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ESCUELA POLITÉCNICA DEL EJÉRCITO DEPARTAMENTO DE CIENCIAS DE LA VIDA CARRERA DE INGENIERÍA EN CIENCIAS AGROPECUARIAS HACIENDA “EL PRADO” IASA RELACIÓN ENTRE EL CONTENIDO CLOROFÍLICO SOBRE EL ESTADO NUTRIMENTAL EN PALMA ACEITERA (Elaeis guineensis Jacq.) EN LA PARROQUIA MONTERREY, CANTÓN LA CONCORDIA. Previa a la obtención de Grado Académico o Título de: INGENIERO AGROPECUARIO ELABORADO POR: RAÚL EDUARDO GALLARDO PÉREZ. SANGOLQUÍ, 31 de Enero de 2013 II RESUMEN. Dentro de la producción nacional de Palma Aceitera uno de los puntos más importantes en el manejo del cultivo es la fertilización. En la actualidad se cuenta con técnicas que permiten conocer los niveles nutrimentales de las plantas, como por ejemplo el análisis foliar, sin embargo esta metodología demanda tiempo de ejecución, recepción y una interpretación que no siempre está de acuerdo a las condiciones de cada sembrío. Actualmente, en varios cultivos se está empleando técnicas de diagnóstico del contenido de clorofila foliar (CCF) o del verdor para estimar el estado de nutrientes de un cultivo. Se evaluó la concentración de clorofila en las hojas (CCF), Emisión Foliar (EF), Área foliar (AF), Peso Seco Foliar (PSF), las cuales fueron monitoreadas cada tres meses, y la Concentraciones Nutrimentales de la Hoja (CNF) fueron evaluadas al inicio y al final del estudio. Los resultados de este estudio mostraron que la CCF, no permitió observar cambios en los niveles de nutrientes aplicados, para las condiciones presentes en la Cooperativa Agropecuaria Orellana, debido a la falta de correlación entre las variables, a pesar de haber existido correlación entre la CCF y las CNF del 2011, y los niveles de nutrientes aplicados con las CNF en K. Además existieron tendencias las cuales indican que el N y Mg influyen directamente aumentando la EF, el N, K y Mg pero especialmente este último aumentaron AF y, el N y K aumentaron el PSF. III SUMMARY. In the domestic production of oil palm, one of the most important points in the management of the crop is fertilization. At present we have techniques to estimate the nutritional levels within plants, such as leaf analysis, but the difficulty of this technique lies in the execution time, delays in reception and difficulties of interpretation that hinder an appropriate use of fertilizers in each field. Nowadays, in several crops there is more use of technologies to measure chlorophyll leaf level (CLL) or greenness as indicators of nutrient status of a crop. We evaluated the chlorophyll leaves level (CLL), leaf emission (LE), leaf area (LA), leaf dry weight (LDW), which were monitored every three months, and the nutrimental leaf level (NLL) which was evaluated at the beginning and end of study. The results of this study showed that CLL, not allowed observe changes in the levels of nutrients applied, to the conditions present in the Agricultural Cooperative Orellana, due to the lack of correlation between variables, despite have existed correlation between the CLL and NLL of 2011, and the levels of nutrients applied with the CLL in K. In addition there were trends which indicate that N and Mg directly influence increasing LE, the N, K and Mg but especially the latter increased LA and, N and K increased the LDW. IV CERTIFICACION Ing. M. Sc. NORMAN SORIA. Ing. M. Sc. FREDDY ENRIQUEZ. Certifican: Que el trabajo titulado “RELACIÓN ENTRE EL CONTENIDO CLOROFÍLICO SOBRE EL ESTADO NUTRIMENTAL EN PALMA ACEITERA (Elaeis guineensis Jacq.) EN LA PARROQUIA MONTERREY, CANTÓN LA CONCORDIA.”, realizado por Raúl Eduardo Gallardo Pérez, ha sido guiado y revisado periódicamente y cumple normas estatutarias establecidas por la ESPE, en el Reglamento de Estudiantes de la Escuela Politécnica del Ejército. Debido a los contenidos y resultados científicos obtenidos que se obtuvieron en esta investigación se recomiendan su publicación. El mencionado trabajo consta de un documento empastado y un disco compacto el cual contiene los archivos en formato portátil de Acrobat (pdf). Autorizan a Raúl Eduardo Gallardo Pérez que lo entregue a la Ing. Patricia Falconí, en su calidad de Coordinador de la Carrera. Sangolquí, 31 de Enero de 2013. Ing. M. Sc. NORMAN SORIA. DIRECTOR Ing. M. Sc. FREDDY ENRIQUEZ. CODIRECTOR V DECLARACIÓN DE RESPONSABILIDAD Raúl Eduardo Gallardo Pérez. Declaro que: El proyecto de grado denominado “RELACIÓN ENTRE EL CONTENIDO CLOROFÍLICO SOBRE EL ESTADO NUTRIMENTAL EN PALMA ACEITERA (Elaeis guineensis Jacq.) EN LA PARROQUIA MONTERREY, CANTÓN LA CONCORDIA.”, ha sido desarrollada con base a una investigación exhaustiva, respetando derechos intelectuales de terceros, conforme las citas que constan al pie de las páginas correspondientes, cuyas fuentes se incorporan en la bibliografía. Consecuentemente este trabajo es de mi autoría. En virtud de esta declaración, me responsabilizo del contenido, veracidad y alcance científico del proyecto de grado en mención. Sangolquí, 31 de Enero de 2013 Raúl Eduardo Gallardo Pérez VI AUTORIZACIÓN Yo, Raúl Eduardo Gallado Pérez. Autorizo a la Escuela Politécnica del Ejército la publicación en la biblioteca virtual de la Institución del trabajo “RELACIÓN ENTRE EL CONTENIDO CLOROFÍLICO SOBRE EL ESTADO NUTRIMENTAL EN PALMA ACEITERA (Elaeis guineensis Jacq.) EN LA PARROQUIA MONTERREY, CANTÓN LA CONCORDIA.”, cuyo contenido, ideas y criterios son de mi exclusiva responsabilidad y autoría. Sangolquí, 31 de Enero de 2013 Raúl Eduardo Gallardo Pérez. VII DEDICATORIA A Dios, el eje y motor de mi vida, junto a ti todo lo puedo. A mis padres Raúl Gallardo y Yolanda Pérez mis pilares, aunque a la distancia me han brindado su amor incondicional, han sabido inculcarme valores y principios, y mediante sus consejos has logrado guiarme durante las diferentes etapas de mi vida. Significan mucho para mí. A mis hermanos, Cristina, Viviana y Diego, porque han sido mi apoyo durante toda mi vida estudiantil, y que por medio de sus consejos y palabras de aliento he conseguido superar todo inconveniente, los amo ñaños. A mis sobrinos, Emilie, Ariel, Camila, Emilio y Giuliana, por ser bendiciones que han llenado de amor y cariño mi vida. A mis abuelos Elicio †, Cristina †, Magdalena † y Eduardo, por haberme inculcado mediante su ejemplo la lucha constante de superación y han velado por mi desde el cielo y la tierra. Los amo. Raúl Eduardo Gallardo Pérez. VIII AGRADECIMIENTO A Dios, por ser mi compañero y brindarme la fortaleza para superar toda adversidad. A mis padres, por brindarme su apoyo moral y económico de forma incondicional para el cumplimiento de todas mis metas y estar siempre pendientes de mí. A mi familia, por acogerme bajo su seno y enseñarme que el esfuerzo y la lucha constante de superación conllevan al cumplimiento de objetivos gratos. A la Asociación Nacional de Cultivados de Palma (ANCUPA), al International Plant Nutrition Institute (IPNI) y la Cooperativa Agropecuaria Orellana (CAO) por haberme brindado la oportunidad de trabajar con ellos. Al Dr. Gustavo Bernal Director de investigaciones-ANCUPA, por haberme brindado su confianza e invitarme a ser parte del presente trabajo. Al Dr. Raúl Jaramillo Director de la Oficina Norte de Latinoamérica del IPNI, por haberme ayudado desinteresadamente mediante sus sugerencias y acertados aportes en el presente trabajo. Al Ing. Diego Escobar Gerente de la CAO, por abrirme las puestas de la empresa y haberme apoyado en todas las necesidades logísticas y económicas. A los Ingenieros Norman Soria, Freddy Enríquez y Cristian Vega por sus valiosas sugerencias y contribuciones en esta investigación. A una persona ejemplar Johanna, por darme su apoyo y día a día palabras de aliento, compartiendo conmigo su amor. Dios te bendiga por buscar lo mejor para mí. A todos aquellas personas que aportaron con su granito de arena para la realización del presente trabajo. Raúl Eduardo Gallardo Pérez. IX AUTORÍA Las ideas expuestas en el presente trabajo de investigación, así como los resultados, discusión y conclusiones son de exclusiva responsabilidad del autor. X ÍNDICE DE CONTENIDO CONTENIDO I. Pág. INTRODUCCIÓN .............................................................................................. 1 1.1. OBJETIVO GENERAL .................................................................................... 4 1.2. OBJETIVOS ESPECIFICOS ............................................................................ 4 II. REVISIÓN DE LITERATURA ........................................................................ 6 2.1. GENERALIDADES DEL CULTIVO DE PALMA ACEITERA .................... 6 2.1.1. Origen de la Palma Aceitera ...................................................................... 6 2.1.2. Importancia de la Palma Aceitera .............................................................. 6 2.1.3. Clasificación Botánica de la Palma Aceitera ............................................. 7 2.1.4. Morfología de la Palma Aceitera ............................................................... 7 2.1.4.1. Raíz ........................................................................................................ 7 2.1.4.2. Estipe o estípite ...................................................................................... 8 2.1.4.3. Hojas o follaje ........................................................................................ 8 2.1.4.4. Inflorescencia ......................................................................................... 9 2.1.4.5. Racimos o frutos .................................................................................. 10 2.1.5. 2.2. Requerimientos Edafoclimáticos ............................................................. 10 FERTILIZACIÓN EN PALMA ..................................................................... 11 2.2.1. Dosis de elementos necesarios para el cultivo. ........................................ 11 2.2.2. Función de los Nutrientes y Efectos Fisiológicos .................................... 12 2.2.2.1. Función y efecto fisiológico del nitrógeno........................................... 14 2.2.2.2. Función y efecto fisiológico del potasio .............................................. 16 2.2.2.3. Función y efecto fisiológico del magnesio........................................... 18 2.2.3. Deficiencias Nutrimentales ...................................................................... 19 2.2.3.1. Síntomas de deficiencia de nitrógeno .................................................. 19 2.2.3.2. Síntomas de deficiencia de potasio ...................................................... 20 2.2.3.1. Síntomas de deficiencia de magnesio .................................................. 21 2.3. FOTOSÍNTESIS Y CLOROFILA .................................................................. 21 2.3.1. Fotosíntesis .............................................................................................. 21 2.3.2. Factores Relacionadas a la Fotosíntesis ................................................... 21 2.3.2.1. Radiación solar ..................................................................................... 21 2.3.2.2. Calidad espectral .................................................................................. 22 XI 2.3.2.3. Intensidad de la radiación..................................................................... 22 2.3.2.4. Aire ....................................................................................................... 23 2.3.2.5. Temperatura ......................................................................................... 23 2.3.3. Pigmentos Fotosintéticos: Los Receptores de Luz .................................. 23 2.3.4. Clorofila ................................................................................................... 24 2.3.5. Medidor de Clorofila ............................................................................... 24 III. MATERIALES Y MÉTODOS ........................................................................... 27 3.1. UBICACIÓN DEL LUGAR DE INVESTIGACIÓN..................................... 