Download EFECTO DEL AGENTE CAUSAL DE LA MARCHITEZ VASCULAR

EFECTO DEL AGENTE CAUSAL DE LA MARCHITEZ VASCULAR DE LA
UCHUVA (Physalis peruviana L.) EL HONGO Fusarium oxysporum
SCHLECHT, SOBRE ALGUNAS SOLANÁCEAS Y OTRAS ESPECIES
CULTIVADAS AFECTADAS POR FORMAS ESPECIALES DEL
MICROORGANISMO
HERNANDO ESTUPIÑÁN RODRÍGUEZ
JULIANA ANDREA OSSA CANENCIO
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA
FACULTAD DE CIENCIAS
CARRERA DE MICROBIOLOGÍA AGRÍCOLA Y VETERINARIA
Bogotá, D.C
Febrero, 07 de 2007
EFECTO DEL AGENTE CAUSAL DE LA MARCHITEZ VASCULAR DE LA
UCHUVA (Physalis peruviana L.) EL HONGO Fusarium oxysporum
SCHLECHT, SOBRE ALGUNAS SOLANÁCEAS Y OTRAS ESPECIES
CULTIVADAS AFECTADAS POR FORMAS ESPECIALES DEL
MICROORGANISMO
HERNANDO ESTUPIÑÁN RODRÍGUEZ
JULIANA ANDREA OSSA CANENCIO
TRABAJO DE GRADO
Presentado como requisito parcial para optar al título de
MICROBIÓLOGO AGRÍCOLA Y VETERINARIO
Director: Maria Clemencia Forero La-Rotta
Ing. Agr. M. Sc.
PONTIFICIA UNIVERSIDAD JAVERIANA
FACULTAD DE CIENCIAS
CARRERA DE MICROBIOLOGÍA AGRÍCOLA Y VETERINARIA
Bogotá, D.C
Febrero, 07 de 2007
2
EFECTO DEL AGENTE CAUSAL DE LA MARCHITEZ VASCULAR DE LA
UCHUVA (Physalis peruviana L.) EL HONGO Fusarium oxysporum
SCHLECHT, SOBRE ALGUNAS SOLANÁCEAS Y OTRAS ESPECIES
CULTIVADAS AFECTADAS POR FORMAS ESPECIALES DEL
MICROORGANISMO
HERNANDO ESTUPIÑÁN RODRÍGUEZ
JULIANA ANDREA OSSA CANENCIO
APROBADO
Maria Clemencia Forero La-Rotta
Ing. Agr. M. Sc.
DIRECTOR
________________________
Luís David Gómez Méndez
JURADO
_______________________
Gerardo Moreno
JURADO
3
EFECTO DEL AGENTE CAUSAL DE LA MARCHITEZ VASCULAR DE LA
UCHUVA (Physalis peruviana L.) EL HONGO Fusarium oxysporum
SCHLECHT, SOBRE ALGUNAS SOLANÁCEAS Y OTRAS ESPECIES
CULTIVADAS AFECTADAS POR FORMAS ESPECIALES DEL
MICROORGANISMO
HERNANDO ESTUPIÑÁN RODRÍGUEZ
JULIANA ANDREA OSSA CANENCIO
APROBADO
________________________
Ángela Umaña
Decana Académica
Facultad de Ciencias
________________________
Luís David Gómez Méndez
Director de Carrera Microbiología
Facultad de Ciencias
4
“La Universidad no se hace responsable por los conceptos emitidos por
sus alumnos en sus trabajos de tesis. Solo velará por que no se publique
nada contrario al dogma y a la moral católica y por que las tesis no
contengan ataques personales contra persona alguna, antes bien se vea
en ellas el anhelo de buscar la verdad y la justicia”.
(Artículo 23 de la Resolución N° 13 de Julio de 1946)
5
DEDICATORIA
A Dios por la vida,
Con especial amor a mis Abuelos y mi Mami por cada
momento que han dedicado y por toda su entrega.
Juliana.
A Dios por permitirme llegar
hasta acá, y especialmente a mi Madre a quien
debo todo, por su esfuerzo y dedicación.
Hernando.
AGRADECIMIENTOS
Los autores del presente trabajo, manifiestan sinceros agradecimientos a:
La
Pontificia
Universidad
Javeriana,
por
permitirnos
adquirir
conocimientos adecuados a lo largo de nuestra carrera y tener bases
sólidas que nos brindaron las herramientas necesarias para culminar
nuestro gran propósito.
La Universidad Nacional de Colombia, por su entera colaboración a lo
largo de la investigación.
Dra. Maria Clemencia Forero La-Rotta, Directora del trabajo, quien con su
generoso aporte de buena voluntad, conocimiento y dedicación contribuyo
en la culminación exitosa de este gran proyecto
Dr. Ricardo Tascón Director del área de Biología Molecular, Carval de
Colombia, Laboratorio Animed; por sus aportes, por sus valiosas
orientaciones, por su dedicación y apoyo incondicional.
A Pablo Andrés, Camilo Andrés, Juan Camilo, Jéferson, Jaime y
Guillermo asiduos colaboradores durante la realización de este trabajo.
A nuestros padres, abuelos, hermanos, familiares y a cada una de las
personas que hicieron posible la realización del presente trabajo; muchas
gracias por contribuir en nuestra superación profesional y realización de
sueños.
Febrero, 07 de 2007
7
TABLA DE CONTENIDO
Págs.
0. INTRODUCCIÓN…………………………………………………………..18
1. MARCO TEORICO……………………………………………………….. 20
1.1 FAMILIA DE LAS SOLANACEAS…………………………………..20
1.1.1 GENERALIDADES DE LA UCHUVA…………………………….20
1.1.2 ASPECTOS ECONÓMICOS DEL MERCADO………………….22
1.2 ENFERMEDAD: MARCHITEZ VASCULAR DE LA UCHUVA….24
1.3 GENERALIDADES DEL PATÓGENO……………………………...27
1.3.1 ECOLOGÍA Y EVOLUCIÓN DE F. oxysporum………………...28
1.3.2 FORMAS ESPECIALES DE F. oxysporum…………………….32
2. FORMULACIÓN DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACIÓN……………..36
3. OBJETIVOS………………………………………………………………....38
3.1 OBJETIVO GENERAL ……………………………………………….38
3.2 OBJETIVOS ESPECIFICOS…………………………………………38
4. MATERIALES Y MÉTODOS……………………………………………..39
4.1 DISEÑO DE LA INVESTIGACIÓN…………………………………..39
4.2 POBLACIÓN DE ESTUDIO Y MUESTRA………………………….39
4.2.1VARIABLES DE ESTUDIO………………………………………...40
4.3 MÉTODOS……………………………………………………………...40
4.3.1OBTENCIÓN MATERIAL VEGETAL ENFERMO……………….40
4.3.2AISLAMIENTO DEL PATÓGENO………………………………...40
4.3.3 OBTENCIÓN DE LAS FORMAS ESPECIALES DEL
MICROORGANISMO……………………………………………………...41
4.3.4IDENTIFICACION DEL PATÓGENO…………………………......41
4.3.5 PREPARACIÓN Y PRODUCCIÓN DEL INÓCULO…………....42
4.3.5.1 INCREMENTO INÓCULO POR AGITACIÓN…………………42
4.3.5.2 PREPARACIÓN DEL MEDIO DE CULTIVO…………………..42
4.3.5.3 INCREMENTO INÓCULO POR SIEMBRA DIRECTA……….43
8
4.3.5.4 CUANTIFICACIÓN NÓCULO…………………………………...43
4.3.6 PREPARACIÓN DEL SUSTRATO PARA LA SIEMBRA DEL
MATERIAL VEGETAL…………………………………………………….43
4.3.6.1 CONTROL TRATAMIENTO DEL SUELO……………………..44
4.3.7 OBTENCIÓN DE LAS ESPECIES VEGETALES……………….44
4.3.8PRUEBAS DE PATOGENICIDAD………………………………...46
4.3.9 REAISLAMIENTO DEL HONGO A PARTIR DE MATERIAL
VEGETAL INÓCULADO………………………………………………….47
4.4 EVALUACIONES……………………………………………………48
4.4.1 MEDICIÓN DE LA SEVERIDAD DE LA ENFERMEDAD…….48
4.4.2 MEDICIÓN DE LA DECOLORACIÓN VASCULAR…………...49
4.4.3 AVANCE DEL PATÓGENO EN EL TALLO……………………49
4.5 RECOLECCIÓN DE LA INFORMACIÓN…………………………...50
5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN………………………………………......51
5.1 AISLAMIENTO DEL PATÓGENO…………………………………..51
5.2 PREPARACIÓN DEL INÓCULO……………………………………53
5.3 CONTROL TRATAMIENTO DEL SUELO………………………….54
5.4 ENFERMEDAD………………………………………………………..54
5.5 REAISLAMIENTO DEL HONGO A PARTIR DE MATERIAL
VEGETAL INOCULADO………………………………………………….62
5.6 MEDICIÓN DE LA SEVERIDAD DE LA ENFERMEDAD………..67
5.7 MEDICIÓN DE LA DECOLORACIÓN VASCULAR………………69
5.8 AVANCE DEL PATÓGENO EN EL TALLO……………………….70
6. CONCLUSIONES…………………………………………………………..73
7. RECOMENDACIONES…………………………………………………….75
8. REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS……………………………………..76
9. ANEXOS……………………………………………………………………..82
9
LISTA DE FIGURAS
Pgns.
Figura 1. Invernadero de la Facultad de Agronomía de la Universidad
Nacional de Colombia, en donde se realizo el ensayo bajo condiciones
controladas……………………………………………………………………..39
Figura 2. Vivero donde se obtuvo el material vegetal homogéneo y estéril
a partir de suelo tratado……………………………………………………….46
Figura 3. Sistema de inoculación de las especies vegetales con los
inóculos de clavel, arveja y uchuva………………………………………….47
Figura 4. Estructuras microscópicas de F. oxysporum (40X): a.
Abundantes microconidias (en mayor proporción que macroconidias) de
forma alargada y de una sola célula. b. Macroconidias en forma de media
luna y con dos septas. c. Clamidosporas intercalares y d. Abundantes
Monofialides individuales de tamaño corto………………………………….51
Figura 5. Cepa de F. oxysporum f. sp. uchuva, siembra directa en medio
PDA a partir de material vegetal enfermo…………………………………...53
Figura 6.
a. Aislamientos del hongo F. oxysporum f. sp lulo b. F.
oxysporum f. sp. uchuva, siembra directa en medio PDA…………………54
Figura 7. Corte trasversal de tallo de uchuva con decoloración vascular a
las tres semanas de inoculación con F. oxysporum f. sp. uchuva, síntomas
primarios típicos de la enfermedad…………………………………………..56
Figura 8. Plantas de uchuva en el invernadero, inoculadas con Fou. Las
hojas se observan débiles, decaídas, enrolladas, debido a la perdida de
turgencia; además presentan una tonalidad que va del verde claro al
amarillo………………………………………………………………………….57
10
Figura 9. a. Área foliar de uchuva b. Área foliar del lulo. Síntomas
secundarios característicos de la enfermedad, clorosis y amarillamiento
foliar progresivo………………………………………………………………57
Figura 10. a. Plántulas de uchuva con síntomas de amarillamiento severo
de las hojas bajeras, generado por el patógeno a partir de la cuarta
semana de la inoculación, F. oxysporum f. sp. uchuva. b. Plántula control
de uchuva sin síntomas, plántula de uchuva inoculada con Fou que
presentan envejecimiento prematuro de las hojas y clorosis por el avance
de la enfermedad………………………………………………………………58
Figura 11. a. Plántulas de lulo con síntomas de amarillamiento ligero de
las hojas bajeras, generado por el patógeno a partir de la cuarta semana
de la inoculación, F. oxysporum f. sp. lulo. b. Plántula control de lulo sin
síntomas,
plántulas
de
lulo
inoculada
con
Fol
que
presentan
envejecimiento prematuro de las hojas y se observan hojas marchitas
secas pero que aun permanecen adheridas a la planta…………………..58
Figura 12. a. Se observa en campo, una clorosis parcial en las hojas de
uchuva, un capacho de color verde intenso y el resto cloróticos hacia un
lado de la planta, hojas marchitas secas pero que aun permanecen
adheridas a la planta. b. Corte longitudinal del tallo de plantas de uchuva,
se observa el sistema vascular de color marrón por el avance del
patógeno, y se observa en la parte posterior, el avance del patógeno en
los vasos conductores en la fase inicial del necrosamiento, se caracteriza
por presentar una apariencia blanquecina pulverulenta…………………..60
Figura 13. a. Hojas de uchuva que presentan síntoma foliar característico
del desarrollo unilateral de la enfermedad. b. Síntoma foliar en la cuarta
semana de inoculación, avance de la unilateralidad de la enfermedad……61
11
Figura 14. a. Sistema radical de las plantas de uchuva inoculadas con
Fou a los 30 días de transplantadas b. Planta de lulo inoculada con Fol.
Se observa pudrición oscura, atrofiamiento, escasez en los pelos
radicales, raíces color marrón necrosadas. Las plantas control de uchuva
y lulo presentaron un sistema radical abundante y sin pudrición………63
Figura 15. Crecimiento de las plantas de uchuva inoculadas con Fou, Fol
y Fote junto con el control de uchuva, después de ocho semanas de
iniciado el ensayo………………………………………………………………64
Figura 16. Crecimiento de las plantas de lulo (A) y tomate de ensalada
(B) inoculadas con Fou, Fol, Fote, junto con sus respectivos controles,
después de ocho semanas de iniciado el ensayo………………………….65
Figura 17. Crecimiento de las plantas de tomate de árbol (A), Datura (B) y
Tabaco (C), inoculadas con Fou, Fol y Fote, después de ocho semanas
de iniciado el ensayo…………………………………………………………..66
Figura 18. Tabla de medición de la severidad de la enfermedad (%) en
plantas de uchuva con Fou, lulo con Fol y tomate de ensalada con Fote,
durante las ocho semanas……………………………………………………68
Figura 19. Tabla de medición de la decoloración vascular en plantas de
uchuva con Fou, lulo con Fol y tomate de ensalada con Fote, durante las
ocho semanas………………………………………………………………….70
Figura 20. Altura de las plantas de uchuva y su relación con los síntomas
de necrosis vascular. ………………………………………………………….70
Figura 21. Diferencia entre el crecimiento de las plantas de lulo (A) y
tomate de ensalada (B), inoculadas con sus respectivas formas
especiales, durante ocho semanas de evaluación…………………………71
12
LISTA DE ANEXOS
Pgns.
ANEXO A. Medio de cultivo líquido Kerr …………………………………...82
ANEXO B. Medio Agar papa dextrosa………………………………………82
ANEXO C. Basamid (Dazomet).……………………………………………..83
ANEXO D. Medio de cultivo Komada………………………………………..83
ANEXO E. Tabla de datos de la recolección de la información…………..85
ANEXO F. Tabla de las mediciones del tratamiento de control cada
semana......................................................................................................86
ANEXO G. Tabla de las mediciones del tratamiento con inóculo de tomate
de ensalada cada semana……………………………………………………87
ANEXO H. Tabla de las mediciones del tratamiento con inóculo de lulo
cada semana…………………………………………………………………...88
ANEXO I. Tabla de las mediciones del tratamiento con inóculo de uchuva
cada semana…………………………………………………………………...89
13
RESUMEN
El cultivo de uchuva (Physalis peruviana L.) en el país se ha convertido en
uno de los generadores de mayores divisas, dado el creciente aumento
de las exportaciones hacia los mercados Europeos, lo cual ha permitido el
desarrollo social en regiones donde la especie es cultivada por pequeños
productores; sin embargo, en los últimos años se presenta la enfermedad
conocida como “marchitamiento vascular” que ha ocasionado disminución
en los rendimientos y ha limitado su cultivo en áreas contaminadas por el
agente causal, el hongo Fusarium oxysporum, microorganismo que
produce la muerte de la planta y pérdidas económicas a los agricultores.
