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Transcript

ME-2012
ESCUELA DE MEDICINA | UCR
ESCUELA DE MEDICINA
DEPARTAMENTO DE FISIOLOGÍA
PRÁCTICAS DE LABORATORIO
[ FISIOLOGÍA HUMANA ]
MEDICINA I ciclo 2017
DEPARTAMENTO DE FISIOLOGÍA
Contenido
PRESENTACIÓN ................................................................................................................................ 3
NORMAS DE TRABAJO EN EL LABORATORIO .......................................................................... 5
OBJETIVOS GENERALES DEL LABORATORIO .......................................................................... 8
PRÁCTICAS DE LABORATORIO .................................................................................................... 9
CONCEPTOS BÁSICOS DE BIOESTADÍSTICA ......................................................................... 9
❶ OSMOSIS Y PERMEABILIDAD EN EL ERITROCITO ...................................................... 19
❷ ELECTROMIOGRAFÍA ......................................................................................................... 29
PARTE 1: Reclutamiento de unidades motoras y fatiga en el músculo esquelético. .............................................. 31
PARTE 2: Reclutamiento de unidades motoras durante contracciones isométricas e isotónicas ........................... 39
❸ ELECTROCARDIOGRAFÍA .................................................................................................. 46
PARTE 1: Electrocardiograma en reposo. ............................................................................................................. 52
PARTE 2: Modificaciones electrocardiográficas por diferentes maniobras experimentales. ................................. 57
❹ RESPIROMETRÍA .................................................................................................................. 68
PARTE 1: Respirometría (registro con el respirómetro mecánico). ....................................................................... 71
PARTE 2: Respirometría (sistema BIOPAC®) ......................................................................................................... 77
PARTE 3: Espirometría (registro con el espirómetro de impedancia). ................................................................... 88
❺ PRESIÓN ARTERIAL Y FRECUENCIA CARDÍACA. ........................................................ 93
PARTE 1: Medición de la presión arterial y frecuencia cardiaca en reposo ........................................................... 99
PARTE 2: Modificación por las diferentes maniobras experimentales ................................................................ 102
❻ DIURESIS EN EL SER HUMANO ....................................................................................... 111
❼ EFECTO DE DROGAS SOBRE MUSCULO LISO AISLADO .......................................... 120
❽ MECANISMOS SENSORIALES Y AUDICIÓN ................................................................. 129
❾ REFLEJOS EN EL SER HUMANO Y VISIÓN ................................................................... 143
❿ ÍNDICE GLICÉMICO DE LOS ALIMENTOS .................................................................... 163
⓫ METABOLISMO BASAL Y ENERGÉTICO ....................................................................... 172
PARTE 1: Determinación de la tasa metabólica utilizando el sistema de circuito cerrado (respirómetro mecánico)
.......................................................................................................................................................................... 175
PARTE 2: Determinación de la tasa metabólica utilizando el sistema de circuito abierto (sistema de adquisición de
datos BIOPAC) ................................................................................................................................................... 177
PARTE 3: Análisis del consumo de oxígeno ......................................................................................................... 182
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ESCUELA DE MEDICINA | UCR
PRESENTACIÓN
Este folleto de laboratorio es un resumen de las prácticas que se llevarán a cabo en este
semestre por los estudiantes de los cursos del Departamento de Fisiología. En estas prácticas, que
son las más tradicionales; se ha ido incluyendo el uso de las microcomputadoras en la captura y
análisis de datos, no sólo en los roles tradicionales, sino haciendo posible la detección de variables
que hasta ahora no se habían podido registrar en nuestros laboratorios.
En el Departamento de Fisiología de la Universidad de Costa Rica, este desarrollo se ha
realizado como tarea de nuestros profesores, de nuestros asistentes, y con la colaboración de varios
grupos de estudiantes que se han prestado para llevar a cabo las pruebas preliminares de las nuevas
prácticas.
En el futuro, se tratará de dar un enfoque más moderno y más fisiológico a prácticas que, por
el material con que se contaba, no toman en cuenta los modernos avances de la electrofisiología, la
medición cuantitativa de parámetros que eran imposibles de medir hasta hace poco, y el análisis de
los datos obtenidos que permiten los nuevos instrumentos unidos al uso de las computadoras.
Pero es el esfuerzo continuo de todos: profesores, administrativos y estudiantes, lo que nos
hará avanzar cada día más, poniendo mejores prácticas en manos de los estudiantes, para que ellos,
al estar mejor preparados, tengan una mayor oportunidad en sus desempeños profesionales.
Se debe agradecer a las autoridades universitarias que han apoyado nuestro trabajo de
desarrollo y la adquisición de herramientas más modernas. Merecen también un gran
reconocimiento los compañeros profesores, que con su incesante interés, que se traduce en valiosas
observaciones y consejos, han hecho mejorar paulatina pero constantemente estas prácticas de
laboratorio. Se espera seguir contando con esa invaluable ayuda.
En todo caso, buscar nuevas y mejores formas de enseñar, de acuerdo con nuestros tiempos
no puede ser una labor ajena al quehacer universitario, donde la imaginación y el conocimiento,
deben trabajar de la mano para crear un futuro mejor.
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DEPARTAMENTO DE FISIOLOGÍA
Misión
El laboratorio tiene como misión brindarle un espacio al estudiante en el cual examinar
experimentalmente algunos de los conceptos que ha visto en la teoría, y al mismo tiempo desarrollar
algunas destrezas psicomotoras sobre técnicas que encontrará en el futuro.
Debe aprender a trabajar con sujetos experimentales, seres humanos, animales y órganos
aislados, a los que debe respetar y de los que debe aprender tanto como le sea posible, para justificar
la inversión de tiempo, esfuerzo y sacrificio que involucra la realización de las prácticas de
laboratorio.
Visión
Es un espacio en el cual profesores, asistentes y estudiantes se desenvuelven con el fin de
lograr un aprendizaje práctico, en un ambiente de respeto y reflexión con el fin de establecer las
relaciones entre los datos que obtiene como resultado de su trabajo y los principios enunciados en
la teoría.
Este folleto es producto del trabajo de muchos profesores del departamento y fue revisado
y editado por: Licda. Rocío Castro Arce, Dr. José Ernesto Sánchez Altamirano, Dra. Adriana Suárez
Urhan, Dr. Pablo Álvarez Aguilar, M.Sc. Mariela Arias Hidalgo, M.Sc. Susana Quirós Cognuck, Bach.
Rodolfo Obando, Dra. Gabriela Morales Scholz y Dr. Oscar Brenes.
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ESCUELA DE MEDICINA | UCR
NORMAS DE TRABAJO EN EL LABORATORIO
UNIVERSIDAD DE COSTA RICA
FACULTAD DE MEDICINA
ESCUELA DE MEDICINA
Departamento de Fisiología
Carrera Acreditada
por el SINAES
NORMAS DE TRABAJO EN EL LABORATORIO
1.
La asistencia a las prácticas se rige por lo establecido en el reglamento de la Escuela de
Medicina. La asistencia es obligatoria. El máximo de ausencias permitidas es de un 10% y
quien supere ese límite perderá el curso.
2.
Por razones de bioseguridad, no se permitirá la entrada al laboratorio a estudiantes sin
gabacha, sin el material de trabajo o sin la protección necesaria para realizar esa práctica,
ej.: anteojos de seguridad. Quien no utilice el material de protección no podrá
permanecer en el laboratorio y quedará ausente de la práctica.
3.
El estudiante deberá conocer la práctica antes de cada sesión, para corroborar esto el
profesor podrá hacer uso de los siguientes mecanismos:
a) Llamadas orales al azar, antes o durante la sesión, con las cuales el estudiante probará
su conocimiento.
b) Examen corto previo a la práctica.
4.
El comportamiento del estudiante, además de lo estipulado en el Reglamento de Régimen
Académico Estudiantil, deberá regirse por todo lo siguiente:
a) Está prohibido fumar o ingerir cualquier tipo de bebidas o alimentos.
b) Está prohibido utilizar el teléfono celular para hablar y/o enviar mensajes de texto.
c) El uso de las computadoras es permitido solo cuando se utiliza para efectos de la
práctica de laboratorio. No se permitirá su uso para accesar las redes sociales o
información que no esté en estrecha relación con el trabajo de laboratorio que se
está realizando.
d) No se puede dar bromas, ni proceder en forma alguna que ponga en peligro la
integridad física, emocional o moral de sus compañeros.
e) El respecto a la persona o personas que sirvan como sujetos experimentales, se
deberá garantizar que no se les somete a ningún trauma físico o moral. En el caso de
aquellas pruebas de carácter invasivo, como la toma de una muestra de sangre, se
tratará de reducir al mínimo las molestias que esto conlleve.
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DEPARTAMENTO DE FISIOLOGÍA
f)
g)
h)
i)
j)
El uso y manejo de animales de experimentación cumplirá con las normas
internacionales sobre el uso de animales de laboratorio y las normas contenidas en
la Guía para el cuido y uso de animales de laboratorio.
El uso y manejo de los equipos de laboratorio deberá hacerse bajo la supervisión de
un instructor o asistente de laboratorio; pero el estudiante será en todo momento
responsable de cualquier daño que causare al operarlo de manera inadecuada o
descuidada.
Los efectos personales del estudiante deberán ser colocados en la estantería que se
encuentra a la entrada del laboratorio; excepto aquellos útiles que se van a emplear
directamente en la práctica.
Al concluir la práctica los estudiantes deberán recoger los útiles y materiales,
devolver los préstamos de equipo y LAVARSE LAS MANOS, antes de salir del
laboratorio.
Cualquier estudiante que utilice en forma indebida el equipo de laboratorio, o que
cause molestia o riesgo a sus compañeros o al personal del laboratorio, se le aplicará
el Reglamento de Orden y Disciplina de los estudiantes de la Universidad de Costa
Rica.
5.
Se harán varios grupos de trabajo, los cuales deberán:
a) Distribuir el trabajo de la práctica entre los integrantes de manera que todos
participen y desarrollen las habilidades psicomotoras.
b) Responsabilizarse por el material y los equipos que se les suministre para realizar la
práctica, el cual debe quedar limpio y acomodado al igual que la mesa. Los grupos
deberán solicitar al asistente un paño o esponja, con el cual limpiar y recoger los
regueros al finalizar la práctica.
c) Reponer o pagar todo el material que quiebren o pierdan.
6.
En aquellos laboratorios en que el sujeto experimental sea un ser humano, se espera de
los estudiantes la colaboración voluntaria; en el entendido de que no se les solicitará
actividad alguna que pueda causar trastornos físicos, psíquicos o religiosos; a este último
respecto, los casos especiales deberán ser notificados al profesor encargado del grupo al
inicio del curso, o en el caso de enfermedad o lesión incapacitante, al inicio de cada
laboratorio. De no haber notificación previa se asumirá que no existe impedimento
alguno para realizar la práctica. Los estudiantes deberán además firmar una fórmula de
consentimiento informado en la cual se hace constar que aceptan participar, que conocen
la práctica y que tanto los instrumentos como los procedimientos usados han sido
diseñados para producir un mínimo de riesgo y que las molestias si las hay, serán las
mínimas. En el caso de que se haya excusado por razones de salud deberá presentar el
certificado médico.
7.
Las prácticas están diseñadas de tal forma que al trabajar en forma ordenada, sin pérdida
de tiempo, terminan a la hora señalada. Si algún grupo se atrasa no se dará tiempo extra
en el laboratorio y tendrán sus resultados incompletos.
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8.
El estudiante debe aprovechar todas las oportunidades durante las sesiones de
laboratorio para practicar y desarrollar sus destrezas psicomotoras con lo que alcanzará
los objetivos respectivos. Por lo tanto, está prohibido que el estudiante se retire del
laboratorio antes de que el profesor a cargo lo dé por terminado, o que utilice el tiempo
del laboratorio para realizar actividades concernientes a otro curso.
9.
Durante el transcurso de la práctica se pasará una hoja de asistencia que el estudiante
deberá firmar.
10.
En algunos cursos, al finalizar la práctica los estudiantes deberán entregar a su tutor las
hojas de recolección de datos debidamente llenas.
11.
Los estudiantes deben de traer al laboratorio: goma, tijeras, papel milimétrico, regla,
transportador, hojas blancas, engrapadora. Estos útiles NO se prestarán en el laboratorio.
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OBJETIVOS GENERALES DEL LABORATORIO
1. Observar, registrar y analizar fenómenos cuantitativos y cualitativos, y expresar los
resultados en forma de cuadros y gráficos.
2. Colaborar en grupos para obtener un resultado.
3. Correlacionar la teoría con la práctica mediante un adecuado análisis e interpretación de los
resultados obtenidos.
4. Adquirir destrezas psicomotoras en técnicas como toma de la frecuencia cardiaca por medio
del pulso, la presión arterial, la utilización de los instrumentos mecánicos y electrónicos de
uso corriente en el laboratorio.
5. Aprender el trato serio y respetuoso de los pacientes (sus compañeros), y la manipulación de
los aparatos.
6. Explicar los datos obtenidos de acuerdo con el método científico, usando como criterios los
principios teóricos a los que se refiere cada una de las prácticas, analizando las variables que
entran en juego en cada uno de los pasos de los experimentos.
7. Aprender a recoger, manipular y presentar los datos y las conclusiones de su trabajo en el
laboratorio como si de un trabajo científico se tratara.
He leído cuidadosamente las normas y los objetivos generales del laboratorio y estoy de
acuerdo con las condiciones estipuladas para mi participación, en fe de lo cual firmo el día
____________________
Nombre
8|Página
Carné
Firma
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PRÁCTICAS DE LABORATORIO
CONCEPTOS BÁSICOS DE BIOESTADÍSTICA
OBJETIVOS:
1. Familiarizarse con conceptos básicos de estadística descriptiva.
2. Desarrollar la capacidad de reconocer los tipos de datos generados en las ciencias
biomédicas, como tabularlos, analizarlos y la forma más adecuada de presentarlos.
3. Familiarizarse con los diferentes tipos de gráficos y sus partes, así como la correcta selección
de cada tipo de gráfico de acuerdo a los datos obtenidos.
CONCEPTOS CLAVE:
·
·
·
·
·
Estadística descriptiva e inferencial.
Variables cuantitativas y cualitativas.
Distribuciones de frecuencia y porcentajes.
Medidas de tendencia central (promedio, mediana y moda).
Medidas de dispersión (desviación estándar y error estándar).
INTRODUCCION:
La bioestadística es la rama de la estadística cuyas herramientas son utilizadas en el análisis
de datos derivados de las ciencias biológicas y médicas. En general, los objetivos de la estadística
son: 1) la organización, caracterización y descripción de conjuntos de datos y 2) la toma de
decisiones, conclusiones y predicciones respecto a grandes volúmenes de datos a partir de pequeñas
muestras de ellos. Los métodos que permiten cumplir el primer objetivo los agrupamos en la
definición de Estadística Descriptiva y el segundo objetivo se logra mediante herramientas de lo que
se conoce como Estadística Inferencial.
Durante las diferentes sesiones de laboratorio que desarrollarán como estudiantes de los
cursos de fisiología ustedes se enfrentarán a la recolección y análisis de datos experimentales de
diferente naturaleza, por lo que el objetivo principal de esta sección es demostrarles cómo
reconocer, describir, resumir y comunicar datos derivados de las práctica experimental biomédica,
valiéndose primordialmente de las herramientas de la Estadística Descriptiva.
I.
Reconocimiento de variables y tipos de datos
Los datos son la materia prima de la estadística y comprenden números obtenidos a través
de la medición o el conteo de una variable elegida. La variable es aquello que vamos a analizar en el
estudio que estemos desarrollando. Algunas variables comunes en las ciencias biomédicas son: la
presión arterial, la frecuencia cardiaca, el peso, la edad, entre otros.
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DEPARTAMENTO DE FISIOLOGÍA
Los datos a analizar provienen de una población (de tamaño “N”) que es la colección total de
datos existentes en un momento particular y puede ser finita o infinita. Ya que normalmente no se
puede tener acceso a los datos totales de una población, se trabaja con muestras (de tamaño “n”),
que pueden definirse como una parte de una población. Por ejemplo, suponga que usted desea
reportar la glicemia en ayuno de estudiantes de 20-30 años, donde el “N” es desconocido, entonces
se empleará una pequeña muestra “n” de la población total, sus compañeros de clase serán la
muestra, la cual puede o no ser representativa de la población total.
Las variables seleccionadas para su análisis pueden clasificarse en dos grandes grupos: las
variables cuantitativas y las cualitativas.
● Variables cuantitativas: Estas variables contienen información respecto a cantidad y pueden ser
medidas, como por ejemplo: la edad, la frecuencia cardiaca o la fuerza muscular. Estas variables
proveen de un valor numérico y presentan además una unidad de medida asociada que debe ser
siempre reportada junto al número medido. Por ejemplo: edad = 20 años, frecuencia cardiaca =
70 lat/min, fuerza muscular = 30 kg.
Las variables cuantitativas suelen ser de naturaleza continua, lo que quiere decir que existe la
posibilidad de la existencia de valores intermedios entre los valores reportados y pueden
presentar un número infinito de decimales, en función del aparato de medición. Por ejemplo, la
fuerza muscular puede ser de 30 kg, 30.4 kg, 30.45 kg, 30.452 kg, etc.
● Variables cualitativas: Estas contienen información referente a atributos y no pueden ser
medidas, pueden solo clasificarse o categorizarse, representan características de los
componentes de una muestra, por ejemplo: provincia de origen (San José, Alajuela, etc.), sexo
(masculino, femenino), número de estudiantes en el grupo.
Aunque no pueden ser medidas, se puede contar el número de casos que engloba cada categoría
y estos conteos o “frecuencias” son el número que se utilizará para el análisis posterior. Estas
variables son de naturaleza discreta, lo que quiere decir que no existen valores intermedios entre
las categorías, por ejemplo: no pueden existir 60.4 estudiantes en el grupo.
El primer paso en el análisis de datos experimentales obtenidos a partir de una muestra de
tamaño “n” es ordenarla en un programa de análisis de datos, como el Excel de Microsoft Office o
LibreOffice Calc de la plataforma Libre Office. Posteriormente debe identificarse la naturaleza de la
información numérica presente para el análisis (Cuadro 1 y 2).
Cuadro 1. Valores de fuerza muscular generada por 3 sujetos experimentales en 3
contracciones seriadas de intensidad creciente. Ejemplo de datos cuantitativos (continuos).
Contracción
10 | P á g i n a
Sujeto
1
2
3
1
10.3
14.5
20.5
2
10.7
14.9
20.9
3
9.9
14.1
20.1
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Cuadro 2. Sujetos con agudezas visual de 20/10, 20/20 y 20/30 con y sin anteojos.
Ejemplo de datos cualitativos (discontinuos).
II.
Agudeza
visual
Sin
anteojos
Con
anteojos
20/10
2
2
20/20
18
21
20/30
6
3
Total
26
26
Análisis y presentación de datos cualitativos
-
Distribuciones de frecuencia y porcentajes
Una vez que se han identificado o creado las categorías en que agruparán los datos y se ha
realizado en conteo de los mismos se debe proceder a ingresarlos en un programa de análisis como
los mencionados anteriormente. Generalmente, cuando es posible, las categorías son ordenadas de
menor a mayor (ver Cuadro 2), el cuadro resultante es conocido como una distribución de
frecuencias.
En ocasiones puede ser de utilidad conocer la proporción o el porcentaje de ocurrencia de
cada categoría, en lugar del número de valores que caen dentro de cada categoría. Esta información
puede obtenerse dividiendo el número de valores en cada categoría entre el número total de valores
en la muestra obteniendo la proporción (Eq. 1), o dividiendo entre el número total de valores y
multiplicando por 100 obteniendo el porcentaje (Eq. 2) (Cuadro 3).
Eq. 1.
Eq. 2.
Cuadro 3. Sujetos con agudeza visual de 20/10, 20/20 y 20/30
representados en forma de frecuencia, de proporción y de porcentaje.
-
Sin anteojos
Agudeza
visual
Frecuencia
Proporción
Porcentaje
20/10
2
0.077
7.70
20/20
18
0.692
69.20
20/30
6
0.231
23.10
Total
26
1.000
100
Los histogramas
Las distribuciones de frecuencias se presentan en forma de gráfico de barras, la cual es conocida
como un histograma.
11 | P á g i n a
DEPARTAMENTO DE FISIOLOGÍA
Para construir un histograma se debe tener en cuenta que generalmente las categorías de las
variables se colocan en el eje horizontal, conocido como eje x; y las frecuencias se colocan en el eje
vertical, conocido como eje y (Fig. 1).
Fig. 1. Histogramas de frecuencias (A), proporciones (B) y porcentajes (C).
En las imágenes anteriores se pueden apreciar partes imprescindibles de todo gráfico, como
lo son: 1) Títulos en los ejes “x” y “y”. 2) Las unidades en que se midieron o se expresan los datos. 3)
Leyenda si se requiere. 4) La ausencia de un título en cada gráfico, la cual es sustituida por la
información en el subtítulo, el cual a su vez cuenta con una numeración asociada.
III.
Análisis y presentación de datos cuantitativos
Los datos cuantitativos pueden ser condensados mediante el cálculo de un único número,
llamado medida descriptiva, y que puede calcularse a partir del conjunto de datos experimentales,
la cual describe y resume la estructura del conjunto de datos. Las medidas descriptivas son varias,
pero nos vamos a centrar en dos tipos: las medidas de tendencia central y las medidas de dispersión.
1.
MEDIDAS DE TENDENCIA CENTRAL
Las medidas de tendencia central conllevan información respecto al valor promedio o más
común de un conjunto de datos, son los descriptores por excelencia de un conjunto de datos y
resumen el total de su composición. Las medidas de tendencia central de uso más frecuente son: la
media aritmética, la mediana y la moda.
a.
La media aritmética.
Esta es la más utilizada y es la que la mayoría de las personas tienen en mente cuando se
habla de “promedio”. La media aritmética se denota con el símbolo “ ” y se obtiene sumando todos
los valores de la población y dividiendo entre el total de valores de la muestra (Eq. 3).
Eq. 3.
12 | P á g i n a
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Su cálculo puede realizarse en Excel y LibreOfficeCalc. En una celda libre, al final de la columna
de datos inserte la función “=promedio” y señale el conjunto de datos (Fig. 2).
Fig.2. Cálculo del promedio de un conjunto de datos de frecuencia cardiaca (n=6).
Entre las propiedades de la media están:
- Cada conjunto de datos presenta una única media aritmética.
- De fácil cálculo y comprensión.
- Los valores extremos influyen sobre ella y en ocasiones pueden distorsionarla.
b.
La mediana.
Este es el valor que divide el conjunto de datos por la mitad (en dos partes iguales). Para
calcularla el primer paso es que todos los valores deben ser acomodados en orden de magnitud
creciente (de menor a mayor). Si el conjunto de datos en la muestra es impar, la mediana es el valor
central del conjunto ordenado. Cuando el conjunto de datos es par no existe un valor medio único,
en este caso la mediana es igual a la media aritmética (promedio) de los dos valores centrales (Fig.
4).
Para ordenar los datos existe la herramienta “Ordenar” en Excel (Fig. 3) y “Sort…” en
LibreOffice Calc, accesible en el menú que se despliega al presionar el botón derecho del Mouse.
Fig. 3. Herramienta de ordenar de Excel.
13 | P á g i n a
DEPARTAMENTO DE FISIOLOGÍA
Fig. 4. Cálculo de la mediana en un conjunto de datos pares.
Entre las propiedades de la mediana están:
- Cada conjunto de datos presenta una única mediana.
- De fácil calculo.
- No se ve afectada por valores extremos.
c.
La moda.
Esta es la menos usada y menos recomendada de las medidas de tendencia central. La moda
de un conjunto de valores, no necesita ser calculada. Es el valor que se presenta con mayor
frecuencia en la muestra con que se trabaja. Y tiene la ventaja que puede utilizarse también en datos
cualitativos, señalando la categoría que ocurre con mayor frecuencia.
Entre las propiedades de la moda están:
- No es única. Un conjunto de datos puede tener más de una moda.
- Si todos los valores en el conjunto son diferentes, la muestra no tendrá moda.
2.
MEDIDAS DE DISPERSIÓN
La dispersión de un conjunto de datos hace referencia a la variabilidad de los mismos. Si todos
los datos son iguales no existe dispersión, si existe poca diferencia entre los datos la dispersión es
pequeña y si las diferencias son grandes aumentará también el grado de dispersión (Fig. 5). La
medida de dispersión más común es la desviación estándar, sin embargo existen otras, que pueden
ser descriptivas de la muestra, como el rango o inferenciales como los intervalos de confianza y el
error estándar.
Fig. 5. Dos distribuciones de frecuencias con igual media aritmética, pero diferente magnitud de dispersión.
14 | P á g i n a
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a.
Desviación estándar.
Es intuitivo pensar que la dispersión de los datos se da alrededor de su media aritmética, por
lo que la desviación estándar vendría a señalar el que tanto difieren los datos de la muestra del
promedio de la misma. Ya que la desviación estándar señala el grado de dispersión de los datos de
la muestra respecto a su media esta sería la más apropiada para describir los datos delas muestras
obtenidas en las prácticas del laboratorio.
Matemáticamente, la desviación estándar, representada como “s”, corresponde a la raíz
cuadrada de la suma del cuadrado de la desviación de cada dato individual (x) respecto al promedio
( ) dividido entre n-1 (Eq. 4).
Eq. 4.
Su cálculo debe realizarse en Excel o LibreOfficeCalc. Se emplea la columna de datos y en una
celda libre, al final, se inserta la función “=desvest” y se señala el conjunto de datos (Fig. 6).
Fig. 6. Cálculo de la desviación estándar de un conjunto de datos de frecuencia cardiaca (n=6).
Algunas versiones recientes de Excel presentan entre las opciones de “Herramientas de
gráficos” y “Agregar elemento de gráfico” la posibilidad de incluir “Barras de Error”, entre las que se
encuentra una opción llamada “Desviación estándar”. Esta herramienta NUNCA debe ser usada pues
las desviaciones agregadas no corresponden a las desviaciones reales de los datos experimentales.
En cambio, la desviación estándar debe ser calculada como se describió previamente e
insertada en los gráficos eligiendo entre las opciones de Barras de error la pestaña “Más opciones
de barras de error…”, luego “Personalizado”, “Especificar valor” y por último seleccionar las casillas
donde se encuentran los valores de desviación calculados.
15 | P á g i n a
DEPARTAMENTO DE FISIOLOGÍA
b. Error estándar
Esta herramienta estadística representa el que tanto se acerca la media de la muestra a la
media poblacional. Permite evidenciar la calidad de la muestra y se basa en el supuesto que entre
más grande sea una muestra, más exactitud existirá en la medición del promedio.
El error estándar se denota como “SEM” y se calcula dividiendo la desviación estándar entre
la raíz cuadrada de la muestra (Eq. 5.).
Eq. 5.
El valor de esta herramienta estadística es principalmente inferencial ya que permite la
comparación entre grupos y la deducción por inferencia de posibles diferencias. Al graficar dos
promedios junto con su error estándar, si existe traslape de los errores es poco probable que haya
una diferencia entre los promedios (Fig. 7A), pero si no existe traslape entre los errores es probable
que exista una diferencia real entre los promedios (Fig. 7B).
Fig. 7. Promedio ± SEM de la frecuencia cardiaca en dos horas del día (A) o en condiciones de reposo y
ejercicio (B) (n=6).
REPRESENTACIÓN GRÁFICA DE DATOS CUANTITATIVOS
Ya se han ejemplificado algunos tipos de gráficos (Figuras 1, 5 y 8). Los datos cuantitativos
pueden ser graficados en forma lineal o mediante gráficos de barras, en función de si las variables
medidas son continuas o discontinuas, respectivamente. Independientemente del gráfico empleado
debe siempre reportarse la medida de tendencia central asociada a una medida de dispersión que
permita la comparación visual de las diferencias.
16 | P á g i n a
ESCUELA DE MEDICINA | UCR
Por ejemplo: una variable continua, como es la frecuencia cardiaca, fue medida palpando el
pulso radial por 15 s y contando pulsaciones que fueron después reportada en lat/min. Este proceso
se repitió cada 2 min por 14 min, posterior a la realización de ejercicio aeróbico moderado. Se realizó
la prueba en 5 sujetos y se desea observar cómo se da la disminución de la frecuencia cardiaca a lo
largo del tiempo de recuperación posterior a la realización de ejercicio aeróbico.
Según lo aprendido, los datos primero deben ser tabulados en Excel o LibreOffice Calc y
calcularse el promedio y la desviación estándar de la frecuencia cardiaca. Visto que nuestra variable
independiente es el tiempo (que es continuo), y nuestra variable dependiente es la frecuencia
cardiaca (que es continua), se debería emplear un gráfico lineal. El siguiente gráfico representa los
promedios ± desviación estándar asociada (Fig. 8)
Fig. 8. Frecuencia cardiaca posterior a la realización de ejercicio aeróbico
moderado (n=5).
Recuerde, las partes imprescindibles de todo gráfico: títulos en los ejes, unidades, un título
en la parte inferior con la información de los datos representados, una numeración asociada, una
medida de tendencia central y una de dispersión.
En el caso que la frecuencia cardiaca haya sido analizada en diferentes condiciones
experimentales (variable categórica), se debería emplear un gráfico de barras para presentar los
resultados, ya que la variable independiente (condiciones) no es lineal (Fig. 9).
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Fig. 9. Frecuencia cardiaca (lat/min) de 10 sujetos durante la realización
de 3 condiciones experimentales (cambios de posición corporal). Datos
representados como promedio ± error estándar.
REFERENCIAS:
1. Daniel W. 2004. Bioestadística: Base para el análisis de las ciencias de la salud. 4º Ed. LIMUSA
WILEY, México.
2. Cristofoli M.E., Belliard M. 2003. Nociones básicas estadística con Microsoft Excel. Ediciones
Maurina, Argentina.
3. Cumming G., Fidler F., Vaux D.L. 2007. Error bars in experimental biology. Journal of cell biology
177(1):7-11.
4. Altman D.G., Bland J.M. 2005. Standard deviations and standard errors. BMJ 331:903.
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❶ OSMOSIS Y PERMEABILIDAD EN EL ERITROCITO
OBJETIVOS:
1. Observar al microscopio la imagen de los eritrocitos en suspensión isotónica y los cambios
morfológicos producidos por soluciones hipotónicas e hipertónicas de cloruro de sodio.
2. Analizar la resistencia a la hemólisis, de una población mixta de eritrocitos, ante gradientes
crecientes de osmolaridad, trazando la curva respectiva.
3. Analizar semicuantitativamente la velocidad de hemólisis de los eritrocitos expuestos a
distintas soluciones isoosmolares, y relacionar los valores obtenidos con el coeficiente de
reflexión de la membrana de Stavermann.
4. Diferenciar entre soluciones isoosmolares e isotónicas y las soluciones isoosmolares no
isotónicas por efecto de la permeabilidad de la membrana.
CONCEPTOS CLAVE:
·
·
·
·
·
·
Osmolaridad (soluciones hipo, iso e hiperosmolares).
Tonicidad (soluciones hipo, iso, hipertónicas).
Regulación del volumen celular.
Mecanismos de transporte: difusión simple, transporte facilitado, osmosis, transporte activo.
Coeficiente de reflexión.
Presión osmótica y Ley de Van`t Hoff.
INTRODUCCION:
El eritrocito es una célula fácil de conseguir, y por sus características se presta muy bien para
la observación de fenómenos que modifican su morfología; son células anucleadas que contienen
proteínas transportadoras de oxígeno, conservan las enzimas de la glicólisis y generalmente
mantienen una forma de disco bicóncavo que facilita su función de intercambio, por presentar una
amplia superficie de exposición, para un volumen determinado. Los eritrocitos tienden a agruparse
en pilas de discos, o rollos, los cuales pueden observarse cuando la concentración de los mismos es
elevada; por lo que emplearemos eritrocitos lavados en una suspensión isotónica al 4 % para facilitar
su observación en el microscopio.
En esta práctica es importante considerar los cambios producidos al exponer las células a
medios hipo e hipertónico, y realizar el análisis comparativo entre ellos. Otro aspecto que se explora
en este laboratorio es el concepto de coeficiente de reflexión, y el efecto de dicho índice sobre la
estabilidad de los eritrocitos en soluciones que, siendo isoosmolares no son isotónicas. El poder
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diferenciar entre los conceptos de osmolaridad y tonicidad, es uno de los aspectos que hacen
importante este laboratorio.
La forma y el volumen de los eritrocitos cambian cuando varía la cantidad de agua contenida
dentro de su membrana celular, pudiendo tomar una forma estrellada o espinosa (crenación)
cuando presentan pérdida de agua o bien adquirir la forma de una esfera (esferocitos) por un
aumento del volumen celular.
Durante un aumento del volumen celular, cuando el influjo de agua supera la capacidad de
distención de la membrana, se puede generar ruptura de ésta (hemólisis), lo cual produce la
liberación de la hemoglobina, contenida en el interior del eritrocito hacia el medio extracelular, por
lo que se puede inferir el grado de hemólisis cuantificando la concentración de hemoglobina en el
medio; es por estas condiciones que se ha empleado el eritrocito como un osmómetro para estimar
las propiedades de una solución.
La fragilidad osmótica del eritrocito depende de características como la edad, el tamaño, la
forma y las condiciones propias de la estructura interna de la célula por lo que al emplear una
población de millones de células la fragilidad osmótica sigue la distribución de una curva normal.
En principio la permeabilidad de cualquier molécula a través de una membrana celular
depende de varios factores entre los cuales destacan: peso molecular, estructura tridimensional,
liposolubilidad, polaridad y la presencia o ausencia de transportadores. Todo lo cual está relacionado
con la estructura química y el tipo de grupos sustituyentes (-CO, -OH, -O, -NH2, etc.) que posea la
molécula. En el caso de este laboratorio es importante comparar el tiempo de hemólisis de una
muestra de eritrocitos con las características de las moléculas utilizadas.
MATERIALES:
1
1
1
1
1
4
Microscopio.
Espectrofotómetro Spectronic 20D
Centrífuga para tubos de ensayo.
Gradilla de alambre.
Pipeta de 1ml.
Pipetas Pasteur.
Agua destilada.
Glóbulos rojos empacados.
2
3
40
1
1
Láminas: cubre y portaobjetos por estudiante
Cubetas para fotómetro.
Tubos de ensayo de 13 x 100 mm.
Cronómetro.
Pipeta de 5 ml.
Papel parafilm en cuadrados.
NaCl en solución hipertónica (1200 mOsm).
Suspensión de glóbulos rojos al 4 %.
Soluciones salinas (SS) seriadas:
SS
SS
SS
25 mOsm/L
100 mOsm/L
175 mOsm/L
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SS 50 mOsm/L
SS 125 mOsm/L
SS 200 mOsm /L
SS 75 mOsm/L
SS 150 mOsm/L
SS 300 mOsm/L
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Soluciones isoosmolares de diversas sustancias:
Sustancia
Cloruro de sodio
Peso Molecular
(g/mol)
Estructura Química
58,5
Na+ Cl-
Urea
60
Etanolamina
61
Etilenglicol
62
Butanol
74
Isobutanol
74
Tiourea
76
Dietanolamina
105
Glucosa
180
PROCEDIMIENTO:
 OBSERVACIÓN DE LOS CAMBIOS MORFOLÓGICOS DE LOS ERITROCITOS
1. Homogenice la suspensión de eritrocitos al 4%, realizando movimientos suaves en forma de
ochos sobre la mesa, y con una pipeta Pasteur coloque una gota en un portaobjetos limpio,
cúbrala con el cubreobjetos y con cuidado póngala en la platina del microscopio (Fig. 1.1).
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2. Encienda la luz del microscopio, ajuste la distancia interpupilar de los oculares (en caso de
que el microscopio sea binocular) y la posición del diafragma cerrado, recuerde que la
profundidad del campo y la resolución mejoran con el diafragma cerrado.
Fig. 1.1. Microscopio binocular de luz, se rotulan sus principales componentes.
3. Cerciórese que la platina del microscopio esté alejada de los objetivos, ponga en el revólver
el objetivo de más bajo poder (lupa), acerque lentamente la preparación al objetivo
utilizando el enfoque macrométrico.
4. Observe el aspecto general del campo a bajo poder, cerca de un borde y seleccione una parte
en la que se encuentren las células dispersas y abundantes.
5. Enfoque con el siguiente poder, la lente es isofocal con la anterior por lo que sólo se requiere
un ligero ajuste con el enfoque micrométrico. Observe el aspecto de las células presentes.
6. Lleve ahora la preparación al alto poder (40x). Al cambiar la lente asegúrese que el objetivo
entre en posición sin tocar la lámina, sin llenarse de líquido. Para esto puede ver por el lado
del microscopio la preparación y el objetivo. En esta práctica no se debe utilizar el lente de
inmersión (100x).
7. Observe la morfología general de los eritrocitos, dibuje los eritrocitos observados y compare
las dimensiones de los eritrocitos con el diámetro del campo.
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8. Desplace lentamente la preparación hacia uno de los bordes del cubreobjetos.
9. Mientras observa por la lente del microscopio, coloque una gota de solución hipertónica de
NaCl (1200 mOsm/L) en el borde del cubreobjetos, utilizando la pipeta Pasteur.
10. Espere a que cese el flujo hidráulico. Observe la morfología de los eritrocitos que se
encuentran en el medio hipertónico.
11. Dibuje los eritrocitos observados y compare las dimensiones con el diámetro del campo y
con los eritrocitos que se encuentran en la solución isotónica.
12. Desplace lentamente la preparación hacia el borde contralateral del cubreobjetos.
13. Mientras observa por la lente del microscopio, coloque, utilizando una pipeta Pasteur, una
gota de agua destilada en el borde del cubreobjetos.
14. Espere a que cese el flujo hidráulico. Observe la morfología de los eritrocitos que se
encuentran en el medio hipotónico.
15. Dibuje los eritrocitos observados y compare las dimensiones con el diámetro del campo y
con los eritrocitos que se encuentran en la solución iso e hipertónica.
Recuerde: Cada integrante de la mesa debe preparar su propia lámina y realizar los pasos descritos
anteriormente.