27 3.1.1. 3.2. Ubicación Política y Geográfica .............................................................. 27 MATERIALES ............................................................................................... 27 3.2.1. Material de Siembra de Palma Aceitera .................................................. 27 3.2.2. Fertilizantes Utilizados ............................................................................ 28 3.2.3. Pesticidas ................................................................................................. 28 3.2.4. Herramientas ............................................................................................ 28 3.2.5. Equipo ...................................................................................................... 28 3.2.6. Materiales................................................................................................. 28 3.3. MÉTODOS ..................................................................................................... 29 3.3.1. Diseño Experimental................................................................................ 29 3.3.1.1. Factores evaluados ............................................................................... 29 3.3.1.2. Dosis evaluada de los elementos .......................................................... 29 3.3.1.3. Tratamientos comparados .................................................................... 31 3.3.1.4. Tipo de diseño ...................................................................................... 31 3.3.1.5. Características de las UE ...................................................................... 31 3.3.1.6. Distribución en el campo de las UE ..................................................... 32 3.3.2. Análisis Estadístico .................................................................................. 32 3.3.3. Variables A Medir ................................................................................... 33 3.3.3.1. Concentración de Clorofila en las Hojas (CCF) .................................. 33 3.3.3.2. Concentraciones Nutrimentales de la Hoja (CNF)............................... 33 3.3.3.3. Emisión Foliar (EF).............................................................................. 33 3.3.3.4. Área Foliar (AF). .................................................................................. 33 3.3.3.5. Peso Seco Foliar (PSF)......................................................................... 33 3.3.4. Métodos Específico de Manejo del Experimento .................................... 35 IV. RESULTADOS Y DISCUSIÓN ...................................................................... 40 XII 4.1. CONCENTRACIÓN DE CLOROFILA EN LAS HOJAS (CCF) ................. 40 4.2. CONCENTRACIONES NUTRIMENTALES DE LA HOJA (CNF). ........... 41 4.3. EMISIÓN FOLIAR (EF). ............................................................................... 44 4.4. ÁREA FOLIAR (AF). ..................................................................................... 48 4.5. PESO SECO FOLIAR (PSF) .......................................................................... 52 V. CONCLUSIONES ............................................................................................ 57 VI. RECOMENDACIONES .................................................................................. 59 VII. BIBLIOGRAFÍA .............................................................................................. 60 XIII LISTA DE CUADROS CUADRO Pág. Cuadro 2.1: Dosis para plantaciones de dos años de edad……..............…………..…….11 Cuadro 2.2: Dosis para plantaciones de tres años de edad……….………………..........12 Cuadro 2.3: Dosis para plantaciones de cuatro años de edad ……............……………..12 Cuadro 3.1: Ubicación Ecológica de la CAO……….......…….….….………….……….27 Cuadro 3.2: Dosis de nutrimentos como elemento puro aplicados un año antes de la evaluación…………………..……………………………………….30 Cuadro 3.3: Dosis de nutrimentos como elemento puro aplicados en el año de evaluación……………………………………………………………… ...30 Cuadro 4.1: Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión de la concentración de clorofila y nutrimentos aplicados en palma aceitera utilizando un modelo saturado, para las lecturas de octubre 2011, enero, abril y julio del 2012, en pares de factores de nutrientes. Monterrey-La Concordia …………………………………….……………………………40 Cuadro 4.2: Probabilidades (Pr>F) y coeficientes de regresión (CR) obtenidos en el análisis de regresión de las concentraciones nutrimentales de la hoja y la concentración de clorofila en las hojas de palma, para las lecturas de octubre 2011, enero, abril y julio del 2012. Monterre- LaConcordia….......41 Cuadro 4.3: Probabilidades (Pr>F) y coeficientes de regresión (CR) obtenidos en el análisis de regresión de las concentraciones nutrimentales de la hoja y los nutrimentos aplicados en palma aceitera, para las lecturas de octubre 2011 y octubre 2012. Monterrey-La Concordia…………………… ...…...43 Cuadro 4.4: Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión de la emisión foliar (hojas/ 3 meses) y el estado nutrimental en palma aceitera utilizando un modelo saturado, para las lecturas de enero, abril y julio del 2012, en pares de factores de nutrientes. Monterrey-La Concordia…...44 Cuadro 4.5: Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión de la emisión foliar (hojas/ 3 meses) y el estado nutrimental en palma aceitera utilizando un modelo optimizado, de acuerdo a los valores marginalmente significativos para las lecturas de enero, abril y julio del 2012, en pares de factores de nutrientes.Monterrey-La Concordia…..…....45 Cuadro 4.6: Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión del área foliar (m2) y el estado nutrimental en palma aceitera utilizando un modelo saturado, para las lecturas de enero, abril y julio del 2012, en pares de factores de nutrientes. Monterrey-La Concordia………………....48 XIV Cuadro 4.7: Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión del área foliar (m2) y el estado nutrimental en palma aceitera utilizando un modelo optimizado, de acuerdo a los valores marginalmente significativos para las lecturas de enero, abril y julio del 2012, en pares de factores de nutrientes. Monterrey-La Concordia….………..…………..49 Cuadro 4.8: Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión de peso seco foliar (kg) y el estado nutrimental en palma aceitera utilizando un modelo saturado, para las lecturas de enero, abril y julio del 2012, en pares de factores de nutrientes. Monterrey-La Concordia……………........52 Cuadro 4.9: Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión del peso seco foliar (kg) y el estado nutrimental en palma aceitera utilizando un modelo optimizado, de acuerdo a los valores marginalmente significativos para las lecturas de enero, abril y julio del 2012, en pares de factores de nutrientes. Monterrey-La Concordia…..…………...............53 XV LISTA DE FIGURAS FIGURA Pág. Figura 2.1: Absorción de luz en los cloroplastos de las plantas………………………..24 Figura 2.2: Medidor de clorofila Apogee CCM-200 plus……………………………...25 Figura 2.3: Transmitancia de la clorofila. ……………………………………………...26 Figura 3.1: Toma de la CCF, en foliolos intermedios………………………………….36 Figura 3.2: Marcado de la hoja N° 1 en plantas evaluadas…………………………….36 Figura 3.3: Medición del largo de foliolos (AF)……………………………………….37 Figura 3.4: Medición del ancho de foliolos (AF)……………………………………...38 Figura 3.5: Fertilización de plantas…………………………………………………….39 Figura 4.1: Gráfico de contorno de emisión foliar (número de hojas/3 meses) para los factores N y K en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (abril)………………………………………………………....….45 Figura 4.2: Gráfico de contorno de emisión foliar (número de hojas/3 meses) para los factores N y Mg en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (julio)……………………………………………………………….…46 Figura 4.3: Gráfico de contorno de emisión foliar (número de hojas/3 meses) para los factores K y Mg en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (julio)…………………….…………………………………………....47 Figura 4.4: Gráfico de contorno de área foliar (m2) para los factores N y K en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (enero)……...……..49 Figura 4.5: Gráfico de contorno de área foliar (m2) para los factores N y Mg en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (enero)…………….50 Figura 4.6: Gráfico de contorno de área foliar (m2) para los factores N y K en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (julio)…………………....50 Figura 4.7: Gráfico de contorno de área foliar (m2) para los factores K y Mg en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (enero)…………………..51 Figura 4.8: Gráfico de contorno de peso seco foliar (kg) para los factores N y K en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (enero)……....……..53 Figura 4.9: Gráfico de contorno de peso seco foliar (kg) para los factores N y Mg en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (enero)…………54 Figura 4.10: Gráfico de contorno de peso seco foliar (kg) para los factores N y K en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (julio)......…………54 XVI Figura 4.11: Gráfico de contorno de peso seco foliar (kg) para los factores K y Mg en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (abril)…….....…55 Figura 4.12: Gráfico de contorno de peso seco foliar (kg) para los factores K y Mg en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (julio)...………..56 XVII LISTA DE ANEXOS ANEXO Pág. Anexo A: Plantación de palma aceitera de la Cooperativa Agropecuaria Orellana…..67 Anexo B: Caminos entre parcelas…………………………………………………….67 Anexo C: Poste de identificación de parcelas………………………………………...68 Anexo D: Letreros de identificación de parcelas……………………………………..68 Anexo E: Parcelas evaluadas…………………………………………………………69 Anexo F: Fertilización de parcelas...…………………………………………………75 Anexo G: Toma valores de clorofila y variables……………………………………...76 Anexo H: Preparación de muestras foliares y de suelo……………………………….76 Anexo I: Dosis de fertilizantes…...…………………………………………………..77 Anexo J: Regresiones………………………………………………………………...78 1 I. INTRODUCCIÓN La palma aceitera es una oleaginosa originaria de África occidental, de la región del Golfo de Guinea. Su existencia data de tiempos remotos y sólo a partir del siglo XX se transforma en un cultivo comercial, estableciéndose en un inicio en varios países africanos, para en lo posterior ser introducida a lo largo de todo el continente americano (Acupalma, 2003). El cultivo de la palma tarda entre 2 a 3 años para producir los primeros frutos, pero mantiene su capacidad productiva hasta 25 años. Dentro de los cultivos de semillas oleaginosas, la palma es la que mayor cantidad de aceite produce por hectárea. Con un contenido del 50% en el fruto, puede rendir de 3,000 a 5,000 kilogramos (kg.) de aceite de pulpa por hectárea, más de 600 a 1,000 kg. de aceite de palmiste (Grupo el Chao citado por Ayala, 2008). El cultivo de palma aceitera es uno de los principales cultivos dentro del Ecuador. Su ubicación dentro del país le permite contar con condiciones climáticas privilegiadas para el cultivo de palma africana. La fruta llegó al país alrededor de 1953, tiempo en el que se establecieron los primeros cultivos a pequeña escala en Santo Domingo de los Tsáchilas y en Quinindé; En el país, el cultivo y procesamiento de palma africana son actividades que cobran cada vez mayor importancia en la economía, al ser ejes de desarrollo social, a través de la creación de fuentes de empleo y de generación de divisas (Ayala, 2008). 