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PRÁCTICAS DE
FISIOLOGÍA VEGETAL
Grado en Ingeniería Agroalimentaria y Agroambiental
Curso académico 2013-2014
María Asunción Amorós Marco
1
ÍNDICE
Calendario de prácticas
3
Práctica 1: El ciclo vital de las plantas
4
Práctica 2:
Nutrición mineral: inducción de carencias
9
Práctica 3:
Velocidad de transporte por el xilema
13
Práctica 4:
Efecto de las auxinas en la dominancia apical
16
Práctica 5:
Medida de las pérdidas de agua por transpiración en las plantas
superiores
19
Práctica 6:
Observación del fototropismo
22
Práctica 7:
Demostración de la respuesta triple provocada por el etileno
25
Bibliografía
28
2
CALENDARIO DE SESIONES PRÁCTICAS 2014
El calendario que se seguirá para las prácticas de laboratorio es el siguiente:
SP1: G2 20 de febrero; G1 21 de febrero
Práctica 1: El ciclo vital de las plantas (llevar)
Práctica 2: Nutrición mineral: inducción de carencias (iniciar)
Práctica 3: Velocidad del transporte por el xilema
SP2: G2 27 de febrero; G1 28 de febrero
Práctica 2: Nutrición mineral: inducción de carencias (seguimiento)
Práctica 4: Efecto de las auxinas en la dominancia apical (cortar)
Práctica 5: Medida de las pérdidas de agua por transpiración en las plantas superiores
SP3: G2 6 de marzo; G1 7 de marzo
Práctica 2: Nutrición mineral: inducción de carencias (seguimiento)
Práctica 4: Efecto de las auxinas en la dominancia apical (final)
Práctica 6: Observación del fototropismo (iniciar)
Práctica 7: Demostración de la respuesta triple provocada por el etileno (iniciar)
SP4: G2 13 de marzo; G1 14 de marzo
Práctica 2: Nutrición mineral: inducción de carencias (seguimiento)
Práctica 6: Observación del fototropismo (seguimiento)
Práctica 7: Demostración de la respuesta triple provocada por el etileno (final)
SP5: G2 20 de marzo; G1 21 de marzo
Práctica 2: Nutrición mineral: inducción de carencias (final)
Práctica 6: Observación del fototropismo (final)
3
PRÁCTICA 1: EL CICLO VITAL DE LAS PLANTAS
OBJETIVOS

