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ESCUELA DE AGRICULTURA DE LA REGIÓN TROPICAL HÚMEDA USO DE ABONOS ORGÁNICOS COMO SUPRESORES DE FITONEMATODOS DEL CULTIVO DE BANANO (Musa AAA) EDWIN QUEZADA CÓRDOVA Trabajo de Graduación presentado como requisito parcial para optar al título de Ingeniero Agrónomo con el grado de Licenciatura Guácimo, Costa Rica Diciembre, 1999 Trabajo de Graduación presentado como requisito parcial para optar al título de Ingeniero Agrónomo con el grado de Licenciatura Profesor Asesor Moisés Soto, Ing. Agr. Profesor Coasesor Masaki Shintani, M.Sc. Vicerrector Académico James B. French, Ph.D. Candidato Edwin Quezada Córdova Diciembre, 1999 ii DEDICATORIA A mis padres, por todo su apoyo antes y durante mis años de estudio en EARTH: A mi padre, amigo y modelo de superación durante toda la vida. A mi madre, por su inmenso cariño y comprensión, por hacer de mí una persona de bien. A todos mis hermanos, quienes me contagiaron su entusiasmo para salir adelante. A todas las personas que de una u otra forma están relacionadas con la actividad bananera. iii AGRADECIMIENTO Gracias a Dios, por darme la vida y la alegría de ver culminado un sueño más. Mi mayor agradecimiento para mis asesores: Al Ingeniero Moisés Soto, quien además de ser un excelente educador, es una persona ejemplar, digna de emular. A Masaki Shintani, por su indispensable ayuda brindada, sin la cual este trabajo no hubiese sido posible. A mi compañera de clase, Ericka Pinto, quien contribuyó en la elaboración del análisis estadístico de esta obra. Gracias totales! RESUMEN Las elevadas poblaciones de fitonematodos reducen significativamente la producción en el cultivo de banano (Musa AAA). Para su control se utilizan nematicidas, los cuales resultan extremadamente tóxicos para los seres humanos y reducen la biodiversidad en los suelos. El rechazo de fruta de baja calidad para el mercado internacional y el uso de nematicidas, conllevan a generar grandes cantidades de desechos de cosechas y presencia de nematicidas en suelos y aguas, creando problemas de contaminación ambiental. Con el presente trabajo, se evaluó el efecto de la gallinaza, desechos de banano (fruta y raquis), dos tipos de bokashi elaborados a partir de esos materiales, microorganismos eficaces (EM) y un nematicida comercial (Furadan), sobre los fitonematodos, raíces totales y funcionales en el cultivo de banano, y sobre los fitonematodos, raíces totales, crecimiento y producción de biomasa en el cultivo de sorgo (Sorghum bicolor). Los resultados demostraron que para el banano, el EM tuvo la mayor eficiencia sobre Radopholus (129%) y Helicotylenchus (73%); el bokashi de gallinaza sobre Meloidogyne (460%); el bokashi de banano sobre las raíces totales (141%) y raíces funcionales (200%). En el sorgo, la gallinaza sin tratar tuvo la mayor eficiencia en el control de Pratylenchus (60%), el bokashi de gallinaza en la producción de raíces (262%) y producción de biomasa (105%), y el bokashi de banano en el crecimiento de las plantas (23%). Se comprobó el efecto supresor del bokashi y mejoramiento del sistema radical. Se espera que a mayor tiempo el efecto del bokashi sobre los fitonematodos mejore su eficacia, por lo que se recomienda llevar a cabo una evaluación similar en un período más largo. Palabras claves: Banano (Musa AAA), sorgo (Sorghum bicolor), bokashi, microorganismos eficaces (E.M.), Radopholus similis, Helicotylenchus, Meloidogyne, Pratylenchus, Carbofuran, raíces funcionales. QUEZADA, E. 1999. Uso de abonos orgánicos como supresores de fitonematodos del cultivo de banano (Musa AAA). Trabajo de Graduación. Guácimo, C.R., EARTH. 102 p. v ABSTRACT The high fitonematodes populations reduce the production significantly in the banana tree cultivation (Musa AAA). For their control nematicides are used, which are extremely toxic for the human beings and they reduce the biodiversity in the soils. The rejection of fruit of low quality for the international markets and the nematicides use, they bear to generate big quantities of waste of crops and nematicides presence in soils and waters, creating problems of environmental pollution. With the present work, the effect of the chicken manure was evaluated, banana tree waste (fruit and stem bunch), two bokashi types elaborated from those materials, effective microorganisms (EM) and a commercial nematicide (Furadan), on the fitonematodes, total and functional roots in the banana tree cultivation, and on the fitonematodes, total roots, growth and production of biomass in the sorghum cultivation (Sorghum bicolor). The results demonstrated that for the banana tree, the EM had the biggest efficiency about Radopholus (129%) and Helicotylenchus (73%); the chicken manure bokashi about Meloidogyne (460%); the banana tree bokashi on the total roots and the functional roots (200%). In the sorghum, the chicken manure without trying had the biggest efficiency in the control of Pratylenchus (60%), the chicken manure bokashi in the production of roots (262%) and production of biomass (105%), and the banana wastes bokashi in the growth of the plants (23%). It was proven the suppressive effect of the bokashi and improvement of the radical system. It is expected that at more time the effect of the bokashi on the fitonematodes improve its effectiveness, for what is recommended to carry out a similar evaluation in a longer period. Key words: Banano (Musa AAA), sorghum (Sorghum bicolor), bokashi, effective microorganisms (E.M.), Radopholus similis, Helicotylenchus, Meloidogyne, Pratylenchus, Carbofuran, functional roots. QUEZADA, E. 1999. Uso de abonos orgánicos como supresores de fitonematodos del cultivo de banano (Musa AAA). Trabajo de Graduación. Guácimo, C.R., EARTH. 102 p. vi TABLA DE CONTENIDO Página DEDICATORIA.......................................................................................................................................III AGRADECIMIENTO.............................................................................................................................. IV RESUMEN ................................................................................................................................................ V ABSTRACT ............................................................................................................................................. VI 1 INTRODUCCIÓN............................................................................................................................. 1 2 OBJETIVOS ..................................................................................................................................... 4 2.1 OBJETIVO GENERAL .................................................................................................................. 4 2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS .......................................................................................................... 4 3 REVISIÓN DE LITERATURA........................................................................................................ 5 3.1 NEMATODOS............................................................................................................................... 5 3.2 BANANO ...................................................................................................................................... 7 3.2.1 SISTEMA RADICAL DEL BANANO ...................................................................................... 8 3.2.2 FITONEMATODOS DEL BANANO..................................................................................... 10 3.3 SORGO........................................................................................................................................ 15 3.3.1 SISTEMA RADICAL DEL SORGO ...................................................................................... 16 3.3.2 FITONEMATODOS DEL SORGO ....................................................................................... 16 3.4 METODOS DE CONTROL DE FITONEMATODOS .................................................................. 16 3.4.1 NEMATICIDAS ................................................................................................................... 17 3.4.2 MICROORGANISMOS........................................................................................................ 21 3.4.3 MATERIALES ORGÁNICOS ............................................................................................... 26 4 MATERIALES Y MÉTODOS........................................................................................................ 39 4.1 DISEÑO EXPERIMENTAL......................................................................................................... 39 4.2 MATERIALES Y MODO DE APLICACIÓN .............................................................................. 41 4.2.1 BANANO............................................................................................................................. 41 4.2.2 SORGO ............................................................................................................................... 43 4.3 MUESTREO DE RAICES............................................................................................................ 43 4.3.1 BANANO............................................................................................................................. 43 4.3.2 SORGO ............................................................................................................................... 43 4.4 METODOLOGÍA DE MUESTREO ............................................................................................. 44 4.5 METODO DE CONTEO DE NEMATODOS Y RAÍCES ............................................................. 44 4.6 DISTRIBUCIÓN DE LOS TRATAMIENTOS ............................................................................. 45 4.7 ANÁLISIS DE LOS RESULTADOS............................................................................................ 45 5 RESULTADOS Y DISCUSIÓN...................................................................................................... 46 5.1 BANANO .................................................................................................................................... 46 5.1.1 FITONEMATODOS ............................................................................................................ 46 5.1.2 RAÍCES............................................................................................................................... 53 5.2 SORGO........................................................................................................................................ 56 5.2.1 FITONEMATODOS ............................................................................................................ 57 vii 5.2.2 5.2.3 5.2.4 RAÍCES............................................................................................................................... 58 PESO TOTAL...................................................................................................................... 60 CRECIMIENTO .................................................................................................................. 61 6 CONCLUSIONES........................................................................................................................... 64 7 RECOMENDACIONES ................................................................................................................. 65 8 LITERATURA CITADA................................................................................................................ 67 viii LISTA DE CUADROS Cuadro Página CUADRO 1. CANTIDAD DE DESECHO DIARIO DETERMINADO EN CUATRO DIFERENTES FINCAS BANANERAS. ..... 30 CUADRO 2. COMPOSICIÓN QUÍMICA PROMEDIO DE LOS MATERIALES DE DESECHO (PINZOTE Y FRUTA DE RECHAZO) AL INICIO Y FINAL DE LA BIODEGRADACIÓN A LOS 150 DÍAS. ............................................... 31 CUADRO 3. RANGOS Y VALORES MEDIOS EN LA COMPOSICIÓN QUÍMICA DE GALLINAZA. ............................... 33 CUADRO 4. VALORES DEL ANÁLISIS QUÍMICO DE BOKASHI ELABORADO EN LA EARTH DE DIFERENTES MATERIALES ORGÁNICOS Y DE DESECHOS DE BANANO. ........................................................................ 35 CUADRO 5. PORCENTAJES DE EFICIENCIA DE LOS DIFERENTES TRATAMIENTOS EN CADA UNA DE LAS VARIABLES EVALUADAS EN BANANO. ................................................................................................................... 55 CUADRO 6. PORCENTAJES DE EFICIENCIA DE LOS DIFERENTES TRATAMIENTOS EN CADA UNA DE LAS VARIABLES EVALUADAS EN SORGO (SORGHUM BICOLOR) ....................................................................................... 63 ix LISTA DE FIGURAS Figura Página FIGURA 1. DIFERENTES FASES EN LA ELABORACIÓN DE BOKAHI DE DESECHOS DE BANANO: MEZCLA CON ASERRÍN, INOCULACIÓN CON EM Y VOLTEO, Y BOKASHI LISTO PARA SER UTILIZADO............................ 38 FIGURA 2. PLANTA MUESTREADA......................................................................................................................42 FIGURA 3. MODO DE APLICACIÓN AL HIJO ................................................................................................... 42 FIGURA 4. VARIACIÓN EN LA POBLACIÓN DE FITONEMATODOS TOTALES EN LOS TRES MUESTREOS PARA CADA TRATAMIENTO EN BANANO................................................................................................................. 47 FIGURA 5. VARIACIÓN EN LA POBLACIÓN DE R. SIMILIS EN LOS TRES MUESTREOS PARA CADA TRATAMIENTO EN BANANO. ........................................................................................................................................... 50 FIGURA 6. VARIACIÓN EN LA POBLACIÓN DE HELICOTYLENCHUS EN LOS TRES MUESTREOS PARA CADA TRATAMIENTO EN BANANO................................................................................................................. 51 FIGURA 7. VARIACIÓN EN LA POBLACIÓN DE MELOIDOGYNE EN LOS TRES MUESTREOS PARA CADA TRATAMIENTO EN BANANO................................................................................................................. 52 FIGURA 8. VARIACIÓN EN LA CANTIDAD DE RAÍCES TOTALES EN LOS TRES MUESTREOS PARA CADA TRATAMIENTO EN BANANO................................................................................................................. 53 FIGURA 9. VARIACIÓN EN EL PORCENTAJE DE RAÍCES FUNCIONALES EN LOS TRES MUESTREOS PARA CADA TRATAMIENTO EN BANANO................................................................................................................. 55 FIGURA 10. DIFERENCIAS EN LAS POBLACIONES DE PRATYLENCHUS EN SORGO (SORGHUM BICOLOR) PARA CADA TRATAMIENTO. .................................................................................................................................. 57 FIGURA 11. DIFERENCIAS EN LA CANTIDAD DE RAÍCES TOTALES DE SORGO (SORGHUM BICOLOR) EN CADA TRATAMIENTO. .................................................................................................................................. 59 FIGURA 12. DIFERENCIAS EN EL PESO DE LAS PLANTAS DE SORGO (SORGHUM BICOLOR) PARA CADA TRATAMIENTO. .................................................................................................................................. 60 FIGURA 13. CRECIMIENTO DE LAS PLANTAS DE SORGO (SORGHUM BICOLOR) EN CADA TRATAMIENTO. .......... 61 x LISTA DE ANEXOS Anexo Página ANEXO 1. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE CADA EVALUACIÓN PARA LA VARIABLE FITONEMATODOS TOTALES EN BANANO............................................................................................... 76 ANEXO 2. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE CADA EVALUACIÓN PARA LA VARIABLE RADOPHOLUS SIMILIS EN BANANO. ...................................................................................................... 77 ANEXO 3. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE CADA EVALUACIÓN PARA LA VARIABLE HELICOTYLENCHUS SP. EN BANANO. .................................................................................................... 78 ANEXO 4. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE CADA EVALUACIÓN PARA LA VARIABLE MELOIDOGYNE SP. EN BANANO............................................................................................................ 79 ANEXO 5. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE CADA EVALUACIÓN PARA LA VARIABLE RAÍCES TOTALES EN BANANO. ........................................................................................................................ 