 DETERMINACION DE LA CURVA DE FRAGILIDAD OSMOTICA:
1. Numere una serie de tubos del 1 al 10, agregue a cada tubo 4,6 ml de las siguientes:
1
5
9
Agua destilada
SS 100 mOsm/L
SS 200 mOsm/L
2
6
10
SS 25 mOsm/L
SS125 mOsm/L
SS 300 mOsm/L
3
7
SS 50 mOsm/L
SS 150 mOsm/L
4
8
SS 75 mOsm/L
SS 175 mOsm/L
2. Agregue a cada uno de los tubos 0,4 ml de la suspensión de eritrocitos al 4 %. Cada vez que
tome eritrocitos debe asegurarse de homogeneizar la mezcla, realizando movimientos
suaves en forma de ochos sobre la mesa, utilice la pipeta serológica de 1 ml.
3. Cubra la boca del tubo con una película de parafina (parafilm) y agite el tubo suavemente por
inversión, para homogenizar los componentes de la mezcla.
4. Deje reposar 10 min a temperatura ambiente, para que se lleve a cabo la reacción de los
eritrocitos con la solución.
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5. Lleve los tubos a la centrifuga y colóquelos de tal forma que se encuentren equilibrados en
parejas. Centrifugue a velocidad intermedia durante 4 min. No hay necesidad de centrifugar
los tubos número 1 y 2.
6. Saque los tubos de la centrifuga con sumo cuidado y colóquelos en la gradilla, debe manipular
los tubos con cuidado de no resuspender el botón de eritrocitos que se forma en el fondo del
tubo.
7. Para evitar resuspender el botón de eritrocitos debe tener los siguientes cuidados (el botón
de eritrocitos puede ser difícil de apreciar pero siempre debe tener estos cuidados):
a. No toque el botón con la punta de la pipeta.
b. No agite los tubos una vez que los saca de la centrífuga.
c. No produzca burbujeo dentro del sobrenadante.
8. Numere otra serie de tubos del 3 al 10, para colocar el sobrenadante de los tubos
centrifugados.
9. Utilizando la pipeta Pasteur extraiga el sobrenadante como se muestra en la Fig. 1.2, TENGA
MUCHO CUIDADO DE NO TOCAR EL BOTON DE ERITROCITOS QUE SE FORMÓ EN EL FONDO
DEL TUBO.
10. Ponga el sobrenadante en los tubos numerados previamente (Fig. 1.2).
Fig. 1.2. Extracción del sobrenadante de los tubos centrifugados.
11. Lleve los tubos al fotómetro, estos serán leídos a 540 nm de longitud de onda.
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12. El dispositivo se encuentra calibrado de tal forma que se lea directamente el porcentaje de
hemólisis.
13. Se encuentra establecido un 0% de hemólisis al leer agua destilada y 100% de hemólisis al
leer la solución de eritrocitos al 4% en agua destilada.
14. Se debe empezar a leer en el espectrofotómetro de la solución más transparente a la más
turbia.
15. Reporte los valores obtenidos para el porcentaje de hemólisis según osmolaridad de la
solución.
RESULTADOS:
Cuadro 1.1: Porcentaje de hemólisis de los eritrocitos expuestos a soluciones de NaCl con distinta
osmolaridad.
Osmolaridad de la solución
Porcentaje de hemólisis
Tubo
(mOsm/L)
(%)
1
0 (agua destilada)
2
25
3
50
4
75
5
100
6
125
7
150
8
175
9
200
10
300
 PERMEABILIDAD DE LA MEMBRANA PARA VARIAS MOLÉCULAS ORGÁNICAS EN
SOLUCIONES ISOOSMOLARES:
Se utilizarán las soluciones isoosmolares indicadas en la lista de materiales, se encuentran
etiquetadas como incógnitas de la A a la I.
1. Se debe realizar el procedimiento para cada sustancia por separado en dos ocasiones y
terminar el procedimiento con cada una para continuar con la siguiente.
2. Mida un volumen de 4 ml de la solución con una pipeta de 5 ml y colóquela en un tubo de
ensayo.
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3. Con el tubo ligeramente inclinado, coloque una gota de eritrocitos empacados en la pared
del tubo, como se observa en la Fig. 1.3, debe tener cuidado de colocar una gota con un
volumen similar cada vez que realiza una nueva valoración.
4. Mezcle por inversión (una sola vez), con un movimiento a velocidad intermedia de tal forma
que se mezclen adecuadamente pero se pueda determinar el tiempo de hemólisis. (Fig. 1.3).
5. Active el cronómetro en el momento en que entra en contacto la solución a valorar y la gota
de eritrocitos que se encuentra en el tubo de ensayo.
6. Coloque el tubo aproximadamente 3 centímetros por delante de un texto cualquiera, y
obsérvelo.
7. Detenga el cronómetro en el momento en el que pueda distinguir las letras a través de la
solución (no es preciso que se vean completamente nítidas). Recuerde dejar un espacio entre
el texto y el tubo de ensayo. Si pasados 5 min no se pueden observar las letras proceda a
colocar el tubo en análisis en una gradilla y revisarlo cada 10 min.
8. Anote el tiempo correspondiente a cada una de las soluciones.
9. Repita los pasos 2 a 8 para cada una de las soluciones 2 veces y calcule el promedio.
10. Para unificar los criterios y disminuir errores derivados del tiempo de reacción auditivomotor, es necesario que una misma persona controle el cronómetro y observe a través del
tubo y una misma persona determine el punto final de todas las sustancias cuando puede
leer el texto.
A
B
C
Fig. 1.3. Determinación del tiempo de hemólisis. A Colocación de la gota de eritrocitos
empacados. B. Mezcla de la preparación por inversión. C. Valoración del texto.
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RESULTADOS:
Cuadro 1.2: Tiempo de hemólisis de los eritrocitos expuestos a soluciones isoosmolares de
diferentes sustancias orgánicas.
Sustancia
A
B
C
D
E
F
G
H
I
Tiempo (s)
Promedio (s)
GUÍA DE ESTUDIO:
1. Con respecto a los cambios morfológicos observados al microscopio en los eritrocitos
expuestos a la solución de NaCl 1200 mOsm/L y al agua destilada, correlacione estos cambios
morfológicos con la osmolaridad y tonicidad de las soluciones.
2. Realice un gráfico con el porcentaje de hemólisis de los eritrocitos expuestos a soluciones
salinas de diferentes osmolaridades, observe el comportamiento de la curva de fragilidad
osmótica y correlaciónela con los mecanismos de regulación del volumen celular.
3. Basado en las características (peso molecular de los solutos, estructura molecular, polaridad
y liposolubilidad) de cada una de las soluciones de moléculas isoosmolares, y los resultados
obtenidos proponga a cual podría corresponder cada una de las moléculas, relaciónelo
también con el coeficiente de reflexión de la membrana.
4. En el siguiente cuadro se presenta osmolaridad y tonicidad de una solución, complete el
cuadro marcando en cada casilla una () en caso de que la combinación no sea probable y
un () en el caso de que la combinación sea probable:
Parámetro
Hipoosmolar
Isoosmolar
Hiperosmolar
Hipotónico
Isotónico
Hipertónico
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REFERENCIAS:
1. Burg M, Ferraris J, Dmitrieva N. Cellular response to hyperosmotic stresses. Physiol Rev.
2007; 87: 1441–1474.
2. Goodman B. Transport of small molecules across cell membranes: Water channels and urea
transporters. Adv Physiol Educ. 2002; 26: 146–157.
3. Granados J. Fragilidad osmótica de los eritrocitos de carnero en relación con su uso en el
laboratorio clínico. Rev. Cost. Cien. Med. 1993; 14(1,2): 49-53.
4. Hammel H. Evolving ideas about osmosis and capillary fluid exchange. The FASEB Journal.
1999; 13: 213-231.
5. Hoffmann E, Lambert I, Pedersen S. Physiology of cell volume regulation in vertebrates.
Physiol Rev. 2009; 89: 193–277.
6. Kiil F. Molecular mechanisms of osmosis. American Journal of Physiology - Regulatory,
Integrative and Comparative Physiology. 1989; 27: 15-19.
7. Koivusalo M, Kapus A, Grinstein S. Sensors, transducers, and effectors that regulate cell size
and shape. J Biol Chem 2009; 284 (11): 6595-6599.
8. McManus M, Churchwell B, Strange K. Regulation of cell volume in health and disease.
NEJM. 1995; 333 (19): 1260-1265.
9. Strange K. Cellular volume homeostasis. Advan. Physiol. Educ. 2004; 28: 155-159.
10. Wehner F, Olsen H, Tinel H, Kinne-Saffran K, Kinne H. Cell volume regulation: osmolytes,
osmolyte transport, and signal transduction. Rev Physiol Biochem Pharmacol 2003; 148: 1–
80.
11. Pasantes M, Herminia. Channeles and volumen changes in the life and death of the cell.
Molecular Pharmacology Fast Forward. 2017. 91(2): 358-370
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❷ ELECTROMIOGRAFÍA
OBJETIVOS:
1. Familiarizar al estudiante con la electromiografía como una herramienta útil para el registro
y análisis de los eventos eléctricos a nivel del músculo esquelético y sus posibles aplicaciones.
2. Estudiar la actividad eléctrica a nivel del músculo esquelético generada durante la
contracción muscular, mediante el registro de la electromiografía.
3. Relacionar los eventos mecánicos y la fuerza, producto de la contracción muscular con la
actividad eléctrica registrada en el músculo esquelético y con el reclutamiento de unidades
motoras.
4. Ejemplificar el concepto de fatiga muscular analizando el registro de la actividad eléctrica del
músculo esquelético y la fuerza generada por una contracción muscular máxima sostenida.
CONCEPTOS CLAVE:
·
·
·
·
·
·
·
·
·
Electromiografía y electromiograma.
Unidad motora.
Reclutamiento de unidades motoras.
Contracción isométrica.
Contracción isotónica (excéntrica y concéntrica).
Carga, fuerza y potencia.
Potencial de unidad motora, placa motora y musculo esquelético.
Potenciales de acción bifásicos.
Fatiga periférica y fatiga central.
INTRODUCCIÓN:
El músculo esquelético debe su nombre a que normalmente se encuentra asociado al
esqueleto, consiste en una serie de células cilíndricas llamadas miofibrillas finamente estructuradas
y relacionadas entre ellas por tejido conectivo. Su contracción genera el movimiento del cuerpo, al
realizar, por ejemplo, flexión o extensión de las extremidades, y es por esto que la contracción
coordinada de los diferentes grupos musculares puede desplazar el cuerpo en el medio, como al
caminar o al nadar.
En el cuerpo, la contracción del músculo esquelético ocurre por la estimulación de las
motoneuronas, que transmiten la información desde el cerebro o desde la médula espinal al músculo
esquelético. Una vez que el nervio alcanza el músculo, se ramifica e inerva varias fibras musculares,
aunque una neurona motora puede inervar varias fibras musculares, cada fibra muscular es inervada
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por una sola motoneurona y a esta combinación de una sola motoneurona y todas las fibras
musculares que inerva se le conoce como unidad motora.
El tamaño de la unidad motora del músculo esquelético puede variar desde 1:2 a 1:1000,
dependiendo de la función del músculo y de su localización en el cuerpo. Mientras más pequeña sea
la unidad motora más grande es el número de neuronas necesarias para controlar el músculo y
mayor el grado de control sobre la magnitud del acortamiento. Por ejemplo, los músculos que
mueven los dedos, tienen unidades motoras muy pequeñas que permiten un control muy preciso
del movimiento, mientras que los músculos posturales tienen unidades motoras muy grandes y
presentan un control menos preciso sobre la magnitud de acortamiento.
El trabajo mecánico del músculo se refiere a la aplicación de una fuerza la cual resulta en el
movimiento de un objeto, en este caso el reclutamiento de unidades motoras es proporcional a la
fuerza total realizada por el músculo.
La activación de una motoneurona puede llevar a la generación de potenciales de acción a
nivel de la membrana del músculo esquelético, el cual, posteriormente, inicia el proceso de
contracción muscular. Aunque la producción y generación del impulso eléctrico es muy débil (menos
de 100 μV), al conjunto de muchas miofibrillas que conducen simultáneamente potenciales de
acción, provoca un cambio de voltaje suficientemente grande como para ser detectado por los
electrodos, este procedimiento de detección, amplificación y registro de los cambios de voltaje en
la piel producidos por repetidas contracciones del músculo esquelético es llamada electromiografía.
El tipo de contracción puede clasificarse como isotónica o isométrica con respecto a su
naturaleza.
Los músculos esqueléticos que realizan un trabajo agudo o crónico submáximo de una
naturaleza repetitiva eventualmente se fatigan. La fatiga muscular se define como la incapacidad del
músculo para llevar a cabo un evento mecánico a pesar de producir la activación eléctrica de este.
La etiología celular de la fatiga muscular es controversial y depende del estado físico del individuo,
el tipo de fibra que compone el músculo involucrado, el estado nutricional, la intensidad y la duración
del ejercicio.
La fatiga muscular podría ser el resultado de la alteración en el músculo en sí (fatiga
periférica), de cambios en el sistema nervioso (fatiga central) o ambos. La fatiga a menudo resulta
del efecto de factores múltiples que actúan en varios sitios y en algunos casos interactúan
sinérgicamente.
MATERIALES:
·
·
·
·
·
·
·
·
Set de cables de electrodo BIOPAC (SS2L).
Dinamómetro de mano BIOPAC (SS25LA).
Electrodos desechables de vinilo BIOPAC (EL503), 6 electrodos por sujeto.
Sistema de computadora.
Unidad de adquisición de datos BIOPAC MP35/36.
Cable USB BIOPAC (USB1W).
Programa: Biopac Student Lab 3.7.1. y Biopac Student Lab PRO 3.7
Set de pesas de 5 y 10 libras
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PARTE 1: Reclutamiento de unidades motoras y
fatiga en el músculo esquelético.
PROCEDIMIENTO:
Conforme complete el protocolo experimental y el análisis de datos, usted podría necesitar
las siguientes herramientas y opciones presentadas. La Fig. 2.1 presenta tres canales de datos y
cuatro canales de cajas de medición.
Fig. 2.1. Ventana que presenta las diferentes herramientas del programa.
Marcadores y etiquetas aparecen en la parte de arriba de la ventana de datos. Muchos son
generados automáticamente. Marcadores de evento aparecen debajo de la barra de
etiqueta de marcador como un triángulo amarillo invertido. Ellos son manualmente insertados y
etiquetados, o generados por el software para describir los datos que están siendo registrados. Para
agregar un marcador presione la tecla Esc, y puede escribir la etiqueta del marcador.
Marcadores de agregación aparecen arriba de la barra de etiqueta de marcador como un
diamante azul. Ellos son generados por el software al inicio del registro y para marcar el inicio
de cada segmento nuevo.
31 | P á g i n a
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 INSTALACIÓN DEL EQUIPO:
1. Encienda la computadora con la unidad BIOPAC MP35/MP36 apagada.
2. Conecte el equipo de la siguiente manera (Fig. 2.2):
a. Dinamómetro manual BIOPAC (SS25L) en el canal 1.
b. Set de cables de electrodo BIOPAC (SS2L) en el canal 3.
Fig. 2.2. Conexión dinamómetro manual SS25LA, el set de cables de
electrodo (SS2L) y los audífonos a la unidad BIOPAC MP35.
3. Limpie el área del antebrazo donde se colocarán los electrodos desechables (Fig.2.3A). Utilice
alcohol y gasa, y deje secar antes de colocar los electrodos.
4. Coloque los electrodos desechables en el antebrazo dominante del sujeto (Fig. 2.3A). Se
recomienda que los electrodos estén colocados al menos 5 minutos antes de comenzar el
procedimiento para que adhieran bien.
A
B
Fig. 2.3. Preparación del antebrazo del sujeto experimental. A: Colocación de los electrodos B:
Ubicación de los cables en los electrodos.
5. Encienda la unidad BIOPAC MP35/36.
32 | P á g i n a
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6. Coloque los cables de electrodos SS2L en los electrodos siguiendo el código indicado en la
Fig. 2.3B.
7. Inicie el programa BSL Lessons 3.7, que se encuentra en el escritorio.
8. Seleccione “Lección 02 Electromiografía (EMG) II”.
9. Escriba el nombre del sujeto experimental y de clic en OK.
 CALIBRACIÓN:
1. De clic en el botón Calibrar.
2. Coloque el dinamómetro sobre la mesa, no debe ejercer ninguna fuerza sobre el
dinamómetro en este segmento de la calibración.
3. Sin tocar el dinamómetro, de clic en Ok en la ventana que aparece a continuación y espere.
Debe tener cuidado de no mover la mesa.
4. Tome el dinamómetro según se indica en la Fig. 2.4.
Fig. 2.4. Sujeción adecuada del dinamómetro.
5. A continuación aparece una ventana que indica seguir con el proceso de calibración, de clic
en Ok.
6. Una vez que sujete adecuadamente el dinamómetro se despliega otra ventana que indica
iniciar con el registro electromiográfico, de clic en Ok para continuar.
33 | P á g i n a
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7. Espere dos segundos y realice una contracción máxima de los músculos del antebrazo
(flexores de los dedos) de dos segundos de duración.
8. Transcurridos los 2 segundos, relaje el antebrazo, asegúrese de no realizar la extensión de
los dedos de la mano, ya que esto puede interferir en la medición.
9. Después de 8 segundos el programa se detiene automáticamente. Debe obtenerse un
registro como el que se ve en la Fig. 2.5. Si el registro no empieza en cero debe repetirse la
calibración.
Fig. 2.5. Registro adecuado de calibración para la electromiografía.
 ADQUISICIÓN DE DATOS:
1. Se registrarán dos segmentos, uno para reclutamiento de unidades motoras y otro para
fatiga.
2. A partir de la máxima fuerza registrada en la calibración el programa calcula la escala que se
utiliza para los límites de la fuerza que se debe realizar a la hora de registrar la actividad
eléctrica.
3. De clic en Adquirir, con esto inicia el registro del electromiograma. En esta sección se
registran 5 contracciones de fuerza creciente, siendo la última la fuerza máxima.
4. Aparece en la pantalla solo el canal Fuerza, el sujeto debe realizar una contracción de dos
segundos y relajar por dos segundos alcanzando la fuerza indicada y en los incrementos
señalados por las líneas horizontales. Debe obtenerse un registro como el de la Fig. 2.6.
34 | P á g i n a
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5. Luego de alcanzar la máxima fuerza dar clic en Suspender.
Fig. 2.6. Registro de fuerza determinada con el dinamómetro.
6. Proceda a realizar el registro de fatiga.
7. De clic en Seguir.
8. Indíquele al sujeto que realice una contracción máxima y que mantenga esa fuerza constante
durante todo el registro. Es importante que para esta sección el sujeto experimental no vea
la pantalla.
9. Observe cuidadosamente el registro en la pantalla, cuando la fuerza determinada por el
dinamómetro se encuentre por debajo del 50% de la fuerza máxima determinada al inicio del
registro de fatiga, el sujeto puede descansar.
10. De clic en Suspender.
11. Debe obtenerse un registro como el de la Fig. 2.7. Si el registro no es adecuado debe
permitirse que el sujeto descanse, dar clic en Redo y repetir los pasos 6 a 8.
12. De clic en Parar para finalizar la adquisición de datos.
13. De clic en Si en la ventana que aparece a continuación para finalizar esta parte.
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Fig. 2.7. Registro de fuerza determinada con el dinamómetro durante el registro de fatiga.
 ANÁLISIS DE DATOS:
1. De clic en Listo en la esquina superior izquierda, seleccione la opción Analizar el actual
archivo.
2. Configure las cajas de medición de la siguiente forma:
a. Canal 1 (CH1): Media (mean).
b. Canal 40 (CH40): Media (mean).
3. Desplace el registro hasta la primera sección (registro de contracciones secuenciales de
fuerza creciente).
4. Utilice la herramienta Cursor I para seleccionar el área que contenga el segmento plano de
la primera contracción (debe omitir la porción ascendente y descendente de la contracción,
tal como se muestra en la Fig. 2.8).
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Fig. 2.8. Selección del segmento plano de la segunda contracción.
5. Anote los valores de fuerza promedio (canal 1) y actividad eléctrica promedio (canal 40).
6. Repita los pasos 5 y 6 con las otras cuatro contracciones.
7. Desplace el registro a la segunda sección (registro de fatiga).
8. Configure las cajas de medición de la siguiente forma:
a. Canal 1 (CH1): Valor (value).
b. Canal 1 (CH1): Media (mean).
c. Canal 40 (CH40): Media (mean).
d. Canal 40 (CH40): Delta T (tiempo transcurrido en el segmento seleccionado).
9. Con la herramienta cursor I seleccione un punto de fuerza máxima, al inicio del segmento y
anote el resultado (canal 1-valor), luego calcule el 50% de esa máxima fuerza.
10. Seleccione en el registro, con la herramienta Cursor I, desde el punto de fuerza máxima hasta
el momento que se llegó al 50% de la fuerza máxima, utilice la función Delta T para
determinar el tiempo transcurrido y anote los resultados.
11. Utilizando la herramienta Cursor I seleccione el primer segundo del registro de fatiga
iniciando desde el punto donde se alcanzó la fuerza máxima, anote el valor promedio de la
actividad eléctrica del registro electromiográfico (canal 40-media) y el valor promedio de la
fuerza (canal 1-media), como se muestra en la Fig. 2.9.
12. Utilizando el Cursor I seleccione el último segundo antes de alcanzar el 50 % de la fuerza
máxima, anote el valor promedio de la actividad eléctrica del registro electromiográfico
(mean) y el valor promedio de la fuerza (mean), como se muestra en la Fig. 2.9.
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Fig. 2.9. Registro de presión continua a fuerza máxima para visualizar la fatiga, se ejemplifica la
selección del primer segundo y el último segundo.
RESULTADOS:
Cuadro 2.1. Fuerza y actividad eléctrica promedio registrados en el antebrazo dominante al realizar
contracciones seriadas.
Antebrazo dominante
Contracción
Fuerza promedio
(Kg)
Actividad eléctrica
promedio (mV/s)
1
2
3
4
5
Cuadro 2.2. Fuerza y actividad eléctrica promedio registrada durante la contracción máxima
sostenida de los músculos del antebrazo.
Antebrazo dominante
Momento
Fuerza promedio
Actividad eléctrica
del registro
(Kg)
promedio (mV/s)
Fuerza máxima
50% de la fuerza
máxima
Tiempo transcurrido (s) entre la fuerza máxima y el 50% de la fuerza máxima registradas durante una
contracción máxima sostenida:
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PARTE 2: Reclutamiento de unidades motoras
durante contracciones isométricas e isotónicas
PROCEDIMIENTO
 INSTALACIÓN DEL EQUIPO:
1. Conecte el set de cables de electrodos BIOPAC (SS2L) para el bíceps, páselo del canal 3 (dónde
estaba inicialmente) al canal 1 (dónde estaba el dinamómetro).
2. Limpie con gasa y alcohol la zona donde se van a colocar los electrodos (Fig. 2.10) espere a
que el alcohol se seque antes de colocar los electrodos.
3. Coloque los electrodos y conecte los cables SS2L de la siguiente forma (se puede guiar
utilizando la Fig. 2.10):
i. Tercio proximal del bíceps, conecte el cable blanco (negativo).
ii. Tercio distal del bíceps, conecte el cable rojo (positivo).
iii. Cara anterior del antebrazo en tercio medio, conecte el cable negro (tierra).
Fig. 2.10. Posición de los electrodos desechables en el antebrazo del
sujeto experimental, se muestra el código de color para la conexión de
los cables (B: blanco, R: rojo y N: negro).
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4. Encienda la unidad BIOPAC MP35/MP36.
5. Inicie el programa BSL PRO 3.7, que se encuentra en el escritorio.
6. Seleccione la lección llamada: Electromiografía III (Biopac Student Lab PRO 3.7 > Menú >
Archivo > Abrir > Electromiografía III.gtl) que se encuentra en el escritorio.
 ADQUISICIÓN DE DATOS:
Contracción isométrica
1. Se debe registrar la actividad eléctrica del bíceps del brazo dominante durante una
contracción isométrica mientras la articulación del codo se encuentra en un ángulo de 180°,
90° y 45°; sin sostener ninguna carga, con una carga 5 libras y una de 10 libras en cada una
las posiciones. Como se muestra en el Fig. 2.11.
Fig. 2.11. Posición del brazo y el antebrazo cuando la articulación
del codo se encuentra a 180o, 90o y 45o durante las contracciones
isométricas.
2. Durante la realización del protocolo experimental el sujeto se debe mantener en
bipedestación erguido, no debe apoyar el brazo o el codo en el cuerpo, debe mantener el eje
del brazo paralelo al eje longitudinal del cuerpo y movilizar únicamente el antebrazo
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3. En cada posición que se registre y el peso utilizado se debe insertar una marca en el registro
(con el sistema MP35 presionando la tecla Esc y con el sistema MP36 dando clic con el Mouse
en la pantalla de registro), siempre que agregue una marca debe ingresar una descripción.
4. El sujeto se coloca en bipedestación con la articulación del codo en un ángulo de 180o (Fig.
2.11),
5. De clic en “Inicio”, que se ubica en la esquina inferior derecha de la pantalla, para iniciar el
registro de datos
6. Debe registrar la actividad eléctrica por 10 segundos, una vez que transcurre este tiempo de
clic en “Parar”
7. Repita los pasos 5 y 6 con la articulación del codo en los ángulos de 90o y 45o (Fig. 2.11).
8. Repita los pasos 4 a 7 utilizando las mancuernillas de 5 y 10 libras, en total debe registrar 9
eventos, se obtiene un registro como el que se muestra en la Fig. 2.11.
9. De clic en “Parar” que se localiza en el parte inferior derecha de la pantalla, debe obtener un
registro como el que se muestra en la Fig. 2.12.
Fig. 2.12. Registro de las contracciones isométricas del brazo dominante, con la articulación del codo
en los ángulos de 180o, 90o y 45o sin pesa y con las pesas de 5 y 10 libras.
10. Si el registro no es adecuado repita el procedimiento desde el punto 1.
Contracciones isotónicas:
1. Se debe registrar la actividad eléctrica del bíceps durante las fases concéntrica y excéntrica
de una contracción isotónica sin carga y con cargas de 5 y 10 libras en el antebrazo
dominante. Como se muestra en el Fig. 2.13.
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Fig. 2.13. Posición del sujeto realizando la flexión y extensión del codo.
2. Durante la realización del protocolo experimental el sujeto se debe mantener en
bipedestación erguido, no debe apoyar el brazo o el codo en el cuerpo, debe mantener el eje
del brazo paralelo al eje longitudinal del cuerpo y movilizar únicamente el antebrazo.
3. Debe insertar una marca en el registro cada vez que la articulación del codo alcance el ángulo
de 180° y 45°.
4. Cada vez que cambia de peso debe ingresar una descripción que indique la nueva carga.
5. Se debe supervisar que el sujeto mantenga la espalda recta y que solo movilice el antebrazo
durante la realización del protocolo experimental
6. El registro inicia cuando el sujeto tiene la articulación del codo extendida.
7. De clic en Inicio, que se encuentra en la parte inferior derecha de la pantalla.
8. El sujeto debe realizar tres flexiones y extensiones alternadas de codo. Cada flexión y
extensión debe prolongarse por 5 s (Fig 2.13).
9. Al finalizar la tercera extensión de clic en “Parar” y mientras el sujeto mantiene la articulación
del codo en 180°, colóquele en la mano la mancuerna de 5 libras para que repita el
procedimiento desde el punto 7. Repita esto con la mancuerna de 10 libras.
10. De clic en “Parar” y analice los datos.
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11. Si el registro no es adecuado, repita el procedimiento desde el punto 1
12. Guarde el registro como una archivo .ACQ (Menú > Archivo> Guardar como > escriba el
nombre del archivo > tipo de archivo: .ACQ > Aceptar)
ANALISIS DE DATOS:
1. Modifique la escala de datos, en el menú Ver, utilizando los comandos de Autoescala y
Autoescala horizontal (Menú > Ver > Autoescala y Autoescala horizontal)
2. La pantalla presenta cuatro canales de registro, usted debe ubicar en la parte superior el
canal CH1 que corresponde al electromiograma no integrado y en la parte inferior el canal
CH41 que muestra el electromiograma integrado.
3. Configure las cajas de medición de la siguiente forma:
a. Canal 1 (CH1): Delta T (tiempo transcurrido en el segmento seleccionado).
b. Canal 40 (CH40): Integral (media cuadrática de la actividad eléctrica).
4. Desplácese al inicio del registro, donde se registraron las contracciones isométricas
5. Con la herramienta seleccionar (Cursor I, localizado en la esquina inferior derecha de la
pantalla), marque los 5 s centrales del registro de cada músculo en cada una de las
condiciones experimentales (ángulo y carga).
6. En total se deben analizar 9 eventos.
7. Debe reportar la media cuadrática de la actividad eléctrica (canal 40 - integral).
8. En la parte de contracciones isotónicas con la herramienta seleccionar (cursor I localizado en
la esquina inferior derecha de la pantalla), marque los 3 segundos centrales de los eventos
registrados durante el protocolo experimental de la siguiente forma:
a. Fase concéntrica, paso de la articulación del codo de 180° a 45°.
b. Fase excéntrica, paso de la articulación del codo de 45° a 180°.
9. Debe realizar la medición en cada una de las condiciones experimentales (diferentes cargas)
y reportar la actividad eléctrica promedio (canal 40 - integral).
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RESULTADOS:
Cuadro 2.3. Actividad eléctrica promedio registrada durante la contracción isométrica del bíceps en
diferentes ángulos de articulación del codo y con diferente carga.
Carga (libras)
Ángulo de la articulación
del codo ()
Media cuadrática de
la actividad eléctrica
(mV)
180
0
90
45
180
5
90
45
180
10
90
45
Cuadro 2.4. Actividad eléctrica promedio registrada en el bíceps, durante las fases concéntrica y
excéntrica de una flexión de codo sencilla en el plano sagital con diferentes cargas.
Media cuadrática de la actividad eléctrica (mV)
Fase de la
Carga (libras)
contracción
Repetición 1
Repetición 2
Repetición 3
Promedio
0
Concéntrica
Excéntrica
5
Concéntrica
Excéntrica
10
Concéntrica
Excéntrica
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GUÍA DE ESTUDIO:
1. Describa la correlación existente entre la fuerza generada, el reclutamiento de unidades
motoras y la actividad eléctrica promedio registrada en el electromiograma.
2. Con respecto al registro de fatiga compare la relación existente entre la fuerza y la actividad
eléctrica promedio registrada en el electromiograma al inicio y al final del registro y
determine si existen diferencias en esta relación y las posibles causas.
3. Describa el tipo de fatiga observado bajo estas circunstancias experimentales y establezca
los mecanismos que pueden influir en el registro obtenido.
4. Con respecto al registro de la actividad eléctrica del bíceps durante la contracción isométrica
compare y explique el comportamiento de la actividad eléctrica promedio cuando el ángulo
de la articulación del codo es de 180°, 90° y 45° y cuando la carga es de 0, 5 y 10.
5. En el registro de las contracciones isotónicas, analice el comportamiento de la actividad
eléctrica promedio durante la fase concéntrica y excéntrica de la contracción del bíceps.
6. En el registro de las contracciones isotónicas, compare el comportamiento de la actividad
eléctrica promedio entre los músculos agonistas y antagonistas durante la flexión y extensión
del antebrazo sobre el brazo
REFERENCIAS:
1. Adaptado de: Pflanzer R, Uyehara J, McMullen W. 2000. Lección 1 y Lección 2.
Electromiografía I. EMG estándar e integrado. Biopac Systems, Inc. Trad. por Moraga D.,
Droguett S. In: Biopac Student. Laboratory Manual. La versión española. Biopac Systems, Inc.
Santa Barbara, California.
2. Allen D, Lamb G, Westerblad H. Skeletal Muscle Fatigue: Cellular Mechanisms. Physiol Rev
2008; 88: 287–332.
3. Dimitrova N, Dimitrov G. Interpretation of EMG changes with fatigue: facts, pitfalls, and
fallacies. Journal of Electromyography and Kinesiology 2003; 13: 13–36.
4. Enoka R, Duchateau J. Muscle fatigue: what, why and how it influences muscle function. J
Physiol 2008; 586(1): 11–23.
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❸ ELECTROCARDIOGRAFÍA
OBJETIVOS:
1. Familiarizarse con el electrocardiograma como una herramienta importante para la
evaluación de los eventos eléctricos del corazón.
2. Realizar el análisis completo del electrocardiograma en cuanto a frecuencia cardiaca, tipo de
ritmo, características de los accidentes electrocardiográficos (morfología, amplitud y
duración) y el eje eléctrico del corazón.
3. Correlacionar los diferentes accidentes electrocardiográficos con los eventos eléctricos que
ocurren en el corazón durante el ciclo cardiaco.
4. Determinar en el electrocardiograma los cambios asociados con el ciclo respiratorio, la
inmersión de la cara en agua fría y el ejercicio.
CONCEPTOS CLAVE:
·
·
·
·
·
·
·
·
·
Electrocardiografía y electrocardiograma.
Duración, amplitud y signo de las ondas del electrocardiograma (P, Q, R, S y T) en las
diferentes derivadas.
Duración de los segmentos (PR y ST) e intervalos (PR, QT y QTc) en las diferentes derivadas.
Vectores de despolarización y repolarización del corazón.
Características del ritmo sinusal.
Correlación entre los eventos eléctricos y mecánicos a nivel cardiaco.
Bradicardia inmersional.
Arritmia sinusal respiratoria.
Respuesta cardioaceleradora.
INTRODUCCION:
El electrocardiograma (EKG) es el registro gráfico de los cambios de voltaje en la piel
derivados de la actividad eléctrica rítmica de las estructuras cardiacas que dan origen a las
contracciones. El corazón consta de tres tipos de células: células marcapaso (inician la señal
eléctrica), células conductoras (distribuyen la señal) y células contráctiles (encargadas de la
contracción cardiaca).
Las células marcapasos ubicadas en el nodo sinoatrial inician la secuencia eléctrica de
despolarización, la cual se propaga al resto del atrio y al nodo atrioventricular mediante las vías
internodales, luego a través del haz de His por las ramas derecha e izquierda y las fibras de Purkinje
hasta los miocitos los cuales se contraen (Fig. 3.1).
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Fig. 3.1. Estructura anatómica del corazón y las vías de conducción eléctrica.
Esta secuencia de eventos eléctricos genera vectores de despolarización que son registrados por los
electrodos, de tal manera que cuando el dipolo de despolarización se aproxima al electrodo positivo,
se registra una deflexión positiva mientras que si el dipolo de despolarización se aleja del electrodo
positivo se obtiene una deflexión negativa, caso contrario ocurre con los vectores de repolarización.
Cuando se alejan, se forman deflexiones positivas y cuando se acercan, negativas.
Estos vectores generan el EKG, en el cual se registran los siguientes eventos: (Fig. 3.2A).
1. Línea basal o isoeléctrica (línea base del EKG entre la onda T y la onda P). Sirve de referencia
para definir elevaciones o depresiones del punto J, el cual es la unión entre el final de la onda
S y el segmento ST.
2. Ondas: deflexión de la línea basal positiva (si va hacia arriba) o negativa (si va hacia abajo).
3. Segmento: periodo de tiempo que transcurre entre el final de una onda y el inicio de la
siguiente onda, solo incluye una línea isoeléctrica.
4. Intervalo: sección del EKG que contiene al menos una onda y un segmento.
La escala del EKG se encuentra estandarizada (Fig. 3.2B) a velocidad de 25 mm/s y 1 mV/cm,
esto quiere decir que en el eje horizontal 1mm (cuadro pequeño) equivale a 0,04s y 5mm (cuadro
grande) equivale a 0,2s; en el eje vertical 1mm (cuadro pequeño) equivale a 0,1mV mientras que
10mm (2 cuadros grandes) equivalen a 1 mV.
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A
B
Fig. 3.2. Registro electrocardiográfico. A. Resumen de los principales componentes (ondas,
segmentos e intervalos) presentes en un EKG. B. Escalas de medición del papel
electrocardiográfico.
Las ondas en el EKG derivadas de los vectores de despolarización del tejido cardiaco poseen
la siguiente nomenclatura (Fig. 3.3):
A
B
C
Fig. 3.3. Representación de las ondas en un registro electrocardiográfico con su respectiva
nomenclatura.
a. La onda P: representa la despolarización de los atrios
b. El complejo QRS: compuesto por las ondas Q, R y S y representa la despolarización
ventricular, las ondas en este complejo se nombran con una letra minúscula en caso de
que posea una amplitud menor a 0,5 mV y con una letra mayúscula en caso de que posee
una amplitud mayor a 0,5 mV (es posible que en un complejo QRS no se registren las 3
ondas).
i. La onda Q: se define como la primera deflexión negativa del complejo QRS.
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ii. La onda R: se define como la primera deflexión positiva del complejo QRS. La
onda R nunca es negativa.
iii. La onda S: se define como la primera deflexión negativa después de una onda
R en el complejo QRS.
iv. En el caso de que el complejo QRS posea una única deflexión negativa se
nombra complejo QS (Figura 3-3B).
c. La onda T: representa la repolarización ventricular.
d. El intervalo QT: Comprende el período de despolarización y repolarización del
ventrículo. Representa la sístole ventricular en su mayor parte. Cuando aumenta la
FC, disminuye el tiempo tanto de la sístole como de la diástole, aunque la última lo
hace en mayor medida. Aun así, el intervalo QT se acorta cuando aumenta la FC y se
alarga cuando disminuye. Debido a que los trastornos de la duración del intervalo QT
representan un riesgo de desarrollar arritmias, es útil estandarizar la medición de tal
forma que no influya a la FC a la que se reporte. Por esta razón se corrige el intervalo
QT (Fórmula de Bazett, el cual representa la duración que tendría el QT a una FC de
60 lat/min. Esto permite comparación la del intervalo a distintas frecuencias.
A la hora de analizar un electrocardiograma se debe comparar la duración de las ondas
segmentos e intervalos con los valores promedio, los cuales se resumen en la siguiente tabla:
Tabla 3.1. Duración de las ondas segmentos e intervalos
Evento
Duración (s)
P
< 0,11
Ondas
Segmentos
Intervalos
Complejo QRS
< 0,10
T
0,20
PR
0,04 – 0,09
ST
0,12
PQ
0,12 – 0,20
QTc
0,35 – 0,44
En el EKG, comúnmente se registran 12 derivaciones las cuales corresponden al registro de
los vectores de despolarización o repolarización cardiaco por los electrodos colocados en piel. Estas
derivadas se clasifican en:
1. Unipolares:
a. Periféricas.
b. Precordiales.
2. Bipolares.
Derivaciones bipolares periféricas: miden la diferencia de potencial entre dos electrodos
periféricos uno negativo y otro positivo, colocados en las extremidades. Estas determinan los
vectores de despolarización en el plano frontal, los cuales se representan en el triángulo de
Einthoven (del cual se deriva el círculo hexaaxial):
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·
·
·
Derivación I (DI): Diferencia de potencial entre el brazo derecho (-) y el brazo izquierdo (+).