Observar el ciclo vital de una planta anual y diferenciar los procesos de
germinación, crecimiento vegetativo, floración, fructificación y la fase de
envejecimiento y muerte de la planta.
FUNDAMENTO
El ciclo vital de una angiosperma se inicia con el proceso de germinación de la
semilla. La germinación se puede desglosar en 3 fases:
•
Imbibición que permite la hidratación de la semilla.
•
Emergencia de la radícula.
•
Emergencia de la parte aérea (hipogea/epigea).
Posteriormente, la planta inicia la fase de juventud durante la cual se produce
el desarrollo vegetativo, durante esta etapa se desarrollan los tallos, las hojas y las
ramas a partir del meristemo apical del tallo, y las raíces a partir del meristemo
apical de la raíz. A continuación, algunos meristemos apicales del tallo se
transformarán en ápices florales y la planta iniciará, con la floración, la fase de
madurez. Una vez que las flores sean polinizadas y fecundadas se iniciará la fase de
fructificación que permitirá la formación de frutos y semillas. Cuando estas
estructuras reproductoras maduren la planta anual entrará en la fase de
envejecimiento que le conducirá a su muerte. Las semillas formadas por la planta
germinarán y se iniciará un nuevo ciclo vital. El tiempo que transcurre entre una fase
y otra depende, entre otras cosas, de la especie vegetal.
PROCEDIMIENTO
Cada alumno sembrará en una maceta 10 semillas de la especie elegida
(guisante, habichuela o soja) y procederá de la siguiente manera:
4
o
1º. Hidratar las semillas durante 24 horas con agua (poner en un plato) para
que se produzca la imbibición que permita iniciar el proceso de germinación.
o
2º. Sembrar las semillas en una maceta con turba procurando que queden
enterradas por aproximadamente 1 cm de tierra, añadirles agua en una
cantidad adecuada pero sin inundar y poner en un lugar iluminado pero no bajo
la acción directa del sol. Observar y anotar cuando se produce la emergencia
de la parte aérea y realizar un dibujo de lo que sucede.
o
3º. Medir la longitud de la parte aérea de las plántulas cada 5 días, sin
dañarlas. Localizar en las plántulas las diferentes partes que se observan y
realizar un dibujo. Observar el desarrollo vegetativo: la formación de hojas,
ramas, tallos y localizar el ápice (lugar donde se encuentra el meristemo) y
realizar un dibujo.
o
4º. Cuando las plántulas tengan unos 10 cm de longitud transplantar a una
maceta de mayor volumen o plantar en suelo. Mantener así las plantas
(regándolas cuando falte agua, en un lugar iluminado, y midiéndolas cada 5 días)
hasta el final de la experiencia.
o
5º. Anotar la fecha de floración, la localización de las flores, el número de
flores por planta y su duración. Realizar un dibujo.
o
6º. Una vez se marchiten las flores y si previamente se ha producido la
polinización y la fecundación se iniciará la fructificación. Anotar la fecha de
fructificación, la localización de los frutos, el número de frutos por planta y su
duración. Realizar un dibujo.
o
7º. Dejar que las plantas entren en fase de envejecimiento que se
caracterizará por una degeneración de todas las estructuras, lo que le
conducirá a la muerte. Los frutos y las semillas habrán madurado y las hojas
se volverán senescentes (amarillentas por la degradación de las clorofilas).
Anotar las fechas y todo lo que se observe en esta etapa final del desarrollo,
realizar dibujos. Una vez que las plantas mueran, separar los frutos de las
mismas y observar las semillas en su interior.
5
o
8º. Representar con la media de todas las medidas realizadas a las plantas una
curva de crecimiento (longitud en cm frente al tiempo).
CUESTIONES
1.- Anote las siguientes observaciones:
