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PRODUCCIÓN IN VITRO Y TRANSFERENCIA DE EMBRIONES
EN BOVINOS
Concepción AHUKA AGUIRRE, Felipe MONTIEL PALACIOS*, Ponciano PÉREZ HERNÁNDEZ y Jaime
GALLEGOS-SÁNCHEZ
*Facultad de Medicina Veterinaria y Zootecnia, Universidad Veracruzana, Veracruz, Méx. [email protected]
La biotecnología abarca las aplicaciones tecnológicas en las que interviene la biología
reproductiva, y aquéllas que involucran la manipulación o utilización del material
genético de organismos vivos para usos específicos (FAO, 2000).
La biotecnología de la reproducción ha tenido un papel decisivo en la ganadería
bovina en los últimos 60 años (Thibier, 2005). Sus principales objetivos son aumentar
la producción, la eficiencia reproductiva y acelerar la mejora genética (Madan, 2002).
La inseminación artificial y la criopreservación de semen son las biotecnologías usadas
de manera extensiva, aunque otras como la sincronización de estros para realizar
inseminación artificial a tiempo fijo, la ovulación múltiple, la transferencia de
embriones y la producción in vitro de embriones también están disponibles, y pueden
contribuir de manera importante a mejorar la eficiencia reproductiva y las tasas de
gestación (Madan, 2005).
No obstante las ventajas que ofrecen las diferentes biotecnologías de la reproducción
disponibles y los resultados satisfactorios obtenidos principalmente en Norteamérica y
Europa, su aplicación en los sistemas de producción de pequeños productores en
países en desarrollo se ve limitada por los siguientes factores (Madan, 2003):
 la ausencia de una base de datos completa y confiable del ganado que impide la
implementación de diferentes programas de manejo;
 la falta de científicos y técnicos entrenados para desarrollar y aplicar las
tecnologías, tanto a nivel gubernamental como privado;
 la ausencia de contacto entre la industria, las universidades y las instituciones que
impide la implementación de las tecnologías nuevas en productos
comercializables;
 la incapacidad de los productores de acceder a estas tecnologías a un precio
razonable; y principalmente,
 la poca inversión en biotecnología animal.
Producción in vitro de embriones bovinos
La producción in vitro (PIV) de embriones permite acelerar el mejoramiento genético
en el ganado, producir embriones a gran escala para uso comercial o científico,
aprovechar hembras de alto valor genético con problemas de infertilidad, rescatar
material genético valioso después del sacrificio de hembras debido a control de
enfermedades, desecho u otras razones, y producir animales transgénicos (Hasler,
2003; Camargo et al., 2006; Pfeifer et al., 2008). La técnica de PIV de embriones se
desarrolló en Europa en la década de 1990; actualmente ha adquirido gran
importancia en Japón y en Brasil, en donde se produce casi la mitad de los embriones
transferidos PIV a nivel mundial (Thibier, 2005).
La PIV permite aprovechar gran número de los ovocitos inmaduros de hembras
bovinas, tanto los contenidos en los ovarios de hembras vivas que de otra forma
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sufrirían atresia, como los recuperados de ovarios obtenidos en rastros, para obtener
embriones (Hasler, 1998; Herradón et al., 2007).
Los primeros trabajos sobre PIV de embriones sólo incluían el paso de la fertilización
llevada a cabo in vitro. Ésta se realizaba usando ovocitos maduros recuperados por
medio de laparotomía o laparoscopía de hembras sometidas a tratamiento para
inducir ovulación múltiple (Greve et al., 1984; Lambert et al., 1986), y
espermatozoides capacitados en el oviducto o útero de vacas en estro o en el útero de
conejas (Hanada y Nagase, 1981). Posteriormente se utilizaron ovocitos madurados in
vitro, y espermatozoides capacitados in vitro (Goto et al., 1989). El nacimiento del
primer becerro vivo en el mundo resultado de fertilización in vitro ocurrió en 1981
(Brackett et al., 1982), y a partir de 1990 se reportaron nacimientos regulares de
becerros PIV (Gordon y Lu, 1990).
Inicialmente, los medios de cultivo eran muy complejos y suplementados con suero.
Posteriormente se generaron medios más definidos que permitieron estudiar cada
componente en función del efecto que genera sobre el desarrollo embrionario, su
sobrevivencia a la descongelación, la tasa de gestación post-transferencia y el
porcentaje de crías viables (Mucci et al., 2006).