Derivación II (DII): Diferencia de potencial entre el brazo derecho (-) y pierna izquierda (+).
Derivación III (DIII): Diferencia de potencial entre el brazo izquierdo (-) y pierna izquierda (+).
La relación entre las tres derivaciones estándar se expresan algebraicamente en la Ecuación
de Einthoven, la cual representa en forma vectorial la suma de los vectores de las tres derivaciones:
𝐷𝐼 + 𝐷𝐼𝐼𝐼 = 𝐷𝐼𝐼
Derivaciones unipolares periféricas: Registran la diferencia de potencial entre el centro del
corazón (-) y el electrodo colocado en una de las extremidades (+), el nombre de las derivadas se
precede por la letra a que significa amplificada, esto porque se amplifica la amplitud de los vectores:
· aVR: electrodo positivo en el brazo derecho.
· aVL: electrodo positivo en el brazo izquierdo.
· aVF: electrodo positivo en la pierna izquierda.
El electrodo colocado en el pie derecho actúa como tierra, y es necesario para activar el
amplificador de rechazo de señales sincrónicas y disminuir el ruido de fondo en el registro de EKG.
Derivaciones unipolares precordiales o torácicas (Fig. 3.4): registran la diferencia del
potencial entre el centro del corazón (-) y el electrodo colocado a nivel de piel de la región precordial,
determinan los vectores de despolarización en el plano frontal:
· V1: Intersección entre el cuarto espacio intercostal derecho y la línea paraesternal.
· V2: Intersección entre el cuarto espacio intercostal izquierdo y la línea paraesternal.
· V3: En el punto medio entre V2 y V4.
· V4: Intersección entre el quinto espacio intercostal izquierdo y la línea medio clavicular.
· V5: Intersección entre una línea horizontal que se traza a nivel de V4 y la línea axilar anterior.
· V6: Intersección entre una línea horizontal que se traza a nivel de V4 y V5 y la línea axilar
media.
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Fig. 3.4. Colocación de los electrodos para las derivaciones precordiales.
MATERIALES:
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·
Electrocardiógrafo digital.
Papel para electrocardiógrafo.
Electrodos autoadhesivos desechables.
Electrodos reutilizables de chupón.
Crema conductora.
Gasa para limpieza del sujeto.
Alcohol para limpieza del sujeto.
Set de cables BIOPAC (SS2L).
Electrodos desechables de vinilo (EL503), 3 electrodos por sujeto.
Gel electrolítico BIOPAC (GEL1) limpiador de piel y alcohol.
Sistema de computadora.
Unidad de adquisición de datos BIOPAC MP35.
Software: Biopac Student Lab.
Transformador BIOPAC (AC100A).
Cable USB BIOPAC (USB1W).
Colchoneta.
Palangana con agua a temperatura ambiente.
Toallas de papel para secar la cara del sujeto experimental.
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PARTE 1: Electrocardiograma en reposo.
PROCEDIMIENTO:
 REGISTRO DEL EKG DE 12 DERIVACIONES EN REPOSO:
1. El sujeto experimental se debe colocar en decúbito supino, cómodo y con los músculos
relajados, las piernas sin cruzar, ambos brazos a los lados del cuerpo y la pared torácica
descubierta.
2. Asegurarse de que haya un máximo de aislamiento eléctrico, para ello ni el sujeto ni el
examinador deben tocar el equipo durante la toma y el sujeto debe retirar todo elemento
metálico que porte.
3. Limpie con gasa y alcohol el área donde se van a colocar los electrodos y aplique una pequeña
cantidad de crema conductora y extiéndala sobre la piel con un movimiento suave.
a. Región precordial.
b. Región interna de las piernas entre el tercio medio y el tercio distal.
c. Región anterior de los antebrazos entre el tercio medio y el tercio distal.
4. Coloque los electrodos en el sitio correspondiente (descrito previamente), debe evitar que
los electrodos entren en contacto entre ellos, asegúrese que los electrodos se encuentran
bien sujetos sin producir incomodidad al paciente.
5. Conecte los cables del electrocardiógrafo con los electrodos, siempre en la misma dirección,
todos en dirección caudal o cefálica.
6. Verifique la calibración del electrocardiógrafo a 25 mm/s y 1 mV/10mm.
7. Realice la adquisición de un electrocardiograma de 12 derivaciones con tira de ritmo.
8. Apague el equipo, proceda a desconectar y retirar el cable y los electrodos, limpie al sujeto
experimental y los electrodos con gasa empapada en alcohol y déjelos secar.
9. Guarde cuidadosamente todo el equipo.
10. Proceda realizar el análisis completo del EKG (recuerde utilizar la escala de medición
representada en la Fig. 3.2B):
a. Frecuencia cardiaca (ventricular y auricular) en las derivaciones DII, aVR, V1 y V6.
b. Duración de las ondas, segmentos e intervalos en las derivaciones DII, aVR, V1 y V6.
c. Amplitud de las ondas en las derivaciones DII, aVR, V1 y V6.
d. Tipo de ritmo.
e. Eje eléctrico del corazón con el triángulo de Einthoven y el círculo hexaxial.
52 | P á g i n a
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 ANALISIS DEL ELECTROCARDIOGRAMA:
1. Frecuencia cardiaca:
a. Seleccione dos complejos QRS adyacentes.
b. Determine la longitud (mm) del intervalo RR, el cual está comprendido entre el pico
de la onda R del primer complejo QRS y el pico de la onda R del siguiente complejo
QRS (en caso de no observar una onda R adecuadamente se puede utilizar la onda Q
o el complejo QS). El intervalo RR equivale a un latido.
c. Calcule la duración (s) de un latido, utilizando la siguiente relación:
1 𝑚𝑚 ∶ 0,04 𝑠 ∷ 𝑙𝑜𝑛𝑔𝑖𝑡𝑢𝑑 𝑑𝑒𝑙 𝑖𝑛𝑡𝑒𝑟𝑣𝑎𝑙𝑜 𝑅𝑅 (𝑚𝑚) ∶ 𝑑𝑢𝑟𝑎𝑐𝑖ó𝑛 (𝑠)
𝐷𝑢𝑟𝑎𝑐𝑖ó𝑛 𝑑𝑒 𝑢𝑛 𝑙𝑎𝑡𝑖𝑑𝑜 (𝑠⁄𝑙𝑎𝑡) =
0,04𝑠
× 𝑅𝑅(𝑚𝑚⁄𝑙𝑎𝑡)
1𝑚𝑚
d. Utilice este dato para determinar la frecuencia cardiaca con la siguiente fórmula:
𝐹𝑟𝑒𝑐𝑢𝑒𝑛𝑐𝑖𝑎 𝑐𝑎𝑟𝑑𝑖𝑎𝑐𝑎 (𝑙𝑎𝑡 ⁄𝑚𝑖𝑛) =
60 𝑠⁄𝑚𝑖𝑛
𝐷𝑢𝑟𝑎𝑐𝑖ó𝑛 𝑑𝑒 𝑢𝑛 𝑙𝑎𝑡𝑖𝑑𝑜 (𝑠⁄𝑙𝑎𝑡 )
2. Amplitud de las ondas:
a. Determine la amplitud (mm) de la onda que se va a valorar.
b. Calcule el voltaje de la onda utilizando la siguiente relación:
1 𝑚𝑚 ∶ 0,1 𝑚𝑉 ∷ 𝑎𝑚𝑝𝑙𝑖𝑡𝑢𝑑 𝑑𝑒 𝑙𝑎 𝑜𝑛𝑑𝑎 (𝑚𝑚) ∶ 𝑣𝑜𝑙𝑡𝑎𝑗𝑒 (𝑚𝑉 )
𝑉𝑜𝑙𝑡𝑎𝑗𝑒 (𝑚𝑉 ) =
0,1 𝑚𝑉 × 𝑎𝑚𝑝𝑙𝑖𝑡𝑢𝑑 (𝑚𝑚)
1 𝑚𝑚
3. Duración de ondas, segmentos e intervalos:
a. Determine la longitud (mm) de la accidentes electrocardiográficos (onda, segmento
o intervalo) que se va a valorar.
b. Calcule la duración (s) de este, utilizando la siguiente relación:
1 𝑚𝑚 ∶ 0,04 𝑠 ∷ 𝑙𝑜𝑛𝑔𝑖𝑡𝑢𝑑 (𝑚𝑚) ∶ 𝑑𝑢𝑟𝑎𝑐𝑖ó𝑛 (𝑠)
𝐷𝑢𝑟𝑎𝑐𝑖ó𝑛 (𝑠) =
0,04 𝑠 × 𝑙𝑜𝑛𝑔𝑖𝑡𝑢𝑑 (𝑚𝑚)
1 𝑚𝑚
4. Determinar el tipo de ritmo: analice los criterios del ritmo sinusal y verifique que se cumplan:
a. Frecuencia cardiaca entre 60 y 100lat/min.
b. Variación del RR (s) no mayor al 20%.
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c. Todo QRS es precedido por una onda P y toda onda P es seguida por un QRS.
d. Intervalo PQ no mayor a 0,20s.
e. Onda P negativa en aVR.
 DETERMINACIÓN DEL EJE ELÉCTRICO DEL CORAZÓN EN EL PLANO FRONTAL CON EL
TRIÁNGULO DE EINTHOVEN (FIG. 3.5A):
1. Para este método se utilizan las derivadas bipolares periféricas.
2. Realice la suma del voltaje de todas las ondas presentes en el complejo QRS (Q + R + S) para
las derivada DI, DII y DIII, debe respetar el signo y magnitud de cada onda, verifique que se
cumple la ley de Einthoven.
3. Trace el vector correspondiente a las derivadas DI y DIII :
a. Sume el voltaje de cada una de las ondas del complejo QRS para ambas derivadas
debe respetar el signo y la magnitud de cada onda.
b. Trace una escala en cada derivada en el triángulo de Einthoven (DI y DIII), debe utilizar
la misma escala para todas las derivadas (utilice como 0 el punto medio de la línea
del triángulo correspondiente para cada derivada).
c. Recuerde utilizar el signo de los electrodos de cada derivada (DI y DII) para localizar
el punto correspondiente a la suma del voltaje de cada complejo, es decir para DI los
positivos irían a la derecha del cero, mientras que para DIII los positivos irían a la
izquierda del cero.
d. En la escala que dibujó anteriormente, busque el punto que corresponde a la suma
del voltaje del complejo QRS en DI.
e. En este punto trace una línea perpendicular a la línea de la derivada correspondiente
para DI.
f. Repita el paso d y el e, pero con la derivada DIII.
g. Determine el punto en el cual se unen las dos líneas perpendiculares a las derivadas
DI y DIII.
h. Trace una línea entre el punto medio del triángulo y la intersección de las dos líneas
que dibujó previamente, esta línea representa el eje eléctrico del corazón. Es
recomendable hacerla de otro color.
i. Dibuje una línea paralela a la derivada DI, que atraviese el punto medio del triángulo.
j. Determine el ángulo que se forma entre la línea del eje eléctrico del corazón y la línea
paralela a la derivada DI, este es el ángulo del eje eléctrico del corazón.
 DETERMINACIÓN DEL EJE ELÉCTRICO DEL CORAZÓN EN EL PLANO FRONTAL CON EL
CIRCULO HEXAAXIAL (FIG. 3.5B):
Para este método se utilizan las derivadas periféricas (unipolares y bipolares).
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1. Determine la derivada que posee el complejo QRS más isobifásico, este es el complejo en el
cual la suma algebraica de todas las ondas en el complejo QRS es más cercana a cero.
2. Esta representa la derivada cuyo electrodo positivo se encuentra perpendicular al eje
eléctrico del corazón.
3. Localice la derivada que se encuentra formando un ángulo de 90o con la derivada más
isobifásica.
4. Utilice esta derivada para determinar la dirección del eje eléctrico del corazón.
5. Determine la ubicación del electrodo positivo para esta derivada:
a. Si el complejo QRS es predominantemente positivo quiere decir que el eje eléctrico
se acerca al electrodo positivo de la derivada.
b. Si el complejo QRS es predominantemente negativo quiere decir que el eje eléctrico
se aleja del electrodo positivo de la derivada.
6. Determine el ángulo al cual se encuentra el eje eléctrico del corazón, según los ángulos del
circulo hexaaxial.
A
B
Fig. 3.5. Diagramas utilizados para la determinación del eje eléctrico frontal del corazón. A.
Triángulo de Einthoven B. Círculo hexaaxial.
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RESULTADOS:
Cuadro 3.1. Frecuencia cardiaca ventricular y auricular determinadas con el registro
electrocardiográfico en las derivadas DII, aVR, V1 y V6.
Frecuencia cardiaca (lat/min)
Derivación
Auricular
Ventricular
DII
aVR
V1
V6
Cuadro 3.2. Amplitud de las diferentes ondas presentes en el EKG determinada con el registro
electrocardiográfico en las derivadas DII, aVR, V1 y V6.
Amplitud de las ondas (mV)
Derivación
P
Q
R
S
T
DII
aVR
V1
V6
Cuadro 3.3. Duración de los diferentes accidentes electrocardiográficos determinada con el registro
electrocardiográfico en las derivadas DII, aVR, V1 y V6.
Duración de los accidentes electrocardiográficos (s)
Derivación Onda Intervalo Segmento Complejo Intervalo Intervalo Segmento Onda
P
PR
PR
QRS
QT
QTc
ST
T
DII
aVR
V1
V6
NOTA: Para corregir el QT (QTc) utilice la fórmula de Bazett:
𝑄𝑇𝑐(𝑠) =
𝑄𝑇(𝑠)
√𝑅𝑅(𝑠)
Donde QTc: valor del intervalo QT corregido, QT: duración del intervalo QT, RR: duración del
intervalo RR.
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Cuadro 3.4. Voltaje de las ondas Q, R, S y la sumatoria para la determinación del eje eléctrico del
corazón con el triángulo de Einthoven.
Derivada
Q (mV)
R (mV)
S (mV)
Sumatoria (mV)
DI
DIII
DII
Cuadro 3.5. Eje eléctrico del corazón en el plano frontal determinado con el triángulo de Einthoven
y el círculo hexaaxial.
Método para determinación del eje eléctrico
Eje eléctrico
Triángulo de Einthoven
Círculo hexaaxial
Ángulo
(o)
PARTE 2: Modificaciones electrocardiográficas por
diferentes maniobras experimentales.
PROCEDIMIENTO:
 EL ELECTROCARDIOGRAMA Y EL CICLO RESPIRATORIO:
1. Siga los pasos 1 a 6 para el registro de un EKG de 12 derivaciones descrito en la Parte 1:
Electrocardiograma en reposo.
2. Seleccione en el electrocardiógrafo el modo de adquisición de tira de ritmo para registrar
únicamente la derivada periférica bipolar DII.
3. Pida al sujeto que realice inspiraciones y espiraciones profundas de forma seriada a una
velocidad media (no deben ser inspiraciones o espiraciones forzadas).
4. Presione el botón de adquisición del EKG inmediatamente después de que el sujeto inicie la
inspiración para registrar las variaciones electrocardiográficas por los fenómenos
respiratorios.
5. No es necesario realizar un registro prolongado del electrocardiograma, los cambios se
observan durante cada ciclo respiratorio.
6. Analice los cambios en la frecuencia cardiaca.
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RESULTADOS:
Cuadro 3.6. Modificaciones de la frecuencia cardiaca producida por los fenómenos respiratorios de
inspiración y espiración determinadas con el EKG.
Fenómenos respiratorios
Parámetro
Inspiración
Espiración
Duración del
intervalo RR (s)
Frecuencia
Cardiaca (lat./min)
 INMERSIÓN DE LA CARA EN AGUA FRÍA Y MODIFICACIONES DEL CICLO CARDIACO
POR EL EJERCICIO (SE REALIZAN CON LA UNIDAD DE ADQUISICIÓN DE DATOS
BIOPAC®).
Instalación del equipo:
Conforme complete el protocolo experimental y el análisis de datos, usted podría necesitar
las siguientes herramientas y opciones presentadas. La Fig. 3.6 presenta un canal de datos y cuatro
canales de cajas de medición.
Marcadores y etiquetas aparecen en la parte de arriba de la ventana de datos. Muchos son
generados automáticamente. Marcadores de evento aparecen debajo de la barra de
etiqueta de marcador como un triángulo amarillo invertido. Ellos son manualmente insertados y
etiquetados, o generados por el software para describir los datos que están siendo registrados. Para
agregar un marcador presione la tecla Esc, y puede escribir la etiqueta del marcador.
Marcadores de agregación aparecen arriba de la barra de etiqueta de marcador como un
diamante azul. Ellos son generados por el software al inicio del registro y para marcar el inicio
de cada segmento nuevo.
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Fig. 3.6. Ventana que presenta las diferentes herramientas del programa.
1. Encienda la computadora, asegúrese de que la unidad BIOPAC MP35 se encuentre apagada,
conecte el equipo de la siguiente manera (Fig. 3.7):
a. Set de cables (SS2L) para la Derivación DII al canal 2.
Fig. 3.7. Colocación del set de cables SS2L en la unidad BIOPAC MP35.
2. Encienda la unidad del BIOPAC MP35.
3. El sujeto debe estar sentado y relajado con los brazos extendidos a los lados del cuerpo, las
piernas extendidas sin cruzar.
4. El sujeto debe retirar todo elemento metálico que porte y asegurarse de no hacer contacto
en el suelo con los pies.
5. Coloque los electrodos en el sujeto y fije el cable SS2L como se observa en la Fig. 3.8.
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Fig. 3.8. Colocación de los electrodos para tomar la derivación DII del
electrocardiograma.
6. Colocación de los electrodos, (durante este protocolo experimental se va a registrar el
electrocardiograma durante el ejercicio, por lo tanto se colocan los electrodos en el tórax y
abdomen, de esta manera se logra evitar la interferencia por la contracción muscular
voluntaria):
a. Electrodo neutro: en la intersección entre la línea medioclavicular y la línea subcostal
derecha.
b. Electrodo positivo: en la intersección entre la línea medioclavicular y la línea subcostal
izquierda.
c. Electrodo negativo: en la superficie anterior del tórax, medial a la línea del deltoides
2 cm caudal de la clavícula.
7. Inicie el programa BIOPAC Student Lab, escoja la lección L05- ECG-1.
8. Escriba el nombre del sujeto experimental y presiones OK.
Calibración:
1. Revise los electrodos y asegúrese de que los cables no se encuentran entrelazados para evitar
interferencias.
2. Indíquele al sujeto que permanezca quieto y relajado.
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3. Presione Calibrar. Espere mientras la calibración se lleva a cabo.
4. Verifique que los datos de la calibración sean similares a la Fig. 3.9, de ser así, de clic en
Adquirir para iniciar la adquisición de datos, si los datos de la calibración no son adecuados
de clic en Repetir Calibración.
Fig. 3.9. Registro de calibración.
Adquisición de datos:
Inmersión de la cara en agua fría:
1. El sujeto se debe colocar sentado y relajado en la mesa con ambos brazos a los lados del
cuerpo y sin cruzar las piernas. Debe evitar que los pies toquen el suelo, pídale que se retire
todo elemento metálico que porte.
2. Otro compañero del grupo debe sujetar una cubeta con agua fría a nivel de los hombros del
sujeto experimental, a suficiente altura como para que el sujeto puede sumergir toda la cara
cómodamente realizando únicamente una leve flexión de cuello.
3. De clic en Adquirir.
4. Registre por 30 segundos, este es el registro control.
5. Indíquele al sujeto experimental que sumerja la cara en el agua fría, es importante que no
realice una inspiración profunda antes de sumergir la cara. El sujeto debe tratar de contener
la respiración todo el tiempo que le sea posible.
61 | P á g i n a
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6. Presione la tecla F9, para agregar marcas en el registro, justo cuando el sujeto sumerge la
cara en el agua y cada 10 segundos pos inmersión.
7. Una vez que el sujeto saca la cara de la cubeta, detenga el registro dando clic en Suspender.
8. Verifique que el registro sea similar a la Fig. 3.10, de ser así, continúe con el procedimiento
de ejercicio, de lo contrario de clic en Repetir y regrese al paso 5.
Fig. 3.10. Registro de la derivación DII en el EKG durante la inmersión de la cara de un sujeto
en agua a temperatura ambiente.
Modificación de la duración de las fases del ciclo cardiaco por el ejercicio aeróbico:
1. Ajuste el cicloergómetro de manera adecuada para el sujeto, y solicite que se siente en el
cicloergómetro.
2. Registre un periodo control de 30 s con el sujeto relajado y de clic en Suspender.
3. Para valorar los cambios inducidos por el ejercicio se debe seguir el siguiente protocolo:
a. Inicialmente el sujeto debe realizar un periodo de 3 minutos de calentamiento en el
cicloergómetro.
b. El sujeto debe pedalear con una frecuencia de 50 rpm; sin detener el pedaleo ajuste
la carga del cicloergómetro a 0,5kp, una vez que la velocidad y la carga se ajustaron
comience a cronometrar el tiempo.
c. Inmediatamente finalizado el tiempo y sin parar el pedaleo determine la frecuencia
cardiaca, realice el conteo de los latidos en 15 segundos, utilice esta frecuencia
cardiaca para determinar la carga durante el ejercicio con la siguiente tabla:
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Tabla 3.1. Carga asignada para la frecuencia cardiaca obtenida
durante el calentamiento.
Frecuencia cardiaca
< 80
80 - 89 90 - 100
> 100
(lat/min)
Carga
2,5
2,0
1,5
1,0
(Kp)
d. Si así lo requiere el sujeto puede realizar un breve descanso antes de reiniciar el
pedaleo.
e. El sujeto debe pedalear con una frecuencia de 50 rpm, sin detener el pedaleo ajuste
la carga del cicloergómetro a la nueva carga (establecido con la tabla anterior), una
vez que la velocidad y la carga se ajustaron comience a cronometrar el tiempo.
4. Debe realizar ejercicio por 3 minutos, inmediatamente finalizado este periodo de ejercicio de
clic en Resume para registrar los cambios electrocardiográficos por el ejercicio.
5. Registre por 60 segundos (mientras el sujeto se mantiene realizando ejercicio) y de clic en
Suspender.
6. Revise los datos de la pantalla, si son similares a los de la Fig. 3.11 proceda al siguiente punto,
de lo contrario repita el procedimiento desde el punto 1 dando clic en Repetir.
Fig. 3.11. Registro de la derivada DII en el EKG de un sujeto después de realizar ejercicio.
7. De clic en Done y luego en Yes.
8. Remueva los electrodos.
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Análisis de datos:
1. Entre al modo de análisis de datos, en el menú Lecciones > Revisar Datos guardados.
2. Seleccione la carpeta y el archivo con el que guardó el registro de la inmersión de la cara en
agua fría.
3. De clic en Abrir.
4. Establezca las cajas de medición de la siguiente manera:
a. CH2 (canal 2): Delta T (tiempo transcurrido).
b. CH2 (canal 2): BPM (latidos por minuto).
c. CH2 (canal 2): p-p (cambio de amplitud).
Inmersión de la cara en agua fría:
1. Seleccione con la herramienta Zoom (icono de la lupa que se encuentra en la esquina inferior
derecha), cuatro latidos del segmento en que el sujeto se encontraba en posición sentado
previo a sumergir la cara en agua fría.
2. Con la herramienta Cursor I (localizado en la esquina inferior derecha) seleccione un intervalo
RR y reporte la duración y la frecuencia cardiaca.
3. Repita el paso anterior para medir la duración del intervalo RR y la frecuencia cardiaca cada
10 segundos hasta que se termine el registro.
4. Busque el intervalo RR de mayor duración en todo el registro y reporte la duración de ese
intervalo y la frecuencia cardiaca.
5. Determine el tiempo transcurrido entre la inmersión de la cara en agua fría y la aparición del
intervalo RR de mayor duración.
6. Salga del programa.
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RESULTADOS
Cuadro 3.7. Duración del intervalo RR y frecuencia cardiaca determinados en el electrocardiograma
de un sujeto sentado durante la inmersión de la cara en agua fría.
Parámetro
Control
sentado
10
Tiempo de inmersión (s)
20
30
40
50
Duración del
intervalo RR
(s)
Frecuencia
cardiaca
(lat./min)
Respecto al registro total:
Frecuencia cardiaca mínima (lat/min): __________.
Tiempo (s) en el que se observó la frecuencia cardiaca mínima: _________.
Modificación por el ejercicio aeróbico moderado:
1. Desplace el registro al control, en la parte previa al inicio del ejercicio.
2. Utilice la herramienta Zoom y seleccione 4 latidos.
3. Utilice la herramienta Cursor I y seleccione el intervalo de tiempo transcurrido entre el pico
de la onda R del complejo QRS y el final de la onda T (este periodo comprende la sístole
ventricular) reporte la duración.
4. Luego seleccione el intervalo de tiempo transcurrido entre el final de la onda T y el pico de la
onda R del siguiente complejo QRS (este periodo comprende la diástole ventricular) reporte
la duración.
5. Reajuste el Zoom para poder observar el registro completo (Menu > Ver > Autoescala
horizontal y Autoescala).
6. Desplace el registro al primer minuto del registro del electrocardiograma durante la
realización del ejercicio.
7. Repita los pasos 2 a 4 y reporte los valores obtenidos.
8. Salga del programa.
RESULTADOS:
65 | P á g i n a
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Cuadro 3.8. Duración de la sístole y diástole ventricular determinados con el electrocardiograma en
un sujeto en reposo en posición sentado y relajado y en el periodo posterior al ejercicio.
Condición
Reposo en posición
sentado y relajado
No más de 20 s
posterior al ejercicio
aeróbico moderado
Periodo de tiempo
Duración (s)
Del pico de la onda R
al final de la onda T
(Sístole Ventricular)
Del fin de onda T
al pico de la siguiente onda R
(Diástole Ventricular)
Del pico de la onda R
al final de la onda T
(Sístole Ventricular)
Del fin de onda T
al pico de la siguiente onda R
(Diástole Ventricular)
GUÍA DE ESTUDIO:
1. Con respecto a los vectores de despolarización del corazón, indique los mecanismos
fisiológicos (corrientes iónicas, presencia de canales, conducción eléctrica) que explican la
presencia de estos vectores e indique la relación que tienen con la morfología del registro
electrocardiográfico estudiado y que tienen con el eje eléctrico del corazón.
2. Explique los mecanismos fisiológicos involucrados en el reflejo de la arritmia sinusal y su
importancia fisiológica.
3. Explique el arco reflejo involucrado en la bradicardia inmersional.
4. Indique las modificaciones presentes a nivel de la fisiología cardiaca que se pueden observar
durante el ejercicio aeróbico moderado, y relacione estos cambios con la modificación de la
duración de las fases del ciclo cardiaco.
REFERENCIAS:
1. Coote J. Recovery of heart rate following intense dynamic exercise. Exp Physiol 2010; 95(3):
431–440.
2. Foster G, Sheel A. The human diving response, its function, and its control. Scand J Med Sci
Sports 2005; 15: 3–12.
66 | P á g i n a
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3. Khurana R, Wu R. The cold face test: A non-baroreflex mediated test of cardiac vagal
function. Clin Auton Res 2006; 16: 202–207.
4. Kligfield P, Gettes L, Bailey J, Childers R, Deal B, Hancock W, van Herpen G, Kors J, Macfarlane
P, Mirvis D, Pahlm O, Rautaharju P, Wagner G. Recommendations for the Standardization
and Interpretation of the Electrocardiogram Part I: The Electrocardiogram and Its
Technology A Scientific Statement From the American Heart Association
Electrocardiography and Arrhythmias Committee, Council on Clinical Cardiology; the
American College of Cardiology Foundation; and the Heart Rhythm Society. Circulation.
2007; 115: 1306-1324.
5. Lakatta E, Maltsev V, Vinogradova T. A coupled system of intracellular Ca2+ clocks and
surface membrane voltage clocks controls the timekeeping mechanism of the heart’s
pacemaker. Circ Res. 2010; 106: 659-673.
6. Larsen P, Tzeng Y, Gallety D. Respiratory sinus arrhythmia in conscious humans during
spontaneous Respiration. Respiratory Physiology & Neurobiology 2010; 174: 111–118.
7. Meek S, Morris F. ABC of clinical electrocardiography. Introduction. I Leads, rate, rhythm,
and cardiac axis. BMJ 2002; 324: 415-418.
8. Meek S, Morris F. ABC of clinical electrocardiography. Introduction. II Basic terminology
BMJ 2002; 324: 470-473.
9. Nerbonne J, Kass R. Molecular physiology of cardiac repolarization. Physiol Rev 2005; 85:
1205–1253.
10. Yasuma F, Hayano J. FCCP Respiratory sinus arrhythmia. Why does the heartbeat
synchronize with respiratory rhythm? Chest 2004; 125: 683–690.
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❹ RESPIROMETRÍA
OBJETIVOS:
1. Capacitar al estudiante en la técnica adecuada para la realización, análisis e interpretación
de las pruebas de función pulmonar y describir sus posibles aplicaciones e importancia
clínica.
2. Realizar la medición adecuada de los volúmenes pulmonares y el cálculo de las capacidades
pulmonares en condiciones estáticas en reposo y determinar los cambios al realizar ejercicio.
3. Realizar la medición adecuada de los volúmenes pulmonares y el cálculo de los flujos
ventilatorios en condiciones dinámicas en reposo y simulando condiciones restrictivas y
obstructivas.
4. Describir la técnica adecuada para la adquisición, el análisis y la interpretación de las curvas
de flujo volumen.
CONCEPTOS CLAVE:
·
·
·
·
·
·
·
·
Respirometría y respirograma.
Volúmenes y capacidades respiratorias estáticas durante el reposo.
Modificación de los volúmenes y capacidades respiratorias por el ejercicio.
Volúmenes y flujos en las pruebas dinámicas de función pulmonar.
Alteración restrictiva pulmonar y cambios en los volúmenes, capacidades y flujos
pulmonares.
Alteración obstructiva pulmonar y cambios en los volúmenes, capacidades y flujos
pulmonares.
Interpretación y significado del índice de Tiffeneau.
Interpretación e importancia de las curvas de flujo-volumen pulmonares.
INTRODUCCIÓN:
La respirometría es una herramienta importante para valorar la función pulmonar, por medio
de esta se pueden cuantificar una serie de volúmenes. De esta determinación pueden calcularse las
capacidades pulmonares. Si se toma en cuenta el factor tiempo, se obtienen volúmenes y
capacidades dinámicas, las cuales pueden brindar información de la resistencia de las vías aéreas. El
espirómetro de impedancia, al tener incorporado un microprocesador, analiza los valores obtenidos
en la espirometría, los compara con parámetros predeterminados, los presenta en forma gráfica y
realiza un diagnóstico preliminar.
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Fig. 4.1. Trazo de un respirograma, se rotulan los volúmenes y las capacidades pulmonares.
VOLÚMENES RESPIRATORIOS (FIG. 4.1):
Volumen corriente (VC): Es el volumen de aire normalmente movilizado por un sujeto en reposo. El
valor de este volumen corriente es aproximadamente 500 ml; este volumen se amplía conforme
aumenta la actividad del sujeto.
Volumen de reserva inspiratorio (VRI): Es el volumen de aire que puede ser movilizado por un
sujeto, durante una inspiración profunda máxima iniciada cuando el sujeto se encuentra en una
inspiración en reposo (VC). Se mide entre el pico de la inspiración en reposo y el pico de la inspiración
profunda máxima.
Volumen de reserva espiratorio (VRE): Es el volumen de aire que puede ser movilizado por un
sujeto, durante una espiración profunda máxima iniciada cuando el sujeto se encuentra en una
espiración en reposo (VC). Se mide entre el valle de la espiración en reposo y el valle de la espiración
máxima.
Volumen residual (VR): Es el volumen de aire que permanece en los pulmones después de una es
espiración máxima, este volumen no se puede expulsar de forma voluntaria, es por esto que NO se
puede medir con el equipo que se utiliza en el laboratorio.
Volumen espiratorio forzado en un segundo (VEF1): Es el volumen de aire máximo espirado desde
una inspiración forzada durante un segundo.
69 | P á g i n a
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Volumen minuto respiratorio (VMR): Es el volumen total movilizado durante todas las respiraciones
en un minuto.
Se puede estimar como el producto de VC * FR
CAPACIDADES RESPIRATORIAS (FIG. 4.1):
Las capacidades están constituidas por la suma de 2 o más volúmenes.
Capacidad inspiratoria (CI): Es el volumen de aire movilizado durante una inspiración máxima que
inicia al final de una espiración en reposo (VC).
Se calcula como la suma de VC + VRI.
Capacidad espiratoria (CE): Es el volumen de aire movilizado durante una espiración máxima que
inicia al final de una inspiración en reposo (VC).
Se calcula como la suma de VC + VRE.
Capacidad residual funcional (CRF): Es el volumen de aire que permanece en los pulmones al realizar
una espiración en reposo (VC).
Se calcula como la suma de VRE + VR.
Capacidad vital (CV): Es el volumen máximo de aire que puede movilizar un sujeto durante una
inspiración y una espiración máxima. Desde otra perspectiva, es el volumen máximo de aire que
puede espirar un sujeto a partir de una inspiración máxima.
Se calcula como la suma de VC + VRE + VRI.
Capacidad vital forzada (CVF): Es el volumen máximo de aire que puede espirar un sujeto en un
tiempo determinado después de una inspiración máxima. Corresponde a una medida dinámica, ya
que se toma en cuenta el tiempo.
RELACIONES:
Índice de Tiffeneau: Es la razón entre el volumen espiratorio forzado en un segundo y la capacidad
vital forzada, se calcula como la división del volumen espiratorio forzado en un segundo entre la
capacidad vital forzada (VEF1/CVF). Se expresa como el porcentaje de la capacidad vital forzada que
fue expulsado en el primer segundo.
FLUJOS:
Flujo máximo (flujo pico): Determinación del flujo máximo el cual se expresa en L/min.
Flujo máximo midespiratorio (FEF25-75%): Se mide el flujo espiratorio entre los volúmenes
correspondientes al 25% y al 75% de la espiración forzada. Esto corresponde al 50% central de la
curva de la espiración forzada.
70 | P á g i n a
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PARTE 1: Respirometría (registro con el respirómetro
mecánico).
MATERIALES:
·
·
·
·
·
·
·
·
Respirómetro.
Tanque de oxígeno.
Pinza de nariz.
Boquillas plástico para respirometría y boquillas de cartón para pruebas dinámicas.
Papel con escala, para el quimógrafo.
Boquilla de hule para limitar el flujo aéreo.
Cicloergómetro.
Toallas de papel.
PROCEDIMIENTO:
Para el análisis de los registros obtenidos en el respirómetro utilice la escala establecida en
la siguiente tabla:
Tabla 4.1. Escala de medición para el tiempo y volumen de
diferentes tipos de respirómetro.
Velocidad
Respirómetro
Volumen
(mm/min)
32
Collins
100 ml por división
1920
Harvard
25
30 ml/mm
 PRUEBAS ESTÁTICAS EN REPOSO:
1. Verifique la preparación del respirómetro: debe estar lleno de oxígeno, que tenga papel para
realizar el registro, que tenga una boquilla limpia y del tamaño conveniente para el sujeto
experimental (para evitar restricción al flujo de aire) y que la válvula de salida se encuentre
en posición cerrada al respirómetro y abierta hacia el medio ambiente.
2. Siente al sujeto frente al respirómetro y ajuste la altura de la boquilla de tal forma que el
sujeto se siente cómodo a la hora de realizar el registro, evitando que esté agachado o
hiperextendido.
3. Coloque la pinza de nariz de tal forma que impida el paso del aire, pero no tan ajustada como
para que cause molestia.
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4. Pídale al sujeto experimental que se introduzca la boquilla entre los labios y los dientes.
Déjelo respirar aire atmosférico hasta que se acostumbre y la respiración sea normal y
regular.
5. Encienda el respirómetro y establezca la velocidad de avance del papel en el quimógrafo:
a. Respirómetro de Collins: 32 mm/min.
b. Respirómetro de Harvard: 25 mm/min.
6. Gire la válvula de salida de tal forma que quede en posición cerrada a la atmosfera y abierta
hacia el tanque del respirómetro.
7. Realice un registro control de un minuto, en caso de que las respiraciones sean irregulares
espere un tiempo prudencial para que el sujeto normalice el patrón respiratorio.
8. Continúe con el registro e indique al sujeto que realice una inspiración máxima (no debe
realizar una inspiración forzada), luego espere a que normalice el patrón respiratorio y repita
este paso. Se deben registrar 3 inspiraciones máximas.
9. Continúe el registro una vez que la respiración se ha normalizado, indique al sujeto que haga
una espiración máxima (recuerde que no debe ser forzada), luego espere que se normalice
el patrón respiratorio y repita este paso. Se deben registrar 3 espiraciones máximas.
10. Continúe el registro y una vez que la respiración se ha normalizado, indique al sujeto que
realice una inspiración máxima seguida de una espiración máxima (capacidad vital), luego
espere a que se normalice el patrón respiratorio y repita este paso. Se debe registrar 3 veces
la capacidad vital.
 PRUEBAS ESTÁTICAS: INFLUENCIA DEL EJERCICIO:
1. Para valorar los cambios inducidos por el ejercicio se debe seguir el siguiente protocolo:
a. Ajuste el cicloergómetro de manera adecuada para el sujeto, de tal forma que al
pedalear y extender la pierna debe ser capaz de observarse aún una leve flexión de
rodilla.
b. Inicialmente el sujeto debe realizar un periodo de 3 minutos de calentamiento en el
cicloergómetro.
c. Indique al sujeto que debe pedalear con una frecuencia de 50 rpm. Sin detener el
pedaleo, ajuste la carga del cicloergómetro a 0,5 kp. Una vez que la velocidad y la
carga se ajustaron comience a cronometrar el tiempo.
d. Inmediatamente finalizado el tiempo y sin parar el pedaleo, determine la frecuencia
cardiaca, realice el conteo de los latidos en 15 segundos. Utilice esta frecuencia
cardiaca para determinar la carga durante el ejercicio con la siguiente tabla:
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Tabla 4.2. Carga asignada para la frecuencia cardiaca obtenida
durante el calentamiento.