Especie:
Fecha de siembra:
Fecha de emergencia parte aérea:
Fecha de floración:
Nº flores/ planta:
Localización de las flores en la planta:
Fecha de marchitez de las flores:
Fecha de fructificación:
Nº frutos/ planta:
Localización de los frutos en la planta:
Fecha de maduración de los frutos:
Fecha de senescencia de las hojas:
Fecha de muerte de la planta:
2.- Realice un dibujo de la planta en cada una de sus fases (emergencia de la parte
aérea, partes de la plántula, planta con flor, planta con fruto, planta senescente) y si
es posible algunas fotografías.
6
3.- Complete la siguiente tabla:
Días de la
Longitud de la parte aérea de las plantas
Media longitud
siembra
(cm)
parte aérea (cm)
5
10
15
20
25
30
35
40
45
50
55
60
65
70
75
80
85
90
95
100
105
7
4.- Represente, con la media de la longitud de las plantas, una curva de crecimiento
(longitud en cm frente al tiempo):
Longitud
media (cm)
Días desde la germinación
5.- Indique qué tipo de curva es y realice cualquier otra anotación que estime
oportuno.
8
PRÁCTICA 2: NUTRICIÓN MINERAL: INDUCCIÓN DE
CARENCIAS
OBJETIVOS
•
Poner de manifiesto la necesidad de elementos minerales esenciales para el
desarrollo normal de las plantas.
•
Observar los síntomas que presentan plantas crecidas sin el aporte de ningún
elemento mineral esencial.
FUNDAMENTO
Más del 90% del peso seco de cualquier planta está formado por carbono,
hidrógeno y oxígeno, que proceden del agua y del CO2. Pero las plantas necesitan
además un cierto número de elementos minerales que resultan imprescindibles aún
cuando su contribución al peso seco del vegetal sea sólo del 2 al 10%. En realidad, si
se investiga una planta con los métodos del análisis elemental y con técnicas precisas
y sensibles, encontramos en ella prácticamente todos los elementos presentes en la
tierra. Pero no todos son esenciales para la vida del vegetal. Un método que permitió
conocer qué elementos eran esenciales y cuáles no fue el de la preparación de medios
de cultivo de composición conocida, también llamados cultivos hidropónicos, en los
cuales se podía eliminar un elemento y ver sus efectos sobre el desarrollo del vegetal.
De esta forma se pudo establecer que además del C, H y O, otros trece elementos
son esenciales para el desarrollo vegetal. En razón a su abundancia en los tejidos
vegetales estos elementos minerales esenciales se suelen agrupar en:
- Macronutrientes: N, P, K, Ca, Mg y S (a concentaciones ≥ 0.1% ps).
- Micronutrientes: Fe, Cu, Zn, B, Mn, Mo, Cl y Ni (a concentaciones ≤ 0.01% ps).
La falta de alguno de estos elementos provoca alteraciones metabólicas y
síntomas de deficiencia que son característicos de cada elemento. El empleo de
soluciones nutritivas sigue representando un medio excelente para estudiar la
relación entre el crecimiento de plantas y la nutrición mineral.
En esta práctica se pretende estudiar el desarrollo de plantas regadas con una
solución nutritiva completa, que contenga los macro y micronutrientes en las
cantidades apropiadas y el desarrollo de otras plantas regadas sólo con agua. De esta
9
forma se podrán observar, durante las primeras semanas del desarrollo, los síntomas
provocados por la carencia de los elementos esenciales.
MATERIAL
- Semillas de guisante y cebada
- Macetas.
-Agua destilada.
- Soluciones nutritivas
- Pipetas de 1 y 5 ml.
-Papel filtro
- Probetas de 50 ml
- Matraces aforados de 1 L
- Botellas de plástico para guardar las soluciones nutritivas
- Peso
-Tijeras.
-Reglas
PROCEDIMIENTO
Se formarán grupos de varios alumnos que trabajarán con distintas especies
vegetales. Cada grupo preparará 1 L de una solución nutritiva completa (1/2 Hogland):