Las mejoras en los sistemas de cultivo permitieron realizar in vitro los demás pasos de
la secuencia de producción de embriones de manera exitosa: la maduración de
ovocitos colectados in vivo, la fertilización, y el cultivo de cigotos y embriones hasta
la etapa de mórula o blastocisto, que es la etapa apta para la transferencia del
embrión (Gordon y Lu, 1990; Thibier, 2005).
El proceso de PIV de embriones se divide en diferentes etapas cronológicas:
a) colección y selección de ovocitos,
b) maduración in vitro de ovocitos,
c) fertilización in vitro de ovocitos maduros, y
d) cultivo in vitro de embriones hasta la etapa de blastocisto.
Estos pasos comprenden una compleja serie de procesos fisiológicos, muchos aún
desconocidos, que condicionan cada uno el éxito o el fracaso del siguiente (Mucci et
al., 2006; Herradón et al., 2007).
Colección y selección de ovocitos
Los ovocitos bovinos se obtienen de dos maneras: la primera es a partir de ovarios de
hembras sacrificadas en rastro, a los que se les aspiran los folículos con diámetro de 3 a
6 mm. La segunda es a partir de hembras vivas mediante la aspiración transvaginal
guiada por ultrasonido (OPU) de los folículos ováricos (Madan, 2005; Herradón et
al., 2007). La mayor parte de los ovocitos obtenidos tras la aspiración folicular sufre
atresia. Por ello es necesario evaluar su calidad antes de usarlos para maduración in
vitro, pues sólo algunos tienen la capacidad de ser fecundados y soportar el desarrollo
embrionario (Herradón et al., 2007).
La selección del ovocito se basa en su diámetro, el aspecto de su citoplasma y las
células del cúmulo que lo rodean. El diámetro del ovocito condiciona su capacidad
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para madurar (Fair et al., 1995). Un diámetro inferior a 110 μm indica que está en fase
de crecimiento y no ha adquirido la capacidad para madurar (Herradón et al., 2007).
Por otro lado, los ovocitos con citoplasma oscuro muestran acumulación de lípidos y
tienen buen potencial para el desarrollo, contrario a los que tienen el citoplasma
pálido. Cuando el citoplasma es negro los ovocitos están viejos y tienen muy bajo
potencial para el desarrollo (Nagano et al., 1999, 2006). Por su parte, los ovocitos
rodeados por un cúmulo compacto formado por varias capas de células tienen
mayores porcentajes de maduración, fecundación y desarrollo hasta blastocistos, que
los que carecen de cúmulo o están rodeados solamente por la corona radiada
(Momozawa y Fukuda, 1995).
La adecuada selección de los ovocitos para su maduración in vitro es crucial para el
éxito de la fertilización in vitro y el desarrollo embrionario subsecuente (De los Reyes
et al., 1999). De las características morfológicas del ovocito a madurar dependerá que
reinicie la meiosis y la maduración citoplasmática (Wassarman, 1994).
Maduración de ovocitos
La maduración in vivo del ovocito empieza 20 h después del pico preovulatorio de
gonadotropinas (Hyttel et al., 1997), que da inicio a una serie de procesos bioquímicos
en la célula que llevan a cambios morfológicos y funcionales (Downs, 1993). Durante
la maduración el ovocito reinicia la meiosis detenida en la etapa de dictiateno de la
primera profase meiótica, para alcanzar el estado de metafase de la segunda división
meiótica o metafase II, estado en el que es ovulado (Wassarman, 1994). Cuando los
ovocitos son removidos del folículo experimentan maduración espontánea, por lo que
la maduración in vitro implica no sólo el reinicio de la meiosis, sino que el ovocito
adquiera competencia para ser fecundado y para desarrollarse (De los Reyes et al.,
1999).
La maduración in vitro constituye una etapa decisiva en el proceso de PIV de
embriones. Cuando la maduración se produce en condiciones desfavorables se
bloquean la meiosis y la fecundación, pero cuando sólo presenta pequeñas fallas sus
efectos se manifiestan hasta la división, la formación del blastocisto o después de la
implantación (Herradón et al., 2007). El cultivo de ovocitos y de embriones en
condiciones inapropiadas induce cambios en el genoma embrionario (Niemann y
Wrenzycki, 2000) y en la expresión génica (Rinaudo y Schultz, 2004).