80 ANEXO 6. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE CADA EVALUACIÓN PARA LA VARIABLE RAÍCES FUNCIONALES EN BANANO.................................................................................................................. 81 ANEXO 7. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE LOS TRATAMIENTOS PARA LA VARIABLE FITONEMATODOS TOTALES EN BANANO............................................................................................... 82 ANEXO 8. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE LOS TRATAMIENTOS PARA LA VARIABLE RADOPHOLUS SIMILIS EN BANANO. ...................................................................................................... 82 ANEXO 9. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE LOS TRATAMIENTOS PARA LA VARIABLE HELICOTYLENCHUS EN BANANO. ......................................................................................................... 82 ANEXO 10. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE LOS TRATAMIENTOS PARA LA VARIABLE MELOIDOGYNE EN BANANO................................................................................................................. 83 ANEXO 11. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE LOS TRATAMIENTOS PARA LA VARIABLE RAÍCES TOTALES EN BANANO. ........................................................................................................................ 83 ANEXO 12. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE LOS TRATAMIENTOS PARA LA VARIABLE RAÍCES FUNCIONALES EN BANANO.................................................................................................................. 83 ANEXO 13. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE LOS TRATAMIENTOS PARA LA VARIABLE PRATYLENCHUS EN SORGO................................................................................................................... 84 ANEXO 14. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE LOS TRATAMIENTOS PARA LA VARIABLE RAÍCES TOTALES EN SORGO. ........................................................................................................................... 84 ANEXO 15. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE LOS TRATAMIENTOS PARA LA VARIABLE PESO DE LAS PLANTAS EN SORGO. .................................................................................................................... 84 ANEXO 16. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE LOS TRATAMIENTOS PARA LA VARIABLE ALTURA DE LAS PLANTAS EN SORGO. ............................................................................................................... 84 ANEXO 17. NÚMERO DE RADOPHOLUS SIMILIS, HELICOTYLENCHUS, MELOIDOGYNE, RAÍCES TOTALES Y FUNCIONALES EN EL MUESTREO PREVIO A LAS APLICACIONES DE LOS TRATAMIENTOS EN BANANO. ....... 85 ANEXO 18. NÚMERO DE RADOPHOLUS SIMILIS, HELICOTYLENCHUS, MELOIDOGYNE, RAÍCES TOTALES Y FUNCIONALES EN EL MUESTREO A LAS 12 SEMANAS DESPUÉS DE LAS APLICACIONES DE LOS TRATAMIENTOS EN BANANO. .............................................................................................................. 86 ANEXO 19. NÚMERO DE RADOPHOLUS SIMILIS, HELICOTYLENCHUS, MELOIDOGYNE, RAÍCES TOTALES Y FUNCIONALES EN EL MUESTREO A LAS 23 SEMANAS DESPUÉS DE LAS APLICACIONES DE LOS TRATAMIENTOS EN BANANO. .............................................................................................................. 87 ANEXO 20. NÚMERO DE RADOPHOLUS SIMILIS, RAÍCES TOTALES Y FUNCIONALES EN EL MUESTREO PRELIMINAR EN LAS PLANTAS DE SORGO. ............................................................................................................... 88 ANEXO 21. NÚMERO DE RADOPHOLUS SIMILIS, HELICOTYLENCHUS, MELOIDOGYNE, PRATYLENCHUS, RAÍCES TOTALES Y FUNCIONALES EN EL MUESTREO A LAS 8 SEMANAS DESPUÉS DE LAS APLICACIONES DE LOS TRATAMIENTOS EN SORGO.................................................................................................................. 89 ANEXO 22. DATOS DE PRECIPITACIÓN (MM), TEMPERATURA DEL AIRE Y SUELO (ºC) DE LOS MESES DE EVALUACIÓN ..................................................................................................................................... 90 xi 1 INTRODUCCIÓN La importancia que representa el comercio bananero en la economía de diferentes países alrededor del mundo es conocida. De las diferentes actividades relacionadas a este cultivo, depende un número considerable de personas en todos los países donde se cultiva y comercializa esta fruta. Los bananos son una fuente de energía barata y de fácil producción, son ricos en vitaminas A, C y B6 (INIBAP, 1.998). Es un cultivo muy difundido, ya que se lo encuentra tanto en las regiones de origen o donde ha sido introducido para ser cultivado comercialmente. Para conseguir altos rendimientos, al igual que en otros cultivos, se recurre a prácticas que ejercen algún impacto negativo sobre el medioambiente. Entre una de las prácticas culturales que mayor impacto ambiental representa en la producción bananera, está el control de fitonematodos. El control de fitonematodos constituye la segunda práctica en importancia económica después del combate de la Sigatoka negra (Mycosphaerella fijiensis var Morelet) (Stover y Simmonds, 1.987). Los fitonematodos son gusanos microscópicos que atacan el sistema radical. El daño que producen en las raíces impide que la planta pueda abastecerse satisfactoriamente de los nutrimentos necesarios para su normal desarrollo y llenado del fruto. Tradicionalmente, para el control de fitonematodos, se ha recurrido a la aplicación de nematicidas. A pesar de lograrse una reducción significativa en el número de fitonematodos, la aplicación continua de nematicidas ha traído como consecuencia: la pérdida de biodiversidad en los suelos dedicados al cultivo de banano, intoxicaciones de obreros en plantaciones bananeras (como el caso del Nemagon, el cual demostró ser cancerígeno y que provocaba esterilidad en 1 humanos (CAS, 1.996)), contaminación medioambiental y aumento en los costos de producción. De acuerdo con Soto (1.992), citado por Hirsch y Aguilar (1.996), la cantidad estimada de residuos de nematicidas aplicados en las 50.000 hectáreas de banano existentes en Costa Rica, podría llegar a 8.300 toneladas. Además de los problemas mencionados, la reducción de las poblaciones de fitonematodos es casi inmediata y temporal. Es decir, el problema vuelve a presentarse con el paso de un período determinado, ello se debe a que al ser eliminados los fitonematodos, las nuevas raíces que crecen son un alimento ideal para ellos (Speijer y De Waele, 1.997). Todo esto ha provocado que el control de fitonematodos con el uso de nematicidas se torne cada vez más complejo. Es necesario investigar nuevas tecnologías tendientes a la reducción del uso de agroquímicos peligrosos. Este tipo de investigación debe considerar que no haya una reducción significativa en los niveles de producción deseados, ni que se aumenten considerablemente los costos de producción. Entre una de las tecnologías recientes que ha demostrado tener un efecto reductor en las poblaciones de fitonematodos, está la aplicación de materia orgánica al suelo. El principio de esta práctica consiste en que, al incrementar el contenido de materia orgánica del suelo, la biodiversidad del mismo aumentará. Al existir un mejor equilibrio entre los organismos del suelo, se pueden dar diversas interacciones entre ellos. Entre esas interacciones se pueden mencionar el parasitismo, depredación y competencia por alimento, entre otras. Esas funciones pueden reducir el número de fitonematodos en el cultivo, hasta el punto de no constituirse en plaga. En trabajos efectuados con introducción, al suelo cultivado, de algunos organismos conocidos como supresores de fitonematodos, el problema en la obtención de resultados más confiables se ha debido a que en dichos suelos no 2 existen condiciones favorables para la sobrevivencia del organismo introducido, y por lo general termina desapareciendo (Cepeda, 1.996). Mediante el incremento de la materia orgánica del suelo, se favorecen muchos de los organismos que en él viven, y por consiguiente se puede tener un suelo más sano. Algunas de las funciones de las especies que conforman la macrofauna del suelo son: el desdoblamiento directo de la materia orgánica, predación y mejoramiento de la estructura del suelo (Pankhurst, 1.998). Ya en estudios realizados por Dubon (1.998) y el mismo autor (1.999), se ha visto una reducción en las poblaciones de fitonematodos en el cultivo de banano mediante la aplicación de abono orgánico fermentado (bokashi) a plantas del clon “Gran enano” . Además del beneficio que tiene la materia orgánica en la supervivencia de enemigos naturales de los fitonematodos, esta puede mejorar las propiedades físicas y químicas del suelo. Sin embargo, la materia orgánica por sí sola no brinda tantos beneficios como los abonos orgánicos. Los abonos orgánicos, elaborados de fuentes con alto contenido de nitrógeno, potasio u otros elementos, tienen la ventaja que aportan algunos de los elementos en mayor cantidad y con mayor eficiencia de lo que aportaría la materia orgánica por sí sola. Con el presente trabajo se pretende comprobar el efecto de bokashi comparándolo con materia orgánica fresca y EM (microorganismos eficaces) sobre la dinámica poblacional de los fitonematodos del cultivo de banano (Musa AAA) y del sorgo (Sorghum bicolor), además de evaluar el mejoramiento del sistema radical de las plantas mediante la aplicación al suelo de los mismos materiales. 3 2 2.1 OBJETIVOS OBJETIVO GENERAL • Reconfirmar el efecto depresivo de abono orgánico fermentado (bokashi), materia orgánica sin tratamiento y microorganismos eficaces (EM) sobre las poblaciones de fitonematodos del cultivo de banano (Musa AAA). 2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS • Medir la supresión de fitonematodos del cultivo de banano y del sorgo (Sorghum bicolor), utilizando dos diferentes tipos de bokashi: de desecho de banano y de gallinaza; dos tipos de materia orgánica: gallinaza y desechos de banano (fruta y raquis); EM y un nematicida comercial. • Relacionar la dinámica poblacional de fitonematodos del banano con algunos factores climáticos como precipitación y temperatura del suelo. 4 3 3.1 REVISIÓN DE LITERATURA NEMATODOS La mayoría de los nematodos son predadores de otros nematodos, hongos, bacterias, algas, protozoos y larvas de insectos. Las paredes de las bacterias contienen más nitrógeno del que los nematodos pueden usar, por lo tanto la actividad de los nematodos ayuda en el ciclaje y liberación de nitrógeno disponible para la planta en el suelo, acumulando del 30 al 40 % del nitrógeno liberado en algunos ecosistemas (Brady y Weil, 1.999). Los fitonematodos se alimentan de células vivas. Con un estilete, menos desarrollado en los machos, penetran las paredes de las células y se alimentan del contenido citoplasmático (Mundo agropecuario, 1.991). Los fitonematodos cumplen un papel importante como vectores de patógenos de las plantas, como agentes que afectan el ingreso de patógenos a su hospedero, como agentes de predisposición, y como modificadores de la microflora-rizósfera, entre otros (Riedel, 1.992). De acuerdo a su biología, se pueden reconocer tres tipos de fitonematodos: 1)ectoparásitos, los cuales se mantienen fuera de la raíz de la planta; 2)endoparásitos migratorios, estos invaden los tejidos de la planta, se mantienen móviles, pueden poner los huevos individualmente dentro o fuera de la planta; 3)endoparásitos sedentarios, invaden los tejidos de la planta, las hembras cuando llegan al estado adulto se vuelven sedentarias, se alimentan de unas pocas células individuales dentro de la planta, los huevos son puestos juntos en un saco fuera de la planta (Speijer y De Waele, 1997). De los tres tipos de fitonematodos 5 conocidos, los endoparásitos migratorios son los que ocasionan el mayor perjuicio (Araya, 1.995). El ciclo biológico es más corto en los machos que en las hembras y está comprendido por las siguientes etapas: 1) Huevo 2) Juvenil de 1ª etapa: primera muda dentro del huevo 3) Juvenil de 2ª etapa: segunda muda, eclosiona del huevo 4) Juvenil de 3ª etapa: tercera muda 5) Juvenil de 4ª etapa: cuarta muda 6) Adulto: hembra adulta oviposita y muere. Los nematodos requieren de ciertas condiciones para poder sobrevivir. Varios factores del suelo pueden ejercer algún efecto sobre sus poblaciones. Los nematodos necesitan un alto contenido de humedad en el suelo para poder movilizarse, en suelos secos pueden morir o reducir su reproducción. La textura está relacionada con el contenido de humedad, pues deben haber poros mayores para que haya agua y puedan movilizarse los nematodos. La aireación, aunque de menor importancia, es otro de los factores que influye en las poblaciones de nematodos, ya que debe haber suficiente oxígeno disponible para que puedan cumplir sus funciones vitales. La composición química de los suelos, el pH, el contenido de materia orgánica, salinidad, entre otros; pueden afectar de una u otra forma la vida de los nematodos. La temperatura ejerce un efecto más conocido sobre los nematodos. Se conoce que la temperatura óptima para estos, varía entre los 25 ºC y 30 ºC, temperaturas por encima o por debajo de ese rango pueden afectar el movimiento, desarrollo y reproducción en los nematodos (Esquivel, 1.996). 6 Los nematodos tienen un hábitat acuático. Es decir, las películas de agua en el suelo favorecen su diseminación. Cuando el suelo está a capacidad de campo es una condición óptima para ellos. La ausencia de agua en el suelo puede provocar una disminución en su actividad, debido a que tratan de mantener los líquidos corporales. El nematodo altera su metabolismo y se enrrolla hasta que vuelve a recibir agua y revive. Puede permanecer en letargo hasta por meses de inactividad (Mundo agropecuario, 1.991). La ausencia de cambios climáticos significativos en condiciones tropicales puede ser una de las razones por las que las poblaciones de nematodos no se vean afectadas (Araya et al., 1.995). 3.2 BANANO El Sureste de Asia es el lugar de origen de los bananos. De la India a Papua Nueva Guinea, incluyendo Malasia e Indonesia (Sharrock y Frison, 1.999). De los 100 países tropicales y subtropicales que cultivan banano, 22 producen más de un millón de toneladas por año. Sin embargo, 5 países (India, Uganda, Ecuador, Brasil y Colombia) producen el 44% del volumen mundial. (Sharrock y Frison, 1.999). Los bananos se cultivan en un área aproximada de 10 millones de hectáreas, con una producción anual de 88 millones de toneladas métricas. La vasta mayoría de productores son finqueros a pequeña escala, quienes lo cultivan para el consumo en el hogar o para los mercados locales (Sharrock y Frison, 1.999). En América Latina, cerca del 70 % de los bananos y plátanos son consumidos localmente. De las diez naciones exportadoras, siete de Latinoamérica se incluyen en la lista (Sharrock y Frison, 1.999). 7 Los bananos, alrededor del mundo, tienen múltiples usos: como cultivo alimenticio, para la producción de alcohol, corazón del seudotallo como alimento, alimentación animal, medicina (por su contenido de vitamina A), uso de las hojas como platos y sombrillas, etc. (Sharrock, 1.996). De los bananos, el principal clon cultivado para comercio y exportación a nivel mundial es "Cavendish". Este cultivar representa un poco más del 13 % de la producción mundial de banano y plátano (Sharrock y Frison, 1.999). 