Este agente causal se caracteriza por presentar ciertas formas de
infección y colonización, mecanismos de supervivencia y una rápida
velocidad de diseminación y propagación que, junto con las formas
especiales y la amplitud de hospederos, hacen que la enfermedad sea
compleja y de difícil manejo.
Por lo tanto, el objetivo principal de esta investigación fue estudiar el
rango de hospederos del microorganismo con el fin de conocer si
presenta una forma especial especifica para la uchuva y la patogenicidad
de aislamientos de diferentes formas especiales de F. oxysporum,
procedentes de especies cultivadas en zonas cercanas al cultivo de
uchuva, permitiendo así proponer alternativas de manejo de la
enfermedad.
Inicialmente, se seleccionaron plántulas de uchuva y de diferentes
especies cultivadas, incluyendo algunas solanáceas; bajo condiciones
controladas se trataron con inóculo aislado de P. peruviana (Fou), así
como también de diferentes formas especiales del microorganismo
procedentes de lulo, tomate de ensalada, banano, clavel y arveja. La
evaluación sobre la forma especial del Fou se estableció mediante la
inoculación del patógeno en once especies de plantas. De acuerdo con
14
los resultados obtenidos, se observó que la enfermedad se desarrolló en
forma
rápida
microorganismo
en
las
plántulas
de
uchuva
inoculadas
con
el
procedente de la misma especie vegetal (Fou),
demostrando un alto grado de severidad; no obstante, la enfermedad no
se presentó en ninguna de las otras solanáceas evaluadas: lulo (Solanum
quitoense), tomate de ensalada (Lycopersicon esculentum), tomate de
árbol (Cyphomandra. betaceae),
tabaco (Nicotiana tabacum), Datura
stramonium, como tampoco en las de clavel (Dianthus caryophillus),
crisantemo (Dendranthemum morifolium), girasol (Helianthus annum) y
arveja (Pisum sativum).
Se encontró, además, que los inóculos de F. oxysporum procedentes de
lulo, tomate, banano, arveja y clavel no fueron patogénicos sobre la
uchuva. De esta manera, se concluye que Fou es específico en la especie
P. peruviana, y que ninguno de los otros inóculos evaluados afectan a la
especie P. peruviana, lo cual permite sugerir que existe una forma
especial de F. oxysporum en uchuva (Fou), y proponer como una de las
estrategias de manejo de la enfermedad, la rotación del cultivo con
algunas de las especies evaluadas que con frecuencia se cultivan en los
sistemas productivos de esta especie frutícola de exportación.
15
ABSTRACT
Uchuva crops, in Colombia, have become one of the greatest currency
generators due to the increasing rise of exportations to European markets,
situation which has allowed social development in regions where the
specie is grown by small producers; nonetheless, in the last years, a
disease know as “vascular wilt” has been affecting the crops, causing a
decrease in the performance and limiting the cultivation of uchuva in areas
contaminated by the causal agent: the Fusarium oxysporum fungus, a
microorganism that causes death to the plant and economical losses to
the farmers; this causal agent is well known for introducing certain forms
of infection and colonization, survival mechanisms, and a fast speed of
dissemination and propagation, that combined with the special forms and
the amplitude of hosts, make this disease complex and of difficult
handling.
Therefore, the main objective of this research was to study the range of
microorganism hosts in order to know if there is a special form, specific to
the uchuva, and the pathogenic grade of isolations of different special
forms of F. oxysporum coming from cultivated species in nearby zones to
the uchuva crops, making it possible to propose alternatives to handle the
disease.
Initially, uchuva plants were selected, together with plants of different
grown species, including some solanaceas; under controlled conditions,
they were treated with isolated inoculo of P. peruviana (Fou), as well as of
different special forms of the microorganism belonging to Solanum
quitoense,
Lycopersicon
sculentum,
Musa
paradisíaca,
Dianthus
caryophillus and Pisum sativum. The evaluation of the special form of Fou
was made by the inoculation of the pathogen in eleven plant species. In
accordance with the obtained results, it was observed that the disease
evolved quickly in the uchuva plants that were inoculated with the
16
microorganism belonging to the same vegetal specie (Fou), demonstrating
a very high grade of severity; however, the disease did not appear in any
of the other evaluated silences: S. quitoense, L. esculentum, C. betaceae,
Nicotiana tabacum, Datura stramonium, D. caryophillus, Dendranthemum
morifolium, Helianthus annum y P. sativum.
It was also found that the inoculations with F. oxysporum coming from S.
quitoense, sculentum, M. paradisiacal, P. sativum y D. caryophillus, were
not pathogenic on the uchuva. Thus, it may be concluded that the Fou is
specific to the P. peruviana specie, and that none of the other evaluated
inoculums affect the P. peruviana; conclusion which leads to suggest the
existence of a special form of F. oxysporum in the uchuva, and to propose
as one of the strategies to handle the disease, the rotation of the crops
with some of the evaluated species that are often cultivated in the
productive systems of this exportation-type specie.
17
0. INTRODUCCIÓN
El cultivo de uchuva (Physalis peruviana L.), a pesar de ser una especie
frutícola que en los últimos tiempos ha tomado gran importancia por ser
un producto de exportación y además por ser considerada una fruta
tropical exótica, no ha tenido la suficiente acogida por la entidades
encargadas de la investigación y generación de tecnología que permita a
los pequeños y medianos productores aplicar paquetes tecnológicos
encaminados a lograr una mayor rentabilidad del cultivo y de esta forma
promover la comercialización de un producto de excelente calidad que
sea competitivo en los mercados internacionales.
Actualmente, Colombia ocupa el primer puesto como productor mundial;
el valor de las exportaciones en el año 2003 alcanzó los ocho millones de
dólares, convirtiéndose en la segunda fruta más comercializada después
del banano y plátano.
En los últimos años, el sector agrícola de Colombia y los cultivos de los
pequeños productores se han visto afectados por el hongo Fusarium
oxysporum Schlecht, patógeno que afecta una amplia variedad de
especies vegetales de importancia comercial dentro de las cuales cabe
mencionar la uchuva; la gravedad de la enfermedad conduce a la muerte
de la planta, ocasionando pérdidas económicas a los agricultores.
La marchitez vascular de la uchuva es una enfermedad que toma
importancia debido a la drástica disminución en la productividad del
cultivo; pero el mayor daño potencial se refiere a la sobrevivencia del
agente causante en los residuos vegetales y en el suelo, que puede
extenderse por aproximadamente un periodo de 20 años, ocasionando la
inhabilitación en el uso del terreno para nuevas cosecha. Además, debido
al desarrollo de la enfermedad, las vías de infección y colonización del
hongo, sus mecanismos de sobrevivencia, y la rápida velocidad de
18
diseminación y propagación, hacen que esta enfermedad se convierta en
una enfermedad compleja y de difícil manejo.
Por lo anterior, el proyecto es una investigación básica que permite
proponer estrategias para el sector frutícola que debido a la escasez de
medidas de control debe encontrar alternativas rápidas y eficientes para la
solución de este problema, por lo tanto en esta investigación se pretende
conocer si existe una variante o alguna forma especial de microorganismo
causante de la enfermedad en las plantas de uchuva, que posea la
capacidad de infectar a otras especies vegetales diferentes a la uchuva,
incluyendo plantas de la familia de las solanáceas, o que sea especifico
para esta especie; igualmente es necesario saber si otras formas
especiales del hongo F. oxysporum, procedente de solanáceas y de
especies de otras familias cultivadas en áreas cercanas a los sistemas de
producción de uchuva, tienen la capacidad de infectar esta especie
vegetal.
19
1. MARCO TEÓRICO
1.1 FAMILIA DE LAS SOLANÁCEAS
Las características principales son las de ser plantas generalmente
herbáceas, aunque hay especies arbustivas y arbóreas, generalmente
susceptibles a daño por heladas y a daño por enfriamiento. Las hojas son
alternas y las flores pentámeras perfectas, cuyos pétalos forman una
corola tubular, al menos en la base, y los estambres se alternan con los
cinco lóbulos de la corona. El ovario generalmente es bilocular, aunque
también puede ser multilocular, con muchos óvulos en placentas axilares,
y con un estilo terminal. Los frutos pueden ser bayas o cápsulas. En
varias especies existe una reconocida producción de alcaloides o
compuestos nitrogenados aromáticos (ej.: atropina, nicotina, solanina,
tomatina, etc.) los que, en algunos casos, se usan como drogas
medicinales o estimulantes pero fácilmente pueden llegar a ser tóxicos
para los animales y el hombre. Esto hace que las solanáceas, en general,
hayan sido consideradas como especies venenosas y motivo de
desconfianza por muchos años.
Dentro de esta familia encontramos diferentes ejemplares como el tomate
de árbol y de ensalada, el tabaco, lulo, estramonio o datura, uchuva, entre
otras, etc. (www.puc.cl).
1.1.1 GENERALIDADES DE LA UCHUVA
La uchuva (Physalis peruviana) es una especie vegetal perteneciente al
género Physalis de la familia de las solanáceas donde se incluyen
muchas especies de importancia comercial. Muchas de estas especies
son cultivadas en las mismas regiones que la uchuva o en regiones
cercanas a esta que por ser plantas de la misma familia, están biológica y
evolutivamente relacionadas con la uchuva.
20
Según Legge, 1974; el genero Physalis de la familia de las solanáceas,
incluye unas 100 especies herbáceas, siendo P. peruviana la más
utilizada en cultivos por su fruto azucarado.
Se reconocen tres ecotipos de P. peruviana, el de Sudáfrica, el de Kenia
y el de Colombia. Al compararse con el originario de Colombia; los de
África, tienen algunas diferencias en cuanto al fruto; el peso
en
Kilogramos es mayor en los ecotipos de África, pero la uchuva
colombiana se caracteriza por tener una mejor coloración y mayor
contenido de azúcares, características que la hacen más apetecible en los
mercados (Almanza & Fischer, 1993).
En Colombia, la uchuva crece como planta silvestre y semisilvestre en
zonas altas entre los 1.500 y 3.000 m.s.n.m. (Fischer & Angulo, 1999).
Los suelos más recomendados para el cultivo son los que poseen
estructura granular y una textura areno arcillosa y, preferiblemente, que
contengan altos contenidos de materia orgánica y un pH entre 5,5 y 6,8.
Las tierras con alta fertilidad favorecen el crecimiento de las plantas,
mientras que en las de fertilidad baja se registra fructificación temprana y
baja calidad de los frutos.
La uchuva registra buen comportamiento en las regiones con alta
luminosidad, temperaturas promedio entre 13 y 18 grados centígrados,
precipitación anual de entre 1.000 y 2.000 milímetros y humedad relativa
de 70 a 80 por ciento. La planta es muy susceptible a las bajas
temperaturas, a la sequía y a los vientos fuertes (Wolff, 1991).
La uchuva se adapta a variadas condiciones agroecológicas, y persiste
durante largo tiempo en un mismo lugar, siendo incluso clasificada como
una maleza en zonas de tierras frías en Colombia (Pérez, 1986); esto
hace que la uchuva sea apta también como planta de cobertura para
21
proteger los terrenos de erosiones, dado su rápido crecimiento y
persistencia.
La uchuva colombiana continúa siendo un fruto promisorio exportable; en
los últimos años el área cultivada aumento significativamente, de 221
hectáreas en 1999 paso a 534 hectáreas en el 2003. El departamento de
Cundinamarca es el principal productor (80%), seguido por Boyacá (10%)
y Antioquia (10%); no obstante el 20% de los productores trabajan de
acuerdo con las exigencias del mercado internacional (Fischer et al, 2005)
1.1.2 ASPECTOS ECONÓMICOS DEL MERCADO
En Colombia el cultivo semicomercial de la uchuva, se inició en el año
1985 (Rodríguez et al 2000). Sin embargo, actualmente en el mundo,
Colombia es el primer productor de uchuva a nivel mundial (SIM, 2005),
lo cual ha colocado al empresario en un lugar de importancia, haciendo
que el reto de eficiencia y competitividad sea mayor exigiéndole así,
trabajar con base en el mejoramiento de calidad y tecnificación de los
sistemas de producción. Las exigencias del mercado internacional obligan
a que el empresario garantice la calidad del producto en términos
fitosanitarios, además de asegurar la continuidad de la oferta para que
haya permanente abastecimiento (López, 2000; Florez et al, 2000).
Según Rodríguez et al, 2000 & García, 2003; en el año 2000 Colombia
exportó 6325 toneladas de uchuva fresca por un valor de 7,4 millones de
dólares. De esta producción, más del 95% se destinó a la Unión Europea,
principalmente a Holanda (46% del valor de las exportaciones de uchuva
en el año 2000), Alemania (26,8%), Gran Bretaña (11,7%) y Francia
(7,2%) (Rodríguez et al, 2000).
El desarrollo del cultivo de la uchuva en Colombia ha tenido avances
importantes, pero se han cometido errores de gran repercusión, donde los
22
fracasos posiblemente se deban a la confusión entre productores y
técnicos por las diferencias en el conocimiento tecnológico del cultivo y a
las
decisiones
apresuradas,
causadas
fundamentalmente
por
el
crecimiento de la demanda internacional e interna, con precios en
ocasiones altos que llevan a los agricultores a dinamizar su producción
con estrategias tecnológicamente variadas, pero en la mayoría de los
casos con poco fundamento (Fernández, 1979, Arias, 2000; Florez et al,
2000).
La problemática fitopatológica asociada a F. oxysporum presente en el
cultivo de la uchuva, es solo un componente de un complejo fitosanitario
enfermedad – plaga, que lo afecta durante su ciclo vegetativo Se sabe por
experiencia que en los monocultivos en plantas nativas se pierde la
interacción natural, patógeno-.agente controlador, y las altas densidades
de siembra reúnen las condiciones favorables para la multiplicación
incontrolada de estos microorganismos dañinos (Fischer et al, 2005).
Cuando las pérdidas son críticas, con posibilidades de tener una alta
incidencia en los costos de producción, los organismos causantes de tales
desórdenes adquieren importancia económica y se vuelven objeto de
observación y estudio por fruticultores y técnicos, es entonces cuando el
diagnóstico que identifica la causa etiológica de las enfermedades resulta
primordial para optar las medidas apropiadas de control (Blanco, 2000).
En los sistemas de producción de uchuva, existen varios organismos
asociados tales como insectos, moluscos, aves, y diversos hongos
patógenos, cuyas poblaciones pueden tener una incidencia dañina sobre
los cultivos pudiendo ser esta esporádica o continua. La decisión de
utilizar estrategias de control deben realizarse con base en evaluaciones
que permitan establecer si en ese momento las poblaciones a manejar
son realmente importantes como para potencialmente afectar la
productividad del cultivo. Es fundamental entender la dinámica de
23
poblaciones existente dentro del cultivo, el ambiente particular y la plaga
considerada, para tomar decisiones racionales de manejo (Ariza, 2000,
Zapata et al, 2002).
Los cultivos de uchuva son afectados por una gran variedad de plagas de
importancia económica que atacan diversos órganos de la planta durante
su
ciclo
de
producción.
Enfermedades
que
se
relacionan
con
microorganismos que atacan el tallo, estructuras florales, frutos, follaje y
sistema radical (Fischer et al, 2005)
La enfermedad vascular de la uchuva, es una de las enfermedades mas
importantes que a pesar de observarse desde hace varios años en la
zona productora de los municipios de Granada y Silvania, en donde ha
ocasionado grandes perdidas, se reportó por primera vez en el año 2005
en el departamento de Cundinamarca (Forero La-Rotta y Quevedo, 2005).
1.2 ENFERMEDAD: MARCHITEZ VASCULAR DE LA UCHUVA
Las enfermedades de las plantas son importantes para el hombre debido
a que perjudican a las plantas y sus productos. Los marchitamientos
vasculares son enfermedades destructivas producidas por diversos
agentes etiológicos y se encuentran ampliamente distribuidos en
poblaciones y cultivos de un sin número de especies de plantas (Agrios,
2002).