1 er día: Poner las semillas en agua unas 24 horas.

2º día: Poner en las 2 macetas dos discos de papel de filtro y encima vermiculita
(poner las macetas sobre platos). Regar con agua destilada (100 mL). Sembrar las
semillas, 15 por maceta (que queden bien cubiertas, pero no demasiado
profundamente).

Si se seca la vermiculita añadir agua destilada.

Día 7: Aplicar a cada maceta los siguientes tratamientos:
1. Maceta.1. Agua destilada
2. Maceta 2. Sol. Nutritiva (100 mL)

Mantener las macetas en condiciones similares y a medida que se seque la
vermiculita añadir agua destilada.

Cada 7 días observar el crecimiento (longitud de tallos, nº de hojas, etc.) y anotar
síntomas de carencia (clorosis, manchas en hojas, malformación de órganos, etc).

Día 14: Volver a añadir los mismos tratamientos.

Mantener las macetas en condiciones similares y a medida que se seque la
vermiculita añadir agua destilada.

Día 28 (último día): Se cortarán las plantas y se determinará el peso y longitud de
la raíz y de la parte aérea.
10
CUESTIONES
1.- Rellene la siguiente tabla con las observaciones que ha ido realizando durante toda
la experiencia, indicando la especie vegetal empleada:
Especie:……………………………..
Semana
1ª
Observaciones realizadas
Agua
SN
2ª
Agua
SN
Agua
3ª
SN
Agua
4º
SN
11
2.- Rellene la siguiente tabla con los datos de su grupo:
Especie:……………………………..
Tratamien
to
Media longitud
parte aérea
(cm)
Media
longitud
raíces
(cm)
Media
peso
fresco
parte
aérea
(gr)
Relación
peso parte
aérea/raíz
(gr P.A./gr
raíz)
Media
peso
fresco
raíces
(gr)
Agua
SN
3.- Complete la siguiente tabla utilizando los datos de todos los grupos:
Tratamien
to
Media
longitud
parte
aérea
(cm)
Media
longitud
raíces
(cm)
Media
peso
fresco
parte
aérea
(gr)
Media
peso
fresco
raíces
(gr)
Relación
peso parte
aérea/raíz
(gr P.A./gr
raíz)
Agua
SN
4.- ¿Cuáles son las conclusiones más importantes que se pueden extraer de estos
resultados?.
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PRÁCTICA 3: VELOCIDAD DEL TRANSPORTE POR EL XILEMA
OBJETIVOS
- Calcular la velocidad del transporte por el xilema en hojas de apio.
- Estudiar el efecto de la luz y la temperatura sobre la velocidad del transporte por
el xilema.
FUNDAMENTO
El agua entra en la planta a través de los pelos radicales de la raíz, se
mueve en sentido horizontal a través de los tejidos de la raíz y llega al xilema
de la raíz, desde donde viaja, en sentido ascendente a través de los vasos del
xilema, hasta las hojas. Cuando la planta abre los estomas para realizar el
intercambio gaseoso (necesario para la respiración y la fotosíntesis) el agua se
escapa en forma de vapor hacia la atmósfera, a favor de gradiente de
potencial hídrico. Este proceso de pérdida de agua en estado de vapor por
las hojas se denomina transpiración.
La transpiración de las hojas es la principal fuerza que dirige el
movimiento de agua a través de la planta, ya que genera un déficit hídrico
que se transmite por toda la planta desde las hojas hasta la raíz. El agua
perdida debe reponerse de forma continua por absorción y transporte de más
agua desde el suelo.
La intensidad con la que se produzca la transpiración va a influir, por
tanto, en la velocidad del transporte del agua por el xilema:
• Si la transpiración es alta: el potencial hídrico de las hojas desciende
mucho y se provoca un movimiento rápido de agua desde los vasos del
xilema hacia las células del mesófilo de la hoja, lo que impulsa el
transporte de la misma por el xilema.
• Si la transpiración es baja: el potencial hídrico de las hojas desciende
poco y el movimiento de agua desde los vasos del xilema hacia las células
del mesófilo de la hoja será lento, lo que disminuye la velocidad del
transporte de la misma por el xilema.
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MATERIAL
- Hojas de apio frescas.
- Reglas, bisturís y cuchillos.
- Azul de metileno al 0.25%.
- Calefactor.
- Cuatro vasos de precipitado de 500 mL.
- Microscopios.
-- 12 medias botellas de plástico de 1.5L.
- Flexo.
PROCEDIMIENTO
En esta práctica se estudiará la absorción y el transporte de agua por la
planta en dos situaciones diferentes:
• Ensayo 1: condiciones
temperatura).
de
baja
transpiración
(oscuridad y baja
• Ensayo 2: condiciones de alta transpiración (luz y elevada temperatura).
1. Colocar hojas de apio en un lugar fresco y oscuro y otras en uno
caluroso y con una iluminación elevada. Se dejará que el colorante
ascienda para observar su movimiento por el sistema vascular, lo que
será posible si el peciolo de las hojas es lo suficientemente translúcido.
En cada ensayo se colocarán hojas de apio de características similares,
seleccionándolas de modo que todas tengan aproximadamente la misma
superficie foliar y que estén frescas y turgentes.
14
2. Pasados 60 min se medirá la altura alcanzada por el colorante en los
dos ensayos. Para ello se tomará una hoja de cada uno de los ensayos, se
lavará bajo el grifo y se harán cortes separados a 1 cm de distancia,
empezando por la parte basal, así podremos ver claramente hasta donde
ha llegado el colorante, ya que aparecerán los conductos del xilema
teñidos. De esta forma se puede calcular la velocidad del transporte por
el xilema, como espacio recorrido por el colorante por unidad de tiempo,
en cada una de las situaciones estudiadas.
CUESTIONES
1.- Realice un dibujo del corte transversal del peciolo de la hoja de apio y localice los
tejidos vasculares.
2.- Calcule la velocidad de ascenso del colorante en cm/min en las 2 situaciones
experimentales ensayadas.
3.-¿Varía el transporte en las dos condiciones ambientales estudiadas?. ¿Por qué?.
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PRÁCTICA 4: EFECTO DE LAS AUXINAS EN LA
DOMINANCIA APICAL
OBJETIVOS

Poner de manifiesto que las auxinas se sintetizan en el ápice de la planta.

Conocer la intervención del AIA en el mecanismo de la dominancia apical.