3.2.1 SISTEMA RADICAL DEL BANANO Además de servir como un medio de anclaje para la planta, las raíces constituyen el órgano mediante el cual las plantas pueden tomar los nutrimentos presentes en el suelo o provenientes de los fertilizantes aplicados. Por ello, es fundamental considerar un manejo adecuado de las propiedades físicas, químicas, y biológicas del suelo que favorezcan su desarrollo y así mantener niveles de producción satisfactorios (López y Espinosa, 1.995). La mayoría de las raíces están formadas 4 meses después de sembrada la planta. Crecen de manera horizontal en el suelo manteniéndose en su mayoría en los primeros 50 centímetros del suelo. De las raíces primarias se desarrollan las raíces secundarias, terciarias y los pelos radicales (Speijer y De Waele, 1.997). Los pelos radicales son los encargados de tomar los nutrientes del suelo (Stover y Simmonds, 1.987). De acuerdo con Beugnon y Champion (1.966), citados por Soto (1.995), las raíces en banano forman grupos de 3 ó 4 y se presentan en forma de cordón alrededor del cormo. Las raíces primarias mueren y son reemplazadas por un sistema de raíces adventicias. Sin embargo, cuando la siembra se ha hecho con hijos, las raíces son adventicias desde el comienzo. Después de 75-90 días de haberse realizado 8 la siembra, cuando se han desarrollado de 6 a 9 hojas, aparecen nuevas raíces (Stover y Simmonds, 1.987). Según Lara (1.970), citado por Soto (1.995), el crecimiento de las raíces de banano está influenciado por el déficit o exceso hídrico. El exceso de agua en el suelo puede asfixiarlas. Por tal razón, el crecimiento en la época lluviosa es deficiente, mientras que en la época de menor precipitación es mayor. Speijer y De Waele (1.997) afirman que las raíces primarias pueden llegar a medir de 3 a 4 metros. Sin embargo, de acuerdo con Beugnon y Champion (1.964), citados por Soto (1.995), las raíces pueden alcanzar una longitud de 5 a 10 m si el suelo tiene condiciones óptimas para su desarrollo. De acuerdo con Champion y Olivier (1.961), citados por Soto (1.995), una planta de banano del clon “Valery” puede llegar a tener hasta 500 raíces a los 9 meses de edad. Próxima a la floración, la planta puede desarrollar 400 raíces. Solamente un 17 % del total producido son blancas y funcionales. Ya en la floración, el crecimiento de las raíces se ve disminuido. Aunque aquellas que ya se habían formado cerca de la floración crecen un poco. De acuerdo con Lassoudiére (1.971) y Lavillé (1.964), citados por Soto (1.995), las puntas de las raíces están formadas por una cofia gelatinosa. Cuando son jóvenes, las raíces presentan un color blanco, y conforme se van desarrollando toman una coloración amarillenta y se endurecen. Las raíces más viejas son oscuras y suberosas. De acuerdo con Edmonson (s.f.), citado por Stover y Simmonds (1.987), en Centroamérica las raíces de banano son invadidas comúnmente por un hongo micorriza vesículo-arbuscular. Las raíces, además de ser una fuente de alimento para los fitonematodos, pueden cambiar la concentración de minerales en el suelo, pH, humedad, 9 contenido de oxígeno y CO2, al menos en los 2 a 3 mm de suelo a su alrededor (Esquivel, 1.996). Según Esau (1.977), citado por Soto (1.995), "la destrucción de una raíz por un patógeno parece inducir el desarrollo de nuevas raíces en zonas próximas". 3.2.2 FITONEMATODOS DEL BANANO De los bananos cultivados para exportación, los cultivares más importantes pertenecen al grupo “Cavendish”. Estos constituyen poco más del 10% de la producción mundial. Este clon reemplazó al “Gros Michel” por ser resistente a la enfermedad conocida como “Mal de Panamá”. El problema de este grupo de bananos es que son susceptibles al ataque de fitonematodos (INIBAP, 1.998). Los fitonematodos son gusanos microscópicos que se alimentan de las raíces de las plantas. Al atacar las raíces del banano, la asimilación de nutrientes se ve afectada y se producen pérdidas por volcamiento de las plantas, y reducción en la productividad (Tarté et al., 1.981). La parte más exterior del cormo también puede ser altamente invadida, pero el daño que causen en esa parte no afecta a la planta (Stover y Simmonds, 1.987). Los fitonematodos constituyen el segundo problema más importante dentro del control fitosanitario de la producción bananera (Araya y Cheves, 1.997). Después de la Sigatoka negra (Mycosphaerella fijiensis), es la enfermedad más seria del banano (Stover y Simmonds, 1.987). El daño que ocasionen los fitonematodos al cultivo de banano está en relación con la cantidad de estos presentes en las raíces. De acuerdo con Guerot (1.972), citado por la UPEB (1.979), en Costa de Marfil 1.000 nematodos/100 g de 10 raíz constituía un nivel de daño crítico para el cultivo; según Soto1, para Costa Rica se estima un umbral de daño crítico arriba de 10.000 nematodos/100 g raíz. Como para la mayoría de cultivos tropicales, el parasitismo de fitonematodos en el cultivo de banano es caracterizado por infestaciones simultáneas por algunas especies. Es muy común encontrar algunos endoparásitos sedentarios tales como Meloidogyne spp. y Rotylenchus reniformes parasitando el sistema radical (Bourguignon, 1.995). Dentro del grupo de fitonematodos endoparásitos migratorios están: Radopholus similis, Pratylenchus coffeae, Pratylenchus goodeyi y Helicotylenchus multicinctus. El hábito migratorio de alimentación de esos fitonematodos puede causar daños en las raíces y tejidos del cormo, formando lesiones, las cuales pueden coalescer y resultar en necrosis. Las áreas necróticas pueden presentarse en las raíces primarias, secundarias y terciarias. Esto es un medio ideal para algunos hongos parásitos no especializados del banano, los cuales pueden invadir la parte central de la raíz ocasionando su muerte (Speijer y De Waele, 1.997). Las especies de fitonematodos más ampliamente distribuidas y que causan daños serios a las Musáceas en los países bananeros en Latinoamérica son: Radopholus similis (Cobb) Thorne, Pratylenchus coffeae (Zimmerman) Filipjev, Schuurmans y Stekhoven, Helicotylenchus multicinctus (Cobb) Golden. De estas especies, la que ocasiona un nivel de daño significativo al cultivo de banano, es Radopholus similis est (Stover y Simmonds, 1.987; Luc et al., 1.993; Bridge, 1.993; Speijer y De Waele, 1.997). 1 Soto, M. 1.999. Fitonematodos del banano. Guácimo, C.R. (comunicación personal). 11 Existe una serie de factores que pueden afectar las poblaciones de fitonematodos en bananos cultivados bajo condiciones tropicales húmedas. Entre los principales está la ecología del lugar, el estado fisiológico de la planta hospedera, etapa de desarrollo, la densidad de población de la especie, el tipo de suelo, competencia con otros organismos presentes. En regiones subtropicales o países de tierras altas, la temperatura del suelo es un factor adicional que influencia el parasitismo. Estos factores afectan a los fitonematodos, tanto en número como en comportamiento (Tarté et al., 1.981; Luc et al., 1.993). 3.2.2.1 Radopholus similis Conocido como nematodo barrenador, este fitonematodo fue descubierto parasitando raíces de banano en Fiji en el año de 1.893. Se lo introdujo a América probablemente con la expansión del cultivo de banano a estas regiones (Cepeda, 1.996). Cuando el clon “Gros Michel”, el cual es susceptible a la enfermedad conocida como “Mal de Panamá”, fue reemplazado por el “Cavendish”, Radopholus similis se convirtió en una plaga importante del banano (Cepeda, 1.996). En Costa Rica se han presentado pérdidas de hasta el 80% de la plantación por ataques de este fitonematodo (Araya, 1.995). Este género, debido a que es endoparásito migratorio, puede encontrarse en todas sus fases en las raíces de las plantas o alrededor de las raíces en la tierra (Cepeda, 1.996). Este fitonematodo cumple su ciclo biológico normalmente en tres semanas, desarrollando todos sus estadios dentro de la raíz. Por medio del estilete, el fitonematodo perfora las células de la epidermis y succiona el contenido celular. En menos de 24 horas ingresa a la raíz por la punta de esta o por la zona pilífera de la misma. Solamente ataca raíces jóvenes o nuevas. Las mayoría (población) 12 de estos fitonematodos se encuentra en los primeros 80 cm de profundidad del suelo (Cepeda, 1.996). La reproducción la llevan a cabo dentro de las raíces. Las hembras ponen de uno a seis huevos diariamente cada dos semanas dentro de la raíz. Los huevos eclosionan dentro del tejido reticular a los 7-8 días. El estado de larva dura entre 10 y 13 días y en 11 días ya son adultos. Las hembras solamente ovipositan dentro del tejido radical. Las hembras y todas las etapas larvarias del fitonematodo son infestivas, no así los machos. Los machos no pueden penetrar las raíces debido a su estilete reducido. Una vez que la raíz ha muerto, el fitonematodo emigra al suelo. El Radophulus similis se mueve lentamente entre las plantas. En Centroamérica, se sabe que se mueven de 3 a 6 metros en un año (Mundo agropecuario, 1.991; Cepeda, 1.996). Su alta capacidad de supervivencia se debe a tres factores: 1) tienen una extensiva línea de hospederos, ya que hasta 1.971 se habían reportado más de 300 especies y variedades de plantas hospederas de R. similis alrededor del mundo (Edwards y Wehunt, 1.971); 2) su ciclo de vida es corto; y 3) las hembras pueden reproducirse por una o dos generaciones sin necesidad de macho. Las pérdidas provocadas por el ataque de R. similis al cultivo de banano pueden variar entre las diferentes regiones de acuerdo a sus condiciones ambientales. En un estudio realizado por Sarah (1.993) sobre la variabilidad biológica de R. similis de cinco regiones: Costa Marfil, Kenia, Sri Lanka, Costa Rica, Martinica y Guadalupe, los provenientes de Costa de Marfil fueron los más patogénicos. Aunque los de Costa Rica, Guadalupe y Kenia fueron altos, no alcanzaron el nivel de daño ocasionado por el de Costa de Marfil. En un estudio realizado en Ecuador sobre la dinámica de población de R. similis, se tuvo que los factores como precipitación y temperatura no influyeron en la población de esta especie (Jiménez et al., 1.997). 13 Sin embargo, en otros estudios similares, la reducción de la temperatura por debajo de los 23 °C (Hugon, 1.984) y la precipitación (Vilchez, 1.991) sí afectaron las poblaciones del mismo fitonematodo. Esto demuestra que el clima puede actuar de manera diferente sobre la dinámica poblacional de los fitonematodos en diferentes regiones, lo cual puede estar acompañado por otros factores del lugar. El monocultivo y algunas prácticas como la aplicación de pesticidas pueden, en algunos casos, favorecer la predominancia de Radopholus similis en plantaciones bananeras (Araya et al., 1.995). De acuerdo con Soto2, las fitotoxicidades por hierro, manganeso y aluminio, pueden constituir un vector importante en la infestación de fitonematodos a las raíces del cultivo de banano. 3.2.2.2 Helicotylenchus multicintus Helicotylenchus multicintus, conocido como nematodo espiral, es un ectoparásito que se puede encontrar en cualquier suelo donde hayan plantas de banano. Deposita sus huevos en la parte externa de las células corticales. Los huevos eclosionan entre 48 a 51 horas a temperaturas de 30 °C. Las larvas sufren tres mudas y completan el ciclo biológico dentro de la raíz. Los daños que ocasionan a la raíz se manifiestan como lesiones rojizas y superficiales en la corteza y epidermis de las raíces primarias. A diferencia del daño ocasionado por Radopholus similis, si se corta la raíz longitudinalmente se puede ver que las lesiones no penetran la estela (Mundo agropecuario, 1.991). 2 Soto , M. 1999. Daño en las raíces de banano. Guácimo, C.R. (comunicación personal) 14 3.2.2.3 Meloidogyne sp. El nematodo del nudo de la raíz, Meloidogyne sp., tiene un amplia rango de plantas hospederas en los países tropicales. Son endoparásitos que penetran la raíz del banano. Las larvas, después de penetrar las raíces, se ubican en una zona del sistema vascular en donde permanecen alimentándose. Las hembras, al hincharse, producen agallas en las raíces. Las agallas formadas impiden el paso de agua y nutrientes en la raíz. Sin embargo, la invasión de otros patógenos es la que provoca la necrosis (Mundo agropecuario, 1.991). 3.3 SORGO El sorgo (Sorghum bicolor) es uno de los cereales de mayor importancia a nivel mundial. Es utilizado tanto para la alimentación humana como para la alimentación animal. Se cultiva en muchos países, ya que se adapta a una amplia gama de ambientes. En Costa Rica se redujo su producción debido a la siembra de otros cultivos. Mientras que en Brasil, Colombia, Paraguay, Venezuela y República Dominicana la producción se ha incrementado (Compton, 1990). El sorgo tiene un potencial de rendimiento alto, en relación al arroz, trigo o hasta el maíz. Es un cultivo de ciclo corto. Necesita de 90 a 140 días desde que se siembra hasta el momento de la cosecha. Puede producir aún en temperaturas altas (40 a 43 °C), siempre y cuando haya disponible agua en el suelo (Compton, 1.990). Además este cultivo está siendo muy utilizado en la renovación de áreas dedicadas a la producción de banano en Costa Rica, debido principalmente a su rápido desarrollo y producción de biomasa. 15 3.3.1 SISTEMA RADICAL DEL SORGO El sistema radical del sorgo es profuso. Tiene muchos más pelos radicales que el maíz. Las raíces nodales o de sostén están ubicadas en los nudos más bajos, y pueden producirse en gran cantidad si la planta no se adapta. Normalmente son de diámetro reducido. Estas raíces no cumplen la función de absorción de agua y nutrientes (Compton, 1.990). 3.3.2 FITONEMATODOS DEL SORGO Los fitonematodos no son considerados como dañinos para este cultivo, ya que no afectan significativamente el rendimiento. Sin embargo, si un terreno se siembra continuamente con sorgo, los ataques por fitonematodos pueden volverse un problema para el cultivo (House, 1.982). Algunas especies de fitonematodos que atacan a las gramíneas pueden atacar a este cultivo (Ibar, 1.986). De acuerdo con Stover (.1972), citado por Stover y Simmonds (1.987), uno de los cultivos hospederos de R. similis es el sorgo. En un experimento llevado a cabo por Edwards y Wehunt (1.971), se comprobó que el cultivo de sorgo (Sorghum bicolor, cvs. Golden Amber, Sart y Kansas Orange) es un hospedero de R. similis. 3.4 METODOS DE CONTROL DE FITONEMATODOS Entre los principales métodos de control de fitonematodos están: la rotación con cultivos no susceptibles, uso de variedades de cultivos genéticamente mejorados, y fumigación con nematicidas (Brady y Weil, 1.999). Sin embargo, con algunas prácticas culturales adecuadas se puede reducir el volcamiento de las plantas y el uso de nematicidas. El dejar barbecho resulta antieconómico, esto se debe a que aunque no se tenga una población tan alta como la que se tenía cuando el suelo era cultivado, por lo menos un porcentaje 16 bajo del fitonematodo logra mantenerse en el suelo listo para atacar el cultivo (Stover y Simmonds, 1.987). Además de las prácticas de control mencionadas, también se conocen algunas plantas que producen sustancias que tienen propiedades repelentes contra los fitonematodos, y que pueden ser introducidas en el cultivo (Brady y Weil, 1.999). La adición de materia orgánica es otro de los métodos mencionados recientemente en la reducción de los fitonematodos. Un método no tan reciente es la introducción de enemigos naturales de los fitonematodos, lo cual ha resultado en algunas ocasiones eficaz. 3.4.1 NEMATICIDAS Hasta el momento, desde que se empezaron a usar, los nematicidas han sido el único medio o al menos el más práctico en el control de fitonematodos en el cultivo de banano (Araya, 1.995). Los nematicidas se dividen en fumigantes y no fumigantes, algunos de los cuales son volátiles. En el caso de los volátiles, sus gases (metabolito) se distribuyen en los espacios porosos del suelo. Para que cumplan su efecto sobre los fitonematodos, los nematicidas no volátiles deben distribuirse en los primeros 40 a 60 cm de profundidad del suelo (Araya, 1.995). Los nematicidas se conocen como nematóxicos cuando eliminan los fitonematodos, y nematostáticos cuando alteran su metabolismo normal. El mayor efecto sobre los fitonematodos es en su capacidad reproductiva y no en su muerte. Para que el nematicida cumpla su efecto, este debe tener contacto directo con el fitonematodo, ya sea por ingestión durante su alimentación o entrada por la cutícula. El sistema nervioso del fitonematodo se ve afectado cuando el nematicida hace efecto. Los fitonematodos enseguida pierden la habilidad para penetrar las raíces, la eclosión de huevos se reduce al igual que la muda y se vuelven lentos (Araya, 1.995). 