Los ovocitos bovinos madurados in vitro o in vivo tienen similares tasas de
maduración (Greve et al., 1987; Thibault et al., 1987). Aproximadamente 90% de los
ovocitos inmaduros madurados in vitro alcanzan la etapa de metafase II y expulsan el
primer cuerpo polar 16 a 24 h después de iniciada la maduración. De éstos,
aproximadamente 80% es fertilizado y comienza a dividirse, al menos hasta la etapa
de 2 a 4 células (Farin et al., 2001; Mucci et al., 2006). Sin embargo, la competencia
para el desarrollo es menor en ovocitos madurados in vitro que in vivo (Sirard y
Blondin, 1996; Dieleman et al., 2002). Esto puede deberse a la menor competencia
para el desarrollo de ovocitos colectados de folículos pequeños (2 a 6 mm de
diámetro) (Blondin y Sirard, 1995), o al desconocimiento de las condiciones de
maduración y fertilización in vitro apropiadas para el desarrollo del embrión (De los
Reyes et al., 1999; Pfeifer et al., 2008).
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Fertilización de ovocitos y cultivo embrionario
La fertilización se realiza una vez que los ovocitos han sido madurados. Los ovocitos
maduros se incuban junto con espermatozoides capacitados in vitro (Yanagimachi,
1994). Una vez que los ovocitos han sido fertilizados se procede al cultivo
embrionario. Aunque usualmente se han utilizado medios adicionados con suero, se
ha demostrado que el suero aumenta el riesgo de introducir patógenos al medio y es
uno de los principales factores responsables de la presentación del síndrome de exceso
de volumen fetal y de la baja resistencia a la criopreservación de los embriones
obtenidos (Farin et al., 2001). Por esta razón se ha buscado substituir el suero en el
medio de cultivo por macromoléculas sintéticas, al igual que obtener un medio que
semeje a las condiciones naturales dentro del oviducto materno (Herradón et al.,
2007). También se han desarrollado medios de cultivo secuenciales, para satisfacer las
necesidades nutricionales de los embriones en sus distintas etapas de desarrollo (Lane
et al., 2003; Nedambale et al., 2006).
Las diferencias en el desarrollo entre ovocitos madurados in vitro e in vivo se expresan
en la etapa de mórula-blastocisto, 4 a 5 días posteriores a la fertilización (Blondin et
al., 1996; Hyttel et al., 1997). Mientras que alrededor de 85% de los ovocitos
madurados y fertilizados in vivo desarrollan a embriones capaces de establecer una
gestación, sólo un tercio de los madurados in vitro desarrollan a la etapa de mórulablastocisto, sin importar si son fertilizados in vivo o in vitro (Leibfried-Rutledge et al.,
1987; Dominko y First, 1997). Las tasas de producción de blastocistos luego del cultivo
in vitro por 6 a 7 días son del 25% al 40% (Farin et al., 2001; Mucci et al., 2006). El
cultivo embrionario es el paso más largo dentro del proceso de PIV, presenta el mayor
porcentaje de pérdidas (Mucci et al., 2006), y define en gran medida la calidad de los
embriones (Enright et al., 2000; Rizos et al., 2002b; Lonergan et al., 2003).
A pesar del progreso logrado en los últimos años en la técnica de PIV, el porcentaje de
ovocitos capaces de transformarse en embriones transferibles se ha mantenido entre
30% y 40% (Herradón et al., 2007).
Clasificación de los embriones
Durante su desarrollo, el embrión pasa por cinco etapas (Lehn-Jensen, 1986):
1) Mórula: una masa de células en cuya superficie se distinguen los blastómeros
individuales.
2) Mórula compacta: los blastómeros individuales no se distinguen en la superficie
del embrión.
3) Blastocisto joven: es visible una cavidad llena de fluido (blastocele), y se
empieza a formar la masa interna de células.
4) Blastocisto: el embrión ocupa la mayor parte del espacio dentro de la zona
pelúcida, la masa interna de células se diferencia más, pero el diámetro total del
embrión no cambia, incluyendo la zona pelúcida.
5) Blastocisto expandido: el diámetro del embrión aumenta y el grosor de la zona
pelúcida se reduce a aproximadamente 1/3 del grosor original.