2 La palma aceitera es el cultivo que produce la mayor cantidad de aceite por unidad de área. Debido a esto, la planta demanda una cantidad relativamente alta de nutrientes, y al no tenerlos a su disposición, se producen desequilibrios nutricionales provocando rendimientos por debajo del potencial del cultivo (Corley y Tinker, 2009). La evaluación de las deficiencias en el campo se efectúa considerando la incidencia de plantas con síntomas relacionados para cada elemento. Estas valoraciones se basan en la capacidad, entrenamiento y experiencia del personal de campo para evaluar las deficiencias, las que normalmente se pueden identificar solamente en estados avanzados cuando la pérdida de rendimiento ya no puede corregirse completamente (Fairhurst, 1998; Rankine y Fairhurst, 1999). Dentro de la producción de palma aceitera uno de los puntos más importantes en el manejo es la fertilización, ya que de esta depende el buen desarrollo nutricional del cultivo, por esta razón su ejecución debe ser manejada de forma eficiente y técnica, cosa que en la actualidad no se viene realizando en gran parte de los cultivos de palma aceitera dentro del país. En opinión del autor, existen técnicas que permiten conocer los niveles nutrimentales dentro de las plantas, que permiten orientar la fertilización como es el caso del análisis foliar, pero está técnica demanda una interpretación temporal y calibración local lo cual no siempre está disponible e involucra una interpretación que estás sujeta a muchas subjetividades, lo cual dificulta los procesos de fertilización y conlleva a disminución de los rendimientos. 3 Procurando encontrar alternativas al uso de los análisis foliares, se ha iniciado un estudio de mediano plazo en colaboración con el International Plant Nutrition Institute (IPNI), la Cooperativa Agropecuaria Orellana y la Asociación de Cultivadores de Palma del Ecuador (ANCUPA), para desarrollar estándares de contenido de clorofila en respuesta al manejo de nitrógeno, potasio y magnesio, debido a que estos elementos están directamente relacionados con los procesos fotosintéticos de la planta. Nuevas alternativas como el medidor de clorofila, o las estimaciones del verdor con tablas comparativas, como las desarrolladas por el Instituto Internacional del Arroz (IRRI) se han utilizado exitosamente para medir la presencia de deficiencias minerales en maíz y otros cultivos. Esto se ha probado con éxito especialmente para el caso del nitrógeno, cuya deficiencia está directamente asociada con cambios en verdor y contenido de clorofila. Más recientemente esta metodología se ha validado para el azufre en maíz y se ha extendido a otros cultivos como el fréjol (Amaral Filho et al. 2003; Godoy y Villas Boas, 2003; Carvalho et al., 2004; García, 2008; Loewy y Ron, 2009). Por tal motivo, se debe obtener una técnica de campo para la determinación rápida de los niveles de nitrógeno, potasio y magnesio dentro de las plantas que sea de fácil y rápida aplicación para los agricultores, con la finalidad de tener una mayor eficiencia en la fertilización de los cultivos de Palma Aceitera. 4 1.1. OBJETIVO GENERAL Determinar la relación o relaciones entre el contenido de clorofila asociado con las deficiencias nutrimentales de nitrógeno, potasio y magnesio para los materiales en renovación de palma aceitera (Elaeis guineensis Jacq.) en la Cooperativa Agropecuaria Orellana con el propósito de beneficiar a los socios y productores en general. 1.2. OBJETIVOS ESPECIFICOS Analizar el contenido de clorofila asociado con los tratamientos de fertilización. Realizar análisis foliares para determinar valores nutrimentales presentes en el campo experimental. Determinar valores críticos de contenido de clorofila para calificar plantas deficientes en nitrógeno, potasio y magnesio correlacionando los resultados. Correlacionar los resultados de la medición de clorofila con las concentraciones nutrimentales de los análisis. 5 Difundir los resultados obtenidos en la presente investigación para el conocimiento de los productores, mediante ANCUPA. 6 II. 2.1. REVISIÓN DE LITERATURA GENERALIDADES DEL CULTIVO DE PALMA ACEITERA 2.1.1. Origen de la Palma Aceitera La palma aceitera fue introducida en nuestro país en 1953, en la provincia de Esmeraldas, cantón La Concordia, por Roscoe Scott; en esa época las plantaciones eran relativamente pequeñas. No es sino hasta el año de 1967 cuando comienza a entrar en auge con más de 1.000 hectáreas sembradas (Muñoz, 2010). En la actualidad, el cultivo de Palma africana es uno de los principales cultivos en el país debido a los múltiples usos de esta planta y así también a su uso como biocombustible. Se cultiva principalmente en la provincias de Esmeraldas, Los Ríos, Pichincha, Santo Domingo y la provincias Orientales de Sucumbíos y Orellana (Muñoz, 2010). Son nativas del Occidente de África Ecuatorial, donde se conoce que los nativos ya realizaban la extracción de su aceite hace 5 000 años (Muñoz, 2010). 2.1.2. Importancia de la Palma Aceitera Según el IICA (2006), para los países tropicales, la palma aceitera (Elaeis guineensis Jacq) representa una alternativa de excelente perspectivas para el futuro. Este cultivo produce 10 veces más del rendimiento de aceite proporcionado por la mayoría de los otros cultivos oleaginosos y con materiales genéticos más recientes la diferencia en rendimiento es cada vez mayor y los problemas de salud achacados a las grasas hidrogenadas tendrán que abrirle paso al aceite de palma para la fabricación de productos a base de origen vegetal. Esta planta produce dos importantes aceites: (1) aceite de palma, el que es blando y se utiliza extensamente en oleomargarina, manteca y grasas para la cocina y en la fabricación 7 industrial de muchos otros productos para la alimentación humana, y (2), aceite de almendra de palma (palmiste) el que posee un alto contenido de ácido láurico y el cual a su vez produce jabones de excelente espuma y además los productos arriba mencionados, también los aceites vegetales están siendo transformados en muchos otros productos para uso técnico como: biocarburantes y aceites biológicas naturales (IICA, 2006). El manejo agrícola e industrial de la palma aceitera. Es un cultivo de alta rentabilidad y es una buena opción para las tierras bajas en las regiones tropicales (IICA, 2006). 2.1.3. Clasificación Botánica de la Palma Aceitera REINO: Plantae CLASE: Liliopsida SUBCLASE: Arecidae ORDEN: Arecales FAMILIA: Arecaceae GÉNERO: Elaeis ESPECIE: Elaeis guineensis Jacq. 2.1.4. Morfología de la Palma Aceitera 2.1.4.1. Raíz La parte inferior del tallo de la palma aceitera es una estructura cónica de la cual surgen hasta 10000 raíces primarias, estas raíces crecen de forma más o menos horizontal y su función es la de anclaje. Las raíces primarias dan origen a las secundarias que miden entre 2 y 5 mm de diámetro y pocos metros de longitud; estas dan origen a las terciarias de 1 a 2 mm de diámetro y hasta 15 cm de longitud; también existen raíces cuaternarias muy pequeñas. En general, estas raíces cumplen funciones de absorción de agua y nutrientes. 8 Además, existen raíces aéreas que se desarrollan en la base de las primeras hojas cuya función es poco conocida (Ortiz y Fernández, 2000). 2.1.4.2. Estipe o estípite Según Ortiz y Fernández (2000), durante los primeros tres años de edad, el estipe se caracteriza por su forma de cono invertido, de cuyo ápice brotan las hojas y, de la base, numerosas raíces adventicias. A partir de esa edad el tronco se alarga conforme emergen las hojas y puede alcanzar entre 15 y 20 m de alto, con un diámetro que oscila entre 30 y 50 cm. La palma aceitera posee un solo punto de crecimiento o meristema apical que se encuentra en la parte central del tronco. El meristema apical llega a producir de 30 a 40 hojas nuevas por año. Las funciones principales del tronco son: 1.- Soporte de hojas e inflorescencias 2.- Almacenamiento y transporte de agua y nutrientes 3.- Almacenamiento de carbohidratos y minerales 2.1.4.3. Hojas o follaje El follaje se forma a partir de los primordios florales localizados en la parte superior del estipe del que nacen hojas e inflorescencias. El estipe de una palma adulta en condiciones normales posee entre 30 y 40 hojas, las cuales pueden alcanzar entre 5 y 7 m de longitud y pesan de 5 a 8 kilogramos (Ortiz y Fernández, 2000). La filotaxia o arreglo de las hojas en el estipe es muy importante en el cultivo de palma aceitera. Las hojas están dispuestas en dos espirales, una que corre de derecha a izquierda, en la cual hay ocho hojas colocadas entre la que está en la misma línea vertical, 9 otra de izquierda a derecha, con cinco hojas intermedias. Los primordios foliares están separados uno del otro en la espiral genética por un ángulo de divergencia de aproximadamente 137.5 grados. Dentro de una misma planta este ángulo está dirigido consistentemente hacia la izquierda o hacia la derecha del primordio previo (Ortiz y Fernández, 2000). Cada hoja madura está compuesta de un raquis, foliolos lineales y espinas. La parte proximal del raquis se ensancha en el pseudo tallo y se conoce como pecíolo y es ahí donde aparece la mayor parte de las espinas. La producción de hojas tiene gran importancia para determinar el rendimiento de fruta a corto plazo. A cada hoja le corresponde una inflorescencia cuyo tamaño y desarrollo depende del estado de la planta (Ortiz y Fernández, 2000). 2.1.4.4. Inflorescencia La palma aceitera es monoica, por tal motivo se forman separadamente inflorescencias masculinas y femeninas. En las inflorescencias femeninas las flores se disponen en espiral alrededor del raquis de las espiguillas cada una en una cavidad superficial y circundada por una bráctea. Las inflorescencias masculinas constan de espiguillas largas digitiformes (Corley y Tinker, 2009). Según Ortiz y Fernández (2000), generalmente existen ciclos de producción de inflorescencias masculinas y femeninas que varían estacionalmente la producción. La inflorescencia masculina está constituida por un pedúnculo largo o eje central, alrededor del cual se distribuyen cerca de cien espigas que poseen forma de dedos de 10 a 20 cm de largo. Cada espiga puede albergar alrededor de un millar de 21 flores. El perianto está formado por seis estambres. El polen posee un atractivo olor a anís. La inflorescencia femenina es un racimo globoso, cubierto al principio por dos espatas coriáceas y protegido 10 en la base con 5 a 10 brácteas duras y puntiagudas que pueden medir hasta 15 cm de largo. El racimo es sostenido por un pedúnculo corto y fuerte sobre el que se insertan cerca de un centenar de espigas. La flor femenina tiene un perianto doble y el pistilo está compuesto por un ovario tricarpelar y un estigma sésil. 2.1.4.5. Racimos o frutos El fruto es una drupa sésil cuya forma varía desde casi esférica a ovoide o alargada y algo abultada en el ápice, su longitud varia de 2 a más de 5 cm y en peso de 3 a más de 30 g; el racimo es un conjunto de frutos el cual es de forma ovoide y puede alcanzar 50 o más cm de largo y 35 cm de ancho (Corley y Tinker, 2009). Su peso puede variar de 2 a 3 kg en palmas jóvenes y alcanzar hasta 100 kg por racimo en adultas. El racimo está compuesto de un raquis central, espiguillas, frutos normales, partenocárpicos y abortados. (Ortiz y Fernández 2000). 2.1.5. Requerimientos Edafoclimáticos La palma aceitera se ha ubicado desde sus orígenes, tanto de forma natural como cultivada, en una franja distribuida entre los 15 grados norte y sur del Ecuador. Las palmas requieren climas húmedos, con una alta precipitación bien distribuida durante el año y periodos de sequía menores a 5 meses (Ortiz y Fernández, 2000). Como lo indica Chávez y Rivadeneira (2003), el desarrollo del cultivo de palma aceitera se lo debe realizar en suelos franco-limosos a franco-arcillosos, adecuados para el mejor desarrollo y rendimiento del cultivo; la profundidad del suelo debe ser por lo menos de 0,60 m. El rango de pH adecuado para el cultivo es de 5 a 6,5. La topografía debe ser semiondulada, ya que los casos extremos como son totalmente planas y de significativa irregularidad, demandan mayores inversiones. 11 Como lo indica Ortiz y Fernández (2000), la aptitud de un suelo para el cultivo de palma aceitera depende de sus propiedades físicas, químicas y biológicas. Es necesario realizar análisis de suelo para determinar las cantidades de los principales elementos químicos existentes (Chávez y Rivadeneira, 2003). Dentro de los nutrientes esenciales el nitrógeno, fosforo y potasio son macronutrientes que la palma aceitera requiere en mayor cantidad, pero que se encuentran en menor proporción en el suelo; el calcio, magnesio y azufre, denominados secundarios, son necesarios para el adecuado desarrollo. Los micronutrientes más importantes para el cultivo de palma aceitera son el cloro y boro (Ortiz y Fernández, 2000). 