17 De acuerdo con Schmitt (1.985), citado por Araya (1.995), el uso de nematicida puede tener una eficacia en el control de fitonematodos entre el 50% a 90%. Una de las cosas que se debe considerar en el uso de nematicidas es que la mayoría de los utilizados en banano (los no fumigantes), pueden alterar la actividad de parásito y no precisamente matarlos (Araya, 1.995). Los nematicidas de acción en el suelo tales como aldicarb, oxamyl y ethoprophos son usualmente aplicados en forma granular. Ellos ejercen su efecto sobre los fitonematodos vía-solución del suelo, y protegen el sistema radical del cultivo solamente cuando se encuentran en concentraciones lo suficientemente altas (Cheng, 1.990). Cabe indicar que, en experimentos realizados a nivel de laboratorio por Yamashita y Viglierchio (1.986); citados por Araya (1.995), ya se ha detectado resistencia de fitonematodos a nematicidas cuando se usan indiscriminadamente. De acuerdo con Yamashita y Viglierchio (1.986), citados por Araya (1.995), el efecto sobre los fitonematodos puede darse en la cercanía de la zona donde se lo aplicó. Tan pronto como las raíces crecen fuera de la delgada capa que ha sido tratada, pueden estar expuestas a altas densidades de población en la capa arable más baja. El control, después de la incorporación superficial, es especialmente pobre cuando hay poca humedad en los primeros meses después de la aplicación. El agua de altas precipitaciones o del riego, favorece la distribución de los compuestos del nematicida en el suelo. Sin embargo, los nematicidas moderadamente a fuertemente adsorbibles, no son fácilmente movidos a través del perfil del suelo (Cheng, 1.990). Todos los pesticidas son capaces de entrar a la planta por diferentes vías, ya sea por las raíces, hojas, frutos, y otras partes. La aplicación de pesticidas causa un desequilibrio en la planta, consecuentemente no se puede dar la proteosíntesis (formación de proteínas), lo cual a su vez reduce la capacidad de 18 resistencia de la planta al ataque de fitonematodos, otras plagas y enfermedades (Chaboussou, 1.995). Entre las desventajas del uso de nematicidas están el que contaminan, otros crean esterilidad en los aplicadores, algunos son cancerígenos y afectan la biodiversidad. Unos pueden afectar a algunos cultivos. Sin embargo las dos desventajas principales que presentan es su elevado costo y los impactos negativos que ya se han detectado sobre el medioambiente (Araya, 1.995). Los nematicidas pueden reducir el número de organismos de la fauna del suelo, al menos hasta que sus efectos desaparezcan (Brady y Weil, 1.999). El uso indiscriminado de nematicidas ha causado un desequilibrio biológico de diferentes hábitats, lo cual ha traído graves consecuencias y ha convertido el control de fitonematodos en un proceso más complejo (Cepeda, 1.996). En un estudio realizado por De Urriola (1.998), sobre el impacto que tenía la aplicación de nematicidas sobre la biodiversidad del suelo, se encontró que la aplicación de Terbufos en una plantación bananera, redujo significativamente la macrofauna del suelo, especialmente las poblaciones de lombrices. Los pesticidas más tóxicos son los nematicidas, ellos producen inhibición temporal o permanente de la enzima acetil-colinesterasa; esta enzima es un importante componente del proceso de respiración a nivel celular, las células mueren cuando la enzima es inhibida. El daño en la célula es irreversible, si esto ocurre a las neuronas, es usualmente letal para el trabajador que aplica el nematicida. El uso de nematicidas fosforados produce un deterioro de las capacidades neuro-sicológicas y son muy tóxicos para los organismos vivientes expuestos, tales como peces, aves, reptiles, etc. (Center for Environmental Studies, 1.996). En Costa Rica, la mayoría de los casos de intoxicaciones se deben al uso de Carbofuran , Terbufos, Femaminos. 19 Dentro del grupo de pesticidas, los insecticidas y nematicidas son los que más intoxicaciones provocan (43%) (Ministerio de Salud de Costa Rica, 1.996). De acuerdo con Thomason (1.987), citado por De Waele (1.992), en los Estados Unidos y Europa, la detección de DBCP, EDB, D-D, Carbofuran, y Aldicarb en frutas y en aguas subterráneas ha resultado en la suspensión o restricción de esos nematicidas (Center for Environmental Studies, 1.996). De acuerdo con la UICN, citada por el Comité Coordinador del Foro Emaús (1.997), en 1995 se utilizaron en las bananeras de Costa Rica entre 13.872 y 32.640 toneladas de ingrediente activo de nematicidas. A pesar de haberse reducido la frecuencia y dosis de aplicación, en relación a años anteriores, por el aumento del área de producción, la cantidad de los nematicidas aplicados en cinco años aumentó. Sumado a los inconvenientes mencionados, el alto precio de los nematicidas es a veces una limitante para ser usado por los pequeños agricultores. Existe una amplia gama de nematicidas, para el presente estudio se usó el carbofuran, el cual se encuentra en el mercado con el nombre de Furadan. Este es un insecticida y nematicida sistémico. Es un nematicida muy utilizado en banano y plátano. Puede controlar bien Radopholus similis y Pratylenchus sp aplicándolo en círculo completo alrededor de los 15 cm de la base de la planta en dosis de 30 g/planta de Furadan 10 G (Cepeda, 1.996). En banano, la recomendación de Furadan 10 G es de 20 a 30 gramos por planta tres veces al año. Se recomienda la aplicación inmediatamente después del deshije aplicándolo al hijo de sucesión (Araya, 1.995). 20 3.4.2 MICROORGANISMOS Según Russell (1.973), citado por Cheng (1.990); (Daubenmire, 1.988); (Gupta, 1.998); (Freckman, 1.998), los principales seres vivientes que habitan el suelo pueden dividirse en bacterias, streptomyces, algas, hongos (especialmente mohos), raíces, rizoides, rizomas, protozoarios, nematodos, ácaros, collembolas, termitas, insectos (hormigas y escarabajos), lombrices de tierra, vertebrados cavadores, entre otros. La población biológica es un importante componente de ese ecosistema. La severidad del daño de los fitonematodos puede reducirse si se crean condiciones que favorezcan el desarrollo de los enemigos naturales que ya están presentes en el suelo. La adición de materia orgánica incrementa sustancialmente la actividad microbial de los suelos, porque proveen una fuente de carbono, energía, y nutrientes para favorecer el crecimiento, actividad y número de microorganismos (Bourguignon, 1.995). Mediante la aplicación de materia orgánica o materiales vegetales para combatir fitonematodos, se ha logrado una mejoría en el desarrollo de las plantas (Christie, 1.982). Esto puede deberse a que una de las sustancias que producen las bacterias y hongos superiores, entre otros, el ácido 3-indolacético y algunas otras sustancias que estimulan el crecimiento de las plantas (Daubenmire, 1.988). De acuerdo con Gowen (1.989), en suelo orgánico la competencia con las otras especies de nematodos parece ser el factor más importante envuelto en la dinámica de R. similis. Los fitonematodos, como otras especies animales, pueden sufrir el ataque de enfermedades y tienen muchos enemigos naturales. Se encuentran expuestos a infecciones por esporozoarios, los cuales los pueden atacar interna o externamente. También hay varios hongos que parasitan fitonematodos. Ellos los pueden capturar o destruir de diferentes formas (Christie, 1.982). 21 Entre los hongos que controlan fitonematodos, están los conocidos como atrapadores. Estos hongos pueden capturar y matar nematodos. Se han identificado algunos de esos hongos, entre ellos: Arthrobotrys, Dactylaria, Cephalosporium spp. También se han encontrado ciertos hongos parasitando internamente nematodos (Speijer y De Waele, 1.997). De acuerdo con Yeates (1.981), citado por Edwards y Fletcher (1.992), las lombrices de tierra son capaces de reducir las poblaciones de fitonematodos del suelo, él reportó una reducción del 37 al 67 % en la población de fitonematodos cuando fueron introducidas lombrices de tierra al suelo. No obstante, Kerry (1988), citado por Edwards y Fletcher (1.992), afirman que la disminución en la población de fitonematodos pudo deberse a que las lombrices trasladaron en su cuerpo hongos que controlan fitonematodos. La supresión de fitonematodos ya se ha visto en muchos suelos cultivados, en todos los casos, contrario a lo que se cree, la supresión de fitonematodos se ha dado cuando el cultivo susceptible ha sido cultivado intensivamente en presencia del fitonematodo. Como agentes causales de la supresión se citan a hongos parásitos de hembras y huevos (Kerry, 1.992). Las bacterias pueden interactuar con los nematodos de diversas formas: neutralismo, mutualismo, protocooperación, comensalismo, competencia, parasitismo y predación, todos esos términos son aplicados a la acción de las bacterias sobre los nematodos y viceversa (Sayre, 1.992). Además del efecto supresor sobre los fitonematodos, los microorganismos del suelo son de gran importancia en el reciclaje de materia orgánica en componentes nutritivos que son fácilmente absorbidos por las raíces de las plantas. Un suelo pobre, a menudo tiene un bajo contenido de materia orgánica y, consecuentemente, una baja población de microorganismos del suelo (Hussain et al., 1.993; McGill y Myers, 1.987; Lavelle, 1.994). 22 El humus contiene nitrógeno, fósforo y potasio, estos no son disponibles para las plantas sino hasta que el humus es descompuesto por los organismos del suelo. Los nutrientes son transformados a formas inorgánicas y las plantas los pueden absorber (CAST, 1.980). En la cadena alimenticia, cada tipo de sustancia orgánica es descompuesta sucesivamente por un organismo diferente (Doube, 1.998). Si uno de esos organismos es afectado, los ciclos de nutrimentos bajan de ritmo y los elementos esenciales del suelo se agotan (Daubenmire, 1.988). En un estudio realizado en plantaciones de banano en Costa Rica, la mayor cantidad de protozoarios y bacterias se encontraron en la banda de descomposición de un suelo bananero, la cual es la parte con mayor acumulación de residuos de cosecha (Vargas y Flores, 1.996). De acuerdo con Oades (1.984), citado por Woomer et al. (1.994); (Cepeda, 1.991), la actividad biológica en el suelo también depende de sus propiedades físicas como por ejemplo la estructura, volumen de poros y permeabilidad. Pero tanto los organismos grandes como los más diminutos producen exudados que ayudan a agregar las partículas de suelo y formar unidades estructurales. De acuerdo con Jenkinson y Ladd (1.981), citados por Sparling (1.998), la biomasa microbiana del suelo se define como el componente vivo de la materia orgánica del suelo sin incluir la macrofauna y las raíces de las plantas. La parte más grande de la biomasa de invertebrados en el trópico húmedo la comprende las lombrices de tierra (Lavelle, 1.994). En Costa Rica, desde el punto de vista ecológico, se conocen 3 grupos de lombrices de tierra: epígeas, anécidas y endógenas (Merino, 1.996). Durante las últimas décadas, los efectos de las lombrices de tierra en los procesos de fertilidad de suelos han sido medidos en algunos estudios (Lavelle, 1.992; citado por Fragoso et al., 1.993). La actividad de ellas mejora la fertilidad y 23 productividad del suelo, debido a que alteran las propiedades físicas y químicas del mismo (Brady y Weil, 1.999). Las lombrices de tierra también mejoran la aireación del suelo, y promueven el flujo del agua (Daubenmire, 1.988). Muchas prácticas inapropiadas han disturbado los balances en los ecosistemas naturales, afectando seriamente las comunidades de lombrices de tierra y la salud de otros organismos (Fragoso et al., 1.993). La salud de un organismo viviente es definida como su condición para mantener sus funciones vitales normalmente y apropiadamente (Gupta y Yeates, 1.998). 3.4.2.1 Microorganismos Eficaces (EM) Microorganismos Eficaces o EM, son una mezcla de microorganismos benéficos, los cuales pueden ser aplicados como inoculantes para cambiar la diversidad microbial de los suelos, por lo tanto, pueden mejorar la calidad del suelo y el crecimiento, producción y calidad de los cultivos (APNAN, 1.999). La existencia de microorganismos eficaces fue descubierta en la década pasada por el Dr. Teruo Higa3. Su descubrimiento consistió, en que al aplicar al suelo una mezcla de cultivos de varios microorganismos que tenía en laboratorio, las plantas crecían más sanas y vigorosas que las plantas vecinas donde no había la mezcla. De ahí nació el interés por conocer más sobre los efectos benéficos de esos microorganismos (Higa, 1.996). De acuerdo con Higa y Wididana (1.991), citados por Sangakkara (1.993), las soluciones de EM aceleran la descomposición de materiales orgánicos y liberan grandes cantidades de nutrientes, los cuales pueden estar disponibles para que el cultivo los pueda utilizar. 3 Higa, T. 1.999. Microorganismos eficaces. Guácimo, C.R. (comunicación personal). 24 Los microorganismos pueden ser ampliamente clasificados en tres tipos dependiendo de sus funciones principales: sintetizadores, descomponedores y tipos neutrales. Los Microorganismos eficaces pueden ser considerados principalmente del tipo sintetizador. Este tipo de microorganismos tiene efectos benéficos en la agricultura y en los procesos medioambientales por generar un amplio orden de sustancias bioactivas, muchas de esas sustancias producidas por cultivos de EM pueden funcionar como antioxidantes (Higa, 1.995). EM es una solución líquida. Entre la mayoría de tipos y números predominantes de microorganismos que comprenden los cultivos de EM están las bacterias ácido-lácticas, levaduras, actinomicetes y bacterias fotosintéticas (Higa, 1.995). La tecnología de EM ha sido investigada, desarrollada, y aplicada para múltiples usos. Actualmente está siendo utilizada en más de 80 países alrededor del mundo. Está siendo muy usada tanto por pequeños como por grandes agricultores en Japón, China, Tailandia, Indonesia, Brasil, Sri Lanka, Pakistán, Myanmar (Burma), Taiwan, Korea, Canadá, y los Estados Unidos. En este último país, ha sido aprobado por organizaciones de certificación orgánica reconocidas oficialmente (Shoji, 1.998). Algunas de las cosas que se pueden hacer a partir de EM son los abonos orgánicos, iniciadores de compost, repelentes de insectos para las plantas, tratamiento de desechos para controlar malos olores, suplementos para alimentación animal, y otros (Higa, 1.995). El EM es usado como una alternativa para reducir el uso de agroquímicos, mejora el balance natural de la biología natural del suelo, volviéndolo sano y más productivo (Higa, 1.995). El EM ha demostrado ser valioso en aplicaciones agrícolas como medioambientales. Ha demostrado eficacia en proyectos de biorremediación, tratamiento de desechos, tratamiento de agua por aplicaciones directas en piedras, y otros. Ha sido usado también en agricultura orgánica y aplicaciones 25 agrícolas, donde su uso regular ha incrementado las cosechas y la calidad de la producción (APNAN, 1.999; Shoji, 1.998). Entre algunos de los efectos benéficos de EM están el que promueven la germinación, floración, fructificación, y maduración en plantas; mejora los medioambientes físicos, químicos y biológicos del suelo y suprime algunos patógenos y plagas; aumenta la capacidad fotosintética de los cultivos; asegura una mejor germinación y establecimiento de plantas; incrementa la eficacia de la materia orgánica como fertilizante. A través de los efectos benéficos de EM, la producción y calidad de los cultivos es mejorada (APNAN, 1.999). Las raíces de las plantas segregan sustancias tales como carbohidratos, aminoácidos, ácidos orgánicos y enzimas activas. Los microorganismos eficaces usan esas secreciones para crecer, durante este proceso ellos también secretan y proveen aminoácidos y ácidos nucleicos, una variedad de vitaminas y hormonas para las plantas. Por tal razón, en suelos donde existen microorganismos benéficos en la rizósfera, las plantas crecen muy bien (APNAN, 1.999). 