Download Seguridad Biológica en el Laboratorio de Reproducción Asistida

1
Aula de Formación en Embriología Clínica. Nº4
SEGURIDAD BIOLOGICA EN EL
LABORATORIO DE
REPRODUCCION ASISTIDA
Editores: J.A. Castilla, R. Magán
2
Editores: J.A. Castilla, R. Magán
Depósito Legal GR-1183-2003
Impreso en: Gráficas Fernando
Polígono Juncaril
C/Montefrio, 114 K
Albolote (Granada)
3
INDICE
CAPÍTULO I:
Generalidades sobre seguridad biológica en el Laboratorio.
Magán R, Castilla JA, García-Peña ML, Mendoza JL, Ortiz A, González E,
Llamas M, Peña Taveras MC …………………………………………………………
11
CAPÍTULO II:
Recomendaciones de seguridad biológica en el Laboratorio de Reproducción
Asistida.
Magán R, Castilla JA, García-Peña ML, Mendoza JL, González E, OrtizGalisteo JR, Mendoza N, Clavero A…………………………………………………. 45
CAPÍTULO III:
Seguridad Biológica en crioconservación y transporte de material biológico
reproductivo.
Castilla JA, Magán R, Martínez L, Fernández A, Ramírez JP, Yoldi A, Vergara
F………………………………………………………………………………………….. 73
CAPÍTULO IV:
Actuación en caso de exposición accidental a material biológico en el
Laboratorio de Reproducción Asistida.
Magán R, García-Peña ML, Ortiz A, Ortiz-Galisteo JR, Fontes J, Maldonado V,
Gonzalvo MC…………………………………………………………………………….
93
CAPÍTULO V:
Seguridad en el Laboratorio de Embriología Clínica: análisis comparativo de
diferentes “guidelines” de Sociedades Científicas.
Núñez AI, Suárez II…………………………………………………………………….. 118
CAPÍTULO VI:
Estrategia para la evaluación de riesgos biológicos en el Laboratorio de
Reproducción Asistida
Peña Taveras MC, Magán R………………………………………………………….. 129
4
PRESENTACIÓN
Es para nosotros una gran satisfacción poder presentarte el cuarto
número del Aula de Formación en Embriología Clínica. Tras la excepcional
acogida de los tres primeros números:
•
•
•
Nº1 “Embriología Clínica: 501 preguntas tipo test” (libro)
Nº2 “Morfología espermática. Resultados de una evaluación
multicéntrica europea.” (CD)
Nº3 “Movilidad espermática. Metodología y criterios.” (vídeo)
esperamos que este libro que tienes entre tus manos te resulte tan interesante
o más que los anteriores.
El profesional de laboratorio de Reproducción, como profesional
Sanitario, maneja material biológico que puede infectar otro material biológico,
a pacientes y a sí mismo. Consideramos que el principal paso para reducir al
mínimo estos riesgos es el conocimiento de las medidas de seguridad
biológica, adecuadas al nivel de bioseguridad que debe tener un Laboratorio de
Reproducción Asistida. Con este fin, hemos editado este libro, haciendo
especial hincapié en las medidas de prevención de contagio, entre las que
destacamos los pasos a seguir en caso de accidente biológico.
No quisiéramos dejar pasar la oportunidad de agradecer a todos
aquellos compañeros, noveles y no tan noveles en la Embriología Clínica, que
con su apoyo nos proporcionan la ilusión para continuar con nuestra Aula de
Formación en Embriología Clínica.
José Antonio Castilla.
5
AUTORES:
Castilla, Jose Antonio. Unidad de Reproducción, HU Virgen de las Nieves, Granada;
[email protected]
Fernández, Ana. Laboratorio CEIFER, Granada; [email protected]
Fontes, Juan. Unidad de Reproducción, HU Virgen de las Nieves, Granada;
[email protected]
García-Peña, María Luisa. Unidad de Reproducción, HU Virgen de las Nieves,
Granada; [email protected]
González, Esther. Unidad de Reproducción, HU Virgen de las Nieves, Granada;
[email protected]
Gonzalvo, Mª Carmen. Laboratorio CEIFER-Análisis, Granada; [email protected]
Llamas, Mercedes. Servicio Medicina Preventiva, HU Virgen de las Nieves, Granada;
[email protected]
Magán, Rosa. Unidad de Reproducción, HU Virgen de las Nieves, Granada;
[email protected]
Maldonado, Vicente. Unidad de Reproducción, HU Virgen de las Nieves, Granada;
[email protected]
Martínez, Luis. Unidad de Reproducción, HU Virgen de las Nieves, Granada;
[email protected]
Mendoza, Jose Luis. Unidad de Reproducción, HU Virgen de las Nieves, Granada;
[email protected]
Mendoza, Nicolás. Unidad de Reproducción, HU Virgen de las Nieves, Granada;
[email protected]
Núñez, Ana Isabel. Unidad de Reproducción, Clínica Sanabria, Granada; [email protected]
Ortiz, Águeda. Unidad de Reproducción, HU Virgen de las Nieves, Granada;
[email protected]
Ortiz, Jose Ramón. Unidad de Reproducción, HU Virgen de las Nieves, Granada;
[email protected]
Ramírez, Juan Pablo. Laboratorio CEIFER, Granada; [email protected]
Suárez, Inés Isabel.
[email protected]
Unidad
de
Reproducción,
Clínica
Sanabria,
Granada;
Vergara, Francisco. Laboratorio CEIFER, Granada; [email protected]
Yoldi, Alberto. Laboratorio CEIFER, Granada; [email protected]
6
GENERALIDADES
SOBRE SEGURIDAD
BIOLÓGICA EN EL LABORATORIO
Magán R1, Castilla JA1, García-Peña ML1, Mendoza JL1, Ortiz A1, González E1,
Llamas M2, Peña Taveras MC3
1
Unidad de Reproducción, HU Virgen de las Nieves, Granada.
Servicio de Medicina Preventiva, HU Virgen de las Nieves, Granada.
3
Especialista en Medicina del Trabajo, Servicio Sistema de Información, HU Virgen de las
Nieves, Granada
2
7
CONTENIDOS
1. INTRODUCCIÓN
2. DEFINICIONES Y CONCEPTOS
2.1. Agentes biológicos
2.2. Microorganismo
2.3. Cultivo celular
2.4. Peligro
2.5. Daño
2.6. Riesgo
2.7. Desinfección
2.8. Contaminación
2.9. Esterilización
2.10. Limpieza
3. CLASIFICACIÓN DE AGENTES BIOLÓGICOS
3.1. Agente biológico de grupo 1
3.2. Agente biológico de grupo 2
3.3. Agente biológico de grupo 3
3.4. Agente biológico de grupo 4
4. NIVELES DE CONTENCIÓN
4.1. Nivel de contención 1
4.2. Nivel de contención 2
4.3. Nivel de contención 3
4.4. Nivel de contención 4
5. MEDIDAS DE CONTENCIÓN PARA LOS DISTINTOS NIVELES DE CONTENCIÓN
6. NORMAS GENERALES DE SEGURIDAD BIOLÓGICA EN EL LABORATORIO
6.1. Medidas generales
6.2. Higiene
6.3. Objetos punzantes y cortantes
8
7. BARRERAS PRIMARIAS
7.1. Equipos de Protección Individual (EPI)
7.1.1. Obligaciones de los responsables del Laboratorio
7.1.2. Obligaciones de los trabajadores del Laboratorio
7.1.3. Consideraciones generales de los EPI
7.1.4. EPI necesarios
7.1.4.1. Protección de los ojos y de la cara
7.1.4.2. Protección de las manos y los brazos
7.1.4.3. Protección respiratoria
7.1.4.4. Vestuario
7.1.4.5. Protección auditiva
7.2. Cabinas de Seguridad Biológica (CSB)
7.2.1. Campana de gases o vitrina extractora de gases
7.2.2. Cabinas de flujo laminar
7.2.3. Cabinas de Seguridad Biológica
7.2.3.1. Cabinas de Seguridad Biológica de Clase I
7.2.3.2. Cabinas de Seguridad Biológica de Clase II
7.2.3.2.1. Cabinas de Seguridad Biológica Clase
II. Tipo A
7.2.3.2.2. Cabinas de Seguridad Biológica Clase
II. Tipo B
7.2.3.3. Cabinas de Seguridad Biológica de Clase III
7.2.4. Recomendaciones generales para el uso de CSB
7.2.4.1. Instalación de la cabina
7.2.4.2. Al iniciar el trabajo
7.2.4.3. Durante la manipulación
7.2.4.4. Al finalizar el trabajo
7.2.4.5. Limpieza y desinfección de la CSB
7.2.4.6. Mantenimiento de la CSB
8. BARRERAS SECUNDARIAS
8.1. Localización
8.2. Locales
8.3. Acceso del personal al Laboratorio
8.4. Higiene e Instalaciones Sanitarias
8.5. Orden y Limpieza
8.6. Señalización
8.7. Ventilación
8.8. Filtros HEPA
8.9. Eliminación de residuos
8.10. Nivel de contención 4
9. BIBLIOGRAFÍA
9
1. INTRODUCCIÓN
El trabajo con muestras biológicas puede implicar riesgos para el
personal del laboratorio, debido a la posibilidad de la presencia de agentes
infecciosos en los especimenes a estudiar1.
La aplicación de unas normas de Seguridad Biológica en el laboratorio2
pretenden reducir a un nivel aceptable el riesgo inherente a la manipulación de
material peligroso, siendo muy rigurosas para los agentes más peligrosos y
menos exigentes para los que causan problemas de menor entidad, con el fin
de que las personas que trabajan en el laboratorio estén expuestas al mínimo
riesgo posible.
La actitud y el modo de proceder del personal del laboratorio determinan
su propia seguridad, así como la de sus compañeros y la de la colectividad. Por
otro lado, el equipamiento y el diseño del laboratorio contribuye a dicha
seguridad, únicamente si las personas que trabajan en él están motivadas,
conocen las normas de seguridad y las aplican.
La formación del personal es, por tanto, la clave de la eficacia de los
programas de seguridad y debe ser facilitada a todas las personas que están
expuestas a los riesgos del laboratorio.
2. DEFINICIONES Y CONCEPTOS
2.1. Agentes biológicos
Según RD 664/97 y Directiva 90/679/CEE, se incluyen dentro de la
definición a los microorganismos, con inclusión de los genéticamente
modificados, a los cultivos celulares y a los endoparásitos humanos,
susceptibles de originar cualquier tipo de infección, alergia o toxicidad3-9.
Los agentes biológicos relacionados con las infecciones contraídas por
los trabajadores de laboratorio en su medio laboral son, en orden de
importancia por el número de casos presentados:
1) Bacterias
2) Virus
3) Hongos
4) Parásitos
2.2. Microorganismo
Según RD 664/97 y Directiva 90/679/CEE, toda entidad microbiológica,
celular o no, capaz de reproducirse o de transferir material genético.
10
2.3. Cultivo celular
Según RD 664/97 y Directiva 90/679/CEE, por cultivo celular se entiende
al resultado del crecimiento in vitro de células derivadas de organismos
multicelulares.
2.4. Peligro
Todo lo que pueda producir un daño o deterioro de la calidad de vida
individual o colectiva de las personas.
2.5. Daño
Se trata de la consecuencia producida por un peligro sobre la calidad de
vida individual o colectiva de las personas.
2.6. Riesgo
Probabilidad de que ante un determinado peligro se produzca un cierto
daño, siendo por ello cuantificable.
2.7. Desinfección
Según la OMS, eliminación de agentes infecciosos que están fuera del
organismo por medio de la exposición directa a agentes físicos o químicos.
2.8. Contaminación
Según la OMS, presencia de un agente infeccioso en la superficie del
organismo, vestimenta, ropa de cama, instrumentos quirúrgicos, apósitos u
otros objetos inanimados o sustancias, incluyendo el agua y los alimentos.
2.9. Esterilización
Según la OMS, destrucción de todas las formas de vida por calor,
radiación, gas o tratamiento químico.
2.10. Limpieza
Según la OMS, eliminación mediante fregado y lavado con agua
caliente, jabón o detergente adecuado, o por empleo de una aspiradora, de
agentes infecciosos y sustancias orgánicas de superficies en las cuales éstos
pueden encontrar condiciones óptimas para sobrevivir o multiplicarse.
3. CLASIFICACIÓN DE AGENTES BIOLÓGICOS
Los agentes biológicos pueden clasificarse en cuatro grupos en función
del riesgo de infección (RD 664/97).
11
3.1. Agente biológico de grupo 1
Aquél que resulta poco probable que cause una enfermedad en el
hombre.
3.2. Agente biológico de grupo 2
Aquél que puede causar una enfermedad en el hombre y puede suponer
un peligro para los trabajadores, siendo poco probable que se propague a la
colectividad y existiendo frente a él generalmente profilaxis o tratamiento eficaz.
3.3. Agente biológico de grupo 3
Aquél que puede causar una enfermedad grave en el hombre y presenta
un serio peligro para los trabajadores, con riesgo de que se propague a la
colectividad y existiendo frente a él generalmente profilaxis o tratamiento eficaz.
3.4. Agente biológico de grupo 4
Aquél que causando una enfermedad grave en el hombre, supone un
serio peligro para los trabajadores, con muchas probabilidades de que se
propague a la colectividad y sin que exista generalmente frente a él profilaxis o
tratamiento eficaz.
Así en diversos documentos se han establecido cuatro grupos de
agentes biológicos, y dentro de ellos se les ha dado el número correspondiente
a su peligrosidad y, en algunos casos, al lado se añade una letra A, D, T, para
indicar:
A: agente que puede provocar reacciones alérgicas.
D: la lista de los trabajadores expuestos a este agente biológico debe ser
conservada más de diez años.
T: el agente provoca efectos tóxicos.
Así, en el grupo de parásitos, la mayoría de agentes pertenecen al grupo
2, con la excepción de Toxoplasma gondii y Trypanosoma cruzi, que
pertenecen todas ellas al grupo 3. En el caso de Entamoeba histolytica y
Plasmodium se añade la letra D.
Dentro de los hongos la característica más importante es la advertencia
sobre la posibilidad de provocar efectos agudos alérgicos, como por ejemplo
Candida albicans, Aspergillus clavatus y otros.
Los virus clasificados en el grupo 3 (VIH y hepatitis) son los agentes
biológicos que presentan mayor riesgo para los trabajadores del laboratorio de
reproducción asistida. El virus de la hepatitis B y los retrovirus se clasificarían
como 3D.
12
La mayoría de las bacterias y Clamidias son agentes del grupo 2,
mientras que la mayoría de las Mycobacterias se incluyen en el grupo 3.
4. NIVELES DE CONTENCIÓN
En los laboratorios, en general, se tomarán las siguientes medidas:
1) Evaluación del riesgo para la seguridad y salud de los trabajadores
mediante la determinación de la índole, el grado y la duración de la exposición
de los trabajadores. Cuando el trabajo implique la exposición a varias
categorías de agentes biológicos, los riesgos se evaluarán basándose en el
peligro presentado por el conjunto de todos ellos. Esta evaluación se repetirá
siempre que se modifiquen las condiciones que puedan significar un cambio en
el riesgo presente.
2) Se establecerán las medidas de contención correspondientes y se
definirán los niveles de contención necesarios.
El término contención se emplea para describir los métodos que hacen
seguro el manejo de materiales infecciosos en el laboratorio. El propósito de la
contención es reducir al mínimo la exposición del personal de los laboratorios,
otras personas y el entorno a agentes potencialmente peligrosos.
Se establecen cuatro niveles de contención o de Seguridad Biológica
que consisten en la combinación, en menor o mayor grado, de los tres
elementos que fundamentan la Seguridad Biológica:
a) Las técnicas de laboratorio
b) El equipo de seguridad o barreras primarias
c) El diseño de la instalación o barreras secundarias
Técnicas de laboratorio
El elemento más importante para contener los riesgos biológicos es el
seguimiento estricto de las prácticas y técnicas estándar de laboratorio. Como
parte de estas prácticas está el desarrollo o adopción por parte de cada
laboratorio de un manual de operaciones (o Manual de Seguridad Biológica) en
el que se identifiquen los riesgos que pueda sufrir el personal y que especifique
los procedimientos que puedan minimizar esos riesgos.
Equipo de seguridad o barreras primarias
Se incluyen tanto dispositivos o aparatos que garantizan la seguridad
como por ejemplo las cabinas de seguridad biológica y las prendas de
protección personal (guantes, mascarillas, batas, calzado, etc.).
Diseño y construcción de la instalación o barreras secundarias
La magnitud de las barreras secundarias dependerá del tipo de agente
infeccioso que se manipule en el laboratorio. Dentro de ellas se incluyen la
separación de las zonas donde tiene acceso el público, la disponibilidad de
13
sistemas de descontaminación (autoclaves), el filtrado del aire de salida al
exterior, el flujo de aire direccional, etc.
Cada combinación está específicamente dirigida al tipo de operaciones
que se realizan, las vías de transmisión de los agentes infecciosos y la función
o actividad del laboratorio.
Los niveles de contención establecidos son los siguientes:
4.1. Nivel de contención 1
Se trata del nivel de seguridad requerido para los agentes biológicos del
grupo 1. Es el utilizado habitualmente en los laboratorios de prácticas de
universidades o centros docentes donde se emplean cepas no patógenas (E.
coli K12, Saccharomyces cerevisiae, etc.). Ejemplos típicos son todos los
microorganismos empleados en la industria alimentaria (para la elaboración de
quesos, cerveza, embutidos, etc.).
4.2. Nivel de contención 2
Es el obligado para agentes del grupo 2 como algunos que,
perteneciendo a la propia flora habitual del hombre, son capaces de originar
patología infecciosa humana de gravedad moderada o limitada. Deben ser
manipulados por personal especializado. Salmonella y Toxoplasma spp. son
representativos de los microorganismos asignados a este nivel de contención.
El nivel de contención 2 es el apropiado para trabajar con sangre humana,
fluidos corporales o tejidos cuando la presencia de un agente infeccioso puede
ser desconocida. Salvo en casos excepcionales (sospecha de fiebres
hemorrágicas), el procesamiento inicial de los especimenes clínicos y las
pruebas serológicas pueden realizarse de forma segura en un nivel de
contención 2, que es el nivel recomendado para trabajar con patógenos que se
transmitan por vía sanguínea como el virus de la hepatitis B y el VIH, a lo que
habría que añadir las Precauciones Universales que deben ser tomadas con
todas las muestras de sangre y otros materiales potencialmente infecciosos.
El uso de Cabinas de Seguridad Biológica (CSB) clase I o II (ver más
adelante) en el nivel de contención 2 es conveniente cuando se manipulan
altas concentraciones o grandes volúmenes de material infeccioso (cultivo o
concentración de agentes infecciosos).
En otras situaciones donde se generen aerosoles infecciosos
(centrifugado, triturado, combinación, agitado o mezcla enérgica, separación
sónica y la apertura de contenedores de materiales infecciosos cuya presión
interna pueda ser diferente de la presión ambiente) podemos optar por el uso
de CSB o Equipos de Protección Individual (EPI) o dispositivos de contención
física en función de la peligrosidad de dichos aerosoles10,11.
14
4.3. Nivel de contención 3
Debe utilizarse cuando se manipulan agentes biológicos del grupo 3,
microorganismos que cursan con patología grave, de difícil y largo tratamiento,
que pueden curar con secuelas y ocasionalmente producir la muerte. El mayor
y más frecuente peligro que entrañan es la infección adquirida a través de
aerosoles y por fluidos biológicos. Por ello, las principales medidas a tomar son
la correcta manipulación y la utilización de cabinas de seguridad. Algunos
ejemplos de agentes biológicos del grupo 3 pertenecientes a éste nivel de
contención son Mycobacterium tuberculosis, Brucella, Coxiella burnetii, etc.
Sólo pueden ser procesados por personal cualificado y en una zona con la
infraestructura apropiada para el Nivel de Contención 3, es decir, con aire
acondicionado independiente, sin recirculación de aire, con gradiente de
presión, cabinas de bioseguridad, etc.
4.4. Nivel de contención 4
Nivel requerido cuando se procesa con certeza o se sospecha un agente
especialmente patógeno e infectocontagioso, ya sea exótico o no, que produce
alta mortalidad y para el que no existe tratamiento y⁄o es poco fiable (Agentes
Biológicos del grupo 4). Normalmente son microorganismos de dosis infectiva
baja y alta contagiosidad. Este nivel también puede emplearse para trabajar
con animales de experimentación infectados por Agentes Biológicos del grupo
4. Algunos ejemplos son los arenavirus como el que produce la fiebre de Lassa
y el virus Machupo, virus Ébola, etc. También deben incluirse en este nivel de
contención aquellos microorganismos del grupo 3 que adquieran propiedades
patógenas que los eleven al grupo 4, como el caso de Mycobacterium bovis
multirresistente que puede causar fallecimiento por fracaso terapéutico.
5. MEDIDAS DE CONTENCIÓN PARA LOS DISTINTOS NIVELES DE
CONTENCIÓN
Las medidas de contención que han de tomarse y en qué grado han de
cumplirse para cubrir cada nivel de contención quedan establecidas en la Tabla
1.
6. NORMAS GENERALES
LABORATORIO
DE
SEGURIDAD
BIOLÓGICA
EN
EL
La peligrosidad de un agente está directamente relacionada con el tipo
de manipulación a la que es sometido. Por ello es básico conocer los agentes,
sustancias y productos peligrosos que existen en el laboratorio, la metodología
de trabajo del laboratorio, el equipamiento del laboratorio, las medidas a tomar
en caso de emergencia y las leyes relacionadas con la Seguridad Biológica.
Finalmente es necesario respetar y hacer cumplir todo lo anterior12,13.
6.1. Medidas generales
Las normas generales fundamentales para el laboratorio de
reproducción asistida, que constituyen la base de una “práctica segura de
15
laboratorio” y que son de obligado cumplimiento, se recogen en los siguientes
puntos14,15:
1) El acceso al laboratorio estará limitado al personal autorizado.
2) No deben entrar en el mismo familiares ni amigos.
3) El personal del laboratorio debe implicarse en el cumplimiento de las
normas de seguridad.
4) Todas las áreas estarán debidamente marcadas con la señal de riesgo
biológico y su nivel de contención.
5) Las puertas y ventanas deben permanecer cerradas para mantener la
adecuada contención biológica.
6) Todas las superficies de trabajo se limpiarán y desinfectarán diariamente
y siempre que se produzca un derrame. Los residuos y muestras
peligrosas que van a ser incinerados fuera del laboratorio deben ser
transportados en contenedores cerrados, resistentes e impermeables
siguiendo las normas específicas para cada tipo de residuo.
7) El laboratorio debe permanecer limpio y ordenado, y no es aconsejable
utilizar los pasillos como almacén. Siempre debe quedar un espacio libre
no inferior a 120 cm para poder evacuar el laboratorio en caso de
emergencia.
8) El transporte de las muestras dentro o entre laboratorios se realizará de
tal manera que, en caso de caída, no se produzcan salpicaduras. Lo
recomendable es hacerlo en cajas herméticas o neveras transportables.
Estas cajas o neveras deberán ser rígidas y resistentes a los golpes,
contar con materiales absorbentes en su interior y de fácil desinfección.
Se etiquetarán o identificarán de forma oportuna y no podrán ser
utilizados para otros fines. Bajo ningún concepto se pueden transportar
las muestras a mano.
9) La ropa protectora, fácilmente ajustable y confortable, así como guantes,
gafas, etc., debe estar disponible en todo momento. La ropa protectora
de las áreas con nivel de contención 3 (cubrebatas) nunca debe ser
usada fuera del área de trabajo y si se quita debe de ser desechada
automáticamente en una bolsa de material contaminado. Jamás debe
volver a ser usada.
10) Todo el personal debe poner especial cuidado en evitar el contacto de la
piel con materiales potencialmente infecciosos. Con este fin deben
usarse guantes cuando se manipulen muestras o cultivos que contengan
posibles patógenos. Los guantes siempre serán desechados antes de
salir del área de trabajo. Jamás se saldrá de la misma con los guantes
puestos, ni se cogerá el teléfono con ellos, se tocarán los volantes, etc.
11) Tras quitarse los guantes, se realizará un lavado de manos.
12) Se usarán gafas protectoras y mascarillas faciales si existe riesgo de
salpicaduras y/o aerosoles.
13) Se pondrá extremo cuidado en minimizar el riesgo de autoinoculación y
de generación de aerosoles.
14) Los derrames y accidentes deben ser informados inmediatamente al
Supervisor y al Jefe del Laboratorio y hacerse constar por escrito.
15) Nadie podrá trabajar en el área de tuberculosis con una prueba de
Mantoux negativa.
16
16) Está rigurosamente prohibido pipetear con la boca. Se realizará pipeteo
automático con material adecuado y cada trabajador será instruido para
manejarlo debidamente.
17) En la zona de trabajo no debe colocarse material de escritorio ni libros
ya que el papel contaminado es de muy difícil esterilización.
18) No deberán usarse lentes de contacto.
19) La centrifugación de materiales infecciosos deberá realizarse en
cestillos, envases o tubos cerrados.
20) En caso de rotura de un tubo en el interior de la centrífuga, se deberán
esperar 30 minutos después de la parada para la completa deposición
de los aerosoles generados, en el caso de que el material biológico
centrifugado pudiera presentar agentes biológicos que se transmitan por
vía aérea.
Tabla 1: Medidas de contención y Niveles de contención1
NIVELES DE CONTENCIÓN
MEDIDAS DE CONTENCIÓN
1. El lugar de trabajo se encontrará separado
de toda actividad que se desarrolle en el
mismo edificio
2. El aire introducido y extraído del lugar de
trabajo se filtrará mediante la utilización de
filtros de alta eficacia para partículas en al
aire (HEPA) o de forma similar
3. Solamente se permitirá el acceso al
personal designado
4. El lugar de trabajo deberá poder
precintarse para permitir su desinfección
5.