Independiente del agente etiológico que lo genere o de la planta afectada,
los marchitamientos presentan un grupo común de síntomas; en principio,
las hojas pierden su turgencia, se debilitan y adquieren una tonalidad que
va de verde claro a amarillo verdoso, decaen y finalmente se marchitan,
tomando una coloración amarillenta, luego se necrosan y mueren; estas
hojas pueden enrollarse o permanecer extendidas (Gonzáles, 2006).
24
El primer síntoma de este grupo de enfermedades que se observa en
campo, es un amarillamiento en las hojas básales que posteriormente se
marchitan y secan pero permanecen adheridas a la planta. Esta
sintomatología va progresando hacía la parte superior de la planta a
veces sólo toma un sector de la misma, es decir generalmente se vuelve
una enfermedad unilateral. Al comienzo las plantas muestran marchitez
en las horas mas calurosas del día recuperándose al final del mismo pero
finalmente se marchitan y mueren. En los estadios finales, las raíces
principales y la base del tallo presentan necrosis vascular. Cuando se
corta el tallo se observa el sistema vascular de color marrón (Agrios,
2002; Backer, 1978).
Los retoños y las hojas se marchitan durante el día, pero ganan turgencia
durante la noche. Conforme la infección progresa, los tallos palidecen
debido a las toxinas producidas por el hongo que decoloran el tejido y
aparece el marchitamiento de las hojas. El xilema es entonces obstruido,
causando la muerte de la planta (Deacon, 1990; Barrera & Gómez, 1995).
Las raíces y los tallos no presentan daño inicial importante, pero luego se
afectan severamente con la formación de cavidades, presentándose una
pudrición seca en la base de las plantas y en las raíces (Agrios, 2002)
El tallo cortado transversalmente, presenta en los haces vasculares una
coloración amarillenta o marrón con la muerte y deshilachamiento de los
tejidos, sin afectarse la médula; este es un aspecto muy importante para
diagnosticar la enfermedad y distinguirla de otras enfermedades
vasculares (Agrios, 2002)
La uchuva es atacada por varias plagas, y una de las más importantes
debido a las perdidas económicas es la marchitez vascular cuyo agente
etiológico es F. oxysporum (Forero de La-Rotta & Quevedo 2005).
25
El ciclo de la enfermedad ocasionada por este hongo se inicia con la
presencia del inóculo en el suelo o residuos de cosecha del inóculo
constituido por hifas, esporas o clamidosporas que germinan cuando son
activadas por los exudados producidos en las raíces fibrosas de la
uchuva; los tubos germinativos del hongo penetran la epidermis de las
raíces directamente o por heridas, pasan a la corteza y a la endodermis, y
una vez dentro del hospedante se mueven por colonización de los vasos
del xilema produciendo la oclusión del sistema vascular de la planta. Su
diseminación en el campo se produce a través de material de propagación
infectado, fragmentos de plantas enfermas y movimientos de suelo
infestado con clamidosporas de F. oxysporum las cuales pueden
sobrevivir en éste por mas de 10 años (Haglund y Kraft, 2001).
El hongo penetra en las raíces a través de heridas y continúa hacia el
xilema o por los tejidos conductores de agua. Es activado solamente
cuando las raíces de la planta huésped entran en contacto con el micelio
o clamidosporas las cuales entonces, invaden las células radicales. La
tasa de velocidad de la infección depende de factores como el tiempo de
la infección inicial, la virulencia y condiciones climáticas. Dependiendo de
la tasa de velocidad de infección, el hongo puede ocasionar pudrición
radicular y muerte, incluso en plantas muy jóvenes (Agrios, 2002).
El manejo de la enfermedad a nivel mundial se ha orientado al uso de
variedades resistentes al patógeno, las cuales impiden el avance del
hongo sellando los elementos del xilema por medio de geles o gomas
constituidas por polisacáridos de alto peso molecular (Charchar y Kraft,
1989).
26
1.3 GENERALIDADES DEL PATÓGENO
F. oxysporum es un hongo imperfecto, que aparentemente ha perdido el
estado perfecto o sexual. Estos se reproducen por medio de conidias
(una espora asexual formada en el extremo de una hifa).
El hongo
sobrevive por largos periodos en el suelo como clamidosporas.
Las
variantes de F. oxysporum están divididas en muchas formas especiales
que no pueden ser distinguidas usando criterios morfológicos (Agrios,
2002)
El micelio es generalmente aéreo, abundante, algodonoso, con diferentes
coloraciones como blancas, durazno, salmón, pero usualmente con un
tinte púrpura o violeta más intenso en la superficie del agar.
El hongo se caracteriza por producir tres clases de esporas, una de ellas
son las microconidias que son esporas unicelulares, aceptadas, hialinas,
de forma variable, formadas sobre fiálides laterales o sobre conidioforos
poco ramificados. Las microconidias tienen entre 5-12 micras de largo x
2.5-3.5 micras de ancho (Nelson, 1981). Las macroconidias son de pared
delgada, fusiformes, largas y moderadamente curvas en forma de hoz,
poseen de tres a cinco septas transversales, con la célula basal elongada
y la célula apical atenuada. Tienen un tamaño de 27-60 x 3-5 micras
(Nelson, 1981).,
Las clamidosporas son globosas, de doble pared gruesa, se encuentran
solitarias o en pares, formadas a partir de la condensación del contenido
de las hifas y las conidias. Con esta estructura el hongo sobrevive en
condiciones ambientales desfavorables y en ausencia de plantas
hospedantes. Su tamaño varía de 5-15 micras de diámetro (Summerell et
al, 2002; Barrera & Gómez, 1995, Nelson, 1981).
27
La morfología de las macroconidias y la presencia y características de las
clamidosporas son muy importantes para la identificación de las especies.
Las macroconidias y microconidias se producen en los vasos del xilema,
pero las microconidias son predominantes en tejidos infectados. Hasta el
momento no se conoce la fase perfecta del hongo (Nelson et al, 1983)
Esta especie se caracteriza por producir distintas formas especiales, las
cuales no se pueden diferenciar por su morfología o por las
características
culturales
de
las
colonias,
sin
embargo,
son
fisiológicamente diferentes por su capacidad de parasitar y ocasionar
enfermedades en plantas hospedantes específicas. Esto se debe a que
solamente las plantas hospedantes y sus exudados radicales satisfacen
los requerimientos nutricionales del hongo y por lo tanto, puede
desarrollarse solo en este tipo de plantas (Nelson, 1981; Gordon y Martyn,
1997).
1.3.1 ECOLOGÍA Y EVOLUCIÓN DE F. oxysporum
Las cepas de F. oxysporum pueden dividirse de acuerdo a su forma de
interactuar con la planta o plantas huésped en cepas no patógenas y
patógenas. (Gordon, et al 1989; Taylor, 1965). Ambos tipos de cepas se
encuentran distribuidos a nivel mundial en suelos dedicados a la
agricultura asociados a plantas de interés comercial.
Las cepas no patógenas de F. oxysporum se encuentran dentro de los
hongos, más comúnmente aislados de plantas agrícolas sanas. Aunque
incapaces de producir enfermedad en estas plantas, estas cepas son
colonizadoras muy efectivas de la epidermis y el cortex de la raíz de
dichas plantas (Schneider, 1984; Taylor, 1965). El hecho de que estas
cepas no produzcan marchitamiento puede deberse a su incapacidad
para penetrar en los tejidos del haz vascular, o al hecho de que estas
generen una rápida respuesta del huésped a la infección (Gao et al,
28
1995), en cuyo caso se podría hablar de una incapacidad para evadir las
respuestas del huésped.
A pesar de los escasos estudios realizados en comunidades de plantas
silvestres asociados a suelos no agrícolas, siempre han mostrado una
asociación muy estrecha de cepas de Fusarium a las raíces de dichas
plantas, en ningún caso dicha asociación conduce al desarrollo de
patologías independiente de que en muchos casos las poblaciones de
Fusarium asociadas a dichas plantas sean numerosas (Burgess et al,
1989; Gordon & Okamoto, 1991; Nash & Snyder, 1965).
Dada la ubicuidad de las cepas no patógenas de F. oxysporum es lógico
plantear que a lo largo de la historia evolutiva de Fusarium, cepas con
características patogénicas hayan surgido en múltiples ocasiones a partir
de cepas no patógenas vinculadas a comunidades silvestres de plantas
(Gordon y Martyn, 1997). Sin embargo, es muy probable que debido a las
características de distribución, abundancia y disponibilidad de las
especies de plantas típicas de entornos silvestres, al efecto letal que el
hongo tiene sobre las plantas infectadas, incluso antes de que las plantas
alcancen a reproducirse, la expansión y perpetuación de cepas con
características patogénicas haya fracasado, siendo necesario que
mediante la aplicación de las prácticas agrícolas se generaran las
condiciones adecuadas para la expansión y perpetuación de las cepas
patógenas (Gordon y Martyn, 1997).
Otro factor que podría evitar la propagación y perpetuación de las cepas
con características patógenas en entornos de comunidades silvestres es
la interacción tan estrecha que se requiere para que una cepa sea
patógena. A diferencia de las cepas no patógenas comúnmente
encontradas que solo colonizan la epidermis y/o el cortex de las raíces de
las plantas, las cepas patógenas deben tener la capacidad de introducirse
en el haz vascular ubicado en el centro de la raíz y una vez allí, tener la
29
facultad de proliferar exitosamente en buena cantidad sin disparar los
mecanismos de detección y defensa del huésped (Beckman & Roberts,
1995)
Lo especializado y específico de este rasgo, es evidente al observar los
reportes que muestran el rango de plantas tan restringido que desarrollan
una patología al entrar en contacto con una cepa patógena particular.
Dicho rango va de un grupo de variantes dentro de una especie para
algunas cepas, a unas pocas especies de plantas siempre de la misma
familia y con una estrecha relación filogenética entre ellas para otras
cepas. No se han encontrado cepas con la capacidad de producir
patologías en una gama amplia de especies no relacionadas (Gordon y
Martyn, 1997).
Sin embargo, las cepas patógenas al igual que las no patógenas, son
capaces de proliferar en desechos de cosechas y de colonizar el cortex
de
especies de plantas que no son sus hospederos reconocidos
(Banihashemi & Dezeeuw, 1973; Banihashemi & Dezeeuw, 1975; Gordon
& Okamoto, 1990; Gordon et al, 1989). Al parecer, la colonización del
cortex de las raíces, parece ser un rasgo menos especializado y exigente
que la colonización del haz vascular.
La conservación de esta capacidad en las cepas patógenas actuales
estudiadas, indicaría que la especialización de estas no ha conducido a
la pérdida de la posibilidad de colonización del cortex de un rango más
amplio de plantas, esto podría deberse o a un origen relativamente
reciente de las cepas patógenas que infectan plantas agrícolas (Gordon y
Martyn, 1997).
El hecho de conservar dicho rasgo, puede deberse también a que este
aspecto puede ayudarlo a perpetuarse por otros medios, así se posean
rasgos patogénicos desventajosos para ciertas circunstancias. Seria
30
adecuado estudiar la variación en el rango de colonización de plantas a
nivel del cortex de las distintas cepas y si existe alguna relación entre la
capacidad de colonizarla en determinadas especies y el haz vascular de
otras especies.
La evolución de cepas patógenas a partir de las no patógenas, puede
tener como intermediario cepas endofíticas (Chapela & Boddy, 1988;
Sinclair & Cerkauskas, 1996) es decir, aquellas con capacidad moderada
de introducirse en el haz vascular, manteniendo una proliferación baja o
casi latente que no conduce al desarrollo de patología y que no dispara
los mecanismos de detección y defensa del huésped.
Es claro que una cepa con comportamiento endofítico, puede perpetuarse
en situaciones de comunidades silvestres sin mayores problemas. El
desarrollo de una interacción patológica, podría simplemente requerir de
cambiar de un comportamiento latente o de baja proliferación, a un
comportamiento de proliferación mas activo y tal vez invasivo que podría
generar la patología debido a que dicho crecimiento permitiera la
obstrucción en los vasos conductores o por la interacción con los
mecanismos de defensa del huésped que una vez activados ocasionara
dicha obstrucción (Gordon y Martyn, 1997).
Es probable que la distinción entre cepas con capacidad de penetrar en
el haz vascular y aquellas que solo penetran hasta el cortex se deba en
muchos casos a un éxito diferencial de las distintas cepas en la
colonización de dichas estructuras. En principio, éstas pueden penetrar
hasta el haz vascular, pero debido a su baja adaptabilidad o a los
mecanismos de defensa del huésped, desaparezcan rápidamente del haz
vascular quedando confinadas exclusivamente al cortex.
31
1.3.2 FORMAS ESPECIALES DE F. oxysporum
El termino forma especial, fue ideado por Snyder & Hansen, 1940; para
acomodar las variantes patógenas conocidas de F. oxysporum. Este
término fue propuesto para describir una capacidad particular que exhiben
ciertas cepas del hongo de producir una patología en una determinada
especie de planta o grupo discreto de éstas. El concepto de forma
especial, ha sido particularmente útil para los fitopatólogos debido a que
delimita un grupo de aislamientos importantes para la producción de
cosechas susceptibles al marchitamiento por Fusarium (Gordon y Martyn,
1997).
Si bien el agrupar una serie de aislamientos de Fusarium como una forma
especial con base en su capacidad patológica sobre plantas agrícolas
ha sido muy útil para los fitopatólogos, es probable que en muchos casos,
estos grupos de aislamientos sean genéticamente muy heterogéneos y
posiblemente polifiléticos es decir, de orígenes diferentes. Por tanto, es
probable que muchas de las formas especiales posean grupos de
aislamientos que no constituyen como tal grupos filogenéticos, lo cual
seria aun más aplicable a las formas especiales tomadas como conjunto
(Gordon y Martyn, 1997).
El grado de relación genética y taxonómica de los distintos aislamientos
de una forma especial es importante cuando se pretenden implementar
programas de control basados en la posibilidad de aislar e identificar
variedades de una especie vegetal que sean resistentes a una forma
especial de Fusarium que las afecta (Gordon y Martyn, 1997).
Es por tanto necesario tener una colección de aislamientos de una forma
especial tanto de cada sitio, como de sitios distintos en el momento de
evaluar bancos de germoplasma de especies vegetales respecto a la
resistencia de cepas de formas especiales de Fusarium para saber
32
realmente el rango al que tiene resistencia una variante de determinada
especie vegetal y en que regiones podría usarse tal resistencia de
acuerdo con los aislamientos presentes. Esto es también interesante en el
momento de evaluar las formas de no susceptibilidad y de resistencia
vegetal, que podrían ser múltiples para este caso.
Una pregunta central con respecto al surgimiento de patógenos durante la
evolución de F. oxysporum es la frecuencia con la cual han surgido las
formas patogénicas y la antigüedad de los eventos. Así, la aparición de
patógenos fuese un evento raro, todos las formas patogénicas
actualmente conocidas podrían trazar su origen a un genotipo ancestral
único y el reservorio del patógenos podría limitarse a cepas relacionadas
a este linaje único y constituirían así un agrupamiento mas o menos
natural (Gordon y Martyn, 1997).
Por otra parte, las distintas formas especiales pueden estar dispuestas en
un arreglo de linajes diferentes entre si. Si fuese así, seria el azar mas
que la coevolución lo que sustentaría la aparición de las distintas
asociaciones patógenas
y por tanto serían comunes las formas
especiales genéticamente heterogéneas y polifiléticas aunque también
habrían formas homogéneas y monofiléticas que serían probables sobre
todo a nivel de formas especiales genéticamente muy homogéneas
(Tantaoui et al, 1996).
En la práctica sin embargo, es actualmente imposible saber cuál es el
grado de relación entre el grupo de las distintas formas especiales, por lo
que la selección de un grupo externo de referencia sería arbitrario y la
filogenia resultante artificiosa. Una posible aproximación a este problema
es examinar formas especiales que son patógenos de plantas huéspedes
relacionadas bajo el supuesto de que los patógenos de especies
estrechamente relacionadas son igualmente relacionados entre sí (Kim et
al, 1992; Kim et al, 1993).