3.4.3 MATERIALES ORGANICOS La calidad del suelo puede ser degradada por prácticas inapropiadas de manejo. El suelo es el medio para el sostén de los ecosistemas. Se puede medir su “salud” en base a indicadores físicos, químicos y biológicos (Pankhurst et al., 1.998). El cambio en el contenido de materia orgánica (M.O.) es probablemente el mejor indicador simple de un cambio a largo plazo de la calidad del suelo. Una clave para mejorar la calidad del suelo consiste en estabilizar o incrementar el contenido de la M.O. (Papendick et al., 1.995). Otro indicador de la salud de los suelos es la actividad microbial. La cantidad de biomasa microbial refleja el contenido de M.O. en un suelo (Sparling, 1.998). La M.O. en grandes cantidades puede aumentar la actividad y diversidad 26 microbial del suelo, propiedades que proveen un mayor efecto supresor de patógenos (Brady y Weil, 1999; Cepeda, 1.996). La M.O., además de los nutrientes que aporta al suelo, mejora la estructura haciéndola más estable a las gotas de lluvia, provee ácidos orgánicos y fenoles, mejora la capacidad de intercambio catiónico y capacidad tampón, y muchas sustancias más como reguladores de crecimiento, antibióticos y otras sustancias que favorecen el crecimiento de la planta (Vargas, 1.995; FAO, 1.995; López y Espinoza, 1.995). Varios científicos alrededor del mundo han comprobado que la aplicación de M.O. al suelo reduce el ataque de plagas y enfermedades en los cultivos. La resistencia o sensibilidad de la planta al ataque de plagas o enfermedades está ligada al uso o no uso de pesticidas, nutrición y prácticas culturales adecuadas o inadecuadas (Chaboussou, 1.995). Contrario a lo que se cree, la aplicación de fertilizantes inorgánicos causa desequilibrios en la planta, reduciendo su capacidad de proteosíntesis. Esto se debe a que los fertilizantes de alta solubilidad matan los microorganismos debido a su acidez o salinidad. Se habla de que las raíces se tornan viciadas y por esa razón no se desarrollan (Chaboussou, 1.995). La adición de materia orgánica al suelo puede afectar de dos formas las poblaciones de fitonematodos: 1)Si los materiales orgánicos contienen fitonematodos, estos puede aumentar las poblaciones de los mismos en el terreno cultivado y empeorar la condición del cultivo; 2)Si el material orgánico está libre de fitonematodos, este puede favorecer los microorganismos antagonistas a los fitonematodos (CAST, 1.980). Con la aplicación de materia orgánica se aumenta la producción de raíces por la planta y la absorción de los minerales del suelo. La aplicación de materia orgánica al suelo es la mejor manera de estimular la proteosíntesis y aumentar la 27 resistencia a fitonematodos, insectos, y otros (Chaboussou, 1.995). Esto se debe a que algunos microorganismos tienen la capacidad de producir ciertas sustancias tóxicas para otros. Los organismos que más se benefician con la aplicación de materia orgánica al suelo, son probablemente los hongos atrapadores, controladores de nematodos (Christie, 1.982). Si grandes cantidades de M.O. son añadidas al suelo cultivado, los hongos atrapadores y parásitos de fitonematodos pueden verse favorecidos. La materia orgánica puede cambiar las propiedades del suelo de modo que se estimula a estos hongos. La M.O., dependiendo del origen, también puede producir sustancias tóxicas para los fitonematodos (Cepeda, 1.996; FAO, 1.995). La M.O. aporta al suelo compuestos energéticos como celulosa, lignina, almidón, azúcares, grasas y proteínas, los cuales favorecen el crecimiento de organismos saprófitos del suelo y al mismo tiempo otros organismos que los pueden parasitar (Daubenmire, 1.988; Taylor, 1.968). Ya que se conocen algunos de los enemigos naturales de los fitonematodos, como un método de control se han incorporado algunos de ellos al suelo cultivado. Sin embargo, muchas veces esto no ha dado los resultados deseados, debido principalmente a que no se han mantenido las condiciones favorables para dichos organismos. De hecho, los enemigos naturales de los fitonematodos surgen de manera natural cuando las condiciones del suelo son favorables (Taylor, 1.968). Una técnica que ha mostrado un efecto positivo en la supresión de fitonematodos parásitos en el cultivo de banano, es la de coberturas con material orgánico. Esta técnica además de reducir las poblaciones de fitonematodos, mejora el vigor de las plantas y en algunas situaciones puede alargar la vida productiva de una plantación (Gowen, 1.993). 28 La adición de materia orgánica al cultivo de banano también ayuda, en ocasiones, a mantener el suelo con temperaturas inferiores a los 20 oC lo cual crea un ambiente desfavorable para el desarrollo de Meloidogyne javanica. De esta forma, el número de generaciones de esta especie se ve reducido durante la estación de crecimiento (Bello et al., 1.996). Una limitante en el uso de materia orgánica como abono es su bajo contenido de nutrientes; esto hace necesario el uso de grandes cantidades para sostener los requerimientos de nutrientes del cultivo. La liberación lenta y pérdida de nutrientes durante la descomposición y balances vitales de nutrientes tales como las tasas de C:N también afecta el uso de materia orgánica (Sangakkara, 1.993). Existen materiales orgánicos de diferente origen que se pueden aplicar al suelo directamente o que necesitan ser convertidos en abono mediante procesos de compostaje para aumentar su valor nutricional. Entre los más utilizados en el trópico húmedo están los mismos desechos de banano cosechado, la gallinaza, y el bokashi elaborado a partir de ambos. 3.4.3.1 Desechos de banano La producción de banano genera grandes cantidades de residuos orgánicos, tales como hojas, seudotallos, raquis, y fruta de rechazo. Esos desechos, los cuales durante mucho tiempo no se habían aprovechado de ninguna forma, ahora pueden ser utilizados en la elaboración de abonos orgánicos (Vargas, 1.995). Las exigencias en cuanto a calidad del banano en los mercados de exportación es la causa principal de la generación de grandes cantidades de desechos de fruta y raquis en las plantaciones bananeras. Algunas estimaciones de las cantidad de desechos orgánicos producidos en las plantas empacadoras y 29 plantaciones de banano en Costa Rica se pueden apreciar en el Cuadro 2 (Vargas et al., 1.998). De acuerdo a un estudio realizado a cabo en 1.994 por Solís (1.995), citado por Vargas, et al., (1.998), se determinó que sólo 10% de la fruta de rechazo era aprovechada, ya sea para mercado local, alimentación animal o para la agroindustria. El resto de esa fruta se disponía en botaderos (53%) y trincheras (36,40%). Mientras que el 65% del pinzote se dejaba en la plantación, el 35% restante era colocado en botaderos. Cuadro 1. Cantidad de desecho diario determinado en cuatro diferentes fincas bananeras. Promedio San Pablo Banasol La Flor Rebusca -----------------------------------------TM/ha-----------------------------------------Diario 14,02 3,36 11,24 4,92 Anual 4.124,62 1.030,46 2.846,30 1.537,87 Fuente: Vargas, et al. (1.998). Si los desechos de banano son aprovechados de alguna forma como entradas en el sistema, se podrían obtener aportes nutricionales para el cultivo con lo cual se reducirían los requerimientos de fertilizantes y se mejoraría el suelo por el aporte también de materia orgánica (Vargas et al., 1.998). Según Vargas y Laprade (1.997), citados por Vargas (1.998), la adición de Kyusei EM y suelo en la elaboración de compost elaborado a partir de desechos orgánicos de banano, aumentó los niveles de N, P, K y S en el producto final. El valor nutricional de los materiales de desecho provenientes de la cosecha, se puede apreciar en el Cuadro 3. 30 De acuerdo con Lahav y Turner (1.983), citados por Vargas y Flores (1.995), en sistemas de alta productividad de banano, aproximadamente 199, 123, 660, 126, 76 y 50 kg/ha/año de N, P, K, Ca, Mg Y S respectivamente quedan en los residuos de cosechas. Si los desechos generados en la cosecha de banano no son tratados adecuadamente, presentan problemas de contaminación. Una de las soluciones sugeridas por Acuña, et al. (1.997) es que se pueden elaborar abonos orgánicos a partir de los desechos, lo cual reduciría los costos en compra de fertilizantes. Cuadro 2. Composición química promedio de los materiales de desecho (pinzote y fruta de rechazo) al inicio y final de la biodegradación a los 150 días. ---------------------------------------------Elementos------------------------------------------Fase N P K Ca Mg Fe Cu Zn MN C -----------% sobre base fresca------------ ---------------Mg/kg----------------- Inicio 0,78 0,68 6,45 0,23 0,14 194,0 4,75 9,50 59,00 44,30 Final 0,86 0,30 2,65 0,94 0,82 45562 88,00 73,00 943,0 11,64 Adaptado de: Vargas, et al. (1.998). La utilización de desechos de banano (raquis y fruta rechazada) como abono orgánico es una práctica cada día más usual en las fincas bananeras de Costa Rica (López et al., 1.995). Las concentraciones de elementos en los diferentes órganos de la planta de banano son variadas. Esto depende principalmente del clon. El clon "Valery" tiene mayor cantidad de nutrimentos que el clon "Gran enano" en el racimo. En promedio, la pulpa contiene más cantidad de N, P, K, Mg y S que la cáscara o que 31 % el raquis. El raquis tiene mayor concentración porcentual de todos los nutrimentos, en especial de K, que la cáscara o la pulpa (Soto, 1.995). 3.4.3.2 Gallinaza La gallinaza puede ser utilizada como abono por su alto contenido de nitrógeno y material orgánico (Elzakker, 1.995). Una mezcla de las excretas de aves contiene entre 18% a 35% de proteína cruda y fibra mínima como la forma primaria de desecho (Ensminger, 1.992). La gallinaza fresca contiene alrededor de 65% de agua (General home garden series, 1.974). La gallinaza es la principal fuente de nitrógeno para la elaboración de bokashi. Además del nitrógeno, la gallinaza también aporta otros nutrientes como el fósforo, potasio, calcio, magnesio, hierro, manganeso, zinc, cobre y boro, con lo cual mejora la fertilidad del suelo (Restrepo, 1.996). La gallinaza no solo aporta los elementos mencionados, sino también puede mejorar las propiedades físicas, dependiendo de su origen. De acuerdo a esto, se tiene que la mejor gallinaza es la de cría de gallinas ponedoras bajo techo y con piso cubierto. Por el lado contrario, la gallinaza de pollos de engorde contiene más agua y residuos de coccidiostáticos y antibióticos. Estos pueden afectar la fermentación del bokashi (Restrepo, 1.996). Una de las desventajas de hacer compost utilizando gallinaza, además del tiempo más prolongado, es que la volatilización durante el compostaje es grande si no se trabaja correctamente (Elzakker, 1.995). El 80 % del nitrógeno urinario está presente como ácido úrico. Si el material no es manejado adecuadamente, para prevenir la putrefacción, mucho del ácido úrico puede convertirse en carbonato de amonio y perderse el valor de fertilizante (Ensminger, 1.992). La cantidad, composición y valor de la gallinaza varía de acuerdo al tipo y edad de las aves; peso, tipo y cantidad de alimento; tipo y cantidad de material seco (aserrín, etc.). Una gallina puede producir 130 libras de excretas en un año (General home garden series, 1.974). Por otro lado Ensminger (1.992), asegura 32 que 100 gallinas ponedoras pueden generar 1.091 Kg de gallinaza en 12 meses. En el Cuadro 3 se pueden apreciar los valores de la composición de la gallinaza. Cuadro 3. Rangos y valores medios en la composición química de gallinaza. Análisis Unidad Valores Humedad % 3,40 – 12,60 Proteína cruda % 19,10 – 33.40 Fibra cruda % 9,90 – 18,20 Cenizas % 23,20 – 37,30 PH 7,50 Relación C/N 13,00 Materia orgánica % 44,70 Nitrógeno % 2,04 Calcio % 5,60 – 11,10 Fósforo % 2,10 – 2,80 Potasio % 1,70 – 3,30 Magnesio % 0,40 – 1,03 Hierro % 0,10 – 0,40 Zinc Ppm 210 – 448 Cobre Ppm 47 – 94 Manganeso Ppm 190 – 450 Sodio Ppm 0,10 – 0,96 Fuente: Botero (1.984); FAO (1.995). 33 El uso de gallinaza en grandes cantidades también puede traer problemas de varios tipos: depresión de la producción del cultivo (creando problemas de sales en el suelo), problemas de nitratos, exceso de nitratos en aguas subterráneas, entre otros. Por ello se han realizado estudios para determinar la cantidad que se puede usar y evitar el tipo de problemas mencionados. En uno de los estudios se determinó que se pueden aplicar de 5 a 20 toneladas/acre/año tras año con beneficios (Ensminger, 1.992). Sin embargo la aplicación de 20 toneladas no se podrían realizar todos los años, debido a las altas concentraciones de sales y nitrato que se pueden acumular en el suelo. La cantidad a aplicar puede variar de acuerdo al tipo de suelo, temperatura, precipitación, etc. Además de lo anterior ya hay limitaciones en varios países sobre del uso de gallinaza pura, sin tratamiento, debido a problemas de contaminación (Ensminger, 1.992). En Costa Rica, por ejemplo, el uso de gallinaza sin tratamiento está prohibido por el Ministerio de Salud. La aplicación de gallinaza en el cultivo de banano se ha venido realizando con el fin de mejorar algunas propiedades del suelo. Entre las ventajas de esta fuente de fertilización orgánica están que pueden suplir al cultivo de algunos elementos, principalmente nitrógeno; retienen mejor algunos nutrimentos y favorecen la biodiversidad del suelo (Flores y Acuña, 1.997). 3.4.3.3 Bokashi Bokashi es una palabra japonesa la cual significa "materia orgánica fermentada". Tradicionalmente el bokashi ha sido elaborado mediante la fermentación de materia orgánica, como por ejemplo cascarilla de arroz, torta de aceite, harina de pescado, etc. por suelo de bosque o montañas, el cual contiene varios microorganismos. Sin embargo, en la actualidad es mayormente preparado con EM. El bokashi ha sido usado por agricultores japoneses como enmiendas de 34 suelo para incrementar la diversidad microbial de los suelos y suplir nutrientes a los cultivos (APNAN, 1.999). Bokashi es equivalente a compost, con la diferencia que el bokashi es preparado por la fermentación de la materia orgánica con EM. Además, el bokashi puede ser usado a los 3 - 14 días después de inoculado con EM. El bokashi puede ser usado para la producción aún sin que la materia orgánica haya sido descompuesta completamente como en el caso del compost (APNAN, 1999). Mientras que con el compost se busca suplir la nutrición inorgánica, con la aplicación de bokashi al suelo se puede activar y mejorar la cantidad de microorganismos benéficos. Sin embargo con el bokashi también se suplen algunos nutrimentos al cultivo (cuadro 4). El EM-bokashi, es un abono orgánico tipo bokashi elaborado con la inoculación con EM. El EM adicionado al bokashi mejora la calidad del material (Shintani, 1999). Cuadro 4. Valores del análisis químico de bokashi elaborado en la EARTH a partir de desechos de banano y gallinaza. Material N P K Ca Mg Fe -% sobre base frescaDes. Banano* 0,9 0,1 3,1 0,9 0,2 Cu Zn Mn -----------Mg/kg----------- Hum. M.O. C:N ------%------ 197,5 9,5 11,5 26,0 85,0 73,4 49,7 Bokashi** 1,3 0,1 2,5 0,4 0,1 1045,0 6,0 15,0 100,0 80,3 87,4 39,6 Bokashi*** 1,8 0,8 4,1 2,9 0,3 2093,0 17,0 125,0 237,0 81,3 76,5 24,5 Bokashi**** 1,6 0,7 3,6 1,7 0,3 1796,0 18,0 119,0 222,0 78,7 79,6 28,5 Bokashi***** 1,2 0,3 3,1 2,3 1,0 3325,7 21,0 73,3 65,8 32,3 *Fruta y raquis picados y fresco **15 días de tratamiento sin gallinaza ***De gallinaza 8 días antes de completar maduración ****Con gallinaza 4 días antes de cosecha *****12 días de tratamiento 35 67,3 209,0 Una de las ventajas comparativas del bokashi contra el compost, es que durante el calentamiento que sufre el compost en su elaboración son eliminados, a excepción de Bacillus spp., la mayoría de los microorganismos que habitaban en un comienzo ese material. Por ello se ha recurrido a la inoculación del compost con organismos benéficos, después que ha alcanzado su temperatura máxima. El resultado se ha visto en una mejor supresión de enfermedades de las plantas cuando se ha aplicado este material inoculado (Hoitink et al., 1.997). Cuando el bokashi es aplicado al suelo, la materia orgánica puede ser utilizada como alimento por los microorganismos efectivos para crecer, al mismo tiempo que suplen los nutrientes para el cultivo (APNAN, 1.999). El bokashi es clasificado como bokashi aeróbico y bokashi anaeróbico basado en los procesos de manufactura. Las ventajas y desventajas de ambos son las siguientes: Tipo aeróbico -Ventaja: puede ser producido en grandes cantidades. El período de fermentación es más corto que en el tipo anaeróbico. -Desventaja: la energía de la materia orgánica se pierde, si la temperatura durante la fermentación no es controlada. Tipo anaeróbico -Ventaja: mantiene la energía (nutrición) de la materia orgánica. Esta condición es similar al ensilaje. -Desventaja: mal manejo causa desperdicio. En Japón, el tipo anaeróbico es popular, pero en Tailandia el tipo aeróbico es ampliamente usado (APNAN, 1.999). El bokashi puede utilizar cualquier tipo de materia orgánica. Por ejemplo, los siguientes materiales pueden ser utilizados como materia orgánica en la preparación de bokashi: Cascarilla de arroz, desechos de cosecha de maíz, afrecho de trigo, harina de maíz, cáscara de frijol, granza de arroz, torta de aceite, torta de semilla de 36 algodón, barro, bagazo, maleza picada, aserrín, fibra de coco y cáscaras, residuos de cultivos tales como racimos de palma de aceite vacíos, harina de pescado, harina de hueso, estiércol de cualquier animal, gallinaza, algas marinas, caparazón de cangrejo y materiales similares (APNAN, 1.999). Sin embargo, la semolina de arroz es recomendada como un importante ingrediente de bokashi, por su contenido excelente de nutrientes para los microorganismos. Es deseable combinar materia orgánica con baja y alta relación C:N. Generalmente el uso de al menos tres tipos de materia orgánica es recomendado para incrementar la diversidad microbial (APNAN, 1.999). Es conveniente adicionar madera o carbón de cascarilla de arroz, algas (kelp), ceniza de paja y madera al bokashi. Esos materiales porosos mejoran las condiciones físicas del suelo y mantienen la capacidad nutritiva del mismo. Ellos también actúan como puntos de abordaje para los microorganismos efectivos (APNAN, 1.999). Higa (1.996) recomienda la aplicación de 200 g de bokashi por metro cuadrado de superficie en suelos con un contenido medio a alto de materia orgánica. En suelos pobres en materia orgánica se puede adicionar hasta 1 kilo por metro cuadrado. En Japón existe suficiente información sobre la forma de conseguir microorganismos benéficos de la naturaleza para la preparación de bokashi. También se venden algunos preparados microbianos que pueden ser usados como inóculo en la preparación de bokashi (Shintani, 1.999). En la Escuela de Agricultura de la Región Tropical Húmeda (EARTH), se está aplicando la tecnología del EM con buenos resultados. La finca bananera de la EARTH está produciendo alrededor de 25 toneladas de bokashi semanalmente y no se han tenido problemas de malos olores ni presencia de moscas (Ver Figura 1). Para transformar el desecho de banano en bokashi se tardan más o menos 14 días (Shintani, 1.999). 