Comprobar la acción del AIA como inhibidor del crecimiento de las yemas
laterales.
FUNDAMENTO
Las hormonas vegetales son compuestos producidos por las plantas que regulan
sus procesos de desarrollo, actuando siempre a bajas concentraciones. Una diferencia
con las hormonas animales es que las vegetales no se sintetizan en glándulas
especializadas, sino que se sintetizan en varios tejidos u órganos de la planta y pueden
tener su efecto en esa zona o ser transportadas y regular algún proceso de desarrollo
en otras zonas distintas.
Dentro del conjunto de las fitohormonas el ácido indolacético (AIA)
pertenece al grupo de las auxinas, que fueron las primeras hormonas vegetales en ser
descubiertas. El término auxina designa de forma genérica a un grupo heterogéneo de
compuestos caracterizados por su capacidad para inducir la expansión celular y por
tanto, el crecimiento, además de actuar sobre otros procesos.
En esta práctica se estudiará la dominancia apical, que consiste en que la yema
principal inhibe el desarrollo de las yemas laterales, de modo que éstas permanecen
en reposo hasta que el ápice principal del tallo se ha alejado lo suficiente de ellas y el
efecto inhibidor se anule. Este fenómeno está controlado por el AIA que se sintetiza
en la yema principal y es transportado en sentido descendente por el tallo en
desarrollo, inhibiendo el desarrollo de las yemas laterales. Esta inhibición está
16
relacionada con la concentración de AIA, siendo más fuerte la inhibición en las yemas
más próximas al ápice, a las cuales llega una mayor concentración de AIA.
MATERIAL
- Semillas de guisante.
- Espátulas.
- Pasta de lanolina con AIA disuelto a concentración 0.1 %.
- Vasos de plástico.
- Vermiculita.
- Reglas.
- Tijeras.
PROCEDIMIENTO
Para la realización de la práctica se formarán 6 grupos de trabajo de 3
alumnos. Cada grupo tomará 5 guisantes de 15 días y los pondrá en un 3 vaso y
repetirá la operación 2 veces más. Después cada grupo hará los siguientes
tratamientos a las plantas de guisante:
- Tratamiento 1: 5 plantas de guisante intactas, sin decapitar que servirán como
control.
- Tratamiento 2: 5 plantas decapitadas (sin ápice) sin ningún tratamiento.
- Tratamiento 3: 5 plantas decapitadas tratadas con AIA a concentración 0.1%.

Se medirá la longitud total de los tallos de las plantas control (desde la base
hasta el ápice) para poder conocer cuál es el crecimiento que se produce a
partir de este momento.

Para decapitar las plantas se cortarán los ápices dejando por debajo tan solo
1-2 pares de hojas. Una vez decapitadas las plantas de los tratamientos 2 y 3,
se medirá la longitud total de sus tallos (desde la base hasta la zona de corte)
para poder conocer cuál es el crecimiento que se produce a partir de este
momento.

Observar que la longitud de las ramas laterales es cero (día 0) en todas las
plantas.
17

Una vez plantadas en vasos con vermiculita, se riegan y se realizará el
tratamiento 3.

Pasada 1 semana (día 7), se volverá a medir la longitud total de los tallos y de
las ramas laterales.
CUESTIONES
1.- Rellene la siguiente tabla en la que se indicará el crecimiento de las plantas por el
brote principal y el crecimiento de las ramas laterales, con los diferentes
tratamientos después de una semana desde que se decapitan:
Media de la longitud (día 0) Media de la longitud (día 7)
Tratamiento
Aumento de longitud
Brote
Brote
Brote
Brote
Brote
Brote
principal
lateral
principal
lateral
principal
lateral
(cm)
(mm)
(cm)
(mm)
(cm)
(mm)
Control
(sin decapitar)
Decapitadas
Decapitadas
con AIA 0.1%
0
0
0
2.- Comenta los resultados obtenidos en cada tratamiento, y explica lo que ha
ocurrido según el fundamento de la práctica. Contrasta tus resultados con los del
resto de compañeros.
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PRÁCTICA 5: MEDIDA DE LAS PÉRDIDAS DE AGUA POR
TRANSPIRACIÓN EN LAS PLANTAS SUPERIORES
OBJETIVOS
- Cuantificar la tasa de transpiración en diferentes especies vegetales.
- Determinar a qué son debidas las diferencias observadas entre especies.
-Analizar el efecto de diferentes factores ambientales (luz, temperatura y viento)
sobre la tasa de transpiración.