Frecuencia cardiaca
< 80
80 - 89 90 - 100
> 100
(lat/min)
Carga(Kp)
2,5
2,0
1,5
1,0
a. Si así lo requiere, el sujeto puede realizar un breve descanso antes de reiniciar el
pedaleo.
b. El sujeto debe pedalear con una frecuencia de 50 rpm. Sin detener el pedaleo, ajuste
la carga del cicloergómetro a la nueva carga (establecido con la tabla anterior). Una
vez que la velocidad y la carga se ajustaron comience a cronometrar el tiempo.
2. El sujeto debe realizar ejercicio por 3 minutos. Inmediatamente transcurrido este tiempo y
sin detener el pedaleo, vuelva a colocar al sujeto en el respirómetro e inicie de nuevo el
registro.
3. Encienda el respirómetro e inicie el registro, debe realizar un registro de 1 minuto de control.
4. Indique al sujeto que realice una inspiración máxima y continúe respirando normalmente.
5. Espere unos 3 ciclos respiratorios y solicite al sujeto que realice una espiración máxima y
continúe respirando normalmente.
6. De nuevo deje pasar unos 3 ciclos respiratorios y solicite al sujeto que realice una capacidad
vital y continúe respirando normalmente, deje pasar otros tres ciclos y termine el registro.
7. Recoja la hoja del tambor del respirómetro y realice la medición y cálculo de los volúmenes
y capacidades correspondientes.
RESULTADOS:
Cuadro 4.1. Frecuencia respiratoria y volúmenes pulmonares determinados o calculados mediante
la respirometría en condiciones estáticas de reposo y ejercicio.
Volumen
Reposo
Ejercicio
VC (L)
VRI (L)
VRE (L)
FR (resp/min)
VMR (L/min)
VR (L)
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Cuadro 4.2. Capacidades pulmonares obtenidas en la respirometría y calculadas a partir de los
volúmenes medidos en condiciones de reposo y ejercicio.
Capacidad
Reposo
Ejercicio
CI (L)
CE (L)
CV (L)
CV/m2 (L/m2)
CRF (L)
CPT (L)
NOTA: 1. Utilice el nomograma de Dubois para determinar el área corporal del sujeto experimental
y con este dato calcule la capacidad vital por metro cuadrado, 2. Complete los cuadros 4.1 y 4.2 con
los valores obtenidos con el respirograma. Calcule el volumen residual, tomando en cuenta que en
sujetos de 16 a 32 años la capacidad vital equivale aproximadamente al 80% de la capacidad
pulmonar total, y el volumen residual al 20%.
𝐶𝑃𝑇(𝐿) =
𝐶𝑉(𝐿)
× 100%
80%
𝑉𝑅(𝐿) = 𝐶𝑃𝑇(𝐿) − 𝐶𝑉 (𝐿)
Donde CPT: capacidad pulmonar total, CV: capacidad vital, VR: volumen residual
 PRUEBAS DINÁMICAS:
1. El sujeto se debe colocar de pie frente al respirómetro. Ajuste la boquilla de tal forma que la
altura sea cómoda para el sujeto experimental.
2. Indique al sujeto que debe realizar una inspiración máxima y retenga el aire hasta que se le
indique que puede espirar.
3. Colocarse la pinza en la nariz.
4. Encienda el respirómetro (Collins) a la velocidad de 1920 mm/min.
5. Cuando la velocidad se haya estabilizado (no más de un segundo) indique al sujeto que realice
una espiración forzada máxima (debe espirar con la mayor fuerza y velocidad que le sea
posible), observe el registro y detenga el respirómetro.
6. Calcule la capacidad vital forzada, el VEF1s y el índice de Tiffeneau y el FEF25-75%.
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 PRUEBAS DINÁMICAS: INFLUENCIA DE FACTORES RESTRICTIVOS Y OBSTRUCTIVOS:
Restrictivos:
1. Para simular un trastorno restrictivo, se debe limitar la movilidad del tórax, lo cual se logrará
empleando una gabacha que impida la expansión de la caja torácica.
2. El sujeto se debe colocar de pie frente al respirómetro, y ajustar la boquilla de tal forma que
la altura sea cómoda para el sujeto experimental.
3. Coloque la gabacha alrededor del tórax del sujeto experimental (en caso de ser una mujer
debe colocarla por encima de las mamas). indíquele que realice una espiración máxima.
Cuando el sujeto ya haya espirado, ajuste la gabacha al tórax del sujeto firmemente para
evitar que se produzca la expansión completa de la caja torácica, pero sin causar daño al
sujeto.
4. Es muy importante simular la situación restrictiva antes de que el paciente haga la inspiración
máxima.
5. Indique al sujeto que debe realizar una inspiración máxima y retenga el aire hasta que se le
indique que puede espirar.
6. Colocarse la pinza en la nariz.
7. Encienda el respirómetro (Collins) a la velocidad de 1920 mm/min.
8. Cuando la velocidad se haya estabilizado (no más de un segundo), indique al sujeto que
realice una espiración forzada máxima (debe espirar con la mayor fuerza y velocidad que le
sea posible), observe el registro y detenga el respirómetro.
9. Calcule la capacidad vital forzada, el VEF1s y el índice de Tiffeneau y el FEF 25-75%.
Obstructivos:
1. Para simular un trastorno obstructivo se debe aumentar la resistencia al flujo aéreo en las
vías respiratorias superiores, lo cual se logrará reduciendo el diámetro de la boquilla del
respirómetro por medio de una obstrucción parcial, creando de esta forma una zona de alta
resistencia.
2. Tome un tapón de hule con un agujero y colóquelo en el extremo de la llave donde se inserta
la boquilla, esto simulará la reducción del diámetro de la vía aérea.
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3. El sujeto se debe colocar de pie frente al respirómetro y debe ajustar la boquilla de tal forma
que la altura sea cómoda para el sujeto experimental.
4. Indique al sujeto que debe realizar una inspiración máxima y retenga el aire hasta que se le
indique que puede espirar.
5. Colocarse la pinza en la nariz.
6. Encienda el respirómetro (Collins) a la velocidad de 1920 mm/min.
7. Cuando la velocidad se haya estabilizado (no más de un segundo), indique al sujeto que
realice una espiración forzada máxima (debe espirar con la mayor fuerza y velocidad que le
sea posible), observe el registro y detenga el respirómetro.
8. Calcule la capacidad vital forzada, el VEF 1 y el índice de Tiffeneau y el FEF25-75%.
Análisis de los Datos
El registro en las pruebas dinámicas consiste en una curva descendente que inicia en la
derecha con el inicio de la espiración forzada y termina en la izquierda con el final de esta. Debido a
que el sujeto había realizado una inspiración máxima antes de comenzar el registro, esta curva
representa el volumen total que logra movilizar el sujeto tanto durante la inspiración como durante
la espiración (capacidad vital).
1. Cuente el número de líneas horizontales desde el inicio de la espiración forzada hasta el final.
Calcule la CVF, tomando en cuenta que cada una equivale a 100 mL.
2. Dibuje una línea horizontal de 32 mm (según la escala en X, esto equivale a 1 s) que se
extienda desde el inicio de la espiración forzada. En seguida, trace una línea vertical que
descienda desde el final de esta línea hasta que cruce la curva del registro.
3. Cuente el número de líneas horizontales desde el inicio de la espiración forzada hasta el
momento en el cual la curva interseque la línea vertical trazada en el paso anterior. Esto
representa el volumen que el sujeto espiró de manera forzada en el primer segundo (VEF 1).
4. Calcule el Índice de Tiffeneau, dividiendo la CVF entre el VEF1 y multiplicándolo por cien para
expresarlo en porcentaje. Esto representa el porcentaje de la capacidad vital forzada que se
logró expulsar en el primer segundo.
5. Calcule el FEF25-75%. Para esto es necesario marcar en el registro los puntos correspondientes
al 25 y el 75% de la CVF del sujeto. Primero multiplique la CVF por 0,25. Luego cuente partir
del inicio del registro (a la derecha) el volumen calculado y realice una marca, de tal forma
que se señale el momento en el que se ha logrado expulsar el 25% de la CVF. Ahora
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empezando por el final del registro (izquierda) vuelva a contar el mismo volumen, de tal
forma que se marque el punto donde sólo quedaba por expulsar un 25% de la CVF.
6. Cuente el número de líneas horizontales entre las dos marcas, este correspondería al
volumen que se expulsó entre el 25% y el 75% del FEF25-75. Este dato no se escribe en la
hoja de resultados.
7. Calcule el tiempo en el que se logró expulsar este volumen. Para esto puede imaginar un
triángulo rectángulo cuya hipotenusa une las dos marcas que realizó anteriormente. La base
de ese triángulo, la cual es paralela al eje X, corresponde a tiempo. Mida la base de ese
triángulo y por regla de 3 calcule el tiempo que representa. (32 mm : 1s :: X mm : Y s, donde
X es la medición de la base).
8. Finalmente divida el volumen espirado entre las dos marcas entre el tiempo que requirió el
sujeto para expulsarlo, el cual corresponde al FEF25-75%.
RESULTADOS:
Cuadro 4.3. Valor de las pruebas de función pulmonar en condiciones dinámicas determinadas con
el respirómetro al valorar condiciones normal, restrictiva y obstructiva
Parámetro
Normal
Restrictivo Obstructivo
CVF (L)
VEF1 (L)
VEF1/CVF (%)
FEF25-75% (L/s)
PARTE 2: Respirometría (sistema BIOPAC®)
MATERIALES:
·
·
·
·
·
·
·
·
·
·
·
Transductor de flujo de aire SS11LA.
Filtro bacteriológico AFT1.
Pieza de boca descartable AFT2.
Prensa de nariz AFT3.
Jeringa de calibración de 0.6 L (AFT6).
Pieza de boca autoclavable AFT8 (opcional).
Computadora.
Programa Biopac Student Lab 3.7.1
Unidad MP35.
Transformador de pared (AC100A).
Cable USB (USB1W).
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PROCEDIMIENTO:
Conforme complete el protocolo experimental y el análisis de datos, usted podría necesitar
las siguientes herramientas y opciones presentadas. La Fig. 4.2 presenta un panel donde se
observarán los datos tres canales de datos y cuatro canales de cajas de medición.
Fig. 4.2. Ventana que presenta las diferentes herramientas del programa.
Los marcadores y etiquetas aparecen en la parte de arriba de la ventana de datos ("identificación de
marcas" en la figura 4.2). Muchos son generados automáticamente.
Los marcadores de evento aparecen debajo de la barra de etiqueta de marcador como un
triángulo amarillo invertido, estos son insertados y etiquetados manualmente, o generados
por el software para describir los datos que están siendo registrados. Para agregar un marcador
presione la tecla F9. Se puede escribir una etiqueta para el marcador.
Marcadores de agregación aparecen arriba de la barra de etiqueta de marcador como un
diamante azul, estos son generados por el software al iniciar el registro y para al iniciar de
segmento nuevo.
 INSTALACIÓN DEL EQUIPO:
1. Encender el computador mientras la unidad BIOPAC MP35-36 se encuentra apagada y
conectar el transductor de flujo de aire al canal 1 (Fig. 4.3).
2. Encender la unidad BIOPAC. El botón se encuentra detrás del dispositivo.
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3. Colocar el filtro bacteriológico en el extremo de la jeringa de calibración.
Fig. 4.3. Conexión del transductor de flujo de
aire (SS11LA) a la unidad BIOPAC MP35.
1. Insertar el ensamble filtro/jeringa en el extremo etiquetado como “Inlet” del transductor del
flujo de aire SS11LA (Fig. 4.4). Si se coloca en el otro extremo, el registro quedará invertido,
por lo que es importante asegurarse de introducirlo de manera correcta.
2.
Fig. 4.4. Ensamble de transductor de flujo de aire, filtro bacteriológico y jeringa.
3. Ingrese al programa de adquisición de datos: en el escritorio, dar doble clic en Macintosh HD
> Aplicaciones > Biopac Student Lab 3.7.1 > Biopac Student Lab.
4. Escoger la lección L12-LUNG-1. Escribir el nombre del sujeto experimental y dar clic en OK.
4. Ingrese al programa Biopac Student Lab para la adquisición de datos. En el Escritorio de doble
click sobre BSL Lessons 3.7 .
79 | P á g i n a
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5. Escoger la lección 12-Función pulmonar-1. Escribir el nombre del sujeto experimental y la
condición experimental (e.g: Carlos - reposo) y dar clic en OK.
 CALIBRACIÓN:
1. Sacar completamente el émbolo de la jeringa y mantener el ensamble filtro-jeringa alineado,
es de suma importancia que el transductor de flujo se calibre en posición vertical (en la misma
posición en la cual se va a realizar la adquisición).
2. No se debe sostener el transductor de flujo cuando esté usando la jeringa de calibración
porque la punta de la jeringa puede quebrarse. En la Figura 4.5 se observa la forma adecuada
de manipularla.
3. Dar clic en el botón Calibrar.
4. De clic en OK.
5. Durante esta parte de la calibración el ensamble no debe manipularse, la primera parte
correrá automáticamente por 8 segundos durante los cuales no se debe mover el ensamble
jeringa-filtro-transductor. Sujételo firmemente a lo largo de la calibración.
6. Tome el ensamble jeringa-filtro-transductor como se muestra en la Fig. 4.5, y de clic en Yes.
Fig. 4.5. Manipulación del ensamblaje jeringa-filtro-transductor durante la calibración.
1. Debe introducir el embolo en la jeringa rápidamente con una duración de 1 segundo, esperar
2 segundos, sacar el émbolo rápidamente con una duración de 1 segundo, espere 2 segundos
y repita el ciclo, debe realizar 5 ciclos.
2. Detener la calibración dando clic en Finalizar calibrar. El registro que se obtiene debe ser
como el de la Fig. 4.6, de lo contrario debe repetir el proceso de calibración, dando clic en el
boton Repetir Calibrar.
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3. Con el primer empujón del émbolo debe aparecer una deflexión hacia abajo en el registro. Si
la deflexión sale hacia arriba debe montarse el ensamblaje por el otro orificio del transductor
y repetir la calibración.
4. En el caso de que no aparezcan los 5 grupos de deflexiones o si sale un pico grande debe
reiniciarse la calibración.
Fig. 4.6. Registro de la calibración de respirometría.
 ADQUISICIÓN DE DATOS:
1. Inserte un filtro bacteriológico descartable (AFT1) y una pieza de boca descartable (AFT2) en
el transductor de flujo de aire (Fig. 4.7).
Fig. 4.7. Colocación de la pieza de boca desechable y de
filtro bacteriológico en el transductor de flujo de aire.
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2. Coloque una pinza de nariz al sujeto y ajuste el transductor de aire como se ve en la Fig. 4.8.
Debe mantenerse el transductor en posición vertical todo el tiempo.
3. Para mejorar la exactitud de los cálculos es recomendable que si el registro se inicia en
inspiración se finalice en espiración y viceversa. El sujeto no debe ver la pantalla durante el
registro de los datos.
Fig. 4.8. Modo de empleo del transductor, filtro
y pieza de boca.
4. Dar clic en Iniciar y registre un periodo control en reposo de un minuto de duración.
5. Indique al sujeto que realice las siguientes maniobras tres veces, permitiendo que se
normalice la respiración (tres ciclos de respiración normal) entre cada una de las maniobras:
a. Inspiración máxima.
b. Espiración máxima.
c. Capacidad vital (inspiración máxima seguida de una espiración máxima).
6. Dar clic en Detener al terminar. Aparecerán en la pantalla los registros de volumen y de flujo
de aire, verifique que el registro sea como se observa la Fig. 4.9.
82 | P á g i n a
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Fig. 4.9. Registro de la respirometría.
7. Si el registro no se obtuvo correctamente, por ejemplo si tosió o retuvo aire, debe darse clic
en Repetir y repetir desde el punto 4. Si el registro está bien, continúe con el siguiente paso.
8. De clic en Listo.
9. Retire la pinza de la nariz al sujeto.
10. De clic en Sí en la ventana que aparece. Seleccione analizar el actual archivo y dirígase a la
sección de análisis de datos en esta práctica para realizar la medición del registro en reposo.
O seleccione Adquisición de otro sujeto para continuar a realizando el registro de ejercicio
(posteriormente podrá abrir los datos guardados en reposo para analizarlos). Recuerde
nombrar el nuevo archivo con el nombre y la condición experimental (e.g. Carlos - Ejercicio).
11. Para valorar los cambios inducidos por el ejercicio se debe seguir el siguiente protocolo:
a. Ajuste el cicloergómetro de manera adecuada para el sujeto, de tal forma que al
pedalear y extender la pierna debe ser capaz de observarse aún una leve flexión de
rodilla.
b. Inicialmente el sujeto debe realizar un periodo de 3 minutos de calentamiento en el
cicloergómetro.
c. El sujeto debe pedalear con una frecuencia de 50 rpm. Sin detener el pedaleo, ajuste
la carga del cicloergómetro a 0,5kp. Una vez que la velocidad y la carga se ajustaron
comience a cronometrar el tiempo.
d. Se debe realizar el calentamiento por 3 minutos. Inmediatamente finalizado el tiempo
y sin parar el pedaleo, determine la frecuencia cardiaca realizando el conteo de los
latidos en 15 segundos, utilice esta frecuencia cardiaca para determinar la carga
durante el ejercicio con la siguiente tabla:
83 | P á g i n a
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Tabla 4.3. Carga asignada para la frecuencia cardiaca obtenida
durante el calentamiento.
Frecuencia cardiaca
< 80
80 - 89 90 - 100
> 100
(lat/min)
Carga
2,5
2,0
1,5
1,0
(Kp)
e. Si así lo requiere el sujeto puede realizar un breve descanso antes de reiniciar el
pedaleo.
f. El sujeto debe pedalear con una frecuencia de 50 rpm. Sin detener el pedaleo, ajuste
la carga del cicloergómetro a la nueva carga (establecida con la tabla anterior), una
vez que la velocidad y la carga se ajustaron comience a cronometrar el tiempo.
12. Indique al sujeto que realice las siguientes maniobras una sola vez, permitiendo que se
normalice la respiración (tres ciclos de respiración normal) entre cada una de las maniobras:
a. Inspiración máxima.
b. Espiración máxima.
c. Capacidad vital (inspiración máxima seguida de una espiración máxima).
13. Al finalizar de clic en Listo y luego en Sí.
 ANÁLISIS DE DATOS:
1. De doble clic en Biopac Student Lab. De clic en Revisar datos guardados y en OK.
2. Elija en la carpeta de datos el archivo que se va a analizar. De clic en Abrir.
3. Aunque se muestran tanto los registros de flujo de aire como de volumen, el segundo es el
más relevante. Por lo tanto puede Desactivar el canal 1 presionando la tecla Control y dando
un clic en la caja de canal 1 (Control + click en CH1).
4. De clic en Archivo y seleccione Propiedades ver, escoja Mostrar cuadrícula y de clic en OK.
Debe ver un registro como el que se muestra en la Fig. 4.10.
84 | P á g i n a
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Fig. 4.10. Registro de la respirometría.
5. De un clic en el eje X, en parte inferior de la pantalla, donde se presenta el tiempo en
segundos. En la sección llamada Cuadrícula, busque la opción División Mayor y cambie el 2
por 60. Luego de clic en OK. Con esto se cambia la escala del tiempo para que cada raya
vertical equivalga a un minuto.
6. De un clic en el eje Y, en la parte derecha de la pantalla, donde se presenta el volumen en
litros. En la sección llamada Cuadrícula, busque la opción División Mayor y cambie el 0.5 por
0.1. Luego de clic en OK. Con esto se cambia la escala del volumen para que cada raya
horizontal equivalga a 0,1L (100 mL).
7. Seleccione la herramienta del cursor en la esquina inferior derecha de la pantalla. Calcule el
volumen corriente escogiendo la onda de la respiración más grande y la más pequeña y
contando el número de líneas horizontales (equivalentes al volumen de aire). Calcule un
promedio con estos valores y repórtelo.
8. Cuente el número de ondas que hay en el primer minuto de registro y reporte la frecuencia
respiratoria. Pregunte a su tutor si se imprimirán los registros, ya que en dicho caso la
medición se hará en el papel.
9. De los tres registros de inspiración máxima, espiración máxima y capacidad vital escoja el de
mayor amplitud de cada uno y repórtelo.
10. Determine el volumen de reserva inspiratorio (VRI) contando el número de líneas
horizontales que hay desde el final de la inspiración normal del ciclo respiratorio previo hasta
el final de la inspiración máxima y reporte el valor.
85 | P á g i n a
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11. Determine el valor de la capacidad inspiratoria (CI) contando las líneas que hay desde el final
de una espiración normal hasta el final de la inspiración máxima y reporte el valor.
12. Para calcular la capacidad inspiratoria (CI) puede también sumar el valor de VC + VRI.
13. Determine el volumen de reserva espiratorio (VRE) contando el número de líneas
horizontales que hay desde el final de una espiración normal del ciclo respiratorio previo
hasta el final de la espiración máxima y reporte el valor.
14. Determine la capacidad espiratoria (CE) contando el número de líneas horizontales que hay
desde el final de una inspiración normal hasta el final de una espiración máxima y reporte el
valor.
15. Calcule la capacidad espiratoria (CE) sumando el valor de VC + VRE.
16. Cuente las líneas horizontales que hay desde el final de una inspiración máxima hasta el final
de una espiración máxima para determinar la capacidad vital (Fig 4.11).
Fig. 4.11. Determinación de la capacidad vital (CV) en el registro después de una inspiración y
una espiración forzada.
17. Calcule la CV sumando los valores de VC+VRI+VRE, determinados previamente.
18. Utilizando el Nomograma de Dubois calcule el área corporal del sujeto experimental, y con
este dato determine la capacidad vital por cada metro cuadrado. Solicite este nomograma
en la ventanilla.
19. Para calcular el volumen residual se asume que en un sujeto de 16 a 32 años de edad la
capacidad vital representa un 80% de la capacidad pulmonar total y el volumen residual
representa el 20% restante.
86 | P á g i n a
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20. Utilice la siguiente fórmula:
𝐶𝑃𝑇(𝐿) =
𝐶𝑉(𝐿)
× 100%
80%
𝑉𝑅(𝐿) = 𝐶𝑃𝑇(𝐿) − 𝐶𝑉 (𝐿)
Donde CPT: capacidad pulmonar total, CV: capacidad vital, VR: volumen residual.
21. Abra nuevamente el programa. De clic en Revisar datos guardados.
22. Elija la carpeta y escoja el nombre del archivo con el nombre y la condición de ejercicio.
23. Repita los pasos 3 al 19.
RESULTADOS:
Cuadro 4.4. Frecuencia respiratoria y volúmenes pulmonares determinados o calculados mediante
la respirometría en condiciones estáticas de reposo y ejercicio.
Volumen
Reposo
Ejercicio
VC (L)
VRI (L)
VRE (L)
FR (resp/min)
VMR (L/min)
VR (L)
Cuadro 4.5. Capacidades obtenidas en la respirometría y calculadas a partir de los volúmenes
medidos en condiciones de reposo y ejercicio.
Capacidad
Reposo
Ejercicio
CI (L)
CE (L)
CV (L)
CV/m2 (L/m2)
CRF (L)
CPT (L)
87 | P á g i n a
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PARTE 3: Espirometría (registro con el espirómetro
de impedancia).
MATERIALES:
·
·
·
·
Espirómetro de impedancia.
Boquillas estériles de cartón para el espirómetro.
Papel electrosensible para el espirómetro.
Cuadros y nomogramas de valores normales en hombres y mujeres.
PROCEDIMIENTO:
 PRUEBA DE CAPACIDAD VITAL FORZADA (CVF):
1. A partir de la pantalla del Menú principal, pulse la tecla F5.
2. En la pantalla de Espirometría, pulse la tecla F5.
3. En la pantalla que se abre a continuación debe completar los datos de la edad del paciente
(años), la talla (cm), el peso (Kg), el sexo (presione la tecla 1 si la prueba la va a realizar una
mujer y la tecla 2 si es un hombre), índice de fumador (paquetes año) que se calcula con la
siguiente fórmula:
𝑝𝑎𝑞𝑢𝑒𝑡𝑒𝑠 𝑎ñ𝑜 =
𝑛ú𝑚𝑒𝑟𝑜 𝑑𝑒 𝑐𝑖𝑔𝑎𝑟𝑟𝑖𝑙𝑙𝑜𝑠 𝑝𝑜𝑟 𝑑í𝑎 × 𝑎ñ𝑜𝑠 𝑑𝑒 𝑓𝑢𝑚𝑎𝑑𝑜𝑟
20
4. Pulse la tecla F7.
5. El paciente debe mantener el neumotacómetro inmóvil para iniciar la espiración, debe de
mantenerse en la misma posición hasta el final de la maniobra (Fig. 4.12).
88 | P á g i n a
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Fig. 4.12. Posición correcta para el uso
del neumotacómetro.
6. Indíquele al sujeto que se siente erecto y que se coloque la pinza en la nariz. Recordar
indicarle al sujeto que debe realizar la prueba con su máximo esfuerzo y debe evitar
desplazarse hacia adelante durante la maniobra.
7. Pulse la tecla F5 y mantenga el neumotacómetro o transductor quieto hasta que aparezca
una flecha intermitente en la pantalla.
8. Indíquele al sujeto experimental que realice una inspiración máxima desde el aire ambiente
(todavía no debe colocarse el neumotacómetro) y que sostenga la respiración,
posteriormente debe colocarse la boquilla del neumotacómetro en la boca y realizar un sello
adecuado.
9. Debe realizar una espiración forzada máxima (realizando el mayor esfuerzo posible y
expulsando el aire a la mayor velocidad), seguida, inmediatamente, de una inspiración
forzada máxima (realizando el mayor esfuerzo posible y expulsando el aire a la mayor
velocidad).
10. Recuerde que debe mantenerse en posición sentada y erecta durante toda la prueba sin
desplazarse hacia adelante.
11. El sujeto puede retirar la boquilla y el neumotacómetro de la boca.
12. En la pantalla del espirómetro aparecerá una curva de flujo volumen, los valores de CVF y
VEF1 de referencia (REF) y los observados en cada maniobra (Mx). ACT corresponde a la
última maniobra realizada.
89 | P á g i n a
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13. Si los datos son correctos presione la tecla F8 para imprimir el informe de lo contrario realice
otra vez la maniobra, para esto debe repetir los puntos del 5 al 11.
14. La nueva gráfica se superpone para compararla con la mejor (M1) de los datos almacenados
del sujeto. El equipo guarda y ordena las cinco mejores maniobras en M1 a M5, siendo la
mejor la posicionada en M1 y la peor la posicionada en M5. La última maniobra introducida
queda parpadeando y corresponde con los valores ACT. Si se han introducido más de cinco
maniobras y no parpadea ninguna, indica que la última entrada es peor que la cinco
almacenadas y será eliminada.
15. Si no hubiera papel para imprimir los resultados, presione la tecla F7 para observar los
resultados de la mejor maniobra (M1). Copie los datos en el cuadro 4.6.
 PRUEBA DE VENTILACIÓN VOLUNTARIA MAXIMA (VVM):
1. Presione la tecla F1 dos veces.
2. En el menú principal pulse la tecla F5.
3. Pulse la tecla F7.
4. Pulse la tecla F5 y espere a que salga la flecha intermitente.
5. El sujeto debe sentarse y colocarse el neumotacómetro en la boca. Indíquele a su compañero
que hiperventile por un lapso de 15 segundos, tratando que las respiraciones sean lo más
profundas y rápidas posibles.
6. Si el dato obtenido es correcto presione la tecla F8 para imprimirlos de lo contrario repita los
puntos 4 y 5.
7. Si no hay papel para imprimir los resultados presione la tecla F7 y anote los datos en el cuadro
4.6.
NOTA: El equipo incorpora un sistema de ayudas en pantalla que describe de forma breve el
significado de cada icono así como alguna otra información recordatoria que facilita el uso del
equipo. Esta ayuda puede activarse en cualquier momento mediante la tecla “?”.
RESULTADOS:
90 | P á g i n a
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Cuadro 4.6. Valores espirométricos obtenidos, de referencia y el porcentaje de desviación en la
prueba de capacidad vital forzada y de ventilación voluntaria máxima.
Valor
Valor de
Porcentaje de
Parámetro
observado
referencia
desviación (%)
FVC (L)
FEV1 (L/s)
FEV1/FVC (%)
FEF25%-75% (L/s)
MVV (L/min)
Nota: Para el cálculo del porcentaje de desviación utilice la siguiente fórmula:
𝑃𝐷 (%) =
𝑉𝑅 − 𝑉𝑂
× 100
𝑉𝑅
Donde: PD: porcentaje de desviación, VR: valor de referencia, VO: valor observado.
GUÍA DE ESTUDIO:
1. Realice una comparación entre las pruebas pulmonares estáticas en ejercicio y en reposo y
describa las diferencias en los volúmenes y capacidades observados.
2. Indique y explique los mecanismos fisiológicos involucrados en el incremento de la
ventilación (tanto por incremento del volumen corriente como por incremento de la
frecuencia respiratoria) durante el ejercicio en comparación con el reposo.
3. Realice una comparación en los parámetros dinámicos de las pruebas de función pulmonar
en condiciones normal, restrictiva y obstructiva, explique la diferencia en los volúmenes y en
los flujos.
4. Con respecto al índice de Tiffeneau realice la comparación en las condiciones normal,
restrictiva y obstructiva, y explique las diferencias.
5. Analice el registro de flujo volumen.
REFERENCIAS:
1. Aaron S, Dales R, Cardinal P. How accurate is spirometry at predicting restrictive pulmonary
impairment? Chest. 1999; 115(3): 869-873.
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DEPARTAMENTO DE FISIOLOGÍA
2. Eaton T, Withy S, Garrett J, Mercer J, Whitlock R, Rea H. Spirometry in primary care practice:
The importance of quality assurance and the impact of spirometry workshops. Chest. 1999;
116(2): 416 - 423.
3. Glady C, Aaron S, Lunau M, Clinch J, Dales R. A Spirometry-Based Algorithm To Direct Lung
Function Testing in the Pulmonary Function Laboratory. Chest. 2003; 123: 1939-1946
4. Miller M, Crapo R, Hankinson J, Brusasco V, Burgos F, Casaburi R, Coates A, Enright P, van der
Grinten C, Gustafsson P, Jensen R, Johnson D, MacIntyre N, McKay R, Navajas D, Pedersen O,
Pellegrino R, Viegi G, Wanger J. SERIES ‘‘ATS/ERS TASK FORCE: STANDARDISATION OF LUNG
FUNCTION TESTING’’ General considerations for lung function testing. Eur Respir J 2005; 26:
153-161.
5. Miller M, Hankinson J, Brusasco V, Burgos F, Casaburi R, Coates A, Crapo R, Enright P, van der
Grinten C, Gustafsson P, Jensen R, Johnson R, MacIntyre N, McKay R, Navajas D, Pedersen O,
Pellegrino R, Viegi G, Wanger J. SERIES ‘‘ATS/ERS TASK FORCE: STANDARDISATION OF LUNG
FUNCTION TESTING’’ Standardisation of spirometry. Eur Respir J 2005; 26: 319–338
6. Wanger J, Clausen J, Coates A, Pedersen O, Brusasco V, Burgos F, Casaburi R, Crapo R, Enright
P, van der Grinten C, Gustafsson P, Hankinson J, Jensen R, Johnson D, MacIntyre N, McKay R,
Miller M, Navajas D, Pellegrino R, Viegi G. SERIES ‘‘ATS/ERS TASK FORCE: STANDARDISATION
OF LUNG FUNCTION TESTING’’ Standardisation of the measurement of lung volumes. Eur
Respir J 2005; 26: 511–522
7. Wise R, Connett J, Kurnow K, Grill J, Johnson L, Kanner R, Enright P. Selection of spirometric
measurements in a clinical trial, the lung healthy study. Am. J. Respir. Crit. Care Med. 1995;
151 (3): 675-681.
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❺ PRESIÓN ARTERIAL Y FRECUENCIA CARDÍACA.
OBJETIVOS:
1. Desarrollar la destreza de tomar la presión arterial por el método auscultatorio en un tiempo
no mayor de 1 minuto siguiendo el protocolo establecido.
2. Desarrollar la destreza de obtener la frecuencia cardiaca por el método auscultatorio en la
región precordial y palpatorio en diferentes sitios anatómicos en un tiempo no mayor de
1min.
3. Correlacionar el origen de los ruidos de Korotkoff con las variaciones hemodinámicas durante
la toma de la presión arterial.
4. Determinar la variación de la presión arterial y la variabilidad de la frecuencia cardiaca
asociado al cambio de posición de supino a bipedestación.
5. Determinar la variación de la presión arterial y la frecuencia cardiaca asociado a las
maniobras experimentales como: inmersión del antebrazo en agua fría, inspiración profunda
y ejercicio aeróbico moderado.
CONCEPTOS CLAVE:
·
·
·
·
·
·
·
·
·
Determinantes de la presión arterial.
Valores normales de la presión arterial.
Concepto de presión arterial, presión arterial sistólica, presión arterial diastólica y presión
arterial media.
Barorreflejo.
Reflejo de Bainbridge.
Cambios hemodinámicos derivados de los cambios de posición.
Test presor (inmersión del antebrazo en agua fría).
Respuesta cardioaceleradora en el ejercicio.
Variabilidad de la frecuencia cardiaca.
INTRODUCCIÓN:
Se entiende por presión arterial, la fuerza que ejerce la sangre sobre las paredes de los vasos
arteriales; la medición de la presión arterial es un procedimiento relativamente inocuo importante
en la estratificación del riesgo cardiovascular y el monitoreo de la respuesta al tratamiento en
pacientes hipertensos. Se determina de forma rutinaria por lo que es imprescindible manejar el
protocolo adecuado.
La expulsión cíclica de sangre al sistema circulatorio por el corazón, produce una onda de
presión en la pared vascular que se propaga a lo largo de todo el árbol arterial. La onda de presión
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se propaga más rápido que la misma sangre, y es precisamente ésta, la que sentimos en las arterias
periféricas al palpar el pulso. La onda tiene una morfología característica que varía a lo largo de su
recorrido, desde la aorta hasta las arteriolas. Los puntos de mayor y menor magnitud en esta onda
se conocen como presión arterial sistólica (PAS) y presión arterial diastólica (PAD) respectivamente,
y tienen un valor de 120 y 80 mmHg aproximadamente en reposo en el hombre prototipo. El pico de
mayor presión que se genera en los vasos sanguíneos durante la sístole cardíaca depende
principalmente del volumen que expulsa el corazón en el tiempo, es decir, del gasto cardíaco. Por
otro lado, la presión arterial durante la diástole no disminuye a cero, sino que se mantiene
relativamente alta debido a la resistencia periférica al flujo sanguíneo y a la elasticidad de los vasos
sanguíneos.
La presión arterial media en la circulación sistémica es directamente proporcional al gasto
cardiaco (GC) y a la resistencia vascular periférica (RVP) donde se describe la siguiente relación:
𝑃𝐴𝑀 ∝ 𝐺𝐶 × 𝑅𝑉𝑃
El gasto cardíaco (ml/min) depende del volumen sistólico (VS) y de la frecuencia cardiaca (FC),
según la fórmula GC= VS x FC. El volumen sistólico depende a su vez de la precarga ventricular
(retorno venoso), de la contractilidad miocárdica, y de la poscarga ventricular (proporcional a la
PAD); mientras que la resistencia vascular periférica depende del tono arteriolar y se relaciona
principalmente con la presión arterial diastólica.
Las modificaciones de la presión arterial están determinadas por cambios en el volumen
sanguíneo, en la eficacia del corazón como bomba, en la resistencia sistémica al flujo sanguíneo, y
en la distribución relativa del volumen sanguíneo, y se encuentra finamente regulada por
mecanismos a corto plazo, como por ejemplo el barorreflejo y la actividad autónoma, y mecanismos
a largo plazo, como por ejemplo el sistema renina angiotensina aldosterona.
Muchos ajustes reguladores del sistema cardiovascular pueden ser observados o deducidos
de las mediciones de la presión arterial y la frecuencia cardiaca en respuesta a las diferentes
maniobras experimentales.
Con respecto a la variabilidad de la frecuencia cardiaca (VFC), ésta describe las oscilaciones
que se producen en ciclos cardiacos consecutivos y su estudio permite obtener información sobre la
actividad neurovegetativa y la función del sistema nervioso autónomo (SNA). Para llevar a cabo su
análisis se parte de una representación gráfica conocida como tacograma, en la cual el eje x
representa los intervalos R-R (en milisegundos) y el eje y el tiempo transcurrido (Fig. 5.1). Una vez
que se tiene el tacograma se pueden utilizar diferentes métodos para analizar la VFC, para efectos
del laboratorio se utilizarán los que se basan en el dominio temporal y en el dominio de la frecuencia.
Existen muchos factores que pueden afectar la VFC como la edad, el sexo, la posición del
cuerpo, la hora del día, la temperatura, la ingesta de ciertas sustancias como cafeína, alcohol o
algunos fármacos, el fumado, la condición física, el nivel de estrés y la actividad muscular.
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Fig. 5.1. Ejemplo de un tacograma de un sujeto en reposo en posición decúbito supino
Parámetros de dominio temporal:
Las mediciones de dominio temporal consisten en medir los intervalos R-R normales durante
un periodo de tiempo determinado y a partir de esa información utilizar métodos estadísticos para
evaluar diferentes parámetros. Dichos parámetros pueden funcionar para determinar alteraciones
en la actividad del SNA, pero no para observar cambios específicos del sistema simpático o
parasimpático.
Parámetros del dominio frecuencial
Los análisis espectrales de frecuencias se utilizan tradicionalmente en estudios de laboratorio
de corta duración haciendo uso de registros electrocardiográficos de 5 minutos. Estos análisis son
análogos a los electroencefalogramas, ya que con ellos la VFC se puede separar en componentes
rítmicos que operan dentro de diferentes rangos de frecuencia, permitiendo obtener información
de la amplitud y frecuencia de los ritmos específicos que existen en la onda de VFC. El estudio de
este dominio permite evaluar de forma más adecuada la actividad del sistema simpático y
parasimpático.
Las oscilaciones del ritmo cardiaco se dividen en cuatro bandas de frecuencia, las de ultra
baja frecuencia (ULF), las de muy baja frecuencia (VLF), las de baja frecuencia (LF) y las de alta
frecuencia (HF). Relacionado con esto se encuentra la potencia total (TP) que es considerado el
espectro general en donde se agrupan todas las frecuencias antes mencionadas.
Tabla 5.1. Parámetros del dominio frecuencial utilizados en el análisis de la VFC
Variable
LF
HF
Unidades
ms2
ms2
Descripción
Potencia en un rango de frecuencia bajo
Potencia en un rango de frecuencia alto
Rango de frecuencia
≤0.04 Hz
0.15-0.4 Hz
MATERIALES:
·
·
·
Equipo de reproducción de audio con la grabación: “Significación clínica de los ruidos de la
presión arterial”.