37 En un estudio realizado en el cultivo de banano por Dubon (1.998) mediante la aplicación de 1 kg de bokashi de boñiga por planta al momento de la siembra y 1 kg/planta cada 5 semanas, se logró una reducción en la población general de fitonematodos. En otro estudio realizado por el autor (1.999) en el mismo cultivo, se encontró que las plantas a las cuales se les había aplicado bokashi de banano y excretas de ganado bovino en dosis de 3 kg/planta cada 5 semanas durante 18 meses, tuvieron poblaciones de Radopholus similis muy bajas comparadas con plantas de un sistema convencional donde se realizan aplicaciones de 2 a 3 ciclos de nematicida/año. a b c Figura 1. Diferentes fases en la elaboración de bokahi de desechos de banano: a)mezcla con aserrín, b)inoculación con EM y volteo, y c)bokashi listo para ser utilizado. A pesar de muchas experiencias positivas, en un trabajo realizado por León (1.998), la aplicación de bokashi de dos fuentes de materiales orgánicos (boñiga y desecho de banano) en diferentes dosis al cultivo de banano, no mejoró significativamente el contenido de los macroelementos en las plantas tratadas en comparación con plantas que no recibieron ningún tratamiento en 8 meses de evaluación. 38 4 4.1 MATERIALES Y MÉTODOS DISEÑO EXPERIMENTAL El diseño experimental que se utilizó fue el de bloques completamente al azar con 7 tratamientos. Se utilizaron dos cultivos: uno perenne (Banano) y otro de ciclo corto (Sorgo) con el fin de estudiar los efectos de los materiales empleados en esas dos condiciones de cultivo de diferentes ciclos. Los tratamientos que se evaluaron fueron los siguientes: • Tratamiento 1. Bokashi de desechos de banano • Tratamiento 2. Bokashi de gallinaza • Tratamiento 3. Desechos de banano • Tratamiento 4. Gallinaza • Tratamiento 5. Microorganismos eficaces (EM) • Tratamiento 6. Nematicida (testigo químico) • Tratamiento 7. Testigo absoluto El nematicida empleado fue Furadan 10-G. Como desechos de banano se utilizaron fruta de rechazo y raquis picado fresco y mezclados. Las cantidades y el método de aplicación de los diferentes materiales utilizados se describen más adelante. El experimento se llevó a cabo en una plantación de banano con tres años de producción. Se optó por hacer esta evaluación a nivel de campo debido a que resulta más confiable que hacerla en laboratorio. Muchas veces en laboratorio, 39 utilizando suelo estéril, los resultados obtenidos en este tipo de experimentos no son muy confiables, esto se debe a que los organismos antagónicos a los nematodos están interrelacionados con la demás microflora y microfauna del suelo (Cepeda, 1.996), por ello resulta más conveniente llevar a cabo el experimento en condiciones naturales. El área seleccionada, antes de ser dedicada a la producción de banano, era potrero, la misma corresponde al proyecto de banano 2-B de la Finca Comercial de la Escuela de Agricultura de la Región Tropical Húmeda (EARTH), localizada en la Zona Atlántica de Costa Rica, a una altitud de 60 msnm, con una precipitación promedio anual de 3600 mm, y temperatura de 25 ºC promedio mensual. La precipitación acumulada durante los meses de evaluación (mayo a setiembre) fue de 320 mm, y fue la más alta de 300 mm en julio y la mínima 28 mm en mayo. Mientras que la temperatura promedio del suelo durante los mismos meses fue de 28 °C (Anexo 22). De acuerdo a la clasificación de suelos para el cultivo de banano, el suelo de la parcela es de clase III. El área está descrita en la unidad cartográfica del mapa de suelos de la EARTH como “Complejo Dos Novillos”, y en la unidad taxonómica como suelo “Typic Hapludand”. Se usaron plantas de banano (Musa AAA) subgrupo "Cavendish", clon “Gran enano”. La frecuencia de aplicación de nematicidas en la parcela desde su establecimiento ha sido de dos ciclos al año. La última aplicación de nematicidas se hizo el 6 de octubre de 1998, en esa ocasión se utilizó Terbufos. El control de malezas se realiza con 6 ciclos de herbicidas (Glifosato) al año. anuales de fertilización son de 13, aplicando 3 sacos/ciclo/ha. Los ciclos El control de Sigatoka negra (Mycosphaerella fijiensis) se lo realiza mediante 52 riegos aéreos al año. 40 La parcela de banano se dividió en 4 bloques y cada bloque en siete parcelas, constituyendo cada una un tratamiento. Cada parcela consistió de 5 plantas con emisión reciente del racimo o próximas a la floración (Figura 2). Para determinar el efecto de los diferentes tratamientos sobre los fitonematodos que atacan el cultivo de banano, se utilizaron también plantas de sorgo (Sorghum bicolor). Se empleó este cultivo porque además de haberse comprobado en varios experimentos como hospedero del fitonematodo del volcamiento (como se cita en la sección de revisión de literatura), se hizo una evaluación preliminar en donde esto se reconfirmó (Anexo 20 ). Para las plantas de sorgo (Sorghum bicolor) se utilizaron 9 bolsas con dos plantas cada una. Es decir, se contó con 18 plantas por cada tratamiento. Para el llenado de las bolsas se utilizó suelo de la misma parcela experimental de banano. Además, se mezcló el suelo con raíces de banano altamente infestadas de fitonematodos, y adicionalmente se inoculó el suelo de cada bolsa con 70 mL de una mezcla de raíces banano licuadas en agua. La mezcla consistió de 4 litros de agua y 400 gramos de raíces. Las raíces usadas se seleccionaron tomándose en cuenta que presentaran las lesiones típicas ocasionadas por fitonematodos. 4.2 MATERIALES Y MODO DE APLICACIÓN 4.2.1 BANANO Se realizó una primera aplicación de 5 kg/planta de cada uno de los siguientes materiales: bokashi de desecho de banano, bokashi de gallinaza, desecho de banano (fruta y raquis), y gallinaza, posteriormente se hicieron dos aplicaciones a las 8 y 16 semanas después de la primera, utilizando 3 kg/planta de 41 los mismos materiales. Las aplicaciones se hicieron en la base del hijo de sucesión, en forma de media luna (Figura 3). El nematicida que se utilizó fue Furadan 10-G, el cual se aplicó en dosis similares a las usadas en la finca bananera de EARTH: 20 gramos/planta. Se aplicó dos veces el nematicida en media luna frente al hijo de sucesión. La segunda aplicación se hizo 8 semanas después de la primera. El EM se aplicó a una dosis de 2 litros/planta a una concentración del 1 %. Al igual que para los tratamientos anteriores, en este caso la aplicación se hizo en media luna frente al hijo de sucesión. Figura 2. Planta muestreada Figura 3. Modo de aplicación al hijo Todas las aplicaciones se hicieron al entrar en el período de lluvias (de mayo a septiembre); las aplicaciones se realizaron luego de una precipitación leve durante el día, esto se hizo con el fin de asegurar que el suelo y los materiales orgánicos, permanecieran húmedos para que pudieran sufrir procesos de descomposición completa, e incorporación en el suelo de la parcela. Todos los 42 materiales a excepción del nematicida se aplicaron 3 veces, dejando pasar un período de 8 semanas entre cada aplicación. 4.2.2 SORGO Para las plantas de sorgo (Sorghum bicolor) se utilizaron los mismos tratamientos que se usaron para el banano. La aplicación se realizó alrededor de las plantas, en cada bolsa. Se aplicaron dosis de 0.25 kg/bolsa de los materiales orgánicos y 10 g/bolsa del mismo nematicida utilizado en banano. La aplicación de los tratamientos en el sorgo se realizó a los 30 días después de la siembra. 4.3 MUESTREO DE RAICES 4.3.1 BANANO Con el fin de determinar la población inicial de fitonematodos en la parcela experimental antes de realizar la primera aplicación de los distintos tratamientos, se tomaron 4 muestras de raíces (1 muestra por bloque). Cada muestra consistió de 3 plantas. El número de plantas muestreadas para el segundo y tercer análisis fue el mismo. El segundo y tercer muestreo se realizaron a las 12 y 23 semanas respectivamente, después de haber realizado la primera aplicación. En todos los muestreos se determinó el peso total de las raíces y las raíces funcionales. 4.3.2 SORGO Para las plantas de sorgo (Sorghum bicolor), se hizo el análisis de raíces a los dos meses después de la siembra. El muestreo se realizó en la etapa de floración, ya que de acuerdo con House (1.982), las plantas han alcanzado su 43 máximo crecimiento vegetativo en este período. Cada muestra consistió de 4 plantas. Además del conteo de fitonemátodos, se pesaron las raíces totales y funcionales. Al final del experiemento se midió también el crecimiento de las plantas (altura) y la producción de biomasa (peso total). 4.4 METODOLOGÍA DE MUESTREO Los muestreos en banano se realizaron en la base del hijo de sucesión con la ayuda de un palín de 30 cm de largo y 13 cm de ancho. La muestra consistió de 13 cm x 13 cm x 30 cm de suelo en la base del hijo. Se tomaron todas las raíces que se encontraban en los 5.070 cm3 de volumen de suelo. El muestreo a los hijos de sucesión resulta más confiable que hacerlo a la planta madre recién florecida o al intermedio hijo-madre (Araya, 1.997). Una vez recolectadas las raíces, estas se lavaron en un tamiz y se almacenaron en una cámara de refrigeración a 14 °C por 24 horas hasta su envío al laboratorio. De acuerdo con Araya y Cheves (1.996), el almacenar las muestras de raíces de banano en cámara de refrigeración entre 12 °C a 15 ºC y durante períodos largos de hasta 96 horas después del muestreo, no afecta el número de fitonematodos encontrados en el análisis. 4.5 METODO DE CONTEO DE NEMATODOS Y RAÍCES El análisis de raíces para conteo de fitonematodos se llevó a cabo en el laboratorio de Nematología de CORBANA. El método de recuperación de fitonematodos utilizado en dicho laboratorio fue el de licuado y tamizado de las raíces, desarrollado por Taylor y Loegering (1.953). De acuerdo con Araya y Centeno (1.997), este método es el más utilizado en Costa Rica. También se pesaron las raíces funcionales y no funcionales. 44 4.6 DISTRIBUCIÓN DE LOS TRATAMIENTOS AL AZAR DB NE TA GA BG BB EM GA BG BB EM DB TA NE BB TA NE BG GA EM DB EM GA DB TA BB NE BG EM= Microorganismos eficaces GA= Gallinaza DB= Desechos de banano TA= Testigo absoluto BB= Bokashi de desechos de banano NE= Nematicida BG= Bokashi de gallinaza 4.7 ANALÍSIS DE RESULTADOS Para el análisis estadístico de los resultados se hizo el análisis de varianza y la prueba de Duncan. Se utilizó el programa de cómputo PC.SAS v6.12. También se hizo el análisis de eficiencia, mediante la siguiente fórmula: % E= %Rt-%Rc; donde %Rt= Pf – Pi * 100/Pi %Rt= porcentaje de rendimiento del tratamiento %Rc= porcentaje de rendimiento del control Pi= población inicial Pf= población final 45 5 RESULTADOS Y DISCUSIÓN En los Anexos 17 al 21, se presentan los resultados completos de los análisis de laboratorio correspondientes al conteo de fitonematodos, raíces totales, funcionales y no funcionales por tratamiento encontrados en cada bloque, tanto para el cultivo de banano como para el sorgo. Mientras que los resultados del análisis estadístico se presentan en los Anexos 1 al 16 de la misma sección. 5.1 BANANO Los resultados correspondientes al porcentaje de eficiencia de cada uno de los tratamientos para las variables: fitonematodos totales, Radopholus similis, Helicotylenchus, Meloidogyne, raíces totales y raíces funcionales se resumen en el Cuadro 4. A continuación se describen dichos resultados por separado. 5.1.1 FITONEMATODOS 5.1.1.1 Fitonematodos totales Se encontraron tres Helycotylenchus y Meloidogyne. géneros de fitonematodos: Radopholus, En todos los muestreos, las mayores poblaciones fueron de R. similis. Para el primer, segundo y tercer muestreo fueron de 77%, 72% y 86 %, respectivamente en relación a la cantidad total de fitonematodos. El segundo lugar lo ocupó el fitonematodo del género Helicotylenchus, el cual presentó valores de 20%, 13% y 8% en el mismo orden de muestreo. Mientras tanto, el menor porcentaje en población se encontró para Meloidogyne, el cual estuvo en 3%, 15% y 6% en cada muestreo. Se sumaron los promedios de cada tratamiento para presentar la población total. 46 De acuerdo a los resultados, a excepción de los tratamientos con EM y gallinaza, se tuvo que en todos hubo la misma tendencia (Ver Figura 4). El EM y la gallinaza presentaron una tendencia a la baja en las poblaciones totales de fitonematodos. En la primera evaluación, la población total de fitonematodos era considerablemente alta, ya que no existía efecto del tratamiento, por lo que su comportamiento es igual al testigo absoluto. Para todos los tratamientos, la población inicial bajó considerablemente en el segundo muestreo. En los tratamientos con desechos de banano, bokashi de desechos de banano, nematicida, bokashi de gallinaza y las plantas sin tratamiento, la población aumentó para el tercer muestreo. 12 semanas 23 semanas 40000 a* 35000 30000 a* 25000 20000 ab ab ab ab 15000 10000 5000 0 te st ig o E. M . b ne m at ic id a de s. ba n. ga llin az a bo k. ba n. bo k. ga ll. Nematodos/100 g raíz previa aplicación Tratamientos *Prueba de Duncan clasifica grupos iguales con la misma letra. Figura 4. Variación en la población de fitonematodos totales en los tres muestreos para cada tratamiento en banano. El mayor porcentaje de eficiencia en el control lo tuvo el EM. Este llegó a reducir la población total de fitonematodos en un 53%, en relación al testigo absoluto. El tratamiento con desechos de banano fue nulo. El nematicida usado 47 redujo significativamente la población de fitonematodos totales después de la primera aplicación. No obstante, a diferencia de los demás tratamientos, esa población aumentó considerablemente para la tercera evaluación. Los porcentajes de eficiencia para el nematicida y los bokashis fueron de 3% y 4% respectivamente. Mientras que la gallinaza redujo la población inicial en un 2% hasta el final del experimento. El EM pudo reducir en mayor medida las poblaciones de fitonematodos en su mayoría, debido a que los microorganismos eficaces no tenían un medio favorable para su sobrevivencia en la supercie del suelo, por lo cual se alojaron en la parte más interna, donde pudieron ejercer algún efecto supresor más directo e inmediato sobre los fitonematodos que los bokashis, sin embargo el efecto del EM puede darse a corto plazo, hasta que desaparezcan debido a que no cuentan con condiciones favorables para mantener sus funciones vitales en el suelo. Los dos tipos de bokashi utilizados no tuvieron mejor efecto supresor que el EM, debido posiblemente a que los microorganismos eficaces incorporados en el material permanecieron en el mismo por más tiempo. Por ello se puede decir que dichos microorganismos no cumplieron su efecto en la zona donde se encuentran las raíces. Si se continuara con las aplicaciones de bokashi, se esperaría que el efecto supresor sería mayor, ya que ese material se va incorporando al suelo con el paso del tiempo aumentando el número de organismos que controlan fitonematodos. Durante el tiempo de evaluación la temperatura del suelo favoreció la multiplicación de los fitonematodos de todos los géneros, ya que esta estuvo por arriba de los 26 °C a lo largo del experimento. Sumado a la temperatura del suelo, la precipitación también favoreció el movimiento de los fitonematodos en el suelo y por ende su supervivencia. evaluación. La precipitación aumentó conforme el tiempo de Hasta el mes de julio, cuando se hizo el segundo muestreo, la 48 temperatura estuvo en aumento. Precisamente en ese mes se registró la mayor cantidad de precipitación (300 mm). Después del mes de agosto, a pesar que no se cuenta con datos de precipitación, esta se mantuvo constante (200 a 300 mm/mes). De acuerdo al análisis de varianza, hubo diferencias significativas del cambio en la población de fitonematodos entre las tres evaluaciones, a excepción del testigo absoluto. En el mismo análisis no hubo diferencia entre todos los tratamientos (Pr>F= 0.1415), mientras que en la prueba de Duncan sí (Anexos 1 y 7). 