FUNDAMENTO
La Transpiración consiste en la pérdida de agua en forma de vapor,
fundamentalmente por las hojas a través de los estomas. Es un proceso común a
todas las plantas terrestres, pero su magnitud varía en función de la especie y las
condiciones ambientales. Supone una pérdida de más del 98% del agua absorbida por
la planta. La transpiración se produce cuando Ψ mesófilo de la hoja >Ψ aire.
La intensidad de transpiración de un vegetal se puede medir calculando el peso
perdido por las hojas o tallos cortados de la planta durante intervalos de tiempo
apropiados. Con este método se puede estimar la cantidad de agua transpirada por la
planta en un tiempo dado, que se puede expresar por unidad de peso fresco de la
planta, o mejor de las hojas, por unidad de peso seco o por unidad de superficie foliar.
La superficie o área foliar de las hojas se puede calcular fácilmente pesando
trozos de la propia hoja de área conocida y calculando después el área foliar. También
se puede calcular la superficie foliar dibujando las hojas sobre un papel, que se
recortará y pesará, calculando el área de las hojas por comparación con el peso de un
área conocida del mismo tipo de papel.
MATERIAL:
- Hojas de diferentes especies vegetales.
- Flexo.
- Tijeras.
-Gradillas.
- Balanza de precisión.
- Papel.
-Tubos
- Calefactor.
- Reglas.
-Lanolina.
19
PROCEDIMIENTO
Se forman varios grupos de tres alumnos cada uno. Cada grupo trabajará con hojas de
plantas de diferentes especies y realizará el siguiente procedimiento:
1.- Con ayuda de unas tijeras se cortan 3 hojas de cada planta.
2.- Rápidamente se cubre el extremo del peciolo de las hojas con un poco de lanolina
anhidra para prevenir la pérdida de agua a través del corte y se numeran del 1 al 3
con un rotulador indeleble.
3.- A continuación cada grupo
a) Pesará la primera hoja (1) y la pondrá inmediatamente debajo del flexo y
con el calefactor,
b) Pesará la segunda hoja (2) y la pondrá inmediatamente en la oscuridad y
c) Pesará la tercera hoja (3) y la dejará en la mesa a temperatura ambiente.
4.- Se pesan todas las hojas a los 60 minutos.
5.- Finalizado el experimento se determinará la superficie foliar de cada hoja: Se
dibuja la silueta de la hoja en un papel, se recorta y se pesa. Cortar una superficie
conocida de dicho papel (por ejemplo un cuadrado de 5cm de lado del mismo papel, que
tendrá una superficie de 25 cm2) y se pesa. Se determina la superficie foliar con una
regla de tres.
Papel de 25 cm2 (S conocida, en cm2) --------------- Pesa X (P conocido, en mg)
Recorte de hoja (S a calcular, en cm2) ---------------- Pesa Y (P conocido, en mg)
6.- Se calculará la intensidad de transpiración de cada grupo de hojas que han sido
sometidas a diferentes condiciones ambientales, como la cantidad de agua perdida
(mg) / superficie de hoja (cm2) y hora. Se calculará también el porcentaje de agua
perdida como la diferencia de peso entre el inicial y el final determinado por 100
respecto al peso inicial.
20
CUESTIONES
1. ¿Cuál es la intensidad de transpiración de las hojas en cada una de las plantas
analizadas?.
Especie
Tratamiento
Peso/cm2
Peso
Peso
Pérdida
Superfi
Intensidad
%
de papel
inicial
final
de
hoja
de transpi-
pérdida
ración
peso (Pi-
(Pi)
(mg)
(Pf)
(mg)
peso
2
(cm )
2
(mg/cm /h)
(Pi-Pf)
PF)100/Pi
en 1 h
Tª ambiente
Oscuridad
Viento
y
calor
2. Calcular el nivel de transpiración y la media del porcentaje de pérdida de peso de
las hojas de las diferentes especies bajo diferentes condiciones usando los datos de
todos los grupos
Especies
Tratamiento
Nivel
%
transpiración
2
(mg/cm /h)
pérdida
peso
PF)100/Pi
(Pi-
Media
Nivel
transpiración
2
(mg/cm /h)
Media
pérdida
%
peso
(Pi-PF)100/Pi
Tª ambiente
Oscuridad
Viento
y
calor
Tª ambiente
Oscuridad
Viento
y
calor
3. Explica a qué se deben las diferencias observadas entre las diferentes especies y
entre las diferentes condiciones ambientales.
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PRÁCTICA 6: OBSERVACIÓN DEL FOTOTROPISMO
OBJETIVOS
- Observar la respuesta de una planta ante un estímulo luminoso unilateral.
- Comprobar la influencia del ápice en la captación de la luz.
FUNDAMENTO
Los tropismos son movimientos de crecimiento que ocurren en respuesta a un
estímulo externo unilateral y determinan la orientación de un órgano, o parte de la
planta, respecto a la dirección del estímulo.