Estetoscopios.
Esfigmomanómetros.
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·
·
·
·
·
·
·
·
·
·
·
Cinta métrica.
Cronómetro.
Colchoneta.
Cicloergómetro.
Algodón
Alcohol
Balde con agua fría.
Software Biopac Student Lab PRO
Electrodos adhesivos
Set de cables BIOPAC SS2L
Software Kubios HRV
PROTOCOLO PARA LA MEDICIÓN ADECUADA DE LA PRESIÓN ARTERIAL:
Para una adecuada medición de la PA, de tal forma que sea válida, reproducible y hasta diagnóstica,
se debe seguir a pie de letra un protocolo ya establecido en algunas guías internacionales. Se debe
prestar atención a pequeñas consideraciones, las cuales son detalladas en el Tabla 5.2.
Tabla 5.2. Consideraciones para una adecuada toma de la presión arterial.
Paciente
 Debe permanecer en reposo de 3 a 5 min antes de la medición.
 Debe permanecer sentado, con la espalda recostada al respaldar, el brazo a evaluar apoyado sobre
una superficie a nivel del corazón y los pies apoyados en el suelo.
 Dentro de lo posible, se debe mantener un ambiente tranquilo y cómodo.
 Dentro de lo posible evitar situaciones de estrés físico o mental.
 Evitar la cafeína por lo menos una hora antes de la medición.
 Evitar el tabaco, ejercicio físico intenso e ingesta de alimentos por lo menos media hora antes de
la medición.
Equipo
 Seleccionar un esfigmomanómetro con brazalete de tamaño adecuado. Si es muy pequeño podría
sobreestimar la PA, si es muy grande podría subestimarla. El ancho de la bolsa del brazalete, que
es la porción inflable, debe cubrir un 40% de la circunferencia del brazo y el largo de la bolsa, debe
corresponder por lo menos a un 80%.
 Tener disponibles esfigmanómetros con cámaras de mayor y menor tamaño.
 El estándar de referencia es utilizar un esfigmanómetro de mercurio con adecuado mantenimiento,
pero se puede utilizar alternativamente un esfigmanómetro aneroide adecuadamente calibrado
en los últimos 6 meses, o un sistema oscilométrico automático validado en la literatura y
adecuademente calibrado.
Preparación
 Colocar adecuadamente el brazalete: no debe quedar ni tan tallado que comprima ni tan flojo que
se desplace, no deben quedar prendas debajo del brazalete, ni enrollar las mangas por encima del
brazalete de tal forma que la prenda haga compresión. Las mangueras del esfigmomanómetro no
deben cruzarse ni enredarse ya que esto puede generar ruido adicional.
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
El borde inferior del brazalete debe quedar de 2-3 cm por encima de la fosa antecubital y no debe
tener contacto con el estetoscopio. No se debe colocar la membrana del estetoscopio por debajo
del brazalete.
 La marca que trae el brazalete, la cual corresponde por lo general al centro de la bolsa, debe
colocarse alineada con la posición anatómica de la arteria braquial.
Medidas
 Se debe iniciar con el método palpatorio.
 Medir en la primera intervención la PA en ambos brazos y utilizar como referencia el brazo con la
PA más alta si hay una diferencia significativa (≥10 mmHg) entre ambos.
 Se deben tomar dos mediciones separadas por 1 ó 2 min entre una y la otra y se reporta el
promedio de ambas. En caso de haber >5 mmHg de diferencia entre la primera y segunda, se debe
repetir hasta que se mantengan dentro de valores estables.
 En pacientes diabéticos, adultos mayores o que estén en tratamiento con medicamentos
hipertensivos se debe explorar la presencia de hipotensión ortostática.
 Medir la frecuencia cardíaca por el método palpatorio después de la segunda medición, por lo
menos en 30 segundos.
 Para el diagnóstico de hipertensión se requiere por lo menos tres mediciones de la presión arterial
en tres visitas separadas por lo menos por una semana cada una.
 MÉTODO PALPATORIO:
1. Con el fin de evitar la sobre insuflación del manguito y con esto la incomodidad del sujeto o
subestimar la medición de la presión arterial se debe realizar la medición de la presión
arterial sistólica por el método palpatorio.
2. Localice el pulso radial ipsilateral al brazo al cual se colocó el manguito y pálpelo con los
dedos 2 y 3 de la mano izquierda mientras manipula la pera y la válvula de escape del
esfigmomanómetro con la mano derecha.
3. Insufle rápidamente el manguito hasta que indique la presión de 70mmHg luego lentamente
a razón de 10mmHg/2-3s hasta que de deje de percibir el pulso, lo cual indica la presión
arterial sistólica.
4. Cuando el pulso desaparece, desinfle el manguito a razón de 2-3mmHg/s con cuidado para
determinar la reaparición del pulso radial, y confirmar la presión arterial sistólica.
 MÉTODO AUSCULTATORIO:
1. Coloque la membrana del estetoscopio sobre la trayectoria de la arterial braquial, distal al
manguito a nivel del pliegue del codo y los auriculares en ambos oídos y escuche
atentamente durante todo el procedimiento:
a. Aplique suficiente presión para obtener ruidos nítidos pero sin producir compresión
de la arteria.
b. La campana ayuda a percibir mejor los ruidos de baja frecuencia.
c. La cápsula del estetoscopio nunca debe colocarse debajo del brazalete ya que la
presión hace menos sensible el instrumento.
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2. Insufle rápidamente el manguito hasta que indique una presión de 20-30mmHg por encima
de la presión arterial sistólica determinada por el método palpatorio, si con esta presión
escucha los ruidos de Korotkoff, desinfle rápidamente hasta 0mmHg y vuelva a insuflar el
manguito rápidamente a 20-30mmHg por encima de la presión anterior.
3. Desinfle en manguito a razón de 2-3mmHg/s.
4. Escuche atentamente los ruidos de Korotkoff, estos son generados por los cambios
hemodinámicos a nivel de la arterial parcialmente colapsada, se dividen en 5 fases:
a. Fase 1: Ruido seco, claro y repetitivo similar a un golpeteo, coincide con la aparición
del pulso radial, indica la presión arterial sistólica.
b. Fase 2: Murmullo audible entre cada ruido de la fase 1.
c. Fase 3: Desaparición del murmullo audible.
d. Fase 4: Atenuación de los ruidos presentes en las fases anteriores.
e. Fase 5: Desaparición total del sonido, indica la presión arterial diastólica.
5. Para asegurarse que se alcanzó la presión arterial diastólica se debe continuar desinflando el
manguito por 10mmHg luego de la fase 5.
6. Una vez que se determinó la presión arterial diastólica desinfle rápidamente el manguito
hasta llevarlo a 0mmHg.
7. No eleve la presión a media toma, debe desinflar totalmente el manguito antes de subirla de
nuevo ya que las venas llenas de sangre disminuyen la intensidad de los ruidos de Korotkoff.
Tampoco deje que el brazalete permanezca inflado a la misma presión por más de 15-20s
para evitar incomodidad o lesión al sujeto.
8. Entre las causas asociadas a una toma deficiente de la presión arterial se encuentran:
a. Relacionadas con la técnica:
i. Estetoscopio o ropa bajo el brazalete.
ii. Manguito inapropiado.
iii. Tiempo muy prolongado en el que permanece el brazalete inflado.
iv. Tasa de inflado o desinflado muy rápida o muy lenta.
b. Relacionadas con el equipo:
i. Instrumentos mal calibrados.
ii. Instrumentos defectuosos.
c. Relacionadas con el sujeto:
i. Tiempo de reposo o ingesta de alimentos.
ii. Posición incómoda del paciente o del examinador.
iii. Factores psicológicos o físicos (ansiedad o dolor).
d. Relacionadas con el examinador:
i. Entrenamiento y actitud hacia el procedimiento y el sujeto.
ii. Concepto de presión arterial sistólica o diastólica errados.
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iii. Síndrome de gabacha blanca.
 MEDICIÓN DE LA FRECUENCIA CARDIACA:
La frecuencia cardiaca puede ser determinada mediante:
1. Ruidos cardíacos.
2. Pulsaciones arteriales.
Mediante ruidos cardíacos:
Se determina auscultando la región precordial con el estetoscopio, se pueden distinguir dos
ruidos fácilmente audibles, el primero se debe al cierre de las válvulas atrioventriculares y vibración
de las paredes que genera un sonido descrito como “lub”, el segundo se debe al cierre de las válvulas
sigmoideas aortica y pulmonar y al flujo retrógrado de la aorta que golpea esa válvula que genera
un sonido descrito como “dub”. Un ciclo cardiaco abarca los dos ruidos cardiacos.
Entre el I y II ruidos se percibe un silencio corto conocido como pequeño silencio que
corresponde a la sístole ventricular y entre el II y el I ruidos se percibe un silencio de mayor duración
conocido como el gran silencio que corresponde a la diástole ventricular.
Para la determinación de la frecuencia cardiaca, debe colocar la membrana del estetoscopio
sobre la región precordial del sujeto (preferiblemente sobre el foco mitral), de forma firme para
obtener ruidos nítidos pero sin aplicar presión excesiva que incomode al sujeto y disminuya la
intensidad de los ruidos, existen 4 focos de auscultación:
1. Foco aórtico: segundo espacio intercostal derecho línea paraesternal.
2. Foco pulmonar: segundo espacio intercostal izquierdo línea paraesternal.
3. Foco tricúspideo: tercer espacio intercostal izquierdo línea paraesternal.
4. Foco mitral: quinto espacio intercostal izquierdo línea medio clavicular.
Mediante pulsaciones arteriales:
Con la expulsión de sangre que hace el ventrículo en cada sístole, se forma una onda de pulso
que recorre todo el árbol arterial. Al presionar una arteria contra un plano resistente, como las
prominencias óseas, se palpan fácilmente estas pulsaciones, las cuales representan cada latido
cardiaco.
En términos generales se prefiere determinar la frecuencia cardiaca a nivel de la muñeca
tomando el pulso radial pero se puede realizar en otros sitios anatómicos en los cuales se pueda
palpar una arteria (cuello, pulso carotídeo; cabeza, pulso temporal; cara, pulso facial entre otros).
Para palpar los pulsos arteriales se utilizan los pulpejos de los dedos 2 y 3, se realiza presión
leve sobre la superficie de la arteria contra una superficie resistente, asegúrese de ejercer suficiente
presión como para palpar el pulso pero sin colapsar completamente la arteria ya que de lo contrario
no podría percibir las pulsaciones.
PARTE 1: Medición de la presión arterial y frecuencia
cardiaca en reposo
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PROCEDIMIENTO:
 MEDICIÓN DE LA PRESIÓN ARTERIAL:
1. Forme parejas para realizar la determinación de la presión arterial y recuerde utilizar el
protocolo descrito previamente.
2. Determine la presión arterial sistólica por el método palpatorio, realizando tres mediciones.
Calcule el promedio de las tres mediciones.
3. Determine la presión arterial sistólica y diastólica por el método auscultatorio, respetando el
protocolo descrito previamente, realice tres mediciones. Calcule el promedio de las últimas
dos mediciones (para este promedio no debe incluir la primera medición).
4. Calcule la presión de pulso y la presión arterial media utilizando las siguientes ecuaciones:
𝑃𝑃 = 𝑃𝐴𝑆 − 𝑃𝐴𝐷
1
𝑃𝐴𝑀 = 𝑃𝐴𝐷 + ( × 𝑃𝑃)
3
Donde PP: presión de pulso, PAS: presión arterial sistólica, PAD: presión arterial diastólica y
PAM: presión arterial media.
RESULTADOS:
Cuadro 5.1. Presión arterial determinada por el método palpatorio y por el método auscultatorio en
reposo, con sus respectivos promedios.
Método palpatorio
Presión arterial (mmHg)
Método auscultatorio
Sujeto
1
2
3
Promedio+
1
2
3
4
5
6
+: Se calcula a partir de las tres mediciones.
*: Se calcula a partir de las últimas dos mediciones.
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1
PAS
2
PAD
PAS
3
PAD
PAS
Promedio*
PAD
PAS
PAD
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Cuadro 5.2. Presión arterial promedio, presión arterial media y presión de pulso determinadas por
el método palpatorio
Sujeto
Promedio (mmHg)*
PP
PAM
(mmHg) (mmHg)
PAS
PAD
1
2
3
4
5
6
*: Reescribir los valores de la última columna del cuadro 1.
 MEDICIÓN DE LA FRECUENCIA CARDIACA:
1. Forme tríos para la determinación de la frecuencia cardiaca.
2. Un estudiante determina la frecuencia cardiaca por el método auscultatorio a nivel
precordial mientras otro estudiante la determina por el método palpatorio a nivel radial. Se
debe realizar la medición de la frecuencia cardiaca por ambos métodos simultáneamente y
comparar los resultados.
3. Determine la frecuencia cardiaca en 60s y en periodos de 30 y 15 s, multiplicando el
resultado por 2 y 4 respectivamente para reportarlo en lat/min.
RESULTADOS:
Cuadro 5.3. Frecuencia cardiaca determinada por el método palpatorio y el método auscultatorio
en 15, 30 y 60s durante el reposo.
Frecuencia cardiaca (lat/min)
Sujeto
Método palpatorio
Método auscultatorio
15s
30s
60s
15s
30s
60s
1
2
3
4
5
6
 MEDICIÓN DE LA FRECUENCIA CARDIACA EN DIFERENTES SITIOS ANATÓMICOS:
1. Determine la frecuencia cardiaca en un lapso de 30s por el método palpatorio en diferentes
sitios anatómicos:
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a.
b.
c.
d.
e.
f.
g.
Temporal.
Carotideo.
Braquial.
Radial.
Poplíteo.
Pedio.
Tibial posterior.
2. Reporte los datos en latidos por minuto.
RESULTADOS:
Cuadro 5.4. Frecuencia cardiaca determinada por el método palpatorio en distintos sitios
anatómicos durante el reposo.
Frecuencia cardiaca (lat/min)
Sujeto Temporal Carotideo Braquial Radial Poplíteo Pedio Tibial posterior
1
2
3
4
5
6
PARTE 2: Modificación por las diferentes maniobras
experimentales
PROCEDIMIENTO:
 CAMBIOS DE POSICIÓN Y VFC (PARA TODAS LAS MANIOBRAS SE UTILIZAN LOS
VALORES EN REPOSO SENTADO COMO CONTROL):
1. Solicite al sujeto que se quite todos los objetos metálicos que porte o que puedan interferir
con la señal del equipo como joyería, monedas o teléfonos celulares. Además asegúrese de
que el sujeto no toque ningún objeto metálico durante la adquisición de los datos.
2. Encienda la unidad BIOPAC MP.
3. Coloque los electrodos al sujeto y conecte los cables como se indica a continuación (para
mejorar los resultados puede colocar un poco de gel sobre el área de contacto de los
electrodos)
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Tabla 5.3. Descripción de la colocación de los electrodos
Electrodo
Brazo
derecho
Pierna
izquierda
Pierna
derecha
Posición
Centrado sobre la parte anterior de la muñeca,
cerca de 1 a 3 cm debajo de la palma de la mano
Medial, justo por encima del tobillo, sobre la piel
(NO encima del hueso)
Medial, justo por encima del tobillo, sobre la piel
(NO encima del hueso)
Cable
Blanco
Rojo
Negro
4. Inicie el programa BIOPAC-pro que se encuentra en el escritorio de la computadora y abra la
lección “Variabilidad de la FC” que se encuentra en la carpeta “Lecciones de Biopac” que
también se encuentra en el escritorio.
5. Pídale al sujeto que se coloque en posición decúbito supino sobre la mesa, e inicie la toma
de un electrocardiograma con el programa BIOPAC dando click en la casilla “inicio” que se
encuentra en la esquina inferior derecha de la ventana, la persona deberá mantenerse en
esa posición por 5 minutos haciendo el menor esfuerzo físico y mental.
6. Detenga el registro electrocardiográfico, determine la presión arterial por el método
auscultatorio y la frecuencia cardiaca por el método palpatorio a nivel radial y por el método
auscultatorio en la región precordial (durante el procedimiento experimental el sujeto no
pude realizar movimientos).
7. Guarde el registro obtenido con el BIOPAC en la carpeta estudiantes que se encuentra en el
escritorio de la computadora. En el nombre del archivo detalle el nombre del sujeto y la
posición en la que se encontraba. Ejemplo: Jose decúbito supino.
8. Abra una nueva lección de Variabilidad de la FC en el programa BIOPAC.
9. Repita los pasos del 5 al 8, pero esta vez pídale al sujeto que se coloque en bipedestación.
10. Repita los pasos del 5 al 7, pero con el sujeto en sedestación.
11. Abra el programa Kubios HRV que se encuentra en el escritorio, busque el archivo que tiene
los datos de la posición decúbito supino dando click en la carpeta que aparece en la esquina
superior derecha (cerciórese que en la ventana que se despliega la casilla “Tipo” indique
“Biopac AcqKnowledge files”).
103 | P á g i n a
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Fig. 5.2. Ejemplo de la ventana que se despliega al iniciar el programa Kubios HRV y dar click
en la opción de abrir archivos
12. De click en “Ok” en la venta que va a aparecer y espere a que se carguen los datos
13. En la ventana de datos del programa Kubios HRV verifique que la casilla “Time-Domain” se
encuentra seleccionada y anote el valor de los parámetros del dominio temporal que se
solicitan en el cuadro de resultados correspondiente.
Fig. 5.3. Parte de la ventana de datos que muestra el programa Kubios HRV al marcar la casilla
“Time-Domain”
104 | P á g i n a
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14. En la ventana de datos del programa Kubios HRV de click en la casilla “Frequency Domain” y
anote el valor de los parámetros del dominio frecuencial que se solicitan en el cuadro de
resultados correspondiente.
Fig. 5.4. Parte de la ventana de datos que muestra el programa Kubios HRV al marcar la
casilla “Frequency-Domain”
15. Cierre la ventana y repita los pasos del 11 al 14 para la condición de bipedestación y
sedestación.
RESULTADOS:
Cuadro 5.5. Presión arterial sistólica, presión arterial diastólica, presión de pulso y presión arterial
media y frecuencia cardiaca determinadas durante diferentes posiciones.
Frecuencia cardiaca
Presión arterial (mmHg)
(lat/min)
Maniobra
experimental
Método
Método
PAS
PAD
PP
PAM
palpatorio auscultatorio
Control
Decúbito
supino
Bipedestación
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Cuadro 5.6. Parámetros del dominio temporal obtenidos durante diferentes posiciones
Posiciones
Variable
Decúbito
Bipedestación Sedestación
supino
Mean RR (ms)
Mean HR (lat/min)
Cuadro 5.7. Parámetros del dominio frecuencial obtenidos durante diferentes posiciones
Maniobra
Variables
Decúbito supino
Bipedestación
Sedestación
VLF
LF
HF
VLF
LF
HF
VLF
LF
HF
Peak (Hz)
Power (ms2)
 INSPIRACIÓN PROFUNDA:
1. Determine la presión arterial y la frecuencia cardiaca con el sujeto sentado en reposo.
2. Con el sujeto sentado, insufle el manguito del esfigmomanómetro hasta que indique 20 ó 30
mmHg por encima de la presión arterial sistólica en reposo.
3. Solicite al sujeto que realice una inspiración máxima prolongada (a una velocidad media).
4. Cuando el sujeto inicie la inspiración, comience a desinflar el manguito del
esfigmomanómetro para realizar la determinación de la presión arterial por el método
auscultatorio y al mismo instante determine la frecuencia cardiaca, en 15 s, por el método
palpatorio a nivel radial y por el método auscultatorio en la región precordial. En este
procedimiento, la medición de la PA debe ser realizada lo más rápido posible.
RESULTADOS:
Cuadro 5.8. Presión arterial sistólica, presión arterial diastólica, presión de pulso y presión arterial
media y frecuencia cardiaca determinadas durante la inspiración profunda.
Frecuencia cardiaca
Presión arterial (mmHg)
(lat/min)
Maniobra
experimental
Método
Método
PAS
PAD
PP
PAM
palpatorio auscultatorio
Control
Inspiración
profunda
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 INMERSIÓN DEL ANTEBRAZO EN AGUA FRÍA:
1. Determine la presión arterial y la frecuencia cardiaca con el sujeto sentado en reposo.
2. El sujeto debe sumergir el antebrazo izquierdo hasta el nivel del codo en un balde con agua
fría a una temperatura de aproximadamente 10oC para evitar la estimulación de los
nociceptores.
3. Luego de transcurridos 20s, inicie la determinación de la presión arterial por el método
auscultatorio en el brazo derecho y de la frecuencia cardiaca (en 15s) por el método
palpatorio a nivel carotideo y auscultatorio a nivel precordial. El sujeto debe mantener el
antebrazo sumergido en el agua fría durante todo el proceso de medición.
4. Pida al sujeto que saque el antebrazo del balde con agua fría.
5. Luego de 30s, realice de nuevo la medición de la presión arterial y la frecuencia cardiaca.
RESULTADOS:
Cuadro 5.9. Presión arterial sistólica, presión arterial diastólica, presión de pulso y presión arterial
media y frecuencia cardiaca determinadas durante la inmersión del brazo en agua fría.
Frecuencia cardiaca
Presión arterial (mmHg)
(lat/min)
Maniobra
experimental
Método
Método
PAS
PAD
PP
PAM
palpatorio auscultatorio
Control
Durante la
inmersión
Posterior a la
inmersión
 EJERCICIO AERÓBICO MODERADO:
1. Durante el ejercicio y el periodo de recuperación se debe realizar la medición de la frecuencia
cardiaca en 15s.
2. Ajuste el cicloergómetro de manera adecuada, de tal forma que al pedalear y extender la
pierna se observe una leve flexión de rodilla.
3. Determine la presión arterial y la frecuencia cardiaca en reposo con el sujeto sentado en el
cicloergómetro.
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4. Para valorar los cambios inducidos por el ejercicio se debe seguir el siguiente protocolo:
a. Inicialmente el sujeto debe realizar un periodo de 3 minutos de calentamiento en el
cicloergómetro.
b. El sujeto debe pedalear con una frecuencia de 50 rpm. Sin detener el pedaleo, ajuste
la carga del cicloergómetro a 0,5kp. Una vez que la velocidad y la carga se ajustaron,
comience a cronometrar el tiempo.
c. Se debe realizar el calentamiento por 3 minutos. Inmediatamente finalizado el tiempo
y sin parar el pedaleo, determine la frecuencia cardiaca determinando el conteo de
los latidos en 15 segundos. Utilice esta frecuencia cardiaca para determinar la carga
durante el ejercicio con la siguiente tabla:
Tabla 5.4. Carga asignada para la frecuencia cardiaca obtenida
durante el calentamiento.
Frecuencia cardiaca
< 80
80 – 89 90 – 100
> 100
(lat/min)
Carga
2,5
2,0
1,5
1,0
(Kp)
a. Si así lo requiere, el sujeto puede realizar un breve descanso antes de reiniciar el
pedaleo.
b. El sujeto debe pedalear con una frecuencia de 50 rpm. Sin detener el pedaleo, ajuste
la carga del cicloergómetro a la nueva carga (establecida con la tabla anterior). Una
vez que la velocidad y la carga se ajustaron comience a cronometrar el tiempo.
5. Luego de 3 minutos de estar realizando el ejercicio, realice la toma de la presión arterial por
el método auscultatorio y la frecuencia cardiaca por el método palpatorio a nivel radial y
auscultatorio.
a. El sujeto no debe detener el ejercicio.
b. Nunca realice la determinación de la frecuencia cardiaca a nivel carotídeo mientras
realiza ejercicio o durante el periodo de recuperación para evitar disminuciones
bruscas de la FC desencadenadas por el barorreflejo que pueden resultar
sintomáticas.
c. El conteo de las pulsaciones en ejercicio y en recuperación se realiza en 15 segundos.
6. Al completar 5 minutos de ejercicio quite la carga del cicloergómetro.
7. Pida al sujeto que pare el ejercicio e inmediatamente realice la medición de la frecuencia
cardiaca y la presión arterial.
8. En el periodo de recuperación realice la medición de la frecuencia cardiaca y la presión
arterial cada 2 minutos hasta que el sujeto regrese a los valores previos al ejercicio o hayan
transcurrido 10 minutos.
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RESULTADOS:
Cuadro 5.10. Presión arterial sistólica, presión arterial diastólica, presión de pulso y presión arterial
media y frecuencia cardiaca determinadas durante el ejercicio aeróbico moderado y la recuperación
pos ejercicio.
Presión arterial
Frecuencia cardiaca (lat/min)
(mmHg)
Maniobra
experimental
Método
Método
PAS
PAD
PP
PAM
palpatorio
auscultatorio
Control
Realización de ejercicio aeróbico moderado
3 minutos de
ejercicio
Periodo de recuperación pos ejercicio
0 min
2 min
4 min
6 min
8 min
10 min
GUÍA DE ESTUDIO:
1. Realice un diagrama de flujo en el cual incluya los determinantes de la presión arterial media
y sus interacciones. Explique la forma en que la modificación de estos puede influir sobre la
presión arterial media.
2. Explique los mecanismos de la regulación de la presión arterial media y la frecuencia cardíaca,
haciendo énfasis en los arcorreflejos involucrados durante el aumento o la disminución de la
presión arterial media.
3. Explique los cambios hemodinámicos desencadenados durante el cambio de posición y los
mecanismos compensatorios.
4. Indique la relación entre el ciclo respiratorio y la presión arterial y la frecuencia cardiaca, y
los cambios hemodinámicos que explican esta relación.
5. Explique los cambios hemodinámicos desencadenados durante la inmersión del brazo en
agua fría y los reflejos compensatorios involucrados, tomando en cuenta los resultados
obtenidos en la parte experimental.
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6. Explique los mecanismos fisiológicos involucrados en los cambios en la presión arterial
durante el ejercicio y establezca la relación que tienen con los cambios en los determinantes
de la presión arterial (haciendo énfasis en el gasto cardiaco y resistencia vascular periférica).
REFERENCIAS:
1. Perloff D, Grim C, Flack J, Frohlich E, Hill M, McDonald M, Morgenstern B. AHA
Medical/Scientific Statement: Special Report: Human Blood Pressure Determination by
Sphygmomanometry. Circulation 1993; 88: 2460-2470
2. The Seventh Report of the Joint National Committee on Prevention, Detection, Evaluation,
and Treatment of High Blood Pressure (JNC7). NIH. 2004; 1-87.
3. Beevers G, Lip G, O'Brien E. ABC of Hypertension Blood Pressure Measurement Part II—
Conventional Sphygmomanometry: Technique of Auscultatory Blood Pressure
Measurement. BMJ. 2001; 322: 1043–1047
4. Netea R, Thien T. Blood pressure measurement: We should all do it better! Netherlands
Journal of Medicine 2004; 62(8): 297–303
5. Williams S, Brown S, Conlin P. Blood pressure measurement. N Engl J Med. 2009; 360(5): E6–
E13
6. Padwal R, Hemmelgarn B, Khan N, Grover S, McKay S, Wilson T, Penner B, Burgess E,
McAlister F, Bolli P, Hill M, Mahon J, Myers M, Abbott C, Schiffrin E, Honos G, Mann K,
Tremblay G, Milot A, Cloutier L, Chockalingam A, Rabkin S, Dawes M, Touyz R, Bell C, Burns
K, Ruzicka M, Campbell N, Vallée M, Prasad R, Lebel W, Tobe S. The 2009 Canadian
hypertension education program recommendations for the management of hypertension:
Part 1 – Blood pressure measurement, diagnosis and assessment of risk. Can J Cardiol. 2009;
25(5): 279–286
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❻ DIURESIS EN EL SER HUMANO
OBJETIVOS:
1. Determinar los cambios en la diuresis (flujo urinario) causados por ingesta de un volumen de
10 ml/Kg de peso corporal de:
a. Una solución hipotónica (agua).
b. Una solución hipertónica de NaCl al 1,8% p/v.
c. Una solución alcohólica al 4,6% (cerveza).
d. Una solución con cafeína (café negro fuerte).
2. Calcular el porcentaje de sobrehidratación causado por la ingesta de un volumen
determinado de las sustancias indicadas anteriormente.
3. Calcular los cambios en la osmolaridad plasmática causados por la ingesta de un volumen
determinado de las sustancias indicadas anteriormente.
4. Aprender a medir volúmenes con probetas y la densidad con un urinómetro.
5. Calcular el flujo urinario, la depuración osmolar y la depuración de agua libre y analizar cómo
varían éstas con la ingesta de las diferentes sustancias.
6. Determinar la correlación que existe entre la densidad y la osmolaridad urinaria.
CONCEPTOS CLAVE:
·
·
·
·
·
Flujo urinario.
Depuraciones, cálculo e interpretación (osmolar y de agua libre principalmente).
Volumen circulante efectivo y osmolaridad plasmática (relaciones entre estos y su
regulación).
Valores normales de pH urinario, densidad urinaria, osmolaridad, flujo y depuración osmolar
y de agua libre.
Efecto de las sustancias experimentales en los compartimentos corporales y la secreción de
hormonas reguladoras de la función renal:
· Agua.
· Solución salina hipertónica.
· Alcohol.
· Cafeína.
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INTRODUCCIÓN:
Para que el metabolismo celular se lleve a cabo dentro de una mayor eficiencia, se debe de
mantener el medio interno dentro de límites muy estrechos y constantes, no solo de las sustancias
que contiene sino también de la cantidad del agua contenida en los diversos compartimientos del
organismo.
Durante la actividad diaria normal, los requerimientos metabólicos así como la ingestión de
alimentos, líquidos y sólidos varían ampliamente, por lo que el mantenimiento de la homeostasis
depende, en gran parte, de la capacidad del riñón para excretar o reabsorber, selectivamente, las
sustancias.
En el hombre se filtran, por los riñones, alrededor de 125 ml de plasma/min; de todo este
filtrado glomerular el 80% es reabsorbido en el túbulo contorneado proximal, y al final, en el túbulo
colector solo se ha formado 1 ml de orina, que difícilmente recuerda las características del filtrado
inicial, ya que ha sufrido los procesos de secreción y reabsorción selectiva.
En la orina que se excreta diariamente (un promedio de 1,2 litros), se encuentran los
productos finales del metabolismo y el exceso de electrolitos que había sido ingerido. Para que esta
excreción se lleve a cabo se requiere un mínimo diario cercano a los 500 mL.
El pH de la orina puede variar dentro de límites muy amplios, de 4,5 a 8,5 lo que permite
excretar iones ácidos o alcalinos, para poder mantener un pH plasmático, constante de 7,4.
MATERIALES:
·
·
·
·
·
·
·
·
·
·
·
Urinómetros.
Balanza para pesar los sujetos de experimentación.
10 mL/Kg (de peso del sujeto) de agua.
10 mL/Kg (de peso del sujeto) de cerveza.
10 mL/Kg (de peso del sujeto) de agua más 0,18 g de NaCl/Kg peso corporal, (solución
hipertónica).
10 mL/Kg (de peso del sujeto) de café fuerte, (preparado con 2 medidas por taza de café en
el percolador).
Beackers de 1 L para recoger la orina.
Probetas graduadas.
Vasos desechables.
Beackers con agua destilada.
Osmómetro (Cryoscopic Osmometer OSMOMAT).
PROCEDIMIENTO:
 PERÍODO DE CONTROL:
1. Dieta: Tome su desayuno o almuerzo acostumbrado 2h antes de que se inicie el laboratorio
pero limite la ingesta de líquidos a no más de 250 ml (un vaso o tasa).
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2. Al menos una hora antes de iniciar la práctica orine y descarte la muestra y anote la hora
(puede transcurrir más de una hora pero debe anotar claramente la hora exacta). Este tiempo
no es importante que sea de una duración fija, pero sí que lo anote, pues será necesario para
determinar el primer flujo urinario.
3. Una vez que inicie el laboratorio, orine nuevamente, recoja y guarde esa muestra para
análisis posteriores y proceda a realizar el procedimiento experimental y la ingesta de la
sustancia asignada.
4. Una vez que ha terminado de ingerir la sustancia debe realizar el análisis de la muestra que
guardó.
 PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL:
1. Ingiera rápidamente la sustancia y la cantidad de líquido que le ha sido asignada. Anote la
hora del inicio de la toma y el volumen ingerido. Estos tiempos deben ser exactos.
2. DEBE TOMAR LAS SUSTANCIAS LO MÁS RÁPIDAMENTE QUE PUEDA (no debe exceder los
10min).
3. Proceda a recoger muestras de orina cada 30 min exactos durante 2 h, el tiempo de inicio es
la hora de la recolección de la primera muestra de orina.
4. Durante el desarrollo del laboratorio tome en cuenta las siguientes consideraciones:
a. Es recomendable disolver el NaCl en poca cantidad de agua, beberla y luego ingerir el
resto de agua.
b. Las personas control no ingieren una sustancia pero deberán recoger y analizar las
muestras de orina, las cuales deberán ser analizadas igual a las de los sujetos
experimentales.
c. Las muestras de orina SE DESCARTAN EN EL SANITARIO (por ninguna razón debe
descartar muestras de orina en las pilas del laboratorio).
 CARACTERÍSTICAS DEL SUJETO:
Porcentaje de sobrehidratación:
1. Calcule el volumen de agua corporal total, recuerde que este representa el 51% del peso
corporal (kg) si se trata de una mujer y el 60% del peso corporal total en un hombre.
2. Calcule el porcentaje de sobrehidratación con la siguiente formula:
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𝑃𝑜𝑟𝑐𝑒𝑛𝑡𝑎𝑗𝑒 𝑑𝑒 𝑠𝑜𝑏𝑟𝑒ℎ𝑖𝑑𝑟𝑎𝑡𝑎𝑐𝑖ó𝑛 (%) =
𝑣𝑜𝑙𝑢𝑚𝑒𝑛 𝑖𝑛𝑔𝑒𝑟𝑖𝑑𝑜 (𝑙 )
× 100
𝑎𝑔𝑢𝑎 𝑐𝑜𝑟𝑝𝑜𝑟𝑎𝑙 𝑡𝑜𝑡𝑎𝑙 (𝑙 )
NOTA: Los sujetos control no realizan este cálculo (pero deben saber hacerlo).
Osmolaridad plasmática después de ingerir la sustancia:
1. El cálculo de la osmolaridad plasmática después de ingerir una determinada sustancia se
realiza con la siguiente fórmula:
𝑂𝑠𝑚𝑜𝑙𝑎𝑟𝑖𝑑𝑎𝑑 𝑝𝑙𝑎𝑠𝑚á𝑡𝑖𝑐𝑎 =
(𝐴𝐶𝑇 × 𝑂𝑃 ) + (𝑉𝑆 × 𝑂𝑆 )
(𝐴𝐶𝑇 + 𝑉𝑆 )
Donde ACT: Agua corporal total, OP: Osmolaridad del plasma, VS: Volumen de la sustancia
ingerido, OS: Osmolaridad de la sustancia.
NOTA: 1. Los sujetos control no realizan este cálculo (pero deben saber hacerlo).
2. La osmolaridad de las sustancias es:
· Del agua: 0 mOsm/L.
· Del café: 38 mOsm/L.
· De la cerveza: 1183 mOsm/L.
· Del Na Cl debe ser calculada.
RESULTADOS:
Cuadro 6.1: Características del sujeto experimental y sustancia ingerida.
Parámetro
Sexo (M o F)
Peso corporal (kg)
Sustancia ingerida
Volumen ingerido (L)
Volumen de agua corporal total (L)
Volumen expandido (L)
Porcentaje de sobrehidratación (%)
Nueva osmolaridad plasmática (mOsm/L)
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Valor
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 ANÁLISIS DE LA MUESTRA DE ORINA:
Flujo urinario (⩒):
1. Mida el volumen de la muestra de orina en una probeta adecuada y divídalo entre el tiempo
transcurrido.
2. Utilice la siguiente fórmula:
𝑉̇ (𝑚𝑙 ⁄𝑚𝑖𝑛) =
𝑉𝑂 (𝑚𝑙 )
𝑇 (𝑚𝑖𝑛)
Donde ⩒: flujo urinario, VO: Volumen de orina, T: tiempo de recolección.
3. Debe utilizar el tiempo exacto para las muestras que se recogen cada 30 min, para la muestra
control (primera muestra) es necesario conocer el tiempo exacto que ha transcurrido entre
la orina que descartó antes del laboratorio y la primera muestra que se obtuvo en el
laboratorio.
4. Si el sujeto no orina a los 30 min exactos, se permite un margen de error de ± 5 minutos, para
lo cual es preciso tomar el tiempo exacto a la hora de realizar los cálculos, sin embargo la
siguiente toma se debe realizar a los 30 min que corresponden (sin tomar en cuenta los ± 5
minutos de error).
Gravedad específica o densidad:
1. Para calibrar el urinómetro, coloque el flotador dentro del urinómetro, agregue agua
desionizada hasta que el menisco del agua llegue a 1000 g/L en la escala del flotador.
2. Retire el flotador del urinómetro y realice una marca en el exterior del urinómetro en el
punto donde se encuentra el menisco del agua.
3. Para determinar la densidad urinaria, usted debe llenar el urinómetro con la muestra de orina
hasta la marca que realizó previamente, luego sumergir el flotador lentamente (no dejarlo
caer) y girarlo para que no toque las paredes del urinómetro.
4. La densidad se obtiene leyendo la escala del flotador que coincida con el menisco del líquido.
Ver Fig. 6.1.
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llene hasta la
marca
Fig. 6.1. Partes del urinómetro y ejemplo del modo de empleo.
5. Si la muestra de orina es insuficiente para llegar a la marca del urinómetro, dilúyala con agua
destilada hasta llegar a la marca. Cuando agregue el agua destilada debe asegurarse de no
utilizar un volumen de agua que sea mayor que el volumen de orina. Si el volumen de orina
es menor de la mitad del volumen necesario para llegar a la marca del urinómetro, reporte
que el volumen de la muestra es insuficiente para determinar la densidad y no realice la
dilución.
6. Cuando usted diluye la muestra de orina con agua destilada debe aplicar el factor de dilución.
El factor de dilución se calcula de la siguiente manera:
𝐹𝐷 =
𝑉𝑂 + 𝑉𝐴
𝑉𝑂
Donde FD: factor de dilución, VO: Volumen de orina, VA: volumen de agua destilada.
7. Luego se debe de multiplicar las dos últimas cifras de la densidad (determinada previamente)
por el factor de dilución y al resultado debe sumarle 1000 (densidad del agua destilada). Esta
sería la densidad real de la muestra de orina y es la densidad que usted utilizará para realizar
los cálculos.