Procedimientos
de
desinfección
específicos
6. El lugar de trabajo se mantendrá con una
presión negativa respecto a la presión
atmosférica
7. Control eficiente de vectores (roedores e
insectos)
8. Superficies impermeables al agua y de fácil
limpieza
9. Superficies resistentes a ácidos, álcalis,
disolventes y desinfectantes
10. Almacenamiento de seguridad para
agentes biológicos
11. Se instalará una ventanilla de
observación o un dispositivo alternativo en
las zonas de manera que se pueda ver a sus
ocupantes
12. Laboratorio con equipo propio
13. El material infectado, animales incluidos,
deberá manejarse en una cabina de
seguridad biológica o en un aislador u otra
contención apropiada
14. Incinerador para destrucción de animales
muertos
2
No
3
Aconsejable
4
Sí
No
Sí, para la salida
de aire
Sí, para la entrada y
salida de aire
Aconsejable
Sí
Sí, con esclusa de aire
No
Aconsejable
Sí
Sí
Sí
Sí
No
Aconsejable
Sí
Aconsejable
Sí
Sí
Sí, para banco
de pruebas y
mesa de trabajo
Sí, para banco de
pruebas, mesa de trabajo,
suelo, paredes y techos
Aconsejable
Sí, para banco
de pruebas,
mesa de trabajo
y suelo
Sí
Sí
Sí
Aconsejable
Aconsejable
Sí, almacenamiento
seguro
Sí
No
Cuando proceda
Aconsejable
Sí, cuando la
infección se
propague por el
aire
Sí, disponible
Aconsejable
Sí
Sí
Sí
Sí, en el mismo lugar
17
6.2. Higiene
Deberán respetarse las siguientes normas básicas de higiene:
1) El personal con el cabello largo debe llevarlo recogido.
2) Comer, beber, fumar y aplicarse cosméticos está formalmente prohibido
en el área de trabajo del laboratorio, así como el almacenamiento de
comida o bebida.
3) El personal debe lavarse las manos frecuentemente durante las
actividades rutinarias, tras acabar la jornada laboral y siempre antes de
abandonar el laboratorio. Se usará un jabón antiséptico y el secado se
realizará con papel.
4) Las heridas y cortes en las manos, si se han producido en el Laboratorio,
serán comunicados al responsable de la Sección correspondiente, así
como al Supervisor, que lo registrará haciendo constar todas las
circunstancias. Las heridas y cortes deben ser convenientemente
vendados y después es imprescindible ponerse guantes.
6.3. Objetos punzantes y cortantes
Hay que tener en cuenta los siguientes aspectos:
1) El uso de agujas hipodérmicas y jeringas debe ser limitado, sólo
debiéndose usar las unidades ya montadas y de un solo uso.
2) Nunca se debe volver a poner la capucha a las agujas y no deben ser
torcidas ni separadas de la jeringa.
3) Las agujas y jeringas usadas, así como los bisturíes, deben ser
desechados sólo en contenedores especiales diseñados para tal efecto.
7. BARRERAS PRIMARIAS
Las barreras primarias son la primera línea de defensa cuando se
manipulan materiales biológicos que puedan contener agentes patógenos16.
Los principales elementos que constituyen las Barreras Primarias son:
1) Equipos o Prendas de Protección Individual (EPI)
2) Cabinas de Seguridad Biológica (CSB)
3) Dispositivos de Contención Física, como el empleo de tapas de
seguridad en las Centrífugas.
En la mayoría de las ocasiones se practica la combinación de varios
tipos de medidas, como el empleo de la cabina junto con guantes y mascarilla.
7.1. Equipos de Protección Individual (EPI)
Según el RD 773/97, el equipo de protección individual (EPI) se define
como cualquier equipo destinado a ser llevado o sujetado por el trabajador para
que le proteja de uno o varios riesgos que puedan amenazar su seguridad o su
salud, así como cualquier complemento o accesorio destinado a tal fin17.
18
Igualmente se establecen una serie de obligaciones generales que
deben cumplir tanto los responsables del Laboratorio como los trabajadores del
mismo.
7.1.1. Obligaciones de los responsables del Laboratorio
Destacamos las siguientes:
1) Determinar los puestos de trabajo en los que deba recurrirse a la
protección individual.
2) Proporcionar gratuitamente a los trabajadores, los equipos de protección
individual que deban utilizar.
3) Velar por su correcta utilización, así como reponerlos cuando resulte
necesario y asegurar su mantenimiento.
7.1.2. Obligaciones de los trabajadores del Laboratorio
Los trabajadores están obligados a cumplir los siguientes aspectos:
1) Utilizar y cuidar correctamente los equipos de protección individual.
2) Colocarlos después de su utilización en el lugar indicado para ello.
3) Informar inmediatamente a su superior inmediato de cualquier defecto,
anomalía o daño apreciado en el equipo.
7.1.3. Consideraciones generales de los EPI
Hay que tener en cuenta una serie de consideraciones en cuanto a los
EPI, previas a su utilización, que resultan básicas para una correcta utilización
de los mismos:
1) Actualmente hay equipos que ofrecen un altísimo grado de protección,
pero no significa que el EPI sustituya a una buena práctica de trabajo.
2) El empleo de un equipo equivocado creará un riesgo adicional al
operario, al inspirarle un falso sentido de seguridad.
3) El EPI se seleccionará en función del máximo nivel de riesgo que se
espera encontrar al desarrollar la actividad.
4) La prenda debe ser de una talla o tamaño adecuada a la del usuario.
5) El EPI exige una limpieza y un mantenimiento adecuados.
6) Sólo pueden usarse equipos que lleven la marca de conformidad “CE”.
7.1.4. EPI necesarios
Los equipos de protección individual que pueden ser necesarios, en
algún momento, en un Laboratorio de Reproducción Asistida:
1)
2)
3)
4)
Protección de los ojos y de la cara.
Protección de las manos y los brazos.
Protección respiratoria.
Vestuario
19
7.1.4.1. Protección de los ojos y de la cara
Las lentillas no proporcionan protección alguna a los ojos e incluso no se
recomienda su utilización durante el trabajo en el Laboratorio. En caso de que
una persona necesitara llevarlas por prescripción facultativa y no simplemente
como corrección de la visión, estaría obligada a llevar también, siempre que
estuviera expuesta a un riesgo biológico y⁄o químico, unas gafas de
seguridad.
Las pantallas faciales, ofrecen protección frente a impactos y
salpicaduras. Se trata de elementos indispensables para protegerse frente a
radiaciones, como de la luz ultravioleta.
7.1.4.2. Protección de las manos y los brazos
Las prendas más empleadas son quizás los guantes, aunque no
siempre se siguen las normas básicas de uso. Estas son las siguientes:
1) Las manos han de lavarse obligatoriamente al quitarse los guantes.
2) El uso de los guantes debe quedar restringido para las actividades frente
a las que sea necesario protegerse. Así, que es inadmisible, por
ejemplo, abrir puertas con los guantes puestos, manejar volantes, coger
el teléfono, etc.
3) Es necesario escoger el modelo de guante que se ajuste al riesgo al que
se esté expuesto.
Los guantes tienen un amplio uso en el laboratorio, ya que además se
pueden emplear como protección frente a riesgos físicos, como el calor o el frío
en determinadas manipulaciones.
Por otro lado, para la protección de brazos existen los manguitos, que
resultan de interés, sobre todo, cuando la ropa no es de manga larga.
7.1.4.3. Protección respiratoria
Las mascarillas quirúrgicas tienen especial utilidad en el Laboratorio
frente a partículas de polvo, aerosoles, así como frente a gases y vapores
químicos.
La máscara, ya sea media máscara o máscara facial, resulta útil en la
protección frente a vertidos accidentales de consideración. Los diferentes filtros
que se puedan acoplar hay que desecharlos como material contaminado.
7.1.4.4. Vestuario
Es imprescindible distinguir claramente entre la ropa que forma parte de
un uniforme y las prendas de vestuario que actúan de elementos de protección
personal. Además, hay que hacer una serie de recomendaciones para el
correcto uso de las mismas:
20
1) No es aconsejable que el personal del Laboratorio de Reproducción
Asistida que está en contacto con materiales contaminados emplee su
ropa de calle.
2) La ropa del Laboratorio no debe ser lavada nunca fuera del Hospital.
3) El personal debe llevar la prenda de manera que se beneficie de su
utilización pero que no resulte un elemento peligroso que arrastre
contaminación fuera del Laboratorio.
4) El vestuario que sirve de protección personal no debe salir nunca del
lugar de uso (a la biblioteca, a la cafetería, a la calle).
5) En el ambiente de trabajo no se debe llevar ropa de calle que aumente la
superficie corporal expuesta (pantalones cortos, sandalias).
Como parte del vestuario de protección destacamos las batas
(preferentemente abrochadas a la espalda y con los puños elásticos) y los
delantales. También resultan útiles los cubrezapatos.
7.2. Cabinas de Seguridad Biológica
La cabina de seguridad biológica es una cabina proyectada para ofrecer
protección al usuario y al ambiente, de los riesgos asociados al manejo de
material infeccioso y otros materiales biológicos peligrosos, excluyendo
materiales radiactivos, tóxicos y corrosivos.
En un principio, es necesario distinguir entre las campanas de extracción
de gases, las cabinas de flujo laminar y las cabinas de Seguridad Biológica18,
ya que no debe asociarse el término flujo laminar al de Seguridad Biológica, ya
que las primeras únicamente aseguran un flujo de aire limpio y sin turbulencias
sobre el trabajo que se realice pero que en ningún modo proporcionan
protección al trabajador (Tabla 2).
Tabla 2:Cabinas de Flujo laminar y Cabinas de Seguridad Biológica18
CFL
HORIZONTAL
Y VERTICAL
CSB I
CSB IIA
CSB IIB1
CSB IIB2
CSB IIB3
CSB III
SEGURIDAD
AIRE QUE
ENTRA
FILTRADO
AIRE QUE
SALE FILTRADO
SALIDA AL
EXTERIOR
VOLUMEN
TOTAL
DE AIRE
RECIRCULADO
VOLUMEN
TOTAL
DE AIRE
EXTRAÍDO
VELOCIDAD DE
ENTRADA
DEL AIRE
Muestra
Si
No
No
0%
Personal
No
Si
Si/No
0%
100%
Mínimo de 0.4 m/s y máximo de 1 m/s
(para aberturas frontales no superiores
a 20 cm).
Personal y
Muestra
Personal y
Muestra
Personal y
Muestra
Personal y
Muestra
Personal y
Muestra
Si
Si
Si/No
70%
30%
Si
Si
30-50%
50-70%
Si
Si
Si
0%
100%
Si
Si
Si
70%
30%
Mínimo de 0.4 m/s (para aberturas
frontales de 20 cm).
Mínimo de 0.5 m/s (para aberturas
frontales de 20 cm).
Mínimo de 0.5 m/s (para aberturas
frontales de 20 cm).
0.4-0.5 m/s (para aberturas frontales
de 20 cm).
Si
Si
Si
Si
0%
100%
21
7.2.1. Campana de gases o vitrina extractora de gases
Se trata de un recinto ventilado que captura los humos y vapores procedentes
de la manipulación de los productos químicos en el laboratorio. Así, constituye un
equipo muy útil en la contención del riesgo químico pero no ofrece protección alguna
frente a riesgos biológicos.
7.2.2. Cabinas de flujo laminar (CFL)
Son recintos que emplean un ventilador para forzar el paso del aire a través
de un filtro HEPA (High Efficiency Particulate Air) barriendo la superficie de trabajo.
El flujo de aire puede ser vertical u horizontal. Se trata de un instrumento de trabajo
imprescindible en las denominadas “zonas limpias”.
Como hemos comentado anteriormente, las cabinas de Flujo Laminar
protegen a la muestra pero no al usuario por lo que, para la protección de éste,
deberán adoptarse otras medidas (CSB, EPI...) según el nivel de contención que se
desee instaurar.
7.2.3. Cabinas de Seguridad Biológica
Se trata de recintos ventilados diseñados para limitar al máximo el riesgo del
personal de laboratorio expuesto a agentes infecciosos, siendo especialmente
importante si se tiene en cuenta la formación de aerosoles habitual en un
laboratorio. El objetivo principal de las CSB es proporcionar una zona de trabajo que
minimice la probabilidad que una partícula transportada por el aire tiene de escapar
hacia el exterior de la cabina y contaminar así al usuario y a la zona que le rodea.
Además, algunas de ellas ofrecen protección al material que se manipula.
Las CSB disponen de dos sistemas que impiden la salida de la
contaminación: las barreras de aire y los filtros. Las barreras de aire se crean para
que ésta fluya en una sola dirección y a una velocidad constante dando lugar al flujo
de aire laminar, con ausencia de turbulencias. La finalidad de los filtros es atrapar
las partículas suspendidas en este flujo de aire. Los que normalmente se emplean
son los HEPA, que presentan una eficacia del 99,97% al retener partículas de hasta
0,3 micras de diámetro.
Las CSB se clasifican en tres categorías: clase I, clase II y clase III (Figura 1).
Figura 1: Cabinas de Seguridad Biológica1
7.2.3.1. Cabinas de Seguridad Biológica Clase I
Son cámaras cerradas que trabajan a presión negativa y están abiertas
frontalmente para permitir el acceso de los brazos del operador. El aire procedente
del local se introduce por la abertura frontal, atraviesa la zona de trabajo y es
extraído al exterior al 100% a través de un filtro HEPA (el aire extraído de la cabina
es descontaminado antes de su vertido a la atmósfera a través de dichos filtros).
Existen diversas recomendaciones sobre las dimensiones de la abertura
frontal y la velocidad de entrada del aire, para asegurar una adecuada protección
del trabajador. De este modo, para aberturas frontales no superiores a 20 cm, se
recomiendan velocidades de entrada de aire de 0,4 m/s como mínimo y no
superiores a 1 m/s, ya que por encima de 1 m/s se crean turbulencias y posibles
retornos lo que disminuiría el grado de protección proporcionado por la cabina.
Son apropiadas para manipular agentes biológicos de los grupos 1, 2 ó 3.
La principal desventaja es que no previene la exposición por contacto con
materiales peligrosos ni proporciona protección al material con el que se trabaja, no
evitando que éste se pueda contaminar.
7.2.3.2. Cabinas de Seguridad Biológica Clase II
Se diferencian principalmente de las de clase I en que, además de proteger a
los trabajadores de los materiales manipulados y su entorno, al mismo tiempo
protege dichos materiales de la contaminación externa.
El área de trabajo es recorrida por un flujo descendente de aire filtrado estéril
(Flujo Laminar Vertical). La protección del usuario viene dada por la creación de una
barrera de aire formada por la entrada de aire desde el local, a través de la abertura
frontal, y por el mencionado flujo descendente de aire filtrado estéril. Ambos flujos
de aire son conducidos a través de unas rejillas situadas en la parte anterior y
posterior del área de trabajo a un plano desde el cual el aire es redistribuido. Un
tanto por ciento del mismo es extraído mientras que el resto es recirculado sobre el
área de trabajo.
Tanto el aire recirculado como el extraído deben ser filtrados al menos una
vez, a través de filtros HEPA.
El número de ventiladores es variable. Algunas cabinas presentan un único
ventilador para la extracción y la recirculación. Por otro lado, hay cabinas que
presentan hasta tres ventiladores, dos para la recirculación y otro para la extracción.
El ventilador o ventiladores, fuerzan el paso del aire de la cabina y del que penetra
por la abertura frontal, a través de rejillas situadas en la parte frontal y posterior del
área de trabajo. Este aire es filtrado (HEPA) y reconducido a la parte superior de la
cabina, donde una parte del aire filtrado estéril es recirculado y otra parte es
extraído a través de un sistema de filtración-purificación del aire, gracias a otro
ventilador que suele estar instalado en la parte exterior de la cabina.
La disposición de ventiladores y filtros debe asegurar que todas las zonas del
circuito de aire contaminado (no filtrado) se hallen a presión negativa para que, ante
cualquier eventualidad, el aire no escape al exterior de la cabina. El volumen de aire
extraído es equivalente al tomado en la abertura frontal.
Existen, principalmente, dos tipos de cabinas de Clase II: el A y B. Ambos
tipos difieren en la proporción de aire recirculado, en la velocidad de aire en la
abertura frontal y sobre el área de trabajo. La principal diferencia entre ambas es
que las de tipo A están diseñadas para que el aire extraído desemboque en el
mismo laboratorio o fuera de éste vía una conexión de tipo canopy, mientras que las
de tipo B deben disponer de un conducto hermético de salida exclusivo para ellas,
con un extractor y un sistema de alarma apropiado. Ninguno de los dos tipos (A y B)
previene de las exposiciones por contacto a materiales peligrosos.
7.2.3.2.1. Cabinas de Seguridad Biológica Clase II. Tipo A
Aproximadamente un 70% del volumen total de aire es recirculado sobre el
área de trabajo, mientras que el 30% restante es extraído. La velocidad de entrada
del aire para aberturas frontales de 20 cm, debe ser como mínimo de 0,4 m⁄s. La
velocidad de aire del flujo laminar descendente oscila según el diseño de la cabina,
aunque es aconsejable de media, un mínimo de 0,4 m⁄s.
7.2.3.2.2. Cabinas de Seguridad Biológica Clase II. Tipo B
Aproximadamente un 30% del volumen total de aire es recirculado sobre el
área de trabajo, mientras que el 70% restante es extraído. La velocidad de entrada
de aire para aberturas frontales de 20 cm, debe ser como mínimo de 0,5 m⁄s. La
velocidad de aire de flujo descendente debe ser, de media, de 0,25 m⁄s.
Dentro de las CSB de Clase II tipo B distinguimos a su vez, las B1, B2 y B3.
Las IIB1 y IIB2 se diferencian fundamentalmente en la velocidad de flujo y la
proporción de aire que se recircula. En ambas, la velocidad mínima es de 0,50 m⁄s
(100 p⁄m), siendo la cantidad recirculada del 30-50% en las IIB1 y del 0% en las
IIB2. Ambas son adecuadas para el trabajo con pequeñas cantidades de tóxicos y
radionucleidos.
Por otro lado, las IIB3 mantienen una velocidad de 0,40-0,50 m⁄s (75-100 p⁄m)
y se recircula un 70% del aire. Cuando se conecta al exterior mediante un conducto
hermético, se puede emplear para manipulaciones que impliquen muy pequeñas
cantidades de productos tóxicos y radionucleidos.
7.2.3.3. Cabinas de Seguridad Biológica Clase III
Constituyen el máximo nivel de seguridad, obviando incluso la exposición por
contacto. Son recintos herméticamente sellados, de presión negativa, que separan
completamente al usuario del trabajo que está realizando mediante barreras físicas
(panel frontal totalmente cerrado, manipulación a través de guantes de goma).
El aire es tomado del local o del exterior y filtrado (HEPA). En su extracción
(100%), suele haber dos filtros HEPA montados en serie para la completa
purificación del aire extraído.
Se recomiendan para el manejo de cualquier agente biológico.
7.2.4. Recomendaciones generales para el uso de CSB
7.2.4.1
Instalación de la cabina
1) Debe situarse lo más lejos posible de las rejillas de aire acondicionado,
campana de gases, puertas y zonas de mucho tráfico de personas, que
claramente interfieren en el flujo laminar al crear corrientes de aire.
2) Las ventanas del laboratorio deben permanecer siempre cerradas.
3) Debe haber al menos 0,3 m entre la salida de aire de la cabina y el techo del
laboratorio.
4) Se instalará sobre una superficie sólida, nunca móvil. Si es posible, en un
recinto cerrado o en una zona de acceso restringido.
7.2.4.2. Al inicial el trabajo
1) Poner en marcha la cabina durante 5-10 minutos, a fin de purgar los filtros y
lavar la zona protegida.
2) Comprobar que el manómetro situado en la parte superior del frontal se
estabiliza e indica la presión adecuada.
3) Apagar la luz ultravioleta y encender la luz fluorescente.
4) Limpiar la superficie de trabajo con un producto adecuado, como por ejemplo,
alcohol etílico al 70%.
5) Antes y después de trabajar en una cabina deberían lavarse con cuidado
manos y brazos, prestando especial atención a las uñas.
6) Se aconseja emplear batas de manga larga con puños ajustables y guantes
de látex. Esta práctica minimiza el desplazamiento de la flora bacteriana de la
piel hacia el interior del área de trabajo, a la vez que protege las manos y
brazos del trabajador de una posible contaminación.
7) En determinados casos es recomendable incluso, el empleo de mascarilla.
7.2.4.3. Durante la manipulación
1) Todo el material a utilizar se sitúa en la zona de trabajo antes de empezar,
para evitar estar metiendo y sacando material durante el periodo de
operación.
2) Es aconsejable descontaminar el exterior del material que se ha introducido
en la cabina.
3) Este material se coloca de una forma lógica. Así, el material contaminado se
sitúa en un extremo de la superficie de trabajo, mientras el no contaminado
ocupa el extremo opuesta de la misma.
4) Se recomienda trabajar a unos 5-10 cm por encima de la superficie y alejado
de los bordes de la misma, aunque la zona de máxima seguridad dentro de la
superficie de trabajo varía según el tipo de manipulación y el modelo de
cabina empleado. Hay que prestar especial atención para no obstruir las
rejillas de aire con materiales o residuos.
5) Si una vez comenzado el trabajo es necesario introducir nuevo material, se
recomienda esperar 2-3 minutos antes de reiniciar la tarea para permitir la
estabilización del flujo de aire. Cuanto más material se introduzca en la
cabina, mayor es la probabilidad de provocar turbulencias de aire.
6) Mantener al mínimo la actividad del laboratorio donde se encuentra la cabina
para evitar corrientes de aire que alteren el flujo. Con tal fin, evitar corrientes
provenientes de puertas o ventanas abiertas, movimientos de personas,
sistemas de ventilación del laboratorio, etc.
7) Evitar los movimientos bruscos dentro de la cabina. Por ello, los movimientos
de los brazos y las manos será lento para evitar la formación de corrientes
que puedan alterar el flujo laminar.
8) No debe usarse el mechero Bursen ya que la llama crea turbulencias en el
flujo y además puede dañar el filtro HEPA.
9) Cuando deban emplearse asas de platino es aconsejable el incinerador
eléctrico o mejor, emplear asas desechables.
10)Si se produce un vertido accidental de material biológico se recogerá
inmediatamente, descontaminando la superficie de trabajo y todo el material
que en ese momento haya dentro de la cabina.
11)No se utilizará nunca la cabina cuando esté sonando alguna de sus alarmas.
7.2.4.4. Al finalizar el trabajo
1) Limpiar el exterior de todo el material que se haya contaminado.
2) Vaciar la cabina por completo de cualquier material.
3) Limpiar y descontaminar con alcohol etílico al 70% o algún producto similar la
superficie de trabajo.
4) Dejar en marcha la cabina durante al menos 15 minutos.
5) Conectar si fuera necesario la luz ultravioleta (UV). Conviene saber que la luz
UV tiene poco poder de penetración por lo que su capacidad
descontaminante es muy limitada.
7.2.4.5. Limpieza y desinfección de la CSB
1) Se llevará a cabo una desinfección completa en las siguientes situaciones:
• en caso de que se produzca un vertido importante.
2)
3)
4)
5)
6)
• antes de cualquier reparación.
• antes de iniciarse los chequeos periódicos.
• siempre que se cambie el programa de trabajo.
• cuando se sustituyan los filtros HEPA.
• al cambiarla de lugar, incluso dentro del mismo laboratorio.
Se realizará con desinfectante de superficie y siempre por personal
debidamente instruido y con las prendas de protección personal adecuadas.
Hay que tener en cuenta que una buena limpieza de la zona de trabajo es
una garantía de ausencia de polvo y otros contaminantes, ya que se elimina
la suciedad adherida a las superficies y que sirven de soporte a los
microorganismos. Al limpiar se elimina también la materia orgánica,
contribuyendo de forma decisiva a la eficacia de la posterior
descontaminación.
Una vez a la semana es conveniente levantar la superficie de trabajo y limpiar
y descontaminar por debajo de ella.
Nunca se debe emplear la cabina como almacén transitorio de equipo o
material de laboratorio, ya que conduce a la acumulación de polvo.
Evitar introducir en la cabina materiales que emitan partículas como algodón,
papel, madera, cartón, lápices, etc.
7.2.4.6. Mantenimiento de la CSB
1) Semanalmente se limpiará la superficie de trabajo y el resto del interior de la
cabina y se pondrá en marcha con el fin de comprobar la medida que da el
manómetro.
2) Mensualmente, con un paño mojado, se limpiarán todas las superficies
exteriores con objeto de eliminar el polvo acumulado y se revisará el estado
de las válvulas interiores con que vaya equipada.
3) Anualmente se certificará por una entidad cualificada.
8. BARRERAS SECUNDARIAS
Las barreras secundarias (Tabla 3), es decir, el diseño y construcción
adecuada de un laboratorio, contribuyen a la protección del personal del laboratorio,
constituyen una barrera para proteger a las personas que se localizan fuera del
laboratorio y por último, protege a la comunidad frente a posibles escapes
accidentales de agentes infecciosos19.
8.1. Localización
Es aconsejable que el Laboratorio de Reproducción Asistida se localice fuera
del tráfico del Hospital y que no sea lugar de paso para otras dependencias donde el
acceso no sea restringido (despachos, consulta, etc).
8.2. Locales
Hay que prever espacio suficiente para desarrollar con toda seguridad los
métodos de trabajo, así como para guardar los artículos de uso inmediato. Al mismo
tiempo debe preverse espacio para almacenamiento a largo plazo, situado fuera de
las zonas de trabajo. Igualmente, fuera de la zona de trabajo, debe haber locales
para guardar la ropa de calle, así como para poder comer, beber y fumar (prácticas
totalmente prohibidas en la zona de trabajo).
8.3. Acceso del personal al Laboratorio
Sólo se autorizará el paso a la zona de trabajo del laboratorio e instalaciones
a las personas autorizadas, conocedoras de los posibles riesgos y que satisfagan
cualquier requisito exigido como la inmunización.