Tropismo + : orientación hacia el estímulo.
Tropismo - : orientación en contra del estímulo.
Así, a pesar de la imposibilidad de movimiento de la planta como un todo, ésta
puede orientar en el espacio a sus órganos con respecto al estímulo externo.
El fototropismo es un tipo de tropismo que se manifiesta por una curvatura de
la planta orientada por la luz, en la que el tallo se dirige hacia la luz y algunas raíces,
en sentido contrario. La respuesta fototrópica se produce debido a que las plantas
responden con un crecimiento desigual, inducido cuando la luz llega sólo desde un
determinado sentido, de forma que causa distinta intensidad de crecimiento en la
parte oscura y en la iluminada.
El mecanismo de acción del fototropismo está mediado por auxinas que, de
forma natural, se sintetizan en el ápice del tallo y son transportadas basípetamente
hacia las células inferiores donde estimulan el crecimiento. Una iluminación lateral
provoca una distribución asimétrica por transporte lateral de la auxina desde la parte
iluminada a la oscura, por lo que se acumula mayor concentración de auxinas en la zona
no iluminada y en consecuencia, se provoca un mayor crecimiento de ésta, la asimetría
del crecimiento y la curvatura fototrópica.
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MATERIAL
- Semillas de guisante, soja o lentejas.
- Macetas con vermiculita.
- Sistema de iluminación lateral.
- AIA al 1% en lanolina.
- Lanolina.
- Reglas.
- Tijeras.
PROCEDIMIENTO
Poner a germinar unas 40 semillas de guisante, soja o lentejas en una maceta
con vermiculita, hasta que las plántulas alcancen de 10 a 15 cm de longitud. Formar 6
grupos de trabajo de 3 alumnos cada uno. Cada grupo seleccionará tres grupos de 10
plántulas cada uno a los que se les aplicarán los siguientes tratamientos:
- Plantas control, sin tratamiento.
- Plantas sin ápices: Con unas tijeras se cortarán los 10 mm apicales de los tallos.
- Plantas sin ápices y tratados con lanolina: Con unas tijeras se cortarán los 10 mm
apicales de los tallos y a continuación, el corte se cubrirá con pasta de lanolina pura.
- Plantas sin ápices y tratados con lanolina con AIA: Se cortarán los ápices como
en el caso anterior cubriendo, a continuación, el corte con pasta de lanolina que
contenga AIA al 0.1%. Comprobar que la lanolina se ha distribuido uniformemente.
A continuación los cuatro lotes se tratarán con luz asimétrica colocando las
plantas bajo un sistema apropiado de iluminación lateral y al cabo de una semana se
observará el ángulo de curvatura del ápice del tallo. Durante todo el experimento las
plantas se regarán con agua del grifo cuando sea necesario.
CUESTIONES
1.- Complete la siguiente tabla con los resultados de los 4 tratamientos.
TRATAMIENTO
GRADO DE CURVATURA
Control
Plántulas decapitadas
Plántulas decapitadas + lanolina
Plántulas decapitadas + AIA 0.1%
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2.- ¿Cuál es el papel de la auxina en la respuesta fototrópica de las plantas?.
3.- ¿Cómo induce la luz unilateral la respuesta fototrópica en el ápice del tallo?.
4.- Haga una foto en la que aparezcan varias plantas de cada tratamiento para que se
aprecien las diferencias entre ellas.
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PRÁCTICA 7: DEMOSTRACIÓN DE LA RESPUESTA TRIPLE
PROVOCADA POR EL ETILENO
OBJETIVOS
- Determinar el efecto del etileno sobre el crecimiento de las plántulas.
- Comprobar que el efecto hormonal depende de la concentración de la hormona.
FUNDAMENTO
El etileno es la única hormona vegetal conocida que se presenta en estado