NOTA: El laboratorio cuenta con urinómetros que requieren un volumen de orina pequeño
(aproximadamente 10 ml), es recomendable el uso de estos antes de realizar la dilución de la
muestra de orina.
Por favor NO haga dilución si No es necesario.
Osmolaridad:
1. La osmolaridad se determina con precisión utilizando el osmómetro, el cual utiliza un
elemento que altera su conductividad eléctrica con la temperatura, y un sistema electrónico
con el que se transforma dicho cambio de conductividad en una medición adecuada, y se
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toma la temperatura a la cual se congela la orina (debe recordar que el descenso crioscópico
de la temperatura es proporcional a la concentración de los solutos disueltos) determinando
de este modo la osmolaridad de la muestra. Esta determinación es muy precisa.
2. La densidad medida con el urinómetro nos puede dar una indicación aproximada de la
concentración de la orina. Tome las dos últimas cifras del valor obtenido para la densidad
urinaria determinada con el urinómetro y multiplíquelo por 30.
3. Por ejemplo: si la densidad obtenida fue de 1015 g/L usted debe multiplicar 15 x 30 = 450,
que es la osmolaridad estimada.
NOTA: En el laboratorio, 30 sujetos van a ser seleccionados para que lleven las muestras de orina al
osmómetro, de igual manera estos sujetos deben calcular la osmolaridad de la orina según lo
anteriormente explicado, para el análisis de las muestras en el laboratorio y los cálculos posteriores
se debe utilizar la osmolaridad indirecta determinada a partir de la densidad urinaria.
Depuración osmolar:
1. La depuración o aclaramiento renal de una sustancia es el volumen virtual de plasma que es
limpiado totalmente de esa sustancia por el riñón, en determinado tiempo.
2. En el laboratorio se va a calcular la depuración osmolar, para lo cual se debe emplear la
siguiente fórmula:
𝐷𝑂𝑠𝑚 (𝑚𝐿/𝑚𝑖𝑛) =
𝑉̇𝑂 (𝑚𝐿/𝑚𝑖𝑛) × 𝑂𝑂 (𝑚𝑂𝑠𝑚/𝐿)
𝑂𝑃 (𝑚𝑂𝑠𝑚/𝐿)
Donde DOsm: depuración osmolar, ⩒O: flujo de orina, OO: osmolaridad urinaria, OP:
Osmolaridad del plasma.
Depuración de agua libre:
1. El cálculo de la depuración de agua libre puede dar resultados positivos o negativos,
dependiendo si el cuerpo se encuentra en diuresis o antidiuresis respectivamente.
2. El cálculo de la depuración de agua libre se realiza con la siguiente formula:
𝐷𝐻2 𝑂 (𝑚𝐿/𝑚𝑖𝑛) = 𝑉̇𝑂 (𝑚𝐿/𝑚𝑖𝑛) − 𝐷𝑂𝑠𝑚 (𝑚𝐿/𝑚𝑖𝑛)
𝐷𝐻2 𝑂 (𝑚𝐿/𝑚𝑖𝑛) = 𝑉̇𝑂 (𝑚𝐿/𝑚𝑖𝑛) −
𝑉̇𝑂 (𝑚𝐿/𝑚𝑖𝑛) × 𝑂𝑂 (𝑚𝑂𝑠𝑚/𝐿)
𝑂𝑃 (𝑚𝑂𝑠𝑚/𝐿)
117 | P á g i n a
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Donde DH2O: depuración de agua libre, DOsm: depuración osmolar, ⩒O: flujo de orina, OO:
osmolaridad urinaria, OP Osmolaridad del plasma.
RESULTADOS:
Cuadro 6.2: Parámetros urinarios determinados en 5 muestras de orina recolectadas antes y
después de la ingesta de una solución experimental.
Número de muestra
Parámetro
1
2
3
4
5
Hora
Tiempo transcurrido
(min)
Volumen
(mL)
Flujo urinario
(mL/min)
Densidad
(g/L)
Osmolaridad indirecta
(mOsm/L)
Osmolaridad directa
(mOsm/L)
Depuración osmolar
(mL/min)
Depuración de agua libre
(mL/min)
GUÍA DE ESTUDIO:
1. Anote los valores obtenidos del análisis de cada una las muestras de orina recolectadas
posterior a la ingesta de las diferentes sustancias ingeridas. Debe trazar 4 gráficos con estos
datos, en los cuales se observe el comportamiento de las siguientes variables a lo largo del
tiempo:
a.
b.
c.
d.
Flujo urinario.
Osmolaridad urinaria.
Depuración osmolar.
Depuración de agua libre.
2. Discuta la forma en que las diversas soluciones han afectado el equilibrio hidroelectrolítico
corporal de los sujetos experimentales, de acuerdo con lo observado en sus resultados y
explique los mecanismos involucrados en la compensación de estos cambios.
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REFERENCIAS:
1. Andersen L, Norsk P, Johansen L, Christensen P, Engstrøm T, Bie P. Osmoregulatory control
of renal sodium excretion after sodium loading in humans. Am. J. Physiol – Regulatory
Integrative Comp. Physiol. 1998; 275(44): R1833–R1842.
2. Bourque C, Ciura S, Trudel E, Stachniak T, Sharif-Naeini R. Neurophysiological
characterization of mammalian osmosensitive neurones. Exp Physiol 2007; 92(3): 499–505.
3. Gómez F. Clasificación de los diuréticos: de lo anatómico a lo funcional. JANO. 2002; 62: 4348.
4. Inoue T, Nonoguchi H, Tomita K. Review: Physiological effects of vasopressin and atrial
natriuretic peptide in the collecting duct. Cardiovascular Research 2001; 51: 470–480.
5. Leyssac P, Holstein-Rathlou N, Skøtt O. Renal blood flow, early distal sodium, and plasma
renin concentrations during osmotic diuresis. Am J Physiol Regulatory Integrative Comp
Physiol. 2000; 279: R1268–R1276.
6. Rieg T, Steigele H, Schnermann J, Richter K, Osswald H, Vallon V. Requirement of Intact
Adenosine A1 Receptors for the Diuretic and Natriuretic Action of the Methylxanthines
Theophylline and Caffeine. JPET 2005; 313: 403–409.
7. Shirreffs S, Maughan R. Restoration of fluid balance after exercise-induced dehydration:
effects of alcohol consumption. Journal of Applied Physiology. 1997; 83: 1152-1158.
8. Vallon V, Hlbauer B, Osswald H. Adenosine and Kidney Function. Physiol Rev 2006; 86: 901–
940.
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❼ EFECTO DE DROGAS SOBRE MUSCULO LISO
AISLADO
OBJETIVOS:
1. Determinar la ritmicidad de un segmento de músculo liso aislado de intestino en baño de
solución fisiológica, analizando: frecuencia, amplitud y tono de las contracciones musculares.
2. Observar la respuesta del músculo liso al estimularlo con una droga simpática (adrenalina),
una parasimpática (acetilcolina), una parasimpaticolítica (atropina) y una
parasimpaticomimética (pilocarpina).
3. Observar el efecto de los cambios en las concentraciones de calcio y potasio en la
excitabilidad y contractilidad del músculo liso aislado de intestino delgado.
CONCEPTOS CLAVE:
·
·
·
·
·
·
·
·
Tono muscular.
Solución Tyrode y su composición.
Quelante.
Antagonista competitivo.
Drogas simpaticomiméticas, simpaticolíticas, parasimpaticomiméticas y parasimpaticolíticas
Acetilcolina, Adrenalina, Atropina y Pilocarpina y sus efectos sobre músculo liso
gastrointestinal.
EDTA y sus efectos.
La influencia del K+ en el potencial de membrana.
INTRODUCCIÓN:
El músculo liso visceral se puede encontrar formando capas que rodean los órganos huecos
como útero o intestino. Las fibras son estructuralmente muy diferentes a las que forman el músculo
esquelético; son pequeñas, cortas y carentes de estriaciones. Funcionalmente no están separadas
en unidades motoras y al igual que en el corazón forman un sincicio funcional.
Las contracciones pueden originarse en marcapasos intrínsecos, estas son lentas y
sostenidas, y el ritmo a que se producen es tan lento, que a veces da la impresión de que no existe
este fenómeno de automaticidad, este ritmo intrínseco se ve afectado por la acción de
terminaciones nerviosas pertenecientes al sistema nervioso simpático y parasimpático, cuyo efecto
va a ser analizado en el siguiente experimento.
Para mantener el músculo con la capacidad de contraerse, debe estar colocado en una
solución a temperatura y composición reguladas.
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MATERIALES:
·
·
·
·
·
·
·
·
·
·
·
·
Intestino de conejo.
Circulador de agua a 37C.
Solución Tyrode para animales de sangre caliente.
Quimógrafo o sistema de registro.
Cámara aislada para intestino.
Aire comprimido.
Acetilcolina 1:1000.
Pilocarpina.
Adrenalina 1:20000.
Atropina.
E.D.T.A. (solución quelante de Ca2+).
KCl 20%.
PROCEDIMIENTO:
1. El montaje de la cámara para la valoración del músculo liso aislado se muestra en la Fig. 7.1.
Fig. 7.1. Esquema del montaje de la cámara para la valoración del músculo liso aislado.
121 | P á g i n a
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2. Los estudiantes no deben montar el equipo, este ya se encuentra listo para cuando los
estudiantes lleguen al laboratorio.
3. Debe asegurarse de lo siguiente: que la manguera de descarga esté colocada en la pileta,
que la temperatura del agua y la solución Tyrode sean de 37oC y que el agua se encuentre
circulando para homogenizar la temperatura de la cámara.
4. Identifique la manguera que corresponde al tubo de desagüe de la cámara central y
asegúrese de que la pinza de control de salida se encuentra bien cerrada y a 8 cm del codo
del desagüe de la cámara interna.
5. Llene la cámara con 80 ml de solución Tyrode a 37oC.
6. Observe la manguera conectada con el aireador, debe estar cerrada con una prensa y
producir una columna de burbujas moderada para aportar suficiente oxígeno a la solución.
Si el burbujeo es mucho, producirá alteraciones en el registro de las contracciones.
7. Coloque el papel del quimógrafo (el lado brillante debe ir hacia el exterior porque facilita el
desplazamiento de la plumilla).
8. Registre las condiciones basales del músculo durante 2 min.
9. Siempre que realice el registro debe realizar marcas cada minuto para luego facilitar el
análisis.
 REGISTRO DEL EFECTO DE LAS SOLUCIONES SIMPÁTICA, PARASIMPÁTICA O
PARASIMPATICOMIMÉTICA:
1. En esta parte, el registro tiene una duración de 5 minutos para cada solución (1 minuto
control y 4 minutos del efecto del fármaco) y se va a valorar el efecto de Acetilcolina,
Adrenalina y Pilocarpina.
2. Registre un control de 1 minuto (no detenga el registro).
3. Agregue 5 gotas de la solución de la droga o reactivo que se está valorando en la cámara
central, marque donde inicia la adición.
4. Registre por 4 minutos para observar el efecto de la droga y la recuperación por lo menos
parcial. Recuerde marcar cada minuto.
5. Detenga el quimógrafo y realice dos lavados de la siguiente forma:
a. Abra la llave del fondo de la cámara.
b. Deje que se elimine completamente la solución contenida en la cámara y cierre la
llave.
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c. Agregue 80 ml de la nueva solución en la cámara central, debe realizarlo con cuidado
para evitar daños a la preparación del músculo liso aislado, la sustancia debe fluir por
las paredes de la cámara sin tocar el segmento de intestino, la solución debe
permanecer con la temperatura de 37oC.
d. Recuerde que debe realizar dos lavados, el tercer cambio de la solución es la que se
deja en la cámara central para realizar la valoración de la siguiente droga.
6. El orden para la valoración de las sustancias es:
a. Acetilcolina.
b. Adrenalina.
c. Pilocarpina.
 REGISTRO DEL EFECTO DEL BLOQUEO COMPETITIVO DE LA ATROPINA SOBRE LA
ACETILCOLINA:
1. En esta parte el tiempo total del registro del efecto de la atropina y la acetilcolina es de 5
minutos (1 min control, 2 min atropina, 2 min acetilcolina).
2. Registre un control de 1 minuto (no detenga el registro).
3. Agregue 5 gotas de atropina en la cámara central, marcando el punto correspondiente al
inicio de este agregado.
4. Registre por 2 minutos para observar el efecto de la droga. Recuerde marcar cada minuto.
5. Agregue 5 gotas de acetilcolina en la cámara central, marcando el punto correspondiente al
inicio de este agregado.
6. Registre por 2 minutos para observar el efecto de la droga. Recuerde marcar cada minuto.
7. Detenga el quimógrafo y realice 2 lavados tal y como se indicó en la sección anterior, y
agregue la solución para la siguiente valoración.
 REGISTRO DEL EFECTO DEL CAMBIO DE LAS CONCENTRACIONES IÓNICAS EN EL LEC:
1. En esta parte el tiempo total del registro es de 5 minutos para cada solución (1 min control,
4 minutos de efecto de la droga). Se utilizara EDTA y KCl.
2. Registre un control de 1 minuto (no detenga el registro).
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3. Agregue 10 gotas de la sustancia que se va a valorar, marcando el punto correspondiente al
inicio de este agregado.
4. Registre por 4 minutos para observar el efecto de la sustancia y la recuperación parcial.
5. Detenga el quimógrafo y realice 2 lavados tal y como se indicó en la sección tras anterior, y
agregue la solución.
NOTA: Debe agregar 5 gotas de cada una de las sustancias (Acetilcolina, Adrenalina, Pilocarpina,
Atropina), excepto de la solución quelante de Ca ++ (EDTA) y del KCl, de las cuales debe agregar 10
gotas.
ANALISIS:
1. En la Fig. 7.2 se muestra la técnica adecuada para realizar la medición:
Fig. 7.2. Registro de la actividad contráctil del musculo liso aislado, se muestra la medición
adecuada de la amplitud y cambio de tono.
2. Para la determinación de la amplitud trace dos líneas de mejor ajuste paralelas en el registro
(Fig. 7.2) ambas líneas son independientes para cada minuto del registro.
3. Mida la distancia entre ambas líneas, las mediciones se reportan en milímetros.
4. En caso de sea difícil establecer una línea de mejor ajuste, ya sea porque el registro es muy
irregular o porque el trazo es cambiante, debe determinar la medida de la onda de amplitud
mayor y de amplitud menor, luego realizar un promedio y este es el que debe reportar.
5. En el caso de la valoración del efecto de la atropina sobre la acetilcolina
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a. Utilice el minuto control inicial como control para determinar la amplitud de las
contracciones en la parte del registro de la atropina.
b. Utilice el segundo minuto del registro de la atropina como control para determinar la
amplitud de las contracciones en la parte del registro de la acetilcolina.
6. Para determinar el cambio de tono, trace una línea basal a nivel de los valles de las ondas del
minuto control, como se muestra en la Fig. 7.2.
7. Debe medir la distancia entre esta línea basal y el punto medio del registro del minuto que
se esté valorando, la medición se realiza desde la línea base hasta la parte inferior de la onda
que calza con el punto medio del minuto, como se muestra en la Fig. 7.2 en la cual se
ejemplifica la medición del primer minuto posterior a agregar la droga y el tercer minuto.
8. En el caso de la valoración del efecto de la atropina sobre la acetilcolina.
a. Utilice el minuto control inicial como control para determinar el cambio de tono
observado en la parte del registro de la atropina.
b. Utilice el segundo minuto del registro de la atropina como control para determinar el
cambio de tono en la parte del registro de la acetilcolina.
9. Si el tono aumenta, es decir, el trazo del registro asciende se reporta positivo (+) y si el tono
disminuye, es decir, el trazo del registro baja se reporta negativo (-).
10. Para determinar la frecuencia de contracción del músculo liso aislado, realice el conteo de
los picos de las ondas que se encuentran entre los límites de un minuto, en la Fig. 7.2 se
muestra el conteo y la frecuencia de contracciones durante el segundo minuto del registro
posterior a agregar la droga.
RESULTADOS:
Cuadro 7.1: Frecuencia y amplitud de las contracciones segmento de intestino de conejo (músculo liso
aislado) en condiciones basales.
Condiciones
Registro
Parámetro
Minuto
basales
Frecuencia
(contracciones/min)
1
Amplitud
(mm)
Control
Frecuencia
(contracciones/min)
2
Amplitud
(mm)
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Cuadro 7.2: Frecuencia y amplitud de las contracciones y cambio de tono del segmento de intestino
de conejo (músculo liso aislado) antes y durante la exposición a Acetilcolina, Adrenalina o
Pilocarpina.
Droga
Registro
Parámetro
Minuto
Acetilcolina Adrenalina
Pilocarpina
Frecuencia
(contracciones/min)
Control
1
Amplitud
(mm)
1
2
Cambio de tono
(mm)
3
4
1
2
Efecto
Frecuencia
de la droga (contracciones/min)
3
4
1
2
Amplitud
(mm)
3
4
Cuadro 7.3: Frecuencia y amplitud de las contracciones y cambio de tono del segmento de intestino
de conejo (músculo liso aislado) antes y durante la exposición a Atropina y Atropina + Acetilcolina.
Registro
Control
Efecto
de la droga
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Parámetro
Frecuencia
(contracciones/min)
Amplitud
(mm)
Cambio de tono
(mm)
Frecuencia
(contracciones/min)
Amplitud
(mm)
Minuto
1
1
2
1
2
1
2
Droga
Atropina
Atropina + Acetilcolina
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Cuadro 7.4: Frecuencia y amplitud de las contracciones y cambio de tono del segmento de intestino
de conejo (músculo liso aislado) antes y durante la exposición a EDTA y. KCl
Droga
Registro
Parámetro
Minuto
EDTA
KCl
Frecuencia
(contracciones/min)
Control
1
Amplitud
(mm)
1
2
Cambio de tono
(mm)
3
4
1
2
Efecto
Frecuencia
de la droga (contracciones/min)
3
4
1
2
Amplitud
(mm)
3
4
GUIA DE ESTUDIO:
1. Describa el proceso de contracción del músculo liso del tracto gastrointestinal.
2. Describa el mecanismo de acción farmacológico de la acetilcolina, pilocarpina y adrenalina y
su influencia sobre la fisiología del músculo liso del tracto gastrointestinal en cuanto al
proceso de contracción y explique cómo estas modificaciones afectan los parámetros de
tono, amplitud y frecuencia de las contracciones.
3. Describa el mecanismo de acción farmacológico de la atropina y la influencia que tiene en la
fisiología de la contracción del musculo liso del tracto gastrointestinal, explique la relación
que tienen estos cambios con los parámetros de tono, amplitud y frecuencia de las
contracciones. Explique los cambios observados al agregar acetilcolina a la preparación.
4. Explique cómo las alteraciones iónicas en el LEC, al variar la concentración de Ca2+ y K+
influyen en la contracción del músculo liso del tracto gastrointestinal y cómo afecta esto los
parámetros de con los parámetros de tono, amplitud y frecuencia de las contracciones, tanto
al inicio como al mantenerlo de forma sostenida.
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REFERENCIAS:
1. Sanders, K. Signal transduction in smooth muscle invited review: mechanisms of calcium
handling in smooth muscles. J Appl Physiol. 2001; 91: 1438–1449.
2. Karaki H, Ozaki H, Hori M, Mitsui-Saito M, Amano K, Harada K, Miyamoto S, Nakazawa H,
Won K, Sato K. Calcium movements, distribution, and functions in smooth muscle.
Pharmacological Reviews. 1997; 49(2): 74.
3. Murphy, R. What is special about smooth muscle? The significance of covalent crossbridge
regulation. FASEB J. 1994; 8: 311-318.
4. Grasa L, Rebollar E, Arruebo M. The role of Ca2+ in the contractility of rabbit small intestine
in vitro. Journal of Physiology and Pharmacology. 2004; 55(3): 639-650.
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❽ MECANISMOS SENSORIALES Y AUDICIÓN
OBJETIVOS:
1. Observar y explorar diferentes tipos de modalidades sensoriales: sensibilidad térmica, táctil,
propiocepción y estereognosia.
2. Comparar el umbral de discriminación de dos puntos observado en diferentes regiones
anatómicas.
3. Valorar la habilidad propioceptiva de los diferentes miembros del grupo.
4. Desarrollar la capacidad, en el estudiante, para realizar e interpretar las pruebas de Weber,
Rinne y Bing y utilizar esta información para detectar anormalidades en la audición.
5. Correlacionar las variaciones que pueden observarse en las pruebas auditivas con diapasón
con la sordera nerviosa y de conducción, comentando como afectan las distintas pruebas.
6. Diferenciar la conducción del sonido por vía aérea de la conducción ósea, relacionando las
bases fisiológicas involucradas con la percepción de un sonido, como el fenómeno de
amplificación.
CONCEPTOS CLAVE:
·
·
·
·
·
·
·
·
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·
·
·
·
Receptores cutáneos (tipos, localización y estímulos).
Mecanismos de codificación de la señal sensitiva.
Umbral sensorial.
Campo sensorial, densidad de receptores y convergencia (concepto e interrelación).
Mecanismos de adaptación de los receptores.
Estereognosia.
Exterocepción.
Propiocepción y propioceptores.
Vías neurológicas somatosensoriales.
Centros integradores involucrados en la percepción somatosensorial.
Oído estructura y función (aparato coclear, órgano de Corti, cadena de huesecillos, entre
otros).
Mecanismos de amplificación del sonido.
Enmascaramiento (concepto e importancia en las pruebas de audición con diapasón).
Hipoacusia.
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·
·
·
Sordera de conducción.
Sordera nerviosa o central.
Vías y centros integradores de la audición.
INTRODUCCION:
A. MECANISMOS SENSORIALES
Esta práctica demuestra el mecanismo de las sensaciones exteroceptoras y propioceptoras.
Aunque algunas de las pruebas en esta práctica son usadas clínicamente en el diagnóstico de
desórdenes neurológicos, nuestro objetivo es ilustrar los fenómenos fisiológicos en que se basan.
Ya que nuestros sujetos experimentales son considerados personas sanas, vamos a ilustrar
una patología, empleando una zona en la cual el sentido involucrado tenga una baja discriminación
(cara interna del antebrazo), comparada con la discriminación de los dedos en la que la sensibilidad
esta acentuada (ejemplo de una mano normal). Recuerde que la capacidad de discriminación de
cualquier modalidad sensorial es inversamente proporcional al tamaño de las unidades sensoriales.
Debe entenderse que la capacidad de discriminación táctil, junto con la información de los
receptores articulares, nos permite determinar la forma tridimensional de los objetos y que se
conoce como estereognosia.
A pesar de que la medición con los receptores térmicos aislados, nos da una curva de
respuestas con un máximo que corresponde a una temperatura determinada, las pruebas que se
efectúan demuestran que la sensación percibida depende más del flujo calórico de o hacia los
objetos. Cuando el flujo calórico es hacia el medio, la sensación es de frío, cuando el flujo calórico es
hacia nuestro cuerpo, se siente caliente, y la velocidad del flujo nos indica la diferencia de
temperatura, mucha o poca, debemos también tomar en cuenta otras características de los
receptores que pueden modificar esta modalidad, tales como los procesos de adaptación. En el
laboratorio se tratará de ilustrar como se percibe la sensación térmica cuando se tiene un objeto con
partes frías y calientes alternadas, como un ejemplo de percepción biestable. Un estímulo muy
fuerte, puede activar los receptores de dolor, que tienen un umbral mayor.
Cuando un estímulo es aplicado a un punto de la piel, el individuo normal puede reconocer
la localización del estímulo con gran precisión. Por lo tanto una sensación táctil tiene además de su
característica específica, una calidad localizadora que ha sido denominada signo local.
Si se aplican dos estímulos simultáneamente se perciben dos sensaciones diferentes;
siempre que la distancia entre los dos puntos estimulados sea suficientemente grande, para
estimular dos campos sensoriales distintos, cuando esta distancia es menor, experimenta una
sensación única. Sin embargo, los umbrales de discriminación varían dependiendo de la zona
estimulada.
B. AUDICIÓN
Las ondas sonoras que llegan al oído viajan por el conducto auditivo externo hasta llegar al
tímpano. Al comprimir y descomprimir el aire, estas ondas mueven la membrana hacia adentro y
hacia afuera. Este movimiento es transmitido por la cadena mecánica de huesecillos, hasta la
ventana oval, la cual impulsa el movimiento del líquido contenido en la cóclea produciendo
130 | P á g i n a
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fenómenos de resonancia. Estas ondas estimulan las células ciliadas de los receptores del órgano
de Corti y transforman las oscilaciones del líquido en impulsos nerviosos que son transmitidos al
cerebro.
Las células ciliadas también se pueden estimular por ondas producidas por vibraciones de las
paredes óseas, como por ejemplo con las vibraciones producidas por un diapasón colocado en la
apófisis mastoides. Dicho estímulo puede estimular las células ciliadas, produciendo la sensación de
sonido sin que intervengan el tímpano ni los huesecillos.
Se pueden distinguir 2 tipos de sordera: nerviosa y de conducción aérea. La sordera nerviosa
causa una pérdida de audición por anomalías de la cóclea, del órgano de Corti o de las vías auditivas;
la sordera de conducción se produce por anomalías del conducto auditivo, el tímpano o los
huesecillos.
Si existe sordera nerviosa, las vibraciones del diapasón no se perciben como sonido, ya sea
que el diapasón se ponga cerca del oído o que toque el cráneo. Pero si la sordera se debe a trastornos
de conducción, las vibraciones a través del cráneo serán reconocidas como sonido; cuando existen
dificultades de conducción aérea y el diapasón se coloca en la parte media de la frente, el sonido se
percibe más intensamente en el oído enfermo. La comparación de estas conducciones del sonido se
realiza mediante las pruebas de diapasón que se estudiaran en esta práctica.
MATERIALES:
·
·
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·
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·
3 beackers con agua caliente (temperatura no mayor a 40oC), agua fría (temperatura no
menor de 10oC) y agua a temperatura ambiente (temperatura de aproximadamente 23oC).
Toalla de papel.
Diapasón.
Lapiceros de colores con punta fina.
Vernier.
Regla con escala.
Marcadores de pizarra.
5 objetos diferentes de uso cotidiano.
PROCEDIMIENTO DE MECANISMOS SENSORIALES:
 SENSACIONES AL CALOR Y AL FRÍO:
1. Prepare 3 beackers que contengan respectivamente agua fría (no menor a 10oC), agua
caliente (no mayor a 40oC) y agua a temperatura ambiente.
2. Sumerja, al mismo tiempo, el segundo dedo de la mano derecha (índice) en el agua fría y el
segundo dedo de la mano izquierda (índice) en el agua caliente, manténgalos sumergidos el
mayor tiempo tolerable, no es necesario que sea mayor a 30 s. (no sobrepase su propio
límite, para evitar alguna lesión).
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3. Reporte de forma independiente las sensaciones térmicas percibidas en ambos dedos
utilizando la simbología de la Tabla 8.1.
4. Ahora retire los dedos del agua y sumérjalos de forma simultánea en el agua a temperatura
ambiente (23oC aproximadamente) y espere unos segundos.
5. Reporte de forma independiente las sensaciones térmicas percibidas en ambos dedos
utilizando la simbología de la Tabla 8.1.
Tabla 8.1: Simbología para la valoración de la sensación térmica.
Símbolo Interpretación
C
Caliente
F
Frío
RESULTADOS:
Cuadro 8.1: Sensaciones térmicas percibida al sumergir el segundo dedo en agua fría, agua caliente
y posteriormente ambos dedos en agua a temperatura ambiente.
Sensación térmicas percibidas
Dedo en agua a temperatura ambiente
Sujeto
Dedo
Dedo
Proveniente
Proveniente
en agua fría
en agua caliente
del agua fría
del agua caliente
1
2
3
4
5
6
② LOCALIZACIÓN TÁCTIL:
1. El sujeto coloca el antebrazo sobre la mesa y cierra los ojos, debe mantener los ojos cerrados
durante la realización de las maniobras experimentales.
2. El experimentador realiza una marca puntual con un lapicero sobre el dorso de la mano (piel
velluda).
3. Presione con firmeza por unos segundos, pero con cuidado de no producir daño o incomodar
al sujeto.
4. Pida al sujeto que trate de localizar el punto hecho por el experimentador con la ayuda de la
punta de su lapicero.
132 | P á g i n a
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5. Si es necesario, el sujeto puede mover suavemente la punta del lapicero sobre la superficie
de la piel, hasta que se sienta satisfecho con el sito que escoja.
6. Marque el segundo punto.
7. Mida la longitud entre las 2 marcas y repórtela.
8. Ahora solicite al sujeto que voltee la mano para realizar la valoración en la palma de la mano
(piel glabra).
9. Repita los pasos del 2 al 7.
RESULTADOS:
Cuadro 8.2: Longitud entre la marca realizada por el experimentador y una realizada por el sujeto
experimental en la piel glabra y en la piel velluda.
Longitud entre las marcas (mm)
Sujeto
Piel glabra
Piel velluda
1
2
3
4
5
6
③ UMBRAL DE DISCRIMINACIÓN DE DOS PUNTOS:
1. Determine los umbrales de discriminación en las siguientes zonas anatómicas:
a. Pulpejo del segundo dedo.
b. Región lateral de la nuca.
c. Labio superior.
d. Mejilla.
e. Región lumbar lateral de la espalda.
f. Pantorrilla.
2. Pida al sujeto que mantenga los ojos cerrados durante el procedimiento.
3. Aplique una presión de corta duración, suave y firme con las dos puntas del vernier
parcialmente abiertas, sin causar daño o molestia sobre la piel del sujeto.
133 | P á g i n a
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4. Solicite a este que indique si siente uno o dos estímulos sobre la piel, si existen dudas repita
algunas veces la estimulación.
5. Si identifica un solo estímulo, aumente la distancia entre las puntas del vernier, vuelva a
aplicar presión sobre la piel del sujeto con ambas puntas, y de nuevo solicite a este que
indique si siente uno o dos estímulos sobre la piel.
6. En caso de que perciba 2 estímulos, retire las puntas del vernier y disminuya la distancia entre
estas, vuelva a aplicar presión sobre la piel del sujeto con ambas puntas, y de nuevo solicite
a este que indique si siente uno o dos estímulos sobre la piel.
7. Repita los pasos anteriores hasta que usted este seguro de haber determinado la distancia
exacta en la cual el sujeto deja de percibir un solo estímulo y comienza a percibir dos
estímulos, este será el umbral que debe reportar.
8. Para determinar la longitud con el Vernier siga las siguientes instrucciones y utilice la Fig. 8.1
como guía:
Fig. 8.1. Lectura de la longitud determinada con el Vernier.
9. Utilización de la escala de medición principal (Fig. 8.1)
a. Para determinar la distancia se utilizan las puntas de medición interna.
b. Observe la escala de medición principal.
c. Utilice la línea 0 de la escala de medición secundaria para determinar la longitud.
d. En la Fig. 8.1 se observa que el 0 sobre pasa los 27mm, esta es la primera medición.
134 | P á g i n a
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10. Utilización de la escala de medición secundaria (Fig. 8.1)
a. Para determinar las cifras decimales utilice la escala de medición secundaria.
b. Determine la primera línea de la escala de medición secundaria que se alinea con
cualquiera de las líneas de la escala de medición primaria.
c. En el ejemplo de la Fig. 8.1 es el 3, por lo tanto la segunda medición es 0,3mm.
d. La medición completa es 27,3mm para este ejemplo.
RESULTADOS:
Cuadro 8.3: Umbral de discriminación de dos puntos en diferentes sitios anatómicos.
Umbral (mm)
Sujeto
Pulpejo
Nuca
Labio
Región lumbar
Mejilla
del segundo dedo región lateral superior
lateral
1
2
3
4
5
6
Pantorrilla
 APRECIACIÓN DE FORMA O ESTEREOGNOSIA:
1. Para este procedimiento se utilizan los 5 objetos de uso común.
2. El sujeto debe permanecer con los ojos cerrados a lo largo de todo el experimento.
3. Un integrante de cada grupo de trabajo se reúne con el tutor del laboratorio para definir la
letra que será asignada a los diferentes objetos, y este es el encargado de aplicar el
procedimiento a los demás integrantes del grupo.
4. Pídale luego al sujeto que coloque el antebrazo desnudo y la mano abierta sobre la mesa y
que cierre los ojos.
5. Tome el primer objeto y póngalo en contacto con la región anterior del antebrazo muévalo y
rótelo durante 60 s o hasta que el sujeto identifique cual es el objeto, reporte si fue o no
identificado adecuadamente, trate de mover el objeto de tal forma que el sujeto obtenga la
mayor cantidad de información sensitiva, si el sujeto dice el nombre del objeto y no es el
correcto se toma como que no es capaz de identificarlo y se pasa al siguiente paso.
6. Coloque el objeto en la mano del sujeto para que este lo pueda movilizar libremente durante
60 s o hasta que pueda identificarlo (este paso se realiza independientemente de si el sujeto
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fue capaz o no de identificar el objeto en el paso anterior), reporte si fue o no capaz de
identificarlo adecuadamente.
7. Repita los pasos 5 y 6 con los 4 objetos restantes.
8. Para reportar los resultados utilice el siguiente código: (una vez que terminó la exploración
de todos los sujetos complete el cuadro correspondiente colocando el nombre de los objetos
en el espacio correspondiente).
Tabla 8.2: Simbología para reportar si el sujeto es capaz o no de identificar el objeto valorado, ya sea
con la mano o con el antebrazo.
Símbolo
Interpretación

No fue capaz de reconocerlo

Si fue capaz de reconocerlo
RESULTADOS:
Cuadro 8.4: Identificación de objetos con el antebrazo y la mano.
Antebrazo
Sujeto
Objeto
A
B
C
D
E
A
B
1
2
3
4
5
Mano
Objeto
C
D
E
Cuadro 8.5: Objetos utilizados en la valoración de la estereognosia, con su respectivo orden.
Objeto
A
B
C
D
E
Nombre del objeto
⑤ JUICIO DE POSICIÓN:
1. Coloque al sujeto experimental frente a la pizarra, pídale que cierre los ojos y que coloque
los brazos extendidos y relajados a ambos lados del cuerpo.
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2. Tome la mano del sujeto y hágale trazar una cruz pasivamente, luego vuelva a colocar la
mano al lado del cuerpo del sujeto.
3. Indíquele al sujeto que trace otra cruz, recordando la posición anterior (sin abrir los ojos).
4. Mida la longitud entre el punto central de ambas cruces.
5. Indíquele al sujeto que abra los ojos, y así pueda observar la cruz trazada en la pizarra y el
grado de desviación. Indíquele que vuelva a cerrar los ojos y de nuevo hágale trazar una cruz
pasivamente exactamente en la posición de la primera cruz trazada.
6. Indíquele al sujeto que trace otra cruz, recordando la posición anterior (sin abrir los ojos) y
observe si hubo una mejoría en la respuesta.
RESULTADOS:
Cuadro 8.6. Longitud entre el punto central de ambas cruces dibujadas en la pizarra por el
experimentador y el sujeto experimental.
Distancia entre las cruces (cm)
Sujeto
Primer intento
Segundo intento
1
2
3
4
5
6
PROCEDIMIENTO DE AUDICIÓN:
1. En todas aquellas pruebas con diapasón, el estudiante debe desarrollar una técnica uniforme
para golpearlo. lo que nunca debe hacer sobre un objeto duro. Debe tomar el diapasón por
la base y percutir la estructura vibrante contra la región hipotenar, con firmeza y la fuerza
necesaria para generar vibración, pero evitando que choquen las dos estructuras vibrantes
entre sí.
 PRUEBA DE WEBER (FIG. 8.2):
1. Aplique la base del diapasón vibrante en la región frontal del sujeto sobre la línea media, el
sujeto debe escuchar atentamente el sonido.
2. Reporte el resultado de la siguiente forma:
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Tabla 8.3: Simbología para reportar el resultado de la prueba de Weber:
Código
Interpretación
No lateraliza
El sonido se percibe con la misma intensidad en ambos oídos.
Lateralización izquierda El sonido se percibe de mayor intensidad en el oído izquierdo.
Lateralización derecha El sonido se percibe de mayor intensidad en el oído derecho.
El enmascaramiento es el fenómeno que se produce cuando un sonido impide la percepción
de otro, es decir, lo enmascara. Cuando hay sordera de conducción unilateral, disminuye el
fenómeno de enmascaramiento del oído, lo que produce que se escuche más alto en el oído
enfermo. En una habitación perfectamente silenciosa, no sería posible localizar el sonido en ninguno
de los dos lados. En el caso de que exista sordera por enfermedad del laberinto o del nervio auditivo,
el sonido se localiza en el oído sano, porque en el oído enfermo está afectada la audición.
Fig. 8.2. Colocación del diapasón sobre la línea media al realizar la prueba de Weber
RESULTADOS:
Cuadro 8.7: Resultado de la prueba de Weber.
Sujeto
No lateraliza
Lateraliza izquierda Lateraliza derecha
1
2
3
4
5
Nota: 1. Marque el resultado obtenido con una () según sea el caso.
 PRUEBA DE RINNE (FIG. 8.3):
Debe realizar la exploración de cada oído por separado.
1. Se bloquea el conducto auditivo externo del oído no examinado con un dedo del paciente.
138 | P á g i n a
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2. Aplique la base del diapasón vibrante sobre la apófisis mastoides del oído que se va a
estudiar. El sujeto debe escuchar atentamente el sonido.
3. Cuando el paciente deje de percibir el sonido por el hueso, coloque la región vibrante del
diapasón cerca del meato auditivo del oído ipsilateral, pero sin hacer contacto. El sujeto debe
escuchar atentamente el sonido.
4. Reporte el resultado de la prueba utilizando la siguiente simbología:
Tabla 8.4: Simbología para reportar el resultado de la prueba de Rinne:
Código
Interpretación
El sujeto percibe el sonido por vía aérea después de dejarlo de
Positivo
escuchar por vía ósea.
El sujeto no es capaz de escuchar el sonido por vía aérea
Negativo después de dejarlo de escuchar por vía ósea. Puede deberse a
sordera de conducción.
Fig. 8.3. Colocación del diapasón al realizar la prueba de Rinne
RESULTADOS:
139 | P á g i n a
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Cuadro 8.8: Resultados de la prueba de Rinne.
Oído
Sujeto
Izquierdo
Derecho
1
2
3
4
5
 PRUEBA DE BING (FIG. 8.4):
1. Coloque la base del diapasón vibrante sobre la apófisis mastoides del oído que está siendo
examinado.
