar
(LIM)
Toma de Agua de Mar
CI
1
F
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O
2
Tanque de Sedimentacion
Figura 5. Recorrido de la tubería de abastecimiento de
agua de mar. LIM 2007.
7
b) El sistema de tratamiento de agua de mar comprende: (i) tanque de sedimentación
de agua de mar de material concreto armado de 21.6 m3 de volumen neto de
capacidad, que dispone de un sistema de filtro mecánico, que en su interior presenta
02 compartimentos cribados paralelos que permite el paso de agua y 01 que almacena
agua libre de sedimentos (Fig. 6).
ESTRUCTURA DE TANQUE DE SEDIMENTACIÓN
Escotillas
Ingreso agua
de Mar
Salida agua de mar
sedimentada
Tuberías de rebose
Figura 6. Estructura del tanque de sedimentación. LIM 2007.
(ii) Filtros mecánicos: el agua sedimentada procedente del tanque de sedimentación,
primero ingresa (por presión) por dos filtros de arena (Rapad Sand Filtres) instalados
de forma paralela y de funcionamiento simultaneo, a una velocidad de 106 gpm/filtro,
con el objetivo de remover las partículas sólidas de desecho por separación mecánica
y absorción física. La separación de impurezas suspendidas y coloidales del agua se
realiza a través de una cama de material granular de dos capas (capa superior arena
de 1/8 e inferior de 1/32). Así se logra una excelente reducción de sólidos totales.
Luego, el agua pasa por un filtro de tierra diatomea (alta velocidad y baja presión),
generando agua con partículas menores a 50 micras, que es almacenada en un
tanque elevado. Este filtro sirve como purificador de agua, ya que la tierra diatomea
tiene la propiedad de retención de algas, bacterias, etc. (Fig. 7).
SISTEMA DE FILTRACION
Filtro de Tierra Diatomea
Filtros de Arena
Electrobombas
Sistema manifold
IMARPE-LIM/2007
Figura 7. Distribución y componentes del sistema de filtración de agua de mar. LIM
(iii) Sub sistema de microfiltración, constituido por tres filtros Cuno o de cartucho de
10, 5, 1 micra y un filtro de carbono activado, dispuestos en serie (Fig. 8). El agua
filtrada procedente del tanque elevado, luego de pasar por estos filtros, es distribuido a
través de tuberías de PVC, a las salas de cepas (cultivo inicial de microalgas), cultivo
intermedio y masivo de microalgas, cultivo larvario y reproductores y semillero y, iv)
8
sub sistema de esterilización, conformado por 02 unidades de lámparas de luz
ultravioleta (UV) dispuestos en paralelo, cuyo flujo es de 64 gpm. El agua microfiltrada
impulsada por una electrobomba, ingrese por presión a través de las lámparas UV.
carbón activado
1 um
5 um
10 um
Figura 8. Disposición de filtros Cuno. LIM 2007.
c) Equipos auxiliares son: i) tanque de almacenamiento de fibra de vidrio para agua
potable de 3.5 m3 de capacidad, el cual ingresa por gravedad a los diferentes
ambientes del LIM en tuberías de PVC; ii) cisterna de almacenamiento para aguas
residuales de concreto de 9 m3. Las aguas residuales, cuando alcanzan su nivel
máximo de almacenamiento son evacuadas al sistema de desagüe de la red pública
por medio de dos electrobombas sumergibles de 1 HP; iii) sopladores regenerativos o
Blowers de 2.5 HP, para suministrar aire a los sistemas de cultivo del laboratorio. Su
funcionamiento es constante durante las 24 horas del dia; iv) dos equipos de aire
acondicionado (capacidad de frío es de 12000 y 24000 BTU, respectivamente), para
mantener la temperatura constante en las salas de cultivo de microalgas durante todo
el día; y, v) sistema eléctrico en general (generador eléctrico, cableado,
tomacorrientes, lámparas fluorescentes, etc.).
III.
OBJETIVO GENERAL
Obtener semillas de “concha de abanico” Argopecten purpuratus (Lamarck, 1819) a
nivel experimental, en el Laboratorio de Investigación de Moluscos (LIM) del Instituto
del Mar del Perú, Sede Regional de Ilo.
Objetivos específicos:
−
−
−
Producir en forma continua y eficiente alimento vivo para "concha de abanico".
Obtener gametos viables mediante técnicas de inducción al desove.
Obtener larvas, post larvas y semillas de “concha de abanico” a nivel
experimental.
IV. METODOLOGÍA
4.1 Tecnología de cultivo de microalgas
En agosto del 2007 se inicia el lanzamiento de la línea de cultivo de microalgas, bajo el
asesoramiento de personal de la Dirección de Investigaciones en Acuicultura Gestión
Costera y Aguas Continentales del IMARPE. El personal del LIM fue entrenado sobre
todas las etapas del proceso de cultivo de microalgas empleando técnicas de
9
aislamiento y flujo de cultivo controlado, con la finalidad de promover el uso de cultivos
algales y mantenimiento de un cepario algal de relevancia para la zona.
El método de cultivo de microalgas usado en el Laboratorio de Investigación de
Moluscos del IMARPE Sede Regional de Ilo, según su naturaleza es intensivo, por el
tipo de cosecha es un cultivo batch semi continuo y de acuerdo a su pureza es
monoespecífico.
Las especies de microalgas que actualmente se mantienen en el Laboratorio de
Investigación de Moluscos del IMARPE Sede Regional de Ilo son:
Clase Bacillarophyceae:
Chaetoceros gracilis
Chaetoceros muelleri (México)
Phaeodactylum tricornutum (España)
Clase Prymnesiophyceae:
Isochrysis galbana var. Tahitiana
Pavlova lutherii (Monochrysis lutherii)
Clase Chlorophyceae:
Nannochloris maculata
Nannochloropsis oculata
4.1.1 Técnicas de esterilización del material y del agua de mar
a) Esterilización del Material
El proceso de esterilización es una práctica fundamental que permite eliminar por
medios físicos y químicos, los microorganismos y residuos contenidos en el material y
agua de mar utilizados en las diferentes etapas de cultivo y lograr mejores condiciones
de desarrollo de las microalgas libres de microorganismos contaminantes.
El material de vidrio se esteriliza en un recipiente de 40 L de capacidad, en el que se
diluye alcohol yodado en agua potable (1mL/L). En este recipiente son colocados los
matraces, pipetas, placas, tubos, micropipetas, láminas, capilares, llaves tipo tee y
uniones durante 24 horas (Figura 9), para su posterior enjuague con abundante agua
potable y finalmente agua destilada.
Figura 9. Lavado de material de vidrio
10
Luego, el material de vidrio es secado en la estufa a 150 ºC durante 30 minutos y
almacenados en gavetas limpias. La entrada del cuello estrecho de los matraces de
Erlenmeyer y probetas es cubierta con papel aluminio, mientras que las pipetas y
placas son envueltas con papel Kraft, para su posterior uso. En el caso de capilares,
llaves tipo tee y material plástico, son secados con aire a presión y almacenados en
envases limpios.
Las botellas de 5 L, bombonas de 20 L y tanques de fibra
de vidrio de 200 L, son lavados con detergente diluido y
abundante agua potable a presión, toda esta operación se
realiza periódicamente por personal entrenado, con la
finalidad de desprender y eliminar los restos de microalgas
que pudieran estar adheridas a las paredes de estos
recipientes (Figura 10).