Para un nivel de contención 2 es suficiente que la puerta del laboratorio
pueda cerrarse con llave, mientras que para el nivel 3 la puerta debe ser doble,
además de recomendarse un cambio de ropa. En los laboratorios de contención
máxima (nivel 4), la entrada y salida del personal y suministros se realizará a través
de vestíbulos aislantes, cambiándose por completo la ropa al entrar y duchándose al
salir.
8.4. Higiene e Instalaciones Sanitarias
El personal del Laboratorio debe de cumplir estrictamente las normas de
higiene personal establecidas. Por ello, los Laboratorios estarán dotados de lavabos
con agua corriente, con grifos que puedan accionarse sin utilizar las manos y
situado preferentemente cerca de la puerta de salida. Así mismo, se recomienda
que exista un lavaojos dentro del Laboratorio como equipo de emergencia y locales
de primeros auxilios, convenientemente equipados y accesibles.
8.5. Orden y Limpieza
Los techos, paredes y suelos, así como la superficie de las mesas de trabajo,
deben ser lisos y fáciles de lavar, impermeables a los líquidos y resistentes a la
acción de sustancias químicas y productos desinfectantes normalmente empleados
en el laboratorio, que permitan una limpieza a fondo y una posterior
descontaminación. Las superficies de trabajo se descontaminarán al menos una vez
al día y en caso de derramamiento de sustancias potencialmente peligrosas. En el
nivel de contención 3, además, todas las penetraciones deben estar perfectamente
selladas.
8.6. Señalización
Todos los accesos a los laboratorios de contención deben estar
perfectamente identificados con la señal de peligro biológico (Figura 2).
Figura 2: Señal de Peligro Biológico
8.7. Ventilación
En los laboratorios de nivel de contención 3 es aconsejable, y en los de nivel
4 obligatorio, la existencia de un sistema de ventilación que produzca una presión
negativa con respecto al exterior del mismo. Para ello, las puertas y ventanas del
laboratorio han de permanecer cerradas. El aire expulsado del laboratorio puede
seguir el sistema general de expulsión de aire del edificio siempre y cuando, éste no
sea recirculado a otras zonas. En los laboratorios de contención máxima, la presión
negativa será mantenida por un sistema mecánico de entrada y expulsión de aire
utilizando filtros de alta eficiencia para la salida. En estos casos las ventanas
deberán estar herméticamente cerradas.
8.8. Filtros HEPA
Aunque no existe legislación al respecto en España con respecto a sistema y
frecuencia para su comprobación, parece aconsejable hacerla cada 6 meses o, al
menos, no dejar pasar más de 14 meses, según directrices de otros países. No
obstante, deberá realizarlo una empresa especializada.
8.9. Eliminación de residuos
Además de la normativa general que establezca cada Hospital, la legislación
vigente establece en cuanto a residuos biosanitarios, que en un nivel de contención
3 se recomienda que en el mismo laboratorio o dentro de la instalación exista algún
sistema para el tratamiento de los residuos producidos (por ejemplo la esterilización
en autoclave). Si no es posible, el transporte de estos residuos debe realizarse en
envases sellados.
8.10. Nivel de contención 4
Todas las características de diseño descritas son obligatorias en este nivel de
contención, además de otras como el empleo de CSB clase III o equipos de
protección similares para los operarios, filtro HEPA a la entrada del aire, doble filtro
HEPA a la salida del aire, etc.
9. BIBLIOGRAFÍA
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
10.
11.
12.
13.
14.
15.
16.
Ministerio de Trabajo y Asuntos Sociales. Seguridad y condiciones de trabajo
en el laboratorio. Madrid: Instituto Nacional de Seguridad e Higiene en el
Trabajo; 2001.
Loza E, Alomar P, Bernal A, Harto A, Pérez JL, Picazo JJ, Sarazá ML.
Seguridad en el Laboratorio de Microbiología Clínica. En Procedimientos en
Microbiología Clínica, Recomendaciones de la Sociedad Española de
Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica. Picazo JJ (ed), 10: 1-42.
2000.
Protección de los trabajadores contra los riesgos relacionados con la
exposición a agentes biológicos durante el trabajo. Real Decreto 664/1997,
de 12 de mayo. B.O.E. nº 124, de 24 de mayo.
Adaptación en función del progreso técnico del Real Decreto 664/1997.
Orden de 25 de marzo de 1998. B.O.E. nº 76, de 30 de marzo.
Categorisation of biological agents according to hazard and categories of
containment: Advisory Committee on Dangerous Pathogens (4ª ed.). HSE
Books. Suffolk, 1995.
The World Health Organization (WHO). “Laboratory Biosafety Manual”. 1993.
Harrington, J.M. (1982). Health and Safety in medical laboratories. Bull. World
Health Organization, 60 (1), 9-16.
C.E.E. (1990). Directiva del Consejo sobre la protección de los trabajadores
contra los riesgos relacionados con la exposición a agentes biológicos
durante el trabajo (séptima Directiva específica con arreglo al apartado I del
artículo 16 de la Directiva 89/391/CEE). 90/679/CEE. Diario Oficial de
Comunidades Europeas L 374, 1-12, (31-12-90).
O.M.S. (1983). Manual de Bioseguridad en el Laboratorio. Organización
Mundial de la Salud. Ginebra.
Biosafety in Microbiological and Biomedical Laboratories. CDC/NIH. U.S.
Department of Health and Human Services, Public Health Service (3ª ed.).
Washington, 1993.
Protection of Laboratory Workers from Instrument Biohazards and Infectious
Disease Transmitted by Blood, Body Fluids, and Tissue; Approved Guideline
1997, NCCLS Document M29-T2.
Prevención de riesgos laborales. Ley 31/1995 de 8 de noviembre. VEO. nº
269, de 10 de noviembre.
Biosafety in Microbiological and Biomedical Laboratories. CDC/NIH. U.S.
Department of Health and Human Services, Public Health Service (4ª ed.).
Washington, 1999.
Prevención de riesgos biológicos en el laboratorio. M.C. Martí y cols. Instituto
Nacional de Seguridad e Higiene en el Trabajo. Madrid, 1997.
Laboratory Biosafety Guidelines. M.E. Kennedy (ed.). Laboratory Centre for
Disease Control, Health (2ª ed.). Ottawa, 1996.
Laboratory-Acquired Infections. History, incidence, causes and prevention.
C.H. Collins. Butterworth-Heinemann (3ª ed.). Oxford, 1993.
17.
18.
19.
Disposiciones mínimas de seguridad y de salud relativas a la utilización por
los trabajadores de equipos de protección individual. Real Decreto 773/1997,
de 30 de mayo. B.O.E. nº 140, de 12 de junio.
Primary Containment For Biohazards. Selection, Installation and Use of
Biological Safety Cabinets. CDC/NIH. U.S. Department of Health and Human
Services, Public Health Service. Washington, 1995.
The Foundations of Laboratory Safety. A Guide for the Biomedical Laboratory:
S.R. Rayburn. Springer-Verlag. Nueva York, 1990.
RECOMENDACIONES DE SEGURIDAD
BIOLÓGICA EN EL LABORATORIO DE
REPRODUCCIÓN ASISTIDA
Magán R1, Castilla JA1, García-Peña ML1, Mendoza JL1, González E1, Ortiz-Galisteo
JR1, Mendoza N1, Clavero A2
1
Unidad de Reproducción, HU Virgen de las Nieves, Granada.
Análisis Clínicos GILABERT, Granada
2
CONTENIDOS
1. INTRODUCCIÓN
2. CONTROL DE LA INFECCIÓN EN EL PERSONAL SANITARIO
2.1. Medidas Preventivas. Las Precauciones Estándar
2.1.1. Vacunación de la hepatitis B
2.1.2. Normas de higiene personal
2.1.3. Elementos de protección de barrera
2.1.4. Manejo objetos punzantes o cortantes
2.1.5. Esterilización y desinfección
2.1.6. Controles de ingeniería
2.1.7. Otras recomendaciones
2.2. Actividades de registro y vigilancia
2.3. Formación adecuada del personal sanitario
3. RECOMENDACIONES RELATIVAS A LOS PROFESIONALES SANITARIOS
PORTADORES DEL VIRUS DE LA INMUNODEFICIENCIA HUMANA (VIH) Y
OTROS VIRUS TRANSMISIBLES POR SANGRE, VIRUS DE LA HEPATITIS B
(VHB) Y VIRUS DE LA HEPATITIS C (VHC)
3.1. Clasificación de los trabajadores sanitarios portadores de virus de transmisión
sanguínea
4. RECOMENDACIONES PARA LA MANIPULACIÓN DE MATERIAL BIOLÓGICO DE
PAREJAS CON VIH, VHB Y VHC EN EL LABORATORIO DE REPRODUCCIÓN
ASISTIDA
4.1. Organización del Laboratorio de Reproducción Asistida para el tratamiento de
estos pacientes
4.2. Manipulación de muestras procedentes de pacientes con riesgo viral
5. BIBLIOGRAFÍA
1. INTRODUCCIÓN
Los procedimientos generales de control de las infecciones en el laboratorio
de reproducción asistida minimizan el riesgo de que el paciente se infecte a través
del contacto con objetos o instrumentos contaminados (catéter de transferencia), o
que los profesionales del laboratorio de reproducción asistida transmitan infecciones
a los pacientes. Así mismo, protegen a los trabajadores del riesgo de ser
infectados1.
En cuanto a los microorganismos capaces de provocar una infección en el
Laboratorio de Reproducción Asistida tenemos:
1) Bacterias: como posibles bacterias que podrían provocar infecciones en el
laboratorio por haberse encontrado en semen, moco cervical o fluido
folicular tenemos Escherichia coli2, Mycobacterium tuberculosis3 y
Chlamydia Trachomatis4,5. Hay que tener en cuenta que cuando los
pacientes portadores de estos patógenos llegan al laboratorio de
reproducción asistida, vienen ya tratados y con cultivos negativos.
2) Virus: los virus son incapaces de crecer o multiplicarse fuera de una célula
viva. Podemos citar como ejemplos más significativos en el laboratorio de
reproducción asistida al virus de la hepatitis B (VHB), virus del SIDA (VIH)
y virus de la hepatitis C (VHC)5-10.
3) Parásitos: las infecciones parasitarias carecen de importancia en el
laboratorio de reproducción asistida, aunque se han descrito en la
literatura contaminación de material biológico reproductivo por Mansonella
perstans4.
2. CONTROL DE LA INFECCIÓN EN EL PERSONAL DEL LABORATORIO
DE REPRODUCCIÓN
Las recomendaciones que hay que tener en cuenta para el control de
infecciones en el personal del laboratorio de reproducción asistida se basan en1,11:
1) El riesgo de transmisión del VIH, VHB, VHC y otros microorganismos de
transmisión sanguínea a los trabajadores sanitarios, provienen
fundamentalmente de la posibilidad de ser inoculados accidentalmente con la
sangre u otro material biológico de un paciente infectado.
2) Aunque se realizaran a todas las parejas estériles estudios serológicos, no se
identificarían a todos los pacientes infectados ya que no serían detectados
(periodo ventana) aquellos que todavía no hubieran seroconvertido. Ante la
imposibilidad de identificar de manera fiable a todos los pacientes infectados,
el Centro de Control de Enfermedades (Center for Disease Control: CDC) de
Atlanta (EEUU) consideraron en 1987 que sería conveniente adoptar con
todos los pacientes las denominadas “Precauciones Universales”, al manejar
la sangre y determinados fluidos orgánicos (líquido cefalorraquídeo, pleural,
sinovial, amniótico, peritoneal y pericárdico, semen, secreciones vaginales y
leche materna).
En base a esto, la sangre, fluidos contaminados con sangre y los fluidos
corporales de todos los pacientes se consideran potencialmente infecciosos para el
VIH, VHB, VHC y otros patógenos transmitidos por la sangre12.
Posteriormente, son publicadas las medidas de precaución estándar (1996),
constituyendo los principios de prevención primaria de las infecciones transmitidas
por fluidos orgánicos13.
2.1. Medidas preventivas. Precauciones estándar.
La primera medida de prevención frente a las enfermedades transmitidas por
fluidos orgánicos consiste en el estricto cumplimiento de las precauciones
estándar13,14.
Las medidas preventivas a tener en cuenta en el laboratorio de reproducción
asistida van a ser:
1) Vacunación de la hepatitis B y otras
2) Normas de higiene personal
3) Elementos de protección de barrera
4) Manejo de objetos punzantes o cortantes.
5) Esterilización y desinfección correcta de instrumentos y superficies
6) Controles de ingeniería
7) Otras recomendaciones
2.1.1. Vacunación de la hepatitis B
Todo el personal que desarrolla su labor en el laboratorio de reproducción
asistida, teniendo contacto directo o indirecto con la sangre u otros fluidos de los
pacientes, debe vacunarse frente a la hepatitis B para prevenir las infecciones
transmitidas por fluidos orgánicos, ya que se trata de la única de estas infecciones
que cuenta con una vacuna específica1,13,15.
No se recomienda una prueba serológica previa a la vacunación de
susceptibilidad al VHB, pero por el contrario, sí está aconsejado el control de la
inmunidad post-vacunación al mes o dos meses siguientes tras la tercera dosis, por
medio de la titulación del anticuerpo HBs. Se considera que la respuesta ha sido
positiva cuando el título de Ac-HBs es de 10 mUI/ml o mayor. Las personas que no
responden a la vacunación deben recibir una segunda pauta de tres dosis, y debe
considerarse la posibilidad de que sean positivos a Ag-HBs13.
2.1.2. Normas de higiene personal
1) Los cortes y heridas deben cubrirse siempre con apósitos impermeables
antes de iniciar cualquier actividad laboral y las lesiones cutáneas de las
2)
3)
4)
5)
manos se cubrirán con guantes. Por otro lado se retirarán anillos, relojes,
joyas, etc.
El lavado de manos es una de las medidas más importantes para el control
de las infecciones en el medio sanitario. Debe efectuarse antes y después de
la manipulación de muestras de cada paciente, aunque se hayan utilizado
guantes, y cuando las manos se hayan manchado con materiales
potencialmente contaminados. Un lavado de manos efectivo requiere 20
segundos de fricción con agua y jabón líquido bajo el chorro de agua. Tras el
lavado se secarán las manos con toallas de papel desechables1.
No comer, beber o fumar (prohibido), ni aplicar cosméticos o manipular lentes
de contacto en lugares donde se pueda estar expuesto a sangre u otros
materiales potencialmente infecciosos. No dejar comida, bebidas en lugares o
superficies donde sangre u otros materiales puedan estar presentes
(neveras, cajones, etc).
Evitar las cremas de mano que tengan base de petróleo, ya que pueden
dañar (“comerse”) los guantes de látex. Se podrán aplicar cremas siempre y
cuando se lave antes las manos.
Se debe disponer de cuarto de aseo apropiado y adecuado para uso de los
trabajadores, que incluyan productos para la limpieza ocular y antisépticos
para la piel16.
2.1.3. Elementos de protección de barrera
El tipo de barrera protectora (guantes, mascarillas, protectores oculares y
batas en general) debe ser adecuada al procedimiento que se va a realizar con el
objetivo de prevenir la exposición a sangre, líquido folicular, semen y secreciones
vaginales (Tabla 1). Se deben usar los elementos de protección de barrera cada vez
que se realice una tarea, asegurándonos previamente que se encuentra en perfecto
estado, evitando poner en peligro la seguridad y la salud del trabajador.
Tabla 1: Algunos ejemplos de aplicación práctica de los elementos de protección de
barrera1
Situación clínica
Hablar con el paciente, ajustar la velocidad del
gotero,...
Examen del paciente sin contacto con sangre,
fluidos corporales o mucosas.
Examen del paciente con contacto con sangre,
fluidos corporales o mucosas.
Extracción de sangre, colocación de vías
intravenosas periféricas.
Aspiración, inserción de catéteres.
Manejo
de
residuos
y
materiales
contaminados.
Intubación, inserción de vías arteriales,
endoscopia, procedimientos quirúrgicos y no
quirúrgicos que produzcan sangrado o drenaje
de fluidos corporales (punción folicular).
Precauciones
Ninguna
Lavado de manos
Guantes
Lavado de manos
Guantes
Lavado de manos
Guantes*
Lavado de manos
Guantes**
Lavado de manos
Guantes
Bata
Mascarilla
Protección ocular
Lavado de manos
* Utilizar bata, mascarilla y protección ocular si se prevén salpicaduras de sangre o fluidos.
** Utilizar bata, mascarilla y protección ocular solamente si hay extensa contaminación de materiales usados
por el paciente (por ejemplo sábanas), o es probable la producción de salpicaduras o de desechos.
Si el equipo se daña o es penetrado por sangre o materiales potencialmente
infecciosos se debe cambiar inmediatamente o lo más pronto posible y debe ser
reparado para un funcionamiento efectivo. Antes de dejar el área de trabajo, se tiene
que quitar el equipo de protección y colocarlo en el lugar designado, bolsa o
contenedor, para su lavado, descontaminación o desecho.
Los elementos de barrera apropiados para el laboratorio de reproducción
asistida son:
1) Guantes: los guantes constituyen la barrera de protección más importante. A
pesar de que no evitan los pinchazos con objetos punzantes tienen un efecto
protector, ya que se ha demostrado que recibir un pinchazo a través de
guantes de látex reduce el volumen de sangre transferido en, por lo menos,
un 50% y no hay que olvidar que el riesgo de infección depende en gran
medida de la cantidad de virus inoculada.
Los guantes son obligatorios siempre que el trabajador sanitario presente cortes,
heridas o lesiones cutáneas. No son precisos si el contacto es con piel intacta del
paciente. Los guantes deben ser de la talla adecuada.
Se deben utilizar guantes en las siguientes circunstancias:
• Al manejar sangre, fluidos corporales contaminados con sangre, tejidos, o los
fluidos ya señalados anteriormente.
• Al entrar en contacto con piel no intacta o mucosas de un paciente
(transferencia embrionaria).
• Al manejar objetos, materiales o superficies contaminados con sangre o con
los fluidos indicados (revisión de catéter tras transferencia).
• Al realizar procedimientos invasivos (punción folicular).
Los guantes se cambiarán tras el contacto con cada paciente. Si durante su
empleo se perforasen, es preciso quitárselos, lavarse inmediatamente las manos, y
ponerse un nuevo par.
2) Utilización de mascarillas: las mascarillas, de no existir una razón médica,
se utilizarán únicamente cuando se prevea la generación de aerosoles
(centrifugado, triturado, combinación, agitado o mezcla enérgica, separación
sónica, etc.) así como la salpicadura de sangre o fluidos corporales a las
mucosas oral y nasal.
3) Protección ocular: la protección ocular se debe utilizar cuando se prevea la
salpicadura de sangre o líquidos corporales a la mucosa ocular.
4) Utilización de batas: la utilización de batas suplementarias al uniforme
generalmente no está indicada. Se recomienda su uso cuando se prevea
grandes salpicaduras de sangre o líquidos orgánicos (asistencia a un parto,
realización de curas de gran extensión, etc.), suceso infrecuente en el
laboratorio de reproducción.
En circunstancias especiales puede obtenerse una protección adicional
mediante el empleo de delantales impermeables1,16.
2.1.4. Manejo de objetos punzantes o cortantes
Todos los sanitarios que trabajen en reproducción asistida deberán manejar
con extraordinario cuidado las agujas y los instrumentos cortantes usados. Las
precauciones se deberán adoptar durante y tras su utilización, al limpiarlos y en su
eliminación. Una vez utilizadas, las agujas no deben ser reencapuchadas, ni
sometidas a ninguna manipulación.
Para su eliminación, las agujas, jeringas y otros instrumentos cortantes o
punzantes deben ser colocados en envases resistentes a la punción, que estarán
localizados en la zona en que vayan a ser utilizados. Nunca se llenarán los envases
totalmente, puesto que las agujas que sobresalen de los contenedores constituyen
un riesgo importante para las personas que lo manejan.
Siempre que sea posible, el personal de laboratorio que utilice un instrumento
cortante o punzante debe deshacerse personalmente del mismo. Nunca se dejarán
estos objetos cortantes abandonados sobre una superficie, ya que existe riesgo de
que otros compañeros sufran accidentes.
Se tendrá especial cuidado en que no haya objetos cortantes en la ropa que
vaya a la lavandería, ya que pueden producir accidentes a los trabajadores que la
manipulen. Por supuesto, nunca se eliminarán los objetos cortantes o punzantes en
las bolsas de plástico situadas en los cubos de basura1.
2.1.5. Esterilización y desinfección
En la medida de lo posible, todos los objetos o instrumentos que penetren en
los tejidos o entren en contacto con sangre o con mucosas o piel no intactas serán
de un solo uso.
En caso de que esto no sea posible (gradillas, cristal de estereomicroscopio,
etc.), estos objetos o instrumentos se deben esterilizar entre paciente y paciente. Se
debe realizar una limpieza previa a la esterilización y desinfección ya que los
desinfectantes más potentes pueden no ejercer su acción si la sangre u otras
sustancias les impiden alcanzar la superficie sobre la que deben actuar. Por ello,
todos los objetos que vayan a ser desinfectados o esterilizados deben ser sometidos
a una limpieza previa que elimine la sangre u otras sustancias de su superficie. Tras
su limpieza, los objetos deben ser aclarados antes de ser desinfectados o
esterilizados en autoclave. Estos procedimientos se realizarán con guantes
resistentes1. La desinfección puede realizarse con glutaraldehído al 2%, peracético
o hexanios durante 15-20 minutos y aclarados con agua estéril.
Por otro lado, si la superficie externa de los frascos de recogida de semen
están contaminados, deben ser lavados con una solución desinfectante (por ejemplo
5.25 g/l de hipoclorito sódico o lejía diluida a 1:10)17, aunque en el área de
manipulación de embriones y gametos no es aconsejable el uso de lejía, por lo que
esta puede ser sustituida por alcohol de 70%.
El uso de Luz Ultravioleta como método de desinfección en el Laboratorio de
Reproducción Asistida no es recomendado. En primer lugar, por su escaso poder de
penetración que hace que su capacidad de descontaminación sea muy limitada. Y
en segundo lugar, por el posible daño que puede ocasionar a gametos y embriones.
Recordar que el RD 413/96, en el que se establecen los requisitos para homologar
centros y servicios relacionados con Técnicas de Reproducción Asistida, exige que
la Cabina de Flujo Laminar que se utilice en el Laboratorio de FIV sea sin rayos
ultravioleta.
2.1.6. Controles de ingeniería
Se trata de sistemas físicos o mecánicos que se proveen para eliminar o
minimizar las fuentes de peligro:
1) Agujas auto cubiertas: son agujas que eliminan el riesgo de pinchazo
accidental al tener una funda protectiva que se desliza sobre la aguja
después del uso.
2) Bolsas de bioseguridad: son de color rojo o rojo anaranjado. Se deben tocar
sólo por la parte exterior. No introducir las manos para empujar el contenido;
para desplazar residuos hacia abajo se debe agarrar la parte superior de la
bolsa. Transportar siempre separando la bolsa del cuerpo, no abrazarla.
Regla de oro: manipular todas las bolsas como si contuviesen agujas u
objetos cortantes.
3) Envases o contenedores de bioseguridad: deben ser resistentes a las
punciones y con laterales y fondo a prueba de fugas. Se tienen que cerrar y
sustituir por otros vacíos antes de llenarlos en exceso.
Los controles de ingeniería deben ser examinados, recibir mantenimiento
y ser reemplazados siguiendo un itinerario para asegurar su efectividad16.
2.1.7. Otras recomendaciones
Como ya hemos comentado, todas las muestras de sangre, fluidos
contaminados con sangre, semen, secreciones vaginales y muestras de tejidos se
deben considerar siempre potencialmente infectados por microorganismos
transmitidos por sangre. Por tanto, la adopción de las precauciones Universales
elimina la necesidad de utilizar una señalización especial (punto rojo: indicación de
“alto riesgo”) en las muestras de sangre y fluidos de pacientes de los que se
sospecha o se conoce que están infectados por VIH, VHB, VHC u otros
microorganismos transmitidos por sangre.
No tiene sentido la señalización especial en las muestras de sangre, fluidos y
tejidos de las personas infectadas ya que confiere una falsa seguridad al personal
sanitario. Además, ésta señalización vulnera el derecho a la intimidad y a la
confidencialidad que asiste a todos los pacientes.
En cuanto al control microbiológico ambiental es una práctica habitual para la
prevención de infecciones en zonas de alto riesgo en hospitales (quirófanos de
cirugía especial y unidad de aislamiento de pacientes), no siendo recomendada su
practica en el resto de áreas quirúrgicas, unidad de cuidados intensivos, unidad de
quemados. Consideramos que su realización en el laboratorio de reproducción
asistida no es necesario. En caso de llevarlo acabo se debe realizar mediante un
método de muestreo volumétrico y por impacto, bien por centrifugación o por
aspiración. El método de sedimentación en placa no es tan fiable como los
anteriores. No se recomienda el muestreo por superficie. Las tomas de muestras se
realizarán antes del comienzo de la actividad, con el menor número de personas
presentes, sin aperturas de puertas, movimientos (de objetos etc.) mientras se
realiza el muestreo. Los medios de cultivo a emplear dependerán de la flora
microbiana que queramos controlar (hongos, bacterias) por lo que los tiempos y
temperaturas de incubación también estarán en función
de estos
microorganismos18.
Otras recomendaciones serían:
1) Sábanas y ropa blanca
El tratamiento de la ropa utilizada con pacientes seropositivos o con SIDA será el
normal, no precisándose en ningún caso el uso de ropa desechable.
2) Transporte del paciente
No se adoptarán medidas especiales en el transporte de los pacientes
seropositivos, ni se pondrá ningún tipo de identificación en la cama o camilla.
3) Hospitalización
Como norma general, los pacientes seropositivos compartirán las habitaciones y
los baños con otros enfermos.