2.2. FERTILIZACIÓN EN PALMA 2.2.1. Dosis de elementos necesarios para el cultivo. Según el INIAP Estación Experimental “Santo Domingo”, citado por Chávez y Rivadeneira (2003), para el cultivo de palma aceitera se recomienda la aplicación de las siguientes tablas de fertilización previo análisis de suelo y foliar. Cuadro 2.1: Dosis para plantaciones de dos años de edad. Gramos / Planta / Año Análisis foliar Bajo Medio Alto N 500 350 220 P2O5 220 160 80 K2O 700 500 370 MgO 170 100 80 Fuente: INIAP Estación Experimental “Santo Domingo”, citado por Chávez y Rivadeneira (2003). 12 Cuadro 2.2: Dosis para plantaciones de tres años de edad. Gramos / Planta / Año Análisis foliar Bajo Medio Alto N 690 460 270 P2O5 270 180 90 K2O 1100 550 370 MgO 280 110 90 Fuente: INIAP Estación Experimental “Santo Domingo”, citado por Chávez y Rivadeneira (2003). Cuadro 2.3: Dosis para plantaciones de cuatro años de edad. Gramos / Planta / Año Análisis suelo Bajo Medio Alto N 1150 530 460 P2O5 460 370 180 K2O 1500 1200 900 MgO 480 220 110 Fuente: INIAP Estación Experimental “Santo Domingo”, citado por Chávez y Rivadeneira (2003). Rankine y Fairhurst (1999), indican que para cultivos jóvenes los valores medios o centrales para incrementar las cantidades de fertilizantes en cultivos jóvenes son de 0.5 kg N, 300 g de MgO y 2.0 kg K2O por planta año. 2.2.2. Función de los Nutrientes y Efectos Fisiológicos Corley y Mok, citados por Corley y Tinker (2009) demostraron que los fertilizantes con nitrógeno y potasio aumentaban la producción de materia seca y el rendimiento, además Breure, citado por Corley y Tinker (2009) observó un aumento en la tasa de crecimiento del cultivo en respuesta a una aplicación combinada de nitrógeno, potasio y magnesio. Según datos de ensayos realizados por Corley, citado por Corley y Tinker (2009), mostraron que la deficiencia de nitrógeno reducía el contenido foliar de clorofila, la 13 conductancia estomática y la taza de fotosíntesis saturada de luz, mientras que la deficiencia de potasio redujo la conductancia estomática, además Gerritsma, citado por Corley (2009), encontró que las palmas con deficiencia de magnesio tenían tazas fotosintéticas más bajas. Según Chan citado por por Goh y Härdter (2012), indica en investigaciones realizadas que en ausencia de N, con aumento en la cantidad de K aplicado dio como resultado una disminución del rendimiento, pero no tuvo efecto en el crecimiento vegetativo de la palma. La interacción entre el efecto del N y Mg sobre la longitud de la hoja, posterior a la 4 años de aplicación indicaron que la longitud de la hoja decreció cuando se aplicó solo Mg, pero tuvo un aumento cuando tanto se aplicaron N y Mg. Chan y Rajaratnam citados por Goh y Härdter (2012), muestran que en investigaciones realizadas para la interacción de K y Mg, la adición de Mg causó una disminución del rendimiento en ausencia del K, y esto puede explicarse por el desplazamiento de K+ de los sitios de intercambio por el Mg2+. Pero el rendimiento aumentó significativamente cuando se aplicaron tanto el Mg como el K. Entre le K y Mg existe una relación antagónica, puesto que la dosis creciente del K disminuye la absorción del Mg, además existe una correlación positiva altamente significativo entre el contenido de K en el suelo, con el de la hoja y una clara correlación negativa entre el contenido del K en el suelo y el de Mg en la hoja (Morin, 1980). León (1998), indica que si la relación Mg:K es menor a 1.0 probablemente el K impedirá la toma del Mg por las plantas, pero si es mayor a 70.0 es muy posible que el exceso del Mg con relación al K impida la captación este último. Aunque este proceso 14 antagónico es menos frecuente y tiene menor importancia según Kampfer, del Rivero, Embleton citados por Morin (1980). 2.2.2.1. Función y efecto fisiológico del nitrógeno Ng et al. citados por Goh y Härdter (2012), indican que las plantas jóvenes de vivero contienen alrededor de 1.4% de N, mientras que la concentración global promedio en el tejido de la palma aceitera adulta es de 0.44 – 0.65% de N. El crecimiento de todos los organismos está determinado por la disponibilidad de nutrientes minerales, cabe resaltar dentro de estos últimos la participación del nitrógeno (N) al ser uno de los elementos esenciales para la vida. La importancia del nitrógeno se evidencia en la demanda de grandes cantidades del mismo como un componente esencial, sobre todo, de las proteínas y los ácidos nucleicos (Abela, 2012). Según Thompson y Troeh, (1988) la mayor parte de los compuestos orgánicos vegetales contienen nitrógeno. Entre los compuestos nitrogenados se encuentran los aminoácidos, los ácidos nucleicos, numerosas enzimas y materiales transportadores de energía como la clorofila, ADP, ATP. Las plantas no pueden realizar sus procesos vitales si carecen de nitrógeno para construir esos compuestos esenciales. Como lo indica Fairhurst et al. (2005), el nitrógeno es un elemento orgánico, y como tal sirve de catalizados en reacciones bioquímicas dentro de la planta. Por tal motivo el Nitrógeno es esencial para casi todos los procesos fisiológicos. El N es componente esencial de la clorofila, unidad básica en la absorción de energía lumínica para la fotosíntesis, la formación de hidratos de carbono que junto con condiciones favorables del ambiente, conducen a la formación de proteínas y posteriormente para la producción de masa protoplasmática (Donald, 1998). 15 Según reportan Marschner y, San Clemente y Pena citados por Calderón et al. (2011), debido a que más del 75% del nitrógeno orgánico total se encuentra en los cloroplastos, principalmente en forma de enzimas, un aporte limitado del nitrógeno afecta la tasa fotosintética debido a la disminución en la síntesis y contenido de clorofila y en la actividad de la Rubisco. Las plantas absorben la mayoría del N en forma de iones de amonio (NH4+) o nitrato (NH3). El nitrógeno es importante para la síntesis de clorofila y como parte de la molécula de la clorofila está involucrada en el proceso de fotosíntesis. La carencia de clorofila no permite que la planta utilice la luz solar como fuente de energía en el proceso de la fotosíntesis y la planta pierde la habilidad de ejecutar funciones esenciales cono la absorción de nutrientes (Instituto de la Potasa y Fósforo, 1997). Según Corley y Mok, citados por Goh y Härdter (2012), la aplicación de N aumenta el área foliar y mejora la producción de hojas y la tasa de asimilación neta de las palmas aceiteras, lo cual coincide con lo expuesto por von Uexkull y Fairhurst (1991), que indican que el N afecta el área foliar, el color de las hojas, la tasa de producción de hojas y la tasa de asimilación neta. En varios ensayos realizados por Gurmit; Kee y Chew, citados por Corley y Tinker (2009), demostraron que la que el N aumentaba el área foliar, el peso seco de la hoja y el largo del raquis. Generalmente hay una buena respuesta al N, siempre y cuando el índice de área foliar (IAF) es inferior a 5. Por esta razón palmas jóvenes tienden a responder muy bien a la aplicación de N. Con palmas adultas una respuesta al N puede estar ausente si el IAF está 16 por encima de 6, lo que indica una fuerte competencia entre las plantas por la luz (von Uexkull y Fairhurst, 1991). En experimentos con clones de palma de aceite realizados por Donough et al. citados por Goh y Härdter (2012), se descubrió que los componentes del rendimiento responden de manera diferente a la aplicación del N. Se presentó una respuesta significativo de la relación almendra:racimo y una disminución en la de aceite:racimo. Sin embargo, el rendimiento total de aceite aumentó significativamente, debido a un aumento del rendimiento de racimos de frutos. 2.2.2.2. Función y efecto fisiológico del potasio Para Ng et al. citados por Goh y Härdter (2012), indican que el contenido de K en la materia seca vegetativa de la palma aceitera, permanece bastante constante durante el ciclo de vida desde el vivero hasta la madurez a (1 – 1.3%). Según Mengel; Suelter y Huber, citados por Espinoza. (s.f.), indican que a diferencia del N, P y otros nutrientes, el K no forma parte de la estructura química de la planta y una gran parte aparece como constituyente del jugo celular. Sin embargo, el K participa en procesos como la activación de las enzimas, regulación del funcionamiento de los estomas, regulación de los procesos de ósmosis, fotosíntesis y transporte de los productos de la fotosíntesis. Fairhurst et al. (2005), indica que el potasio es un elemento que desempeña un importante papel en la conversión de la luz a energía bioquímica en la fotosíntesis. El K interviene en la absorción de N, una adecuada concentración de K dentro de la planta estimula la absorción de N (Donald, 1998). 17 Ruer y Varechon citados por Corley y Tinker (2009), demostraron que la aplicación de fertilizante potásico aumentó la sección transversal del peciolo. Según Gurmit citado Corley y Tinker (2009), en un ensayo de fertilización la aplicación de K causó una ligera reducción de la tasa de producción de hojas, lo cual indica que no se debió por a la deficiencia de Mg, ya que el contenido foliar de este elemento fue bastante alto. En evaluaciones realizadas por Corley y Mok; Foster y Prabowo; Gurmit; Kee y Chew, citados por Corley y Tinker (2009), la fertilización potásica estuvo asociada con .un incremento del AF. El potasio es absorbido del suelo en forma de ión (K+). El potasio es vital para la fotosíntesis, al existir deficiencia de K, la fotosíntesis se reduce y la respiración de la plata se incrementa. Estas características presentes cuando existe deficiencia de K, reduce la acumulación de carbohidratos, con consecuencias adversas en el crecimiento y producción de la planta (Instituto de la Potasa y Fósforo, 1997). Goh y Härdter (2012), indican que el K desempeña un papel importante en la conversión de la luz e energía bioquímica durante la fotosíntesis y por esto es requerido para la fijación de CO2. Von Uexkull y Fairhurst (1991), indican que el K afecta el tamaño y el número de racimos, lo cual concuerda con los resultados obtenidos en un experimento de fertilización realizado en Sumatra por Kusnu, et al, citado por Goh y Härdter (2012), en donde se indica que el K aumentó el rendimiento, el peso y el número de racimos. 18 2.2.2.3. Función y efecto fisiológico del magnesio Según Ng y Tamboo citado por Goh y Härdter (2012), indican que la concentración de Mg en las palmas aceiteras varia de 0.16% en palmas adultas a 0.22% en palmas de vivero. El Mg es un elemento sumamente móvil dentro de la planta, (Donald, 1998). Además de ser una parte integral de la clorofila, el magnesio interviene en la reacción de carboxylasa de la fotosíntesis, como una coenzima en la fijación de CO2 (Ross, s.f.). Fairhurst et al. (2005), Ng y Tamboo citado por Goh y Härdter (2012), indican que el magnesio es el principal contribuyente en la molécula de clorofila, el cual, es un pigmento verde que convierte la luz en energía bioquímica durante el proceso de fotosíntesis; además es componente esencial de la enzima que cataliza la síntesis de la clorofila. Según Goh y Härdter (2012), entre el 10 - 35% del contenido total de Mg de la palma se encuentra en la clorofila, el Mg también es un componente esencial de la enzima que cataliza la síntesis de clorofila y funciona como un elemento de conexión de las subunidades del ribosoma en la síntesis de proteína. Para Ng et al. citados por Goh y Härdter (2012), existe una gradiente de concentración de Mg dentro de la biomasa de la palma con grandes concentraciones en el tejido joven (p.ej. ‘cogollo’ de la copa), y concentraciones más pequeñas en las raíces. El Mg es absorbido por las plantas como un catión Mg++. El Mg es el átomo central de la molécula de clorofila, por lo cual está directamente involucrado activamente en la fotosíntesis. El Mg y N son los únicos nutrientes provenientes del suelo que son parte de la clorofila, y por esta razón, la mayoría del Mg en las plantas se encuentra en este compuesto (Instituto de la Potasa y Fósforo, 1997). 