Los difusores y mangueras
Figura 10. Lavado de tanques
de silicona son remojados en
un recipiente que contiene agua potable con hipoclorito de
sodio al 0.1% (1mL/1L) por 24 horas. Posteriormente, se enjuagan con abundante
agua potable y su secado es natural y mientras las mangueras se secan con aire a
presión.
Los filtros cuno son extraídos de sus carcasas diariamente para su lavado con
abundante agua potable a presión al finalizar el día de trabajo, con la finalidad de
retirar las impurezas acumuladas y luego son
remojados en agua potable con hipoclorito de sodio
al 0.1% (1mL/1L) por 24 horas. Finalmente, son
enjuagados con abundante agua potable para su
reposición ordenada y posterior uso.
b) Esterilización del Agua de mar
Para el cultivo de microalgas, el tratamiento del
agua es más riguroso. El agua de mar filtrada a 1
μm, es microfiltrada utilizando un sistema de
Figura 11. Lavado de Filtros
bomba de vacío con filtros de nitrocelulosa de 0.45
y 0.20 μm y posteriormente autoclavada a 15 psi y 248 ºF (120ºC).
4.1.2 Fertilización (Medio de Cultivo)
El medio de cultivo utilizado en el LIM es el F/2 Modificado Guillard, 1975 (FAO. 2006)
(Figura 12).
Figura 12. Medio de cultivo f/2 modificado (Guillard,
1973) contenidos en frascos de vidrio.
11
La composición química del medio de cultivo se muestra en la Tabla 1.
Tabla 1.- Composición química del medio F/2 modificado (Guillard, 1973).
Microalgas marinas
Reactivo 1 (R 1): Nitrato y Fosfato
Reactivos
En 1 Litro (g)
KNO3
75.00
NaH2PO4 . 2 H2O
5.65
Reactivo 2 (R 2): Trazas de Metales
Reactivos
En 1 Litro (g)
EDTA Na2
4.360
FeCl3 . 6 H2O
3.150
CuSO4 . 5 H2O
0.010
ZnSO4 . 7 H2O
0.022
CoCl2 . 6 H2O
0.010
MnCl2 . 4 H2O
0.180
Na2MoO4 . 2 H2O
0.006
Reactivo 3 (R 3): Mezcla de Vitaminas
Reactivos
En 1 Litro (g)
Cyanocobalamina
0.002
Tamina HCl
0.100
Biotina
0.001
Reactivo 4 (R 4): Solución de metasilicato de sodio por litro
Reactivos
mL
Na2SiO3 . 5 H2O
10.00
H3ClO4
5.00
Mientras se esté moviendo el matraz de preparación,
ajustar a pH 8.0 con 1 M Na OH or HCl
Preparación del Medio
En 1 Litro
Reactivo 1
1.00 ml
Reactivo 2
1.00 ml
Reactivo 3
1.00 ml
Preparación para 1 Litro con agua de mar filtrada y ajustar
a pH 3.0 a 4.0 con 1M HCl
Para cultivo masivo controlado (mayor a 4 L)
Proline F/2 Algae Food (Part A y Part B)
Preparación del Medio
En 1 litro
Solución A
0,13 ml
Solución B
0,13 ml
Na2SiO3
0,013 g
12
4.1.3 Fases de Cultivo
a) Fase de Cepario.
Las cepas son mantenidas en medio líquido (contenidas en tubos de ensayo) y en
medio sólido (placas petri), proporcionándoles nutrientes, condiciones de iluminación
constante y temperatura (20 ±1 ºC), factores necesarios para su crecimiento.
Se transfieren 3 gotas de inóculo de la cepa antigua en tubos de 10 ml, utilizando una
micropipeta estéril previamente flameada en el mechero y en condiciones de estricta
asepsia (Figura 13).
Figura 13. Mantenimiento de cepas.
b) Fase Inicial
En esta fase los cultivos se desarrollan en matraces de 250 y 500 mL de capacidad,
los cuales contienen 150 y 300 mL de agua de mar esterilizada y enriquecida,
respectivamente.
En los matraces de 250 mL, se inoculan 50 mL de la especie de interés, flameando la
boca del matraz en el momento del repique. Se hace la rotulación colocando el
nombre de la especie y la fecha y se tapa con papel aluminio. Luego, son colocados
en la estantería bajo temperatura y luz constante y renovados dos veces por semana
(Figura 13).
Figura 14. Inoculación de matraces
En los matraces de 500 mL se inoculan 50 a 100 mL de la especie de interés
provenientes de la producción obtenida en los matraces de 250 mL, flameando la boca
del matraz en el momento del repique, teniendo cuidado de no transferir las células
sedimentadas (concho). Los matraces rotulados (nombre de la especie y fecha)
disponen de un tapón provisto de un capilar para el suministro de aire y son ubicados
en su estantería con temperatura y luz constante. Su renovación depende de la
producción requerida.
13
c) Fase de Cultivo Intermedio
Los cultivos de microalgas se desarrollan en volúmenes que van desde 1 a 5 L. Estos
se disponen en matraces de 1000 mL (con 800 mL de agua de mar esterilizada y
enriquecida), en los cuales se adicionan 100 mL del inóculo de la especie de interés.
Se rotulan con el nombre de la especie objetivo, fecha y se les coloca el tapón y
capilar para disponerlos en su estantería con temperatura y luz constante. Su
renovación depende de la producción requerida.
Figura 15. Matraces inoculados con microalgas
Figura 16. Botellas (5L) inoculadas con microalgas
Las botellas de 5 L de capacidad, son “cebadas” con agua de mar esterilizada (3
repeticiones), para evitar la acumulación de residuos contenidos en el agua potable.
En estas botellas se vierten 4 L de agua de mar filtrada (1μ), irradiada por UV y
“envejecida”. Luego, se adicionan 0.13 mL de Proline F/2 Algae Food (Part A y Part B)
por cada litro de agua de mar esterilizada y 0.01g de Metasilicato de Sodio solo en el
caso de diatomeas.
Posteriormente se inoculan con cultivos procedentes de los matraces de 1L que
presenten las mejores características de crecimiento (color característico y morfología
óptima). Finalmente, se colocan las tapas y el capilar para el suministro de aire y se
colocan en estantería bajo temperatura y luz constante.
d) Fase de Cultivo Masivo
Los volúmenes de cultivo van de 20 a 150 L. Las bombonas de 20 L son cebadas 3
veces con agua de mar esterilizada, para evitar la acumulación de residuos contenidos
en el agua potable (Figura 16). Se suministra 15 L de agua de mar filtrada (1μ),
irradiada por UV y “envejecida” y se adicionan 0.13 mL de Proline F/2 Algae Food
(Part A y Part B) por cada litro de agua de mar esterilizada y solo en el caso de
diatomeas 0.01g de Metasilicato de Sodio.
Posteriormente, se inocula con cultivos procedentes de las botellas de 5 L que
presenten las mejores características de crecimiento (color característico y morfología
óptima). Se coloca papel aluminio y el capilar para el suministro de aire.
Inmediatamente se les ubica en la estantería bajo temperatura y luz constante.
14
Figura 17. Bombonas de 20 L, inoculadas con microalgas.