4) Eliminación de residuos
Los residuos y desechos contaminados con sangre o con los fluidos ya indicados
de cualquier paciente deben ser considerados como potencialmente infecciosos y
serán incinerados o eliminados de acuerdo con las normas del centro sobre
desechos infecciosos.
Los residuos no cortantes o punzantes (gasas, productos de papel o de
plástico desechables, torundas de algodón y otros) serán eliminados en bolsas de
plástico resistentes. Para evitar roturas se desechará la bolsa cuando esté a dos
tercios de su capacidad.
Como se ha señalado anteriormente, los objetos punzantes y cortantes (agujas
desechables, jeringas, hojas de bisturíes, vidrios rotos, etc.) serán colocados en un
contenedor rígido (a prueba de perforaciones), cerrados cuando estén llenos, y
eliminados.
5) Salpicaduras o vertidos de sangre o fluidos sobre superficies u objetos
Si se produce un vertido de sangre o de los fluidos indicados, se debe limpiar
todo el equipo y superficies lo más pronto posible tras haber sido contaminado. De
este modo, el personal del laboratorio de reproducción asistida deberá:
• Colocarse guantes resistentes
• Verter lejía diluida al 10% (una parte de lejía doméstica en 9 de agua)
sobre la superficie contaminada
• Limpiar el área con toallas desechables
• Quitarse los guantes y lavarse las manos1
Dado que la utilización de la lejía en los laboratorios de reproducción no es
aconsejable dentro del área donde se manipulan los gametos y embriones, ésta
puede sustituirse por alcohol al 70 %.
2.2. Actividades de registro y vigilancia
El mantener registros sobre evaluaciones médicas, inmunizaciones,
exposiciones, profilaxis post-exposición y pruebas de criba, preferentemente
informatizados y fácilmente accesibles permite monitorizar de forma efectiva la salud
del personal del laboratorio de reproducción asistida, y asegura la pertinencia de los
servicios de prevención de riesgos laborales que se ofrecen a los trabajadores del
ámbito sanitario13. Interesa especialmente la participación en algunos de los
registros de accidentes en funcionamiento en España, como el EPINETAC19 o el
GERABTAS20.
2.3. Formación adecuada del personal sanitario
Para asegurar que todo el personal del laboratorio de reproducción asistida
tengan capacidad y actitud para evitar la transmisión de enfermedades por fluidos
orgánicos, es imprescindible el difundir las formas de prevención, por medio de
programas de formación continuada o por otras actividades11. En estos programas
se debe considerar, como mínimo los siguientes puntos13,15,21,22:
1) El riesgo profesional de contagio de estas infecciones.
2) La importancia de respetar siempre las precauciones estándar.
3) La necesidad de la vacuna contra la hepatitis B.
4) Cómo actuar y a quién acudir en caso de sufrir un accidente con material
contaminado.
3. RECOMENDACIONES RELATIVAS A LOS PROFESIONALES SANITARIOS
PORTADORES DEL VIRUS DE LA INMUNODEFICIENCIA HUMANA (VIH) Y
OTROS VIRUS TRANSMISIBLES POR SANGRE, VIRUS DE LA HEPATITIS B
(VHB) Y VIRUS DE LA HEPATITIS C (VHC)
El riesgo de transmisión del VIH desde un profesional sanitario infectado a un
paciente es muy remoto23. Además, este riesgo se puede minimizar de forma muy
significativa mediante la aplicación sistemática de los procedimientos generales de
control de la infección y de las Precauciones Universales. A pesar de ello, la
existencia de potenciales repercusiones laborales, personales, sanitarias, éticas y
sociales obliga a los profesionales y equipos directivos de los centros en los que
trabajan dichos profesionales, a seguir unas recomendaciones técnicas y éticas que
permitan prevenir la posible infección.
Respecto al riesgo de transmisión del VHB desde los trabajadores sanitarios
a los pacientes se ha demostrado que es bajo, excepto en el caso de que sean
portadores del antígeno HBe. Por otra parte, la cuantificación de este riesgo en
relación al VHC, es incompleta.
Hay una serie de aspectos generales que merece la pena destacar:
a) Por una parte la necesidad de proteger a los pacientes y, por otra, en
salvaguardar la confidencialidad de los profesional sanitarios y su derecho
al trabajo.
b) Las recomendaciones deben realizarse de forma específica en relación a
cada uno de los virus, VIH, VHB y VHC, en base a su grado de
infectividad, a las características de cada infección y de los riesgos de
transmisión de cada uno de ellos.
c) La aplicación sistemática de las “Precauciones Universales” es la pieza
esencial de las medidas de prevención de las infecciones nosocomiales
de transmisión sanguínea.
d) Desde un punto de vista ético, no estaría justificado, en principio, realizar
pruebas obligatorias de detección de VIH y VHC en el personal sanitario.
Sólo en el caso de que ocurra un accidente con exposición del paciente a
la sangre del profesional, se podrá realizar a ambos las pruebas
serológicas pertinentes y llevar a cabo el seguimiento de cualquiera de
ellos para valorar el riesgo de infección del paciente. Paralelamente, todos
los profesionales sanitarios deberán estar vacunados frente al VHB, salvo
en aquellos casos en los que esté contraindicada la administración de la
vacuna.
No obstante, cualquier trabajador sanitario que sospeche que pueda estar
infectado por el VIH, VHB u otros virus de transmisión sanguínea debe tener la
posibilidad de realizarse, de forma anónima, los tests de determinación de
anticuerpos frente a estos virus. Para ello, puede acudir a la Unidad de Salud
Laboral/Medicina Preventiva de su centro, o a cualquier centro autorizado dentro de
la red sanitaria. El diagnóstico debe llevarse a cabo respetando la confidencialidad y
la intimidad a las que tienen derecho todos los ciudadanos.
En el caso de que sea portador del VIH, del VHB o del VHC, su seguimiento
clínico se realizará por un médico elegido por el propio trabajador sanitario, el cual
podrá pertenecer o no, al centro donde éste desarrolla su actividad23-35.
3.1. Clasificación de los trabajadores sanitarios portadores de virus de
transmisión sanguínea.
Para la clasificación de estos trabajadores hay que distinguir claramente entre
un proceso invasor y no invasor:
1) No invasivos: no hay ningún tipo de contacto con la sangre del paciente y por
ello, no plantea ningún riesgo de contagio por ésta vía37.
2) Invasivos de riesgo: Se consideran procedimientos invasores con riesgo de
exposición accidental a los virus de transmisión sanguínea, aquellos en los
que las manos enguantadas del trabajador pueden estar en contacto con
instrumentos cortantes, puntas de aguja, o fragmentos de tejidos punzantes o
cortantes, situadas en el interior de una cavidad abierta del cuerpo, herida o
espacio anatómico, o aquellos en los que las manos o las puntas de los
dedos pueden no estar completamente visibles durante o parte del
procedimiento.
3) Invasivos sin riesgo de exposición: no deben considerarse de riesgo los
procedimientos en los que las manos o las puntas de los dedos del trabajador
están visibles y fuera del cuerpo del paciente, durante todo el tiempo que
dura el procedimiento, ni tampoco los exámenes internos o procedimientos
que no requieran el uso de instrumentos cortantes. Ejemplos de los
procedimientos en reproducción asistida son la extracción de sangre, la
punción folicular y la transferencia embrionaria.
Como orientación práctica, los trabajadores sanitarios portadores de virus de
transmisión sanguínea pueden ser clasificados en tres grupos23:
1) Trabajadores sanitarios que no realizan procedimientos invasores y que
aplican en su trabajo las Precauciones Universales: pueden continuar
desarrollando su labor habitual. Se les debe practicar los controles médicos
adecuados.
2) Trabajadores sanitarios que realizan procedimientos invasores no
incluidos entre los que pueden predisponer a exposiciones accidentales
y que aplican en su trabajo las Precauciones Universales: podrán
continuar desarrollando su labor habitual, siguiendo sus controles clínicos. Su
médico podrá realizar las consultas que considere oportunas, manteniendo
en todo momento la confidencialidad del trabajador portador del VIH. Este
sería el caso más frecuente en reproducción asistida.
3) Trabajadores sanitarios que realizan procedimientos invasores con
riesgo de exposiciones accidentales (se describe, aunque ya hemos
comentado que no es el caso de los profesionales del laboratorio de
reproducción asistida):
• Virus de la inmunodeficiencia humana: en base a la evidencia científica
que respalda un riesgo extremadamente bajo de transmisión del VIH
desde un profesional sanitario infectado por este virus a sus pacientes, no
parece, a priori, justificada una recomendación generalizada de que todos
los profesionales con esta infección dejen de realizar tales
procedimientos. En estos casos, cualquier decisión que se adopte, debe
tomarse de forma particularizada. Para esta toma de decisiones
individualizadas ha de tenerse en cuenta el tipo de actividades de cada
profesional, sus condiciones físicas y psíquicas, y su actitud personal.
Como prueba de la dificultad de establecer recomendaciones para ello,
están las recomendaciones aparentemente contradictorias que emitió la
Society for Healthcare Epidemiology of America34, con énfasis en que el
hecho de la infección por VIH no constituye una base para excluir a un
profesional de realizar procedimientos invasores, y el Colegio Oficial de
Médicos de Barcelona35, recomendando que estos profesionales se
abstengan de hacer procedimientos invasores. Todo profesional sanitario
infectado por VIH en cuyo trabajo se realicen este tipo de procedimientos
deberá informar a su médico y éste a su vez a una comisión de evaluación
constituida para tal efecto.
• Virus de la hepatitis B: aunque apliquen en su trabajo las Precauciones
Universales, y de acuerdo con el estado actual del conocimiento científico,
quienes sean portadores del antígeno de superficie (Ag HBs) y del
antígeno e (Ag HBe) del VHB deben suspender la práctica de estos
procedimientos hasta que los indicadores de infectividad desaparezcan.
En los casos de los portadores del Ag HBs pero no del Ag HBe, la
decisión debe ser individualizada, aconsejándose el uso de doble guante
en los procedimientos invasores que realice.
• Virus de la hepatitis C: no se pueden realizar recomendaciones generales al
respecto al considerar que no existe suficiente información en la literatura
científica. No obstante, se llevará a cabo un seguimiento de este problema y
se recomienda individualizar cada caso en función del tipo de actividad de
cada profesional sanitario, contemplando la posibilidad de que no realice
procedimientos invasores mientras se mantenga la situación de infectividad
(detección de ARN viral en plasma).
4. RECOMENDACIONES PARA LA MANIPULACIÓN DE MATERIAL BIOLÓGICO
DE PAREJAS CON VIH, VHB Y VHC EN EL LABORATORIO DE
REPRODUCCIÓN ASISTIDA
4.1. Organización del Laboratorio de Reproducción Asistida para el
tratamiento de estos pacientes
El objetivo que se debe perseguir a la hora de atender a pacientes con
enfermedades infecciosas es buscar el equilibrio entre seguridad y eficiencia. Es
decir, no se trata de adoptar las máximas medidas de seguridad biológica (costosas
y a veces innecesarias), si no medidas de seguridad biológica adecuadas al nivel de
riesgo en el que se trabaja. En este contexto habría que definir los recursos
necesarios y las prácticas adecuadas para la manipulación de este tipo de
muestras.
Siguiendo las recomendaciones descritas en el capítulo anterior, cualquier
manipulación de líquido biológico potencialmente infeccioso (semen, líquido
folicular, etc.) de pacientes con VIH, VHB y VHC exige la adopción de un nivel de
contención o bioseguridad de tipo 2. En el laboratorio de reproducción asistida al
manipular material biológico reproductivo (semen líquido folicular) y sangre se
puede generar aerosoles en salpicaduras y centrifugaciones, la generación de
aerosoles presenta dos formas de exposición potencial al trabajador: formación de
partículas diminutas infecciosas respirables y por formación de partículas mayores
que sedimentan en superficies del equipo y del personal. En el primer caso, la
presencia de microorganismos en el aire no es suficiente para que se produzca
enfermedad, puesto que debe de coincidir por una parte que sea la vía respiratoria
la vía de contagio de dicho microorganismo, y por otra en el caso de que así sea,
que se alcance en el aire la concentración necesaria para producir infección (dosis
infectiva mínima). Por el tipo de muestra y procedimientos realizados en el
laboratorio de reproducción asistida descartamos este posible riesgo36. En cuanto al
segundo caso, los aerosoles generados pueden depositarse en piel no intacta o
mucosas, siendo las medidas de protección más adecuadas los EPI. Por tanto,
creemos que de las tres posibles medidas que se pueden adoptar en este nivel de
contención (CSB, EPI y dispositivos de contención física), la más eficiente sería la
adopción de EPI ya comentadas anteriormente, y que consisten entre otros en
mascarillas, gafas protectoras y guantes. Sólo en el caso de que se fuera a
concentrar o cultivar el agente patógeno, creemos casi obligado el uso de CSB en
este nivel de contención.
Según la Normativa Francesa38 sobre Seguridad Biológica en el Laboratorio,
una de las medidas más importantes que deben instaurarse para la manipulación
del material biológico de pacientes infectados con VIH, VHB y VHC es un circuito de
riesgo viral que implica una disociación temporal de otros procesos terapéuticos de
otros pacientes y una disociación espacial de las actividades concernientes a
pacientes de riesgo y a pacientes sanos, es decir, un área física diferenciada dotada
de un puesto de trabajo completo y exclusivo para este tipo de material biológico.
De acuerdo con lo expuesto en el tema anterior, creemos que una disociación
temporal es una recomendación adecuada, en el caso de existir varios pacientes
ese mismo día es conveniente atender en último lugar a los pacientes con
enfermedades infecciosas. Sin embargo pensamos que la aplicación del nivel de
contención 2 no exige una disociación espacial que implique el uso exclusivo de
aparatos (microscopio, lupa, microinyectores, centrífuga, etc.) para estos pacientes,
una adecuada limpieza y desinfección permiten su uso posterior para otros
pacientes. En esta línea, sería suficiente designar dentro del laboratorio de
reproducción asistida un área de trabajo específica con contenedores de desecho
para evitar la circulación del material utilizado en el interior del laboratorio, tal como
recomienda la Comisión Asesora Catalana39, realizando el mayor número de
actividades dentro de la cabina de flujo laminar. La Comisión Asesora Catalana
sobre TRA humana recomienda únicamente el empleo exclusivo de la CFL y la
Incubadora de CO2 para la manipulación del material biológico reproductivo de estos
pacientes. Creemos que un adecuado mantenimiento y limpieza de las CFL permite
su empleo tanto para pacientes sanos como para pacientes infectados,
manteniendo una disociación temporal, es decir, no manipulando muestras al mismo
tiempo de distintos pacientes.
Otro caso completamente diferente es la Incubadora de CO2, ya que es
imposible llevar a cabo una disociación temporal debido al cultivo durante varios
días de embriones y zigotos. En este caso, sí creemos necesario la existencia de
una incubadora de CO2 exclusiva para este material biológico reproductivo, con el
objetivo de evitar posibles contaminaciones al caer accidentalmente una placa. No
obstante, para reducir este riesgo, la Comisión Asesora Catalana recomienda
recubrir las superficies de la incubadora con papel de aluminio. La campana y sus
instrumentos (estereomicroscopio) se recubrirán de papel de filtro. De esta manera
se podrá recoger cualquier gota que pueda caer y, a la vez, se evitará la
contaminación de equipos. Otra posibilidad es la utilización de bloques de
incubación individuales (Black Cube, IVFtech, Denmark, www.ivftech.dk), que
permiten un cultivo independiente y aislado de las placas de estos pacientes, sin
tener que utilizar una incubadora diferente.
Otras recomendaciones a tener en cuenta en el Laboratorio de Reproducción
Asistida38,39:
1) Procedimientos de trabajo y seguridad establecidos en protocolos escritos,
actualizados y validados por las autoridades sanitarias.
2) Restringir acceso de personal no autorizado.
3) Emplear preferentemente batas de un solo uso o autoclavar.
4) Ausencia de objetos punzantes en zonas de trabajo.
5) Poner filtros de algodón a las pipetas Pasteur y a las puntas de las pipetas.
6) Empleo de Centrífugas con tapas de Seguridad así como sellar los tubos a
centrifugar con Parafilm.
7) Los materiales comunes (gradillas, chupetes, cristal de estereo-microscopio)
deberán ser:
• Limpiados
• Desinfectados (glutaraldehído 2%, peracético, hexanios) durante 15-20
minutos y aclarados con agua estéril
• Esterilizados en autoclave.
8) Los depósitos de reflujo de la aspiradora folicular serán obligatoriamente
esterilizados utilizando autoclave antes de ser nuevamente utilizados.
9) Se realizará un mínimo de cuatro lavados de los cúmulos-ovocitos
recuperados, con el objetivo de eliminar al máximo las células sanguíneas.
Se pondrá un pequeño filtro de algodón en las puntas de las pipetas
automáticas (es conveniente trabajar siempre con puntas de estas
características).
4.2. Manipulación de muestras procedentes de pacientes con riesgo
viral
No es objetivo de estas recomendaciones entrar a analizar aspectos clínicos
en el tratamiento de estas parejas, pero sí nos parece oportuno comentar aspectos
que van a afectar directamente a la seguridad biológica en el laboratorio de
reproducción asistida, como son la preparación del semen y la determinación de la
carga viral.
En cuanto a la preparación del semen consideramos adecuado la aplicación
de la técnica por Semprini et al.40,41 que consiste en la realización de una selección
espermática mediante gradiente de densidad, posteriormente realización de 2
lavados y swim-up. Mediante este protocolo se obtiene una fracción de
espermatozoides móviles, libres de plasma seminal y otras células infectadas
(leucocitos principalmente).
Respecto al protocolo a seguir en la detección de la carga viral, la Normativa
Francesa38 recomienda medir carga viral en semen y si este presenta una alta carga
viral no seguir adelante (Figura 1 y 2). Tal como opina la Comisión Asesora
Catalana39, creemos que es precisamente este tipo de pacientes (alta carga viral
seminal) los que más se van a beneficiar de la aplicación de técnicas de
reproducción asistida, por lo que no consideramos la presencia de carga viral
elevada en el semen total un factor excluyente.
En todos los casos de varones infectados con VIH y VHC, se estudiará la
presencia de virus en la muestra de semen preparada. Una de las posibilidades más
empleada, de más fácil acceso y que ha demostrado ser eficiente es la utilización de
kit comerciales. Estos no pueden excluir totalmente la presencia de virus en una
muestra ya que no lo detectan si su concentración en dicha muestra es menor que
el límite de sensibilidad del kit. No obstante, no se ha descrito hasta la actualidad
ningún caso de contagio ni en las mujeres tratadas con este tipo de semen ni en los
recien nacidos obtenidos, lo que nos sugiere que no es imprescindible realizar
técnicas de detección de virus más complejas como la nested-PCR, que detecta
hasta una copia del virus42.
Figura 1: Actuación ante varón seropositivo frente VIH según normativa Francesa38
Carga viral en plasma
seminal
>10.000 cop/ml
NO TRATAR
<10.000 cop/ml
Centrifugación en
gradientes + Swin up
Congelación espermática
Detección de
DNA proviral o
RNA
POSITIVA
NO TRATAR
NEGATIVA
TRATAR
Carga viral
inicial <1000
cop/ml
Cualquier
técnica
Carga viral
inicial >1000
cop/ml
ICSI
Figura 2: Actuación ante varón seropositivo VHC según la Normativa Francesa38
Carga viral en
plasma seminal
NEGATIVA
TRATAR
POSITIVA
Centrifugación
en gradientes +
Swin up
Congelación
espermática
Detección de
VHC en
fracción
intermedia
NEGATIVA
TRATAR
POSITIVA
Detección de
VHC en
fracción final
POSITIVA
NO TRATAR
Carga viral en
plasma seminal
TRATAR
5. BIBLIOGRAFÍA
1. Recomendaciones para el control de la infección por VIH, VHB y VHC y otros
microorganismos de transmisión sanguínea en el medio laboral sanitario.
http://www.euskadi.net/sanidad/salud/sida/datos/infoprof_c.pdf
2. Seidman DS, Madjar I, Levron J, Levran D, Mashiach S, Dor J. Testicular
sperm aspiration and intracytoplasmic sperm injection for persistent infection
of the ejaculate. Fertil Steril 1999; 71: 564-6.
3. Briceño O, Egozcue S, Puigvert A. TESE-ICSI como tratamiento de la
infertilidad masculina secundaria a TBC. A propósito de un caso. Arch Esp de
Urol 2000; 53: 39-42.
4. Goverde AJ, Schats R, Van Berlo PJM, Claessen FAP. An unexpected guest
in follicular fluid. Human Reproduction 1996; 11: 531-2.
5. Steyaert SR, Leroux-Roels GG, Dhont M. Infections in IVF: review and
guidelines. Human Reproduction 2000; 6: 432-41.
6. Lesourd F, Izopet J, Mervan C, Payen JL, Sandres K, Monrozies X et al.
Transmissions of hepatitis C virus during the ancillary procedures for assisted
conception. Human Reproduction 2000; 15: 1083-5.
7. Levy R, Bourlet T, Maertens A, Salle B, Lornage J, Laurent JL et al.
Pregnancy after safe IVF with hepatitis C virus RNA-positive sperm. Human
Reproduction 2002; 17: 2650-3.
8. Sifer C, Benifla JL, Branger M, Devaux A, Brun-Vezinet, Madelenat P et al.
Effects of hepatitis C virus on the apoptosis percentage of granulosa cells in
vivo in women undergoing IVF: preliminary results. Human Reproduction
2002; 17: 1773-6.
9. Taylor PJ, Gill MJ, Mahadevan M, Pattinson HA. Hepatitis B virus in human
follicular fluid. Fertil Steril 1987; 48: 514.
10. Zhang H, Dornadula G, Beumont M, Livornese L, Van Uitert B, Henning K et
al. Human Immunodeficiency Virus Type 1 in the Semen of Men Receiving
Highly Active Antiretroviral Therapy. The New England Journal of Medicine
1998; 339: 1803-9.
11. Preventing Needlestick Injuries in Health Care Settings. National Institute for
Occupational Safety and Health (NIOSH). Nº 2000-108, 1999.
http://www.cdc.gov/niosh/2000-108.html
12. Cómo Prevenir la Transmisión Ocupacional del VIH al Personal de Cuidado
de Salud. Centros para el Control y la Prevención de Enfermedades.
Prevención de VIH/SIDA. http://www.cdc.gov/spanish/vih/pubs/facts/shcwprev.htm
13. Lameiro FJ, Repáraz F, Sola J, Tiberio G, Pavón A, Gost J. Control de la
infección en el personal sanitario I: inmunización. Enfermedades vehiculadas
por sangre y secreciones. ANALES Sis San Navarra 2000;23:227-39.
14. Bayas JM, Vilella M, Bertrán MJ, Adell C, Rojano X. Vacunación frente a la
varicela-zóster. Med Preven 1999:5.
15. Bolyard EA, Tablan OC, Williams WW, Pearson ML, Shapiro CN, Deithman
SD. HICPAC. Guideline for infection control in health care personnel. Am J
Infect Control 1998;26:289-354.
16. Aguilar JM. Riesgos Biológicos: Sangre.
http://www.medynet.com/usuarios/jraguilar/exposicion%20a%20sangre.htm
17. WHO. Laboratory Manual for the Examination of Human Semen and SpermCervical Mucus Interaction. Cambridge: Cambridge University Press, 1999.
18. Monge V. Contaminación ambiental en zonas de riesgo hospitalario.
http://www.aeih.org/CentroDocumental/Revistas/contaminacion-ambientalzonas-riesgos.asp
19. Comisión Central de Salud Laboral y Grupo GERABTAS. Accidentes
biológicos en profesionales sanitarios, 3ª Edición. ISBN: 84-921474-3-1.
Madrid, 1997.
20. Sociedad Española de Medicina Preventiva, Salud Pública e Higiene.
EPINETAC: Estudio y seguimiento del riesgo biológico en el personal
sanitario. Enero-diciembre 1997.
21. CDC. Immunization of health-care workers. Recommendations of the Advisory
Committee on Immunization Practices (ACIP) and the Hospital Infection
Control Practices Advisory Committee (HICPAC). MMWR 1997; 46 (No. RR18).
22. Recommendations for prevention and control of HCV infection and HCV
related chronic diseases. MMWR 98; 47. RR19.
23. Recomendaciones relativas a los profesionales sanitarios portadores del virus
de la inmunodeficiencia humana (VIH) y otros virus transmisibles por sangre,
virus de la hepatitis B (VHB) y virus de la hepatitis C (VHC). Ministerio
Sanidad y Consumo. Publicaciones Consejo Asesor Clínico (2ª edición),
1998. http://www.msc.es
24. OSHA. Regulations on bloodborne pathogens. Occupational Exposure to
Bloodborne Pathogens: Final Rule. Department of Labor. Federal Register.
December, 6, 1991.
25. C.D.C. Recommendations for prevention of HIV transmission in health care
settings. MMWR 1987; 36 (suppl 2S): 1S-18S.
26. C.D.C. Update: Acquired Immunodeficiency syndrome and human
immunodeficiency virus infection among health-care workers. MMWR 1988;
36: 229-34, 239.
27. C.D.C. Update: Universal Precautions for prevention of transmission of
Human Immunodeficiency Virus, Hepatitis B and other bloodborne pathogens
in health-care settings. MMWR 1988; 377-88.
28. C.D.C. Guidelines for Prevention of transmission of Human Immunodeficiency
Virus and Hepatitits B virus to health-care and public safety workers. MMWR
1989; 38 (S-6): 1-37.
29. Guidance for Clinical Health Worker; protection against infection with HIV and
Hepatitits Viruses. Recommendations of the Expert Advisory Group on AIDS.
London, Her Majesty’s Stationery Office, 1990.
30. The Universal Precautions. En: Runnells RR. OSHA Compliance Made Easy.
Your complete procedures & practices training manual for the dental office.