19 El magnesio Mg interviene en varias funciones vitales para la planta. Los procesos metabólicos y procesos en las cuales interviene el Mg son: 1) Fotofosforilación (formación de ATP en los cloroplastos), 2) fijación fotosintética del dióxido de carbono (CO2), 3) síntesis de proteínas, 4) formación de clorofila, 5) recarga del floema, 6) partición y asimilación de los productos de la fotosíntesis, 7) generación de las formas reactivas de oxígeno y 8) fotooxidación de los tejidos de las hojas (Cakmak y Yuzici, 2010). Para Foster citado por Goh y Härdter (2012), el peso seco de la hoja, el área foliar, la producción de hojas y los rendimientos son más pequeños en palmas con aguda deficiencia de Mg. 2.2.3. Deficiencias Nutrimentales A diferencia de muchos otros cultivos, un deficiente suplemento de la mayoría de nutrientes en la palma aceitera se manifiesta en síntomas de deficiencia de la hoja y deficiencias medibles en los parámetros de crecimiento vegetativo (Fairhurst et al., 2005). 2.2.3.1. Síntomas de deficiencia de nitrógeno El principal síntoma de deficiencia de nitrógeno consiste en clorosis de hojas, principalmente adultas, aunque también se presentan en jóvenes. Las hojas se tornan de color verde pálido que cambian paulatinamente a amarillo pálido, y finalmente, a amarillo paja, y en algunos casos, pueda presentarse necrosis. En palma joven se observa que en casos más severos, las hojas nuevas son más angostas y muestran tendencias a envolverse (Ortiz y Fernández, 2000). Fairhurst et al.(2005), indican que la deficiencia de nitrógeno se presenta cuando las hojas tienen un color verde pálido o amarillento y son más pequeñas de lo normal, además indica que en plantas jóvenes antes de que cierren las hileras se presenta como clorosis en 20 los folíolos superiores o inferiores de las hojas. La severidad de los síntomas es demostrado por el grado de amarillamiento, las palmas con un ligero síntomas son de color verde pálido, mientras que con severas deficiencias son de color amarillo claro, y las puntas de los foliolos pueden tornarse de color café purpura. Una muy severa deficiencia produce el amarillamiento del raquis y de la nervadura central y los foliolos son angostos y se enrollan hacia adentro. 2.2.3.2. Síntomas de deficiencia de potasio La hojas con deficiencia de potasio presentan manchas anaranjadas que transmiten la luz, los síntomas se manifiestan en hojas viejas, debido a que el potasio se trasloca de las hojas viejas a las más jóvenes, especialmente cuando existe deficiencia. Es muy común observar plantas con una apariencia plana en la parte superior en plantaciones jóvenes inmaduras sembradas en suelo bajos de potasio, además las hojas pueden o no mostrar los síntomas de deficiencia más allá de la apariencia plana de la hoja (Fairhurst et al., 2005). El síntoma más común consiste en la presencia de manchas de color verde pálido que luego se tornan amarillas y finalmente de color naranja, de forma rectangular. Estas manchas aparecen predominantemente en los foliolos de las hojas adultas. Cuando las manchas se unen y forman manchas compuestas de color naranja se produce un síntoma conocido como moteado amarillento confluente. Cuando las deficiencias son más severas se presenta el síntoma conocido como amarillamiento medio de la corona, el cual consiste en un amarillamiento de las hojas intermedias de la corona que se encuentran cerca de la posición 10 de la filotaxia. Las hojas más viejas y más jóvenes se mantienen verdes, aunque por lo general, también presentan algunas manchas de color naranja o amarillo (Ortiz y Fernández, 2000). 21 2.2.3.1. Síntomas de deficiencia de magnesio Los foliolos de las partes inferiores de las hojas con deficiencia de magnesio son amarillentos, pero los foliolos de la parte superior permanecen verdes. Los síntomas a menudo empiezan con manchas de color verde aceituna difuso a ocre en los foliolos más viejos (Fairhurst et al., 2005). Generalmente, ocurre una decoloración uniforme de color amarillo a amarillo claro en los foliolos de hojas más viejas. El síntoma típico se caracteriza por el efecto de “sombra” que consiste en que la decoloración ocurre en los foliolos expuestos a la luz, mientras que los tejidos de los foliolos que se encuentran debajo de los que están expuestos se mantienen de color verde (Ortiz y Fernández, 2000). 2.3. FOTOSÍNTESIS Y CLOROFILA 2.3.1. Fotosíntesis Fotosíntesis es el proceso en el cual la planta adsorbe energía radiante y la utiliza para crear compuestos orgánicos a partir de compuestos inorgánicos. Los productos de la fotosíntesis no solo proporcionan el material para los procesos básicos del metabolismo, sino también los compuestos y la energía necesaria para la síntesis de sustancias orgánicas, como lípidos, proteínas, polisacáridos, etc., que son necesarios para el crecimiento (Müler, 1964). 2.3.2. Factores Relacionadas a la Fotosíntesis 2.3.2.1. Radiación solar Gonzales (s.f.), indica que la energía solar es la fuente primaria de energía para la fotosíntesis. Las plantas interceptan, para la fotosíntesis, menos del 5% de la radiación solar incidente (constante solar), la cual también afecta el crecimiento y el desarrollo. 22 La captación de la luz solar por una superficie foliar está influenciada por su tamaño, forma, edad, ángulo de inserción, separación vertical, arreglo horizontal, y por la absorción de las estructuras no foliares. El ángulo de inserción de las hojas sobre el tallo es muy importante en la producción de cultivos, ya que de él depende la exposición de las láminas foliares a los rayos del sol y la distribución más uniforme de la luz a través del dosel vegetal, determinando que la actividad fotosintética sea más eficiente en los estratos medios e inferiores de la planta (Cayón, citado por Gonzales, s.f.). 2.3.2.2. Calidad espectral El espectro visible, comprendido entre las radiaciones azules (400 nm) y roja distante (710 nm), es considerado como radiación fotosintéticamente activa (RFA), la energía radiante disponible para la fotosíntesis. Alrededor de un 85% de esta RFA puede ser absorbida por las hojas superiores de las plantas, dependiendo de la estructura foliar y de la edad de las hojas. De toda la RFA absorbida por la planta, más del 95% generalmente, se pierde en forma de calor, mientras que solo el 5% es capturada definitivamente durante la fotosíntesis (Salisbury y Ross, citado por Gonzales, s.f.). 2.3.2.3. Intensidad de la radiación La intensidad de la radiación solar influye directamente sobre el proceso de fotosíntesis, determinando su eficiencia e inclusive bloqueándolo si la radiación sobrepasa de ciertos límites. La agricultura empresarial solo es posible durante los meses del año en que la radiación solar es del orden de 250 cal/cm2 /día. La palma aceitera requiere por lo menos 5 horas de sol cada día de todo el año. El nivel de fotosíntesis está estrechamente relacionado con la temperatura y la concentración de CO2 en el medio. La radiación fotosintéticamente activa debe bordear las 500 calorías-g/ cm2 al día. Los productos finales 23 del proceso fotosintético parecen formarse bajo condiciones diferentes de intensidad luminosa y de concentraciones de CO2 y oxígeno (Gonzales, s.f.). 2.3.2.4. Aire Influye sobre la fotosíntesis. Cuando las hojas están expuestas a brisas suaves los estomas se pueden cerrar parcialmente porque más CO2 está siendo llevado cerca de éstos, incrementando su difusión hacia el interior de la hoja, saturando la concentración de CO2en el mesófilo (Salisbury y Ross, citado por Gonzales. s.f.). 2.3.2.5. Temperatura Dwyer et al. citados por Sainz y Echeverría (1998), reportaron un fuerte incremento en la concentración de clorofila en hojas de maíz cuando la temperatura aumentó de 16 a 23 °C. Cuando la temperatura aumenta en el rango de 15 y 20 °C se produce un fuerte incremento en la concentración de clorofila, mientras que por encima de 20 °C, la tasa de aumento en la concentración de clorofila decrece abruptamente con su incremento. 2.3.3. Pigmentos Fotosintéticos: Los Receptores de Luz Cuando la luz se encuentra con la materia puede ser reflejada, transmitida o absorbida. Las sustancias que absorben luz visible se conoce como pigmentos, los mismos que absorben diferentes longitudes de onda y las longitudes de onda que absorben desaparecen (Figura 2.1). Si se ilumina un pigmento con luz blanca, el color que vemos es el color más reflejado o transmitido por el pigmento. Percibimos el verde cuando observamos una hoja debido a que la clorofila absorbe azul-violeta y la luz roja mientras que transmite y refleja la luz verde (Campbell y Reece, 2007). 24 Figura 2.1: Absorción de luz en los cloroplastos de las plantas. 2.3.4. Clorofila Para que pueda ser utilizada la energía radiante, es necesario pigmentos que la absorban, la clorofila es el pigmento verde de las plantas, la cual absorbe la luz en el espectro violeta, azul y rojo (García et al., 2006). Ciganda et al., citado por Aucique et al (2009), indican que la materia seca de los cultivos está determinada por el contenido de clorofila, debido a que está relacionada directamente con los procesos fotosintéticos. Sainz y Echavarría, Rodríguez et al., La Bail et al., Arregui et al., Huang et al., citados por Aucique et al. (2009), indican que el contenido de clorofila en las plantas esta correlacionado con los rendimientos y la calidad de la cosecha, según estudios realizados en cereales y hortalizas. 2.3.5. Medidor de Clorofila El medidor de CCM – 200 plus (Figura 2.2) es un equipo portátil, no destructivo, que determina el contenido de clorofila presente en las hojas, el cual cumple la misma función 25 que el modelo SPAD el cual ha sido evaluado en la detección del contenido de nitrógeno en plantas de maíz (Sainz y Echavarria, Zebarth et al., citados por González et al.,2009). Figura 2.2: Medidor de clorofila Apogee CCM-200 plus. Castillo y Ligarreto (2010), en la investigación realizada sobre la relación entre el N foliar y el contenido de clorofila en maíz, determinaron que existe una buena relación entre el N foliar y el índice de verdor del medidor de clorofila. Para Bullock y Anderson, Argenta et al. y Zotarelli et al. citados por Castillo y Ligarreto (2010), en las plantas de maíz el contenido de N foliar y el contenido de clorofila medido mediante el clorofilómetro SPAD 502 está positivamente correlacionada. Pero cuando la disponibilidad de N es grande, las lecturas del contenido de clorofila con SPAD 502 y el N foliar son poco correlacionadas. 26 En trabajos realizados en trigo por Echeverría y Studdert, y Bergh. et al. citados por Darwich (2005), han demostrado que el índice de verdor determinado con el lector de clorofila, puede predecir la concentración de N en hoja bandera. En el estudio realizado por Ribeiro et al. (2011), se demostró que las lecturas tomadas con el medidor de clorofila SPAD 502 correlacionaron significativamente (≤ 0.01) con los niveles de los nutrientes N, P, Ca, Mg, Cu y Zn, en plantas de palma aceitera, en plantaciones localizadas en el municipio de Tomé-Açú, región nordeste del estado de Pará, Brasil. El Medidor de clorofila Apogee CCM-200 plus utiliza absorbancia para estimar el contenido de clorofila en el tejido foliar. Dos longitudes de onda se utilizan para la determinación de la absorbancia, existe una mayor absorbancia en la gama de color azul y rojo mientras que en la gama verde e infrarroja es menor (Figura 2.3). El medidor mide la absorción de las longitudes de onda y calcula un índice de concentración de clorofila (CCI), valor que es proporcional a la cantidad de clorofila en la muestra (Manual de Medición de Clorofila CCM-200 plus, s.f.). Figura 2.3: Transmitancia de la clorofila. 