Los tanques verticales de fibra de vidrio (250 L de capacidad) son cebados con agua
de mar microfiltrada hasta 1μ e irradiada con UV, con flujo bajo. Posteriormente se les
agrega 130 L de agua esterilizada (Figura 17). Luego, se adicionan 0.13 mL de Proline
F/2 Algae Food (Part A y Part B) por cada litro de agua de mar esterilizada y 0.01g de
Metasilicato de Sodio solo en el caso de diatomeas. Se suministra aire constante y
moderado para agitar la columna de agua y se inocula con la especie de interés
procedente de las bombonas de 20L (02 bombonas por tanque). Las botellas de 20 L
deben permanecer sin aire (1 hora aproximadamente) antes de su inoculación, para
que sedimenten las células muertas (que conforman el “concho”) y no se transfirieran
al tanque vertical. Se rotulan los tanques (especie objetivo y fecha de inoculación) y se
mantienen bajo temperatura y luz constante.
Figura 18. Tanques verticales de 250 L de capacidad inoculadas
con microalgas
15
4.1.4 Cuantificación de las microalgas
a) Calidad del alimento vivo
Se monitorea la calidad del alimento vivo producido (características de las células:
forma y movimiento), a través de observaciones en el microscopio (Figura 18). La
calidad se establece de acuerdo a la Tabla 2.
Figura 19. Observación de calidad de Isochrysis galbana.
Tabla 2. Control de Calidad en Cultivo de Alimento Vivo
Calidad
Características
1
sin bacterias
2
presencia de bacterias en algunos campos
3
bacterias presentes en todos los campos
X
con protozoos
b) Densidad Celular
Para realizar el recuento microalgal, se utiliza la cámara de Neubauer de dimensión
1mm por lado (Figura 19). Esta cámara se encuentra dividida en 25 cuadrantes de 0,2
mm, sin embargo solo en 5 cuadrantes se efectúa el recuento de células (se asume
que el registro de células es muy similar en cada cuadrante). Se obtiene el promedio
de los 5 cuadrantes muestreados y se pondera para toda el área de la cámara,
multiplicando este promedio por 5 y luego por 10 000 (volumen de la cámara 1*10-4
mL), para obtener las concentraciones de microalgas en células por mL.
16
Figura 20. Cámara de Neubauer
Todo el procedimiento antes indicado, se realiza a una temperatura ambiental de 20 ±
1°C, aireación constante en sistema cerrado, iluminación constante con fluorescentes
de 40 W y luz fría.
Cosecha
Para realizar la cosecha de microalgas, se debe tener en cuenta la concentración de la
misma en cel/mL y el volumen a obtener estará dado por la siguiente fórmula:
V1 x C1 = V2 x C2
Donde:
V1
C1
V2
C2
Volumen de microalgas que se desea obtener.
Concentración de la microalga en el tanque de cultivo
Volumen de agua de mar del cultivo larval.
Concentración requerida por el cultivo larval, dependiendo del tiempo de
cultivo de las larvas.
Todos los datos obtenidos durante estos procedimientos se registran y analizan
diariamente en hojas de cálculo Excel (Anexo 1).
4.2 Tecnología de cultivo de “concha de abanico” Argopecten purpuratus
4.2.1 Mantenimiento de reproductores en sistema de cultivo suspendido
El cultivo de “concha de abanico” en condiciones controladas depende
fundamentalmente del abastecimiento de reproductores adultos de medio natural, los
cuales se pueden obtener de bancos naturales o de sistemas de cultivo suspendido.
En la región sur del Perú, no existen bancos naturales importantes de “concha de
abanico”, solo se observan concentraciones muy dispersas, no obstante de disponer
de zonas favorables para su desarrollo.
17
Para abastecer al LIM de reproductores de “concha de abanico”, se consideró
mantener reproductores en la Concesión de Pescadores Artesanales Cruz de Picata
(Tacna), procedentes de la zona de la bahía de Ilo (Moquegua).
En la mencionada Concesión, se mantuvieron los reproductores en cautiverio en
medio natural. Para ello, se implementó un sistema long line para cultivo suspendido
de “concha de abanico”, para asegurar en el corto plazo un stock de reproductores.
La línea de cultivo de “concha de abanico”, se localiza en la caleta Punta Picata (17º
52' 17.7'' S y 71º 5' 31.0'' O) distrito de Ite, provincia Jorge Basadre Grohman, Región
Tacna (Figura 20).
PERÚ
71º 06'16.4"
Icuy
Region Tacna
Zona de cultivo suspendido
Pta. Picata
Ilo
Picata
C
a
rr
e
te
ra
Tacna
C
17º51'42.3"
o
17º 51'42.3"
st
a
n
e
ra
DAT UM WGS84
IMARPE/ LIM
S
u
03-2006
71º 06'16.4"
r
Pta. Picata
Ing. V. Castañeda M.
REGIÓN TACNA
Punta picata
IMARPE/VCM/2008
Figura 21. Ubicación de la línea de cultivo experimental de “concha de abanico”
en la caleta Punta Picata, Tacna.
Para la instalación del sistema long line para cultivo experimental de “concha de
abanico”, se realizaron trabajos previos como la construcción e instalación de dos
fondos (muertos) de concreto armado de aproximadamente 500 kg. Estos fueron
trasladados mediante una balsa artesanal (conformada de cilindros y troncos de
propiedad de la asociación de pescadores de Punta Picata). La ubicación del sistema
fue georeferenciada con el apoyo de un receptor GPS Garmin III plus en el área
concesionada. Posteriormente se realizó el armado del sistema long line con cabos de
polipropileno, boyas y linternas.
Es importante destacar la participación en forma coordinada con la Asociación de
Pescadores Artesanales de Punta Picata, Ite – Tacna, quienes colaboraron en la
construcción y en las maniobras para la instalación del long line.
Para abastecer la línea de cultivo, se colectaron ejemplares de “concha de abanico”
mediante buceo semiautónomo del banco natural de Pozo de Lisas y de la Bahía de
Ilo en junio del 2006. Inicialmente se extrajeron 298 ejemplares, los cuales fueron
trasladados en recipientes tipo “coolers” y distribuidos en 4 linternas de 10 pisos cada
18
uno. Se aplicó un monitoreo biológico pesquero mensual, para obtener información
sobre: longitud total, ancho, peso total, peso eviscerado y peso de la gónada. Así
como algunas variables oceanográficas (temperatura, oxígeno, salinidad superficial,
dirección y velocidad de las corrientes, superficial y de fondo).
Entre julio 2006 y setiembre 2007, se renovaron los ejemplares de concha de abanico
del sistema de cultivo en Punta Picata, por ocurrencia de mortalidad natural, pérdidas
y/o deterioro de linternas, etc.
4.2.2 Obtención de Reproductores
En el mes de setiembre del 2007, se trasladan del sistema de cultivo de Punta Picata
246 reproductores a las instalaciones del LIM, para iniciar los estudios de reproducción
y obtención de semillas en ambientes controlados.
Se evaluó la dinámica del Indice Gonadosomático (IGS) de los ejemplares
reproductores, con la finalidad de asegurar el éxito en la inducción al desove de los
reproductores, mediante la siguiente ecuación:
Igs =
Peso Gonadal (g)
x 100
Peso Corporal (g)
Para la estimación del peso corporal y de las gónadas se utilizó una balanza
electrónica HW KESEL SA (precisión 0.01 g).
Debido a los bajos IGS que presentaron los reproductores procedentes de Punta
Picata (sistema de cultivo suspendido), se decidió utilizar un segundo stock de
reproductores (114 reproductores de sistema de cultivo suspendido de la concesión
privada SOMEX–PERU de Pucusana-Lima), acondicionados en tanques de cultivo del
LIM. De este total se obtuvo una muestra al azar de 5 ejemplares y se determinó el
IGS. Al igual que los reproductores de Punta Picata, éstos presentaron bajos IGS’s.