Smart Practice. The Semantodontics Company. Phoenix (Arizona) February,
1992; 6-1 a 6-23.
31. Henderson DK. HIV-1 in the health-care setting. En: Mandell GL, Douglas RG,
Bennett JE. Principles and Practice of Infectious Diseases, 3th ed. Churchill
Livingstone, New York, 1991: 2221-80.
32. Martin MA, Wenzel RP. Sterilization, disinfection, and disposal of infectious
waste. En: Mandell GL, Douglas RG, Bennett JE. Principles and Practice of
Infectious Diseases, 3th ed. Churchull Livingstone, New York, 1991: 2182-8.
33. UK Health Departments. AIDS-HIV infected health care workers: guidance on
the management of infected health care workers: London: Department of
Health, March 1994.
34. AIDS/TB Committee of the Society for Healthcare Epidemiology of America.
Management of healthcare workers infected with Hepatitis B virus, Hepatitis C
virus, Human immunodeficiency Virus, or other bloosborne pathogens. Infect
Control Hosp Epidemiol 1997; 18: 349-363.
35. Collegi Oficial de Metges de Barcelona. Quaderns de la Bona Praxi. Com
actuar quan un metge és portador del virus de immunodeficiència humana o
dels virus de l’hepatitis B o C. Barcelona 1997.
36. Harding AL, Brandt Byers K. Epidemiology of laboratory-associated infections.
En: Fleming DO, Hunt DL. Biological safety: principles and practices.
Whashington, DC: ASM Press, 2000.
37. Profesionales Sanitarios portadores de virus transmisibles por la sangre:
¿Pueden seguir trabajando?. http://www.istas.net.
38. Normativa Francesa sobre Seguridad Biológica en Laboratorios de
Reproducción Asistida. Arrêté du mai 2001 modifiant l’arrêté du 12 janvier
1999 relatif aux règles de bonnes pratiques cliniques et biologiques en
assistance médicale à la procréation. J.O. Número 112 du 15 mai 2001, page
7735 (Francia). http://admi.net/jo/20010515/SANP0121721A.html.
39. Comisión Asesora sobre Técnicas de Reproducción Humana Asistida del
Departamento de Sanidad y Seguridad Social de la Generalitat de Cataluña.
Técnicas de Reproducción Asistida y VIH. (CATRHAGC, 2002).
40. Semprini A, Levy-Setti P, Bozzo M y cols. Insemination of HIV-negative
women with processed semen of HIV-positive partners. Lancet 1992;
340:1317-9.
41. Semprini A. Reproductive counselling for HIV-discordant couples. Lancet
1997; 349:1401-2.
42. Meseguer, M, Garrido N, Gimeno C, Remohí J, Simón C, Pellicer A.
Comparison of polymerase Caín reaction: dependent methods for determining
the presence of human immunodeficiency virus and hepatitis C virus in
washed semen. Fertil Steril 2002; 78: 1199-1202.
SEGURIDAD BIOLÓGICA EN
CRIOCONSERVACIÓN Y
TRANSPORTE DE MATERIAL
BIOLÓGICO REPRODUCTIVO
Castilla JA1, Magán R1, Martínez L1, Fernández A2, Ramírez JP2, Yoldi A2, Vergara
F2.
1
Unidad de Reproducción, HU Virgen de las Nieves, Granada.
Laboratorio CEIFER, Granada.
2
CONTENIDOS
1. INTRODUCCIÓN
2. MEDIDAS DE SEGURIDAD
2.1. Screening de donantes y pacientes
2.2. Organización del banco
2.2.1. Mantenimiento y limpieza de tanques
2.2.2. Contenedores de cuarentena
2.2.3. Almacenamiento en vapor o filtración de Nitrógeno Líquido
2.3. Protocolos de congelación
2.3.1. Pajuelas
2.3.1.1. Material de la pajuela
2.3.1.2. Método de sellado
2.3.1.3. Método de llenado
2.3.2. Criotubos o crioviales
2.3.3. Ampollas
2.4. Medidas especiales para pacientes con EIT
2.5. Transporte
3. BIBLIOGRAFÍA
1. INTRODUCCIÓN
El aumento en la demanda de crioconservar material biológico reproductivo
debido al auge de las técnicas de reproducción asistida y el creciente empleo de
dichas técnicas en parejas con enfermedades infecciosas transmisibles, obliga a
disminuir en lo posible el riesgo de contaminación cruzada durante el
almacenamiento de dicho material.
En la actualidad no se dispone de evidencias de contaminación cruzada en
un tanque de congelación de semen o embriones humanos1. No obstante, son
numerosos los autores que consideran esta posibilidad2-4, en base principalmente al
trabajo de Tedder y col. de 19955, donde se describía la transmisión de hepatitis B
por contaminación cruzada durante la crioconservación de médula ósea. Por otra
parte, algunos estudios han demostrado que virus infecciosos pueden aislarse del
nitrógeno líquido de contenedores de viales de virus crioconservados6-8. El nitrógeno
líquido se ha implicado también en casos de infección cruzada del papilomavirus
humano9,10.
Debido a que una pajuela puede sufrir un escape o rotura durante la
congelación, o que el tapón de un criotubo puede reventar o no ser hermético2, el
riesgo potencial de contaminación cruzada por el nitrógeno líquido creemos que
representa un peligro real en el laboratorio de reproducción.
2. MEDIDAS DE SEGURIDAD BIOLÓGICA EN CRIOCONSERVACIÓN
Los principales puntos que hay que tener en cuenta para garantizar una
crioconservación segura desde un punto de vista biológico serían1:
1) Screening de enfermedades infecciosas transmisibles a todo donante o
paciente que vaya a congelar material biológico reproductivo.
2) Organización óptima del banco.
3) Uso de protocolos de congelación que garanticen un nivel adecuado de
seguridad biológica (sistemas de crioconservación, llenado y sellado).
4) Adoptar medidas especiales para material biológico reproductivo de pacientes
con enfermedades infecciosas transmisibles11,12.
2.1. Screening de donantes y pacientes
La medida principal para garantizar un adecuado nivel de seguridad biológica
durante el almacenamiento de material biológico es el estudio de enfermedades
infecciosas transmisibles de todo paciente o donante que vaya a congelar alguna
muestra. La actitud ante un donante con enfermedades infecciosas transmisible es
radicalmente opuesta a la que debemos tomar ante un paciente con alguna de estas
enfermedades que debe congelar material biológico para uso autólogo. En la
primera situación, el material biológico no se congelará. En la segunda, el material
biológico debe ser congelado pero con las medidas que comentaremos
posteriormente.
El screening de enfermedades infecciosas a que deben ser sometidos los
donantes de semen queda establecido en el artículo 4 del RD 412/96, siendo los
siguientes: a.- Estudios serológicos: sífilis, hepatitis y VIH; b.-Estudios clínicos para
la detección de fases clínicas infectivas de: toxoplasmosis, rubéola, herpes virus,
citomegalovirus (CMV), Neisseria gonorrhoeae y Chlamydia trachomatis. Siendo
necesario realizar estas pruebas en el caso de donantes de semen cada 6 meses.
Comentemos algunos puntos de este artículo desde la perspectiva de la
seguridad biológica durante la crioconservación. En primer lugar, la generalización
de las técnicas de biología molecular (PCR) para el estudio de carga viral hará
posible la reducción del periodo ventana de 6 meses exigidos a los donantes de
semen y preembriones. Por otra parte, dado que el riesgo de transmisión de
enfermedades durante el almacenamiento en nitrógeno líquido es principalmente
vírico creemos interesante resaltar que la Sociedad Americana de Fertilidad13,
ESHRE14, la Sociedad Británica de Andrología (BSA)15 y la Asociación Española de
Banco de Tejidos (AEBT)16 recomiendan además el screening serológico de CMV,
no solo clínico. La presencia de CMV en semen se ha asociado a enfermedad activa
(anticuerpos anti-CMV IgM+ ó seroconversión reciente anti-CMV IgG+). Estas
Sociedades recomiendan rechazar a dichos donantes. Incluso la BSA recomienda
rechazar a los donantes de semen con infecciones antiguas por citomegalovirus
(anti-CMV IgM- IgG+). En nuestra opinión consideramos innecesaria y desmedida
dicha recomendación17.
De igual modo, estas Sociedades recomiendan realizar test serológicos para
HTLV-I y HTLV-II, no obstante creemos que dada la baja prevalencia de esta
infección en España no es necesario realizar dicho estudios en donantes o
pacientes cuyo material biológico vaya a congelarse. No obstante, ante donantes o
pacientes de zonas endémicas como Japón, África central, Caribe o América central
es conveniente realizar dicho estudio18.
Aunque está claramente demostrada la transmisión de papilomavirus humano
mediante el uso de nitrógeno líquido en crioterapia, el estudio serológico de la
infección por HPV de donantes o pacientes que van a congelar material biológico no
es recomendado por ninguna de las sociedades científicas anteriores13-15.
En cuanto al virus herpes simple (VHS), se ha demostrado su transmisión por
inseminación artificial19, pero no se recomienda por ninguna sociedad la realización
de un cultivo para su detección, ya que los cultivos de semen o de raspado uretral
para detección de este virus no son muy sensibles. Por otra parte, el uso de
pruebas serológicas para el estudio de infecciones por el virus herpes simple no es
recomendado por ninguna sociedad ya que la seroprevalencia tanto en donantes
como en receptoras es muy elevada, no correlacionándose con la presencia en
semen18. En cuanto a un screening serológico de rubeola a los donantes, su
bajísima prevalencia en esta población hace que los test serológicos tengan un
escaso valor predictivo positivo, por lo que es discutible su realización.
Por último, creemos que ante un paciente que necesite congelar algún
material biológico reproductivo se debe realizar al menos un estudio serológico de
VIH, hepatitis B y C20. Esta propuesta coincide con las recomendaciones de la AEBT
para la crioconservación de semen16.
2.2. Organización del banco
Diferentes medidas organizativas se han propuesto para minimizar los
riesgos de contaminación cruzada durante la crioconservación, entre los que se
incluyen los referentes al mantenimiento y limpieza de tanques, la existencia de
tanques de cuarentena y el almacenamiento en vapores de nitrógeno líquido.
2.2.1. Mantenimiento y limpieza de tanques
Los contenedores de almacenamiento deben ser periódicamente vaciados y
limpiados debido al riesgo de pajuelas perdidas o pequeñas partículas de material
contaminado que cae al fondo de un gran contenedor4,21.
La mayoría de las casas comerciales de contenedores de nitrógeno líquido
facilitan protocolos de limpieza. El principal problema se plantea con la limpieza de
bombonas de transporte denominados “secos”, pues no existen instrucciones para
la limpieza y descontaminación del material poroso que absorbe el nitrógeno líquido
en este tipo de bombonas
2.2.2. Contenedores de cuarentena
Definimos este tipo de tanques como aquellos en los que se dejan las
muestras hasta tener los resultados del screening de enfermedades infecciosas
transmisibles, antes de poner las muestras “limpias” en el tanque definitivo.
Definiendo éste como aquel tanque en el que se almacena material biológico
reproductivo de pacientes o donantes con un estudio serológico negativo a los 6
meses de su congelación. Por esta definición se excluyen de esta bombona
embriones en general y semen de varones oncológicos y pre-vasectómicos, a los
cuales no se les suele realizar dicho control posterior.
Existen varias posibilidades de gestión de los tanques de cuarentena. La
primera consistiría en guardar las muestras de un donante durante los 6 meses de
cuarentena en estos tanques y, transcurrido este periodo, pasar las muestras al
tanque de almacenamiento definitivo. En esta opción no se tiene en cuenta al resto
de material biológico reproductivo del tanque de cuarentena22.
Una segunda opción es el método de trabajo propuesta por Janssens en
199723. Este usa el periodo ventana generalmente aceptado de los 6 meses para
vigilar la seroconversión. Trabaja con un sistema denominado “sistema trimestral”
que consiste en que todas las muestras nuevas de donantes anónimos son
introducidos en uno de los 4 tanques, dependiendo de la fecha. Llamando a esos
tanques “primavera”, “verano”, “otoño” e “invierno”. Cada tanque es usado por un
periodo de tres meses y subsecuentemente cerrado, hasta que para todos los
donantes que proporcionan semen al tanque, las pruebas séricas en los 6 meses
siguientes a su última donación al tanque han dado un resultado negativo. Pasado
este periodo, las muestras de semen del tanque son liberadas al “pool” de uso libre.
En el caso de que uno de los donantes que se encuentra ocupando el tanque se
haya seroconvertido dentro del periodo de 6 meses, este autor propone que dicho
tanque sea mantenido cerrado, todo su contenido sea descartado y el tanque sea
posteriormente descontaminado. La aplicación de esta segunda opción supondría
que si se encuentra un donante infectado de VIH al año, descartaríamos el 25% del
stock de semen anual22, lo cual parece exagerado.
De todo lo anterior deducimos dos medidas lógicas. Primero intentar realizar
al máximo número de pacientes (varones oncológicos, prevasectomía, parejas con
embriones congelados) un segundo análisis de enfermedades infecciosas
transmisibles a los 6 meses. Y en segundo lugar, almacenar de manera
independiente el material biológico reproductivo que no es sometido al periodo de
cuarentena como el semen de pacientes oncológicos o pre-vasectómicos. También
debería almacenarse de manera independiente de cualquier tipo de semen
(donante, pre-vasectómico, oncológico, etc.), los embriones sobrantes de un ciclo de
fecundación in vitro. En este sentido recordar que el RD 413/96 obliga a la
existencia de un “espacio específico destinado a la conservación de preembriones”.
2.2.3. Almacenamiento en vapor o filtración de Nitrógeno Líquido
Una posibilidad de reducir la contaminación cruzada durante la
crioconservación de material biológico reproductivo es la sugerida por diferentes
autores1,24 de almacenamiento de dicho material en vapores de nitrógeno líquido.
El almacenamiento de semen en vapores de nitrógeno líquido se descartó al
inicio del desarrollo de las técnicas de crioconservación de semen ya que se
comprobó que la viabilidad a largo plazo de los espermatozoides se veía reducida
en comparación con el almacenamiento en nitrógeno líquido25,26. No obstante,
recientes experiencias realizadas con nuevos materiales han conseguido desarrollar
dicha técnica con resultados aceptables tanto para semen como para embriones1,27.
El inconveniente de la generalización de esta forma de almacenamiento es la
necesidad de un control exhaustivo de la temperatura en las diferentes zonas del
contenedor, lo que dificulta la comercialización de contenedores de estas
características27.
La filtración de Nitrógeno Líquido sólo se ha utilizado en algunos protocolos
de vitrificación de embriones o semen que precisan que este material biológico entre
en contacto directo con el Nitrógeno Líquido28. Esta técnica sólo se ha descrito para
pequeñas cantidades de Nitrógeno Líquido, debiéndose descartar su aplicación
generalizada al almacenamiento de Material Biológico Reproductivo.
2.3. Protocolos de congelación
El grado de seguridad biológica que queremos alcanzar en la
crioconservación de material biológico reproductivo va a depender directamente del
material utilizado para ello y de una correcta manipulación de éste. En la actualidad
existen tres tipos de recipientes criogénicos: pajuelas, criotubos y ampollas.
2.3.1. Pajuelas
Las pajuelas son probablemente el sistema de empaquetamiento más usado
para semen humano. Hay diversos tamaños de pajuela aunque los más usados son
los de 0.25 y 0.5 ml. La seguridad biológica en la crioconservación de material
biológico reproductivo en pajuelas dependerá: material de la pajuela, método de
llenado y método de sellado.
2.3.1.1. Material de la pajuela
La importancia de la composición de la pajuela se debe a la posibilidad de
ruptura, escape y de un correcto sellado.
Las pajuelas pueden ser de diversos materiales como PVC (cloruro de
polivinilo), PETG (poli-etilen tetralato glicol) y IR (resina ionomérica). No existen
trabajos que comparen la posibilidad de rotura de las pajuelas ni el escape de su
contenido basándose en los diferentes materiales con los que se fabrican las
pajuelas, por lo que deben considerarse similares. Por otro lado, el tipo de material
empleado para fabricar la pajuela influye directamente en las posibilidades de
sellado. Uno de los métodos de sellado más seguros, como veremos a continuación,
es el sellado por calor y este sólo lo podremos aplicar a las pajuelas de resina
ionomérica.
2.3.1.2. Método de sellado
Evidentemente, un sellado adecuado de las pajuelas es vital para garantizar
la seguridad en la crioconservación. Las pajuelas pueden sellarsemediante:
a) Polvos de Polivinil Alcohol (PVA), el cual polimeriza en contacto con la
humedad29.
b) Calentamiento en ambos extremos.
c) Sellado ultrasónico.
d) Tapones sólidos (nylon, esferas de vidrio, plastilina).
Algunos autores han sugerido que el sellado con PVA presenta escapes2,30.
Para solventar este supuesto inconveniente se han propuesto técnicas de sellado
secundario, entre los que se encuentra el uso de cintas de plástico resistentes a la
congelación (Adhesive Specialities, Ltd., London), que rodearían el extremo sellado
por PVA2 o la introducción de una pajuela acortada de 0,25 ml sellada con PVA
dentro de una pajuela de 0,5 ml y sellar ésta con PVA31.
No obstante, otros autores han asociado el esscape del material almacenado
en pajuelas selladas con PVA con la técnica de llenado y no a un mal
funcionamiento del sellado. Estos autores observaron que pajuelas llenas de
colorante usando el método tradicional de “sumergir y limpiar” (dip and wipe) y
selladas con PVA (Alcohol Polovinilo) mostraban un significativo grado de escape
del colorante (0.0269% del contenido total de la pajuela), mientras que si estas
pajuelas eran llenadas con una técnica aséptica (introduciendo una pieza de plástico
a modo de embudo que impide el contacto de la pajuela con el semen) no
mostraban escapes.
Para considerar el sellado con PVA, un método seguro, no sólo debemos
utilizar un método de llenado aséptico, sino que se deben seguir otras
recomendaciones. El polvo de PVA puede acumular microorganismos27, por lo que
no se debe emplear para varios pacientes, debiendo utilizar para un paciente
alícuotas de polvo de PVA que posteriormente desecharemos. Otras
recomendaciones que pueden aplicarse a otros métodos de sellado sería que antes
de cortar con tijeras estériles el extremo sellado debe de limpiarse dicho extremo
(por ejemplo con alcohol de 70º o hipoclorito). Todas las muestras para
crioconservar deben procesarse aisladamente de otras muestras de material
biológico.
El sellado con tapones sólidos tipo esferas de vidrio o plastilina hace que al
poner dicho tapón arrastre los posibles restos de material biológico que existan en el
extremo de la pajuela que ha estado en contacto con el semen, no siendo necesario
un sellado secundario2. Por lo que no tendría tanta importancia el tipo de llenado
como en el caso del sellado con PVA.
El sellado ultrasónico analizado por diversos autores, tanto a temperatura
ambiente3 como en nitrógeno líquido32 no es muy efectivo por lo que no se
recomienda su uso3,32. A la conclusión opuesta, es decir, muy alta seguridad
biológica, llegan diferentes estudios que analizan la bioseguridad de pajuelas de
resina ionomérica selladas térmicamente27 (Cryo Bio System, CBS; http://
cryobiol.system-IMV.com, producido por IMV Technologies; L’Aigle, France).
2.3.1.3 Método de llenado
Ya hemos comentado los inconvenientes de utilizar el sistema de llenado
clásico de “dip and wipe” y la ventaja de utilizar un sistema aséptico de llenado
(CBS; http:// cryobiol.system-IMV.com) para prevenir contactos entre la pajuela y el
semen, disminuyendo así considerablemente la posibilidad de contaminación.
Otra medida de seguridad a añadir a las propuestas en el apartado anterior
es el uso de cloramina al 0.5% para la descontaminación externa, aunque su
eficacia no es del 100%3,33.
Por último no debemos olvidar que para evitar que la pajuela estalle o salte el
material sellador, es importante dejar un espacio de aire en el extremo de al menos
1 cm para permitir la expansión de la muestra durante su congelación.
2.3.2. Criotubos o crioviales
Independientemente de otros inconvenientes, el uso de criotubos para
almacenar material biológico reproductivo es desaconsejado por varios autores3,27,
ya que el tapón de cierre suele deformarse a bajas temperaturas y permite el paso
de nitrógeno líquido, entrando éste en contacto con el material almacenado.
Para evitar este inconveniente, se ha propuesto la aplicación de sistemas de
contención o sellado secundario de los criotubos. En cuanto a los sistemas de
contención secundarios, Clarke27 propone introducir los criotubos en tubos de
polipropilén estériles. Otras alternativas propuestas son el empleo Cryoflex27
(Product Nº 343958; Nunc Nalge International, Roskilde, Denmark) o Nescofilm30
(Merck, Ltd., Merck House, Poole, Dorset, UK) los cuales previenen el ingreso de
nitrógeno líquido en el criotubo durante la crioconservación, empleándose como un
envoltorio por fuera del vial, no haciendo contacto directo éste con el material
biológico crioconservado.
No obstante, a pesar de la aplicación de estas medidas complementarias de
seguridad biológica, hay autores que no recomiendan el uso de criotubos para la
congelación de semen por las razones comentadas anteriormente3,27.
2.3.3. Ampollas
Aunque las ampollas de cristal eran originalmente usadas para la
crioconservación de semen, actualmente su uso es muy escaso debido a su
fragilidad29, ya que las ampollas de cristal selladas incorrectamente pueden explotar
cuando se recuperan del nitrógeno líquido. Para minimizar el riesgo de explosiones
potenciales, se debe poner el vial en la fase de vapor del nitrógeno líquido durante
24 horas antes de su descongelación. El uso de Cryoflex está también muy
recomendado en este tipo de dispositivos34.
2.4. Medidas especiales para pacientes con EIT
Tanto legisladores, comités de expertos e investigadores5,35, han resaltado la
necesidad de adoptar medidas especiales al crioconservar material biológico
reproductivo de pacientes con enfermedades infecciosas transmisibles.
Una medida básica, en el caso del semen, es llevar a cabo una preparación
de la muestra previa a su congelación usando gradientes de densidad y técnicas de
lavado de semen para reducir la carga viral potencial de la muestra11,12.
Según la Normativa Francesa36, es básico una buena organización del
laboratorio de reproducción asistida donde se va a tratar a pacientes que presentan
riesgos viral. Las condiciones de trabajo para llevar a cabo una crioconservación
segura serían:
1) Utilizar pajuelas de alta seguridad.
2) Contenedores de almacenamiento independientes para pacientes infectados
con VIH, VHB y VHC.
3) Almacenamiento de pajuelas de pacientes co-infectados por VIH y virus de
hepatitis en la cisterna destinada a VIH.
4) Contenedor independiente para embriones crioconservados.
5) Contenedor de reserva.
Según la Comisión Asesora Catalana37, el almacenamiento de todas las
muestras congeladas procedentes de pacientes seropositivos para el VIH (semen,
embriones) se realizará en un mismo recipiente o tanque, independientemente de
las otras muestras de laboratorio. En este mismo sentido se pronuncia la AEBT en
sus estándares de congelación de semen de estos pacientes20.
Para el transporte del material biológico reproductivo de estas parejas, se
recomienda la utilización de una envoltura de plástico que aisle las pajuelas de alta
seguridad del resto del recipiente (CRYOPORTERTM, Air Liquid, France,
www.airliquide.com).
2.5. Transporte
Para llevar a cabo un transporte seguro de material biológico habría que
distinguir claramente una serie de conceptos:
1) Sustancias infecciosas: aquellas que contienen microorganismos viables
(bacterias, virus, prión, parásito, hongo) o toxinas bacterianas que se sabe o
se cree que pueden causar enfermedades en animales o humanos.
2) Especímenes diagnósticos: materiales humanos o animales (excreciones,
sangre, tejidos, fluidos tisulares, etc.) obtenidos con fines diagnósticos o de
investigación38.
Los materiales biológicos reproductivos transportados con más frecuencia son el
semen de donante crioconservado y los líquidos foliculares cuando el laboratorio se
encuentra separado del área de punción folicular. En estos dos casos,
consideramos que las recomendaciones a seguir son las de especímenes
diagnósticos. Hay varios documentos relacionados con el transporte de material
biológico, como los de la Unión Postal Universal (UPU), la Organización
Internacional de Aviación (ICAO) y la Asociación Internacional de Transporte Aéreo
(IATA)39-41.
A nivel europeo todos los documentos internacionales relacionados con el
transporte están basados en las Recomendaciones del Comité de Expertos de las
Naciones Unidas para el Transporte de Mercancías Peligrosas (UN)42. También
existe un acuerdo europeo sobre transporte Internacional de mercancías peligrosas
por carretera (ADR), aprobado por RD 2115/9838,43.
Describamos algunos aspectos de las normativas comentadas sobre el
transporte de especímenes diagnósticos.
El sistema básico de embalaje consiste:
1) Recipiente primario: estanco, a prueba de filtraciones, etiquetado y que
contiene la muestra. Este recipiente deberá envolverse en material
absorbente. En cuanto al etiquetado, según la AEBT, si se trata de una
muestra de semen de un donante, deberá constar de un código alfanumérico
que identifique a dicho donante así como el número de muestra de dicho
donante. Por otro lado, si la muestra es para uso autólogo, podrán hacerse
constar además los apellidos del paciente16.
2) Recipiente secundario: estanco, a prueba de filtraciones y que protege el
recipiente primario. Se pueden colocar varios recipientes primarios envueltos
en un recipiente secundario. Para ello debe usarse suficiente material
absorbente para proteger a todos los recipientes primarios y evitar así
choques entre ellos.
3) Recipiente externo de envío: el recipiente secundario se coloca en un
paquete de envío que protege al recipiente secundario y su contenido de los
elementos externos, tales como daño físico y agua.
Los formularios con datos, cartas y otras informaciones de identificación de la
muestra deben colocarse pegados con cinta adhesiva en el exterior del recipiente
secundario.