5.1.1.2 Radopholus similis Las poblaciones de R. similis variaron significativamente en cada tratamiento a lo largo del experimento. Al final, los únicos tratamientos que redujeron la población inicial fueron el EM y la gallinaza. El mayor porcentaje de eficiencia en el control lo tuvo el EM, el cual logró reducir la población inicial de R. similis en un 77%. La gallinaza tuvo un 11% de eficiencia en la reducción del fitonematodo. El bokashi de banano y de gallinaza lograron un control muy parecido al de nematicida. Esos porcentajes fueron de 5%, 11% y 10% respectivamente. Los desechos de banano no lograron ningún control. Al final del experimento la población en ese tratamiento fue 108% mayor que en el control. En la figura 5 se puede ver que la tendencia fue la misma en todos los tratamientos, a excepción del EM y el testigo. Todos los tratamientos, a excepción del testigo, experimentaron una reducción en las poblaciones después del primer muestreo. El EM redujo la población de R. similis a lo largo del experimento. El nematicida tuvo el mejor control inicial sobre las poblaciones de Radopholus similis, no obstante en el tercer muestreo aumentó tres veces la población encontrada en el segundo muestreo. 49 Un incremento similar se observó en las plantas tratadas con desechos de banano. previa aplicación Nematodos/100 g raíz 30000 12 semanas 23 semanas a 25000 20000 ab 15000 ab ab ab ab 10000 5000 b . M E. bo k. ga ll. bo k. ba n. ga llin az a de s. ba n. ne m at ici da te st ig o 0 Tratamientos Figura 5. Variación en la población de R. similis en los tres muestreos para cada tratamiento en banano. De acuerdo al análisis estadístico, en la prueba de varianza para todos los tratamientos no hubo diferencias significativas entre las 3 evaluaciones ni entre tratamientos (Pr>F= 0.2310), pero sí en la prueba de Duncan (Anexos 2 y 8). 5.1.1.3 Helicotylenchus El comportamiento en las poblaciones de Helicotylenchus en los diferentes tratamientos se puede ver en la figura 6. El mejor control hasta el final del experimento lo tuvo el EM (74% de eficiencia). A diferencia que en el caso del R. similis, la gallinaza y el nematicida tuvieron un porcentaje de eficiencia similar en el control (68%). El bokashi de banano redujo la población inicial en 38%. 50 Mientras que el bokashi de gallinaza tuvo un 24% de eficiencia en la reducción de la población inicial. Aunque, los desechos de banano tuvieron el menor porcentaje de eficiencia, estos también bajaron la población en un 21%. previa aplicación 12 semanas 23 semanas 3500 a Nematodos/100 g raíz 3000 2500 ab ab 2000 ab 1500 1000 b b b 500 E. M . ll. ga k. bo bo k. ba n. a az llin ga de s. ba n. at m ne te st ic ig id o a 0 T r a ta m i e n t o s Figura 6. Variación en la población de Helicotylenchus en los tres muestreos para cada tratamiento en banano. Al igual que en el caso del R. similis, los fitonematodos de este género se redujeron significativamente entre el primer y segundo muestreo en todos los tratamientos. Las plantas tratadas con nematicida tuvieron un ligero incremento entre el segundo y tercer muestreo. Este incremento fue mayor en las plantas a las que se les aplicó desechos de banano. De acuerdo al análisis de varianza, solamente el bokashi de gallinaza, el bokashi de banano y el control no presentaron diferencias significativas entre las tres evaluaciones, tampoco hubo diferencias entre tratamientos (Pr>F= 0.1130). En la prueba de Ducan sí se encontráron diferencias estadísticas entre los tratamientos (Ver Anexos 3 y 9). 51 5.1.1.4 Meloydogyne Para el caso de Meloidogyne, como se puede ver en la figura 7, en todos los tratamientos, a excepción del bokashi de banano se dio la misma tendencia. En este caso, el mejor control lo tuvo el bokashi de gallinaza, el cual redujo la población al final del experimento en un 460%. Seguido estuvo el nematicida, con una eficiencia del 440%. La gallinaza logró una eficiencia del 420 % en relación al testigo absoluto. Los demás tratamientos no lograron ningún control, pues las poblaciones aumentaron. previa aplicación 12 semanas 23 semanas Nematodos/100 g raíz 3500 3000 a 2500 2000 a 1500 a a 1000 a a 500 a E. M . bo k. ga ll. ga llin az a bo k. ba n. de s. ba n. ne m at ic id a te st ig o 0 Tratamientos Figura 7. Variación en la población de Meloidogyne en los tres muestreos para cada tratamiento en banano. Hubo un incremento en las poblaciones entre el primer y segundo muestreo para todos los tratamientos. Después del segundo muestreo, a excepción del bokashi de banano, se vio una tendencia a la baja en todos los tratamientos. Sin embargo el cambio entre los tres muestreos no es estadísticamente significativo 52 para ninguno de los tratamientos ni entre tratamientos (Pr>F= 0.4378) en el análisis de varianza ni en la prueba de Duncan entre tratamientos (Anexos 4 y 10). 5.1.2 RAÍCES 5.1.2.1 Raíces totales Como se puede ver en la figura 8, en las plantas tratadas con gallinaza, desechos de banano, bokashi de banano, nematicida y bokashi de gallinaza hubo un incremento en la cantidad de raíces totales. previa aplicación 12 semanas a 300 Peso de raíces (g) 23 semanas a ab 250 bc 200 cd d 150 d 100 50 E. M . bo k. ga ll. bo k. ba n. ga llin az a de s. ba n. ne m at ic id a te st ig o 0 Tratamientos Figura 8. Variación en la cantidad de raíces totales en los tres muestreos para cada tratamiento en banano. El tratamiento que tuvo el mayor porcentaje de raíces totales al final del experimento fue el de bokashi de banano (140%). Este estuvo seguido por el bokashi de gallinaza, el cual produjo un aumento del 137% en la cantidad de raíces totales. La gallinaza sin tratar también logró un alto porcentaje de eficiencia (110%). El nematicida estuvo en cuarto lugar con un porcentaje de eficiencia en la 53 producción de raíces de 80%. Contrario a lo que se esperaba, el EM tuvo un porcentaje de eficiencia mayor (45%) que los desechos de banano (20%). Los dos bokashis y la gallinaza mejoraron la estructura y aireación del suelo creando condiciones favorables para el desarrollo de las raíces de las plantas tratadas con esos materiales. A pesar de la precipitación registrada durante los meses de evaluación (200 a 300 mm), el suelo pudo mantener condiciones más favorables para el desarrollo de raíces en esos tratamientos que en donde se aplicaron los demás. Estadísticamente (Anexos 5 y 11) en el análisis de varianza y en la prueba de Duncan, a diferencia del tratamiento con desechos de banano, en todos los demás hubo un cambio significativo entre todas las evaluaciones y entre tratamientos (Pr>F=0.0001). 5.1.2.2 Raíces funcionales Como se puede ver en la figura 9, el porcentaje de raíces hasta el final del experimento tuvo un incremento en todos los tratamientos. El bokashi de banano tuvo el mayor porcentaje 200% en el aumento de las raíces funcionales al final del experimento. Este estuvo cerca del bokashi de gallinaza, el cual logró un aumento del 177% de las raíces. La gallinaza y los desechos de banano tuvieron una eficiencia del 158% y 38% respectivamente. Mientras que el EM y el nematicida presentaron una eficiencia del 67% y 129%. 54 a 23 semanas a ab bc c s. de at m . M E. ba id ic ig ne n. ga llin az a bo k. ba n. bo k. ga ll. a c st te 12 semanas a 900 800 700 600 500 400 300 200 100 0 o Peso de raíces (g) previa aplicación Tratamientos Figura 9. Variación en la cantidad de raíces funcionales en los tres muestreos para cada tratamiento en banano. En el análisis de varianza, las plantas tratadas con EM y las que no recibieron tratamiento no presentaron diferencias estadísticamente significativas a lo largo del experimento, los demás tratamientos sí. Para este análisis sí hubo diferencias entre tratamientos (Pr>F= 0.0001). En la prueba de Duncan sí se presentaron diferencias significativas entre los tratamientos (Anexos 6 y 12). Como se puede apreciar en los resultados presentados en el Cuadro 5, el EM fue el mejor tratamiento para las variables R. similis, Helicotylenchus y nematodos totales. El bokashi de gallinaza tuvo la mayor eficiencia en el control de fitonematodos del género Meloidogyne. Por otro lado, la producción de raíces totales como de raíces funcionales, fue favorecida en mayor grado por el bokashi de banano. Sin embargo, el bokashi de gallinaza estuvo muy cerca de ese valor. 55 CUADRO 5. Porcentajes de eficiencia de los diferentes tratamientos en cada una de las variables evaluadas en banano. Tratamiento Radopholus Helicotyl. Meloidogyne Nem.Total Raíz total Raíz func. -------------------------------------------%---------------------------------------------- E.M. -129 -73 -240 -53 45 67 Gallinaza -64 -67 -420 -33 110 158 Des. Banano 55 -20 -280 13 20 38 Testigo ---- ---- ---- ---- ---- ---- Bok. Banano -48 -38 -200 -22 141 200 Nematicida -43 -67 -440 -26 80 129 Bok. Gallinaza -42 -23 -460 -22 137 177 La cantidad de raíces totales y funcionales fue favorecida en mayor medida por los bokashis de banano y gallinaza. El nematicida utilizado no tuvo mayor efecto en la producción de raíces y mantenimiento de raíces funcionales. Esto es destacable de considerar, ya que con una mayor cantidad de raíces, las plantas pueden tolerar un mayor número de poblaciones de fitonematodos y poder asimilar más cantidad de nutrimentos. Se debe considerar que con una mayor cantidad de raíces muertas, las poblaciones de fitonematodos pueden ser menores, debido a la falta de alimento. 5.2 SORGO Los resultados del análisis de eficiencia de cada tratamiento en las variables Pratylenchus, raíces totales, crecimiento y peso de biomasa encontrados en el cultivo de sorgo se presentan en el Cuadro 5. 56 5.2.1 FITONEMATODOS En la figura 10 se observan diferencias significativas entre los diferentes tratamientos para la variable número de fitonematodos del género Pratylenchus. A pesar de haberse encontrado fitonematodos del género Radopholus en el muestreo preliminar, en los resultados del análisis de raíces al final del experimento no se encontraron fitonematodos de ese género. De los géneros Helicotylenchus y Meloidogyne, se encontraron poblaciones en unos cuantos tratamientos y estas fueron muy bajas (3% y 4% respectivamente) en relación al número de fitonematodos totales, por lo cual no se incluyeron en la discusión. Los únicos fitonematodos encontrados en el análisis fueron Pratylenchus, de los cuales se pudo ver que ocuparon el 93% del total de fitonematodos encontrados. a Nematodos/100 g raíz 7000 a 6000 a* a 5000 a a 4000 3000 a 2000 1000 E. M . k. bo k. ba ga ll. n. a bo ga llin az n. ba s. de at m ne te st ic ig id o a 0 Tratamientos *Prueba de Duncan clasifica grupos iguales con la misma letra Figura 10. Diferencias en las poblaciones de Pratylenchus en sorgo (Sorghum bicolor) para cada tratamiento. 57 El mayor porcentaje de eficiencia en el control de este fitonematodo lo tuvo el tratamiento con gallinaza. Su eficiencia fue de 60%. El nematicida también logró un buen control, pues en la evaluación se tuvo una eficiencia del 22%. La eficiencia del bokashi de gallinaza estuvo seguida por el bokashi de banano, los cuales fueron de 6% y 1% respectivamente. El EM y el tratamiento con desechos de banano no tuvieron ningún efecto supresor, debido a que las poblaciones resultaron superiores a las encontradas en el testigo. A simple vista, en la figura 9, se puede apreciar que el mayor efecto reductor en la población de Pratylenchus lo tuvo la gallinaza. Los desechos de banano y el EM no ejercieron ningún efecto supresor en el fitonematodo. Esos dos tratamientos presentaron las poblaciones más altas. Los resultados encontrados para el análisis de varianza y para la prueba de Duncan no son diferentes estadísticamente (Anexo 13). 5.2.2 RAÍCES 5.2.2.1 Raíces totales La cantidad de raíces totales, como se puede ver en la figura 11, resultó ser mayor en las plantas tratadas con bokashi de gallinaza. Tanto el bokashi de gallinaza y la gallinaza sin tratamiento, tuvieron el mayor efecto en la producción de raíces por las plantas de sorgo. Los porcentajes de eficiencia en la producción de raíces fueron de 262% para el bokashi de gallinaza y de 153 % para la gallinaza sin tratar. El porcentaje para el bokashi de banano estuvo lejos de estos dos. Dicho porcentaje de eficiencia fue de 75%. El nematicida y el EM tuvieron el mismo porcentaje en la producción de raíces (34%). Los desechos de banano tuvieron menos raíces (-23%) que las plantas sin tratar. 58 Esto está relacionado con el número de fitonematodos encontrados en esas plantas, el cual fue más alto entre todos los tratamientos. a 50 Peso de raíces (g) 45 40 ab 35 30 bc 25 15 bc bc 20 bc c 10 5 E. M . bo k. ga ll. bo k. ba n. ga llin az a de s. ba n. ne m at ici da te st ig o 0 Tratamientos Figura 11. Diferencias en la cantidad de raíces totales de sorgo (Sorghum bicolor) en cada tratamiento. Según el análisis estadístico no hubieron diferencias significativos entre todos los tratamientos para la variable raíces totales en el análisis de varianza, pero sí en la prueba de Duncan (Anexo 14). El bokashi de banano y el de gallinaza favorecieron el desarrollo de raíces debido a que esos materiales suplieron en alguna medida algunos elementos nutritivos para las plantas, además de mejorar la aireación del suelo. 5.2.2.2 Raíces funcionales La cantidad de raíces funcionales no se discutirá debido a que el laboratorio en donde se realizó en análisis no se tienen parámetros para definir si las raíces son funcionales o no (Anexo 4). Esto se debe a la gran cantidad y tamaño 59 (diámetro) reducido de las raíces del cultivo, lo cual dificulta determinar si las raíces están vivas o muertas. 5.2.3 PESO TOTAL De acuerdo a la figura 12, el mayor peso de las plantas lo tuvo el tratamiento con bokashi de gallinaza. 90 a 80 Peso (g) 70 b 60 50 b b b b 40 c 30 20 10 E. M . bo k. ga ll. bo k. ba n. ga llin az a de s. ba n. ne m at ici da te st ig o 0 Tratamientos Figura 12. Diferencias en el peso de las plantas de sorgo (Sorghum bicolor) para cada tratamiento. Ese tratamiento tuvo una eficiencia del 105%. Los demás tratamientos tuvieron porcentajes muy por debajo. Así, se tiene que el bokashi de banano y la gallinaza tuvieron una eficiencia del 26% y 22% respectivamente. El tratamiento con EM tuvo una baja eficiencia en la producción de biomasa por las plantas. Dicho porcentaje fue del 13%. Sin embargo, los desechos de banano y el tratamiento con nematicida tuvieron eficiencia inferior al control (-51% y –6%, respectivamente). 60 Debido a la poca biomasa radical encontrada en las plantas tratadas con desechos de banano, estas tuvieron el menor desarrollo y consecuentemente el menor peso total de las plantas. De acuerdo al análisis estadístico, sí hubieron diferencias significativas entre los diferentes tratamientos para la variable peso en el análisis de varianza y en la prueba de Duncan (Anexo 15). 5.2.4 CRECIMIENTO Como se puede ver en la figura 13, las plantas tratadas con bokashi de banano y de gallinaza fueron las que obtuvieron el mayor crecimiento. a 140 a a a 120 100 Altura (cm) a a b 80 60 40 20 E. M . bo k. ga ll. bo k. ba n. ga llin az a de s. ba n. ne m at ic id a te st ig o 0 Tratamientos Figura 13. Crecimiento de las plantas de Sorgo (Sorghum bicolor) en cada tratamiento. 61 Las plantas tratadas con nematicida, gallinaza, EM y las que no recibieron tratamiento alguno, tuvieron un crecimiento muy similar. De ese grupo, el EM ejerció el mayor efecto sobre el crecimiento de las plantas. La excepción fueron las plantas tratadas con desechos de banano. Las plantas tratadas con desechos de banano tuvieron el menor crecimiento en relación a los demás tratamientos. Al parecer, los desechos de banano inhibieron el crecimiento de las plantas, lo cual está relacionado con la cantidad de raíces encontradas en esas mismas plantas. Los porcentajes de eficiencia fueron muy similares entre ambos bokashis. El bokashi de banano fue mayor con sólo 2% de diferencia con respecto al bokashi de gallinaza, el cual estuvo por el 21% de eficiencia. El EM también tuvo un efecto favorable en el crecimiento de las plantas. Su eficiencia fue de 14%. Este estuvo seguido por el tratamiento con gallinaza, el cual fue de 7%. Mientras que el tratamiento con nematicida tuvo un porcentaje de eficiencia del 5%. Las plantas a las que se les aplicó desechos de banano, obtuvieron un desarrollo inferior (-98%) a las plantas son tratamiento. De acuerdo al análisis estadístico, las diferencias encontradas sí son significativas para el análisis de varianza y para la prueba de Duncan (Anexo 16). En el Cuadro 4 se puede ver que el mejor tratamiento en el cultivo de sorgo para la variables raíz total y peso total de la biomasa, lo tuvo el tratamiento con bokashi de gallinaza. La gallinaza sin tratar presentó el mayor porcentaje de eficiencia en cuanto a la variable Pratylenchus. Mientras que el bokashi de banano favoreció en mayor medida el crecimiento de las plantas, aunque ese valor estuvo muy cercano al encontrado en las plantas tratadas con bokashi de gallinaza. 