gaseoso en condiciones normales de presión y temperatura. Su efecto en las plantas
se produce a muy bajas concentraciones y se manifiesta en prácticamente todas las
etapas de su ciclo vital, desde la germinación de las semillas hasta la maduración y
senescencia o en respuestas al estrés. El hecho de ser un gas le confiere unas
características peculiares: la capacidad de difundir libremente por los espacios
intercelulares y de coordinar una respuesta rápida y uniforme en los tejidos.
La primera descripción de un efecto fisiológico del etileno sobre el desarrollo
vegetal se observo en plántulas en crecimiento originando lo que se conoce como
respuesta triple. Sobre plántulas en crecimiento el etileno produce una reducción en
la elongación, el incremento en el desarrollo en grosor y el cambio en la orientación
del desarrollo. Esto origina plantas con tallos y raíces más cortos, más gruesos y con
el ápice del tallo curvado en forma de gancho y tal y como se muestra en la fotografía
1, siendo la respuesta proporcional a la concentración de etileno.
Neljubov,
1901: observó que en
plantas de guisante cultivadas en el
laboratorio se producía la llamada
respuesta triple, debida al gas del
alumbrado
(fotografía
de
la
izquierda):
 Reducción de la elongación.
 Aumento del crecimiento radial.
 Crecimiento horizontal.
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Los cambios morfológicos asociados con la acción del etileno se deben a que el
etileno:
- Inhibe la división celular provocando una reducción del crecimiento en longitud,
por lo que las plántulas son más cortas.
- Estimula la expansión radial de las células, originando plántulas más gruesas.
- Provoca en el meristemo apical un crecimiento desigual de las células internas y
externas lo que conduce a su curvatura, por lo que los tallos y las raíces crecen de
forma horizontal.
Dada la condición gaseosa del etileno, la manipulación experimental de esta
fitohormona resulta difícil. En esta práctica para estudiar los efectos fisiológicos del
etileno aprovecharemos la propiedad que presentan algunos tipos de frutos, los
denominados frutos climatéricos (manzanas, plátanos, aguacates, etc.) de desprender
etileno durante su proceso de maduración. Así, estudiaremos el efecto del etileno
sobre el crecimiento de plántulas de soja, empleando como fuente de dicha hormona
una manzana, que es un fruto climatérico, encerrada en el mismo recinto que contenga
las plántulas.
MATERIAL
- Plántulas de soja de 1 semana germinadas en presencia de luz.
- Manzanas.
- Bandejas de aluminio.
- Vasos de plástico.
- Bolsas negras de plástico.
- Vermiculita.
- Reglas.
PROCEDIMIENTO
Las plántulas se colocarán en las siguientes condiciones:

Lote 1 – vaso con 10 plántulas, colocado en oscuridad dentro de un armario y se
empleará como control.

Lote 2 – vaso con 10 plántulas, colocado dentro de una bolsa de plástico cerrada
herméticamente y en oscuridad.

Lote 3 – vaso con 10 plántulas, colocado dentro de una bolsa de plástico cerrada
herméticamente junto con una manzana y en oscuridad.
Los tres lotes se mantendrán así durante una semana, observándose la morfología
de las plantas después de ese tiempo.
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CUESTIONES
1.- Realice un dibujo de las plántulas de cada uno de los lotes.
2.- Observe y describa de forma comparada las características de las plántulas de
cada uno de los lotes. Explique las diferencias.
3.- Calcule la longitud media de la parte aérea y de la raíz de las plántulas de cada uno
de los lotes y rellenar la siguiente tabla.
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