1)
2)
3)
4)
5)
6)
7)
8)
9)
La etiqueta del material enviado constará:
Embalaje triple básico
No se requieren marcas de Naciones Unidas (NU).
No se requiere pictograma de sustancias peligrosas ni declaración del
remitente
Se indicará: “Material biológico para uso clínico”
Etiqueta dirección:
• Nombre, dirección de destino, lo más detallada posible, y teléfono del
Receptor
• Nombre, dirección, teléfono y persona de contacto en el Banco de semen
Se incluirán documentos con las condiciones de almacenamiento e
instrucciones especiales para el transporte. Una de las consideraciones
especiales que hay que tener muy en cuenta a la hora de transportar una
muestra de semen es no romper la cadena de frío, por lo que se debe
emplear un recipiente en fase de vapor o líquido de nitrógeno así como evitar
en la medida de lo posible el empleo de nieve carbónica.
Permiso importación/exportación y declaración
Etiqueta orientación
Día y hora de salida del Banco de Semen16.
Los requerimientos que hay que cumplir para realizar un transporte a nivel
local son los siguientes:
1) Recipientes herméticos y resistentes
2) Tubos con rosca en posición vertical (gradilla, bandeja...)
3) Empleo de cajas resistentes y cierre perfecto
4) Caja sujeta en el vehículo de transporte
5) Etiquetaje adecuado al contenido
6) Tener los formularios con datos necesarios
7) Vehículo con kit de recogida (guantes resistentes, material absorbente,
desinfectante, contenedor de residuos, etc.)
Debe asegurarse una coordinación perfecta del transporte entre el Remitente,
Transportador y Destinatario para asegurar el envío. De este modo, cada parte
implicada debe llevar a cabo perfectamente la parte que le corresponda. Así,
destacar entre otras actuaciones que el Remitente debe asegurar la correcta
identificación, embalaje, etiquetado y documentación necesaria siguiendo las
normas de bioseguridad establecidas en las “Recomendaciones del Comité de
Expertos de las Naciones Unidas para el Transporte de Artículos Peligrosos”; el
Tranportador debe mantener en las condiciones apropiadas (Tª, Luz...) el material
desde que lo recibe del remitente hasta que lo entrega en su destino así como
disponer de las licencias pertinentes para realizar este tipo de transporte;
finalmente, el destinatario debe confirmar con las autoridades nacionales que el
material puede ser importado legalmente.
Según la AEBT16, en cuanto a la posibilidad de devolver un material que no
ha llegado a ser empleado, se recomienda evitar, como norma general, el retorno
del semen que ha sido suministrado por el Banco, ya que éste sólo aceptará la
devolución de la muestra cuando se cumplan las 3 condiciones siguientes:
1) La muestra no ha sido descongelada
2) Se puede demostrar la integridad del embalaje (los precintos están
intactos)
3) La temperatura adecuada para la muestra ha sido mantenida durante todo
el transporte.
3. BIBLIOGRAFÍA
1. Tomlinson M, Sakkas D. Is a review of standard procedures for
cryopreservation needed? Safe and effective cryopreservation-should sperm
banks and fertility centres move toward storage in nitrogen vapour? Hum
Reprod 2000; 15: 2460-3.
2. Russell PH, Lyaruu VH, Millar JD, Curry MR, Watson PF. The potential
transmission of infectious agents by semen packaging during storage for
artificial insemination. Anim Reprod Sci 1997; 47: 337-42.
3. Benifla JL, Letur-Konïrsch H, Collin G, Devaux A, Kuttenn F, Madelenat P,
Brun-Vezinet F, Feldmann G. Safety of cryopreservation straws for human
gametes or embryos: a preliminary study with human immunodeficiency virus1. Hum Reprod 2000; 15: 2186-9.
4. Steyaert SR, Leroux-Roels GG, Dhont M. Infections in IVF: review and
guidelines. Hum Reprod 2000; 6: 432-41.
5. Tedder RS, Zuckerman MA, Goldstone AH et al. Hepatitis B transmission
from contaminated cryopreservation tank. Lancet 1995; 346: 137-40.
6. Schafer TW, Everett J, Silver GH, Came PE. Biohazard potential: recovery of
infectious virus from liquid nitrogen of a virus repository. Health Lab Sci 1976;
13: 23-4.
7. Jones SK, Darville JM. Transmission of virus particles by cryotherapy and
multi-use caustic pencils: a problem to dermatologists? Br J Dermatol 1989;
121: 481-6.
8. Bielanski A, Bergeron H, Lau PC, Devenish J. Microbial contamination of
embryos and semen during long term banking in liquid nitrogen. Cryobiology
2003; 46: 146-52.
9. Charles CR, Sire DJ. Transmission of papovavirus by cryotherapy applicator.
JAMA 1971; 218: 1435.
10. Tabrizi SN, Garland SM. Is cryotherapy treating or infecting? Medical Journal
of Australia 1996; 164: 263.
11. Kim LU, Johnson MR, Barton S et al. Evaluation of sperm washing as a
potential method of reducing HIV transmission in HIV discordant couples
wishing to have children. AIDS 1999; 16: 645-51.
12. Levy R, Tardy JC, Bourlet T et al. Transmission risk of hepatitis C virus in
assisted reproductive techniques. Hum Reprod 2000; 15: 810-6.
13. American Society of Reproductive Medicine. 2002 Guidelines for gamete and
embryo donation. Fertil Steril 2002;77 suppl5.
14. Barratt C, Englert Y, Gottlieb C, Jouannet P. Gamete donation guidelines. The
Corsendonk consensus document for the European Union. Hum Reprod
1998;13 supplement 2:7-9.
15. British Andrology Society. British Andrology Society guidelines for the
screening of semen donors for donor insemination (1999). Hum Reprod 1999;
14:1823-1826.
16. Miralles A, Veiga A, Bassas L, Castilla JA, Mirabet V, Villalba R. Semen. En
Estándares de la Asociación Española de Bancos de Tejidos (2ª ed), 2002.
17. Castilla JA, García-Peña ML, Núñez AI, Fernández A, Mendoza JL, Magán R,
Ortíz A. Citomegalovirus y reproducción asistida. En Temas de Actualidad
Andrológica. Eds: García-Ochoa C, Sarquella J, Ruiz M, Lafuente J, Fiter L,
Diaz F, 2003. ASESA, Gijón.
18. Liesnard CA. Screening of semen donors for infectious diseases. Hum
Reprod 1998;13 supplement 2:12-24.
19. Moore DE, Ashley RL, Zarutskie PW et al. Transmisión of genital herpes by
donor insemination. J Am Med Assoc 1989;261:3441-3443.
20. Castilla JA, Suarez I, Expósito A, Gil MT, Luceño F, Nuñez AI, Fontes J,
Mendoza N, Martínez L. Parejas serodiscordantes y reproducción asistida.
Rev Iber Fert 2001; 18: 107-14.
21. Hargreave TB, Ghosh C. The impact of HIV on a fertility problems clinic. J
Reprod Immunol 1998; 41: 261-70.
22. Bahadur G, Tedder RS. Quarantine and cryopreservation (letter). Hum
Reprod 1997b; 12: 2579-80.
23. Janssens PMW. Safety during sperm banking (letter). Hum Reprod 1997; 12:
2579.
24. Fountain D, Ralston M, Higgins N et al. Liquid nitrogen freezers: a potential
source of microbial contamination of hematopoietic stem cell components.
Transfusion 1997; 37: 585-91.
25. Sawada Y. The preservation of human semen by deep freezing. Int J Fertil
1964; 9: 525-32.
26. Ackerman DR. Damage to human spermatozoa during storage at warming
temperatures. Int J Fertil 1968; 13: 220-5.
27. Clarke GN. Sperm cryopreservation: is there a significant risk of crosscontamination? Hum Reprod 1999; 14: 2941-3.
28. Vatja G, Lewis IM, Kuwayama M, Greve T, Callesen H. Sterile application of
the open pulled straw (OPS) vitrification method. Cryo-Letters 1998; 19: 389392.
29. Mortimer D. Semen Cryopreservation. In Mortimer D (ed), Practical
Laboratory Andrology. Oxford University Press, New York 1994; 301-23.
30. Bahadur G, Tedder RS. Safety during sperm banking (letter). Hum Reprod
1997a; 12: 198.
31. Kuleshova LL y Shaw JM. A strategy for rapid cooling of mouse embryos
within a double straw to eliminate the risk of contamination during storage in
liquid nitrogen. Hum Reprod 2000; 15: 2604-9.
32. Letur-Könirsch H, Collin G, Sifer C, Devaux A, Kuttenn F, Madelenat P, BrunVezinet F, Feldmann G, Benifla JL. Safety of cryopreservation straws for
human gametes or embryos: a study with human immunodeficiency virus-1
under cryopreservation conditions. Hum Reprod 2003; 18: 140-4.
33. Peeters MF. Safety aspects. In Bras M, Lens JW, Piederiet MH, Rijnders PM,
Verveld M, Zeilmaker GH (eds), Laboratory Aspects of In-Vitro Fertilization.
Organon, The Netherlands 1996; 271-83.
34. Cryopreservation Manual, written by Simione FP, M.S. of the American Type
Culture Collection (ATCC) in cooperation with Nalge Nunc International Corp.
©Nalge Nunc International Corp. 1998. www.nalgenunc.com/cyro.
35. Massey EJ, Dasani H, Jones P, Saleem AK. Storage of sperm and embryos.
Storage facility exists for sperm from patients positive for antibody to hepatitis
C virus. Br Med 1996; 313: 1078.
36. Normativa Francesa sobre Seguridad Biológica en Laboratorios de
Reproducción Asistida. Arrêté du mai 2001 modifiant l’arrêté du 12 janvier
1999 relatif aux règles de bonnes pratiques cliniques et biologiques en
assistance médicale à la procréation. J.O. Número 112 du 15 mai 2001, page
7735 (Francia). http://admi.net/jo/20010515/SANP0121721A.html.
37. Comisión Asesora sobre Técnicas de Reproducción Humana Asistida del
Departamento de Sanidad y Seguridad Social de la Generalitat de Cataluña.
Técnicas de Reproducción Asistida y VIH. (CATRHAGC, 2002).
38. Calero S. Transporte material biológico. Curso Trabajar con seguridad en el
laboratorio de microbiología. Aula científica 2003.
39. The Universal Postal Union (UPU): “Manual of the Universal Postal
Convention”. Lays down detailed regulations for the transport of biological
substances by post/mail. 1995.
40. The International Civil Aviation Organization (ICAO). “ICAO Technical
Instructions”. Safe Transport of Dangerous Goods by Air, amplified by
Technical Instructions on the Safe Transport of Dangerous Goods, 1984.
Última ed.: 1999.
41. The International Air Transport Association (IATA). “Dangerous Goods
Regulations” (40ª ed.). 1999.
42. The United Nations Committee of Experts on the Transport of Dangerous
Goods (UN ECOSOC). Recommendations on the Transport of Dangerous
Goods (10ª ed.). 1997.
43. Loza E, Alomar P, Bernal A, Harto A, Pérez JL, Picazo JJ, Sarazá ML.
Seguridad en el Laboratorio de Microbiología Clínica. En Procedimientos en
Microbiología Clínica, Recomendaciones de la Sociedad Española de
Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica. Picazo JJ (ed), 10: 1-42.
2000.
ACTUACIÓN EN CASO DE EXPOSICIÓN
ACCIDENTAL A MATERIAL BIOLÓGICO EN EL
LABORATORIO DE REPRODUCCIÓN ASISTIDA
Magán R1, García-Peña ML1, Ortiz A1, Ortiz-Galisteo JR1, Fontes J1, Maldonado V1,
Gonzalvo MC2.
1
Unidad de Reproducción, HU Virgen de las Nieves, Granada.
Laboratorio CEIFER-Análisis, Granada.
2
CONTENIDOS
1. INTRODUCCIÓN
2. PROTOCOLO DE ACTUACIÓN
2.1. Medidas locales
2.2. Valoración del riesgo de transmisión por VIH, VHB y VHC
2.3. Valoración del riesgo de transmisión de otras infecciones
2.4. Pautas de actuación
2.4.1. Actuación sobre la fuente cuando ésta sea conocida
2.4.2. Actuación sobre el receptor
2.5. Recomendar pautas de profilaxis postexposición
2.5.1. Cuando la fuente sea VHB (+)
2.5.2. Cuando la fuente sea VHC (+)
2.5.3. Cuando la fuente sea VIH (+)
2.6. Establecer seguimiento de los pacientes
3. CONSIDERACIONES MÉDICO-LEGALES
3.1. Conducta recomendada al personal de los centros sanitarios después de
una exposición accidental a sangre u otros fluidos corporales
3.2. Conducta recomendada al servicio o la unidad del centro encargada de la
prevención de los riesgos laborales
4. BIBLIOGRAFÍA
1. INTRODUCCIÓN
Independientemente de los aspectos éticos y legales, el uso de técnicas de
reproducción asistida en parejas con enfermedades infecciosas tiene una clara
indicación médica tanto para prevenir el contagio de la pareja como para solucionar
problemas de esterilidad. Por esto, la manipulación de muestras potencialmente
contaminadas con agentes biológicos en los laboratorios de reproducción es cada
vez más frecuente, desde la realización de seminogramas y congelación de semen
hasta la aplicación de la técnicas de FIV/ICSI y congelación de embriones. Dada la
trascendencia médica y legal que una exposición ocupacional puede tener para el
personal del laboratorio de reproducción1, en este capítulo pretendemos sugerir
unas recomendaciones a seguir en caso de una exposición accidental al material
biológico de estos pacientes.
No debemos olvidar que aunque la mayoría de sociedades científicas
recomienda que toda pareja que vaya a someterse a técnicas de reproducción
asistida sea sometido a un estudio previo para conocer si padece alguna
enfermedad infecciosa, es frecuente que se manipulen muestras biológicas en el
laboratorio de reproducción de pacientes sin el estudio serológico2, por lo que habrá
que definir qué actitud se debe tomar en caso de que el accidente laboral sea con
material biológico de pacientes con serologías desconocidas.
Una adecuada protocolización de las actuaciones que se han de llevar a cabo
cuando personal del laboratorio de reproducción se ha expuesto a material biológico
potencialmente contaminado en el curso de la actividad laboral es de gran
importancia para reducir el riesgo de infección y minimizar las consecuencias
negativas en caso de contagio3. Así, las recomendaciones de profilaxis
postexposición deben ser conocidas y estar al alcance de todo el personal del
laboratorio de reproducción. Aproximadamente un 80% de los profesionales
sanitarios que tratan a pacientes infectados por VIH, VHB y VHC, se han enfrentado
a estas situaciones, siendo las más frecuentes los pinchazos con aguja o
instrumentos cortantes1.
El riesgo de infección en el personal sanitario por transmisión percutánea con
aguja hueca contaminada por VIH es del 0,3%4 (mucho mayor que con aguja sólida,
como las que se utilizan en sutura), disminuyendo dicho riesgo al 0,09% en caso de
membranas mucosas. En caso de exposición a gran cantidad de sangre o cuando la
fuente de infección es un sujeto con una alta concentración de VIH en sangre, el
riesgo de infección puede sobrepasar el 0,3%5,6. El riesgo de infección por el VIH
ante una exposición de riesgo, con frecuencia va asociada al riesgo de infección por
otros agentes como el VHB y el VHC, debido al alto índice de coinfección de estos
con el VIH7.
Por otro lado, se estima que el riesgo de contagio después de un accidente
ronda el 20% para el VHB y el 2% para el VHC8. El riesgo de hepatitis B después de
un pinchazo con una aguja procedente de un paciente con Ag HBs positivo es muy
superior al riesgo de infección por el VIH, entre el 6 y 30%9.
El riesgo estimado de transmisión del VHC tras punción accidental es bajo
(frecuencia de seroconversión según la CDC del 1,8%)10. La prevalencia de antiVHC en los trabajadores sanitarios no es superior a la población general11,12 (2-3%
en jóvenes y 5-6% en mayores de 60 años).
En el ámbito del laboratorio de reproducción contemplamos dos accidentes
con riesgo de infección, es decir aquellos accidentes en que se ha producido la
inoculación de sangre y/u otros fluidos biológicos potencialmente infecciosos, en un
profesional del laboratorio de reproducción durante su actividad laboral, cuya
exposición pudiera dar lugar a una infección por VIH, VHB y VHC, ya sea:
1) De forma percutánea: pinchazos, cortes, contacto con piel no intacta.
2) A través de mucosas: salpicaduras3.
Los fluidos considerados como potencialmente infecciosos en el laboratorio de
reproducción asistida son: semen y secreciones vaginales. El riesgo potencial de
infección por estos líquidos es desconocido por falta de estudios
epidemiológicos.Tras una amplia revisión de la literatura13, no hemos podido definir
el líquido folicular como líquido biológico potencialmente infeccioso o no. No
obstante, dado que parte de los líquidos foliculares obtenidos mediante punción
folicular eco-guiada contienen sangre, creemos necesario considerar al aspirado
folicular como líquido biológico potencialmente infecciosos.
Hay dos conceptos que deben ser diferenciados:
1) Fuente: persona de quien procede el material biológico inoculado durante el
accidente. Hay determinadas circunstancias en las que no podrá conocerse
el estado serológico de la fuente:
• Profesional del laboratorio de reproducción que se pincha con un objeto
punzante que ha sido abandonado en un lugar incorrecto (ejemplo: aguja
tirada en una bolsa de basura).
• Profesional del laboratorio de reproducción que se pincha en el momento que
intenta tirar una aguja en un contenedor rígido que estaba demasiado lleno.
• Cuando la fuente ya ha abandonado el hospital y no se puede localizar.
• Cuando la fuente se negara a colaborar.
En todas estas circunstancias se habla de fuente desconocida o inaccesible.
2) Receptor: persona que recibe la inoculación del material biológico durante el
accidente3.
La atención urgente y el seguimiento de las personas expuestas deben ser
llevados a cabo en aquellos centros que dispongan de personal preparado, medios
de laboratorio adecuados y que puedan dispensar tratamiento antirretroviral. En
caso de que la persona expuesta fuera atendida en un centro que no cumpla estas
características, éste debe tener establecida la pauta de actuación o derivación
urgente en colaboración con su hospital de referencia. Así mismo, se recomienda
fomentar la formación del personal que vaya a atender estas situaciones de
urgencia, bien adoptando los protocolos recomendados o elaborando los protocolos
propios del centro, al igual que ocurre con los orientados al personal sanitario14.
2. PROTOCOLO DE ACTUACIÓN
Se establecen 6 pasos básicos claramente definidos dentro de la pauta de
actuación a seguir en caso de exposición ocupacional:
1)
Medidas locales
2)
Valoración del riesgo de transmisión por VIH, VHB y VHC.
3)
Valoración del riesgo de transmisión de otras infecciones
4)
Pautas de actuación
5)
Recomendar pautas de profilaxis postexposición
6)
Establecer seguimiento de los pacientes.
2.1. Medidas locales
El primer paso a seguir tras un accidente laboral, consiste en limpiar y
desinfectar profundamente la zona de exposición, distinguiendo (Figura 1):
1) Para la exposición por vía percutánea: permitir el sangrado abundante de la
herida (inducir el sangrado si fuera necesario), eliminar los cuerpos extraños
si los hubiera, lavar inmediatamente con abundante agua y jabón, y
posteriormente aplicar solución desinfectante con alcohol de 70º o povidona
yodada al 10% y evitar las soluciones irritantes.
2) Para la exposición de mucosas: lavar con abundante agua o solución salina
isotónica (suero fisiológico al 0,9%)3,14,15.
2.2. Valoración del riesgo de transmisión por VIH, VHB y VHC
Se han establecido 3 niveles de riesgo, definidos por vía de o tipo de
exposición, estado serológico de la fuente, práctica de riesgo y factores de riesgo
añadidos14:
1) Riesgo apreciable o elevado: son todas las exposiciones percutáneas
debidas a pinchazos o cortes, especialmente aquellas que se producen con
sangre que procede de una arteria o vena de un paciente VIH conocido y las
exposiciones cutáneas o mucosas a un gran volumen de sangre o con una
carga viral elevada, contactos prolongados y áreas extensas de piel o
exposiciones en lugares con piel no intacta.
2) Bajo riesgo: incluye el resto de exposiciones a sangre por contacto de piel o
mucosas, o exposiciones a fluidos que contengan sangre visible u otros
fluidos potencialmente infecciosos (semen, secreciones vaginales y líquido
folicular) con contacto cutáneo o mucoso.
3) Riesgo mínimo: exposiciones a otros fluidos biológico15.
2.3. Valoración del riesgo de transmisión de otras infecciones
Puede ser conveniente averiguar el estado vacunal de la persona expuesta
con respecto al tétanos y actuar en consecuencia14.
Figura 1: Pauta de actuación a seguir ante cualquier exposición accidental a sangre
y sustancias biológicas de pacientes.
Aplicación de medidas locales
Notificación al servicio o unidad de
prevención de riesgos laborales
(ver actuación médicolegal)
- Extracción de 15 ml de sangre al receptor (sin anticoagulante).
- Extracción de 15 ml de sangre a la fuente siempre que sea
posible (sin anticoagulante).
Determinar: HBs Ag, anti-VHC y anti-VIH
de la fuente
Si alguno de ellos es positivo
Si son negativos y se dispone de seroteca,
guardar el suero del receptor*
Determinar en la sangre del receptor
el/los marcador/es que haya/n resultado
positivo/s en la fuente*
Seguir conducta explicada en la Figura 2
* Si no se dispone de seroteca, es recomendable determinar HBs Ag, anti-VHC y
al receptor en todos los casos.
anti-VIH
2.4. Pautas de actuación
1) Historia clínica: debe de recoger la siguiente información:
• Características de la exposición16:
Es ocupacional o no
Hora y fecha exacta de la exposición (si es posible).
Tipo de exposición: vía de exposición y tipo de fluido.
Accidente con aguja (tipo de aguja sólida o hueca y procedimiento),
contacto con sangre, líquido con sangre o secreciones y líquidos
orgánicos (semen, secreción vaginal, líquido folicular).
Estado de la piel y tipo de lesiones observadas (herida, piel intacta o
no).
• Receptor:
Situación inmunológica previa de la persona afectada respecto a si es
portador de VIH (tratamientos previos antirretrovirales, carga viral,
número de CD4), VHB y VHC.
Estado de vacunación para tétanos y hepatitis B.
Nivel de respuesta de Ac si es conocido.
Antecedentes personales.
Valoración de conductas de riesgo en la persona expuesta.
•
Fuente:
Es desconocida o conocida.
Estado inmunológico respecto a VIH, VHB y VHC, si es posible.
2) Determinaciones analíticas pertinentes, tanto a la fuente, si es conocida,
como al receptor. En todos los casos, independientemente del momento del
día en que ocurra el accidente o acuda la persona afectada (receptor) se
realizará la extracción a la persona afectada de muestras sanguíneas que se
identificarán correctamente con nombre y apellido, número de historia clínica,
DNI y fecha de la exposición, o bien mediante etiqueta de registro
identificativa, para determinaciones analíticas urgentes o diferidas para:
• Serología del VIH (ELISA y confirmación, carga viral y, opcionalmente,
antigenemia p24), VHB y VHC.
Determinación urgente del VIH al receptor y a la fuente si es conocida.
Determinación urgente o precoz de la serología del VHB “HBs Ag” a la
fuente y de la respuesta de Ac (en caso de persona vacunada de la HB
y que desconozca el nivel de Ac postvacunación) a la persona
afectada.
• Hemograma y bioquímica básica incluyendo pruebas de función hepática
(AST, ALT, GGT, etc.)
• Si existe la posibilidad de que la persona expuesta esté embarazada, y
siempre que se considere tratamiento antirretroviral en la mujer, se
realizará el test correspondiente.
• En exposición por vía parenteral, administrar la vacuna antitetánica si no
está vacunado.
• Valorar el riesgo asociado con la exposición: riesgo de embarazo y
anticoncepción en caso necesario.
•
•
•
•
En caso de personas con exposiciones repetidas, informarles de los
riesgos y de las medidas de prevención que deben adoptar para
disminuirlos.
Tranquilizar a la persona afectada dado que el riesgo de transmisión de
VIH, VHB y VHC es muy bajo, además ofertar y remitir a un psicólogo si
precisa
Realizar el parte judicial correspondiente.
Remitir para seguimiento al Servicio de Medicina preventiva o al
especialista en enfermedades infecciosas correspondiente, según se
tenga protocolizado en cada centro de Atención primaria (Figura 1).
2.4.1. Actuación sobre la fuente cuando ésta sea conocida3
1) Consulta inmediata de la historia clínica para obtener información sobre la
situación clínica del paciente y de los siguientes marcadores serológicos: HBs
Ag, anti-VHC y anti-VIH:
a) Si alguno de estos marcadores ya consta en la historia clínica y es
positivo no será necasario repetirlo.
b) Si no están presentes o eran negativos se deberán determinar y, por este
motivo, será preciso obtener una muestra de 15 ml de sangre (sin
anticoagulante). El resultado de la determinación del anti-VIH de la fuente
se ha de tener en las dos primeras horas después del accidente y el del
HBs Ag en las 12 primeras horas (Figura 1).
c) Si el receptor estaba vacunado contra el VHB y se sabe que había
respondido con la formación de anticuerpos o si el receptor posee
inmunidad natural o es portador del HBs Ag, la determinación del HBs Ag
de la fuente podrá realizarse de forma no urgente, lo que permite disminuir
la demanda del laboratorio de urgencias.
2.4.2. Actuación sobre el receptor3
1) Extracción de 15 ml de sangre (sin anticoagulantes y siempre antes de iniciar
cualquier tratamiento postexposición) para determinar el (los) marcador (es):
HBs Ag, anti-VHC y/o anti-VIH, sólo si han sido positivos en la fuente (Figura
1).
2) Cuando no sea posible conocer el estado serológico de la fuente se
determinarán sistemáticamente los tres marcadores. En los receptores
vacunados contra el VHB que habían respondido con la formación de
anticuerpos, en los que poseen inmunidad natural y en los HBs Ag positivos
puede obviarse la determinación del HBs Ag.