62 Cuadro 6. Porcentajes de eficiencia de los diferentes tratamientos en cada una de las variables evaluadas en sorgo (Sorghum bicolor) Tratamiento Pratylenchus Raíz total Crecimiento Peso total -----------------------------------------%-----------------------------------------E.M. 37 34 14 13 Gallinaza -60 153 7 22 Des. Banano 40 -23 -98 -51 Bok. Banano -1 75 23 26 Nematicida -22 34 5 -6 Bok. Gallinaza -6 262 21 105 Testigo La producción de raíces y de biomasa por las plantas a las que se les aplicó bokashi de gallinaza, fue considerablemente mayor que en las plantas a las que se aplicó nematicida. Inclusive, la producción de biomasa, en las plantas tratadas con nemtaticida, fue inferior a la obtenida en las plantas que no recibieron tratamiento (testigo absoluto). El crecimiento también fue mayor en las plantas tratadas con ambos bokashis, en relación a las tratadas con nematicida. La cantidad de raíces totales en las plantas tratadas con nematicida, se iguala a la obtenida en las plantas tratadas con EM. El EM tuvo un mejor efecto que el nematicida sobre el crecimiento y producción de biomasa. 63 6 CONCLUSIONES Se comprobó el efecto supresor del bokashi y del EM sobre los fitonematodos del banano. En el cultivo de banano, contrario a lo que se esperaba, el EM por sí solo fue el mejor tratamiento en la supresión de fitonematodos de los géneros R. similis y Helicotylenchus. El bokashi de gallinaza tuvo la mayor eficiencia en el control de fitonematodos del género Meloidogyne en banano, mientras que en sorgo fue el mejor tratamiento para las variables: raíz total y peso total de la biomasa. La cantidad de raíces totales y funcionales en banano y el crecimiento en las plantas de sorgo, fue favorecida en mayor medida por el bokashi de banano. La cantidad de raíces totales y funcionales se las puede considerar como las variables de mayor importancia, ya que existe una estrecha correlación entre la cantidad de raíces funcionales - vigor y producción de las plantas. El efecto del nematicida aplicado (testigo químico) en el cultivo de banano no fue mayor a los dos tipos de bokashi utilizados, mientras que en el sorgo tuvo un mejor efecto supresor sobre el fitonematodo del género Pratylenchus. Los desechos de banano sin tratar (fruta y raquis) no presentaron efectos favorables en ninguna de las variables evaluadas para ambos cultivos. La relación entre la dinámica poblacional de fitonematodos y condiciones ambientales no se dio, debido a la poca variación en las condiciones de precipitación y temperatura del suelo durante el tiempo que se llevó a cabo el experimento. 64 7 RECOMENDACIONES La transformación de los desechos de banano (fruta y raquis) en abono orgánico fermentado tipo bokashi, es una buena alternativa para mejorar el manejo de los desechos de cosecha generados en las plantaciones de banano, ya que la aplicación de esos materiales sin tratamiento no presenta ventajas en comparación con el bokashi elaborado a partir de ellos. La gallinaza también puede ser convertida en bokashi para ser utilizada en el cultivo de banano con el fin de mejorar las condiciones del suelo para las raíces, aportar algunos elementos nutritivos para mejorar su vigor y ejercer un efecto reductor sobre las poblaciones de fitonematodos debido al incremento de la biodiversidad de organismos del suelo. La transformación de la gallinaza en bokashi es una buena alternativa para evitar problemas de contaminación debidos a su utilización sin tratamiento. El uso de bokashi de banano y gallinaza en el cultivo de banano, es una alternativa para reducir o descartar la aplicación de nematicidas, ya que se pueden obtener efectos similares sobre las poblaciones de fitonematodos. Además, con la aplicación de estos materiales, se puede obtener una mayor producción de raíces para mejorar el aprovechamiento de los nutrimentos y la condición del cultivo, haciéndolo más resistente a enfermedades como la Sigatoka negra y consecuentemente obtener mejores rendimientos. En la renovación de fincas bananeras con la siembra de sorgo, la aplicación de bokashi de gallinaza y de banano puede favorecer considerablemente la producción de biomasa por el sorgo, con lo cual se obtendría mayor cantidad de material vegetal para su incorporación al suelo. Respecto al experimento, se recomienda evaluar los materiales orgánicos y los bokashis empleados en este trabajo en un plazo mayor para comprobar el 65 comportamiento de los mismos a través del tiempo sobre las poblaciones de fitonematodos. Además, se deberían evaluar otras variables como rendimiento y otras características relacionadas al vigor de las plantas. Se recomienda evaluar bokashi elaborado a partir de diferentes materiales, con el fin de encontrar el de mayor eficiencia en la supresión de fitonematodos, que supla los elementos necesarios para mejorar el vigor del cultivo y de más bajo costo. Para relacionar mejor la temperatura del suelo y la precipitación sobre la dinámica poblacional de fitonematodos, se recomienda hacer evaluaciones en períodos más cortos (mensualmente) del número de fitonematodos en las raíces del cultivo. 66 8 LITERATURA CITADA ACUÑA, P; PEREZ, L; SANDOVAL, J; FLORES, C. 1997. Efecto de las minicomposteras sobre la producción, nutrición y fertilidad del cable 11 sur de finca San Pablo. CORBANA (C.R.) Informe anual 1998: 57-59. APNAN (Asian-Pacific Natural Agricultural http://www.agriton.nl/apnanman.html Network). 1999. ARAYA, M. 1995. Reflexiones sobre el uso de nematicidas en banano (Musa AAA). CORBANA (C.R) 20(44):67-73. ARAYA, M. 1995. Efecto depresivo de ataques de Radopholus similis en banano (Musa AAA). 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Tratamiento Fuente GL SC CM F EM Trata 2 2541786666.67 1270893333.33 54.87 4.26 24% Error 9 208440000.00 23160000.67 Total 11 2750226666 Trata 2 1228026666.67 914013333.33 Error 9 1177560000.00 130840000.00 Total 11 2405586666.67 Trata 2 1419920000.00 709960000.00 Error 9 921560000.00 102395555.56 Total 11 2341480000.00 Trata 2 1246426666.67 623213333.33 Error 9 1461559999.00 162395555.56 Total 11 2707986666.67 Trata 2 1479146666.67 739573333.33 Error 9 652640000.00 72515555.50 Total 11 2131786666.67 Trata 2 2403946666.67 1201973333.3 Error 9 311200000.00 34577777.78 Total 11 2715146666.67 Trata 2 485786666.67 242893333.33 Error 9 497200000.00 55244444.44 Total 11 982986666.67 Gallinaza Des. Banano Testigo absol. Bok. Banano Nematicida Bok. Gallinaza 76 Ft c.v. 6.99 4.26 51% 6.93 4.26 36% 3.84 4.26 48% 10.2 4.26 36% 34.8 4.26 29% 4.40 4.26 36% Anexo 2. Análisis de varianza en bloques al azar de cada evaluación para la variable Radopholus similis en banano. Tratamiento Fuente GL SC CM EM Trata 2 237626666.67 118813333.33 3.18 Error 9 336560000.00 37395555.56 Total 11 574186666.67 Trata 2 18000000.00 9000000.00 Error 9 1092440000.00 121382222.22 Total 11 1110440000.00 Trata 2 Error Gallinaza Des. Banano Testigo abs. Bok. Banano Nematicida Bok. Gallinaza F Ft c.v. 4.26 66% 0.07 4.26 94% 731840000.00 365920000.00 3.09 4.26 66% 9 1067040000.00 118560000.00 Total 11 1798880000.00 Trata 2 272960000.00 136480000.00 1.09 Error 9 1130240000.00 125582222.22 Total 11 1403200000.00 Trata 2 7386666.67 3693333.33 Error 9 661880000.00 73542222.22 Total 11 669266666.67 Trata 2 Error 4.26 80% 0.05 4.26 66% 231546666.67 115773333.33 3.62 4.26 52% 9 287960000.00 31995555.56 Total 11 519506666.67 Trata 2 18026666.67 9013333.33 Error 9 405920000.00 45102222.22 Total 11 423946666.67 77 0.20 4.26 51% Anexo 3. Análisis de varianza en bloques al azar de cada evaluación para la variable Helicotylenchus sp. en banano. Tratamiento Fuente GL SC CM F EM Trata 2 23226666.67 11613333.33 18.3 4.26 56% Error 9 5720000.00 635555.56 Total 11 28946666.67 Trata 2 16640000.00 8320000.00 Error 9 12320000.00 1368888.80 Total 11 28960000.00 Trata 2 13546666.60 6773333.33 Error 9 9920000.00 1102222.22 Total 11 23466666.60 Trata 2 826666.67 413333.33 Error 9 32399999.99 3600000.00 Total 11 33226666.66 Trata 2 7786666.60 3893333.33 Error 9 12800000.00 1422222.22 Total 11 20586666.60 Trata 2 21680000.00 10840000.00 Error 9 5560000.00 617777.78 Total 11 27240000.00 Trata 2 3440000.00 1720000.00 Error 9 28280000.00 3142222.22 Total 11 31720000.00 Gallinaza Des. Banano Testigo abs. Bok. Banano Nematicida Bok. Gallinaza 78 Ft c.v. 6.08 4.26 53% 6.15 4.26 49% 0.11 4.26 58% 2.74 4.26 53% 17.5 4.26 53% 0.55 4.26 66% Anexo 4. Análisis de varianza en bloques al azar de cada evaluación para la variable Meloidogyne sp. en banano. Tratamiento Fuente GL SC CM F EM Trata 2 16640000.00 8320000.00 0.81 4.26 188% Error 9 91880000.00 10208888.89 Total 11 108520000.00 Trata 2 2426666.67 1213333.33 Error 9 14360000.00 1595555.56 Total 11 16786666.67 Trata 2 18746666.67 9373333.33 Error 9 107600000.00 11955555.56 Total 11 126346666.67 Trata 2 11226666.67 5613333.33 Error 9 37200000.00 4133333.33 Total 11 48426666.67 Trata 2 2426666.67 1213333.33 Error 9 22480000.00 2497777.78 Total 11 24906666.67 Trata 2 746666.67 1213333.33 Error 9 6120000.00 680000.00 Total 11 6866666.67 Trata 2 2426666.67 1213333.33 Error 9 22480000.00 2497777.78 Total 11 24906666.67 Gallinaza Des. Banano Testigo abs. Bok. Banano Nematicida Bok. Gallinaza 79 Ft c.v. 0.76 4.26 165% 0.78 4.26 207% 1.36 4.26 108% 0.49 4.26 139% 0.55 4.26 146% 0.49 4.26 122% Anexo 5. Análisis de varianza en bloques al azar de cada evaluación para la variable Raíces totales en banano. Tratamiento Fuente GL SC CM F Ft EM Trata 2 11400.17 5700.08 7.07 4.26 21% Error 9 7258.50 806.50 Total 11 18658.67 Trata 2 45162.50 22581.25 49.0 4.26 13% Error 9 145.75 460.64 Total 11 45308.25 Trata 2 3167.17 1583.58 2.52 4.26 19% Error 9 5658.50 628.72 Total 11 8825.67 Trata 2 5280.17 2640.08 9.65 4.26 16% Error 9 2462.50 273.61 Total 11 7742.67 Trata 2 60303.17 30151.58 73.3 4.26 11% Error 9 3700.50 411.17 Total 11 64003.67 Trata 2 22572.67 11286.33 6.43 4.26 27% Error 9 15794.00 754.89 Total 11 38366.67 Trata 2 57233.17 28616.58 26.2 4.26 18% Error 9 9843.75 1093.75 Total 11 67076.92 Gallinaza Des. Banano Testigo abs. Bok. Banano Nematicida Bok. Gallinaza 80 c.v. Anexo 6. Análisis de varianza en bloques al azar de cada evaluación para la variable Raíces funcionales en banano. Tratamiento Fuente GL SC CM F Ft EM Trata 2 392.17 196.08 2.24 4.26 14% Error 9 789.50 87.72 Total 11 1181.67 Trata 2 728.00 364.00 11.8 4.26 8% Error 9 278.00 30.89 Total 11 1006.00 Trata 2 694.50 347.25 6.57 4.26 10% Error 9 475.75 52.86 Total 11 1170.25 Trata 2 193.17 96.58 1.65 4.26 12% Error 9 527.75 58.64 Total 11 720.92 Trata 2 1218.67 609.33 16.4 4.26 8% Error 9 334.00 37.11 Total 11 1552.67 Trata 2 880.17 440.08 9.11 4.26 10% Error 9 434.75 48.30 Total 11 1314.92 Trata 2 384.00 192.00 5.43 4.26 9% Error 9 318.00 35.33 Total 11 702.00 Gallinaza Des. Banano Testigo abs. Bok. Banano Nematicida Bok. Gallinaza 81 c.v. Anexo 7. Análisis de varianza en bloques al azar de los tratamientos para la variable fitonematodos totales en banano. Fuente G. L. S. C. C. M. F F. t. Pr > F Trata 6 1716594285.71 286099047.62 1.84 2.57 0.1405 Error 21 3273320000.00 155872380.95 Total 27 4989914285.71 c.v.= 81% Anexo 8. Análisis de varianza en bloques al azar de los tratamientos para la variable Radopholus similis en banano. Fuente G. L. S. C. C. M. F F. t. Pr > F Trata 6 1339588571.43 223264761.91 1.49 2.57 0.2310 Error 21 3154880000.00 150232380.95 Total 27 4494468571.43 c.v.= 81% Anexo 9. Análisis de varianza en bloques al azar de los tratamientos para la variable Helicotylenchus en banano. Fuente G. L. S. C. C. M. F F. t. Pr > F Trata 6 22594285.71 3765714.28 1.99 2.57 0.1130 Error 21 39760000.00 1893333.33 Total 27 62354285.71 c.v.= 93% 82 Anexo 10. Análisis de varianza en bloques al azar de los tratamientos para la variable Meloidogyne en banano. Fuente G. L. S. C. C. M. F F. t. Pr > F Trata 6 16308571.43 2718095.24 1.02 2.57 0.4378 Error 21 55800000.00 2657142.86 Total 27 72108571.43 c.v.= 156% Anexo 11. Análisis de varianza en bloques al azar de los tratamientos para la variable Raíces totales en banano. Fuente G. L. S. C. C. M. F F. t. Pr > F Trata 6 93989.00 15664.83 14.24 2.57 0.0001 Error 21 23103.00 1100.14 Total 27 117092.00 c.v. 16% Anexo 12. Análisis de varianza en bloques al azar de los tratamientos para la variable Raíces funcionales en banano. Fuente G. L. S. C. C. M. F F. t. Pr > F Trata 6 61046.43 10174.40 8.41 2.57 0.0001 Error 21 25406.25 1209.82 Total 27 86452.68 c.v. 22% 83 Anexo 13. Análisis de varianza en bloques al azar de los tratamientos para la variable Pratylenchus en sorgo. Fuente Trata Error Total c.v.= G.L. 6 21 27 78% S.C. 63944680.71 282291430.25 346236110.96 C.M. 10657446.78 13442449.06 F 0.79 F.t. 2.57 Pr>F 0.5858 Anexo 14. Análisis de varianza en bloques al azar de los tratamientos para la variable raíces totales en sorgo. Fuente Trata Error Total c.v.= G.L. 6 105 111 59% S.C. 4187.92 4060.75 8248.67 C.M. 697.99 193.37 F 3.61 F.t. 4.26 Pr>F 0.0128 Anexo 15. Análisis de varianza en bloques al azar de los tratamientos para la variable peso de las plantas en sorgo. Fuente Trata Error Total c.v.= G.L. 6 105 111 46% S.C. 37903.68 54077.50 91981.18 C.M. 6317.28 515.02 F 12.27 F.t. 2.17 Pr>F 0.0001 Anexo 16. Análisis de varianza en bloques al azar de los tratamientos para la variable altura de las plantas en sorgo. Fuente Trata Error Total c.v.= G.L. 6 105 111 29% S.C. 34008.43 125159.25 159167.68 C.M. 5668.07 1191.99 84 F 4.76 F.t. 2.17 Pr>F 0.0003 Anexo 17. Número de Radopholus similis, Helicotylenchus, Meloidogyne, raíces totales y funcionales en el muestreo previo a las aplicaciones de los tratamientos en banano. 85 Anexo 18. Número de Radopholus similis, Helicotylenchus, Meloidogyne, raíces totales y funcionales en el muestreo a las 12 semanas después de las aplicaciones de los tratamientos en banano. 86 Anexo 19. Número de Radopholus similis, Helicotylenchus, Meloidogyne, raíces totales y funcionales en el muestreo a las 23 semanas después de las aplicaciones de los tratamientos en banano. 87 Anexo 20. Número de Radopholus similis, raíces totales y funcionales en el muestreo preliminar en las plantas de sorgo. 88 Anexo 21. Número de Radopholus similis, Helicotylenchus, Meloidogyne, Pratylenchus, raíces totales y funcionales en el muestreo a las 8 semanas después de las aplicaciones de los tratamientos en sorgo. 89 Anexo 22. Datos de precipitación (mm), temperatura del aire y suelo (ºC) de los meses de evaluación MAYO Temperat. JUNIO Precip. Temperat. JULIO Precip. Temper AGOSTO Precip. Temperat. SETIEMBRE Precip. Temperat. Precip. Día Aire Suel (mm) Aire Suel (mm) o Aire Suelo (mm) Aire suelo (mm) aire Suel (mm) 1 25.4 27.3 0.0 25.2 28.2 0.3 25.6 27.7 0.1 24.9 27.7 1.0 24.9 28 0.9 2 26.3 27.3 0.0 26.0 28.2 1.3 24.5 27.7 0.0 24.2 27.6 19.5 25 28.1 0 3 26.5 27.3 0.4 26.0 28.1 0.5 25.2 27.8 0.6 24.6 27.6 1.6 26.1 28.1 0 4 25.4 27.3 0.0 25.1 28.1 0.2 23.7 27.8 4.9 25.3 27.6 2.6 25.6 28 30.1 5 25.8 27.4 0.0 24.4 28.1 0.5 24.6 27.8 1.8 25.5 27.6 7.0 26.1 28 0.1 6 26.4 27.4 0.0 25.3 28.0 0.2 25.6 27.9 0.2 26.3 27.6 2.0 27.2 28 0 7 26.3 27.4 0.0 25.6 27.9 0.8 25.5 27.9 0.0 25.9 27.7 7.2 23.9 28 18.7 8 25.9 27.4 0.0 26.4 27.9 0.2 25.9 27.9 0.0 23.9 27.7 19.4 24.2 28 26.7 9 24.8 27.5 0.0 25.4 27.9 0.4 25.7 27.9 0.0 24.4 27.7 15.2 25.3 27.9 0.2 90 10 25.6 27.5 0.0 26.4 27.9 0.6 24.8 28.0 5.1 25.8 27.7 8.5 25.1 27.9 1.2 11 25.4 27.5 0.0 25.8 27.9 0.0 24.6 27.7 67.1 24.3 27.7 3.9 25.5 27.9 0 12 25.2 27.5 0.0 25.8 27.9 0.2 24.3 27.2 19.0 24.9 27.8 9.4 25.4 28 0 13 26.3 27.5 0.0 27.0 27.9 6.2 25.3 27.5 0.0 24.4 27.8 4.0 26.8 27.9 0 14 25.9 27.5 0.0 26.2 27.9 5.9 26.9 27.5 0.1 25.4 27.8 0.1 25.1 27.8 31.3 15 27.2 27.5 0.0 26.1 27.9 0.1 25.8 27.6 0.2 24.3 27.8 13.3 25.2 27.6 28.1 16 25.7 27.5 0.4 26.0 28.0 0.0 26.1 27.7 7.8 26.3 27.8 0.1 25.4 27.9 9.2 17 25.2 27.5 0.1 25.6 28.0 0.0 24.5 27.7 18.0 26.6 27.8 0.0 27.2 28.1 31.3 18 25.8 27.5 2.5 25.6 28.1 1.8 25.5 27.7 18.2 25.1 27.8 0.3 23.9 28 0 19 25.0 27.6 2.2 25.5 28.1 7.0 25.4 27.7 1.7 25.1 27.9 9.9 20 25.1 27.6 8.1 25.4 28.2 31.6 25.2 25.2 2.6 24.5 27.9 0.5 21 26.1 27.6 6.7 25.0 28.2 33.6 23.9 23.9 19.0 24.9 27.8 74.5 22 26.1 27.6 0.0 26.1 28.2 0.9 25.2 25.2 0.0 25.2 27.7 0.1 91 23 25.7 27.6 4.5 24.9 28.2 4.6 23.2 23.2 20.0 26.1 27.7 0.0 24 25.8 27.7 0.2 26.8 28.2 0.0 24.3 24.3 0.5 26.1 27.7 5.8 25 26.0 27.8 0.0 25.5 28.2 3.5 25.6 25.6 19.6 26.0 27.7 0.0 26 26.4 27.8 0.4 24.4 28.1 18.5 25.2 25.2 26.4 26.6 27.8 0.0 27 26.7 27.9 0.1 23.9 28.2 10.5 24.9 24.9 14.0 26.5 27.8 2.0 28 27.5 28.0 0.4 24.9 28.1 12.2 25.2 25.2 14.2 26.6 27.9 0.0 29 27.1 28.0 0.0 25.5 28.0 58.2 26.4 26.4 18.9 26.6 27.9 0.0 30 25.6 28.3 0.5 25.4 27.5 0.6 24.4 24.4 17.1 26.5 28.0 0.0 31 25.3 28.2 1.1 -- 24.8 24.8 3.4 25.8 28.0 6.5 Pr. 25.9 27.6 27.0 200.4 25.1 26.6 -- -- 25.6 28.0 92 300.5 25.4 27.8 214.4 25.4 27.9 177.9