Ante esta situación, se dispuso de un tercer lote de reproductores (96 ejemplares
seleccionados) procedente de medio natural de la zona denominada “fondeadero” de
la Bahía de Ilo (12 a 21 m de profundidad).
4.2.3 Acondicionamiento y selección de reproductores.
Para la etapa de aclimatación (01 día) de los reproductores provenientes de Punta
Picata, Pucusana y de la bahía de Ilo, se procedió como sigue:
Los reproductores se colocaron en tres tanques rectangulares de FRP (Fiberglass
Reinforced Plastic): capacidad de 288 L) para su aclimatación. Cada tanque contenía
180 L de agua de mar sin filtrar y 20 L de microalga Isochrysis galvana, con adición de
oxígeno. Transcurridos 24 horas, los reproductores fueron retirados de los tanques,
para su lavado con la finalidad de eliminar el sedimento y la epifauna (epibiontes e
incrustantes) adherida a sus valvas. Luego, se distribuyeron en 03 tanques limpios,
para su acondicionamiento.
Para esta etapa de acondicionamiento la ración diaria de alimento fue de 30 L de
microalgas. A cada tanque se adicionó aproximadamente 100 L de agua de mar “sin
filtrar”, dependiendo de la velocidad de filtración de los reproductores y la
disponibilidad del alimento (microalgas). La ración de alimento contenía diatomeas de
alto valor nutritivo como Chaetoceros muelleri y/o Ch. gracilis y dinoflagelados como
Pavlova lutherii o I. galbana ricos en HUFA (Highly Unsaturated Fatty Acids).
19
La limpieza de los tanques y renovación del agua se efectuó de forma diaria e
interdiaria, durante toda la etapa de acondicionamiento de los reproductores en el
laboratorio.
4.2.4 Inducción al desove
Dado que los reproductores provenientes de Punta Picata y Pucusana, estaban
próximos a la fase de desarrollo gonadal, fueron inducidos al desove mediante la
aplicación de dos técnicas: sobrealimentación y shock térmico.
Técnica por “sobrealimentación”: consiste en retirar totalmente el agua de mar sin
filtrar de los tanques, exponiendo a los reproductores ejemplares en un medio sin
agua por 15 minutos. Luego, transcurrido este tiempo se añadió 40 L de alimento
consistente en la microalga I. galbana en una concentración de 2 a 5 x106 cel/mL, sin
suministro de oxigeno.
Técnica por “shock térmico”: ésta consiste en calentar el agua de mar sin filtrar
contenida en un recipiente de 30 L en una cocina gas, hasta alcanzar una
temperatura de +/- 27 ºC (los registros térmicos se realizaron mediante un
oximetro/termómetro digital marca YSI modelo 550 A). Pasado este tiempo se
suministró 40 L de la microalgas I. galbana en una concentración de 2 a 5 x106
cel/mL, sin adición de oxigeno.
Estas técnicas fueron aplicadas de manera alternada durante un período de 12 días
(4 veces/día).
Para el caso de los reproductores procedentes de la bahía de Ilo solo se empleó la
técnica por sobre alimentación con I. galvana.
Después de aplicar las técnicas a los reproductores de “concha de abanico”
provenientes de las tres localidades antes indicadas, solamente aquellos
reproductores procedentes de la bahía de Ilo lograron desovar los gametos (“óvulos”
o “espermios”), mostrando los “espermios” una tonalidad lechosa (forman abundante
burbujas en la superficie del tanque cuando reciben aireación) y los óvulos una
coloración anaranjada.
4.2.5 Fertilización de gametos
Luego de producirse el desove se colocaron los reproductores que expulsaban
“óvulos” o “espermios” en recipientes de PVC (“potes”) separados de 02 litros con
agua filtrada/esterilizada (filtrada a 1 μm y esterilizada en lámparas Ultravioleta–UV),
para evitar la autofecundación o polispermia.
Una vez obtenidos los gametos por separado, los “óvulos” son colocados en un balde
de PVC de 20 L de capacidad, previamente tamizados en mallas nytal de abertura de
105 μm, con la finalidad de eliminar fecas y otros residuos orgánicos. Luego, se vierte
agua de mar filtrada/esterilizada hasta alcanzar los 10 L.
Del pote con “espermios”, se toma 10 mL con una pipeta de vidrio (esterilizada), los
cuales se añaden al balde que contiene los “óvulos”. Inmediatamente, para lograr la
fertilización, se mezclan uniformemente los “espermios” y “óvulos” con un
homogenizador de PVC, por un período de 20 a 30minutos (Figura 22).
20
Figura 22. Homogenizado de los gametos
(óvulos y espermios) de los reproductores
de concha de abanico.
Luego de producida la fertilización (validada por observación microscópica del inicio
de la división celular), los gametos fertilizados fueron transferirlos al tanque de cultivo
de larvas con 200 litros de agua de mar filtrada/esterilizada (Figura 23).
Espermios
Ovulos
Figura 23. Tanque de cultivo de larvas con 200
litros de agua de mar filtrada/esterilizada.
21
4.2.6 Desarrollo embrionario
Del tanque de cultivo que contiene los gametos fertilizados, con el apoyo de una
pipeta descartable de 3.0 mL se tomó una alícuota de 1.0 mL (cada 02 horas). Esta
muestra se coloca en una “luna de reloj”, para observar el desarrollo embrionario
mediante un microscopio marca ZEISS modelo Axiostar Plus (objetivo 10 x).
4.2.7 Cultivo larval
Este proceso se realizó en tanques rectangulares de FRP, con adición de agua
filtrada/esterilizada, aireación moderada y constante.
La etapa de cultivo larval de “concha de abanico” se inicia en la fase de trocófora a
larva “D”, Esta etapa tuvo una duración de aproximadamente 44 horas, en donde la
larva “D” logra una longitud media de 97μm. Al tercer día de cultivo, se suministra la
primera ración de alimento consistente en Isochrysis galbana var. Tahitiana en una
concentración de 25 000 cel/mL.
A partir de esta etapa, el recambio de agua de los tanques fue interdiario, utilizándose
para este fin tamices de PVC (Ø 10”) con fondo de malla Nytal que varió desde 35
hasta 250 μm, según la longitud promedio de las larvas (previa evaluación de su
tamaño). Las larvas retenidas en los tamices se colocaron en “potes” de 2 L con agua
de mar filtrada/esterilizada.
Se procede al recambio de agua de los tanques, para facilitar la eliminación de los
residuos orgánicos, larvas deformes o muertas y otros organismos más pequeños,
presentes en los tanques. Producido el desaguado de los tanques, estos se lavan
con abundante agua potable y una mezcla de alcohol yodado/agua potable
(proporción 1:1). Terminado el lavado de los tanques, éstos son llenados nuevamente
con agua de mar filtrada/esterilizada hasta alcanzar los 200 L. Inmediatamente, se
adicionan las larvas conservadas en los “potes” de 2 L.
Por otro lado, para calcular la densidad larval se tomó una alícuota de 0.5 mL con
una pipeta desechable de 3.0 mL. La muestra se fijó en una “luna de reloj” para el
conteo y biometría larval, mediante un estereoscopio marca AO AMERICAN
OPTICAL y un microscopio marca ZEISS modelo Axiostar Plus (objetivo 10x),
respectivamente.