De acuerdo con su calidad, el embrión se clasifica en cuatro grados (Stringfellow y
Seidel, 1998):
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1) Excelente o bueno: la masa embrionaria es simétrica y esférica, con blastómeros
individuales (células) uniformes en tamaño, color y densidad. Este embrión es
consistente con su etapa de desarrollo esperada. Las irregularidades son
relativamente menores, y al menos 85% del material celular es una masa
embrionaria intacta y viable. La zona pelúcida es lisa y sin superficies cóncavas
o planas que puedan causar que el embrión se adhiera a la caja de Petri o a la
pajilla.
2) Aceptable: con irregularidades moderadas en la forma general de la masa
embrionaria o en el tamaño, color y densidad de las células individuales. Al
menos 50% del material celular es una masa embrionaria intacta y viable.
3) Pobre: irregularidades mayores en la forma de la masa embrionaria o en el
tamaño, color y densidad de las células individuales. Al menos 25% del
material celular es una masa embrionaria intacta y viable.
4) Muerto o en degeneración: los embriones se encuentran en degeneración, los
ovocitos o embriones son de una célula y no son viables.
Diferencias entre embriones producidos in vitro e in vivo
Los embriones producidos in vitro son de menor calidad que los obtenidos in vivo y
presentan diferencias con respecto a estos últimos (Holm y Callesen, 1998; Herradón
et al., 2007). Estas diferencias son:
a) Morfológicas: embriones más oscuros y de menor densidad por su mayor
contenido de lípidos en el citoplasma (Massip et al., 1995); menor número de
blastómeros, sobre todo a nivel de la masa celular interna (Rizos et al.,
2002a); zona pelúcida más frágil (Duby et al., 1997); reducción del espacio
perivitelino y mayor velocidad de desarrollo (Thompson et al., 1998).
b) Cromosómicas: una elevada proporción de los embriones presentan
mixoploidia: células normales y células poliploides (Viuff et al., 2002).
c) Funcionales: alteraciones en la comunicación intercelular, con expresión
anormal de las proteínas que forman las uniones gap (Boni et al., 1999).
d) Metabólicas: mayor contenido en lípidos, mayor concentración de
triglicéridos y menor de otros lípidos (Khurana y Niemann, 2000).
e) Alteraciones en la expresión génica (Lonergan et al., 2006).
f) Mayor incidencia de apoptosis (Pomar et al., 2005).
Todo ello determina una reducción en su potencial de desarrollo pre- y postimplantación, ocasionando bajos porcentajes de gestación (30% a 40%), y escasa
resistencia a la criopreservación (Camargo et al., 2006; Herradón et al., 2007).
Los embriones PIV presentan un incremento de la mortalidad embrionaria, abortos,
problemas gestacionales como hidroalantoides y alargamiento de la gestación.
Además, se ha reportado el nacimiento de crías muy grandes, con anomalías
estructurales y funcionales, que disminuyen su vigor al nacimiento y provocan mayor
mortalidad peri-natal (Camargo et al., 2006; Herradón et al., 2007). Algunos estudios
indican que más del 30% de los becerros derivados de embriones PIV presentan peso
superior a los 50 kg al nacimiento, sin importar su raza (Kruip y den Daas, 1997), lo
que resulta en un incremento del porcentaje de distocias por exceso de volumen fetal
(Herradón et al., 2007).
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Desventajas y ventajas de la PIV de embriones bovinos
La variabilidad en la tasa de gestación obtenida después de la transferencia de
embriones PIV, junto con la elevada inversión necesaria para equipar el laboratorio de
FIV, resulta en un alto costo final de operación. Otro factor importante que limita la
PIV de embriones es el relacionado con la criopreservación, ya que las tasas de
gestación de embriones PIV congelados son menores que las de aquéllos transferidos
en fresco. Se ha demostrado que es posible obtener tasas de gestación del 50% para
embriones PIV congelados, pero sólo bajo condiciones óptimas y bien controladas, lo
que no siempre es posible en hatos comerciales (Thibier, 2005).
No obstante, a pesar de sus desventajas, la PIV de embriones tiene un importante
potencial para el futuro dentro del campo de la biotecnología, debido a su
flexibilidad, a su bajo costo cuando se cuenta con el laboratorio equipado, y a su
seguridad sanitaria cuando se usan las condiciones correctas. La PIV de embriones
puede contribuir a que los productores alcancen sus objetivos de producción animal
sostenible. En la actualidad, los embriones bovinos PIV representan aproximadamente
el 15% del total de los producidos a nivel mundial (Mapletoft y Hasler, 2005; Thibier,
2005). En Brasil, más del 40% de los embriones bovinos transferidos en 2004 fueron
embriones PIV (Camargo et al., 2006).