33
Con el fin de llevar a cabo tales estudios se han usado marcadores de
ADN mitocondrial que posee una herencia típicamente materna.
Igualmente se han usado marcadores de ADN nuclear, estudios de este
tipo realizados en dos modelos muestran que a nivel de las formas
especiales, se puede hablar tanto formas monofiléticas, como polifiléticas
(Kim et al, 1993; Koenig et al, 1997; Namiki et al, 1994)
En un estudio realizado con marcadores de ADN mitocondrial de
aislamientos de cinco formas especiales que infectan cinco plantas
estrechamente relacionadas de la familia de las cucurbitáceas reportado
por Kim et al 1993, indican que los haplotipos de las cinco formas
especiales se encontraban estrechamente relacionados y en algunos
casos, los aislamientos de formas especiales de especies distintas eran
genéticamente mas relacionados que aislamientos de la misma forma
especial.
El grado de heterogeneidad genética también variaba; por ejemplo, F.
oxysporum f. sp. niveum era genéticamente homogénea, a f. sp.
cucumericum, presentaba aislamientos cuyos haplotipos los agrupaban
en una sola rama con el resto, igualmente sucedía con uno de los
aislamientos de F. oxysporum f. sp. melonis.
En conclusión, si bien la mayoría de los aislamientos de las distintas
formas especiales de cucurbitáceas, pueden tener un origen monofilético,
otras formas especiales pueden considerarse polifiléticas; las diferencias
que llevan a esta conclusión pueden estar siendo sobreestimada y por
tanto dichas formas especiales pueden no ser en realidad polifiléticas
como se concluye. En apoyo a lo anterior un estudio con marcadores
nucleares, separaba claramente las formas especiales de cucurbitáceas
de otras formas especiales (Namiki et al, 1994)
34
Consistente con
estos reportes, en muchos de los estudios de
infectividad realizados con formas especiales de esta familia se ha
observado patogenicidad cruzada, teniéndose aislamientos de una forma
especial que producen la enfermedad en especies distintas asociadas a
la misma familia de la planta huésped usual (Armstrong G & Armstrong J,
1978; McMillan, 1986).
A diferencia de las formas patógenas de cucurbitáceas, un estudio con
marcadores de ADN de F. oxysporum f. sp cubense que ataca el banano,
muestran
un
elevado
grado
de
heterogeneidad
genética.
Las
comparaciones efectuadas con formas especiales de referencia que
infectan cucurbitáceas y el tomate de ensalada, muestran que los dos
linajes principales de la forma especial cubense, son tan distantes entre
sí, como lo son de las formas especiales de referencia. Esto indica que
cepas bastante distantes entre si han desarrollado la capacidad de
infectar el banano (Koenig et al, 1997).
En conclusión, es probable que algunas variantes de F. oxysporum
estrechamente relacionadas sean capaces de infectar distintas especies
asociadas a una misma familia, lo que aparte de hablar de un origen
común indica que ligeras variaciones pueden conducir a cambiar la
especificidad de huésped al menos para el caso de formas especiales
asociadas a ciertas familias. Igualmente parece ser que en el caso de
algunas plantas como el banano, es posible que cepas muy distantes
evolutivamente, puedan desarrollar especificidad hacia esta.
Esto indicaría que posiblemente dependiendo de la biología y la ecología
propia, algunas plantas pueden permitir que cepas de muy distinta
proveniencia
puedan
desarrollar
relativamente
fácil
interacciones
patogénicas, mientras que probablemente otras plantas debido a sus
características ecofisiológicas admitan que solo un rango estrecho de
cepas pueda ser patógeno.
35
2. FORMULACIÓN DEL PROBLEMA Y JUSTIFICACIÓN
Uno de los problemas que más afecta a los cultivos de uchuva es la
enfermedad conocida como marchitamiento vascular de la uchuva; por
otra parte en estudios recientes se ha determinado como agente causal al
microorganismo F. oxysporum, hongo que presenta características
especiales en cuanto a su patogenicidad y un amplio rango de especies
afectadas, este aspecto y la importancia que representa la exportación de
este frutal, justifica la necesidad de encontrar el rango de hospederos del
agente causal, de manera que los productores puedan establecer
medidas de manejo que disminuyan las pérdidas ocasionadas por el
marchitamiento vascular.
Por otra parte, dado que una de las características mas importantes del
microorganismo es su gran especificidad sobre determinada especie
vegetal cultivada, es posible que el hongo F. oxysporum pueda tener una
forma especial que infecte únicamente las plantas de uchuva. Por lo tanto
es necesario establecer también, si la variante del hongo encontrada en la
uchuva puede o no infectar otras plantas de importancia comercial que
son cultivadas en las zonas productoras. De igual forma es necesario
conocer si las variantes del hongo que atacan otras plantas de la familia
de las solanáceas (a la que pertenece la uchuva) pueden atacarla, es
decir si más de una forma especial del hongo puede causar la
enfermedad en las plantas de uchuva. De esta manera es posible conocer
el grado de especificidad y el rango de infección del microorganismo, así
como también la susceptibilidad de la uchuva a otras formas especiales
del hongo ya caracterizadas; establecer cualitativamente las variantes del
hongo es importante para el agricultor en el momento de optar por
alternativas de rotación de cultivos.
36
Adicionalmente, es necesario constatar que para el hongo, la adaptación
al entorno ofrecido por alguno o algunos hospederos puede conducir
muchas veces a que éste genere variaciones que a la vez le impiden
poder infectar otros hospederos, dando lugar así a cambios en su
comportamiento, con rangos restringidos de infectividad.
37
3. OBJETIVOS
3.1 OBJETIVO GENERAL
Conocer el comportamiento del hongo Fusarium oxysporum aislado de
plantas de uchuva (Physalis peruviana L.) sobre algunas solanáceas y
otras especies cultivadas afectadas por diferentes formas especiales del
microorganismo.
3.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
1. Conocer la especificidad del hongo F. oxysporum agente causante del
marchitamiento vascular en plantas de uchuva.
2. Evaluar la patogenicidad del microorganismo en algunas de las
especies de solanáceas cultivadas en zonas aledañas a cultivos de
uchuva.
3. Conocer el efecto de algunas formas especiales de F. oxysporum,
aislado de diferentes especies vegetales sobre plantas de uchuva.
4. Determinar el avance de la enfermedad en plantas de uchuva
inoculadas con el microorganismo.
5. Evaluar la presencia del hongo sobre plantas que fueron inoculadas y
que no presentan los síntomas del marchitamiento vascular.
38
4. MATERIALES Y MÉTODOS
4. 1 DISEÑO DE LA INVESTIGACIÓN
Este proyecto de investigación se desarrolló en las instalaciones de la
Facultad de Agronomía de la Universidad Nacional de Colombia, sede
Bogotá. Para las pruebas bajo condiciones controladas se contó con un
invernadero de estructura metálica, con cubierta de polietileno y
polisombra 70, camas de concreto elevadas, bajo una temperatura
aproximada de 18 a 20ºC (Figura 1). Las pruebas de laboratorio, se
efectuaron en el Laboratorio de Fitopatología.
Figura 1. Invernadero de la Facultad de Agronomía de la Universidad Nacional
de Colombia, en donde se realizo el ensayo bajo condiciones controladas.
4.2 POBLACIÓN DE ESTUDIO Y MUESTRA
Gran parte de las especies vegetales utilizadas en el trabajo, forman parte
de la familia de aquellas solanáceas, que se encuentran cultivadas bajo
las condiciones de clima y topografía similares a las de la zonas
productoras de uchuva ubicadas en los municipios de Granada y Silvania
(Cundinamarca) y algunas especies que estando en regiones diferentes a
la principal zona de producción del país, son cercanas a una de las áreas
39
en donde se presentan algunos cultivos de uchuva, en la Sabana de
Bogotá.
4.2.1 VARIABLES DE ESTUDIO
Con el fin de evaluar el efecto del microorganismo sobre las especies
vegetales inoculadas y comprobar su grado de patogenicidad, se
realizaron varias mediciones a través del tiempo, en las que se incluyeron
las plantas que se usaron como testigo; se evaluaron parámetros, como:
1 Altura de la plántula
2 Coloración de las hojas
3 Presencia o ausencia de necrosis vascular
4 Apariencia del sistema radical
4.3 MÉTODOS
4.3.1 OBTENCIÓN MATERIAL VEGETAL ENFERMO
El material vegetal de uchuva con los síntomas típicos de la enfermedad
del marchitamiento vascular, se recolectó en los cultivos de las zonas
productoras de los municipios de Granada y Silvania, ubicados a una
altura sobre el nivel del mar de 1700 metros y a una temperatura
promedia entre 18 a 22ºC.
4.3.2 AISLAMIENTO DEL PATÓGENO
Para el aislamiento del microorganismo se tomaron tallos de plantas de
uchuva que presentaban síntomas de necrosis del sistema vascular;
luego en condiciones totalmente asépticas y bajo una cámara de flujo
laminar se realizaron cortes del tejido enfermo, se sometieron a una
desinfestación preliminar con jabón y agua estéril, se colocaron en
hipoclorito de sodio al 2.6% por espacio de tres minutos, se sumergieron
en agua destilada estéril durante 3 minutos para eliminar los excesos del
40
desinfestante; posteriormente, los trozos se tomaron con una pinza estéril
y se colocaron sobre el medio de cultivo papa-dextrosa-agar (PDA), para
luego ser incubados durante ocho días a una temperatura de 22ºC.
Las cepas obtenidas, se almacenaron durante ocho meses en nevera a
una temperatura aproximada de 4 a 8ºC, estas se reactivaron cada 15
días para evitar alguna perdida de patogenicidad, realizando repiques en
medio PDA a partir de la cepa de referencia.
4.3.3
OBTENCIÓN
DE
LAS
FORMAS
ESPECIALES
DEL
MICROORGANISMO
Para los ensayos se emplearon cepas del hongo F. oxysporum aislados
de plantas de lulo, clavel, banano, tomate de ensalada y arveja, facilitadas
por los laboratorios de Clínica de plantas de la Facultad de Agronomía de
la Universidad Nacional de Colombia y el de control biológico de
CORPOICA. Todos los aislamientos fueron conservados asépticamente
en cajas de petri con PDA, en el laboratorio de Fitopatología en la
Facultad de Agronomía de la Universidad Nacional de Colombia a una
temperatura de 4ºC.
Las cepas de referencia se mantuvieron activas realizando repiques cada
15 días en medio Agar PDA durante ocho meses, luego se incubaron
durante ocho días a una temperatura de 22ºC y de nuevo se almacenaron
en nevera a una temperatura aproximada de 4ºC.
4.3.4 IDENTIFICACIÓN DEL PATÓGENO
La identificación de los hongos se efectúo mediante la observación al
microscopio óptico (40X) con tinción de azul de lactofenol; se determino la
morfología del micelio, tipo de esporas, conidias, monofiálides y
clamidosporas producidas. Para constatar que los aislamientos crecidos
41
en PDA correspondían a F. oxysporum, se observaron además
características macroscópicos como, tipo de colonia, producción de
pigmentos y color del micelio; mediante la ayuda de claves taxonómicas
especializadas en la identificación de especies del genero Fusarium, se
comprobaron las características anotadas anteriormente.
4.3.5 PREPARACIÓN Y PRODUCCIÓN DEL INÓCULO
4.3.5.1 INCREMENTO INÓCULO POR AGITACIÓN
Para la preparación e incremento del inóculo se ensayaron dos métodos:
el de agitación en el cual se emplearon 20 erlenmeyer de vidrio por cada
inóculo, (uchuva, lulo, tomate de ensalada, arveja, banano y clavel), para
un total de 120 que contenían el medio de cultivo líquido Kerr (Ver anexo
A), que previamente se esterilizo en autoclave a 121ºC por 15 libras de
presión durante 25 minutos; luego se tomaron 100 ml en cada frasco y se
suspendió un fragmento del hongo, (para cada aislamiento se usaron
seis frascos), para un total de 600 ml de medio; se dejaron en agitación
continua a 120 r.p.m durante 15 días a temperatura ambiente, luego se
cuantificó el volumen de cada inóculo obteniendo una concentración
adecuada de 106 conidios/ml, que posteriormente se uso en el proceso de
inoculación sobre las diferentes especies evaluadas.
4.3.5.2 PREPARACIÓN DEL MEDIO DE CULTIVO
En este caso se utilizaron 120 g de PDA (ver anexo B), para preparar 3.0
Lts de medio, que se esterilizó en autoclave a 121ºC a 15 lbs de presión
por 25 minutos; previamente se esterilizaron durante una hora cajas de
petri en un horno calibrado a 250ºC, y en cada una se vertieron 25 ml de
medio de cultivo PDA; se sirvieron un total de 120 cajas. Por cada inóculo
trabajado se emplearon 20 cajas para su aislamiento y purificación,
realizándose dos repeticiones por cada inoculación.
42
4.3.5.3 INCREMENTO INÓCULO POR SIEMBRA DIRECTA
Para realizar la purificación del hongo y el incremento del inóculo, se tomó
una porción del micelio de cada cepa de referencia con un asa recta, se
sembró en el agar PDA y se dejó incubando durante ocho días a una
temperatura aproximada de 22ºC.
4.3.5.4 CUANTIFICACIÓN INÓCULO
La cuantificación del inóculo se estableció por medio de diluciones con
agua destilada estéril hasta obtener una concentración de 106 conidios/ml;
el conteo se realizó con cámara de Newbauer. La concentración de
inóculo utilizada se considera como la presión de inóculo que asegura una
infección y un desarrollo adecuado de la enfermedad (Hood y Steward,
1957).
4.3.6 PREPARACIÓN DEL SUSTRATO
PARA LA SIEMBRA DEL
MATERIAL VEGETAL
Para eliminar la flora microbiana presente en el sustrato usado para la
siembra del material vegetal, se aplicó un fumigante del suelo cuyo
ingrediente activo es Dazomet, conocido comercialmente como Basamid
(ver anexo C), que es un producto de fácil aplicación y de residualidad
limitada; el desinfestante se esparce sobre el sustrato y se sella con
polietileno oscuro por espacio de ocho días, luego se destapa y durante
15 días se realizan varios volteos, luego se deja airear por espacio de 20
días, de manera que permita la liberación de los vapores emitidos y no
queden residuos que además de
ocasionar toxicidad en el material
vegetal, inhiban la colonización por el microorganismo estudiado; las
especies evaluadas se sembraron después de los 20 días de iniciada la
aireación.
43
4.3.6.1 CONTROL TRATAMIENTO DEL SUELO
Con el fin de comprobar que en el suelo esterilizado con Dazomet no se
encontraba inóculo del microorganismo en estudio, se utilizó el medio de
cultivo Komada (Ver anexo D), selectivo para F. oxysporum; para tal fin se
tomo un gramo del suelo y se suspendió en 125 ml de agua destilada,
posteriormente se sembraron cinco gotas en tres cajas de petri que
contenían el medio seleccionado, para dejarlas en incubación por ocho
días, al cabo de los cuales se realizaron las respectivas lecturas, de
acuerdo con la recomendación sugerida por Komada et al (1975).
4.3.7 OBTENCIÓN DE LAS ESPECIES VEGETALES
Se realizaron dos ensayos, el primero con todas las especies vegetales
seleccionadas y el segundo con aquellas que pertenecen a la familia de
las solanáceas para de esta manera corroborar los resultados del primer
ensayo.
Éste primer ensayo permitió corroborar la viabilidad de las cepas y tener
un conocimiento preliminar de la especificidad de las formas especiales
estudiadas con sus respectivos hospederos.