27 III. 3.1. MATERIALES Y MÉTODOS UBICACIÓN DEL LUGAR DE INVESTIGACIÓN 3.1.1. Ubicación Política y Geográfica La Cooperativa Agropecuaria Orellana (CAO), donde se realizó la presente investigación se encuentra ubicada en la parroquia Monterrey, cantón La Concordia, provincia de Santo Domingo de los Tsáchilas. Con coordenadas 00º01’32’’ S y 79º30’35’’ E. 3.1.2. Parámetros Ambientales Cuadro 3.1: Ubicación Ecológica de la CAO. Altitud Temperatura HR % Precipitación media anual Textura del suelo 205 msnm 28.8 ° a 21.6° C 86 % 2751.1 mm Franco Limoso Fuente: CAO (2011) 3.2. MATERIALES 3.2.1. Material de Siembra de Palma Aceitera La plantación escogida para esta investigación son lotes de cultivo año 2009, de materia genético proveniente del CIRAD anteriormente conocida cono semillas IRHO, cruce Deli x La Mé, con código genético “0731”. 28 3.2.2. Fertilizantes Utilizados Urea (46% N) MAP (Fosfato monoamónico. 11% N y 51% P2O5) KMag (Sulfato de Potasio y Magnesio. 22% K2O, 18% MgO y 22% S) Sulfato de Magnesio (27% MgO, 22% S) Muriato de Potasio (60% K2O) 3.2.3. Pesticidas El uso de pesticidas se lo realizó de acuerdo al manejo de la CAO y se basó en la presencia de plagas y enfermedades en los lotes. 3.2.4. Herramientas Palilla Machete Barreno 3.2.5. Equipo Medidor de clorofila marca Apogee – modelo ccm 200 Computadora 3.2.6. Materiales Cinta métrica Fundas Postes Piola Brocha Planchas metálicas 29 Pintura esmalte Resma de papel Esferos Cuaderno Tablero Archivador 3.3. MÉTODOS Con el objetivo de estimar la correlación, si existe, entre el contenido clorofílico de las hojas de palma de aceite con el estado nutrimental de nitrógeno, potasio y magnesio en los materiales sembrados en la CAO, se estableció la metodología que a continuación se describe. 3.3.1. Diseño Experimental 3.3.1.1. Factores evaluados a) Nutrimentos F1: Nitrógeno F2: Potasio F3: Magnesio 3.3.1.2. Dosis evaluada de los elementos La dosificación de nutrimentos aplicados para la presente evaluación se basó en la siguiente dosificación, correspondiente al primer año de fertilización (Cuadro 5), lo concerniente a la evaluación se lo realizó ajustando la fertilización para el segundo año de evaluación (Cuadro 6). 30 Cuadro 3.2: Dosis de nutrimentos como elemento puro aplicados un año antes de la evaluación. Cantidad de elemento por planta por año Coeficiente* N (kg) MgO (kg) K2O (kg) 1.633 0.80 0.400 1.53 1 0.64 0.332 1.40 0 0.50 0.225 1.20 -1 0.38 0.118 1.00 -1.633 0.20 0.500 0.87 * El coeficiente indicado, se refiere al valor de aumento o disminución de la dosis utilizada de acuerdo al Diseño Central Compuesto. Cuadro 3.3: Dosis de nutrimentos como elemento puro aplicados en el año de evaluación. Cantidad de elemento por planta por año Coeficiente* N (kg) MgO (kg) K2O (kg) 1.633 1.00 0.400 2.13 1 0.84 0.332 1.88 0 0.60 0.225 1.50 -1 0.35 0.118 1.11 -1.633 0.20 0.500 0.87 * El coeficiente indicado, se refiere al valor de aumento o disminución de la dosis utilizada de acuerdo al Diseño Central Compuesto. 31 3.3.1.3. Tratamientos comparados Número de Parcelas Código N K Mg 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 1 10 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 -1 1 -1 1 -1 1 -1 1 -1.633 1.633 0 0 0 0 0 -1 -1 1 1 -1 -1 1 1 0 0 -1.633 1.633 0 0 0 1 -1 -1 1 -1 1 1 -1 0 0 0 0 -1.633 1.633 0 3.3.1.4. Tipo de diseño La investigación se realizó bajo un Diseño Central Compuesto (DCC), Verdooren (2012) de 3 factores a 5 niveles, el cual permite ajustar un modelo de segundo orden para pares de factores. Los diseños centrales compuestos se usan ampliamente para construir modelos de superficies de respuesta de segundo orden (Fernández y Piñeiro. sf.). 3.3.1.5. Características de las UE El número de unidades experimentales fueron 24 parcelas. Unidad experimental: 36 plantas Unidad experimental neta: 16 plantas Área total de la parcela: 2565 m2 Área total del experimento: 61560 m2 Forma de la parcela: Rectangular 32 3.3.1.6. Distribución en el campo de las UE Croquis Ensayo Clorofila x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x H 40 x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x LOTE D1 x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x H Plantas Plantas eliminadas Unidad experimental neta Parcelas Experimentales Número de Hilera x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x H x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x LOTE D2 x x x x x x x x x x x x Croquis Ensayo Clorofila x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x x Plantas Plantas eliminadas Unidad experimental neta Parcelas Experimentales Número de Hilera 3.3.2. Análisis Estadístico Se usó modelos de superficie de respuesta de segundo orden (Fernández y Piñeiro. sf.). Modelo: y = β0 + ∑ βi Xi + ∑∑ βijXiXj + E 33 Los puntos óptimos (estacionarios) o de máxima respuesta, para cada par de factores, fueron encontrados resolviendo el modelo anterior, para las variables Concentración de Clorofila en las Hojas (CCF), Emisión Foliar (EF), Área Foliar (AF) y Peso Seco Foliar (PSF). Además, se realizó regresiones múltiples lineales para los tres factores N, K y Mg con las Concentraciones Nutrimentales de la Hoja (CNF). Se ajustó el modelo de regresión, para eliminar los factores con poca respuesta y acentuar las tendencias cercanas a 0.05 encontradas. Se desarrollaron gráficos de contorno con el fin de expresar la máxima respuesta de cada variable analizada frente a los factores en estudio con el programa estadístico MINITAB ver. 15 (Minitab Inc.). 3.3.3. Variables A Medir Las variables que se midieron en la presente investigación fueron: 3.3.3.1. Concentración de Clorofila en las Hojas (CCF) Con la finalidad de poder manejar los valores de la clorofila y evaluar la influencia de los diferentes tratamientos a aplicar, se midió el contenido de clorofila utilizando el medidor Apogee CCM-200, las lecturas se realizaron cada 3 meses en 6 folíolos del tercio medio de la hoja 9 en las dieciséis plantas seleccionadas dentro de cada lote. Sobre estos datos se calculó el promedio y distribución del contenido de clorofila para cada parcela. 3.3.3.2. Concentraciones Nutrimentales de la Hoja (CNF). Con la finalidad de poder manejar la fertilidad dentro del lote, y evidenciar su influencia en el contenido de clorofila en base a los diferentes tratamientos a aplicar, se tomó una muestra del tejido de la hoja número 9 en cada tratamiento, este análisis se 34 realizó al inicio y al final del ensayo tomando una muestra compuesta de foliolos utilizados para la estimación del contenido de clorofila. 3.3.3.3. Emisión Foliar (EF) Se identificó y pintó la base peciolar de la hoja número uno la cual está más cercana a la flecha que tiene más del 50 % de los foliolos abiertos, posteriormente se ubicó la hoja cada tres meses a partir de inicio del experimento recomendaciones realizadas por Vega (2011) y se determinó el número de hojas emitidas durante el periodo trascurrido. La evaluación se realizó en todas las plantas medidas con el Clorofilómetro de cada lote. La variable se expresó en hojas/mes. 3.3.3.4. Área Foliar (AF) Se tomaron los tres folíolos centrales de cada lado de la hoja nueve y con la ayuda de una cinta métrica se midió largo y ancho. Con estos datos se hizo un promedio, al que se lo multiplicó por el número de foliolos totales de la misma hoja; medidas que serán expresadas en metros, a este resultado se lo volvió a multiplicar por el número total promedio de hojas de la misma planta, este último valor se multiplicó por el factor, que varía de 0.51 a 0.59 y según Corley citado por Revelo (2002) el valor más común y apropiado para palma (0.55). El valor se expresó en metros cuadrados (m2) y las medidas fueron tomadas a los tres, seis y doce meses después de haberse iniciado el ensayo. Área foliar (m2) = K x F (L x A), Dónde: K = Constante variable entre 0.51 y 0.59 (0.55 la más común). F = Número de folíolos por hoja (hoja 9 en plantas menores de 4 años y hoja 17 en plantas mayores de 5 años) L = Promedio de la longitud de 6 foliolos centrales de la hoja 9. 35 A = Promedio de ancho de 6 foliolos centrales de la hoja 9. 3.3.3.5. Peso Seco Foliar (PSF) Se identificó la hoja 9 según la edad del cultivo y se cortó la misma. Se midió el ancho (w) y el grosor (d) del peciolo en el punto de inserción de los foliolos rudimentarios (sección transversal del pecíolo ‘STP’; Fairhurst y Härdter, 2012) y los resultados se expresaron en kilogramos de peso seco. Los datos fueron tomados a los tres, seis y doce meses de iniciado el ensayo. Para los cálculos respectivos se utilizó la siguiente fórmula (Fairhurst y Härdter, 2012): PSF= 0.1023 x P + 0.2062 Dónde: PSF= Peso seco foliar (kg) P= Sección Transversal del Peciolo = Ancho del peciolo en cm (w) x espesor del pecíolo en cm (d). 3.3.4. Métodos Específico de Manejo del Experimento La investigación se desarrolló en una plantación sembrada el mes de julio del año 2009, asociada con Pueraria (Pueraria phaseoloides) como cobertura. Se realizó el etiquetado de las plantas borde de cada una de las unidades experimentales de investigación. A continuación, se tomaron análisis de muestras foliares y de suelo; conjuntamente con la CCF correspondiente a la primera evaluación (Figura 3.1) y se marcó las hojas N° 1 de cada una de las plantas evaluadas (Figura 3.2), para medir posteriormente la EF. 36 Figura 3.1: Toma de la CCF, en foliolos intermedios. Figura 3.2: Marcado de la hoja N° 1 en plantas evaluadas. Tanto al inicio (octubre 2011) como al final de este proyecto (octubre 2012) se tomaron muestras de suelo con un barreno metálico tipo Edelman, el cual se colocó a nivel del suelo y se lo introdujo hasta 20 cm, se sacó el suelo y se eliminó los primeros 5 cm de la parte superior y los 5 cm de la parte inferior. Posteriormente, el suelo se colocó en una funda identificada; en total se tomaron 48 sub-muestras de la corona. Se preparó las 37 muestras y enfundó con su respectiva etiqueta para su envío al laboratorio de la Estación Experimental Pichilingue del INIAP. Posterior al marcado de la hoja 9 se procedió a recoger seis foliolos de la parte central para el análisis foliar, tomando tres foliolos de cada uno de los lados de la hoja. Luego se preparó la muestra, lo cual consistió en la limpieza de los foliolos, corte de la parte media de los mismos, eliminación de bordes y nervaduras, y por ultimo secado. Debidamente etiquetadas fueron enviadas al Laboratorio de la Estación Experimental Pichilingue del INIAP, lo cual se realizó al inicio (octubre 2011) y fin del proyecto (octubre2012). Luego de tres meses de la primera evaluación se tomaron los valores de AF (Figura 3.3 y 3.4), PSF, EF correspondientes a la primera evaluación y CCF correspondiente a la segunda evaluación; y se procedió con el marcado de las hojas N° 1. Conjuntamente con estas actividades se procedió a la fertilización del ensayo. Figura 3.3: Medición del largo de foliolos (AF). 38 Figura 3.4: Medición del ancho de foliolos (AF). Tres meses posteriores se tomó la CCF correspondiente a la tercera evaluación y AF, PSF y EF correspondiente a la segunda evaluación; y se marcó las hojas N° 1. Luego de tres meses se tomaron los valores de AF, PSF y EF correspondientes a la tercera evaluación y CCF correspondiente a la cuarta evaluación; y se procedió con el marcado de las hojas N° 1. Se aplicó la fertilización correspondiente para cada una de las parcelas de evaluación, con las dosificaciones de nutrimentos (Anexo I) como elemento puro basadas en los coeficientes del experimento. La aplicación de los fertilizantes se realizó tratando de distribuir de forma uniforme a toda la corona de la planta, a partir de los 50 cm del estípite (Figura 3.5). 39 Figura 3.5: Fertilización de plantas. Además se realizaron actividades propias del manejo del cultivo como son chapias, mantenimiento de caminos entre unidades experimentales y coronas se las realizó cada 2 meses. El control de plagas y enfermedades fue realizada por el personal de la Cooperativa Agropecuaria Orellana, la cual tuvo un intervalo de 15 días entre cada control, los agroquímicos y dosis aplicadas fueron de manejo interno de la empresa. 