3) Incorporación de una muestra de suero en una seroteca específica. Es
recomendable disponer de una seroteca (congelador a -20ºC o más) y
guardar una muestra en todos los casos, tanto del receptor como de la
fuente, por si en un futuro fuera preciso realizar un análisis retrospectivo por
algún motivo relacionado con la exposición.
4) De forma no urgente, ya que su resultado no condiciona una actuación
inmediata, se determinará el HBs Ag, el anti-HBs y el anti-HBc a los
receptores que no hayan sido vacunados contra el VHB o se desconozca su
estado serológico frente a este virus, aunque la fuente sea HBs Ag negativa,
y anti-HBs en los receptores vacunados, si se deconoce la respuesta a la
vacuna.
2.5. Recomendar pautas de profilaxis postexposición
A la hora de plantear la profilaxis postexposición habría que tener en cuenta
los siguientes aspectos14:
1) Los fármacos utilizados deberían actuar lo más rápidamente posible.
2) El tiempo desde la exposición hasta el comienzo de la profilaxis debería ser el
menor posible.
Hay que tener en cuenta dos puntos a la hora de plantear el tratamiento
postexposición13,17-20:
1) Establecer la necesidad o no de administrar profilaxis postexposición.
2) Consejo y decisión de tratamiento antirretroviral explicando los efectos
secundarios. Obtener previamente el consentimiento informado. La decisión
de dar fármacos antirretrovirales como profilaxis postexposición deberá ser
tomada por médico y paciente de forma conjunta.
La pauta escogida debería ser matizada por:
1) Historia farmacológica y situación clínica de la persona fuente: se debería
intentar averiguar la presencia de otras coinfecciones y los antecedentes
farmacológicos (toxicidad, tolerancia, adherencia, resistencias y motivos de
modificación de tratamiento). Habría que utilizar fármacos diferentes a los
que utiliza la persona fuente en caso de fallo terapéutico21. Sólo en caso de
que no presente fallo terapéutico se podrían administrar los mismos
fármacos. En caso de que se desconozca el caso fuente habrá que tenerse
en cuenta la prevalencia de las resistencias primarias en el área geográfica,
en cada momento.
2) Historia clínica de la persona expuesta: si está realizando algún otro tipo de
tratamiento que pueda interferir con los antirretrovirales, y los efectos
secundarios que pueda originar; además de la presencia de enfermedades
concomitantes (diabetes, cirrosis hepática, hiperlipemias, nefrolitiasis,
polineuropatía, etc.), gestación, etc.
Así las indicaciones de inmuno y/o quimioprofilaxis dependen del/de los
agente/s (VHB, VHC y VIH) que hayan resultado positivos en la fuente y en el caso
de VIH también del tipo de exposición3.
2.5.1. Cuando la fuente sea VHB (+)8,22,23
Se consideran diferentes actuaciones, en función del estado serológico del
receptor (Figura 2):
1) Receptor vacunado: en función del anti-HBs postvacunal, se considerarán a
su vez 3 grupos:
a) Respondedores a la vacuna (anti-HBs positivo o título superior a 10
mUI/ml): no hay que hacer nada más.
Figura 2: Pauta de actuación ante exposiciones accidentales a sangre y muestra
biológicas con riesgo de infección para el VHB, VHC y VIH
Fuente
VHB (+)
Receptor
Vacunados - Anti-HBs positivo (> 10 U/I): no precisa inmunoprofilaxis
- Anti-HBs negativo (< 10 U/I): 1 dosis de gammaglobulina
hiperinmune y segunda dosis a las 4 semanas.
- Desconocido: una dosis de gammaglobulina hiperinmune
Anti-HBs
- Positivo: nada más
- Negativo: vacunación anti-VHB(20 µg)* y
segunda dosis de gammaglobulina
hiperinmune a las 4 semanas
-Si se ignora el estado serológico: gammaglobulina
No vacunados hiperinmune (1 dosis de 5 ml por vía intramuscular).
Primera dosis de vacuna anti-VHB* (20 µg)
-Inmunizados (anti-HBs y anti-HBc +): no es preciso hacer
nada más.
-HBs Ag positivo: realizar seguimiento. En caso de
replicación del VHB, valorar la posibilidad de tratamiento
con antivirales, así como la adecuacidad del puesto de
trabajo.
VHC (+)
Determinación anti-VHC
- Negativo: seguimiento serológico a
las 6 semanas, 3 y 6 meses.
- Positivo: realizar seguimiento,
valorar posibilidad de tratamiento
con antivirales , así como la
adecuación del puesto de trabajo.
VIH (+)
Determinación anti-VIH
- Negativo: seguimiento serológico a
las 6 semanas, 3, 6 y 12 meses.
Ofrecer quimioprofilaxis con
antirretrovirales
- Positivo: realizar seguimiento,
valorar posibilidad de tratamiento
antirretroviral y la adecuación del
puesto de trabajo
*Administrar una dosis y seguir la pauta establecida.
b) No respondedores a la vacuna (anti-HBs negativo): administrar
inmediatamente en las primeras 12 horas, una dosis de gammaglobulina
hiperinmune y una segunda dosis a las 4 semanas.
c) Respuesta postvacunal desconocida: administrar una dosis de
gammaglobulina hiperinmune y esperar a conocer el resultado del antiHBs, que se determinará en una muestra de suero obtenida antes de la
administración de la gammaglobulina.
Si se demuestra que el anti-HBs es positivo no es necesario hacer
nada más.
Si es negativo, administrar una dosis de vacuna anti-VHB, una
segunda dosis de gammaglobulina a las 4 semanas y, finalmente,
continuar la pauta de vacunación.
2) Receptor no vacunado:
a) Si se ignora el estado serológico: administrar cuanto antes, dentro de las
primeras 12 horas, una dosis de gammaglobulina hiperinmune e iniciar
inmediatamente la pauta de vacunación.
Para cubrir la posibilidad de no respuesta a la vacuna (especialmente
en personas con edad superior a los 40 años, en tratamiento
inmunodepresor o inmunodeficiencia conocida) es conveniente
administrar una segunda dosis de gammaglobulina hiperinmune a las 4
semanas de la primera dosis.
Si el anti-HBc y el anti-HBs basales resultan ambos positivos, no será
necesario administrar la segunda dosis de gammaglobulina ni seguir la
pauta de vacunación. Tampoco se debería hacer si se descubriera que
el receptor ya era HBs Ag positivo.
b) En el caso de receptores con inmunidad natural conocida anteriormente
(anti-HBs y anti-HBc positivos): no será preciso hacer nada más.
c) Receptor HBs Ag positivo conocido: no será preciso hacer nada más en el
momento del accidente.
En caso de replicación activa del VHB, hay que considerar la
posibilidad de tratamiento antiviral.
Aquellos sanitarios del laboratorio de reproducción asistida infectados
que realicen procedimientos invasores predisponentes a exposiciones
se abstendrán de realizar este tipo de procedimientos mientras el AD
del VHB sea positivo24.
• Es recomendable que, en el caso de que la fuente sea negativa
para el VHB y cuando el profesional del laboratorio de reproducción
no esté vacunado contra el VHB, el servicio de salud laboral
aproveche esta exposición accidental para aconsejar la vacunación,
siempre que los marcadores del VHB indiquen que no ha tenido
contacto con el virus (HBs Ag, anti-HBs y anti-HBc negativos).
2.5.2. Cuando la fuente sea VHC (+) (Figura 2)
Es útil determinar el ARN del VHC de la fuente para distinguir los casos de
infección activa (ARN positivo) de las infecciones pasadas (ARN negativo):
1) Únicamente si el ARN de la fuente es positivo: conviene hacer un
seguimiento serológico del receptor, determinando el anti-VHC y las
transaminasas, inicialmente, y a las 6, 12 y 24 semanas para detectar una
eventual seroconversión y aparición de lesión hepática.
2) Si se produce una seroconversión con una elevación de las transaminasas
(hepatitis C aguda) se debe plantear la indicación de tratamiento con
interferón25,26. El riesgo de infección, aunque bajo, no puede ser evitado con
medidas preventivas27,28.
3) Si no se puede determinar el ARN del VHC, la actuación en el receptor debe
basarse en la positividad del anti-VHC considerando, en estas circunstancias,
que la fuente está infectada por el VHC.
4) Si el estudio basal del receptor ya muestra positividad del anti-VHC hay que
investigar si es portador de enfermedad hepática y considerar también la
indicación de tratamiento con interferón29. Los sanitarios infectados no
deberían efectuar procedimientos invasores predisponentes a exposiciones
mientras sean ARN del VHC positivos24.
2.5.3. Cuando la fuente sea VIH (+)
Se valorará el riesgo del accidente y la conveniencia de hacer quimioprofilaxis
antirretroviral. En todos los casos se realizará un seguimiento serológico que
permita detectar una seroconversión y, en este caso, documentar su origen laboral y
tomar las medidas al alcance para prevenir las posibles consecuencias de la
infección (Figura 2).
3) Si el anti-VIH basal del receptor es negativo: se debe indicar la
quimioprofilaxis con antirretrovirales.
En un documento reciente, el Center for Diseases Control recomienda que
los sanitarios expuestos de forma accidental al VIH reciban tratamiento
doble o triple en función del tipo de accidente15.
El tratamiento farmacológico antirretroviral se administrará lo antes posible
dentro de las primeras 24 horas (idealmente antes de las 4-6 horas)
postexposición y se prolongará durante 4 semanas si existe buena
tolerancia16,30. El periodo de tiempo tras la exposición, dentro del cual se
aconseja dar el tratamiento, es de 48 a 72 horas. Aunque sin evidencias
claras, se considera que la efectividad de este tipo de profilaxis desciende
rápidamente tras la exposición. A las personas que acudan pasado este
periodo de 48-72 horas, se les realizará igualmente un seguimiento14.
Si la persona fuente está en tratamiento antirretroviral previo, se valorará
cuál es el régimen profiláctico a adoptar dependiendo de la posibilidad de
resitencias a fármacos en la fuente1.
En estos casos se informará sobre la utilidad del tratamiento con
antirretrovirales según el siguiente esquema modificado del CDC15:
a) Riesgo apreciable o elevado: en estas circunstancias, la profilaxis está
recomendada
b) Bajo riesgo: la profilaxis podría ser considerada.
c) Riesgo mínimo: no hay que realizar profilaxis antirretroviral, debe
desaconsejarse.
2) Si en el momento del accidente no se dispone de una serología reciente del
VIH de la fuente, o no se puede conseguir en las 2 primeras horas: actuar
inicialmente como si hubiera riesgo de contagio, después de comentar las
ventajas y riesgos de la quimioprofilaxis con el receptor. La conducta
posterior dependerá del resultado de la serología.
La diferencia entre las pautas de antirretrovirales radica básicamente en
indicar la pauta triple cuando se considera que el riesgo es más elevado y
doble cuando el riesgo es más bajo. Es conveniente, sin embargo,
comentar que, a medida que se conoce la mayor eficacia de los
tratamientos triples en otras circunstancias, existe una actitud de forma
progresiva más extendida de los profesionales a preferir la pauta triple
independientemente del riesgo. Por tanto y siempre que el accidente lo
acepte, puede ser razonable indicar tres fármacos siempre que la
profilaxis antirretroviral esté indicada.
Para el control del tratamiento postexposición se recomienda realizar un
hemograma y pruebas de función hepática y renal al iniciar el tratamiento
y a las 2 semanas.
Se recomienda no donar sangre durante todo el periodo de seguimiento y
proteger las relaciones sexuales con preservativo sobre todo durante los
primeros 3-6 meses.
3) En el caso excepcional que el Western blot practicado de forma diferida a la
fuente no confirmara la positividad del anti-VIH se retiraría el tratamiento con
antirretrovirales así como el seguimiento.
4) Cuando la fuente sea desconocida o inaccesible (al menos en un plazo breve
de tiempo), porque el paciente ya se ha marchado del hospital o porque
excepcionalmente se niega a colaborar: se actuará inicialmente como si fuera
positiva para el VIH y se ofrecerá al profesional sanitario afectado las mismas
posibilidades de profilaxis postexposición y seguimiento para prevenir una
eventual infección, siempre de haber valorado conjuntamente con el receptor
los riesgos y los beneficios potenciales de estas medidas. Las circunstancias
posteriores pueden permitir en algunos de estos casos conocer la serología
de la fuente, horas o días después. Si esto sucede y se observa que según el
protocolo ya no está indicado seguir el tratamiento postexposición, éste se
retirará en el caso de una profilaxis postexposición instaurada para el VIH.
2.6. Establecer seguimiento de los pacientes17
1) Exposición VHB: controlar los anti-HBs en las personas que reciben la
vacuna HB 1-2 meses después de la última dosis. La respuesta de los antiHBs a la vacuna no puede determinarse si se ha recibido la inmunoglobulinas
anti-HB en los 3-4 meses anteriores.
2) Exposición VHC: diagnosticar la infección aguda por VHC a las 4-6 semanas
de la exposición mediante la determinación del antígeno core VHC (ELISA “el
más precoz”), el ARN del VHC (PCR) o los anti-VHC (ELISA “más tardío”).
3) Exposición VIH:
a) Se realizará un seguimiento serológico del anti-VIH a las 6 semanas, 3, 6
y 12 meses postexposición si se ha llevado tratamiento antirretroviral. La
seroconversión después de 12 semanas postexposición es infrecuente, y
después de 24 semanas extremadamente infrecuente. Sin embargo, la
profilaxis antiretroviral puede retrasar la seroconversión.
b) Realizar la detección de anti-VIH si existe clínica compatible con una
infección VIH sintomática.
c) Evaluar a las personas en tratamiento antirretroviral profiláctico al menos
dentro de las 72 horas postexposición y supervisar la toxicidad
farmacológica durante por lo menos 2 semanas (realizar al menos
hemograma, función renal y hepática).
3. CONSIDERACIONES MÉDICO-LEGALES3
3.1. Conducta recomendada al personal de los centros sanitarios
después de una exposición accidental a sangre u otros fluidos corporales
1) Notificar el accidente al servicio de prevención de riesgos laborales, de
medicina preventiva o medicina del trabajo, unidad de salud laboral o al
profesional del centro que se responsabilice de estas cuestiones. Siempre
que se notifique un accidente, es recomendable que se rellene una hoja de
recogida de datos, previamente diseñada.
2) Remitir a la dirección o servicio de personal, el documento Parte de accidente
sin baja, para que desde allí se comunique a la mutua de accidentes que
corresponda por si, más adelante, y a consecuencia de la exposición
accidental, se produjera una situación de enfermedad profesional o de
accidente de trabajo.
3) Solicitar al profesional encargado de la aplicación del protocolo una
información comprensible, suficiente y continua sobre los procedimientos
clínicos disponibles para la protección de su salud en relación al accidente
sufrido.
3.2. Conducta recomendada al servicio o la unidad del centro encargada
de la prevención de los riesgos laborales
1) La dirección médica y el servicio o la unidad encargada de la prevención de
los riesgos laborales deberá asegurarse, en primer lugar, de que el protocolo
es conocido por todos, especialmente en aquello que hace referencia a
primeras medidas a adoptar por el personal del centro que sufra un
accidente, en la necesidad de proceder a cursar el parte de accidente sin
baja y en describir las circunstancias del accidente. Así mismo, hay que
posibilitar la realización de las medidas que se han de efectuar justo después
de la exposición accidental y de las que se hayan de hacer diferidamente.
Será preciso que el protocolo pueda ser aplicado en los centros hospitalarios
durante las 24 horas del día, todos los días del año, y en los centros de salud
durante las horas de actividad, así como que se asegure la coordinación con
el servicio de laboratorio, garantizándose también la disponibilidad de
gammaglobulina y vacuna antihepatitis B y fármacos antirretrovirales, y la
posibilidad de efectuar un seguimiento clínico, en los casos en que esté
indicado, en el mismo centro o en otro según sea la voluntad del afectado.
2) Particularmente, estos servicios o unidades tendrán que velar por la gestión,
la custodia y la conservación de la información sobre el accidente declarado y
procurar que se consiga el propósito que justifica la notificación recibida, es
decir:
a) Proceder, con garantías de confidencialidad en relación a la persona que
ha sufrido el accidente, a la determinación de sus marcadores virales
evitando identificar nominalmente la muestra. La codificación que se
establezca únicamente será conocida por el personal médico de los
servicios o unidades de prevención, siendo identificadas preferiblemente
con un código numérico, no haciendo constar los datos de identificación
personal.
b) Informar al paciente fuente de la necesidad de obtener una muestra de
sangre para efectuar las determinaciones correspondientes con el fin de
garantizar la actuación oportuna en relación a la persona que ha padecido
el accidente. También se informará y garantizará que la determinación no
tiene ninguna otra finalidad que la mencionada, si bien, y en función del
resultado, se procederá, en relación a su persona, a facilitarle el
tratamiento que sea oportuno.
c) Gestionar y habilitar el soporte asistencial, la instauración de las medidas
profilácticas y el tratamiento disponible en caso de seropositividad a
algunos de los virus.
d) Gestionar la cobertura de los costes que generen las determinaciones
analíticas y el tratamiento, por la institución o la mutua de accidentes que
corresponda. Para garantizar la confidencialidad se habrá de evitar la
identificación personal a los servicios administrativos de la institución o de
la mutua de accidentes.
e) La información derivada de los accidentes del personal del centro,
después de una exposición accidental a sangre u otros fluidos biológicos,
no puede tener otra finalidad exclusiva que la preservación de la salud.
Por lo tanto, se evitará que los datos salgan de su ámbito (servicios o
unidades de prevención), a no ser que el titular de la información dé su
consentimiento explícito o esté garantizado que no se pueda identificar a
la/s persona/s a quien se refiere/n.
f) Antes de iniciar cualquier actuación clínica se ha de garantizar el derecho
del paciente a consentir autónomamente los procedimientos diagnósticos
y terapéuticos adecuados para la protección de la salud. Se recomienda
dar una correcta información sobre los riesgos y beneficios de esta
medida y solicitar el consentimiento informado. (A este efecto se presenta
en el Anexo 1 una propuesta de formulario para el consentimiento
informado14).
Anexo 1: Documento de consentimiento informado en caso de Accidente Biológico14
Hoy día___/___/___, he consultado al Doctor _______________________del
Servicio/Unidad______________________del
Hospital___________________,
como consecuencia de accidente declarado, donde consta que la fuente es
(□desconocida/□positiva) respecto a □ VIH/ □ VHB/ □ VHC, que me ha explicado
en qué consiste la profilaxis postexposición y los efectos secundarios que puede
acarrear.
□ Acepto la instauración de las medidas profilácticas postexposición para el □
VIH y/o □ VHB recomendadas, consistente en_______________________
□Acepto someterme a controles clínicos y sanguíneos que se indiquen:
□ hoy, a los□15 días, □45 días,
□ 3 meses, □6 meses, y □12 meses.
□No acepto la instauración de las medidas profilácticas postexposición para el VIH
y VHB recomendadas, ni controles de seguimiento.
Paciente:__________
Nombre
Doctor: __________
Sello
__________
Firma
__________
Firma
_________
Fecha
___________
Fecha
Nota: Este documento tiene carácter confidencial, y su contenido no puede ser divulgado salvo
expreso consentimiento del paciente abajo firmante. La infracción del carácter confidencial estásujeta
a las correspondientes sanciones legales para la persona o institución infractora.
Este documento deberá guardarse en la historia clínica del paciente.
4. BIBLIOGRAFÍA
1. Loscos A, Colomer E, Marco MF, Bel M. Actitud a seguir en caso de
accidente biológico. Med Fam 2002; 12: 538-549.
2. Fernández A, Castilla JA, Martínez L, Núñez AI, García-Peña ML, Mendoza
JL, Blanco M, Maldonado V, Fontes J, Mendoza N. Indicadores de calidad
asistencial en un programa de FIV/ICSI. Rev Iber Fertil 2002; 19: 249-252.
3. Torres M, Campins M, Serra C, Martínez M, Bruguera M. Actuación después
de una exposición accidental a sangre u otros fluidos biológicos en el medio
sanitario. Med Clin (Barc) 1999; 113: 544-548.
4. Bell DM. Occupational risk of human immunodeficiency virus infection in the
healthcare workers: an overview. Am J Med 1997; 102 (Supl. 5B): 9-14.
5. Ippolito G, Puro V, De Carli G. The italian Study Group on occupational risk of
HIV infection. The risk of occupational human immunodeficiency virus
infection in health care workers. Arch Intern Med 1993; 153: 1451-1458.
6. Henderson DK, Fahey BJ, Willy M. Risk of occupational transmission of
human immunodeficiency virus type 1 (HIV-1) associated with clinical
exposures. A prospective evaluation. Ann Intern Med 1991; 113: 740-746.
7. Fauci AS, Lane HC. Enfermedad por el virus de la inmunodeficiencia humana:
SIDA y procesos relacionados. En: Braunwald, Fauci, Kasper, Longo,
Jameson, editores. Harrison: Principios de Medicina Interna. 15ª ed. Madrid:
McGraw-Hill-Interamericana, 2002. p. 2164-2236.
8. Campins M, Serra C, Torres M. Accidentes laborales en el personal sanitario
por exposición a líquidos y muestras biológicas de pacientes. Protocolo de
actuación. JANO 1996; 51: 40-42.
9. Werner BG, Grady GF. Accidental hepatitis B surface antigen positive
innoculations: use of e antigen to esetimate infectivity. Ann Intern Med 1982;
97: 367-369.
10. Alter MJ. The epidemiology of acute and chronic hepatitis C. Clin Liver Dis
1997; 1: 559-568.
11. Alter MJ. Epidemiology of hepatitis C in the west. Semin Liver Dis 1995; 15: 514.
12. Neal KR, Dornan J, Irving WL. Prevalence of hepatitis C antibodies among
health care workers of two teaching hospitals: who is at risk? Br Med J 1997;
314: 179-180.
13. Chiavello LA, Gerberding JL. Human immunodeficiency virus in health care
settings. En: Mandell Gl, Bennet JE, Dollin R, editores. Churchill Livingstone.
Philadelphia, 2000. p. 3052-3066.
14. Almeda J, Casabona J, Allepuz A, Garcia-Alcaide F, del Romero J, Tural C et
al. (Grupo de Consenso Español sobre Profilaxis Postexposición No
Ocupacional al VIH). Recomendaciones para la profilaxis postexposición no
ocupacional al VIH. Enferm Infecc Microbiol Clin 2002; 20: 391-400.
15. CDC Public Health Service guidelines for the management of health-care
worker exposures to HIV and recommendations for postexposure prophylaxis.
MMWR 1998; 47: 1-33.
16. Cardo DM, Culver DH, Ciesielski CA. A case control study of HIV
seroconversion in health care workers after percutaneous exposure. N Engl J
Med 1997; 337: 1485-1490.
17. CDC. Updated U. S. Public Health Service Guidelines for the management of
occupational exposures to HVB, HVC and HIV and recommendations for
postexposure prophylaxis. Recommendations and Report. MMWR 2001; 50
(RR-11).
18. Blanco JL, García Viejo MA, Tor J, Muga R, Mallotas J. Mecanismos de
transmisión del VIH y su prevención. Clínica, diagnóstico y tratamiento. 6ª ed.
Barcelona: Masson, 2000. p. 73-88.
19. CDC. Guidelines for the use of antiretroviral agents in HIV infected adults and
adolescents. Developed by the panel on Clinical practices for treatment of HIV
infection convened by the Department of Health and Human Services (DHHS)
and the Henry J. Kaiser Family Foundation, 2002.
20. Tuset M, Miró JM, Codina C, Blanco JL, Soy D, Sarasa M. Interacciones de
los fármacos antiretrovirales. En: Gatell JM, Clotet B, Podzamezer D, Miró
JM, Mallotas J, editores. Guía práctica del SIDA. Clínica, diagnóstico y
tratamiento. 6ª ed. Barcelona: Masson, 2000. p. 559-701.
21. Carpenter CC, Cooper DA, Fischl MA, Gatell JM, Gazzard BG, Hammer SM.
Antiretroviral Therapy in Adults. Updated Recommendations of the
International AIDS Society-USA Panel. JAMA 2000; 283: 381-391.
22. Gerberding JL. Management of occupational exposures to blood-borne
virases. N Engl J Med 1995; 332: 444-451.
23. Shaffner W, Gardner P, Gross PA. Hepatitis B immunization strategies:
expanding the target. Ann Intern Med 1993; 118: 308-309.
24. Bruguera M, Campins M, Esteban R, Gatell JM, Martínez M, Navas JJ. Cómo
actuar cuando un médico es portador del virus de la inmunodeficiencia
humana o de los virus de la hepatitis B o C. Med Clin (Barc) 1998; 111: 6166.
25. Fried MW, Hoofnagle JH. Therapy of hepatitis C. Semin Liver Dis 1995; 15:
82-91.
26. Bruguera M. Prevención de la hepatitis C en los profesionales sanitarios. En:
Monge V, editor. Accidentes biológicos en profesionales sanitarios. Madrid:
You and Us, 1996; 167-173.
27. Serra C, Torres M, Campins M. Riesgo de infección por el virus de la hepatitis
C en el personal sanitario: evidencia actual y posibilidades de prevención
postexposición. Med Clin (Barc) 1997; 108: 629-635.
28. CDC Recommendations for follow-up of health-care workers alter
occupational exposure to hepatitis C virus. MMWR 1997; 46: 603-606.
29. Tratamiento con interferón en las hepatitis crónicas. Ministerio de Sanidad y
Consumo. Med Clin (Barc) 1994; 103: 498-504.
30. Tsai C-C, Eman P, Follis K. Effectiveness of postinoculation ®-9-(2phosphonylinethoxypropyl) adenine treatment for prevention of persistent
simian immunodeficiency virus SIV infection depends critically on timing of
initiation and duration of treatment. J Virol 1998; 72: 4265-4273.