2. El sujeto debe ocluir el meato auditivo del oído ipsilateral con el dedo índice, mientras
escucha atentamente el sonido.
3. Reporte el resultado de la prueba utilizando la siguiente simbología:
Tabla 8.5. Simbología para reportar el resultado de la prueba de Bing:
Código
Interpretación
Positivo
si al ocluir el meato auditivo incrementa la intensidad del sonido.
Negativo si al ocluir el meato auditivo no incrementa la intensidad del sonido.
Fig. 8.4. Colocación del diapasón al realizar la prueba de Bing.
140 | P á g i n a
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RESULTADOS:
Cuadro 8.9: Resultados de la prueba de Bing.
Oído
Sujeto
Izquierdo
Derecho
1
2
3
4
5
6
GUIA DE ESTUDIO:
1. Revise los mecanismos de codificación de los estímulos sensoriales y de adaptación de los
receptores cutáneos.
2. Describa las sensaciones térmicas obtenidas al sumergir el dedo en agua fría si este proviene
de agua caliente o de agua fría, explique los mecanismos fisiológicos y los receptores
involucrados en estos resultados.
3. Describa las diferencias en el umbral de discriminación de dos puntos en diferentes zonas del
cuerpo y explique desde el punto de vista de los receptores y la codificación de la información
a que se deben estas diferencias.
4. Con respecto a la discriminación de forma o estereognosia, describa la diferencia en los
resultados obtenidos, explique las diferencias entre el antebrazo y la mano que justifican las
diferencias en la discriminación.
5. Describa los principios fisiológicos involucrados en cada una de las pruebas auditivas con
diapasón (fenómeno de amplificación, mecanismos de transmisión de las ondas sonoras por
vía aérea y ósea, enmascaramiento, etc) y la importancia que tienen en la valoración de estas
pruebas.
6. Describa los resultados que usted esperaría en un sujeto normal, un sujeto con hipoacusia
de conducción y un sujeto con hipoacusia neurosensorial.
7. En caso de obtener algún o algunos datos alterados realice la interpretación adecuada.
REFERENCIAS:
1. Corey D. Sensory transduction in the ear. Journal of Cell Science. 2003; 116: 1-3.
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2. Davies R. Bedside neuro-otological examination and interpretation of commonly used
investigations. Journal of Neurology, Neurosurgery and Psychiatry. 2004; 75: 32-44.
3. Schwander M, Kachar B, Müller U. Review series: The cell biology of hearin. J. Cell Biol. 2010;
190(1): 9–20.
4. Gillespie P, Müller U. Mechanotransduction by Hair Cells: Models, Molecules, and
Mechanisms Cell. 2009; 139(1): 33–44.
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❾ REFLEJOS EN EL SER HUMANO Y VISIÓN
OBJETIVOS:
1. Aprender el uso adecuado de los instrumentos de exploración fisiológica de reflejos y su
importancia en la exploración clínica de los pacientes.
2. Comprender la importancia de evocar reflejos para explorar la función del sistema nervioso.
3. Observar y cuantificar la relación entre el estímulo y la respuesta.
4. Evocar reflejos superficiales, profundos y viscerales.
5. Analizar los elementos físicos de la visión y su relación con la acomodación, la agudeza visual
y el diámetro pupilar, los trastornos de la refracción (miopía, hipermetropía, astigmatismo, y
remoción del cristalino) y su corrección mediante el uso de lentes.
6. Aplicar los diagramas de Snellen para la medición de la agudeza visual.
7. Aplicar una prueba para determinar y clasificar los trastornos de la percepción de los colores.
8. Determinar el punto ciego y medir el punto cercano.
9. Realizar una perimetría y comparar la diferencia en el tamaño del campo visual de la visión
cromática y la visión acromática.
CONCEPTOS CLAVE:
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Reflejo.
Arcoreflejo.
Nistagmo.
Miosis y midriasis.
Receptores visuales, vestibulares y propioceptores (función y papel en los reflejos valorados).
Arcoreflejo de los reflejos valorados en el laboratorio.
Signo de Babinski.
Anatomía ocular.
Óptica de la visión, punto focal, reflejo de acomodación.
Índice de refracción en diferentes medios.
Concepto e importancia de la hipermetropía, miopía, astigmatismo, presbicia y remoción
quirúrgica del cristalino.
Agudeza visual.
Función del iris.
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·
·
·
Campo visual cromático y acromático y la fisiología retiniana (conos, bastones y su
distribución).
Miosis y midriasis.
Vías nerviosas ópticas.
INTRODUCCIÓN:
A. Reflejos
La organización fundamental de los sistemas de control de los seres vivos está dada por
circuitos que permiten recibir y responder a las variaciones que se originan dentro o fuera de nuestro
organismo.
En el caso del hombre estos circuitos están formando los denominados arcoreflejos. Estos
arcoreflejos producirán respuestas estereotipadas cada vez que se aplique un estímulo de
características adecuadas a los receptores asociados, esta respuesta se conoce como el acto reflejo.
Los reflejos pueden ser de tipo nervioso, endocrinos, o bien neuroendocrinos, cuando participan en
la respuesta ambos sistemas.
El arco reflejo nervioso clásico consta de siete partes:
1. Estimulo.
2. Receptor.
3. Vía aferente.
4. Centro integrador.
5. Vía eferente.
6. Efector.
7. Respuesta.
Aunque hay algunos reflejos llamados axónicos en los que el estímulo pasa de la vía aferente
a la eferente sin pasar por ningún centro integrador, en la mayor parte de los reflejos se requiere la
cadena completa para generar la respuesta refleja.
Sin embargo, sean simples o complejos, la aparición de un reflejo nos demuestra la integridad
del arco reflejo, ya que la lesión de cualquiera de los eslabones de esa cadena impide la aparición de
la respuesta o la modifican.
Los reflejos pueden clasificarse de diferentes maneras:
Por el tipo de receptor:
1. Teleceptores, como la visión, que permite la percepción de estímulos remotos.
2. Exteroceptores, como el tacto, que nos informa de lo que ocurre fuera de nuestro cuerpo.
3. Propioceptores, como los de los husos musculares, que nos dan información de la posición
de los miembros de nuestro cuerpo.
4. Interoceptores, como los receptores hipotalámicos de temperatura.
Por el tipo de estímulo:
1. Quimiorreceptores, como los receptores del gusto.
2. Mecanorreceptores, como los reguladores de presión.
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3. Termorreceptores, como los de la piel.
4. Fotorreceptores, como los conos y bastones.
Por la localización del receptor:
1. Superficiales o cutáneos, como el tacto o el dolor cutáneo.
2. Profundos, como el osteotendinoso de Golgi.
3. Viscerales, como el fotomotor.
Por el tipo de efector:
1. Somáticos, como el reflejo de enderezamiento.
2. Viscerales, como el reflejo de la salivación.
Para observar estos reflejos se van a explorar algunos de los más conocidos, y más utilizados
en la práctica clínica, sin embargo existen múltiples reflejos que se pueden evocar, de forma
opcional. Se pueden evocar los reflejos que se obtienen de los músculos del brazo y antebrazo, como
el reflejo bicipital, el reflejo tricipital y el reflejo flexor de los dedos y pronador de la muñeca, entre
otros.
Algunos reflejos tienen un mayor grado de complejidad y en estos intervienen mayor número
de componentes, entre estos están los reflejos de equilibrio.
El tiempo que transcurren entre el estímulo y la aparición de la respuesta, se ha denominado
el tiempo de reacción no entra dentro de la clasificación de los reflejos. Este tiempo de reacción se
ve influenciado por lo largo de la vía que deba recorrer la información, por el número de sinapsis,
(debido al retardo sináptico), y por la velocidad con que transcurren los diversos eventos debido al
metabolismo de cada individuo, con el tiempo se produce un aprendizaje, el cual hace más efectiva
la conducción nerviosa sobre todo en las sinapsis (facilitación) y disminuye el tiempo de reacción.
Por otro lado, se evalúa la respuesta cardioaceleradora, que no se incluye dentro de la
clasificación de los reflejos, sin embargo es importante la valoración por la complejidad de los
sistemas que intervienen en la modificación de la frecuencia cardiaca durante el ejercicio y en su
regulación.
B. Visión
Los ojos son órganos sensitivos. Dentro de su envoltura protectora, cada ojo posee: un
estrato de receptores, un sistema de lentes para enfocar la luz sobre esos receptores y un sistema
de nervios para conducir los impulsos generados en estos receptores a otras estructuras del Sistema
Nervioso Central.
En el mundo animal existen ojos complejos (cefalópodos y vertebrados) los cuales proyectan,
mediante estructuras accesorias ópticas, una imagen real e invertida del mundo exterior sobre una
capa de células sensoriales fotorreceptoras, que analizan esta imagen.
La formación de la imagen visual en el ojo obedece a los principios físicos de la refracción de
la luz en lentes esféricas delgadas, estas lentes esféricas convexas concentran rayos de luz paralelos
en un punto llamado foco. La distancia lente-foco se llama distancia focal y determina el poder de
refracción de la lente. El poder de refracción (PR) de la lente se relaciona de forma inversa con
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distancia focal (f), y se mide en dioptrías (D), las cuales se calculan como el inverso de la distancia
focal medida en metros, por lo tanto a mayor poder de refracción, menor distancia focal (Fig. 9.1).
Fig. 9.1. Ejemplo de la relación de las dioptrías con la distancia focal.
El poder de refracción de una lente depende también del medio que la rodea (agua o aire) y será
tanto más pequeño cuanto mayor sea el índice de refracción del medio en cuestión, por lo que el
poder de refracción varía si el lente se encuentra en medios distintos.
Para la determinación de la agudeza visual se utilizan los diagramas de Snellen. La agudeza
visual se expresa como una fracción, y corresponde a la línea de letras más pequeñas que el
individuo puede leer correctamente, en la cual el numerador indica la distancia a la cual se ha hecho
la lectura (20 pies) y el denominador indica la distancia a la cual una persona con visión normal puede
leer claramente las letras, la agudeza visual normal es de 20/20, una agudeza visual por debajo de la
normal sería de 20/25 y superior de 20/15.
La ceguera a los colores se basa sobre la teoría de los tres receptores para la visión a colores.
La existencia de tres tipos de conos ha sido probada y así, un tipo absorbe la luz en la porción azulvioleta del espectro, el segundo tiene una absorción máxima en el verde y el tercero en la región
amarilla.
Algunos individuos son completamente ciegos para ciertos colores (anopia), mientras que
otros muestran sólo dificultad para reconocerlos (anomalía), así tenemos protanomalía; dificultad
para percibir el rojo (longitudes de onda largas) y protanopia: ceguera al rojo. La deuteranopia y la
deuteranomalía son deficiencias al color verde, mientras que la tritanopia es una deficiencia al color
azul. Existen numerosas pruebas para estudiar la ceguera a los colores, las más utilizadas son las
cartas de ISHIHARA y las cartas pseudoisocromáticas de American Optical.
MATERIALES:
·
Martillo de reflejos.
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·
·
·
·
·
·
·
·
·
Aplicadores de algodón.
Foco de exploración.
Grada de Harvard.
Ojo modelo con lentes esféricas y cilíndricas.
Diagramas de Snellen.
Libro de láminas isocromáticas (tablas de Ishihara).
Perímetro y hoja de perimetría.
Hoja para determinar el punto ciego.
Regla graduada y numerada.
PROCEDIMIENTO DE REFLEJOS:
 REFLEJOS PROFUNDOS:
1.2.
Reflejo patelar o rotuliano:
1. Siente al sujeto experimental en la mesa del laboratorio con las piernas relajadas, las piernas
se deben encontrar colgando libres y los pies no debe hacer contacto con el suelo.
2. Palpe el tendón del cuádriceps y localícelo por de debajo de la rótula.
3. Coloque su mano izquierda sobre el cuádriceps femoral, que se debe sentir relajado al tacto.
4. Percuta con el martillo el tendón rotuliano en el punto palpado, por debajo de la rótula.
5. Sienta como el cuádriceps se contrae al ser estimulado por la percusión y observe el
movimiento de la pierna.
6. Repita las estimulaciones variando la fuerza del estímulo.
7. Valore la presencia del reflejo de forma bilateral. Usted debe procurar que la intensidad del
estímulo sea similar, con el fin de que las respuestas observadas en ambas extremidades sea
parecida. Reporte la intensidad del reflejo utilizando la siguiente escala:
Tabla 9.1: Escala para la estratificación de la intensidad del reflejo patelar.
Escala
Interpretación
0
Arreflexia
+
Hiporreflexia
++
Normorreflexia
+++
Hiperreflexia
++++
Clonus
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NOTA: En caso de que no sea posible evocar de manera adecuada un reflejo puede realizar las
siguientes maniobras:
a. Distraiga al sujeto entablando una conversación simple.
b. Indique al sujeto que realice la maniobra de Jendrassik.
i. EL sujeto debe sujetar ambas manos por los dedos al frente del pecho y
realizar tracción lateral, como se observa en la figura 9.1.
Figura 9.1. Maniobra de Jendrasikk
El reflejo aquiliano:
1. El sujeto experimental se coloca de pie, al lado de una grada de Harvard y flexiona la pierna
apoyando la rodilla sobre la superficie de la grada, de tal manera que el pie cuelgue relajado
sobre el borde.
2. Se palpa en busca del tendón del calcáneo.
3. Coloque la mano izquierda sobre la pantorrilla y palpe los gastrocnemios que deben sentirse
relajados al tacto, si queda duda se procede a la movilización pasiva del pie y se le pide al
sujeto que se relaje hasta que el pie se mueva fácilmente.
4. Percuta el tendón del calcáneo con el martillo de reflejos.
5. Observe el movimiento del pie y palpe el cambio de tono en los gastrocnemios.
6. En caso de que se dificulte la valoración de dicho reflejo, tome el pie del sujeto por la región
anterior de los metatarsos y realice una ligera tracción para tensar el tendón del calcáneo y
vuelva a repetir el paso 5.
7. Repita las estimulaciones variando la fuerza del estímulo.
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8. Valore la intensidad del reflejo y repórtela utilizando la escala establecida en la tabla 9.1.
RESULTADOS:
Cuadro 9.1: Intensidad del reflejo patelar y presencia o ausencia del reflejo aquiliano.
Intensidad del reflejo profundo
Sujeto
Patelar
Aquiliano
1
2
3
4
5
6
 REFLEJOS SUPERFICIALES:
El reflejo palpebral:
1. El sujeto se sienta relajado con la mirada hacia el frente, debe relajar los músculos de la
expresión facial, especialmente el elevador del párpado y el orbicular de los ojos.
2. El examinador se coloca por atrás del sujeto mientras los demás compañeros lo distraen
realizando una breve conversación.
3. Estimule con el aplicador las pestañas del ojo que está siendo examinado, debe tener cuidado
de movilizar únicamente las pestañas y no el párpado.
4. Tenga cuidado en hacerlo en forma lateral y no directamente en frente del ojo. Hágalo varias
veces en cada ojo.
5. Reporte la presencia o ausencia del reflejo.
El reflejo plantar:
1. El sujeto experimental se acuesta en la mesa de exploración en posición de decúbito supino
con los brazos relajados a los lados del cuerpo y ambos pies descubiertos.
2. Sujete firmemente el tercio distal de la pierna que se va a explorar con la mano izquierda, el
pie debe quedar en posición vertical.
3. Tome el martillo de exploración (en esta parte la estimulación cutánea se realiza con el
mango del martillo) y estimule la planta del pie, para lo cual debe trazar un semicírculo que
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abarque la porción lateral de la planta del pie y termine en la región de los metatarsos,
siguiendo el contorno de la huella del pie iniciando por el talón.
4. Al evocar el reflejo plantar es posible obtener extensión o flexión de los dedos del pie como
respuesta normal, la respuesta alterada se llama signo de Babinski y corresponde a la
extensión dorsal del primer dedo con apertura en abanico de los demás dedos.
5. Reporte la presencia o ausencia del reflejo.
RESULTADOS:
Cuadro 9.2: Presencia o ausencia de los diferentes reflejos superficiales, palpebral y plantar
evocados durante el laboratorio.
Palpebral
Plantar
Sujeto Ausente Presente Ausente Presente
1
2
3
4
5
6
 REFLEJOS DE TIPO VISCERAL:
Reflejo fotomotor directo:
1. El sujeto experimental se coloca de pie mirando hacia la parte más oscura del laboratorio.
2. Colóquese en frente de tal forma que pueda observar ambos ojos del sujeto
3. Haga incidir brevemente el haz de luz del foco sobre uno de los ojos del sujeto.
4. Observe el diámetro de la pupila del ojo que se estimuló con el haz de luz y reporte el cambio
que observa.
5. Repita los pasos 3 y 4 en el ojo contralateral.
Reflejo fotomotor consensual:
1. El sujeto experimental se coloca de pie mirando hacia la parte más oscura del laboratorio.
2. Colóquese en frente de tal forma que pueda observar ambos ojos del sujeto.
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3. Haga incidir brevemente el haz de luz del foco sobre uno de los ojos del sujeto.
4. Observe el diámetro de la pupila del ojo contralateral al que se estimuló con el haz de luz y
reporte el cambio que se observa.
Nistagmo optocinético:
1. El sujeto se coloca de pie y el examinador se coloca frente a este de manera que pueda
realizar la valoración.
2. Coloque una cinta métrica o una regla graduada a una distancia aproximadamente de 20 cm
de los ojos del sujeto, la distancia debe ser suficiente para que el sujeto logre enfocar los
números sin mayor esfuerzo.
3. Cuando el sujeto logre enfocar los números deslícela a una velocidad moderada. El sujeto
debe de enfocar el número que se encuentra directamente enfrente de los ojos.
4. Mientras desliza la regla el sujeto debe enfocar los números que van pasando al frente (si la
velocidad es muy lenta es poco probable que se pueda observar el movimiento de los ojos y
si es muy rápida el sujeto no va a ser capaz de enfocar los números que van pasando). No
debe seguir el movimiento de la regla.
5. Debe explorar la respuesta con 4 movimientos de la regla:
a. Vertical descendente.
b. Vertical ascendente.
c. Horizontal izquierda.
d. Horizontal derecha.
6. Observe y reporte el movimiento de los ojos.
RESULTADOS:
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Cuadro 9.3: Respuesta pupilar observada al incidir un haz de luz en el ojo durante
la exploración del reflejo fotomotor directo y fotomotor consensual.
Reflejo visceral
Sujeto
Fotomotor directo
Fotomotor consensual
Miosis
Midriasis
Miosis
Midriasis
Recuerde:
Midriasis
corresponde al
aumento del
diámetro pupilar,
y miosis a la
disminución.
1
2
3
4
5
6
Cuadro 9.4: Dirección del nistagmo optocinético en relación al movimiento de la regla.
Dirección del nistagmo
Sujeto
Movimiento vertical de la regla
Movimiento horizontal de la regla
Ascendente
Descendente
Izquierda
Derecha
1
2
3
4
5
④ REFLEJOS DE EQUILIBRIO:
Nistagmo vestibular o postrotatorio:
1. El sujeto experimental se coloca de pie y los compañeros de grupo deben formar un círculo
alrededor de este, y estar listos por si el sujeto cae o tropieza.
2. Indique al sujeto que debe girar dando 10 vueltas sobre su propio eje hacia la derecha, tan
rápido como le sea posible, al finalizar la décima vuelta, uno de los compañeros se encarga
de detenerlo súbitamente sujetándolo por los hombros.
3. El sujeto debe abrir los ojos y enfoca la mirada hacia el frente, la persona que detuvo al sujeto
debe observar cuidadosamente la dirección del movimiento rápido de los ojos del sujeto
(nistagmo).
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4. Solicite a otro compañero que se coloque en el centro del círculo y repita el paso 1, siempre
debe girar hacia la derecha.
5. Al terminar de dar vueltas el sujeto debe caminar hacia adelante, debe mantener la cabeza
erguida y la mirada fija hacia el frente, el primer paso debe ser dado con el pie derecho,
observe cuidadosamente hacia el lado que tiende a caerse. Algunos miembros del grupo
deben acompañar al sujeto a un lado, sin interferir su caminata, solamente protegiéndolo en
caso de caída.
6. Puede grabar en video al sujeto para analizar con mayor facilidad hacia qué lado tendió a
caer y verificar que el sujeto comenzó a caminar con el pie derecho.
Cuadro 9.5: Dirección del nistagmo postrotatorio y lado a que tiende a caer el sujeto posterior a girar
10 veces hacia la derecha sobre su propio eje.
Dirección del nistagmo
Derecha
Izquierda
Lado al que tiende a caer
Derecha
Izquierda
PROCEDIMIENTO DE VISIÓN:
 OJO MODELO:
Estúdielo cuidadosamente e identifique todas sus partes (Fig. 9.2):
· Humor acuoso y humor vítreo (tanque de agua).
· Retina (fondo blanco del ojo modelo).
· Note la mácula lútea y el disco óptico (papila óptica).
· Córnea (vidrio transparente al frente del ojo).
· Las gradillas al frente del ojo servirán para hacer las correcciones correspondientes (función
similar a la de los anteojos).
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A
B
Fig. 9.2. Ojo modelo A. Componentes del sistema, B. Esquema de partes del ojo modelo.
 VISIÓN EMÉTROPE O NORMAL:
1. Llene la cámara central del ojo modelo de agua, coloque la retina en posición central.
Visión lejana:
1. Coloque el ojo modelo viendo hacia la ventana y observe la imagen que se forma en la retina.
2. Analice el tipo de lente necesario para corregir la imagen (según las condiciones
experimentales) y lograr que se vea más nítida. Por ningún motivo debe ir probando los
lentes hasta que alguno funcione.
3. Coloque el lente en la posición del cristalino dentro del agua, en caso de que este no sea el
lente correcto, debe realizar de nuevo el análisis y colocar un nuevo lente.
4. Reporte el poder de refracción y el signo del lente correcto.
Visión cercana:
1. Coloque la lámpara (fuente de luz) a 35 cm del ojo modelo y dirija el ojo hacia esta.
2. Observe la imagen que se forma en la retina.
3. Analice que lente es necesario para corregir la imagen (según las condiciones
experimentales) y lograr que se vea más nítida. Por ningún motivo debe ir probando los
lentes hasta que alguno funcione.
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4. Coloque el lente en la posición del cristalino dentro del agua, en caso de que este no sea el
lente correcto, debe realizar de nuevo el análisis y colocar un nuevo lente.
5. Reporte el poder de refracción y el signo del lente correcto.
Función del iris:
1. Debe colocar el lente que funciona como cristalino para visión cercana, y colocar una lente
de -1.75 en la posición de los anteojos en la ranura más cercana a la córnea.
2. Coloque el disco negro con un agujero en el centro (iris) delante del lente de -1.75 que se
encuentra delante de la córnea.
3. Observe como se modifica la imagen formada, en cuanto a intensidad de la luz y nitidez.
RESUTADOS:
Cuadro 9.6: Lentes utilizados durante la simulación de la visión emétrope cercana o lejana en un ojo
modelo.
Visión
Poder de refracción
(D)
Signo de la lente
Cercana
Lejana
 ANOMALÍAS ÓPTICAS:
Hipermetropía:
1. Debe colocar el lente que funciona como el cristalino para visión cercana.
2. Coloque la retina en la ranura anterior y formará un ojo hipermétrope.
3. Analice que lente es necesario para corregir la imagen (según las condiciones
experimentales) y lograr que se vea más nítida Por ningún motivo debe ir probando los lentes
hasta que alguno funcione.
4. Corrija el defecto colocando la lente en frente de la córnea donde irían los anteojos, en caso
de que el lente no corrija el defecto, debe volver al punto 3.
5. Reporte el poder de refracción y el signo de la lente que corrige el defecto.
Miopía:
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1. Debe colocar el lente que funciona como el cristalino para visión cercana.
2. Coloque la retina en la ranura posterior y formará un ojo miope.
3. Analice que lente es necesario para corregir la imagen (según las condiciones
experimentales) y lograr que se vea más nítida Por ningún motivo debe ir probando los lentes
hasta que alguno funcione.
4. Corrija el defecto colocando la lente en frente de la córnea donde irían los anteojos, en caso
de que el lente no corrija el defecto, debe volver al punto 3.
5. Reporte el poder de refracción y el signo de la lente que corrige el defecto.
Astigmatismo:
1. Debe colocar el lente que funciona como el cristalino para visión cercana.
2. Coloque el lente en posición para visión emétrope cercana.
3. Coloque la retina en la ranura central de visión emétrope y un lente cilíndrico de -5,50 D en
frente del cristalino y detrás de la córnea, dentro del agua.
4. Analice que lente es necesario para corregir la imagen (según las condiciones
experimentales) y lograr que se vea más nítida. Por ningún motivo debe ir probando los
lentes hasta que alguno funcione.
5. Corrija el defecto colocando la lente en frente de la córnea donde irían los anteojos y rote el
eje del lente lo que sea necesario para corregir el defecto., en caso de que el lente no corrija
el defecto, debe volver al punto 4.
6. Reporte el poder de refracción y el signo de la lente que corrige el defecto.
Remoción del cristalino:
1. No debe colocar lente alguno en la posición del cristalino (remoción del cristalino).
2. Coloque la retina en la ranura central para formar un ojo emétrope.
3. Analice que lente o combinación de lentes es necesario para corregir la imagen (según las
condiciones experimentales) y lograr que se vea más nítida. Por ningún motivo debe ir
probando los lentes hasta que alguno funcione.
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4. Corrija el defecto colocando la lente o los lentes en frente de la córnea donde irían los
anteojos, en caso de que el lente no corrija el defecto, debe volver al punto 3.
5. Reporte el poder de refracción y el signo de la lente que corrige el defecto.
RESULTADOS:
Cuadro 9.7: Lentes utilizados para corregir las anomalías ópticas de hipermetropía, miopía,
astigmatismo o remoción del cristalino simuladas en el ojo modelo.
Poder de refracción
Anomalía óptica
Signo de la lente
(D)
Hipermetropía
Miopía
Astigmatismo
Remoción del
cristalino
 AGUDEZA VISUAL:
1. Determine la agudeza visual de cada ojo por separado y luego la de ambos ojos
simultáneamente, si el sujeto utiliza anteojos debe realizar todas las determinaciones sin
anteojos, en caso de que el sujeto utilice lentes de contacto, estos NO deben ser retirados.
2. El sujeto se coloca de tal forma que los ojos queden a una distancia de 20 pies (6,10m) del
diagrama de Snellen.
3. La valoración inicia desde la línea con las Figuras más grandes hasta las más pequeñas.
4. Un compañero va señalando las figuras, alternándolas dentro de la misma línea, si el sujeto
dice correctamente todos los símbolos se procede con la siguiente línea.
5. Con una figura que se equivoque o que no distinga dentro de la línea, termina la exploración
y la calificación será la de la línea inmediatamente anterior.
6. El valor de la agudeza visual aparece en el margen izquierdo de la tabla, al lado de la línea de
figuras correspondientes.
7. Reporte la agudeza visual.
RESULTADOS:
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Cuadro 9.7: Agudeza visual de los sujetos experimentales determinada con las tablas de Snellen.
Agudeza visual
Sujeto
Ojo
Ojo
Ambos
Derecho
Izquierdo
ojos
1
2
3
4
5
6
 CEGUERA A LOS COLORES, USO DE LAS TABLAS DE ISHIHARA:
1. El profesor tutor se encarga de realizar la valoración. Para esta sección tomará en cuenta un
sujeto masculino por mesa. No toque los grabados con los dedos. Al volver la página hágalo
por el borde de las páginas de las láminas. Use un pincel como señalador.
2. Las láminas de demostración (las cuatro primeras) no se califican, se utilizan solamente para
explicar el procedimiento de examen al sujeto. A partir de la primera página se le pregunta
al sujeto cuantos signos ve y cuáles son esos signos, trazándolos con un pincel de ser
necesario.
3. Anote el resultado en la hoja anexa. Haga lo mismo con el resto de los grabados.
4. Si el estudio de las seis primeras láminas es normal, no es necesario continuar adelante, pues
el sujeto tiene una visión de los colores normal.
5. En caso de que se encuentre con un sujeto que tenga defecto de la visión se debe continuar
la prueba para clasificar el defecto.
 DETERMINACIÓN DEL PUNTO CIEGO:
1. Se deben examinar los dos ojos por aparte, para valorar el ojo izquierdo, cierre el ojo derecho.
2. Coloque la cruz negra directamente enfrente del ojo izquierdo a unos 50 cm, la hoja se debe
colocar de tal forma que el punto quede lateral a la cara del sujeto.
3. El sujeto debe fijar la mirada del ojo izquierdo sobre la cruz y mantener el ojo derecho
cerrado.
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4. Acerque lentamente el papel hasta que el sujeto deje de percibir el punto, lo cual sucede
porque la imagen del punto cae sobre el punto ciego del ojo. Si continúa acercando el papel
el punto negro se percibe de nuevo.
5. Repita los pasos del 1 al 5 para examinar el ojo derecho.
6. Repita todo el experimento, pero empleando la lámina con las líneas íntegras y la del centro
interrumpida.
7. Acerque, igual que en el punto anterior, la imagen hasta que las líneas se vean continuas, y
luego vuelva a aparecer la discontinuidad.
 DETERMINACIÓN DEL PUNTO CERCANO:
1. Coloque la regla graduada y numerada frente al sujeto a nivel de los ojos.
2. Aproxime una regla al compañero y solicite que indique el momento en que deje de ver
nítidamente los números impresos, no debe esperar que se vea completamente borroso,
sino que debe indicar el momento en que empiezan a verse borrosos los números.
3. Mida con otra regla la distancia entre los ojos y la regla que se utilizó para realizar la
valoración.
4. Reporte la distancia.
Cuadro 9.8: Distancia del punto cercano y edad de los sujetos experimentales.
Edad
Distancia
Sujeto
(años)
(cm)
1
2
3
4
5
6
 PERIMETRÍA:
1. Esta prueba será realizada por un miembro de la mesa, uno de los profesores será el
experimentador.
2. Se realiza el registro en el papel del perímetro para el ojo derecho (Fig. 9.3)
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Fig. 9.3. Hoja para el registro de la perimetría con el ojo derecho.
Perimetría acromática:
1. Instale el perímetro visual y coloque al sujeto de manera que su ojo derecho coincida con el
punto de observación del instrumento. Indique al sujeto que debe cerrar el ojo izquierdo.
2. El sujeto experimental debe mantener la mirada fija hacia el frente mientras se realiza toda
la valoración de la perimetría.
3. El experimentador moviliza el punto de referencia a lo largo del arco del perímetro, mientras
el sujeto experimental observa cuidadosamente, y debe indicar el momento en que es capaz
de percibir el punto.
4. En este caso no es necesario que sea capaz de determinar el color, solo la forma del punto,
debe comprobar las observaciones moviendo el punto hacia afuera y adentro varias veces.
5. Repita la observación para evitar errores y anote en el esquema adjunto el valor obtenido.
6. Desplace 30o el perímetro y repita la medición y así sucesivamente, hasta completar el
círculo.
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Perimetría cromática:
1. Repita todo el procedimiento anterior pero esta vez utilice un puntero de color.
2. Indíquele al sujeto que debe identificar correctamente el punto y el color.
3. Realice la comprobación cada 30o.
4. Para cada nueva posición cambie el color del puntero de forma aleatoria.
GUIA DE ESTUDIO:
1. Describa el arcoreflejo de cada uno de los reflejos valorados.
2. Realice una correlación entre el poder de refracción de lente utilizado para visión cercana y
visión lejana con el fenómeno de acomodación en el ojo.
3. Explique los cambios que se observaron en la imagen formada en la retina al colocar el iris
en cuanto a nitidez e intensidad de la luz.
4. Explique los fundamentos ópticos que explican la corrección de los lentes utilizados para la
corrección de los trastornos de la refracción (miopía, hipermetropía y astigmatismo).
5. Explique desde el punto de vista óptico la diferencia en el poder de refracción del lente
utilizado para corregir la remoción del cristalino al colocarlo en la posición de los lentes con
el poder de refracción del lente utilizado como cristalino.
6. Explique el fundamento fisiológico de la visión a colores y sus posibles anomalías.
7. Indique la razón por la cual existe el punto ciego.
8. Explique las diferencias entre la perimetría acromática y cromática.
REFERENCIAS:
1. Davies R. Bedside neuro-otological examination and interpretation of commonly used
investigations. Journal of Neurology, Neurosurgery and Psychiatry. 2004; 75: 32-44.
2. Lance J. The Babinski sign. Journal of Neurology, Neurosurgery, and Psychiatry. 2002; 73:
360-362.
161 | P á g i n a
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3. Van Gijn J. The Babinski sign. Practical Neurology. 2002; 2: 42-44.
4. Friedburg C, Thomas M, Lamb T. Time course of the flash response of dark- and lightadapted human rod photoreceptors derived from the electroretinogram. The Journal of
Physiology. 2001; 534: 217-242.
5. Saborío L, Monge SL, Ramírez AC, Tencio JA, Brenes O. Trastornos de la mirada relacionados
con el vértigo: Mecanismos fisiológicos del nistagmo vestíbulo-ocular y optocinético.
Revista médica de la Universidad de Costa Rica. 2016; 10(1).
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❿ ÍNDICE GLICÉMICO DE LOS ALIMENTOS
OBJETIVOS:
1. Aprender una técnica para la determinación de la glicemia.
2. Hacer las mediciones pertinentes para realizar la curva de tolerancia a la glucosa y calcular el
índice glicémico de diferentes alimentos.
3. Observar la diferencia en la absorción de la glucosa, dependiendo del alimento del que
provenga.
4. Comparar la capacidad de absorción de glucosa y su asimilación en el organismo.
CONCEPTOS CLAVE:
·
·
·
·
·
Glicemia.
Curva de tolerancia a los carbohidratos.
Índice glicémico.
Carga glicémica.
Determinantes de la glicemia postprandial a nivel de tracto gastrointestinal considerando las
características del alimento y hormonas involucradas, entre otros).
INTRODUCCIÓN:
La glucosa es una de las principales fuentes de energía del organismo. Se requiere un
suministro constante de glucosa como fuente de energía en especial para el sistema nervioso central
y los eritrocitos. Por debajo de una concentración crítica de glucosa sanguínea, hay disfunción
cerebral, que en situaciones de hipoglicemia profunda puede conducir al estado de "coma" y a la
muerte. Además, la glucosa es la única fuente de energía para el músculo esquelético en condiciones
anaerobias.
La concentración de la glucosa en la sangre (glicemia) en condiciones normales, es en
promedio de 90 mg/100 ml de sangre, siendo regulada dicha concentración por la función de dos
hormonas secretadas por el páncreas: la insulina y glucagón. Esta forma de regulación opera por
medio de un sistema de retroalimentación negativa.
La glicemia está determinada por factores como: ingesta, velocidad de entrada a las células
y actividad glucostática del hígado.
La ingesta es un factor que puede ser manipulado externamente según se desee, para
observar variaciones en la glicemia. Si se somete a ayuno a un individuo, se produce una baja en la
glicemia, si se suministra glucosa, se eleva bruscamente la glicemia, para normalizarse en forma
163 | P á g i n a
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progresiva conforme pasa el tiempo. Los valores que se obtienen en cada medición conforman lo
que se conoce como Curva de tolerancia a la glucosa.
Las elevaciones en la glicemia varían también según el contenido de carbohidratos de los
alimentos ingeridos. Si se realiza una medición después de que la persona come distintos alimentos,
en cantidades equivalentes a la dosis de glucosa, se obtienen valores que conforman lo que se llama
Índice glicémico. Este índice resulta de utilidad para determinar el efecto de los alimentos de
diferente origen, sobre la homeostasia de glucosa en el organismo.
MATERIALES:
·
·
·
·
·
·
Glucosa 50 g.
Alimentos variados en cantidades equivalentes a la dosis de glucosa (50g) como ejemplo:
banano, cereal, galletas, chocolate. Calcular la cantidad de manera que la persona ingiera 50
g de carbohidratos absorbibles (sin tomar en cuenta la fibra). Para esto se utiliza la
información nutricional de los alimentos que se encuentra en las etiquetas de los mismos o
utilizando una tabla de composición de alimentos.
5 lancetas.
1 glucómetro.
5 tiras reactivas para determinación de la glicemia.
5 torundas de algodón con alcohol.
PROCEDIMIENTO:
 USO DEL GLUCÓMETRO:
1. Limpie cuidadosamente el dedo con un algodón con alcohol, (debe esperar a que se seque).
2. Inserte la tira reactiva en el glucómetro y observe la pantalla, espere a que solicite la
colocación de la gota de sangre como se muestra en la Fig. 10.1.
3. Con una lanceta pinche el pulpejo del dedo en la mitad de la distancia entre la línea central
y la línea lateral, (una vez utilizada la lanceta debe descartarla en el depósito de objetos
punzo cortantes).
4. Limpie la primera gota con un algodón seco y descártelo en el basurero de desechos
biológicos o infecciosos (de bolsa roja).
5. Con la mano del sujeto experimental hacia abajo forme una gota grande, puede masajear el
dedo desde la base hasta la punta para favorecer la formación de dicha gota.
6. Acerque la gota a la apertura lateral de la tira reactiva como se muestra en la Fig. 10.1, deje
que entre al espacio de reacción de la tira del glucómetro por capilaridad asegurándose que
cubra completamente el punto de reacción.
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7. Espere a que se produzca el análisis en el glucómetro, en la pantalla se presenta la glicemia
en la muestra como se observa en la Fig. 10.1.
Fig. 10.1. Esquema de la utilización del glucómetro, lea el texto para más detalles.
 CÁLCULO DEL ÁREA BAJO LA CURVA (PARA LA DETERMINACIÓN DEL ÍNDICE
GLICÉMICO):
1. Para determinar el índice glicémico de los alimentos es necesario calcular el área bajo la curva
de las glicemias obtenidas tras la ingesta de un alimento.
2. Para calcular el área bajo la curva existen diferentes técnicas, en este caso se va a explicar la
técnica del punto medio, modificada para la determinación del índice glicémico, ya que en
este cálculo no se utiliza el área total, se utiliza el área que se encuentra por encima de la
línea de la glicemia en ayunas.