Transferencia de embriones
La transferencia de embriones (TE) es una biotecnología reproductiva que ha sido
usada exitosamente para la rápida multiplicación de poblaciones élite de ganado con
el fin de facilitar el mejoramiento genético. Su finalidad es aumentar las tasas
reproductivas de hembras valiosas, al igual que la inseminación artificial lo hace con
los machos, ya que permite obtener mayor número de crías del que se obtendría de
manera natural de una hembra; es decir, obtener en promedio 10 a 15 crías por
hembra por año. Dado que el bovino presenta bajas tasas reproductivas y largos
intervalos generacionales, la TE es particularmente útil en esta especie (Seidel y Seidel,
1991; Mapletoft y Hasler, 2005).
La TE comprende el proceso de remover uno o más embriones del tracto
reproductivo de una hembra donadora y transferirlos a una o más hembras
receptoras. En la actualidad, la transferencia del embrión representa un paso en una
serie de procesos que incluyen la ovulación múltiple e inseminación de las donadoras,
la colección de embriones, la producción de embriones in vitro (PIV), y la evaluación,
congelación y transferencia de embriones (Hasler, 2004).
En los últimos 30 años, la transferencia de embriones bovinos a nivel comercial se ha
convertido en un importante negocio internacional; a nivel mundial, más de 500,000
embriones son producidos y transferidos anualmente (Hasler, 2003). La TE se ha
convertido en la vía principal para movilizar material genético alrededor del mundo
(Mapletoft y Hasler, 2005).
La primera transferencia exitosa de embriones bovinos se reportó en 1949 (Umbaugh,
1949) y el nacimiento del primer becerro producto de TE ocurrió en 1951 (Willet et
al., 1951). La industria de TE en bovinos surgió en Norteamérica a principios de la
década de 1970 (Betteridge, 2003), y su gran demanda propició su rápido desarrollo,
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con lo que se lograron mejoras importantes y se redujo su costo (Seidel y Seidel, 1991).
Así, la TE se desarrolló hasta convertirse en una herramienta de mejoramiento
genético utilizada a nivel comercial (Hasler, 2006).
El total de embriones bovinos transferidos a nivel mundial en el año 2002 fue de
538,312, de los cuales 52% fueron transferidos post-descongelación y 15% fueron
PIV. Norteamérica ha sido el centro de la actividad mundial de la TE comercial, con
más de 42,000 vacas donadoras sometidas a ovulación múltiple, y más de 190,000
embriones transferidos anualmente (35% de todas las TE en el mundo); sin embargo
este país ha reducido esta actividad. Por el contrario, en Sudamérica la TE comercial se
está expandiendo, con el 22% del total de transferencias embrionarias realizadas a
nivel mundial en el año 2002, mientras que en Europa y Asia se realizaron 17% en
cada uno (Thibier, 2003).
A pesar de que en los últimos 20 años no ha aumentado el número de embriones
producidos por donadora sometida a ovulación múltiple, el mayor conocimiento de
la dinámica folicular (Adams, 1994; Bo et al., 1995) y el desarrollo de métodos para
sincronizar la emergencia de la oleada folicular (Bo et al., 1995, 2002), han resultado
en la producción de más embriones por unidad de tiempo, ya que las donadoras son
sometidas a ovulación múltiple con más frecuencia que antes, y se producen más
embriones por año. Esto también ha permitido eliminar la detección de estros en las
hembras utilizadas como receptoras, lo que ha facilitado el manejo de los programas
comerciales de TE (Bo et al., 2002).
En 1974 fue fundada la Sociedad Internacional de Transferencia de Embriones
(International Embryo Transfer Society, IETS), que tiene como propósito diseminar
información básica y aplicada sobre la TE, y establecer estándares para la realización
de esta técnica a nivel comercial que aseguren confianza en su uso y manejo de
embriones a nivel mundial (Mapletoft y Hasler, 2005).
Existen dos formas de producir embriones para transferencia: una es la PIV, ya sea
utilizando ovarios obtenidos en rastros o mediante aspiración intravaginal de ovocitos
guiada por ultrasonido realizada en hembras vivas, y la otra es la inducción de
ovulación múltiple en hembras donadoras seguida por inseminación artificial y lavado
uterino para la recolectar de embriones.