Para este ensayo se emplearon 70 plántulas de 15 a 20 días de edad de
11 especies diferentes, para un total de 770 plantas, las cuales se
distribuyeron en 7 tratamientos diferentes, inoculando 10 ejemplares por
cada uno y se dejaron 110 plantas testigo (de cada una de las especies
vegetales ensayadas) que no fueron inoculadas.
Las especies vegetales empleadas para conocer el comportamiento del
aislamiento de F. oxysporum procedente de uchuva, fueron plántulas de
importancia comercial pertenecientes a la familia de las solanáceas;
además de las plántulas de uchuva (Physalis peruviana), se incluyeron las
44
siguientes
especies:
tabaco
(Nicotiana
tabacum),
lulo
(Solanum
quitoense), tomate de ensalada (Lycopersicon esculentum), tomate de
árbol (Cyphomandra betaceae) y Datura (Datura stramonium); y plantas
de géneros diferentes como clavel (Dianthus cariophyllus), arveja (Pisum
sativum), crisantemo (Dendrathemun morifolium), girasol (Helianthus
annuus) y granadilla (Passiflora edulis-ligularis). Los inóculos empleados
fueron aislados a partir de plantas de uchuva, lulo, tomate de ensalada,
arveja, banano y clavel, los cuales fueron enfrentados con las 11 especies
vegetales.
Para el segundo ensayo, se utilizaron 32 plántulas de 15 a 20 días de
edad de 6 especies diferentes, para un total de 192 plantas, las cuales se
distribuyeron en 4 tratamientos diferentes, inoculando 8 ejemplares de
cada especie por tratamiento y se dejaron 48 plantas testigo.
Las especies vegetales empleadas para conocer el comportamiento del
aislamiento de F. oxysporum procedente de uchuva, fueron plántulas de
importancia comercial pertenecientes a la familia de las solanáceas;
además de las plántulas de uchuva (Physalis peruviana), se inocularon
las siguientes especies: tabaco (Nicotiana tabacum), lulo (Solanum
quitoense), tomate de ensalada (Lycopersicum esculentum), tomate de
árbol (C. betaceae) y Datura (Datura stramonium). Los inóculos
empleados fueron aislados a partir de plantas de uchuva, lulo y tomate de
ensalada, los cuales fueron enfrentados con las 6 especies vegetales.
Las plantas fueron adquiridas en viveros debidamente registrados en el
ICA y en donde se realizan prácticas de esterilización del suelo, también
se aseguró la homogeneidad del material en cuanto a edad, tamaño y
aparentemente libre de alguna enfermedad de origen parasitario,
procedente del municipio de Silvania (Cundinamarca) (Figura 2).
45
Figura 2. Vivero donde se obtuvo el material vegetal homogéneo y estéril a partir
de suelo tratado.
4.3.8 PRUEBAS DE PATOGENICIDAD
La preparación del inóculo se realizó a partir de las diferentes cepas del
hongo activo, siguiendo un protocolo especifico, según Ribeiro &
Hagedorn (1979), teniendo en cuenta que la suspensión conidial debe
tener una concentración
de 1x106 ufc/ml. Posteriormente, el sistema
radical de las plántulas se lavó cuidadosamente con el fin de eliminar el
suelo adherido, luego con el fin de permitir la entrada de las conidias del
microorganismo, se cortó un centímetro
del
ápice
de
la
raíz;
posteriormente se realizó una inmersión de la raíz en un recipiente
plástico profundo con inóculo, durante un lapso de 30 minutos; las
plántulas testigo se sumergieron en agua destilada estéril (Figura 3). Al
finalizar el procedimiento las plántulas fueron transplantadas a bolsas de
polietileno negro con un 1 Kg. de suelo estéril, que se ubicaron en los
mesones del invernadero; las plantas testigo se ubicaron separadas de
las inoculadas con el hongo F. oxysporum.
46
Figura 3. Sistema de inoculación de las especies vegetales con los inóculos de
clavel, arveja y uchuva.
A partir de los ocho días se realizaron la primeras evaluaciones, que
permitieron conocer el periodo de incubación del microorganismo
inoculado y de esta manera determinar si el hongo inoculado es capaz de
ocasionar los síntomas de marchitamiento y necrosis vascular. La
severidad de la enfermedad se evaluó cada ocho días, de acuerdo con los
parámetros seleccionados.
El riego se realizó día de por medio durante el tiempo necesario de la fase
de experimentación. Para prevenir la contaminación entre las plantas
inoculadas, se colocaron platos individuales que permitían recoger el
agua de riego sobrante y demás lixiviados.
4.3.9 REAISLAMIENTO DEL HONGO A PARTIR DE MATERIAL
VEGETAL INOCULADO.
Este
proceso
permitió
establecer
claramente
que
los
síntomas
observados en las plantas de algunos de los tratamientos eran
ocasionados por la patogenicidad del microorganismo. Igualmente,
el
reaislamiento a partir de material vegetal de plántulas asintomáticas, de la
zona vascular, permitió conocer si alguna de las especies de plantas de la
47
familia se las solanáceas ensayadas pueden presentar una infección leve
del hongo en la parte basal del tallo, constituyéndose así en un posible
portador asintomático.
Para su aislamiento, se tomaron porciones de los vasos conductores del
cuello de las plántulas usadas en los ensayos de infección, tanto de las
sintomáticas como de las asintomáticas y de los controles; se sometieron
a una desinfestación preliminar para eliminar los contaminantes ubicados
en las partes superficiales de la planta, con jabón y agua estéril, se
colocaron en hipoclorito de sodio al 2.6% durante 3 minutos, luego se
sumergieron en agua destilada estéril durante 3 minutos; posteriormente,
se tomaron los trozos de material vegetal y con una pinza estéril se
colocaron sobre el agar PDA, se dejaron incubando a una temperatura de
22º C durante ocho días. El crecimiento del microorganismo en las cajas
con agar PDA, se confirmó por medio de identificación microscópica y
macroscópica, con ayuda de claves taxonómicas.
4.4 EVALUACIONES
4.4.1 MEDICIÓN DE LA SEVERIDAD DE LA ENFERMEDAD
La severidad de la infección se registró a diferentes intervalos de tiempo
(cada ocho días durante ocho semanas), usando la escala del CIAT,
1987.
SEVERIDAD
1
3
PORCENTAJE
0
10
5
25
CARACTERISTICAS
No manifestación de síntomas
No más del 10% del follaje total esta marchito y/o
clorótico
Hojas están marchitas y/o cloróticas.
7
50
Hojas están marchitas y/o cloróticas.
9
100
Plantas muertas o severamente infectadas que
muestran prácticamente todo su follaje marchito,
con clorosis, necrosis y/o defoliación prematura
48
4.4.2 MEDICIÓN DE LA DECOLORACIÓN VASCULAR
Al final de las evaluaciones, cada plántula fue retirada de la bolsa, los
haces vasculares fueron seccionados transversalmente para evaluar la
decoloración o necrosis vascular. Según Corrales & CIAT 1987, la escala
usada para medir la decoloración vascular incluye como categorías
ninguno, ligera, intermedia y severa; adicionalmente, la decoloración es
evaluada por separado para porciones correspondientes a distintas
alturas que van desde la raíz al tallo (parte baja, intermedia y alta).
GRADO
DECOLORACIÓN
VASCULAR
DESCRIPCIÓN
0
Ninguno
1
Ligera
2
Intermedia
3
Severa
CARACTERISTICAS
4.4.3 AVANCE DEL PATÓGENO EN EL TALLO
El avance del microorganismo se evaluó mediante mediciones a partir de
la primera semana hasta el día que finalizó el ensayo en la octava
semana. Las mediciones se realizaron, por medio de un corte trasversal
en el tallo, en donde se midió la decoloración vascular de cada tejido de
las plantas inoculadas que presentaron síntomas de la enfermedad.
49
4.5 RECOLECCIÓN DE LA INFORMACIÓN
La información se recolectó por medio de una libreta de campo,
documento que permitió anotar las observaciones semanales de los
síntomas y mediciones de las variables a estudiar (altura, desarrollo foliar
y radical clorosis), durante un periodo de ocho semanas. (Ver anexo E)
Se realizaron muestreos destructivos, eliminando una de las plántulas
inoculadas y un control por cada lectura, permitiendo obtener datos de la
necrosis vascular y presencia del hongo dentro de los tejidos de la planta,
así como también datos del reaislamiento.
Con el fin de establecer una relación mas clara entre el tiempo de
aparición de síntomas y el agravamiento de estos, con los efectos
observados en los parámetros de desarrollo de la plántula; se realizó un
comparación del progreso en las escalas de severidad de la enfermedad
propuestas por el CIAT, 1987; y los efectos observados sobre el
desarrollo de las plántulas. Para tal propósito, como ya se estableció, los
parámetros que se observaron con el fin de hacer la comparación fueron:
amarillamiento foliar, clorosis, necrosis vascular y/o defoliación prematura.
50
5. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
5.1 AISLAMIENTO DEL PATÓGENO
De los análisis de material vegetal con síntomas de marchitez vascular,
realizados en las principales zonas productoras de uchuva de los
departamentos
de
Cundinamarca,
se
obtuvieron
aislamientos
de
Fusarium oxysporum f. sp. uchuva. Los aislamientos de las colectas se
seleccionaron debido que en medio de cultivo PDA y mediante las claves
taxonómicas utilizadas, presentaron las características morfológicas y de
crecimiento características de F. oxysporum (Figura 4 y 5).
a
c.
b
d
Figura 4. Estructuras microscópicas de F. oxysporum (40X): a. Abundantes
microconidias (en mayor proporción que macroconidias) de forma alargada y de
una sola célula. b. Macroconidias en forma de media luna y con dos septas. c.
Clamidosporas intercalares y d. Abundantes Monofialides individuales de
tamaño corto.
51
El organismo causal es el hongo perteneciente a la clase deuteromiceto
denominado F. oxysporum. Este presentó hifas finas e hialinas,
esporodoquios donde se agrupan las esporas y gran cantidad de conidios;
en medio de cultivo, inicialmente se desarrolló una colonia blanca que al
envejecer se torno de color violeta o púrpura (Figura 5 y 6). Presento
microconidios unicelulares y macroconidios alargados con 2-3 septos y
con un tamaño de 25-35 micras de largo y de 3-6 micras de ancho, rectos,
dorsiventrales o ligeramente falcados, formo células de paredes
engrosadas que actúan como estructuras de resistencia denominadas
clamidosporas que pueden ser terminales o intercalares, característica
que se observa en la Figura 4 y que coinciden con los descrito por Nelson
(1983) & Nelson (2002).
Además, se caracterizo por tener clamidosporas sin septos, las cuales
miden de 6-15 micras de largo y 2-4 micras de ancho.
Estas poseen una o dos células redondeadas, de pared gruesa y se
producen terminal o intercalarmente en el micelio viejo o en las
macroconidias. Las clamidosporas son estructuras de supervivencia y
pueden sobrevivir en el suelo durante más de 5 años, lo cual depende del
clima. Las clamidosporas germinan y penetran a través de las heridas que
se forman al emerger las raíces laterales o penetran directamente al tejido
joven en la zona de elongación. El micelio avanza intercelularmente y
alcanza la región del xilema. El hongo se desarrolla en las traqueidas, vasos
y células parenquimatosas. El micelio se ramifica y produce microconidias,
las cuales se desprenden y son arrastradas hacia arriba por corriente de
savia, vuelven a germinar y producen más micelio y microconidias.
(Summerell et al, 2002)
52
Figura 5. Cepa de F. oxysporum f. sp. uchuva, siembra directa en medio PDA a
partir de material vegetal enfermo.
5.2 PREPARACIÓN DEL INÓCULO
El hongo que es un habitante del suelo que penetra en la planta a nivel
del sistema radical o en la base del tallo por heridas naturales o inducidas,
luego avanza hacia los haces vasculares y es traslocado a toda la planta.
En las pruebas preliminares para evaluar los dos medios de cultivo (Kerr y
PDA) se observó que en medio PDA el crecimiento del microorganismo
fue rápido, obteniéndose una mayor concentración de inóculo en menor
tiempo que en el medio líquido.
Las colonias
de F. oxysporum obtenidas a partir de aislamientos de
tejidos de uchuva y lulo sobre PDA, se presentan en la Figura 6, en donde
se observa que su apariencia, crecimiento y coloración es semejante.
53
B
A
Figura 6. a. Aislamientos del hongo F. oxysporum f. sp lulo b. F. oxysporum f.
sp. uchuva, siembra directa en medio PDA.
5.3 CONTROL TRATAMIENTO DEL SUELO
En el medio de cultivo Komada no se evidenció crecimiento del
microorganismo a partir de las muestras de suelo después del tratamiento
de esterilización con el producto, nos indicó que el proceso de
desinfestación y completa esterilidad fue óptimo para llevar a cabo la
inoculación en un sustrato libre de patógenos.
5.4 ENFERMEDAD
De acuerdo con numerosas investigaciones, los marchitamientos
vasculares
son
enfermedades
que
se
encuentran
ampliamente
distribuidas y son muy destructivas y alarmantes, ya que se manifiestan
en un marchitamiento mas o menos rápido, empardecimiento y muerte de
hojas y rebrotes suculentos de algunas plantas, lo cual da como resultado
la muerte de estas ultimas, tal como aparece registrado en uchuva por
Forero de La Rotta et al, (2005). Los marchitamientos se deben a la
presencia y actividades del patógeno en los tejidos vasculares xilémicos
de las plantas; en pocas semanas el patógeno puede ocasionar la muerte
de las plantas y de sus órganos que se localizan arriba del punto del
invasión vascular en la mayoría de las plantas anuales y algunas
perennes, aunque algunas plantas de este ultimo grupo no mueren sino
54
hasta después de varios años a partir del momento en que fueron
infectadas por el hongo (Agrios, 2002).
Después de que el patógeno penetra el tejido vegetal, continúa
propagándose internamente en forma de micelio o conidios a través de
los vasos xilémicos hasta que muere toda la planta; las que logran
continuar su ciclo de vida, permiten que el patógeno siga viviendo y
produzca marchitamientos vasculares que se limita a los tejidos
vasculares (xilema) y a algunas células circunvecinas (traqueidas) y
nunca sale a la superficie de la planta incluso tampoco produce esporas.
Solo cuando la enfermedad ocasiona la muerte de una planta infectada, el
hongo se propaga hacia otros tejidos y esporula en la planta muerta o
sobre
la
superficie
de
ésta
tal
como
lo
reportan
numerosas
investigaciones realizadas por Rodríguez (2006) en plantaciones de clavel
cultivado en la Sabana de Bogotá.
Como se presenta en la Figura 7, en la prueba de patogenicidad, F.
oxysporum procedente de uchuva mostró síntomas de necrosis vascular
en las plantas inoculadas, donde se observa que los vasos conductores
de nutrimentos se encuentran bloqueados, estos son los síntomas
primarios del grupo de enfermedades conocidas como “marchitamientos
vasculares”. Las traqueidas del xilema se obstruyen, impidiendo la
comunicación entre las células de los vasos conductores y el transporte
de sustancias, lo que genera una necrosis pronunciada (Barrera &
Gómez, 1995).
55
A
b.
Figura 7. Corte trasversal de tallo de uchuva con decoloración vascular a las
tres semanas de inoculación con F. oxysporum f. sp. uchuva, síntomas primarios
típicos de la enfermedad.
Todos los marchitamientos vasculares, sin considerar el tipo de patógeno
que lo ocasione, tienen ciertas características en común generalmente las
hojas de plantas infectadas o de partes de plantas infectadas pierden su
turgencia, se debilitan, adquieren una tonalidad que va del verde claro al
amarillo verdoso, decaen y finalmente se marchitan, se tornan amarillas,
empardecen y mueren. Las hojas pueden estar extendidas o bien
enrolladas (Figura 8). Los retoños tiernos y jóvenes también se marchitan
y mueren; los cortes trasversales que se hacen de tallos y ramitas
infectados muestran varias zonas cafés decoloradas, tal como se
presentan en la Figura 7. En los vasos xilémicos de tallos, raíces y otros
órganos infectados, puede haber micelio y esporas del hongo. Algunos de
los vasos xilémicos son obstruidos por el micelio, las esporas o bien los
polisacáridos que produce el hongo. (Barrera et al, 1995)
56
Figura 8. Plantas de uchuva en el invernadero, inoculadas con Fou. Las hojas se
observan débiles, decaídas, enrolladas, debido a la perdida de turgencia;
además presentan una tonalidad que va del verde claro al amarillo.