4.2.8 Fijación y Metamorfosis
Esta etapa del desarrollo larval, se considera crítica, dado que la “concha de abanico”
experimenta importantes cambios anatomorfológicos, cuando la larva velígera
nadadora pierde su velo ciliado y comienza a secretar la concha definitiva, entrando
en la etapa de post-larva o juvenil temprano.
Para la fijación de las post-larvas se utilizaron mallas colectoras (malla netlon azul de
10 mm de abertura). El periodo de permanencia en las malla tuvo una duración de 35
días.
Todo el proceso de fijación se llevó a cabo en tanques rectangulares de FRP de 250
L de capacidad. Las post-larvas recibieron diariamente alimento y su dieta estuvo
constituida por Ischrysis Galvana variación taitiana, Chaetoceros gracilis y Pavlova
lutherii.
Asimismo, se registraron datos abióticos (temperatura y salinidad) durante todo el
proceso del cultivo, con la finalidad de estudiar la relación especie-ambiente.
22
V.
5.1
RESULTADOS
De la Tecnología de Cultivo de Microalgas.
Entre los meses de agosto y diciembre del 2007, se mantuvieron en el área de cultivo
de Microalgas del LIM 07 cepas de microalgas: Chaetoceros gracilis, C. muelleri
(México), Phaeodactylum tricornutum (España), Isochrysis galbana var. tahitiana,
Pavlova lutherii (Monochrysis lutherii), Nannochloris maculata y N. oculata.
Las cepas empleadas de acuerdo a los requerimientos nutricionales de la “concha de
abanico” fueron: Chaetoceros gracilis, Isochrysis galbana var. Tahitiana, Pavlova
lutherii (Monochrysis lutherii).
Para el cultivo de microalgas se utilizó como nutriente en sus etapas iniciales el F/2
Guillard modificado, mientras que en las etapas intermedia y masiva se empleó Proline
F/2 Algae Food (Part A y Part B) como fuente de enriquecimiento, de manera que se
asegure el aporte continuo de nutrientes requeridos para las microalgas en cultivo y
por otro lado el suministro de alimento vivo con los requerimientos nutricionales
óptimos para el bivalvo “concha de Abanico” en sus diferentes etapas de desarrollo y
crecimiento.
El cultivo de microalgas en el LIM en sus diferentes etapas se mantuvo bajo
parámetros controlados tales como 20 ºC ±1, luz constante (40 watts) y turbulencia
moderada que favorece la oxigenación de las células.
Por otro lado, el aislamiento del cultivo del medio externo y el seguimiento de la
calidad del cultivo evita la proliferación principalmente de bacterias y protozoarios
minimizando los riesgos de contaminación.
En términos de producción, el flujo del cultivo de microalgas responde a las demandas
de la línea de moluscos, mostrando los siguientes resultados:
6
Grafico Nº1: Producción de Microalgas (cel/mL x 10 )
Producción de Microalgas (cel/mL x 106)
2007
(cel/ml)
5E+06
4E+06
3E+06
2E+06
1E+06
0E+00
Nov
Dic
(t)
It
Ch gr
Pv
23
La producción experimental de microalgas correspondientes a Isochrysis galbana,
Chaetoceros gracilis y Pavlova lutherii alcanzaron densidades promedio de 4,31x106,
1,76x106 y 1,32x106 cel/mL respectivamente.
Durante noviembre se obtuvieron las mayores concentraciones promedio para I.
galbana (4,28x106cel/ml) y Ch. gracilis así como P. lutherii presentaron
concentraciones promedio bajas que alcanzaron 1,18x106 y 5,19x105cel/ml
respectivamente, mientras que en diciembre se observó un incremento de la
concentración promedio de Ch. gracilis (2,06x106cel/ml) y P. lutherii (1,92x106cel/ml),
siendo I. galbana (3,92x106cel/ml) la especie suministrada en menor proporción
(Gráfico 1).
Grafico Nº2: Producción de Microalgas (L)
(L)
Producción de Microalgas (L)
2007
70
60
50
40
30
20
10
0
Nov
Dic
(t)
It
Ch gr
Pv
Se han cosechado volúmenes mensuales promedios de 27 L de Isochrysis galbana,
48 L de Chaetoceros gracilis y 25 L de Pavlova lutherii.
Es importante destacar que la producción de microalgas está supeditada
fundamentalmente a la demanda alimenticia de la línea de cultivo de moluscos, en
vista de ello los volúmenes suministrados fluctuaron en función a la densidad
microalgal requerida por los estadíos larvales en el que se encontraba el bivalvo,
existiendo una relación inversamente proporcional entre la concentración y el volumen
de cosecha otorgado como alimento vivo; es así que durante noviembre se
proporcionaron volúmenes bajos para I. galbana (16L), Ch. gracilis (32L) y P. lutherii
(11L), mientras que en diciembre se incrementaron los volúmenes de I. galbana (39)
Ch. gracilis (65L) y P. lutherii (38L) (Gráfico 2).
5.2 DE LA TECNOLOGÍA DE CULTIVO DE CONCHA DE ABANICO Argopecten
purpuratus
5.2.1 Obtención de los reproductores
Para el presente estudio se utilizaron 456 ejemplares de reproductores de “concha de
abanico” (A. purpuratus) procedentes de 3 localidades, como se muestra en la Tabla 3.
Tabla 3. Procedencia de Reproductores de “concha de abanico” para acondicionamiento
Procedencia
Nº Reproductores
%
Punta Picata
(Tacna)
246
53.9
Pucusana
(Lima)
114
25.0
Bahía de Ilo
(Moquegua)
96
21.1
Total
456
100.0
24
5.2.2 Determinación de la madurez gonadal
Con la finalidad de asegurar el éxito en la inducción al desove de los reproductores,
se calcularon los valores promedio del Índice Gonadosomático (IGS), para evaluar el
desarrollo de la madurez gonadal.
Los valores de Indice Gonadosomático (IGS) de los reproductores analizados, se
obtuvieron de 11 y 5 gónadas de Punta Picata y Pucusana, respectivamente. El mayor
valor promedio de IGS fue 11.01 (máx.= 12.7 y mín.= 8.5), correspondiente a los
ejemplares procedentes de Pucusana, mientras los ejemplares de Punta Picata
presentaron un IGS promedio de 8.43 (máx.= 12.2 y mín.= 5.0). Estos valores
indicaron que solo los reproductores de Pucusana se encontraban próximos a la
máxima fase de la madurez gonadal, lo que conllevó al éxito del desove inducido
(Tabla 4).
Tabla 4. Cuadro comparativo de IGS obtenidos de reproductores de Punta Picata y Pucusana.
Determinacion del IGS de los Reproductore Procedentes
de Pta. Picata y Pucusana
Numero
IGS Picata 27/09/07
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
6,64
6,88
10,36
8,93
12,23
9,24
5,04
8,48
7,54
7,34
10,06
92,74
8,43
PROMEDIO
IGS Pucusana
15/10/07
8,52
12,7
11,29
12,61
9,92
55,04
11,01
5.2.3 Acondicionamiento de reproductores
El periodo de acondicionamiento de los 246
reproductores de “concha de abanico”
procedentes de la localidad de Punta Picata
(Tacna) en agua de mar en tanques fue de 5
días, con valores térmicos en superficie que
fluctuaron entre 17 y 20 ºC. Se reportó la
mortalidad de 8 ejemplares (3.25%) del total de
reproductores acondicionados.