Selección de donadoras para ovulación múltiple
Aunque no hay manera de saber la respuesta que una donadora tendrá al tratamiento
de ovulación múltiple o cuántos embriones viables producirá, sí se pueden mejorar las
posibilidades de lograr una recolección exitosa. Para esto se prefiere utilizar hembras
con 60 a 90 días posparto, buen historial reproductivo, buen plano nutricional,
condición corporal moderada, de alto mérito genético y libres de defectos genéticos.
El promedio de embriones obtenidos por donadora son seis a ocho, pero pueden
obtenerse más o ningún embrión (Callesen et al., 1996).
El semen utilizado para la inseminación de las donadoras debe provenir de toros
probados, de alto valor genético (Gordon, 2003).
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Selección de receptoras
Las receptoras deben ser seleccionadas por su desempeño reproductivo, facilidad al
parto, y buen instinto materno. Deben estar ciclando, con al menos 60 días posparto,
buen plano nutricional y buena disposición de la ubre. Se prefieren hembras cruzadas
a las de raza pura, por la mayor fecundidad de las primeras, y hembras de tamaño
mediano a grande, ya que esto favorece el que puedan parir sin dificultad crías de la
raza transferida (Callesen et al, 1996; Leyva et al., 1999).
Recolección no quirúrgica de embriones en donadoras inducidas a ovulación múltiple
La recolección no quirúrgica de embriones, conocida como lavado, se adoptó a
mediados de la década de 1980. Mediante esta técnica, los embriones se recolectan
seis a ocho días después del inicio del estro. El primer paso para su recolección es la
palpación de los ovarios de la donadora vía rectal para estimar el número de cuerpos
lúteos presentes, seguida de la aplicación de anestesia epidural. Se utilizan catéteres
Foley calibre 18 a 24 con un globo inflable, así como uno a dos litros de fluido de
recolección introducido por gravedad. El lavado puede hacerse en el cuerpo o en los
cuernos uterinos, los cuales son llenados con fluido de cuatro a seis veces. El fluido se
recolecta en un filtro y se vacía en una caja de Petri para recuperar los embriones
usando un estereomicroscopio. Los embriones son transferidos a medio fresco para ser
lavados, evaluados y preparados para su transferencia o criopreservación (Seidel y
Seidel, 1991; Hasler, 2004). La evaluación de los embriones se basa en su etapa de
desarrollo y calidad, según los estándares indicados por la IETS (Stringfellow y Seidel,
1998; Hasler, 2001).
Transferencia no quirúrgica de embriones
La primera TE no quirúrgica exitosa se hizo en 1964 (Mutter et al., 1964). A inicios de
la década de 1980 se desarrollaron y adoptaron técnicas no quirúrgicas (Rowe et al.,
1980; Wright, 1981), permitiendo realizarla directamente en los ranchos. La TE se
volvió especialmente atractiva para los productores de ganado lechero, por lo que el
número de embriones transferidos aumentó de manera significativa a partir de 1980
(Mapletoft y Hasler, 2005). En la actualidad es la técnica más usada en bovinos.
Para realizar la TE, primero se palpan los ovarios de la receptora vía rectal para
seleccionar el que tiene el cuerpo lúteo y se aplica anestesia epidural. Se carga la pajilla
con el embrión en la pistola de transferencia, y ésta se inserta vía vaginal
manipulándola a lo largo del cérvix, hasta llegar al cuerno uterino ipsilateral al cuerpo
lúteo. El embrión se deposita en la bifurcación de los cuernos uterinos (Seidel y Seidel,
1991).
Las tasas de gestación con la TE promedian 70%, pero cuando se transfieren
embriones frescos de alta calidad en receptoras adecuadas la tasa de gestación puede
aumentar hasta casi 80%. Sin considerar la habilidad de quien realiza la transferencia,
los factores que más influyen en la tasa de gestación son la calidad del embrión y la
idoneidad de la receptora. Las tasas de gestación son similares cuando se usan como
receptoras vacas y novillonas productoras de carne de razas Bos taurus y novillonas
lecheras, con tasas más bajas cuando las receptoras son vacas lecheras (Hasler, 1998,
2001).
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Sincronía de la donadora y receptora
La etapa del ciclo estral de la receptora debe corresponder con la de la donadora o
con la etapa fisiológica de desarrollo del embrión. para el caso de los embriones PIV
(Seidel y Seidel, 1991). Las tasas de gestación son bajas cuando existe asincronía entre
la donadora y la receptora (Seidel, 1981, Hasler et al., 1987; Hasler, 2004). La
asincronía de ± 24 h aparentemente no reduce las tasas de gestación con embriones
de buena calidad; sin embargo, los embriones de menor calidad toleran menos esta
asincronía (Hasler et al., 1987; Hasler, 1998).