La expresión de los síntomas internos y externos de la enfermedad se
pudo observar en las plantas de uchuva y lulo inoculadas, con formas
especiales del patógeno; se observa como es el efecto de la interacción
planta-patógeno en las hojas a medida que se produce la colonización del
microorganismo (Figura 9).
a.
b.
Figura 9. a. Área foliar de uchuva b. Área foliar del lulo. Síntomas secundarios
característicos de la enfermedad, clorosis y amarillamiento foliar progresivo.
En Colombia esta enfermedad ha causado grandes pérdidas en los
cultivos de uchuva debido al deterioro que presentan las plantas; la
marchitez severa por la necrosis en los tejidos vasculares y muerte
celular, impide el transporte de sustancia a otras partes de la planta,
ocasionando amarillamiento y debilitamiento general, que finalmente
conduce a la muerte de la planta.
57
Los síntomas del daño se inician con un amarillamiento de las hojas
inferiores de la planta, tal como se observa en la figura 10.a y 11.a, la
cual progresa hacia la parte superior de la misma produciendo un
envejecimiento prematuro de las hojas (Figura 10.b y 11.b). La infección
se efectúa en las raíces e hipócotilos de las plantas, donde su sistema
vascular se puede decolorar tomando un color café-rojizo.
a.
.
b.
Figura 10. a. Plántulas de uchuva con síntomas de amarillamiento severo de las
hojas bajeras, generado por el patógeno a partir de la cuarta semana de la
inoculación, F. oxysporum f. sp. uchuva. b. Plántula control de uchuva sin
síntomas, plántula de uchuva inoculada con Fou que presentan envejecimiento
prematuro de las hojas y clorosis por el avance de la enfermedad.
a.
b.
Figura 11. a. Plántulas de lulo con síntomas de amarillamiento ligero de las
hojas bajeras, generado por el patógeno a partir de la cuarta semana de la
inoculación, F. oxysporum f. sp. lulo. b. Plántula control de lulo sin síntomas,
plántulas de lulo inoculada con Fol que presentan envejecimiento prematuro de
las hojas y se observan hojas marchitas secas pero que aun permanecen
adheridas a la planta.
58
Igualmente es necesario tener en cuenta que la enfermedad ha
aumentado considerablemente en los últimos años llegando a ser una de
las más limitantes en las zonas de producción ubicadas en los municipios
de Granada y Silvania (Cundinamarca). Una de las causas ha sido por
que los productores siembran continuamente esta especie vegetal sin
tener en cuenta algún tipo de rotación del cultivo, que junto con las
características de sobrevivencia que presenta el hongo tanto en el suelo
como en restos de cultivo hacen que pueda perdurar por espacio superior
a los 6 años.
En el primer ensayo realizado, al inocular Fou sobre las 11 especies
previamente seleccionadas, únicamente se obtuvieron síntomas típicos de
la enfermedad sobre las plantas de uchuva; los síntomas observados
presentaron características similares a las que se presentan en el campo.
De igual manera las formas especiales inoculadas sobre diferentes
hospederos presentaron síntomas solamente sobre los hospederos de
donde
fueron
obtenidos,
esta
especificidad
la
registran
varios
investigadores en numerosos trabajos publicados (Agrios, 2002; Nelson,
(2002).
Lo primero que se observa en campo es un amarillamiento en las hojas
básales, posteriormente se marchitan se secan pero permanecen
adheridas a la planta (Figura 12.a). Esta sintomatología va progresando
hacía la parte superior de la planta a veces sólo toma un sector de la
misma. Al comienzo las plantas muestran marchitez en las horas más
calurosas del día recuperándose al final del mismo pero finalmente se
marchitan y mueren. Las raíces principales y el tallo presentan necrosis
vascular, cuando se corta el tallo se observa una necrosis
de color
marrón en los vasos conductores de xilema, lo cual avanza desde el nivel
del suelo hasta la parte más alta de la planta (Figura 12 b.) (Forero de La.
Rotta y Quevedo, 2005)
59
a.
b.
Figura 12. a. Se observa en campo, una clorosis parcial en las hojas de uchuva,
un capacho de color verde intenso y el resto cloróticos hacia un lado de la
planta, hojas marchitas secas pero que aun permanecen adheridas a la planta.
b. Corte longitudinal del tallo de plantas de uchuva, se observa el sistema
vascular de color marrón por el avance del patógeno, y se observa en la parte
posterior, el avance del patógeno en los vasos conductores en la fase inicial del
necrosamiento, se caracteriza por presentar una apariencia blanquecina
pulverulenta.
La enfermedad es favorecida por temperaturas cálidas (20ºC) asociada a
alta humedad relativa, características del clima que son comunes en las
zonas de producción que se encuentran afectadas por la enfermedad.
Otro síntoma característico, es la necrosis vascular unilateral que coincide
con el amarillamiento del follaje, puesto que inicialmente se manifiesta en
las hojas y tejidos de un solo lado de la planta (Figura 13). Cuando las
raíces y tallos son invadidos por el hongo, los síntomas se muestran como
una pudrición oscura, particularmente sobre las raíces laterales más
pequeñas. Después que la planta muere, y bajo condiciones de ambiente
húmedo, el hongo fructifica sobre la superficie del tallo. (Rodríguez, 2006)
60
a.
b
Figura 13. a. Hojas de uchuva que presentan síntoma foliar característico del
desarrollo unilateral de la enfermedad. b. Síntoma foliar en la cuarta semana de
inoculación, avance de la unilateralidad de la enfermedad.
Fusarium puede reducir fuertemente el rendimiento en campo donde la
incidencia de este hongo es alta. Éste sobrevive por muchos años en el
suelo, la enfermedad es favorecida por climas cálidos y suelos con textura
arenosa. En regiones templadas es muy severo en cultivos desarrollados
bajo condiciones de invernadero. Los daños se presentan con mayor
severidad cuando la planta es sometida a periodos de estrés en la etapa
de floración y fructificación. (Fischer et al, 2005)
Por otro lado, Fusarium puede ser diseminado en semilla vegetativa,
estacas, plántulas infectadas, maquinaria agrícola, herramientas, agua de
riego y cualquier medio que facilite el movimiento de suelo.
Por ser uno de los cultivos de mayor importancia en Colombia, es una
enfermedad que debe ser estudiada con precaución con el fin de tener
elementos que permitan proponer estrategias de manejo y control de la
enfermedad.
61
5.5 REAISLAMIENTO DEL HONGO A PARTIR DE MATERIAL
VEGETAL INOCULADO
Bajo las condiciones del ensayo, el microorganismo se recupero de las
plantas de uchuva, lulo y tomate que presentaron síntomas de la
enfermedad, pero no de los tejidos vegetales procedentes de plantas
asintomáticas inoculadas, de igual forma a partir de las plantas testigo no
se evidencio crecimiento del patógeno.
Otro resultado importante que cabe mencionar, fueron las características
del sistema radical.
Se presentó mayor severidad de agresión en las plantas de uchuva y de
lulo que en tomate de ensalada con sus respectivos inóculos. Las plantas
de uchuva inoculadas con Fou, mostraban escasez en los pelos radicales
al igual que las plantas de lulo con Fol. El tomate de ensalada con Fote
presentó un sistema radical medianamente escaso. Esto, debido a la
presencia del patógeno en el interior, afectando el proceso fotosintético en
toda la planta por la clorosis, amarillamiento y pérdida de turgencia en las
hojas que disminuye la captación de luz solar. Además, se bloquea la
traslocación de productos hacia las raíces y demás partes de la planta
(Barrera & Gómez, 1995). Por lo anterior, se detiene el crecimiento y
desarrollo radical, se observa una escasez de los pelos radicales,
disminución en la elongación de las raíces, atrofiamiento, necrosis (color
marrón) y una leve pudrición oscura en las plantas inoculadas. Las
plantas control presentaban un sistema radical abundante y sin pudrición
(Figura 14 a. y b.).
62
a.
b.
Figura 14. a. Sistema radical de las plantas de uchuva inoculadas con Fou a los
30 días de transplantadas b. Planta de lulo inoculada con Fol. Se observa
pudrición oscura, atrofiamiento, escasez en los pelos radicales, raíces color
marrón necrosadas. Las plantas control de uchuva y lulo presentaron un sistema
radical abundante y sin pudrición.
De acuerdo con lo anterior se confirmó que el patógeno produce distintas
formas especiales, las cuales no se pueden diferenciar por su morfología
o por las características culturales de las colonias, sin embargo, son
fisiológicamente diferentes por su capacidad de parasitar y ocasionar
enfermedades en plantas hospedantes específicas. Esto se debe a que
solamente las plantas hospedantes y sus exudados radicales satisfacen
los requerimientos nutricionales del hongo y, por lo tanto, éste puede
desarrollarse solamente en este tipo de plantas (Nelson, 1981; Gordon y
Martyn, 1997).
En el segundo ensayo permitió corroborar que dentro de las solanáceas
únicamente Fou afecta las plantas de uchuva y en la misma forma los
inóculos de las formas especiales (lulo y tomate de ensalada), no tienen
ningún grado de patogenicidad sobre las plantas de uchuva. Como se
observa en la figura 15, no se presentan diferencias en crecimiento de las
plantas de uchuva inoculadas con aislamientos de F. oxysporum,
procedentes de lulo, tomate de ensalada y el control sin inocular, sin
embargo las plantas de uchuva no alcanzaron su desarrollo ya que a la
séptima semana se observaron totalmente marchitas y necrosadas (Ver
63
anexo F, G, H, I). Se encontró que las plantas de uchuva disminuyen su
crecimiento a partir de la tercera semana de la inoculación, lo cual permite
indicar que el periodo de incubación de la enfermedad empieza a partir de
las tres semanas de iniciado el ciclo de la enfermedad. Este resultado es
de gran importancia para los productores ya que si el inóculo se
encuentra en el suelo es probable que estos síntomas pasen
desapercibidos por los cultivadores, o que se presente una especie de
enmascaramiento de la enfermedad en las plántulas que se adquieren en
los viveros encargados de su producción y venta.
DIFERENCIACIACION DEL CRECIMIENTO DE LA UCHUVA EN SUS CUATRO TRATAMIENTOS
60
50
ALTURA TALLO (cm)
40
CONTROL
INOCULO TOMATE
INOCULO UCHUVA
INOCULO LULO
30
20
10
0
1
2
3
4
5
6
7
8
SEMANAS
Figura 15. Crecimiento de las plantas de uchuva inoculadas con Fou, Fol y Fote
junto con el control de uchuva, después de ocho semanas de iniciado el ensayo.
Los resultados obtenidos con los inóculos de las formas especiales de
lulo y tomate de ensalada se presentan en la figura 16, que muestran que
únicamente el inóculo de lulo o tomate de ensalada fueron patogénicos
sobre cada una de las especies que procedían. Se observa que el periodo
de incubación en las plantas de lulo se inicia a partir de la cuarta semana
y después de tres semanas la planta muere; en tomate de ensalada el
64
periodo de incubación se manifiestan a partir de la quinta semana de la
inoculación, sin embargo después de las ocho semanas la planta aun no
presenta muerte de tejidos, únicamente se presento amarillamiento foliar
y poco desarrollo.
En relación con los resultados encontrados sobre las plantas de uchuva,
es necesario mencionar que la patogenicidad de Fou sobre su hospedero
es mayor que la forma especial de cada una de las dos solanáceas
mencionadas con anterioridad; dado el corto periodo de incubación que
presenta, es posible que este relacionado con algunas de las
características de las plantas de uchuva, como la suculencia que presenta
lo cual facilita no solamente la penetración del microorganismo sino
también su colonización.
DIFERENCIACION DEL CRECIMIENTO DEL LULO EN SUS CUATRO TRATAMIENTOS
DIFERENCIACION DEL CRECIMIENTO DEL TOMATE DE ENSALADA EN LOS CUATRO
TRATAMIENTOS
25
30
20
A L T U R A T A L L O (c m )
25
CONTROL
INOCULO TOMATE
INOCULO UCHUVA
INOCULO LULO
10
A L T U R A T A L L O (c m )
20
15
CONTROL
INOCULO TOMATE
INOCULO UCHUVA
INOCULO LULO
15
10
5
5
0
0
1
2
3
4
5
6
7
8
1
2
3
4
5
SEMANAS
SEMANAS
A
B
6
7
8
Figura 16. Crecimiento de las plantas de lulo (A) y tomate de ensalada (B)
inoculadas con Fou, Fol, Fote, junto con sus respectivos controles, después de
ocho semanas de iniciado el ensayo.
En los ensayos realizados sobre las otras solanáceas (C. betaceae, D.
stramonium y N. tabacum), se encontró que ninguno de los inóculos
ensayados presento algún grado de patogenicidad sobre este grupo de
plantas, como se observa en la Figura 17. El crecimiento de las plantas
65
fue semejante al de las plantas sin inocular, a pesar de que en el caso de
D. stramonium el control tuvo una altura mayor que el de las plantas
inoculadas con las formas especiales del microorganismo, pero no se
observaron síntomas de amarillamiento, marchitamiento o necrosis
vascular, posiblemente su mayor altura pudo ser debido a factores del
ambiente, como ubicación en un lugar donde la cantidad de luz era mayor
(Ver anexo F, G, H, I).
Este resultado también permite concluir que el inóculo procedente de las
plantas de uchuva con los síntomas de “marchitamiento vascular”, solo es
patogénico en plantas de uchuva, pero no tiene la capacidad de afectar el
grupo de las solanáceas que forman parte de este trabajo.
DIFERENCIACION DEL CRECIMIENTO DEL TOMATE DE ARBOL EN LOS CUATRO TRATAMIENTOS
DIFERENCIACION DEL CRECIMIENTO DE DATURA EN LOS CUATRO TRATAMIENTOS
30
30
25
25
20
15
A L T U R A T A L L O (c m )
A L T U R A T A L L O (c m )
20
CONTROL
INOCULO TOMATE
INOCULO UCHUVA
INOCULO LULO
CONTROL
INOCULO TOMATE
INOCULO UCHUVA
INOCULO LULO
15
10
10
5
5
0
0
1
2
3
4
5
6
7
8
1
2
3
4
SEMANAS
5
6
7
8
SEMANAS
A
B
DIFERENCIACION DEL CRECIMIENTO DEL TABACO EN LOS CUATRO TRATAMIENTOS
30
ALTURA TALLO (cm)
25
20
CONTROL
INOCULO TOMATE
INOCULO UCHUVA
INOCULO LULO
15
10
5
0
1
2
3
4
5
6
7
8
SEMANAS
C
Figura 17. Crecimiento de las plantas de tomate de árbol (A), Datura (B) y
Tabaco (C), inoculadas con Fou, Fol y Fote, después de ocho semanas de
iniciado el ensayo.
66
5.6 MEDICIÓN DE LA SEVERIDAD DE LA ENFERMEDAD
De acuerdo con la evaluación realizada teniendo en cuenta la escala de
severidad utilizada por el CIAT, 1987; sobre el grupo de solanáceas
ensayadas, únicamente las plántulas de uchuva, presentaron un
marchitamiento generalizado y clorosis de casi el 25% a la tercera
semana de inoculación. Al cabo de la sexta semana, presento una
necrosis vascular severa y un amarillamiento generalizado. Las demás
plantas no presentaron ningún síntoma (Figura 18).
Las plantas de lulo inoculadas con las formas F. oxysporum f. sp. lulo,
presentaron clorosis de casi el 15% a la tercera semana de inoculación. Al
cabo de la séptima semana, presento una necrosis vascular severa y un
amarillamiento generalizado. Las demás plantas no presentaron ningún
síntoma (Figura 18).