40 IV. 4.1. RESULTADOS Y DISCUSIÓN CONCENTRACIÓN DE CLOROFILA EN LAS HOJAS (CCF) En el análisis de regresión de CCF correspondiente a las evaluaciones a los meses de octubre 2011, enero 2012, abril 2012 y julio 2012, no se encontró una respuesta significativa, para las relaciones N-K, N-Mg y K-Mg (Cuadro 4.1). Esto indica que el contenido clorofílico, no permitió dilucidar cambios en los niveles de nutrimentos aplicados en las plantas, para las condiciones presentes dentro la CAO (Cooperativa Agropecuaria Orellana), parroquia Monterrey. Los resultados completos de las regresiones y los análisis de varianza correspondientes se incluyen en el Anexo J. CUADRO 4.1: Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión de la concentración de clorofila y los nutrimentos aplicados en palma aceitera utilizando un modelo saturado, para las lecturas de octubre 2011, enero, abril y julio del 2012, en pares de factores de nutrientes. Monterrey-La Concordia. CCF Oct. N 0.688 K 0.685 Factores (N - K) N^2 K^2 0.831 0.667 NK 0.758 Pr>F 0.899 Ene. Abr. Jul. 0.844 0.253 0.535 0.444 0.910 0.621 0.926 0.861 0.625 0.768 0.150 0.271 0.539 0.465 0.619 CCF N Mg N^2 Mg^2 NMg Pr>F Oct. Ene. Abr. 0.823 0.986 0.856 0.415 0.641 0.947 0.821 0.883 0.879 0.392 0.498 0.704 0.982 0.854 0.852 0.914 0.918 0.986 Jul. 0.787 0.487 0.588 0.405 Factores (K - Mg) 0.961 0.861 CCF K Mg K^2 Mg^2 KMg Pr>F Oct. 0.568 0.434 0.689 0.392 0.858 0.720 Ene. Abr. 0.456 0.585 0.394 0.69 0.432 0.522 0.427 0.707 0.503 0.734 0.304 0.711 Jul. 0.349 0.575 0.310 0.392 0.985 0.868 0.473 0.490 0.312 Factores (N - Mg) 41 4.2. CONCENTRACIONES NUTRIMENTALES DE LA HOJA (CNF). Los análisis de regresión de CNF se realizó con los análisis foliares correspondientes al mes de octubre 2011 y 2012. En el análisis de regresión de CCF-CNF para el mes de octubre del 2011, se encontró respuestas significativas en las evaluaciones realizadas correspondientes a los meses de octubre y abril en las relaciones CCF-K y CCF-Mg, enero para la relación CCF-Mg, y julio para las relaciones CCF-N y CCF-K (Cuadro 4.2). No se encontró respuestas significativas en las evaluaciones correspondientes al análisis de regresión de CCF-CNF para el 2012. CUADRO 4.2: Probabilidades (Pr>F) y coeficientes de regresión (CR) obtenidos en el análisis de regresión de las concentraciones nutrimentales de la hoja y la concentración de clorofila en las hojas de palma, para las lecturas de octubre 2011, enero, abril y julio del 2012. Monterrey-La Concordia. Concentraciones Nutrimentales (2011) N K Mg CCF Oct 2011 Ene 2012 Abr 2012 Jul 2012 CR Pr>F CR Pr>F CR -0.29 0.885 34.1 0.029* -2.25 0.359 19.3 -1.48 0.385 32.7 -5.16 0.006** Pr>F Concentraciones Nutrimentales (2012) N K Mg CR Pr>F CR Pr>F CR Pr>F -198 0.010** 4.90 0.486 -2 0.911 10.4 0.902 0.341 -197 0.044* -10.3 0.231 32 0.138 -14 0.893 0.014* -161 0.016* 1.7 0.781 5.5 0.721 24.1 0.741 42.5 0.006** -120 0.145 2.06 0.775 -18.4 0.308 -21.5 0.802 * significancia al 5 %, ** significancia al 1%. Los valores de CCF tomados durante la evaluación expresan diferencias relacionadas con la concentración nutrimental del N medido en el 2011 en solo una de las lecturas de clorofila tomadas en julio (2012), a pesar de que este elemento está relacionado directamente con la CCF. Según Marschner, y San Clement y Peña citados por Calderón et al. (2011), más del 75 % del N orgánico se encuentra en los cloroplastos, y asociado 42 directamente con la clorofila, además factores ambientales pueden estar afectando el CNF como lo indica Dwyer et al. citados por Sain y Echeverría (1998). Los resultados muestran diferencias estadísticas al 5 % para la CNF de K realizada en 2011 sólo para la CCF tomada en octubre del 2011 y abril del 2012, mientras que hubo diferencias al 1% para la CCF de julio del 2012, lo cual indica que a mayor concentración de K foliar existe mayores CCF, debido al signo positivo de CR. La concentración de Mg tomada en el 2011 mostró diferencias estadísticas al 1% para la CCF tomada en octubre del 2011 y al 5% para las analizadas en enero y abril del 2012, lo cual indicó que a mayor Mg foliar, disminuye la CCF, debido al signo negativo del CR. Si bien la literatura indica, Carvalho et. al. (2004), Reeves et al. citado por Alcántar (2007), que el medidor de clorofila sirve solo para determinar deficiencias de N, sin embargo el Mg y K podrían estar presentándose como elementos influyentes debido a que en situaciones de deficiencias, el tejido foliar presenta amarillamiento, tal como indica Fairhurst et. al. (2005), en el sentido de que la deficiencia de estos elementos disminuye la concentración de clorofila. Al respecto, existen resultados de estudios relacionados con el azufre en el cultivo de maíz, como el estudio de Pagani y Echeverría (2011) , el cual indica la relación entre el S y la CCF; y del N, Mg y Fe con la CCF como lo indican Sachdchina y Dimitrieva citados por Alcántar (2007). Probablemente, exista también una relación con el Mg y K, principalmente con el primero porque este elemente es componente estructural de la clorofila y el segundo interviniendo en la formación de los carbohidratos, proceso que se relaciona con la fotosíntesis (Soria 2013-Com. Pers). El análisis de CCF mantiene relación con el tenor de nutrientes previos, y aparentemente no tiene capacidad de predicción sobre los contenidos foliares expresados posteriormente. Nota: Soria, N. 2013. Com. Pers. Fisiólogo – Catedrático en la Escuela Superior Politécnica del Ejército. 43 De manera opuesta a lo encontrado con la CCF, las CNF en el 2012 sí reflejan una respuesta a la aplicación de K y el Mg presenta una diferencia marginalmente significativa (diferencia cercana al 0.05 %), tal como se observa en el Cuadro 4.3. CUADRO 4.3: Probabilidades (Pr>F) y coeficientes de regresión (CR) obtenidos en el análisis de regresión de las concentraciones nutrimentales de la hoja y los nutrimentos aplicados en palma aceitera, para las lecturas de octubre 2011 y octubre 2012. Monterrey-La Concordia. N CNF 2011 CNF 2012 CR 1.61 0.082 Pr>F 0.141 0.678 Nutrimentos Aplicados K CR Pr>F -0.130 0.204 -0.099 0.039* Mg CR 0.0299 0.063 Pr>F 0.438 0.088 T * significancia al 5%; marginalmente significativos T De acuerdo a (Jaramillo 2013- Com. Pers), lo anterior permite indicar que el medidor de clorofila es una herramienta potencial para estimar el efecto del manejo de estos nutrientes, sobre las condiciones “actuales” de la clorofila en la hoja (Cuadro 8). Los resultados obtenidos en el primer año de estudio permiten aseverar que se puede determinar las condiciones posteriores del contenido de clorofila en la hoja, lo cual deberá ser comprobado con las evaluaciones de los próximos años ya que este estudio tiene una duración aproximada de 5 años. En cuanto a los análisis foliares convencionales, estos tienen la capacidad de estimar el efecto del manejo de nutrientes sobre las condiciones nutrimentales del cultivo, tal como se observa en el manejo del K y Mg (Cuadro 4.3), que presentó significancia al (5%) para K, y una respuesta marginalmente significativa (aproximadamente al 10%) para Mg. Nota: Jaramillo, R. 2013. Com. Pers. Director de la oficina Norte de Latinoamérica del IPNI. 44 4.3. EMISIÓN FOLIAR (EF). En el análisis de regresión de EF, no se encontró respuestas significativas en las evaluaciones realizadas para las tres relaciones. Pero sí se presentó diferencias marginalmente significativas (diferencias cercanas al 0.05 %) en los meses de abril para la relación N-K y julio para las relaciones N-Mg y K-Mg (Cuadro 4.4). CUADRO 4.4: Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión de la emisión foliar y los nutrimentos aplicados en palma aceitera utilizando un modelo saturado, para las lecturas de enero, abril y julio del 2012, en pares de factores de nutrientes. Monterrey-La Concordia. EF Ene. Abr. Jul. N 0.511 0.396 0.213 K 0.995 0.907 0.135 EF N Mg Ene. Abr. Jul. 0.685 0.705 0.999 0.992 0.542 0.379 EF Ene. Abr. Jul. K 0.713 0.389 0.265 Mg 0.702 0.820 0.210 Factores (N - K) N^2 K^2 0.541 0.416 0.621 0.697 0.773 0.338 Factores (N - Mg) N^2 Mg^2 0.571 0.714 0.625 0.450 0.791 0.075 T Factores (K - Mg) K^2 Mg^2 0.425 0.697 0.670 0.418 0.342 0.070 T NK 0.145 0.092 T 0.179 Pr>F 0.397 0.276 0.528 NMg Pr>F 0.844 0.782 0.527 0.921 0.875 0.438 KMg 0.541 0.435 0.751 Pr>F 0.554 0.466 0.288 marginalmente significativos T La presencia de varios valores marginalmente significativos justifica el uso de un modelo ajustado (optimizado) que se presenta en el Cuadro 4.5. 45 CUADRO 4.5: Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión de la emisión foliar y los nutrimentos aplicados en palma aceitera utilizando un modelo optimizado, de acuerdo a los valores marginalmente significativos para las lecturas de enero, abril y julio del 2012, en pares de factores de nutrientes. Monterrey-La Concordia. EF Abr. N 0.088 T K EF Jul. N Mg 0.158 EF Jul. K 0.301 Mg 0.097 T Factores (N - K) N^2 K^2 0.208 Factores (N - Mg) N^2 Mg^2 0.061 T Factores (K - Mg) K^2 Mg^2 0.057 T NK 0.062 T Pr>F 0.095 T NMg 0.467 Pr>F 0.187 KMg Pr>F 0.147 marginalmente significativos T En base a los resultados obtenidos (Cuadro 4.5) con respuestas marginalmente significativas, podemos interpretar el efecto del manejo nutrimental con base a los gráficos de contorno generados por MINITAB en las relaciones correspondientes. Figura 4.1: Gráfico de contorno de emisión foliar (número de hojas/3 meses) para los factores N y K en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (abril). La figura 4.1, indica que la EF tiende a ser mayor en niveles bajos de N e intermedios de K, con EF superiores a 9 hojas cada 3 meses. Además, los valores mínimos de EF estuvieron asociados con las dosis más elevadas de N y K. 46 Igualmente se observó que niveles intermedios y altos de N asociados con niveles bajos de K, dan una EF de entre 8.50 - 8.75 hojas cada 3 meses, que concuerda con los expresado por Corley y Mok, citados por Goh y Härdter (2012) y por von Uexkull y Fairhurst (1991), quienes indican que la producción de hojas se ve afectada por la aplicación de N, el mismo que está asociado con el K como lo manifiesta Donald (1998), quien indica que con una adecuada concentración de K dentro de la planta se estimula la absorción de N. Figura 4.2: Gráfico de contorno de emisión foliar (número de hojas/3 meses) para los factores N y Mg en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (julio). La figura 4.2, manifiesta que para este periodo la relación entre N y Mg permite obtener la máxima EF cuando los niveles de N tienden a encontrarse bajos y el Mg cerca del máximo utilizado. Al igual indica que el N en niveles altos y bajos asociados con niveles cercanos al máximo de Mg, producen una buena EF. 47 Figura 4.3: Gráfico de contorno de emisión foliar (número de hojas/3 meses) para los factores K y Mg en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (julio). El gráfico de contorno para la respuesta con K y Mg (Figura 4.3), revela que para este periodo la relación entre estos dos nutrimentos permite obtener altos niveles de EF, cuando los niveles de Mg están en niveles cercanos al máximo utilizado. Las figuras 4.2 y 4.3 manifiesta que el Mg en niveles cercanos al máximo utilizado influye directamente sobre la EF durante este periodo, lo cual está relacionado con lo expresado por Foster citado por Goh y Härdter (2012), quien indica que la producción de hojas junto con otras características de la planta de palma aceitera son influenciadas por la aplicación de Mg. Las figura 4.3, indica que en concentraciones altas de K asociadas con concentraciones medias de Mg la EF disminuyó, lo cual concuerda con lo obtenido en el ensayo realizado por Gurmit citado Corley y Tinker (2009), en el cual la aplicación de K causó una ligera reducción de la tasa de producción de hojas. Es bien conocido el efecto antagónico entre estos dos nutrientes, es muy común en palma aceitera que el exceso de K restringa la absorción del Mg con los consiguientes efectos sobre el desarrollo de la planta. 