Los 114 reproductores de Pucusana (Lima),
fueron acondicionados durante 24 horas, bajo
temperaturas de 17 a 20 ºC. En este grupo de
reproductores no se presentó mortalidad.
Figura 24. Tanque con reproductores de
concha de abanico (A. purpuratus) en
proceso de acondicionamiento en el LIM.
25
El acondicionamiento de los 96 reproductores procedentes de la bahía de Ilo
(Moquegua), se realizó durante 4 horas, siendo sometidos a una temperatura de 19
ºC. El corto tiempo responde al hecho que algunos ejemplares presentaban indicios de
desove (expulsión de gametos).
5.2.4 Inducción al desove
Luego del proceso de la inducción de desove, se obtuvo el desove de 8 reproductores
(7.0% del total de ejemplares acondicionados). Respecto a los reproductores de la
bahía de Ilo, 9 ejemplares (9.4% del total de ejemplares acondicionados) desovaron
por sí solos, luego de permanecer por 40 minutos en tanques sin agua de mar. No se
logró inducir al desove a los reproductores de Punta Picata.
Figura 25. Inducción al desove de los reproductores de A. purpuratus en
el Laboratorio de Investigación en Moluscos del IMARPE.
Finalmente, a partir de los reproductores de Pucusana y de la bahía de Ilo, se logró
obtener 24540000 óvulos para su fertilización, contenidos en 8 L (11840000 óvulos) y
10 L (12700000 óvulos) en agua de mar filtrada/esterizada, respectivamente. Respecto
a los espermios (Figura 26), se obtuvo en un volumen de 2 L de agua de mar
filtrada/esterizada, para este caso no se efectuó un conteo para estimar el numero de
de espermios por no contar con la técnica adecuada en ese momento; pero si se
observó en el microscopio la activa funcionabilidad de las mismas.
Figura 26. Gametos de A. purpuratus: a) óvulos y reproductor
expulsando los espermios
5.2.5 Fertilización
Para verificar el logro de la fertilización, se realizaron exámenes microscópicos del
inicio de la división celular. Es así que luego de 20 minutos se observaron los óvulos
fecundados.
5.2.6 Desarrollo embrionario
26
Transcurridas las 40 horas posteriores a la fertilización, se observó el desarrollo de los
embriones que pasaron por las siguientes etapas hasta la larva trocófora (Figura 27):
i.
ii.
iii.
iv.
Óvulo fecundado (t=20 min.) (Fig. 27a)
Formación del primer corpúsculo polar y mitosis celular (t=60 min.) (Fig.27b).
Mórula a las 02 horas de fertilización (Fig. 27c).
Larva trocófora a las 24 horas de la fertilización (Fig. 27d)
Figura 27. Desarrollo Embrionario de A. purpuratus: a) Ovulo fecundado, b) Mitosis Celular, c)
Morula, d) Trocofora.
5.2.7 Desarrollo Larval
Se consideraron 4 etapas de desarrollo hasta la fijación o metamorfosis
a) Larva de Charnela recta o larva D
A las 44 horas de cultivo se observan larva veliger “D” o larva de charnela recta (Fig.
28) con una longitud promedio de 97 ± 13 µm, cuya característica fue la presencia en
su estructura la primera concha larval o prodisoconcha y a los 5 días post-fecundación
la longitud promedio fue de 114 µm.
El desplazamiento de las larvas se da por medio de un velo ciliado retráctil y por un
par de flagelos centrales. Además presento un estómago muy desarrollado, definido y
funcional, el cuál ocupaba la mayor parte de la larva o prodisoconcha.
Figura 28. Larva “D” veliger de A.
purpuratus.
b) Larva Pré-umbonada
A partir del día 6 post-fecundación se observo larvas pré-umbonadas cuya
característica es una forma redondeada (semi-curva inicial), muy activas que se
movilizaron en toda la columna de agua; presentaron una longitud inicial máxima
promedio de 125 µm y el décimo día de cultivo presentó una longitud promedio de 158
µm (Fig. 29).
27
Figura 29. Larva Pre-umbonada de
A. purpuratus.
c) Larva Umbonada y Umbonada avanzada
El día 11 post-fecundación se evidenció el estadío larval de veliger umbonada, la cual
presentó una charnela semi-curva atribuido principalmente al crecimiento de la región
del umbo (Fig. 30). La longitud máxima promedio valvar al principio de este estadío fue
de 182 µm y al dia 15 presentó un promedio de 200 µm.
En esta fase se observó la presencia y actividad del velo, y su disminución en
actividad y tamaño al final de la fase, un par de flagelos de posición central se
evidenciaron durante toda el estadío umbonado. El estómago continuó siendo la
estructura más desarrollada, para finalmente entrar a la etapa de umbonada avanzada
a partir del día 16 post-fecundación con una longitud promedio de 216 a 234 µm en el
dia 21 post- fecundación.
Figura 30. Larva Umbonada de A. purpuratus.
d) Larva Pediveliger
El día 22 post-fecundación se apreció la última fase larval, pediveliger, con una talla
inicial de 234 µm de longitud valvar. En este estadío larval se observaron estructuras
de precompetencia larval, tales como, desarrollo de un órgano pedal o pie en cuya
base se apreció una mancha ocular, la cual es semejante a un “punto” de coloración
café oscuro (Fig. 31).
Figura 31 Larva Pediveliger de A. purpuratus.
5.2.8 Fijación o Asentamiento Larval
A partir de los 25 días de cultivo se dispuso en las mallas de fijación, esta etapa se
caracterizó por que las larvas asentaron al fondo lo que produjo una alta mortalidad
por contaminación por materia orgánica, protozoarios, copépodos, larvas de
poliquetos, restos de microalgas, etc. y otros elementos extraños que no permitieron
su movilidad. Finalmente no se logró cuantificar la población debido a la sensibilidad
de dichas larvas al manejo (Fig. 32).
28
Figura 32. Post larvas de A. purpuratus en malla de fijación netlon
5.2.9 Alimentación de Larvas y Post Larval de Argopecten purpuratus
A las 44 horas post-fecundación se le proporcionó su primera alimentación consistente
en microalgas desnudas y de pequeño tamaño celular como Isochrysis galbana, con
una concentración de 20000 células/mL, hasta el día 6; posteriormente el día 7 se
incrementa a 25 000 cel/mL, con una de proporción de 60% de Isochrysis y 40% de
Chaetoceros. Luego del día 11 al 15 se mantiene la concentración del alimento de
25,000 células/mL pero se cambia la proporción de 50% para cada tipo de microalga
(Isochrysis y Chaetoceros). A partir del día 16 al día 20 las larvas se encuentran en
etapa umbonada avanzada, se mantiene la concentración y la proporción, finalmente
para la etapa de asentamiento o metamorfosis se le reduce la concentración de
alimento a 20000cel/mL ya que en esta etapa las larvas reducen su dieta alimentaría;
a partir del día 21 se le adiciona la microalga Pavlova lutherii en una proporción de
20% de la concentración total hasta el día 29 de cultivo; desde el día 30 post
fecundación se consideran post larvas (> 1mm) y se incrementa la concentración del
alimento a 25000 cel/mL de las 3 variedades de microalgas de acuerdo a la Tabla 5.
Tabla 5. Concentraciones de microalgas respecto a días de cultivo para A purpuratus.