SEGURIDAD EN EL LABORATORIO DE
EMBRIOLOGÍA CLINICA: ANÁLISIS
COMPARATIVO DE DIFERENTES
“GUIDELINES” DE SOCIEDADES CIENTÍFICAS.
Núñez AI1, Suárez II1
1
Unidad de Reproducción, Clínica Sanabria, Granada.
CONTENIDOS
1. INTRODUCCIÓN
2. DISEÑO DEL LABORATORIO
3. EQUIPAMIENTO DEL LABORATORIO
4. MEDIDAS DE PROTECCIÓN
5. AGENTES INFECCIOSOS
6. BIBLIOGRAFÍA
1. INTRODUCCIÓN
El laboratorio de reproducción asistida presenta una serie de características
que lo hacen diferente del resto de laboratorios clínicos, pero al igual que en otros el
manejo de fluidos potencialmente contaminantes hace que las normas de higiene y
seguridad biológicas deban tenerse especialmente en cuenta. Por esto la mayoría
de recomendaciones (guidelines) de diferentes sociedades científicas sobre el
laboratorio de reproducción asistida incluyen alguna referencia sobre seguridad
biológica. En este trabajo pretendemos realizar un análisis comparativo de dichos
contenidos, los cuales estructuraremos según los apartados descritos en la guía de
buenas prácticas en el laboratorio de FIV de la ESHRE1: Diseño del laboratorio,
Equipamiento del laboratorio, Medidas de protección y Agentes infecciosos.
No debemos olvidar que la intervención de estas guías debe hacerse desde
las Normativas Vigentes en materia de seguridad e higiene en el trabajo de cada
país.
2. DISEÑO DEL LABORATORIO
Tal como se describe en la tabla I la mayoría de las guías recomiendan que el
laboratorio de FIV se encuentre separado de otras actividades como laboratorio de
andrología o tareas administrativas. En este punto debemos recordar que las
medidas de nivel 2 de bioseguridad, que son las que debemos aplicar al laboratorio
de reproducción asistida, incluyen el acceso restringido al laboratorio. Por lo que la
separación de actividades permitirá dicha limitación en el tránsito de personas.
Otras áreas independientes del laboratorio de FIV y necesarias para un adecuado
nivel de seguridad biológica, son las de lavado y esterilización del material .
3. EQUIPAMIENTO DEL LABORATORIO
Dentro de las características del suelo, paredes y mobiliario del laboratorio de
reproducción asistida es fundamental que puedan limpiarse fácilmente y
desinfectarse1-7. Esta recomendación debe hacerse extensible a incubadoras y
contenedores de nitrógeno líquido. Estos últimos deben limpiarse al menos una vez
al año1. Una práctica habitual en diferentes áreas del hospital como es el estudio de
las condiciones ambientales de esterilidad mediante análisis microbiológicos sólo es
recomendado por una guía3. En una de las guías, ACE7, se recomienda tener el
suficiente espacio de trabajo, particularmente en las áreas de cultivo, además de un
fácil y cómodo acceso a los incubadores.
Otras recomendaciones que consideramos interesantes para una adecuada
seguridad biológica es situar las bombonas de gas fuera del laboratorio de FIV4 y,
tal como recomiendan todas las guías analizadas, disponer de un sitio seguro y de
acceso controlado para el almacenaje de material biológico reproductivo
crioconservado.
Tabla 1: Diseño del Laboratorio, Equipamiento y medidas frente a Agentes
Infecciosos propuestas por distintas “guidelines”.
ESHRE1
DISEÑO DEL LABORATORIO
Separación
laboratorio de otras
actividades
5
CAP4 ASRM
RTAC2
INDIA3
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
NFS6
ACE7
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
EQUIPAMIENTO
Suelo, paredes y
superficies del
laboratorio que se
limpien con facilidad
Limpieza
contenedores de
nitrógeno
Sí*
AGENTES INFECCIOSOS
Recomendaciones
específicas para TRA
en pacientes con
enfermedades
infecciosas
Serologías pacientes
y donantes
Sí
Sí
Sí
*Al menos una vez al año
TRA: Técnicas de Reproducción Asistida
Sí
Sí
Sí
4. MEDIDAS DE PROTECCIÓN
Las medidas comunes a todas las guidelines son:
-Ropa protectora y de uso específico para laboratorio.
-Uso de guantes sin talco.
-Uso de mascarilla.
Tanto la guía de India3 como la australiana2, propone el uso de gafas de
seguridad y cualquier otra medida de seguridad que sea necesaria; la Sociedad
Americana de Fertilidad también habla del uso de gafas de seguridad. En la guía de
la ESRHE sólo indica el uso de gafas de seguridad cuando se maneja material
criogénico.
En cuanto al pipeteado con la boca, mientras que diferentes guias2 indica
que no debe ser una práctica habitual, otras4,5,7 prohíben expresamente el pipetear
con la boca o recomiendan el uso del pipeteado mecánico1,6.
No debe usarse, en la medida de lo posible, instrumentos de laboratorio que
sean de cristal, pero si se usan, se deben desechar en el contenedor adecuado, al
igual que la agujas1. En todas las “guidelines” queda reflejado lo importante de no
provocar aerosoles ni gotas en el manejo de los fluidos biológicos, y centrifugar con
todas las medidas necesarias de seguridad: tubos bien sellados7 y ante cualquier
rotura, proceder a la desinfección de la centrífuga2. También es común la norma de
no comer, beber, manipular lentes de contacto, ni maquillarse en el área de trabajo
del laboratorio.
5. AGENTES INFECCIOSOS
En todos los procedimientos que se llevan a cabo en un laboratorio de
reproducción asistida, existe riesgo de infección y transmisión de enfermedades al
personal e incluso a otros pacientes, debiendo considerarse todo fluido biológico
como potencialmente infeccioso1-7. En cuanto a la vacunación del personal, en la
bibliografía consultada se encuentran algunas diferencias: en la ESRHE1 se
recomienda la vacunación del personal frente a la hepatitis B u otras enfermedades
de origen vírico, sin mencionar cuáles. Sin embargo en la guía india3 se recomienda
que todos los trabajadores estén vacunados contra el VHB y el tétanos, enfermedad
a la que no hace referencia ninguna otra guía, probablemente por ser de vacunación
infantil obligatoria. La ASRM5 recoge también la vacunación frente al VHB, pero
también recomienda realizar serologías al personal para comprobar si tienen alguna
enfermedad infecciosa transmisible.
En cuanto a las serologías de pacientes y donantes de gametos, en todas las
guías analizadas se recomiendan serologías de VIH, hepatitis B y C y otras
enfermedades de transmisión sexual. En determinadas guías1,7 se hace un serie de
recomendaciones para llevar a cabo técnicas de reproducción asistida en pacientes
con enfermedades infecciosas transmisibles:
Tabla 2: Medidas de protección propuestas por distintas “guidelines”.
Ropa de uso
específico del
laboratorio
Guantes sin talco,
mascarilla y gorro
Gafas de seguridad
Prohíben pipeteado
con la boca
No recomiendan
pipeteado con la boca
Recomiendan el uso
de pipeteado
mecánico
Vacunación del
personal
Manipular cualquier
fluido biológico
minimizando el riesgo
de formación de
gotículas y aerosoles
ESHRE1
RTAC2
INDIA3
CAP4
ASRM5
NFS6
ACE7
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí*
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí**
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
Sí
*Sólo al manejar material criogénico.
**Y manual.
•
•
•
•
•
Si uno de los dos miembros de la pareja es VIH +, la técnica y la TE no debería
llevarse a cabo sin una autorización y tras un estudio del caso.
Si el varón está infectado por el virus de la Hepatitis B, la mujer debe ser
vacunada antes de llevar a cabo cualquier técnica. Si la mujer es la que está
infectada de hepatitis B se debe vacunar al hijo al nacer.
Si uno de los miembros de la pareja está infectado por el virus de la hepatitis C,
se podrá llevar a cabo la técnica necesaria tras informar a los pacientes de los
riesgos existentes.
En caso de positividad para la sífilis, sólo hay que tratar al paciente antes de
realizar cualquier técnica.
El material biológico reproductivo de esta parejas debe almacenarse en
contenedores específicos.
Para el manejo de material biológico reproductivo de estas parejas se
recomienda que en caso de trabajar con cabinas de flujo laminar horizontal, éstas
permanezcan apagadas7.
6. BIBLIOGRAFÍA
1. Gianaroli L, Plachot M, van Kooij R, Al-Hasani S, Dawson K, De Vos A, et al.,
ESRHE guidelines for good practice in IVF laboratories. Hum Reprod
2000;15-10:2241-46.
2. The Fertility Society of Australia Reproductive Technology Accreditation
Committee (RTAC), Code of practice for centres using assisted reproductive
technology. Abril 2002. www.fsa.au.com/rtac/
3. Indian Council of Medical Research/ National Academy of Medical Sciences.
National guidelines for accreditation, supervision and regulation of ARTs
clinics in India. New Delhi 110 029, 2002. www.icmr.nic.in
4. College of American Pathologist (CAP). Reproductive laboratory: proposed
CAP check list 1998. www.cap.org
5. Revised minimun standards for in vitro fertilization, gamete intrafallopian
transfer, and related procedures. American Society of Reproductive medicine
(ASRM), 2000-2002. www.asrm.org
6. Nordic Fertility Society (NFS), Quality Guide. Checklist for ART clinic and ART
laboratory. www.nordicfs.org.
7. Acreditation Standards and guidelines for IVF laboratories (ACE). Clinical
pathology Accreditation (UK). www.ivf.net/ace/accred.htm
ESTRATEGIA PARA LA EVALUACIÓN DE
RIESGOS BIOLÓGICOS EN EL
LABORATORIO DE REPRODUCCIÓN
ASISTIDA
Peña Taveras MC1, Magán R2
1
Especialista en Medicina del Trabajo, Servicio Sistema de Información, HU Virgen de las Nieves,
Granada.
2
Unidad de Reproducción, HU Virgen de las Nieves, Granada.
CONTENIDOS
1. EVALUACIÓN DE RIESGOS BIOLÓGICOS
2. “CHECK LIST” O LISTA DE CHEQUEO EN LA EVALUACIÓN DE RIESGOS
BIOLÓGICOS
3. BIBLIOGRAFÍA
1. EVALUACIÓN DE RIESGOS BIOLÓGICOS.
La evaluación de riesgos debe enmarcarse dentro de un plan racionalmente
diseñado de gestión de los riesgos laborales (Figura 1), que tiene como objetivo
estimar la magnitud de aquellos riesgos que no hayan podido evitarse, de los cuales
se intenta obtener información suficiente que permita la adopción de medidas
preventivas correctas: “información para la acción”. En caso de dudas sobre el
resultado de la evaluación deben adoptarse las medidas preventivas más
favorables, desde el punto de vista de la prevención. En tal sentido, el Instituto
Nacional de Seguridad e Higiene en el Trabajo (INSHT) defiende que la base de una
verdadera gestión de riesgo está en la evaluación adecuada de los mismos1.
IDENTIFICACION
DEL PELIGRO
ANALISIS DEL
RIESGO
ESTIMACION DEL
RIESGO
EVALUACION
DEL RIESGO
VALORACION
DEL RIESGO
¿PROCESO
SEGURO?
GESTION DEL
RIESGO
RIESGO
CONTROLADO
CONTROL DEL
RIESGO
Figura 1: Gestión de riesgo: evaluación y control. INHST
De forma general, la evaluación intenta determinar la tolerabilidad de un
riesgo que no se ha podido evitar, a partir de la combinación de los factores:
severidad o consecuencias del riesgo y de la probabilidad para cada riesgo (Tabla
1)1. No siendo concebible, ni ética, ni legalmente, la exposición del trabajador a
riesgos relacionados con su trabajo. Tales criterios generales deben tomarse en
cuenta desde el diseño de la actividad y, en especial, desde el diseño del puesto de
trabajo. A tal efecto, no valen normas generales aplicables a todos y cada uno de
los puestos, sino que éstas deben ser específicas de cada puesto, tomando en
cuenta las características de la actividad, del riesgo, de los medios disponibles para
su realización, del propio trabajador y de aspectos relacionados con la organización
del trabajo1-3.
La Ley 31/1995, de Prevención de Riesgos Laborales prevé que esta
evaluación sea actualizada cuando cambien las condiciones de trabajo, se haya
producido un daño para la salud o que el sistema de vigilancia de la salud haya
detectado “indicios” de que las medidas de prevención sean “insuficientes”4.
El Real Decreto 39/1997 y Real Decreto 780/1998 de Reglamento de los
Servicios Prevención prevé que en caso de que, como resultado de la evaluación,
sea necesario la adopción de medidas preventivas, se indique, de forma expresa,
las situaciones en que sea necesario “eliminar o reducir el riesgo, mediante medidas
de prevención en el origen, organizativas, de protección colectiva, de protección
individual, o de formación e información a los trabajadores”. Especial hincapié hace
el RD 39/1997 sobre la evaluación de riesgos de trabajadores “especialmente
sensibles”, por sus características personales o estado biológico conocido, a alguna
de dichas condiciones laborales. En cualquier caso, hay que tomar en cuenta que
siempre ha de elegirse una medida de protección colectiva, frente a otra de
protección individual (EPIs)4.
La evaluación de riesgos puede venir impuesta por una legislación para la
protección de “riesgos específicos”, tal es el caso de los riesgos biológicos1,5 , y de
actividades de “especial peligrosidad”. En tales casos, el procedimiento de
evaluación deberá ajustarse a las condiciones concretas establecidas en la misma y
debe considerarse que el incumplimiento de cualquier precepto obligatorio de la
misma, hace que el riesgo tenga la consideración de “intolerable” y, por tanto, no
debe mantenerse o reanudarse la actividad hasta que se reduzca o diminuya el
riesgo hasta niveles de tolerabilidad. De forma complementaria, para determinados
riesgos específicos se han elaborado y consensuado protocolos específicos de
vigilancia de la salud. Existe uno específico para riesgos biológicos patrocinado por
el Ministerio de Sanidad y Consumo6. Por otra parte, el INSHT ha elaborado la guía
correspondiente basada en la formativa legal que lo regula7.
El procedimiento de evaluación utilizado deberá proporcionar confianza sobre
su resultado. Cuando la evaluación exija la realización de mediciones, análisis o
ensayos, y la normativa no indique o concrete los métodos que deben emplearse, o
cuando los criterios de evaluación contemplados en dicha normativa deban ser
interpretados o precisados a la luz de otros criterios de carácter técnico, se podrán
utilizar, si existen, los métodos o criterios recogidos en: Normas UNE, Guías del
Instituto Nacional de Seguridad e Higiene en el Trabajo (INSHT), del Instituto
Nacional de Silicosis, y protocolos y guías del Ministerio de Sanidad y Consumo, así
como de Instituciones competentes de las Comunidades Autónomas y Normas
Internacionales. En ausencia de los anteriores, guías de otras entidades de
reconocido prestigio en la materia u otros métodos o criterios profesionales descritos
documentalmente que proporcionen un nivel de confianza equivalente1,4.
El proceso de evaluación de riesgos debe iniciarse con la clasificación de las
actividades de trabajo, en la que se haga una descripción del lugar de trabajo, de las
etapas del proceso productivo y un análisis de las tareas. A partir de la información
obtenida sobre la organización, características y complejidad del trabajo, sobre las
materias primas y los equipos de trabajo existentes en la empresa y sobre el estado
de salud de los trabajadores, se procederá a la determinación de los elementos
peligrosos y a la identificación de los trabajadores expuestos a los mismos,
valorando a continuación el riesgo existente en función de criterios objetivos de
valoración, según los conocimientos técnicos existentes, o consensuados con los
trabajadores, de manera que se pueda llegar a una conclusión sobre la necesidad
de evitar o de controlar y reducir el riesgo (Tabla 1)4. En el caso de la valoración
ambiental de los riesgos biológicos viene dificultada por el hecho de que “no están
establecidos criterios de valoración numéricos que permitan un juicio rápido sobre la
peligrosidad” de una situación concreta8.
Tabla 1: Criterio para la toma de decisión según resultado de la valoración
RIESGO
ACCIÓN Y TEMPORIZACIÓN
TRIVIAL (T)
No necesita acción específica
TOLERABLE (TO)
No se necesita mejorar la acción preventiva. Sin embargo se deben
considerar soluciones más rentables o mejoras que no supongan una carga
económica importante. Se requieren comprobaciones periódicas para
asegurar que se mantiene la eficacia de las medidas de control.
MODERADO (MO)
Se deben hacer esfuerzos para reducir el riesgo, determinando las
inversiones precisas. Las medidas para reducir el riesgo deben implantarse
en un periodo determinado. Cuando el riesgo moderado está asociado con
consecuencias extremadamente dañinas, se precisará una acción posterior
para establecer, con más precisión, la probabilidad de daño como base
para determinar la necesidad de mejora de las medidas de control.
IMPORTANTE (I)
No debe comenzarse el trabajo hasta que se haya reducido el riesgo.
Puede que se precisen recursos considerables para controlar el riesgo.
Cuando el riesgo corresponda a un trabajo que se está realizando, debe
remediarse el problema en un tiempo inferior al de los riesgos moderados.
INTOLERABLE (IN)
No debe comenzar, ni continuar, el trabajo hasta que se reduzca el riesgo.
Si no es posible reducir el riesgo, incluso con recursos ilimitados, debe
prohibirse el trabajo.
2. “CHECK LIST” O LISTA DE CHEQUEO EN LA EVALUACIÓN DE RIESGOS
BIOLÓGICOS.
Los “check-list” o listas de Chequeo, son el método simplificado de
evaluación de los riesgos laborales. Su construcción se fundamenta en una base
documental, como son la legislación específica, las normas UNE (por ejemplo: UNEEN 13098 de estrategia de muestreo de microorganismos en suspensión), la Guías
de INSHT (Guía Técnica para la evaluación y prevención de riesgos relacionados
con la exposición con agentes biológicos) o cualquier otra norma supletoria
aceptada, a partir de la cual se elaboran una serie de preguntas o “ítem” que
permiten la evaluación racional, con criterio simplificado y ordenado, de los riesgos
laborales de una actividad. Su elaboración exige del conocimiento de las
características del puesto de trabajo, el dominio de las normas jurídicas de
seguridad y salud laboral, y las medidas de prevención estándar para el caso en
cuestión. A partir de la información recabada sobre la actividad laboral en estudio se
puede disponer de mayores elementos de juicio para elegir el procedimiento o
herramienta adecuada para evitar o limitar la exposición. En resumen, en la mayoría
de los casos, cada situación de trabajo requerirá de una metodología de evaluación
específica no siempre extrapolable a otras situaciones de trabajo en que pueda
existir exposición a agentes biológicos, por muy similares que éstos sean2,3,8.
En la evaluación de los riesgos por contaminantes biológicos en el
Laboratorio de Reproducción Asistida, el diseño de un check-list debe contemplar,
en primer lugar, el grupo al que pertenecen, pues de ello se deriva su trascendencia
en el medio laboral y para la colectividad. La señalización del área de trabajo y
control de acceso. La protocolización de los procedimientos y tareas, las medidas
técnicas adecuadas, de gestión de residuos, de manipulación y transporte de
agentes biológicos, fluidos o especímenes contaminados; así como, de los
procedimientos a seguir en caso de emergencia. La utilización de las medidas de
contención correcta o, en caso necesario, de los EPIs. Igualmente, la información y
formación de los trabajadores en relación a los riesgos, sus consecuencias y las
medidas preventivas. Deben detectar el control de todos los trabajadores expuestos.
La adaptación a los requisitos de la legislación vigente sobre la forma de hacer el
trabajo, instalaciones, maquinaria y sustancias utilizadas. Reconocimientos médicos
previos y periódicos. La minimización del número de trabajadores expuestos. La
existencia de medidas en caso de manipulación de agentes biológicos del grupo 3.
Control de la ventilación y utilización de filtros. Utilización de materiales y habitáculo
de superficies impermeables, resistentes y de fácil limpieza. Existencia de un
registro de incidencias, accidentes y enfermedades relacionadas con la
manipulación directa de agentes biológicos o de material contaminado3,7,9-11.
El INSHT, basado en el Decreto 664/1997 de protección de los trabajadores
contra los riesgos relacionados con la exposición a agentes biológicos, ha elaborado
un check-list “prototipo” para la evaluación de riesgos por contaminantes biológicos.
Ésta consta de dos parte, una primera de referencia para el análisis de riesgo y la
segunda de valoración del riesgo (Figura 2 y 3)2.
Figura 2: Check-list de evaluación de contaminantes biológicos: análisis de riesgo. INSNHT
Figura 3: Check-list de evaluación de contaminantes biológicos: valoración. INSHT
3. BIBLIOGRAFÍA
1. Instituto Nacional de Seguridad e Higiene en el Trabajo. Evaluación de
riesgos laborales. Madrid: Ministerio de Trabajo y Asuntos Sociales,
1996.
2. Instituto Nacional de Seguridad e Higiene en el Trabajo. Evaluación de
las Condiciones de Trabajo en la PYME. Contaminantes biológicos.
http://www.mtas.es/insht/Descarga/cap11.pdf (7 de septiembre de 2003).
3. Instituto Nacional de Seguridad e Higiene en el Trabajo. Seguridad y
condiciones de trabajo en el laboratorio. Madrid, Ministerio de Trabajo y
Asuntos Sociales 2001.
4. Espeso Santiago, A. et al. Manual para la formación de Técnicos de
Prevención de Riesgos Laborales: Parte obligatoria y común . Valladolid,
Lex Nova, 2001.
5. Real Decreto 664/1997, de 12 de mayo. BOE 124, de 24 de mayo 1997.
6. Consejo Interterritorial del Sistema Nacional de Salud. Protocolos de
vigilancia sanitaria específica: Agentes biológicos. Comisión de Salud
Pública.
Madrid:
Ministerio
de
Sanidad
y
Consumo,
2001.http://www.msc.es/salud/epidemiologia/laboral/protocolos/biologico
s.htm. (7 de septiembre de 2003).
7. Instituto Nacional de Seguridad e Higiene en el Trabajo. Guía Técnica
para la evaluación y prevención de riesgos relacionados con la
exposición con agentes biológicos.. Madrid: Ministerio de Trabajo y
Asuntos Sociales, 2001.
8. Instituto Nacional de Seguridad e Higiene en el Trabajo. NTP 608:
Agentes biológicos: planificación de la medición. Madrid: Ministerio de
Trabajo
y
Asuntos
Sociales,
2003.
http://www.mtas.es/insht/ntp/ntp_608.htm 8 de septiembre de 2003
9. Oriol Colomer Guillamón, J. et al..
laboratorio. Barcelona: Carl Roth, 2002.
Manual de seguridad en el
10. Centro Nacional de Condiciones de Trabajo. Gestión y evaluación de las
condiciones de trabajo en los centros asistenciales (Programa
GESCECAN). Versión 1.0.0. Madrid: Ministerio de Trabajo y Asuntos
Sociales, 2002.
11. Check-list de evaluación de Riesgo Biológico. Prevention World. 2001.
(Descargables. CD-1)
PALABRAS CLAVE
Agentes biológicos: 15,17,18,19,21,25,33,97,136,137
Ampollas: 82,85
Banco: 77,79,88,89
Barreras primarias: 19,26
Barreras secundarias: 19,39
Cabina de Flujo Laminar (CFL): 29,31,64,127
Cabina de Seguridad Biológica (CSB): 19,20,26,29,31,33,34,35,63
Campana de gases o vitrina extractora de gases: 31
Check list o lista de chequeo: 136,137
Citomegalovirus: 78
Cloruro de Polivinilo (PVC): 82
Contenedores o tanques: 77,79,80,81,82,86,124
Crioconservación: 77,78,79,81,82,82,83,84,85,86,87,124
Criotubos o crioviales: 77,82,84
Cryoflex: 85
Devolución de material: 89
Elementos de Protección de Barrera: 50,52
Enfermedades Infecciosas Transmisibles (EIT): 77,78,80,81,85,126
Equipos de Protección Individual (EPI): 21,26,27,63,134,137
Exposición accidental: 60,97,112
Filtración: 81,82
“Guidelines” o guía: 123,124,125,134,135,136
HTLV: 79
Laboratorio de Reproducción Asistida (LRA): 29,39,49,50,51,53,55,56,58,61,62,63,64,65,86,123,125,136
Material Biológico Reproductivo (MBR): 49,63,64,77,78,79,80,81,82,84,85,86,87,124,126,127
Medidas de contención: 19,22
Métodos de llenado: 82,83,84
Métodos de sellado. 82,83
Nescofilm: 85
Nitrógeno líquido : 77,78,79,80,81,82,84,85,88,124
Niveles de contención o bioseguridad: 19,20,21,22,24,31,39,41,42
Pajuelas: 77,80,82,83,84,86
Poli-etilen tetralato glicol (PETG): 82
Polivinil Alcohol (PVA): 83,84
Precauciones estándar: 50,56,58,59,61,62
Profilaxis post-exposición: 58,97,100,104,105,110
Recipiente externo de envío:87
Recipiente primario: 87
Recipiente secundario: 87
Resina Ionomérica (IR): 82,83,84
Riesgo biológico: 19,22,28,31,133,134,136
Riesgo laboral: 58,63,111,133,134,136
Rubéola: 78,79
Screening: 77,78,79,80
Seguridad Biológica: 15,19,22,63,64,65,77,78,82,84,85,123,124
Técnicas de Reproducción Asistida (TRA): 55,64,66,77,97,126
Transporte: 80,86,87,88,89
Vapor de Nitrógeno: 79,81,85,88
VHB: 49,50,56,59,60,62,63,64,78,79,86,97,98,99,102,103,104,105,107,108,110,126,127
VHC: 49,50,56,59,60,63,64,66,78,79,86,97,98,99,102,103,105,108,110,126,127
VIH: 49,50,56,59,60,61,63,64,66,78,79,81,86,97,98,99,102,103,104,105,108,109,110,111,126,127
Virus Herpes simple: 78,79