Criopreservación de embriones
La criopreservación de embriones es indispensable para los programas de producción y
TE en bovinos, ya que evita el tener que contar de manera inmediata con receptoras.
Inicialmente se utilizaba glicerol como crioprotector y se requería de un microscopio,
de medios específicos para descongelar y de personal capacitado para hacer la
descongelación. Al usar etilen glicol como crioprotector en lugar del glicerol, se hizo
posible la transferencia de embriones directamente de la pajilla (Voelkel y Hu, 1992;
Hasler et al., 1997), sin necesidad de usar microscopio ni medios de descongelación.
Cuando se usa etilen glicol, se descongela la pajilla con el embrión en baño maría, y su
contenido se deposita directamente en el útero de la receptora, sin que se produzca
estrés osmótico al embrión por el crioprotector (Mapletoft y Hasler, 2005).
Las tasas de gestación son similares para embriones congelados con glicerol o etilen
glicol, por lo que este último es el que se usa predominantemente en la TE comercial.
Las tasas de gestación resultantes de la transferencia de embriones congeladosdescongelados son aproximadamente 10% menores que las de embriones frescos de
igual calidad (Hasler, 1998, 2004; Leibo y Mapletoft, 1998). Para embriones PIV, la
tasa de sobrevivencia post-descongelado es similar para los congelados con etilen
glicol o con glicerol (Voelkel y Hu, 1992; Hasler et al., 1997). Durante el año 2002,
más de la mitad de los embriones colectados en Norteamérica fueron congelados, la
mayoría con etilen glicol para transferencia directa (Thibier, 2003).
Bioseguridad
Siempre y cuando hayan sido correctamente manejados en el proceso de colección y
transferencia, los embriones bovinos producidos in vivo no transmiten enfermedades
infecciosas (virales y bacterianas), lo que posibilita su exportación de manera segura
(Stringfellow y Seidel, 1998). El manejo correcto incluye asegurarse de que el embrión
tenga la zona pelúcida intacta libre de partículas adheridas, y someterlo a varios
lavados (Mapletoft y Hasler, 2005). Se ha sugerido que la TE puede usarse para salvar
material genético en el caso de un brote de alguna enfermedad (Wrathall et al.,
2004), lo que podría resultar una alternativa útil para lograr hatos libres de
enfermedades (Mapletoft y Hasler, 2005).
Sin embargo, el caso es diferente para embriones PIV (Marquant-Leguienne et al.,
2000). La estructura de la zona pelúcida de estos embriones difiere de los producidos
in vivo; se ha demostrado que es más probable que ciertos patógenos permanezcan en
embriones PIV después del lavado que en embriones producidos in vivo (Stringfellow
y Givens, 2000). Esta es un situación potencialmente seria para el comercio
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internacional de embriones PIV, especialmente si los ovocitos son colectados de
ovarios derivados de rastros (Marquant-Leguienne et al., 2000).
Ventajas de la TE
Las principales ventajas del uso de la TE son (Mapletoft y Hasler, 2005):
 Menor costo de transportación de embriones comparado con el de animales
vivos.
 Menor riesgo de transmisión de enfermedades.
 Reducción de costos por cuarentenas.
 Mayor capacidad de selección de animales de una base genética amplia.
 Mayor capacidad de conservación de genes de los animales seleccionados en
el país que realiza la exportación.
 Mayor capacidad de adaptación de los animales producidos, particularmente
importante en ambientes tropicales y subtropicales, donde el becerro
resultante tiene la oportunidad de adaptarse estando en el útero y después al
amamantarse de una vaca receptora nativa del área.
Desventajas de la TE
A pesar de los beneficios potenciales de la TE, aún no se ha logrado diseminar su uso a
nivel mundial. En países desarrollados, el costo que implica el aplicar esta técnica es
alto. En países en desarrollo, además del costo, limita su uso la falta de instalaciones,
infraestructura adecuadas, y personal capacitado y con experiencia para utilizar
esquemas de ovulación múltiple y TE o para realizar la transferencia de embriones
PIV. Además, la importación del equipo y material requerido aumenta su costo (Rege,
1996; Barros y Nogueira, 2001).
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