Día de
cultivo
Descripción
Concentración
Cel/ml
Ch. gracilis
(%)
1
2–6
7 – 10
11 – 15
16 – 20
21 – 29
30 – 35
35 – 41
42 – 50
embrionario
Larva veliger “D”
pre-umbonada
umbonada
umbonada avanzada
premetamorfica
postlarva 1
postlarva 2
postlarva 3
0
20000
25000
25000
25000
20000
25000
25000
30000
40
50
50
40
40
40
35
I. galvana (%)
100
60
50
50
40
40
30
35
P. lutherii
(%)
20
20
30
30
5.3.0 Densidad larval
Al segundo día de cultivo se efectuó el primer conteo larval (reproductores de
Pucusana) donde se determinó 12 700 000 larvas en etapa veliger, distribuidas en 6
tanques con una densidad de 10 larvas/mL; por los problemas de contaminación ya
descritos se produjo una mortalidad de 11 620 000 larvas, llegando a la etapa de
fijación o asentamiento al día 25 de cultivo con 1 080 000 larvas, de acuerdo a la Tabla
6 y Figura 33.
29
Tabla 6. Densidad Larval según el días de Cultivo de A purpuratus de Reproductores
Procedentes de Pucusana
DIA DE
CULTIVO
LARVAS DE PUCUSANA
NUMERO
DE
Nro.
DENSIDAD
TANQUES Larvas/Tanque Larvas/ml
02
04
12
25
6
6
6
1
12700000
9700000
5510000
1080000
10
8
5
2
CURVAS D E SU PERVIVENCIA LARVAL DE REPRODUCTOR ES
PROCEDENTE DE PUCUSANA
Numero de Larvas (n)
14000000
12000000
10000000
8000000
6000000
4000000
2000000
0
02
04
12
25
Dias de cultivo
Figura 33. Curva de Supervivencia Larval de A. purpuratus de Reproductores Procedentes de
Pucusana
Las larvas de reproductores de la Bahía de Ilo, fueron 11 840 000 larvas en etapa
veliger, distribuidas en 4 tanques con una densidad de 15 larvas/mL; problemas de
contaminación por bacterias dieron origen a una gran cantidad de protozoarios, motivo
por el cual se tuvo que descartar el cultivo en el día 15 (Tabla 7 y Figura 34).
Tabla 7. Densidad Larval según los días de Cultivo de A. purpuratus de Reproductores Procedentes de
la Bahía de Ilo.
DIA DE
CULTIVO
02
04
06
13
15
NUMERO
DE
TANQUES
LARVAS DE LA BAHIA DE
ILO
Nro.
DENSIDAD
Larvas/Tanque Larvas/ml
4
4
4
2
11840000
5740000
4120000
506000
0
15
7
5
2
0
CUR VAS DE SU PERVIVENCIA LARVAL D E REPRODUC TORES
PROCEDENTE DE LA BAHIA DE ILO
14000000
Numero de Larvas (n)
12000000
10000000
8000000
6000000
4000000
2000000
0
02
04
06
13
15
Dias de cultivo
Figura 34. Curva de Supervivencia Larval de A. purpuratus de Reproductores Procedentes de la
Bahía de Ilo.
30
5.3.1 Crecimiento Larval
Se determinó la curva de crecimiento larval con una temperatura promedio de 21.9ºC,
con renovación del 100% del agua de mar tratada y alimentación cada 24 horas, se
obtuvo una larva final en etapa de asentamiento de 234µm de longitud promedio en 21
días post fecundación a una tasa de crecimiento de 7.6µm/día tal como se puede
observar en la Fig. 35; considerando que los primeros 8 días el crecimiento se
mantuvo constante (5.3 µm/día), tuvo un incremento a 7.3 µm/día en promedio hasta
el 21 día de cultivo, es probable que el incremento de la dieta alimentaria (25 000
cel/mL) a partir del 8vo día de cultivo haya favorecido al crecimiento de la larva.
CRECIMIENTO PROMEDIO DE LARVAS DE CONCHA DE
ABANICO (Argopecten purpuratus) EN
AMBIENTE CONTROLADO
Crecimiento (um)
250
200
150
100
Tasa Promedio = 7,6µm/día
50
2
4
6
8
10
13
15
16
18
21
Dias de Cultivo
Figura 35. Curva de Crecimiento Larval de A. purpuratus.
5.3.2 Producción y estructura de Tallas de “semilla”
Se logró obtener una producción total de 462 ejemplares de “semillas” que
presentaron rango de talla de 1.0 a 8.0 mm, longitud promedio de 4.7 mm y moda de 5
mm, ya en su medio natural a los 15 días (día 80 de cultivo) presentaron rangos de
talla de 4.0 a 10.0 mm, moda de 6.0 mm, y una mortandad de 1.1% (Tabla 8).
Tabla 8 Frecuencia de longitudes de semilla de A. purpuratus.
65 Días Cultivo
80 Días Cultivo
Longitud (mm)
Frecuencia (n)
%
1
2
4.0
0
2
4
8.0
0
3
7
14.0
0
4
10
20.0
7
7.8
5
11
22.0
25
27.8
6
6
12.0
30
33.3
7
6
12.0
21
23.3
8
4
8.0
3
3.3
9
0
0.0
3
3.3
1
1.1
TOTAL
50
100
90
100
Long. Promedio
4.7
10
Frecuencia (n)
%
0
6.0
31
5.3 CONSIDERACIONES ABIOTICAS
5.3.1 Temperatura
Se registró la temperatura de los tanques de cultivo diariamente (08:0, 12:00 y
18:00 hr), con el fin de obtener un promedio mensual y su influencia en el
desarrollo larval desde el primer día de cultivo hasta el día que se enviaron las
semillas a su medio natural, la temperatura promedio mas alta se registró en
diciembre y el mas bajo en octubre del 2007 (Tabla 9).
Tabla 9. Temperatura Promedio Mensual de los tanques de cultivo de Larvas y Post larvas.
Meses
Temperatura
Promedio (ºC)
Octubre
Noviembre
Diciembre
19.8
21.3
23.1
El segundo día de cultivo (25 de octubre) se registró la temperatura mas baja con
19.1 ºC y la mas alta el día 59 de cultivo (21 de diciembre) con 24.0 ºC (Fig. 23),
Lo que nos indica que la temperatura tuvo un incremento progresivo propio del
cambio estacional, favorable para el desarrollo de las larvas.
Con fines de aclimatación de las post larvas para el traslado a su medio natural
se procedió a bajar la temperatura del agua de los tanques de cultivo mediante
circulación constante con un caudal de 10 gl/min, lográndose bajar la
temperatura hasta 22.0 ºC; esta operación se realizó por el lapso de una hora
durante 4 días consecutivos.
VARIACIONES DE TEMPERATURA PROMEDIO EN TANQUES DE LARVAS DE
CONCHA DE ABANICO (Argopecten purpuratus) EN EL 2007
25
Temperatura (ºC)
24
23
Temperatura Mínima
22
Temperatura Máxima
Día 2 de Cultivo
21
Día 59 de Cultivo
Temperatura de
Aclimatación
20
19
OCT
DIC
NOV
18
1
5
9
13
17
21
25
29
33
37
41
45
49
53
57
61
65
Dia de Cultivo
Figura 37. Valores mínimos y máximo registrado en el cultivo de larvas y post-larvas de “Concha de
abanico” en el 2007.
32
El incremento de la temperatura de los tanques de cultivo fue directamente
proporcional con el incremento de la temperatura medioambiental como se observa en
la Fig. 38.