3. A continuación se encuentra en ejemplo del procedimiento para el cálculo del área bajo la
curva de un gráfico de glicemias obtenidas en el laboratorio:
165 | P á g i n a
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A
B
C
D
Fig. 10.2. Procedimiento para la determinación del área bajo la curva
4. Procedimiento para el cálculo del área bajo la curva:
a. Una vez determinados los valores de la curva de glicemia elabore un gráfico de
glicemia en función del tiempo (Fig. 10.2A).
b. Trace cuatro líneas verticales para dividir la curva de glicemias en 4 segmentos de 30
minutos con respecto al eje x (Fig. 10.2B). Estos segmentos serán analizados por
separados para determinar el área bajo la curva.
c. Trace una línea horizontal a nivel de la glicemia obtenida en ayunas en el ejemplo la
glicemia en ayunas es de 85 mg/dl. Para determinar el área bajo la curva se debe
utilizar el área que se encuentra por arriba de la línea de la glicemia en ayunas, el área
por debajo de esta línea se ignora (Fig. 10.2C).
d. Note que se definen 4 áreas: A, B, C y D.
e. Para determinar el área de cada segmento utilice la siguiente fórmula:
𝐺1 (𝑚𝑔⁄𝑑𝑙 ) + 𝐺2 (𝑚𝑔⁄𝑑𝑙 )
𝐴𝑆 (𝑚𝑔 × 𝑚𝑖𝑛⁄𝑑𝑙 ) = ((
) − 𝐺𝐴 (𝑚𝑔⁄𝑑𝑙 )) × 𝑇(𝑚𝑖𝑛)
2
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Donde AS: área bajo la curva de un segmento para la determinación del índice glicémico, G 1:
glicemia inicial para ese segmento (A, B, C o D), G 2: glicemia final para ese segmento (A, B, C o D),
GA: glicemia en ayunas, T: tiempo.
f. Luego sume las áreas que calculó y con esto se obtiene el área bajo la curva.
g. El cálculo del área para el ejemplo se realiza de la siguiente forma:
85(𝑚𝑔⁄𝑑𝑙 ) + 95(𝑚𝑔⁄𝑑𝑙 )
𝐴𝐴 (𝑚𝑔 × 𝑚𝑖𝑛⁄𝑑𝑙 ) = ((
) − 85(𝑚𝑔⁄𝑑𝑙 )) × 30(𝑚𝑖𝑛)
2
= 150 (𝑚𝑔 × 𝑚𝑖𝑛⁄𝑑𝑙 )
95(𝑚𝑔⁄𝑑𝑙 ) + 120(𝑚𝑔⁄𝑑𝑙 )
𝐴𝐵 (𝑚𝑔 × 𝑚𝑖𝑛⁄𝑑𝑙 ) = ((
) − 85(𝑚𝑔⁄𝑑𝑙 )) × 30(𝑚𝑖𝑛)
2
= 675 (𝑚𝑔 × 𝑚𝑖𝑛⁄𝑑𝑙 )
h. Observe el segmento C del ejemplo (Fig. 10.2D), la línea del gráfico de glicemias corta
a la línea que se trazó a nivel de la glicemia en ayunas, antes de que transcurrieran
los 30 minutos por lo tanto no se debe utilizar 30 en el tiempo, se debe calcular el
nuevo tiempo utilizando la siguiente relación
𝐷𝑇 (𝑐𝑚): 𝑇𝑇 (𝑚𝑖𝑛) ∷ 𝐷𝑂 (𝑐𝑚): 𝑇𝑁 (𝑚𝑖𝑛)
𝑇𝑁 (𝑚𝑖𝑛) =
𝑇𝑇 (𝑚𝑖𝑛) × 𝐷𝑂 (𝑐𝑚)
𝐷𝑇 (𝑐𝑚)
Donde DT: distancia total entre las líneas de los segmentos, T T: tiempo total que dura un
segmento, DO: distancia observada entre el inicio del segmento y el corte de la línea del gráfico con
la línea a nivel de la glicemia en ayunas, TN nuevo tiempo para utilizar en la fórmula.
i.
Por lo tanto el tiempo que se debe utilizar en la fórmula para el cálculo del área C es
el siguiente:
30 𝑚𝑖𝑛 × 1,2 𝑐𝑚
1,5 𝑐𝑚
= 24 𝑚𝑖𝑛
𝑇𝑁 (𝑚𝑖𝑛) =
j.
Y el área C se calcula de la siguiente manera:
120(𝑚𝑔⁄𝑑𝑙 ) + 85(𝑚𝑔⁄𝑑𝑙 )
𝐴𝐶 (𝑚𝑔 × 𝑚𝑖𝑛⁄𝑑𝑙 ) = ((
) − 85(𝑚𝑔⁄𝑑𝑙 )) × 24(𝑚𝑖𝑛)
2
= 420 (𝑚𝑔 × 𝑚𝑖𝑛⁄𝑑𝑙 )
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k. Observe que en el segmento D el área se encuentra por debajo de la línea que se trazó
a nivel de la glicemia en ayunas por lo tanto no se considera a la hora de realizar el
cálculo para el área bajo la curva que se utiliza para determinar el índice glicémico.
l. El área total se calcula sumando las 4 áreas A, B, C y D, en nuestro ejemplo sería 1245
mg*min/dl :).
 PROCEDIMIENTO EXPERIMENTAL:
Curva de tolerancia a la glucosa:
1. Los sujetos experimentales, deben haber estado en ayunas por un lapso aproximado de seis
horas, lo único que pueden ingerir en dicho lapso de tiempo es agua.
2. Proceda de acuerdo con las instrucciones de utilización del glucómetro para determinación
de las glicemias.
3. Determine la glicemia en ayunas.
4. Indique al sujeto experimental que ingiera la preparación de glucosa (50 g disueltos en 300
ml de agua) lo más rápido que le sea posible, no debe sobrepasar los 10 minutos.
5. Determine las glicemias cada treinta minutos por dos horas (son 5 determinaciones, 1 en
ayunas y 4 posterior a la ingesta de la glucosa) reporte los datos.
6. Realice un gráfico de glicemia en función del tiempo y utilice estos datos para calcular el área
bajo la curva de la glicemia
7. Recuerde que el tiempo para determinar las glicemias inicia cuando el sujeto inicia la ingesta
de la glucosa.
RESULTADOS:
Cuadro 10.1: Glicemia en condiciones de ayuno y posterior a la ingesta de 50 g de glucosa,
determinada cada 30 minutos por un periodo de observación de 2 horas.
Glicemia (mg/dl)
Sujeto
Postingesta de la solución glucosada
Ayuno
30 minutos 60 minutos 90 minutos 120 minutos
1
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Índice glicémico de los alimentos:
1. Los sujetos experimentales, deben haber estado en ayunas por un tiempo aproximado de
seis horas, lo único que pueden ingerir en dicho lapso de tiempo es agua.
2. Proceda de acuerdo con las instrucciones de utilización del glucómetro para determinación
de las glicemias.
3. Determine la glicemia en ayunas.
4. Indique al sujeto experimental que ingiera el alimento experimental asignado (debe ingerir
una cantidad que aporte 50g de carbohidratos absorbibles) lo más rápido que le sea posible,
no debe sobrepasar los 10 minutos.
5. Determine las glicemias cada treinta minutos por dos horas (son 5 determinaciones, 1 en
ayunas y 4 posprandiales), reporte los datos.
6. Recuerde que el tiempo para determinar las glicemias inicia cuando el sujeto inicia la ingesta
del alimento.
8. Realice un gráfico de glicemia en función del tiempo y utilice estos datos para calcular el área
bajo la curva de la glicemia
7. Una vez que determino el área bajo la curva de las glicemias calcule el índice glicémico de los
alimentos experimentales, con la siguiente fórmula:
𝐼𝐺𝑎𝑙𝑖𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜 =
𝐴𝐵𝐶𝑎𝑙𝑖𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜 (𝑚𝑔 × 𝑚𝑖𝑛⁄𝑑𝑙 )
× 100
𝐴𝐵𝐶𝑔𝑙𝑢𝑐𝑜𝑠𝑎 (𝑚𝑔 × 𝑚𝑖𝑛⁄𝑑𝑙 )
Donde IGalimento: índice glicémico del alimento, ABCalimento: área bajo la curva de las glicemias
obtenidas posterior a la ingesta del alimento, ABC glucosa: área bajo la curva de la curva de tolerancia
a la glucosa.
8. Con el dato de índice glicémico y la composición del alimento determine la carga glicémica
utilizando la siguiente fórmula:
𝐶𝐺𝑎𝑙𝑖𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜 =
𝐼𝐺𝑎𝑙𝑖𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜
× 𝐶𝐶𝑎𝑙𝑖𝑚𝑒𝑛𝑡𝑜 (𝑔)
100
Donde CGalimento: carga glicémica del alimento, IGalimento: índice glicémico del alimento,
CCalimento: contenido total de carbohidratos absorbibles del alimento consumido por porción usual.
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RESULTADOS:
Cuadro 10.2: Glicemia en condiciones de ayuno y posterior a la ingesta de alimento experimental
equivalente a la dosis de 50 g de carbohidratos absorbibles, determinada cada 30 minutos por un
periodo de observación de 2 horas.
Glicemia (mg/dl)
Alimento
Sujeto
Posprandial
ingerido
Ayuno
30 minutos 60 minutos 90 minutos 120 minutos
1
2
3
4
5
6
Cuadro 10.3: Masa de los componentes del alimento (banano, cereal, chocolate o galleta) ingeridos
al consumir una cantidad de alimento que aporte una carga de 50g de carbohidratos absorbibles.
Alimento
Componente
Banano
Cereal
Chocolate
Galletas
Porción (g)
Carbohidratos absorbibles (g)
50
50
50
50
Grasa (g)
Fibra (g)
Proteína (g)
Sodio (mg)
Potasio (mg)
Cuadro 10.4: Índice glicémico teórico y obtenido y carga glicémica de los diferentes alimentos
consumidos en el laboratorio.
Carga glicémica
Alimento
IG teórico
IG obtenido
(g)
Banano
Cereal
Chocolate
Galletas
170 | P á g i n a
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GUIA DE ESTUDIO
1. Analice el comportamiento de las curvas de glicemia obtenidas en el laboratorio.
2. Investigue como influyen los componentes de los alimentos enumerados en el cuadro 13.3
en la digestión, la absorción y el almacenamiento de los carbohidratos y los mecanismos
involucrados.
3. Compare el índice glicémico de los alimentos y la participación de los diferentes
componentes de los alimentos en estas diferencias.
REFERENCIAS:
1. Levy J, et al. Discrimination, adjusted correlation, and equivalence of imprecise tests:
application to glucose tolerance. AJP- Endo. 1999; 276: 365-375.
2. Wolever T, et al. The glycemic index: methodology and clinical implications. Am J Clin Nutr.
1991; 54: 846-854.
3. Breda E, et al. Insulin release in impaired glucose tolerance oral minimal model predicts
normal sensitivity to glucose but defective response times. Diabetes. 2002; 51 (1): S227–
S233.
4. Monro J. Redefining the glycemic index for dietary management of postprandial glicemia.
J. Nutr. 2003; 133: 4256–4258.
5. Ludwig D. The glycemic index. JAMA. 2002; 287: 2414-2423.
6. Brand-Miller J, et al. Physiological validation of the concept of glycemic load in lean young
adults. J Nutr. 2003; 133: 2695–2696.
7. Daly M. Sugars, insulin sensitivity, and the postprandial state. Am J Clin Nutr. 2003; 78:
865S–872S.
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⓫ METABOLISMO BASAL Y ENERGÉTICO
OBJETIVOS:
1. Aprender a calcular el consumo de oxígeno mediante un sistema de circuito cerrado y
abierto.
2. Determinar el costo energético del metabolismo a partir del consumo de oxígeno.
3. Determinar el consumo de oxígeno y la tasa metabólica en un sujeto experimental en
condiciones lo más aproximadas a las basales y durante el ejercicio.
4. Calcular el aumento del metabolismo basal por la acción del ejercicio y determinar el índice
metabólico o MET.
CONCEPTOS CLAVE:
·
·
·
·
·
·
·
·
·
Metabolismo.
Calorías (concepto y medición directa e indirecta).
Metabolismo basal.
Metabolismo de reposo.
Metabolismo energético durante el ejercicio.
Concepto de índice metabólico o MET.
Frecuencia cardiaca máxima.
Equivalente calórico del oxígeno.
Distribución del gasto energético corporal diario.
INTRODUCCIÓN:
El mantenimiento de la homeostasis requiere consumo de energía. Los tejidos del organismo
obtienen energía a partir del ATP. A su vez, el ATP proviene de la degradación de la glucosa, de los
ácidos grasos, de los cuerpos cetónicos, de los aminoácidos y otras fuentes energéticas. La
degradación de los alimentos produce la liberación de energía que se mide en calorías o kilocalorías.
La caloría representa la cantidad de calor necesaria para elevar la temperatura de 1 ml de agua de
14,5oC a 15,5oC.
El equivalente calórico del oxígeno representa la cantidad de energía (kcal) que libera el
metabolismo de las fuentes energéticas nutricionales en presencia de 1 litro de oxígeno. Para la
glucosa es de 5.01 kcal/l O2, para las grasas 4.7 kcal/l O2 y para las proteínas 4.6 kcal/l O 2. Para una
persona con una dieta mixta occidental, el equivalente calórico del oxígeno tiene un valor de 4.825
kcal/l O2 consumido.
172 | P á g i n a
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El metabolismo representa la totalidad de las reacciones químicas que ocurren en el
organismo en un momento dado y depende de las condiciones fisiológicas que se evalúen. La tasa
metabólica se expresa como la energía total liberada durante esas reacciones químicas a lo largo del
tiempo. Se puede medir directamente por el calor total que genera el cuerpo o indirectamente con
el consumo de oxígeno, el cual se multiplica por el equivalente calórico:
𝑇𝑀 (𝑘𝑐𝑎𝑙 ⁄𝑚𝑖𝑛) = 𝑉̇ 𝑂2 (𝑙 𝑂2 ⁄𝑚𝑖𝑛) × 4,825 𝑘𝑐𝑎𝑙 ⁄𝑙 𝑂2
Donde TM: tasa metabólica y ⩒O2: consumo de oxígeno.
El metabolismo basal es el índice metabólico de una persona despierta, relajada, 12-14 horas
después de comer y a una temperatura ambiente confortable, en condiciones de reposo físico y
mental. El índice metabólico aumenta después de comer o hacer ejercicio. El consumo energético
diario de una persona adulta varía entre 1300 y 5000 kcal.
Entre los factores fisiológicos puede generar variaciones en la tasa metabólica se encuentran la edad,
el sexo, la superficie corporal y hormonas que modifican la tasa del metabolismo. Las condiciones
basales para la determinación del metabolismo basal son:
1. Completo reposo físico de por lo menos 8 horas de duración.
2. Reposo mental (ausencia de estrés).
3. Ayuno de 12 a 15 horas (no mucho más, ni menos), en el laboratorio, debemos usar menos
horas.
4. Temperatura ambiental agradable que garantice la neutralidad térmica y en un lugar
confortable.
5. Ausencia de estados febriles.
Para calcular el gasto metabólico (tasa metabólica) utilizaremos la medición del consumo de
oxígeno y llevado el volumen a condiciones de presión y temperatura normales, se multiplican los
litros de oxígeno consumidos por el equivalente calórico de oxígeno (4,825 kilocaloría/litro).
MATERIALES:
·
Sistema de circuito cerrado: respirómetro:
· Respirómetro en circuito cerrado.
· Oxígeno para el respirómetro.
· Boquilla de respirómetro para cada sujeto.
· Prensa de nariz para cada sujeto.
·
Sistema de circuito abierto: Unidad de adquisición de datos BIOPAC MP35:
· Sistema de análisis de gases (GASSys2-EA o -EB).
· Transductor de flujo de aire BIOPAC (SS11LA).
· Jeringa de calibración del transductor de flujo (AFT26 o AFT6).
· Válvula en T - BIOPAC (AFT22).
· Acople - BIOPAC (2xAFT11C).
· Pieza bucal desechable (AFT2).
· Filtro bacteriológico desechable (AFT1).
173 | P á g i n a
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·
Sistema para la medición de la composición corporal:
· Analizador de composición corporal (TANITA BC-418).
·
Equipo para determinación de los signos vitales:
· Esfigmomanómetro.
· Estetoscopio.
· Termómetro.
· Cronómetro.
·
Equipo para valorar cambios en el metabolismo por ejercicio:
· Cicloergómetro.
MEDICIONES NECESARIAS PARA EL LABORATORIO
·
·
·
·
·
Temperatura ambiental (oC).
Presión atmosférica (mmHg).
Presión de vapor de agua (mmHg).
Peso de la ropa a utilizar durante el laboratorio (kg).
Talla del sujeto experimental (cm).
PREPARACIÓN DEL SUJETO EXPERIMENTAL:
 PRÁCTICA DE LABORATORIO EN LA MAÑANA:
1. El día anterior debe consumir alimentos de la formal usual y consumir la cena normalmente.
2. El día de la práctica de laboratorio no debe ingerir alimentos previo a la práctica, solo puede
consumir un vaso con agua (este equivale a 250 ml).
3. Los sujetos se abstendrán de consumir cualquier alimento hasta después de la práctica y
deberán portar ropa cómoda para la realización de ejercicio y camisa con manga corta que
facilite la medición de la presión arterial.
 PRÁCTICA DE LABORATORIO EN LA TARDE:
1. El día anterior debe consumir alimentos de la formal usual y consumir la cena normalmente.
2. El día de la práctica de laboratorio deben ingerir un desayuno liviano con una bebida caliente
y pan (máximo 2 tostadas), en el desayuno deben consumir un mínimo de grasa y proteínas.
174 | P á g i n a
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3. Los sujetos se abstendrán de consumir cualquier alimento hasta después de la práctica y
deberán portar ropa cómoda para la realización de ejercicio y camisa con manga corta que
facilite la medición de la presión arterial.
 DURANTE EL LABORATORIO:
1. Los sujetos experimentales deben llegar 1 hora antes del inicio del laboratorio para realizar
las mediciones previas al laboratorio y para descansar el tiempo requerido previo a las
mediciones basales.
2. El profesor tutor realizará la medición de la composición corporal de los sujetos, utilizando el
Analizador de Composición Corporal (TANITA BC-418).
3. El sujeto debe retirarse todo objeto metálico que porte y no se deben utilizar transmisores
como el teléfono celular durante el análisis, antes de realizar las mediciones, el sujeto debe
haber vaciado su vejiga e intestinos.
4. Durante la determinación del porcentaje de grasa corporal el sujeto debe colocar los brazos
rectos y relajados a ambos lados, pero sin hacer contacto con el cuerpo, las piernas tampoco
deben hacer contacto entre ellas. Los pies deben estar en contacto con las placas metálicas
de la tanita.
5. Siga las instrucciones del profesor tutor.
6. Después de determinar la composición corporal del sujeto experimental, el sujeto se debe
colocar en decúbito supino sobre la mesa de laboratorio.
7. Debe encontrarse en una posición confortable para lo cual puede utilizar una almohada y
una manta para cobijarse en caso de que haga frío.
8. Asegúrese de dejar la hoja que se imprimió en la TANITA a la vista para que el resto de
compañeros la analicen apenas lleguen.
PARTE 1: Determinación de la tasa metabólica
utilizando el sistema de circuito cerrado
(respirómetro mecánico)
PROCEDIMIENTO:
 DETERMINACIÓN DEL METABOLISMO BASAL:
175 | P á g i n a
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1. El sujeto se mantiene en decúbito supino y relajado, por lo que es de suma importancia que
el resto de compañeros ingresen al laboratorio silenciosamente.
2. Lo primero que deben hacer al llegar es tomar los siguientes signos vitales:
a. Frecuencia cardiaca por el método palpatorio a nivel radial.
b. Presión arterial.
c. Temperatura axilar (Si es de mercurio, debe estar colocado por 3 minutos antes de
realizar la lectura de la temperatura).
d. La frecuencia respiratoria se determinará con el registro del respirómetro o del
sistema de adquisición de datos BIOPAC), por lo que pueden continuar con los
siguientes pasos.
3. Se prepara el respirómetro llenándolo de oxígeno y colocando la boquilla y las mangueras de
forma que permita adaptarlo al paciente, sin que éste tenga que moverse.
4. Coloque la pinza especial en la nariz del paciente, asegurándose de que no haya fugas de aire.
5. Registre el consumo de oxígeno mediante un trazo del respirómetro en un período continuo
y sin alteraciones de 6 minutos de duración, para lo cual debe ajusta la velocidad de avance
del papel del quimógrafo de la siguiente manera:
a. Respirómetro marca Harvard a 25mm/min.
6. Detenga el registro.
② DETERMINACIÓN DEL METABOLISMO DURANTE EL EJERCICIO AERÓBICO
MODERADO:
1. Pida al sujeto que se siente en el cicloergómetro.
2. Para valorar los cambios inducidos por el ejercicio se debe seguir el siguiente protocolo:
a. Ajuste el cicloergómetro de manera adecuada para el sujeto, de tal forma que al
pedalear y extender la pierna aún se observe una leve flexión de rodilla.
b. Inicialmente el sujeto debe realizar un periodo de 3 minutos de calentamiento en el
cicloergómetro.
c. El sujeto debe pedalear con una frecuencia de 50 rpm. Sin detener el pedaleo, ajuste
la carga del cicloergómetro a 0,5 kp. Una vez que la velocidad y la carga se ajustaron
comience a cronometrar el tiempo.
d. Inmediatamente finalizado el tiempo del calentamiento y sin parar el pedaleo
determine la frecuencia cardiaca, por medio del conteo de los latidos en 15 segundos.
Utilice esta frecuencia cardiaca para determinar la carga durante el ejercicio con la
siguiente tabla:
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Tabla 11.1: Carga asignada para la frecuencia cardiaca obtenida
durante el calentamiento.
Frecuencia cardiaca
< 80
80 - 89 90 - 100
> 100
(lat/min)
Carga
2,5
2,0
1,5
1,0
(Kp)
a. Si así lo requiere, el sujeto puede realizar un breve descanso antes de reiniciar el
pedaleo.
b. El sujeto debe pedalear con una frecuencia de 50 rpm. Sin detener el pedaleo, ajuste
la carga del cicloergómetro a la nueva carga (establecido con la tabla anterior). Una
vez que la velocidad y la carga se ajustaron, comience a cronometrar el tiempo.
3. Con la nueva carga el sujeto debe realizar 7 minutos de ejercicio.
4. Al minuto 2 de ejercicio inicie la medición de la temperatura axilar, colocando el termómetro
en la axila con cuidado para que no se resbale.
5. Al minuto 4 inicie la determinación de la presión arterial y la frecuencia cardiaca por el
método palpatorio en la arteria radial realizando el conteo de las pulsaciones en 15 segundos,
(recuerde que la frecuencia respiratoria se determina con el registro de respirometría).
6. Al minuto 5 se inicia el registro con el respirómetro.
7. Se debe realizar un registro de 2 minutos de ejercicio aeróbico moderado. Una vez que ha
terminado el registro (al minuto 7 de ejercicio), el sujeto puede detener el ejercicio.
8. Para detener el ejercicio el sujeto debe bajar la frecuencia de pedaleo de forma paulatina
mientras se quita la carga del cicloergómetro, no detener el ejercicio de forma súbita.
PARTE 2: Determinación de la tasa metabólica
utilizando el sistema de circuito abierto (sistema de
adquisición de datos BIOPAC)
 MONTAJE DEL EQUIPO:
1. Conecte la fuente de poder del módulo de análisis de gases (GASSys2) y encienda el sistema
colocando el interruptor de energía en la posición "ON" (el sistema de análisis de gases
necesita un periodo de calentamiento de 10 minutos).
2. Acople los transductores a la unidad MP36 como se describe en la Fig. 11.1:
177 | P á g i n a
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a. Transductor de flujo aéreo (SS11LA): canal 1 (CH1).
b. Transductor de oxígeno (O2 line): canal 2 (CH2).
c. Transductor de dióxido de carbono (CO2 line): canal 3 (CH3).
Fig. 11.1: Acople de los transductores con el sistema de adquisición de datos
BIOPAC. CH1: Transductor de flujo aéreo (SS11LA), CH2: Transductor de oxígeno
(O2 line), CH3: Transductor de flujo aéreo (CO 2 line).
3. Encienda la unidad MP36.
4. Acople el transductor de flujo aéreo y el sistema de análisis de gases a través de los tubos
adecuados, la pieza bucal debe estar acoplada al filtro bacteriológico respetando el arreglo
que se muestra en la Fig. 11.2.
Fig. 11.2. Montaje final del equipo
178 | P á g i n a
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1. Inicie el programa "BIOPAC STUDENT LAB PRO" en la computadora, el cual se encuentra en
el escritorio.
5. Inicie la lección h29_mp35.gtl (graph template) que se encuentra en el escritorio. El cual
permite determinar el volumen absoluto de oxígeno consumido (litros) en los últimos 60
segundos (archivo > abrir > escritorio > nombre de archivo: h29_mp35.gtl)
 CALIBRACIÓN DEL EQUIPO:
1. El procedimiento de calibración será realizado por el profesor de su mesa de trabajo. Debido a que
es un procedimiento que puede tardar, solicítele ayuda con tiempo.
 ADQUISICIÓN DE DATOS: METABOLISMO BASAL:
1. El sujeto se mantiene en posición decúbito supino de forma cómoda y relajada.
2. Se colocan la boquilla y la pinza de nariz asegurándose que no haya fugas de aire y que el
sujeto sea capaz de realizar un sello adecuado con los labios.
3. Seleccione el botón "Inicio" del programa BIOPAC STUDENT LAB PRO (se encuentra en la
esquina inferior derecha de la ventana).
4. Registre las respiraciones del sujeto por 6 minutos hasta que la cámara del sistema de análisis
de gases (GASSys2-EA) se llene con el aire espirado y el registro se detenga automáticamente.
Se debe obtener un registro similar al que se muestra en la Fig. 11.3.
179 | P á g i n a
DEPARTAMENTO DE FISIOLOGÍA
Fig. 11.3. Registro obtenido con el analizador de gases GASSys2-EA.
④ ADQUISICIÓN DE DATOS: METABOLISMO POSTERIOR AL EJERCICIO AERÓBICO
MODERADO:
1. Una vez registrado el consumo de oxígeno basal el sujeto puede movilizarse libremente (sin
realizar esfuerzos grandes) pero no puede consumir otro alimento.
2. Pida al sujeto que se siente en el cicloergómetro.
3. Para valorar los cambios inducidos por el ejercicio se debe seguir el siguiente protocolo:
a. Ajuste el cicloergómetro de manera adecuada para el sujeto, de tal forma que al
pedalear y extender la pierna aún se observe una leve flexión de rodilla.
b. Inicialmente el sujeto debe realizar un periodo de 3 minutos de calentamiento en el
cicloergómetro.
c. El sujeto debe pedalear con una frecuencia de 50 rpm. Sin detener el pedaleo, ajuste
la carga del cicloergómetro a 0,5 kp. Una vez que la velocidad y la carga se ajustaron
comience a cronometrar el tiempo.
d. Inmediatamente finalizado el tiempo del calentamiento y sin parar el pedaleo
determine la frecuencia cardiaca, por medio del conteo de los latidos en 15 segundos.
Utilice esta frecuencia cardiaca para determinar la carga durante el ejercicio con la
siguiente tabla:
180 | P á g i n a
ESCUELA DE MEDICINA | UCR
Tabla 11.2: Carga asignada para la frecuencia cardiaca obtenida
durante el calentamiento.
Frecuencia cardiaca
< 80
80 - 89 90 - 100
> 100
(lat/min)
Carga
2,5
2,0
1,5
1,0
(Kp)
e. Si así lo requiere el sujeto puede realizar un breve descanso antes de reiniciar el
pedaleo.
f. El sujeto debe pedalear con una frecuencia de 50 rpm y sin detener el pedaleo ajuste
la carga del cicloergómetro a la nueva carga (establecido con la tabla anterior), una
vez que la velocidad y la carga se ajustaron comience a cronometrar el tiempo.
4. Con la nueva carga el sujeto debe realizar 8 minutos de ejercicio.
5. Al minuto 2 de ejercicio inicie la toma de la temperatura colocando el termómetro en la axila.
6. Al minuto 4 inicie la determinación de la presión arterial y la frecuencia cardiaca, por medio
del método palpatorio en la arteria radial realizando el conteo de las pulsaciones en 15
segundos, (la frecuencia respiratoria se determina con el registro del sistema de adquisición
de datos).
7. Al minuto 5 se inicia el registro con el sistema de análisis BIOPAC.
8. Seleccione el botón "Inicio" del programa BIOPAC STUDENT LAB PRO (se encuentra en la
esquina inferior derecha de la ventana).
9. Se registran las respiraciones del sujeto por 3 minutos hasta que la cámara del sistema de
análisis de gases (GASSys2-EA) se llena con el aire espirado. Se debe obtener un registro
similar al que se muestra en la Fig. 11.3.
10. Seleccione el botón “Parar” del programa BIOPAC STUDENT LAB PRO (se encuentra en la
esquina inferior derecha de la ventana) a los tres minutos de ejercicio aeróbico moderado.
Debe verificar que se estabilizó la curva de consumo de oxígeno en el canal C3.
11. Se debe realizar el registro de 3 minutos de ejercicio aeróbico moderado. Una vez que ha
terminado el registro (al minuto 8 de ejercicio) el sujeto puede detener el ejercicio.
12. Para detener el ejercicio el sujeto debe bajar la frecuencia de pedaleo de forma paulatina
mientras se disminuye la carga del cicloergómetro. No se debe detener el ejercicio de forma
súbita.
ANÁLISIS DE DATOS
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DEPARTAMENTO DE FISIOLOGÍA
 OBTENCIÓN DE LOS DATOS:
1. Establezca los valores de medición de la siguiente forma, como se ilustra en la Fig. 11.3:
a. CH1 (flujo aéreo): área.
b. CH2 (O2 espirado): media.
c. CH44 (⩒O2): media.
2. Seleccione la herramienta Cursor I que se encuentra en la esquina inferior derecha de la
pantalla.
3. Seleccione los últimos 60 segundos del registro (asegúrese de seleccionar una porción del
registro en el cual el consumo de oxígeno se encuentre estable).
4. Determine el consumo de oxígeno (⩒O2) medio en litros/min.
PARTE 3: Análisis del consumo de oxígeno
 CÁLCULOS:
Uso del respirómetro mecánico:
1. Trace la línea de mejor ajuste en la porción inferior del período registrado. Determine el
volumen de oxígeno consumido durante el registro. Mida la diferencia de volumen entre el
inicio y el final del registro.
Uso del sistema de adquisición de datos BIOPAC:
1. Utilice el valor reportado en el CH44 de consumo de oxígeno.
Fórmulas:
1. Calcule el volumen que se hubiera consumido en una hora según la proporción adecuada.
2. Corrija el volumen de oxígeno consumido (⩒O2) a temperatura y presión normales con la
siguiente fórmula:
𝑉̇ 𝑂2𝑆𝑇𝑃𝐷 (𝑙 ⁄ℎ) = 𝑉̇ 𝑂2𝑂 (𝑙 ⁄ℎ) ×
182 | P á g i n a
(𝑃𝐴𝑇𝑀 (𝑚𝑚𝐻𝑔) − 𝑃𝐻2 𝑂 (𝑚𝑚𝐻𝑔))
273°𝐾
×
760𝑚𝑚𝐻𝑔
(273°𝐾 + 𝑇𝑂 (°𝐶 ))
ESCUELA DE MEDICINA | UCR
Donde ⩒O2STPD: consumo de oxígeno a temperatura y presión estándar y condiciones secas
(STPD), ⩒O2O: consumo de oxígeno observado, TO: temperatura ambiental registrada, PATM: presión
atmosférica registrada y PH2O: presión de vapor de agua. Normalmente estos datos se anotan en la
pizarra acrílica localizada a un costado del laboratorio.
3. Determine el consumo de oxígeno por minuto en mL con la siguiente fórmula:
𝑉̇ 𝑂2𝑆𝑇𝑃𝐷 (𝑚𝑙 ⁄𝑚𝑖𝑛) =
𝑉̇ 𝑂2𝑆𝑇𝑃𝐷 (𝑙 ⁄ℎ) × 1000𝑚𝑙
60𝑚𝑖𝑛
Donde ⩒O2STPD: consumo de oxígeno a temperatura y presión estándar y condiciones secas.
4. Determine las kilocalorías liberadas en una hora con la siguiente fórmula:
𝑘𝑖𝑙𝑜𝑐𝑎𝑙𝑜𝑟𝑖𝑎𝑠 𝑙𝑖𝑏𝑒𝑟𝑎𝑑𝑎𝑠 𝑒𝑛 𝑢𝑛𝑎 ℎ𝑜𝑟𝑎 (𝑘𝑐𝑎𝑙 ⁄ℎ) = 𝑉̇ 𝑂2𝑆𝑇𝑃𝐷 (𝑙 ⁄ℎ) × 4,8 𝑘𝑐𝑎𝑙 ⁄𝑙 𝑑𝑒 𝑂2 𝑐𝑜𝑛𝑠𝑢𝑚𝑖𝑑𝑜
Donde ⩒O2TPN: consumo de oxígeno a temperatura y presión estándar y condiciones secas.
5. Determine el peso corporal y la estatura del sujeto y con estos datos obtenga el área corporal
mediante el nomograma de Dubois, con estos datos calcule el metabolismo observado por
metro de superficie corporal utilizando la siguiente fórmula:
𝑘𝑐𝑎𝑙 ⁄ℎ
𝑘𝑖𝑙𝑜𝑐𝑎𝑙𝑜𝑟𝑖𝑎𝑠 𝑙𝑖𝑏𝑒𝑟𝑎𝑑𝑎𝑠 𝑝𝑜𝑟 ℎ𝑜𝑟𝑎 (𝑘𝑐𝑎𝑙 ⁄ℎ)
𝑀𝑜 (
)
=
𝑚2
𝐴𝑆𝐶 (𝑚2 )
Donde Mo: metabolismo observado, ASC: área de superficie corporal del sujeto según el
nomograma de Dubois.
6. Utilice la fórmula de Harris y Benedict para realizar el cálculo del metabolismo esperado:
𝑀𝑢𝑗𝑒𝑟𝑒𝑠 → 𝑀𝐵𝐸 (𝑘𝑐𝑎𝑙 ⁄𝑑 ) = 655,1 + (9,56 × 𝑃 (𝑘𝑔)) + (1,85 × 𝑇(𝑐𝑚)) − (4,676 × 𝐸 (𝑎ñ𝑜𝑠))
𝐻𝑜𝑚𝑏𝑟𝑒𝑠 → 𝑀𝐵𝐸 (𝑘𝑐𝑎𝑙 ⁄𝑑 ) = 66,5 + (13,75 × 𝑃 (𝑘𝑔)) + (5,0 × 𝑇 (𝑐𝑚)) − (6,775 × 𝐸 (𝑎ñ𝑜𝑠))
Donde: MBE: metabolismo basal esperado, P: peso, T: talla, E: edad.
7. Calcule el porcentaje de desviación aplicando la siguiente fórmula:
𝑃𝐷(%) =
𝑀𝐵𝑂 (
𝑘𝑐𝑎𝑙 ⁄ℎ
𝑘𝑐𝑎𝑙 ⁄ℎ
) − 𝑀𝐵𝐸 (
)
𝑚2
𝑚2
× 100
𝑘𝑐𝑎𝑙 ⁄ℎ
)
𝑀𝐵𝐸 (
𝑚2
183 | P á g i n a
DEPARTAMENTO DE FISIOLOGÍA
Donde PD: porcentaje de desviación, MBO: metabolismo basal observado, MBE: metabolismo
basal esperado.
8. Determine los MET a los cuales equivale el ejercicio realizado aplicando la siguiente fórmula:
𝑘𝑐𝑎𝑙 ⁄ℎ
)
𝑚2
𝑀𝐸𝑇 =
𝑘𝑐𝑎𝑙 ⁄ℎ
)
𝑀𝐵𝑂 (
𝑚2
𝑀𝐸𝑂 (
Donde MET: costo metabólico del ejercicio en MET, MEO: metabolismo energético observado
durante el ejercicio y MBO: metabolismo basal observado.
9. Clasifique la intensidad del ejercicio de acuerdo con los criterios enumerados en la tabla 14.6:
Tabla 11.3: Clasificación de la intensidad de la actividad física, basado en actividad física de 60
minutos de duración.
Ejercicio aeróbico
Ejercicio de pesas
Intensidad absoluta
Intensidad relativa
Intensidad relativa2
por edad (MET)1
Intensidad
Frecuencia
Escala de
Contracción voluntaria
cardiaca
esfuerzo
20-39 años 40-64 años
máxima (%)
máxima (%) percibido
Muy baja
< 35
< 10
< 2,4
< 2,0
< 30
Baja
35 – 54
10 – 11
2,4 – 4,7
2,0 – 3,9
30 – 49
Moderada
55 – 69
12 – 13
4,8 – 7,1
4,0 – 5,9
50 – 69
Severa
70 – 89
14 – 16
7,2 – 10,1
6,0 – 8,4
70 – 84
Muy severa
≥ 90
17 – 19
≥ 10,2
≥ 8,5
≥ 85
3
Máxima
100
20
12,0
10
100
Tomado de American College of Sport Medicine 2006 Advanced Exercise Physiology.
1
Intensidad absoluta (MET) son valores promedio obtenidos en hombres, en mujeres pueden ser 1 – 2 MET menores
Basado en 8 – 12 repeticiones para personas menores de 50 – 60 años.
3
Los valores máximos son el promedio de los valores obtenidos durante el ejercicio máximo en sujetos adultos sanos.
2
GUIA DE ESTUDIO:
1. Describa los determinantes del metabolismo en reposo.
2. Explique la termogénesis inducida por los alimentos y el efecto que posee sobre el
metabolismo del sujeto experimental.
3. Explique los cambios metabólicos inducidos por el ejercicio y la relación que tienen con la
termogénesis.
184 | P á g i n a
ESCUELA DE MEDICINA | UCR
4. Establezca una correlación entre el consumo de oxígeno y los cambios en frecuencia cardiaca,
frecuencia respiratoria y presión arterial media.
REFERENCIAS:
1. Albero R, Sanz A, Playán J. Metabolismo en el ayuno. Endocrinol Nutr. 2004; 51(4): 139-148.
2. López C, Martínez M, Martínez J. Obesidad, metabolismo energético y medida de la
actividad física. Obesidad Básica y Clínica. 2003; 1(1): 34-43.
3. Krzeminski K. Cardiovascular, Metabolic and plasma catecholamine responses to passive
and active exercises. Journal of Physiology and Pharmacology. 2000; 51(2): 267-278.
4. Weibel E, Hoppeler H. Exercise-induced maximal metabolic rate scales with muscle aerobic
capacity. The Journal of Experimental Biology. 2005; 208: 1635-1644.
185 | P á g i n a

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