48 4.4. ÁREA FOLIAR (AF). En el análisis de regresión de AF, no se encontró respuestas significativas en las evaluaciones realizadas para las tres relaciones. Pero sí se presentó diferencias marginalmente significativas en el mes de enero para las relaciones N-K, N-Mg y K-Mg (Cuadro 4.6). CUADRO 4.6: Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión del área foliar (m2) y los nutrimentos aplicados en palma aceitera utilizando un modelo saturado, para las lecturas de enero, abril y julio del 2012, en pares de factores de nutrientes. Monterrey-La Concordia. AF Ene. Abr. Jul. N 0.665 0.536 0.537 K 0.066 T 0.190 0.870 AF Ene. Abr. Jul. N 0.891 0.462 0.853 Mg 0.074 T 0.587 0.817 AF Ene. Abr. Jul. K 0.283 0.346 0.611 Mg 0.808 0.803 0.934 Factores (N - K) N^2 K^2 0.421 0.175 0.571 0.355 0.386 0.393 Factores (N - Mg) N^2 Mg^2 0.423 0.096 T 0.614 0.884 0.406 0.339 Factores (K - Mg) K^2 Mg^2 0.187 0.094 T 0.384 0.845 0.420 0.347 NK 0.195 0.225 0.130 Pr>F 0.362 0.660 0.516 NMg 0.292 0.386 0.379 Pr>F 0.426 0.864 0.730 KMg 0.350 0.708 0.502 Pr>F 0.204 0.935 0.817 marginalmente significativos T La presencia de varios valores marginalmente significativos justifica el uso de un modelo ajustado (optimizado) que se presenta en el Cuadro 4.7. 49 CUADRO 4.7: Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión del área foliar (m2) y los nutrimentos aplicados en palma aceitera utilizando un modelo optimizado, de acuerdo a los valores marginalmente significativos para las lecturas de enero, abril y julio del 2012, en pares de factores de nutrientes. Monterrey-La Concordia. AF Ene. Jul. N K 0.066 T AF N Mg 0.053 Ene. AF Ene. K 0.282 Mg Factores (N - K) N^2 K^2 0.140 0.162 0.056 T 0.082 T Factores (N - Mg) N^2 T NK 0.143 0.071 T Pr>F 0.249 0.274 Mg^2 NMg Pr>F T 0.188 0.284 KMg 0.078 T Pr>F 0.118 0.190 0.088 Factores (K - Mg) K^2 0.147 Mg^2 0.049* significancia al 5 %* ; marginalmente significativos T En base a los resultados obtenidos (Cuadro 4.7) con respuestas marginalmente significativas y significativo en Mg cuadrático (evaluación de enero 2012), podemos interpretar el efecto del manejo nutrimental con base a los gráficos de contorno generados por MINITAB en las relaciones correspondientes. Figura 4.4: Gráfico de contorno de área foliar (m2) para los factores N y K en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (enero). 50 Figura 4.5: Gráfico de contorno de área foliar (m2) para los factores N y Mg en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (enero). Los gráficos de contorno para AF (Figura 4.4 y 4.5) indican que, cuando se presentaron niveles intermedios de N y altos de Mg se produjo la mayor AF, como lo manifiestan Von Uexkull y Fairhurst (1991) en el sentido del control del N en la producción de área foliar, y Foster citado por Goh y Härdter (2012), el cual indica que el AF aumenta por la aplicación de Mg. Figura 4.6: Gráfico de contorno de área foliar (m2) para los factores N y K en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (julio). 51 En el gráfico de contorno para la lectura de julio (Figura 4.6), se observa que la mayor AF se encuentra cuando el K está en niveles intermedios del rango evaluado. A su vez, el N en concentraciones medias asociado con el K en concentraciones bajas manifiesta buena AF y presenta una respuesta parecida cuando las concentraciones de N y K se encuentran en niveles cercanos al máximo lo cual es semejante a lo encontrado en la Figura 4.4, al parecer podría estar relacionado con los resultados obtenidos por Corley y Mok; Foster y Prabowo; Gurmit; Kee y Chew, citados por Corley y Tinker (2009), quienes encontraron un aumento en el AF a partir de fertilizaciones potásicas, y cuya aplicación ayuda a la absorción adecuada del N, elemento influyente en el AF. Figura 4.7: Gráfico de contorno de área foliar (m2) para los factores K y Mg en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (enero). En La figura 4.7 el gráfico de contorno para el mes de enero muestras que el AF es mayor con niveles altos y medios de Mg asociado a niveles bajos y medios de K respectivamente, lo cual indica que se puede obtener buena AF cuando el Mg está por encima o igual al nivel de K. 52 Al igual, este gráfico sugiere un antagonismo entre el K y Mg, demasiada concentración de K en relación al Mg tendería a reducir el AF, lo cual ratifica lo expuesto por Morin (1980), acerca del antagonismo presente entre estos dos elementos, debido a que dosis crecientes de K disminuye la absorción de Mg. 4.5. PESO SECO FOLIAR (PSF) En el análisis de regresión de PSF, no se encontró respuestas significativas en las evaluaciones realizadas para las tres relaciones. Pero sí se presentó diferencias marginalmente significativas en los meses de enero para las relaciones N-K y N-Mg, en abril para la relación K-Mg y julio para la relación N-K (Cuadro 4.8). CUADRO 4.8: Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión de peso seco foliar (kg) y los nutrimentos aplicados en palma aceitera utilizando un modelo saturado, para las lecturas de enero, abril y julio del 2012, en pares de factores de nutrientes. Monterrey-La Concordia. PSF Ene. Abr. Jul. N 0.818 0.368 0.269 K 0.060 T 0.423 0.089 T PSF Ene. Abr. Jul. N 0.068 T 0.845 0.891 Mg 0.582 0.960 0.765 PSF Ene. Abr. Jul. K 0.152 0.354 0.143 Mg 0.376 0.142 0.217 Factores (N - K) N^2 K^2 0.174 0.158 0.826 0.807 0.714 0.319 Factores (N - Mg) N^2 Mg^2 0.206 0.662 0.835 0.881 0.772 0.878 Factores (K - Mg) K^2 Mg^2 0.217 0.751 0.805 0.884 0.345 0.909 NK 0.115 0.148 0.068 T Pr>F 0.285 0.783 0.376 NMg 0.124 0.980 0.792 Pr>F 0.483 0.958 0.999 KMg 0.412 0.052 T 0.142 Pr>F 0.751 0.391 0.560 marginalmente significativos T La presencia de varios valores marginalmente significativos justifica el uso de un modelo ajustado (optimizado) que se presenta en el Cuadro 4.9. 53 CUADRO 4.9: Probabilidades (Pr>F) obtenidas en el análisis de regresión del peso seco foliar (kg) y el estado nutrimental en palma aceitera utilizando un modelo optimizado, de acuerdo a los valores marginalmente significativos para las lecturas de enero, abril y julio del 2012, en pares de factores de nutrientes. Monterrey-La Concordia. PSF Ene. Jul. N 0.070 T PSF Ene. N 0.073 T PSF Abr. Jul. K 0.051 T 0.091 T K 0.053 T 0.043* Mg Mg 0.068 T 0.132 Factores (N - K) N^2 K^2 0.043* 0.145 Factores (N - Mg) N^2 Mg^2 0.192 0.178 Factores (K - Mg) K^2 Mg^2 NK 0.038* 0.061 T Pr>F 0.175 0.226 NMg 0.119 Pr>F 0.373 KMg 0.041* 0.130 Pr>F 0.145 0.381 * significancia al 5% ; marginalmente significativos T En base a los resultados obtenidos (Cuadro 4.9) con respuestas marginalmente significativas y significativas en N cuadrático, NK (evaluación de enero 2012) y KMg (evaluación abril 2012), podemos interpretar el efecto del manejo nutrimental con base a los gráficos de contorno generados por MINITAB en las relaciones correspondientes. Figura 4.8: Gráfico de contorno de peso seco foliar (kg) para los factores N y K en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (enero). 54 Figura 4.9: Gráfico de contorno de peso seco foliar (kg) para los factores N y Mg en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (enero). Figura 4.10: Gráfico de contorno de peso seco foliar (kg) para los factores N y K en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (julio). Los gráficos de contorno PSF (Figura 4.8 y 4.10) correspondientes a la relación N-K, nos indican que el mayor PSF está relacionado con niveles intermedios de N y bajos de K, la misma tendencia podemos observar en el gráfico de contorno PSF (Figura 4.9) 55 correspondiente a la relación N-Mg, esto nos manifiesta mayor respuesta del PSF a la aplicación de N con relación al K y Mg; lo que nos permite determinar que los valores de K y Mg no parecen jugar un rol en esta variable durante estos periodos; ratificando lo señalado por Gurmit; Kee y Chen citados por Corley y Tinker (2009), quienes indican que el N aumenta el PSF en las plantas de palma aceitera. Figura 4.11: Gráfico de contorno de peso seco foliar (kg) para los factores K y Mg en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (abril). Como se observa en el gráfico de contorno para la relación de PSF con el uso de K y Mg (Figura 4.11), cuando el Mg está en niveles máximos y el K está en niveles intermedios y altos se produce el mayor PSF, resultados que concuerdan con los obtenidos por Ruer y Varechon citados por Corley y Tinker (2009), quienes demostraron que la sección transversal del peciolo aumento con la aplicación de K, logrando incrementar PSF, el cual está directamente asociado con el desarrollo vegetativo de la planta. A mayor PSF se tiene un mejor desarrollo de la planta y por lo tanto un incremento de la productividad del cultivo. 56 Figura 4.12: Gráfico de contorno de peso seco foliar (kg) para los factores K y Mg en dosis de elemento aplicado por planta y por año (kg) (julio). Los gráficos de contorno PSF (Figura 4.11 y 4.12) de la relación K-Mg, manifiesta que existe un antagonismo entre estos dos elementos debido a que a dosis altas de un elemento asociadas con dosis bajas del otro elemento producen menor PSF, pero es mayor con K alto y Mg bajo, y como lo indica Morin (1980) existe una correlación positiva altamente significativa entre el contenido de K en el suelo, con el de la hoja y una clara correlación negativa entre el contenido de K en el suelo y el de Mg en la hoja. También manifiesta que un abonamiento potásico sólo puede llegar a un efecto completo, si simultáneamente se mejora la reserva del Mg. 57 V. CONCLUSIONES La concentración de clorofila en las hojas (CCF) no tuvo relación con los niveles de nutrientes aplicados en el periodo evaluado y en las condiciones agroclimáticas de la zona de estudio. No se detectaron valores clorofílicos que se correlacionen con los niveles de nitrógeno, potasio y magnesio; aunque se observó respuestas entre la CCF y las concentraciones nutrimentales de la hoja (CNF) del 2011, deduciéndose que la CCF posee relación con los tenores de nutrientes previos de las plantas. A pesar de no poseer relaciones entre los niveles de nutrientes aplicados con la CCF, existe correlación entre los niveles de nutrientes aplicados y las CNF en K, lo cual nos manifiesta que las aplicaciones de nutrientes están influenciando directamente las concentración de este elemento en las hojas de palma, aunque sin llegar a alterar el estado de la CCF de modo significativo. No se pudo determinar valores críticos de contenido de clorofila para calificar plantas deficientes en nitrógeno, potasio y magnesio correlacionando los resultado, debido a que no existió diferencias estadísticas entre la CCF y los niveles de nutrientes aplicados, durante el primer año de evaluación del ensayo. En el factor Emisión Foliar (EF), se pudo determinar que la aplicación de N y Mg influye en la variable aumentando la producción de hojas. 58 En el factor Área Foliar (AF), se pudo determinar que el N, Mg y K influyeron en esta variable aumentando la producción de área foliar, siendo el efecto de la dosis de Mg más determinante. En el factor Peso Seco Foliar (PSF), se identificó que el N y K influyeron directamente sobre la variable aumentando el peso seco foliar. Al parecer los gráficos de contorno muestran que entre el K y Mg existe un efecto antagónico, debido a que dosis altas de potasio con dosis bajas de Mg repercutirían sobre el área y peso seco foliar, lo cual indica que debe existir un balance entre estos elementos. 59 VI. RECOMENDACIONES Al ser este un ensayo exploratorio, ANCUPA, el IPNI y la CAO deberá continuar con la investigación, lo que permitirá ratificar o descartar las tendencias presentadas en este trabajo. Realizar los análisis foliares, si es factible, a la par de la medición de la concentración de clorofila, lo que permitirá establecer correlaciones más reales entre las dos variables y evaluar la tendencia en el tiempo. 60 VII. BIBLIOGRAFÍA ABELA, J. 2012. Importancia y función de la fijación biológica de nitrógeno (FBN) en el cultivo de la soya. 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