30,0
24,0
25,0
22,0
20,0
20,0
15,0
18,0
10,0
16,0
Temperatura
Ambiental (ºC)
Temp. de
Cultivos(ºC)
26,0
Variabilidad Térmica de Tanques de Cultivo y el Medio Ambiente en el
último Trimestre del 2007
5,0
Oct
Nov
Dic
14,0
0,0
1
5
9
13
17
21
25
29
33
37
41
45
49
53
57
61
65
Dias de Cultivo
O
Tº Cultivos
Tº Ambiental
Figura 38. Variabilidad Térmica de los Tanques de Cultivo con Relación a la Temperatura
del Medio Ambiente
5.3.2 Salinidad
Los valores de Salinidad en la toma de agua durante el último trimestre del año 2007,
fluctuaron entre 34.727 a 34.760 UPS (Tabla 10), indicándonos la presencia de las
Aguas Costeras Frías en este sector de la bahía.
Tabla 10. Valores promedios mensuales de salinidad de la toma de agua del LIM. 2007
2007
Salinidad
(UPS)
Octubre
Noviembre
Diciembre
Promedio Final
34.760
34.727
34.742
34.728
Las fluctuaciones de la salinidad respecto a la Fig. 39 muestran un rango mínimo de
34.664 UPS (23 noviembre) y máximo de 34.785 UPS (31 noviembre); lo cual nos indica
una fuerte influencia de las corrientes frías del sur, observando un ligero incremento en la
última semana de diciembre, producto del descenso de los vientos alisios y el ingreso a la
estación de verano.
33
Variación de la Salinidad (UPS) en la Estación Fija de la Toma de Agua para el
Abastecimiento de los Sistemas de Cultivo del LIM (2007)
34,810
34,790
Salinidad (UPS)
34,770
34,750
34,730
34,710
34,690
34,670
Oct
Nov
Dic
34,650
1
3
6
8 13 15 17 20 22 24 27 29 31 34 36 38 41 43 45 48 50 52 55 57 59 64 66
Día de Cultivo
Figura 39. Variaciones de la salinidad de la estación costera de la Bahía de Ilo
durante el último trimestre 2007
VI. CONCLUSIONES
Se estableció la línea de Cultivo de Microalgas demostrando que se cuenta con las
condiciones básicas adecuadas para realizar las operaciones de cultivo y
mantenimiento de cepas microalgales a ser empleadas como alimento vivo según los
requerimientos del bivalvo “Concha de Abanico”.
Para el presente estudio se emplearon 456 reproductores procedentes de Pta Picata
(Tacna), Pucusana (Lima) y de la bahía del puerto de Ilo, con valores promedio de IGS
de 8.43 y 11.01%, que correspondieron a reproductores de Pta. Picata y Pucusana.
El periodo de acondicionamiento de reproductores fue de 4 a 24 horas durante 5 días,
con temperaturas que fluctuaron entre 17 a 20 ºC. Se logró un desove espontáneo de
reproductores procedentes de Pucusana luego de 13 días de intentos y ejemplares de
la Bahía de Ilo luego de 4 horas de acondicionamiento por un proceso de desecación
casual de 40 minutos.
Se emplearon 17 reproductores de “concha de abanico” para la obtención de gametos
viables para la fertilización: 08 reproductores de Pucusana y 09 reproductores de la
Bahía de Ilo.
Se observó la siguiente secuencia embrionaria; ovulo fecundado luego de 20 minutos,
formación del primer corpúsculo polar y mitosis celular a 60 min, mórula a las 02 horas
y larva trocófora a las 20 horas después de la fertilización.
El cultivo larvario se desarrolló considerando las siguientes etapas: larva de Charnela
recta o larva “D” con una longitud promedio valvar de 97 µm en 5 dias de cultivo, larva
Pré-umbonada con 158 µm en 6 días de cultivo, larva Umbonada y Umbonada
avanzada, con 200 µm. en 15 días, larva Pediveliger, con 234 µm en 22 días y la
fijación o asentamiento se realizó luego de 25 días en mallas de fijación.
En todo el proceso de cultivo larval hasta la obtención de semilla de “concha de
abanico”, se proporcionó tres clases de microalgas de acuerdo al orden de
importancia: Isochrysis galbana, Chaetoceros gracilis y Pavlova lutherii.
34
La densidad larval para reproductores de Pucusana se inició con 12 700 000 larvas en
06 tanques en etapa veliger, disminuyendo hasta la etapa de asentamiento en 1 080
000 larvas. Para la Bahía de Ilo se inició con 11 840 000 larvas en 04 tanques; en
etapa veliger al día de cultivo 15 se eliminó su totalidad por contaminación.
Se logró obtener una producción total de 462 ejemplares de semillas de “concha de
abanico”, con rangos de talla de 1.0 y 8.0 mm, una longitud valvar promedio de 4.7
mm y moda de 5 mm.
La temperatura de los tanques de cultivo más alta se registró en diciembre (23.1 ºC) y
la más baja en octubre (19.8 ºC). Los valores de salinidad en la toma de agua fluctuaron
entre 34.727 a 34.760 UPS, indicándonos la presencia de las Aguas Costeras Frías en
este sector de la bahía.
VII. REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS
−
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pp.
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Argopecten purpuratus (Lamarck, 1819), en el banco de La Rinconada, II
Región. Ciencia y Tecnología Marina (Chile) 19: 57-65.
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PERÚ
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DOCUMENTO TECNICO DE PESCA 471.
GRAU, G. 1959. PECTÍNIDAE OF THE EASTERN PACIFIC. ALLAN HANCOCK PACIFIC
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MENDO, J. Y WOLFF, M. 2003. EL IMPACTO DE EL NIÑO SOBRE LA PRODUCCIÓN DE
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INSTITUTO DEL MAR DEL PERÚ. 11 P.
WOLFF M. 1985. ABUNDANCIA MASIVA Y CRECIMIENTO DE PRE-ADULTOS DE LA
CONCHA DE ABANICO PERUANA (ARGOPECTEN PURPURATUS) EN LA ZONA DE PISCO
35
BAJO CONDICIONES DE "EL NIÑO" 1983. PP. 87-90. EN: ARNTZ, W., A. LANDA Y J.
TARAZONA (EDS.). "EL NIÑO" Y SU IMPACTO EN LA FAUNA MARINA. BOL. INST. MAR
PERÚ-CALLAO, VOL. EXTR.
VIII. PERSONAL
Ing. Vicente Castañeda M.
Blgo. Sheyla Zevallos F.
Ing. Roger Eyerbe O.
Téc. Christian Jiménez C.
36
ANEXO
1. Diagrama de flujo de la producción de concha de abanico durante el año
2007. LIM 2007
A
M
B
I
E
N
T
E
N
A
T
U
R
A
L
LABORATORIO DE INVESTIGACIÓN
EN MOLUSCOS (LIM)
ACONDICIONAMIENTO DE
REPRODUCTORES
LOTE DE
REPRODUCTORES
BANCO
NATURAL
CULTIVO DE
PRESEMILLA
SEMILLA
H
A
T
C
H
E
R
Y
Inducción al Desove
CULTIVO LARVAL
PRODUCCIÓN
DE
MICROALGAS
ASENTAMIENTO Y
METAMORFOSIS
CULTIVO DE
POSTLARVAS
Diagrama de Producción experimental
de Concha de abanico
ENGORDA
37