Las plantas de tomate de ensalada inoculadas con F. oxysporum f. sp.
lycopersici, presentaron clorosis de casi el 10% a la quinta semana, una
necrosis vascular intermedia, el desarrollo foliar y radical disminuyo pero
no se observo marchitez generalizada. Las demás plántulas no
presentaron ningún síntoma (Figura 18).
Las plantas de tomate de árbol, datura y tabaco inoculadas con F.
oxysporum f. sp. lycopersici, F. oxysporum f. sp. lulo y F. oxysporum f. sp.
uchuva, no presentaron ningún síntoma. Además tanto las plantas
inoculadas como las no inoculadas tuvieron un óptimo crecimiento (Ver
anexo F, G, H, I)
La severidad de la enfermedad y la defoliación prematura fue
directamente proporcional a el avance del tiempo, demostrando que las
plantas de uchuva inoculadas con F. oxysporum f. sp. uchuva, a la
primera semana mostraron una severidad del 0% y a la sexta semana fue
del 100%; las plantas de lulo inoculadas con F. oxysporum f. sp. lulo, a la
67
primera semana mostraron una severidad del 0% y a la séptima semana
fue del 100%; las plantas de tomate de ensalada inoculadas con F.
oxysporum f. sp. lycopersici, a la primera semana mostraron una
severidad del 0% y a la octava semana fue del 25% (Figura 18).
SEMANA
1
Severidad
Uchuva+Fou
(%)
0
Severidad
Lulo+Fol
(%)
0
Severidad
Tomate de
ensalada+Fote (%)
0
2
10
5
0
3
25
15
0
4
50
25
0
5
75
50
10
6
100
75
15
7
-
100
20
8
-
-
25
Figura 18. Tabla de medición de la severidad de la enfermedad (%) en plantas
de uchuva con Fou, lulo con Fol y tomate de ensalada con Fote, durante las
ocho semanas.
Demostrando así que las plantas que mas patogenicidad presentaron
fueron las de uchuva con su inóculo respectivo, continuando las plantas
de lulo y finalmente el inóculo que menos patogenicidad presentó fue el
de tomate de ensalada. Esto puede deberse a las características
fisiológicas de las plantas de uchuva, que por su tallo más suculento,
permite la penetración y colonización del microorganismo de una forma
más fácil y rápida.
68
5.7 MEDICIÓN DE LA DECOLORACIÓN VASCULAR
Teniendo en cuenta la escala propuesta por Corrales & CIAT, 1987; la
decoloración en plantas de uchuva con Fou en la segunda semana fue
ligera, aumentando progresivamente cada semana hasta que finalmente
la planta presentó una decoloración vascular severa en la sexta semana
de inoculadas. Además se observó clorosis progresiva, finalmente un
amarillamiento severo, un porcentaje de defoliación alto, marchitez aguda
y generalizada (Figura 19).
De igual forma, las plantas de lulo con Fol, presentaron una decoloración
vascular severa a la séptima semana de inoculadas, pero la defoliación
prematura fue evidenciada en menor tiempo en las plantas de uchuva,
demostrando así que la agresión del patógeno en las plantas de uchuva
fue mayor que en las de lulo y tomate de ensalada. Se observó clorosis
progresiva, finalmente un amarillamiento intermedio, un porcentaje de
defoliación medio, marchitez aguda y generalizada (Figura 19).
Las plantas de tomate de ensalada con Fote, presentaron una
decoloración vascular intermedia a la octava semana de inoculadas, y aún
no presentaba marchitez severa ni defoliación prematura, ni un
amarillamiento generalizado (Figura 19).
69
SEMANA
1
Decoloración Decoloración
Uchuva+Fou Lulo+Fol(%)
(%)
Ninguno
Ninguno
decoloración
Tomate de
ensalada+Fote(%)
Ninguno
2
Ligera
Ligera
Ninguno
3
Intermedia
Ligera
Ninguno
4
Severa
Intermedia
Ligera
5
Severa
Intermedia
Ligera
6
Severa
Severa
Ligera
7
-
Severa
Intermedia
8
-
-
Intermedia
Figura 19. Tabla de medición de la decoloración vascular en plantas de uchuva
con Fou, lulo con Fol y tomate de ensalada con Fote, durante las ocho semanas.
Ninguno
Ligera
Intermedia
Severa
5.8 AVANCE DEL PATÓGENO EN EL TALLO
Al evaluar mediante muestreo destructivo el avance del patógeno en los
tejidos internos de las plantas inoculadas, se encontró que el inóculo que
tuvo la mayor capacidad de avanzar fue el procedente de uchuva (Fou) tal
como se presenta en la Figura 20.
UCHUVA vs INOCULO
35
30
25
20
ALTURA (cm)
UCHUVA
INOCULO
15
10
5
0
1
2
3
4
5
6
SEMANAS
Figura 20. Altura de las plantas de uchuva y su relación con los síntomas de
necrosis vascular.
70
Al comparar el avance de Fou respecto a las otras las especies vegetales
con formas especiales conocidas (Fol, Fote), se encontró que el inóculo
procedente de uchuva avanzo en promedio 5 cms cuando las plantas
presentaban 32 cms de altura (Figura 20), mientras que Fol solo alcanzó
un total de 3.7 cms en plantas de 15 cms, a pesar de que el
microorganismo presenta mayor colonización respecto a la altura, los
síntomas externos en las plantas de lulo no son tan evidentes; F.
oxysporum f. sp. lycopersici avanzo un total de 3 cms a los 21 cms de
altura, lo cual puede explicar que después de las ocho semanas de la
inoculación las plantas de tomate aun no se ven afectadas por la
obstrucción parcial en los vasos de conducción de nutrimentos (Figura 21)
(Ver anexo F, G, H, I).
TOMATE E. vs INÓCULO
LULO vs INOCULO
25
16
14
20
12
10
15
ALTURA (cm)
ALTURA (cm) 8
TOMATE E.
LULO
INOCULO
INÓCULO
10
6
4
5
2
0
0
1
2
3
4
SEMANAS
A
5
6
7
1
2
3
4
5
6
7
8
SEMANAS
B
Figura 21. Diferencia entre el crecimiento de las plantas de lulo (A) y tomate de
ensalada (B), inoculadas con sus respectivas formas especiales, durante ocho
semanas de evaluación.
De acuerdo a la decoloración vascular presente en los vasos conductores
de las plantas, se pudo determinar el avance del patógeno en el tejido
vegetal, mostrando que las plantas de uchuva con Fou presentaron una
decoloración vascular severa en la parte intermedia del tallo en las ultimas
semanas del ensayo, las plantas de lulo con Fol presentaron una
decoloración vascular severa en la parte alta del tallo y las plantas de
71
tomate de ensalada con Fote presentaron una decoloración vascular
intermedia en la parte baja del tallo. Así, la decoloración en las plantas de
uchuva se presente en la parte intermedia del tallo comparado con las
plantas de lulo, la severidad de la enfermedad fue mayor en las plantas de
uchuva; además que las plantas de uchuva adquirieron mayor altura que
las plantas de lulo, lo que permitió al microorganismo avanzar mas rápido
en el tallo mas corto.
Los resultados de la presente investigación, si bien contribuyen a la
identificación de la forma especial de la uchuva, F. oxysporum f. sp.
uchuva (Fou) en las principales zona productoras de uchuva de los
departamentos de Cundinamarca, abren también la necesidad de
investigar la problemática de la marchitez vascular que como pudimos
evaluar, trae consigo pérdidas económicas y en la producción del
producto, además de crear alternativas paralelas como la rotación de
cultivos con otras especies que fueron evaluada de igual forma en el
estudio.
72
6. CONCLUSIONES
El agente causal de esta enfermedad, F. oxysporum, es un patógeno
parásito facultativo, habitante del suelo que penetra los tejidos por heridas
y puede causar grandes daños en un cultivo por los síntomas que trae a
la planta de uchuva, además de las estructuras de resistencia que
presenta (clamidosporas), que le permiten estar en el suelo durante varios
años, dificultando así la erradicación en un terreno.
Las inoculaciones y el amplio rango de hospederos evaluados permitieron
ampliar el conocimiento acerca de qué especies vegetales que en
determinado momento pueden ser afectadas por el patógeno.
Al estudiar el rango de hospederos afectados por el microorganismo
obtenido a partir de plantas de uchuva con síntomas de “marchitamiento
vascular”, se encontró que sobre esta especie vegetal se esta
presentando una forma especial, que no tiene la capacidad de atacar
algunas de las especies que con frecuencia se cultivan en los sistemas de
producción de este frutal.
De acuerdo con los resultados en este estudio el microorganismo
procedente de uchuva (Fou), no presenta ningún grado de patogenicidad
sobre el grupo de solanáceas evaluadas y que son cultivadas en las
zonas dedicadas a la producción de uchuva.
Los resultados obtenidos en el estudio permiten proponer una nueva
forma especial de F. oxysporum,
específico en plantas de uchuva;
existen evidencias bibliográficas que indican que las formas especiales
del hongo pueden encontrarse en hospederos específicos.
También se encontró que las formas especiales de F. oxysporum
procedentes de especies de clavel, arveja, banano, lulo, tomate de
73
ensalada, no presentaron algún grado de patogenicidad sobre uchuva, lo
cual permite sugerir que los productores de uchuva cuentan con especies
que sirve como cultivos de rotación, que contribuyan a disminuir la
concentración de inóculo en el suelo.
Se determinó que el periodo de incubación de la enfermedad es de 3
semanas lo cual reviste gran importancia en la diseminación de la
enfermedad dado que los síntomas no son evidentes en el momento de
comercialización del material de propagación.
74
7. RECOMENDACIONES
Adelantar trabajos de investigación sobre biología molecular que
permita no solo caracterizar posibles fuentes de resistencia al
microorganismo, sino identificar posibles razas o variantes.
Adelantar campañas encaminadas a transferir la tecnología que se ha
desarrollado alrededor de las investigaciones relacionadas con esta
especie vegetal de manera que los productores conozcan la
importancia de la enfermedad y puedan integrar medidas preventivas
sobre el manejo de la enfermedad.
Realizar
investigaciones
encaminadas
a
que
el
material
de
propagación que se comercializa garantice una excelente calidad
fitosanitaria.
75
8. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
1. AGRIOS,
GEORGE;
2002.
Fitopatología.
Segunda
edición.
Limusa. Grupo Noriega Editores. México. 425-431 pp
2. ALMANZA, P.J, FISCHER, G. 1993. Nuevas tecnologías de la
uchuva Physalis peruviana L. Agro desarrollo 4 (1-2). 292-304 pp
3. Anónimo. SIM: Sistema de Inteligencia de Mercados. Ministerios de
Agricultura
y
desarrollo
rural.
Corporación
Colombiana
Internacional. 2005. Perfil de producto No. 13. ( en línea):12 pp
http://www.agronet.gov.co/www/docs_agronet/200511316613_UCH
UVA-13.pdf
4. Anónimo: (en línea): http://danac.org.ve/indice/detalle_productos.php
5. Anónimo: (en línea): http://www.merck.cl
6. Anónimo:(http://www.puc.cl/sw_educ/hortalizas/html/solanaceae.ht
ml
7. ARIZA O. RUBÉN D. 2000. Manejo de plagas de la Uchuva.
UNIBIBLOS. Universidad Nacional de Colombia, facultad de
Agronomía. 67-71 pp
8. ARMSTRONG G.M, ARMSTRONG J.K. 1978. Formae speciales of
Fusarium
Oxysporum
causing
wilts
of
the
Cucurbitaceae.
Phytophatology 13:95-103 pp
9. BACKER, R.P. 1978. Inoculum potencial. In J.D. Horsfall and E.B.
Cowling (Eds). Plant Pathology: an advance treatise. Vol II.
Academic Press. New York. 137-157 pp
10. BANIHASHEMI Z, DEZEEUW D.J. 1973. Saprophytic activities of
Fusarium Oxysporum f. sp. melonis in soil. Trans. Br. Mycol. Soc.
60:205-210 pp
11. BANIHASHEMI Z, DEZEEUW D.J. 1975. The behavior of Fusarium
Oxysporum f. sp. melonis in the presence and absence of host
plants. Phytophatology. 65:1212-17 pp
12. BARRERA J.A, GÓMEZ S. 1995. Determinación de razas
fisiológicas de Fusarium oxysporum f. sp. dianthi de clavel en ocho
76
fincas del grupo Chia localizadas en la Sabana de Bogotá.
Ingeniero Agrónomo. Universidad Nacional de Colombia. Facultad
de Agronomía. Bogotá, Colombia. 57 pp
13. BECKMAN C.H, ROBERTS E.M. 1995. On the nature and generic
basis for resistance and tolerance to wilt diseases of plants.
Advanced Botanical Research. 21:35-77 pp
14. BLANCO V.J.O. 2000. Manejo de enfermedades de la Uchuva.
UNIBIBLOS. Universidad Nacional de Colombia, facultad de
Agronomía. 57-65 pp
15. BURGESS LW, NELSON PE, SUMMERELL BA. 1989. Variability
and stability of morphological characters of Fusarium Oxysporum
isolated from soils in Australia. Mycol. Res. 96:780-84 pp
16. CHAPELA IH, BODDY L. 1988. Fungal colonization of attached
beech
branches.
II.
Spatial
and
temporal
organization
of
communities arising from latent invaders in bark and functional
sapwood, under diferent moisture regimes. New Phytol. 110:47-57
17. CHARCHAR M.; KRAFT, M. 1989. Response of near- isogenic pea
cultivars to infection by Fusarium oxysporum f. sp. pisi, races 1 and
5. Canadian urnal of Plant Science 69, 1335-1346.
18. CIAT. Anónimo.1987. Standard system for the evaluation of bean
germless. COAT, Cali, Colombia. 20 pp
19. CORRALES, PASTOR, M. A., AND ABAWI, G. S. 1987. Reactions
of selected bean germ plasm to infection by Fusarium oxysporum f.
sp. phaseoli. Plant Disease 71-11: 990-993 pp
20. DEACON, JIM. 1990. Institute of Cell and Molecular Biology, The
University
of
Edinburgh.
(en
línea):
http://helios.bto.ed.ac.uk/bto/microbes/panama.htm
21. FERNANDEZ VALIELA 1979. Introducción a la Fitopatología. INTA.
B. Aires. Argentina. 435-440
22. FISCHER, G, A, R. 1999. Los frutales de clima fríos en Colombia.
La uchuva. Ventana al Campo Andino 2 (1). 3-6 pp
77
23. FISCHER, G, MIRANDA D, PIEDRAHITA W, ROMERO J. 2005.
Avances en cultivo, poscosecha y exportación de la uchuva
Physalis peruviana L. en Colombia. UNIBIBLOS. Universidad
Nacional de Colombia, facultad de Agronomía. Primera edición. 1221pp
24. FLOREZ R. V.J, FISCHER G, SORA R.D. 2000. Producción,
Poscosecha y Exportación de la Uchuva (Physalis peruviana L.).
UNIBIBLOS. Universidad Nacional de Colombia, facultad de
Agronomía. 9-22 pp
25. FORERO
LA-ROTTA,
M.C.I.
K.
QUEVEDO
E.
2005.
Marchitamiento vascular por F. oxysporum en plantas de uchuva
(Physalis
peruviana
L.)
En
resúmenes
30º
Congreso
De
Fitopatología y Ciencias afines. Palmira, Valle. 80pp
26. GAO H, BECKMAN C.H, MUELLER W.C.1995. The rate of
vascular colonization as a measure of the genotypic interaction
between various cultivars of tomato and various formae speciales of
Fusarium Oxysporum. Physiol. Mol. Plant Pathology. 46:29-43 pp
27. GARCIA M.C. 2003. Uchuva Cosecha y Postcosecha. CORPOICA.
Tibaitata-Mosquera. 9-59 pp
28. GONZALES,
P
MSC.2006.
(en
línea):
http://www.pv.fagro.edu.uy/fitopato/enfermedades/Fusarium_tom.ht
ml
29. GORDON TR, OKAMOTO D. JACOBSON D.J.1989. Colonization
of muskmelon and nonhost crops by Fusarium Oxysporum f. sp.
melonis and others species of Fusarium. Phytophatology. 79:1095100 pp
30. GORDON TR, OKAMOTO D. 1990. Colonization of crop residue by
Fusarium Oxysporum f. sp. melonis and others species of
Fusarium. Phytophatology. 80:381-86 pp
31. GORDON TR, OKAMOTO D. 1991. Vegetative compatibility
groupings in a local population of Fusarium Oxysporum. Canadian
Journal of Botany. 69:168-72 pp
78
32. GORDON T. R, MARTYN R. D. 1997. The evolutionary biology of
Fusarium oxysporum. Phytopathology 35: 111-128 pp
33. HAGLUND, W.A.; KRAFT, J. M. 2001. Fusarium wilt.. En: Kraft, J.
M.; Pfleger, F.L. (ed.). Compendium of Pea Diseases and Pests.
The American Phytopathological Society Press.St. Paul, Minnesota.
USA. 14-16-84pp.
34. HOOD, R., and R.N. STEWARD.1957. Factors affecting symptoms
expression in Fusarium wilt of Dianthus. Phytopathology 47:173178.
35. Kerr, A. 1963. The root Fusarium wilt complex of peas. Aust. J. Biol.
Sci., 16, 55-69; Dhingra, O.D.; Sinclair, J.B. 1985. Basic plant
pathology methods. CRC press. Florida, USA. 372p.
36. KIM DH, MARTYN RD. MAGILL.C.W. 1992. RFLP groups and
physical map of the mtDNA from Fusarium oxysporum f sp. niveum.
Phytophatology. 82:346-53 pp
37. KIM DH, MARTYN RD. MAGILL.C.W.1993. Mitochondrial DNA
relatedness among formae speciales of Fusarium oxysporum in the
Cucurbitaceae. Phytophatology. 83:91-97 pp
38. KOENIG
RL,
PLOETZ
RC,
KISTLER
HC.1997.
Fusarium
oxysporum f sp. cubense consists of a small number of divergent
and globally distributed clonal lineages. Phytophatology. 87:in press
39. KOMADA, H. 1975. Development of a selective medium for
quantitative isolation of Fusarium oxysporum from natural soil. Rev.
Plant. Res. 8, 114-125.
40. LEGGE, A.P. 1974. Notes on the history, cultivation and uses of
Physalis peruviana L, en Journal of the Royal Horticultural Society.
310-314 pp
41. LÓPEZ F. A. 2000. Mercado internacional de la uchuva.
UNIBIBLOS. Universidad Nacional de Colombia, Facultad de
Agronomía. 165-175 pp
79
42. MCMILLAN RT.1986. Cross pathogenicity studies with isolates of
Fusarium
oxysporum
from
either
cucumber
of
watermelon
pathogenic to both crop species. Ann, Appl. Biol. 109:101-5 pp
43. NAMIKI F. SHIOMI T, KAYAMURA T, TSUGE T. 1994.
Characterization of the formae speciales of Fusarium oxysporum
causing wilts of cucurbits by DNA fingerprinting with nuclear
repetitive DNA sequences. Appl. Environ. Microbiol. 60:2684-91 pp
44. NASH SM, SNYDER W.C. 1965. Quiantitative and qualitative
comparisons of Fusarium population in cultivated fields and
noncultivated parent soils. Can. J. Bot. 43:939-45 pp
45. NELSON, P.E. 1981. Life cycle and epidemiology of F. oxysporum.
M.E. Mace, A.A. Bell and C.H. Beckman (Eds.). Fungal wilt
diseases of plants. Academic Press. New York. 51-80pp
46. NELSON, P.E, T.A. TOUSSOUN AND W.F.O.MARASAS. 1983.
Fusarium species. An illustrated manual for identifcation. The
Pennsylvania University Press. University Park and London.
47. NELSON E. PAUL. 2002. Fusarium: Memorial symposium. Second
printing. The American Phytopathological Society. St. Paul,
Minnesota, U.S.A. 71-89 pp
48. PÉREZ, A. E.1986. Plantas utiles de Colombia. Editorial Sucesores
vadeneira. Madrid. 707-708 pp
49. RIBEIRO, R. DE L. D, AND HAGEDORN, D. J. 1979. Screening for
resistance to and pathogenic specialization or Fusarium oxysporum
f. sp. phaseoli, the casual agent of bean yellows. Phytopathology
69:272-276 pp
50. RIBEIRO, R. DE L. D, AND HAGEDORN, D. J. 1979. Inheritance
and nature of resistance in beans to Fusarium oxysporum f. sp.
phaseoli. Phytopathology 69:859-861 pp
51. RODRÍGUEZ C., BOTIA B.Y. 2000. Economía y gestión de la
producción de Uchuva. UNIBIBLOS. Universidad Nacional de
Colombia, facultad de Agronomía. 91-108 pp
80
52. RODRÍGUEZ A. M.H. 2006. Determinación de razas fisiológicas de
fusarium oxysporum f. sp. pisi en las principales zonas productoras
de arveja de Cundinamarca y Boyacá. UNIBIBLOS. Universidad
Nacional de Colombia, facultad de Agronomía. 3-25 pp
53. SCHNEIDER RW.1984. Effects of nonpathogenic strains of
Fusarium oxysporum on celery root infection by Fusarium
oxysporum f sp. appi and a novel use of the lineweaver-Burk
double reciprocal plot technique. Phytophatology. 74:646-53 pp
54. SUMMERELL A. B, LESLIE F. J , BACKHOUSE D., BRYDEN L.
WAYNE, BURGESS W. L. 2002. Fusarium Paul E. Nelson
Memorial
symposium.
Second
printing.
The
American
Phytopathological Society. St. Paul, Minnesota, U.S.A. 15-23 pp
55. SINCLAIR JB. CERKAUSKAS RF.1996. Latent infection vs.
endophytic colonization by fungi. In endophytic fungi in Grasses
and Woody Plants, ed. SCRedlin. LM Carris, pp.3-29, St. Paul, MN:
APS.223pp
56. SNYDER W.C. HANSEN HN. 1940. The species concept in
Fusarium oxysporum. Am.J.Bot. 27:64-67 pp
57. TANTAOUI A, OUINTEN M, GEIGER JP, FERNANDEZ D. 1996.
Characterization of a single lineage of Fusarium oxysporum f sp.
albedinis causing Bayoud disease of date palm in Morocco.
Phytophatology. 86:787-92 pp
58. TAYLOR GS.1965. Studies on fungi in the root region. IV Fungi
associated with the roots of Phaseolus vulgaris. Plant soil. 22:1-20
pp
59. WOLFF,X,Y.1991. Species, cultivar, and soil amendments influence
fruit production of tow Physalis species. HortScience 26 (12). 15581559 pp
60. ZAPATA P.J.L, SALDARRIAGA C., LONDOÑO B., DIAZ D.
CIPRIANO. 2002. Manejo del Cultivo de Uchuva en Colombia.
Impresos Begón Ltda. CORPOICA. Boletín 14. Rionegro-Antioquia.
7-38 pp
81
9. ANEXOS
ANEXO A
MEDIO LÍQUIDO DE CULTIVO KERR
Empleado para incrementar poblaciones de especies de Fusarium sp e
inducir producción de Microconidias y Macroconidias.
KH2PO4 1.0 g
FeSO4 10 mg
NaNO3 2.0 g
KCL 0.5 g
MgSO4*7H2O 0.5 g
KNO3 1.0 g
Dextrosa 35 g
Agua 1000 ml.
Tomado de Kerr, A. 1963. The root Fusarium wilt complex of peas. Aust.
J. Biol. Sci., 16, 55-69; Dhingra, O.D.; Sinclair, J.B. 1985. Basic plant
pathology methods. CRC press. Florida, USA. 372p.
ANEXO B PDA (PAPA DEXTROSA AGAR)
Medio para el cultivo y enumeración de levaduras y mohos a partir de
alimentos y otros materiales. Los hidratos de carbono y la infusión de
papa favorecen el crecimiento de levaduras y hongos, en tanto que por el
bajo rango de pH, la flora acompañante se reduce significativamente.
Agar -15g, Dextrosa - 20g, Infusión papa - 4g
Tomado de http://www.merck.cl
82
ANEXO C
Indole: Fumigantes.
Grupo químico: Tiocianatos
Ingrediente activo: Dazomet
Empresa distribuidora: Basf
Descripción: Desinfectante granulado que al humedecerse libera unos
gases tóxicos, que al entrar en contacto con insectos, hongos, nematodos
y la mayoría de la semilla de malezas las controla. Puede ser utilizado en
la desinfección de semilleros de la mayoría de las hortalizas, suelo para
ornamentales, tabaco, frutales y para sustrato de plantas de transplante.
Dosificación: Almácigo o semilleros de 50 a 60 g/metro cúbico. Sustrato
de 200 a 300 g/metro cúbico. Esperar 7 días después de aplicado y
remover el suelo para liberar los gases y esperar de 5 a 7 días antes de
sembrar.
Presentación: Envase de un 1 kg y Sacos de 25 kg.
http://danac.org.ve/indice/detalle_productos.php?ps=478283&listado=t
ANEXO D
MEDIO DE CULTIVO KOMADA
Empleado para aislamiento de Fusarium oxysporum de suelo y tejido de
plantas.
K2HPO4 1.0 g
KCL 500 mg
MgSO4*7H2O 500 mg
Fe-Na-EDTA 10 mg
L-asparagina 2.0 g
D-galactosa 20 g
Agar 15 g
83
Agua 1000 ml.
Pentacloronitrobenzeno 1.0 g (PCNB, 75% WP)
Oxgall 500 mg
Na2B4O7*10H2O 1.0 g
Sulfato de streptomicina 300 mg
Se ajusta el pH a 3.8, adicionando 10% de solución de ácido fosforico.
Tomado de Komada, H. 1975. Development of a selective medium for
quantitative isolation of Fusarium oxysporum from natural soil. Rev. Plant.
Res. 8, 114-125.
84
ANEXO E
TABLA DE DATOS DE INFORMACION
ESPECIE
COLOR AREA FOLIAR
VEGETAL
FECHA
CLORO
AMARI
NORM
ALTURA
SISTEMA RADICAL
NECROSIS
TALLO
CMS
VASCULAR CMS
ABUN
MED
ESCAS
PRESE
AUSENT
ANEXO F.
TABLA DE LAS MEDICIONES DEL TRATAMIENTO DE CONTROL CADA SEMANA
TRATAMIENTO 1: CONTROL
10
6
6
7
7
8
16
3
5
10
7
7
16
7
9
11
10
10
22
4
6
19
10
9
23
10
13
13
12
12
25
4
8
22
12
10
31
13
17
16
15
14
28
5
10
25
14
12
37
16
19
18
17
16
31
5
12
30
15
13
42
18
23
23
19
19
37
6
15
31
15
16
48
6
25
26
22
22
Nº De Hojas
Semana
8
Altura Tallo (cm.)
Nº De Hojas
Semana
7
Altura Tallo (cm.)
Nº De Hojas
Semana
6
Altura Tallo (cm.)
Nº De Hojas
Semana
5
Altura Tallo (cm.)
Nº De Hojas
Semana
4
Altura Tallo (cm.)
Nº De Hojas
9
3
5
9
3
6
Semana
3
Altura Tallo (cm.)
5
3
3
4
3
4
Nº De Hojas
Nº De Hojas
UCHUVA
LULO
TOMATE DE ARBOL
TOMATE DE ENSALADA
DATURA
TABACO
Semana
2
Altura Tallo (cm.)
VARIEDAD
Altura Tallo (cm)
Semana
1
39
6
17
35
16
17
86
ANEXO G
TABLA DE LAS MEDICIONES DEL TRATAMIENTO CON INÓCULO DE TOMATE DE ENSALADA CADA SEMANA
TRATAMIENTO 2: INÓCULO TOMATE ENSALADA
12
5
5
8
7
7
12
3
6
8
9
7
18
7
9
11
9
10
18
4
8
11
10
10
26
10
13
13
13
12
23
4
12
15
11
13
34
12
16
15
15
16
30
5
14
16
13
15
41
15
18
16
18
18
35
6
16
17
16
17
45
18
22
19
19
21
38
6
18
17
18
18
52
20
25
21
20
23
Nº De Hojas
Semana
8
Altura Tallo (cm.)
Nº De Hojas
Semana
7
Altura Tallo (cm.)
Nº De Hojas
Semana
6
Altura Tallo (cm.)
Nº De Hojas
Semana
5
Altura Tallo (cm.)
Nº De Hojas
Semana
4
Altura Tallo (cm.)
Nº De Hojas
8
3
4
6
4
7
Semana
3
Altura Tallo (cm.)
5
3
3
4
3
4
Nº De Hojas
Nº De Hojas
UCHUVA
LULO
TOMATE DE ARBOL
TOMATE DE ENSALADA
DATURA
TABACO
Semana
2
Altura Tallo (cm.)
VARIEDAD
Altura Tallo (cm.)
Semana
1
41
6
20
18
20
19
87
ANEXO H
TABLA DE LAS MEDICIONES DEL TRATAMIENTO CON INÓCULO DE LULO CADA SEMANA
TRATAMIENTO 3: INÓCULO LULO
11
5
5
8
7
8
14
3
5
7
6
7
17
7
8
12
9
11
19
3
6
20
8
8
25
10
13
15
12
13
23
4
8
22
12
10
33
12
17
17
14
16
29
4
10
26
13
15
39
13
20
19
16
18
34
3
12
31
15
16
43
15
23
23
18
22
38
3
15
35
17
18
48
26
27
20
25
Nº De Hojas
Semana
8
Altura Tallo (cm.)
Nº De Hojas
Semana
7
Altura Tallo (cm.)
Nº De Hojas
Semana
6
Altura Tallo (cm.)
Nº De Hojas
Semana
5
Altura Tallo (cm.)
Nº De Hojas
Semana
4
Altura Tallo (cm.)
Nº De Hojas
10
3
4
6
4
5
Semana
3
Altura Tallo (cm.)
5
3
3
4
3
4
Nº De Hojas
Nº De Hojas
UCHUVA
LULO
TOMATE DE ARBOL
TOMATE DE ENSALADA
DATURA
TABACO
Semana
2
Altura Tallo (cm.)
VARIEDAD
Altura Tallo (cm.)
Semana
1
44
18
27
20
22
88
ANEXO I
TABLA DE LAS MEDICIONES DEL TRATAMIENTO CON INÓCULO DE UCHUVA CADA SEMANA
TRATAMIENTO 4: INÓCULO UCHUVA
10
4
6
8
7
6
13
3
5
9
7
8
15
6
9
12
10
9
15
4
5
15
10
11
22
9
14
17
14
12
20
4
6
23
12
14
28
12
17
19
17
15
24
5
9
29
14
15
32
16
18
22
20
17
22
5
11
30
16
18
19
23
25
23
19
5
11
34
17
18
21
26
28
25
21
Nº De Hojas
Semana
8
Altura Tallo (cm.)
Nº De Hojas
Semana
7
Altura Tallo (cm.)
Nº De Hojas
Semana
6
Altura Tallo (cm.)
Nº De Hojas
Semana
5
Altura Tallo (cm.)
Nº De Hojas
Semana
4
Altura Tallo (cm.)
Nº De Hojas
10
3
4
7
4
6
Semana
3
Altura Tallo (cm.)
6
3
3
4
3
4
Nº De Hojas
Nº De Hojas
UCHUVA
LULO
TOMATE DE ARBOL
TOMATE DE ENSALADA
DATURA
TABACO
Semana
2
Altura Tallo (cm.)
VARIEDAD
Altura Tallo (cm.)
Semana
1
5
13
36
18
19
89