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CONSEJO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA -CONCYTSECRETARIA NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA -SENACYTFONDO NACIONAL DE CIENCIA Y TECNOLOGIA -FONACYTASOCIACION PARA EL DESARROLLO SOSTENIDO –ASODISFACULTAD DE AGRONOMIA -FAUSAC-
INFORME FINAL
SELECCIÓN DE PATRONES DE AGUACATE (Persea americana Mill)
PARA SU UTILIZACION EN LA MICROINJERTACION IN VITRO DE
VARIEDADES COMERCIALES HASS Y BOOTH 8.
PROYECTO FODECYT No. 61-2006
ING. AGR. ALFREDO CABRERA MORALES
Investigador Principal
GUATEMALA, ENERO DEL 2011.
ASODIS
RESUMEN
SUMMARY
PARTE I
I.1
INTRODUCCIÓN
I.2
PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
I.2.1 ANTECEDENTES EN GUATEMALA
I.2.2 JUSTIFICACION DEL TRABAJO DE INVESTIGACION
I.3
OBJETIVOS E HIPOTESIS
I.3.1
OBJETIVOS
I.3.1.1 General
I.3.1.2 Específicos
I.3.2
HIPÓTESIS
I.4
MATERIALES Y METODOS
I.4.1
LOCALIZACION
I.4.1.1 FASE DE LABORATORIO
I.4.2
VARIABLES
I.4.2.1 Fase establecimiento de embriones maduros in Vitro
I.4.2.2 Fase de propagación de variedades Hass, Booth 8
I.4.2.3 Fase de microinjerto: patrón variedad.
I.4.3
BAJO MATERIALES
I.4.3.1 Fase de campo
I.4.3.2 Fase cultivo de embriones in vitro
I.4.3.3 Fase de propagación de variedades Hass, Booth 8
I.4.3.4 Fase de microinjerto; patrón-variedad
I.4.4
BAJO METODO
I.4.4.1 Elaboración de medio
I.4.4.2 Inoculación de explantes
I.4.4.3 Análisis de variables
PARTE II MARCO TEORICO
PARTE III
RESULTADOS
III.1
FASE DE ESTABLECIMIENTO DE EMBRIONES IN VITRO
III.1.1 Clones seleccionados Antigua Guatemala
III.1.2 Clones seleccionados San Juan Alotenango
III.1.3 Clones seleccionados Municipio San Juan Comalapa
III.1.4 Clones seleccionados Municipio de Patzun Chimaltenango
III.1.5 Clones seleccionados Municipio San Bartolomé Milpas Altas
III.1.6 Clones seleccionados Municipio San Martin Jilotepeque
III.1.7 Clones seleccionados Municipio San miguel Dueñas
III.I.8 Clones seleccionados Municipio Parramos
III.2
FASE DE PROPAGACION DE VARIEDADES HASS, BOOTH 8
III.2.1 Propagación variedad Hass
III.2.2 Propagación variedad Booth 8
III.3
FASE DE MICROINJERTO
III.3.1 Patrón - Hass
III.3.2 Patron – Booth 8
III.4
FASE DE ACLIMATACION
III.4.1 Variedad Hass
III.4.2 Variedad Booth 8
III.5 DISCUSION DE RESULTADOS
PARTE IV
IV.1 CONCLUSIONES
IV.2 RECOMENDACIONES
IV.3 REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS
IV.4 ANEXOS
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6
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AGRADECIMIENTOS:
La realización de este trabajo, ha sido posible gracias al apoyo financiero dentro del
Fondo Nacional de Ciencia y Tecnología, -FONACYT-, otorgado por La Secretaría
Nacional de Ciencia y Tecnología -SENACYT- y al Consejo Nacional de Ciencia y
Tecnología -CONCYT-.
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RESUMEN
Guatemala tiene cerca de 3,300 hectáreas cultivadas con Aguacate (Persea
americana mill.) Produciendo alrededor de 27,390 toneladas métricas de fruta y el
consumo per cápita, es de 2.5 Kg. por persona anuales, lo que hace que la producción
nacional sea insuficiente, siendo necesario importar fruta de otros países.
El establecimiento de métodos de injertacion con el fin de mejorar las variedades es
de suma importancia debido que se mejora la producción en cuanto a precocidad de los
cultivares. La injertacion tradicional del aguacate conlleva bajas tasas de propagación,
calidad del material reproductivo no certificado,
presencia de patógenos que son
transmitidos por el mismo material vegetativo. La técnica de la microinjertacion in vitro
puede ser una alternativa para obtener clones libres de enfermedades.
En la investigación selección de patrones de aguacate (Persea americana mill)
para su utilización en la microinjertacion in vitro de variedades comerciales Hass y Booth 8
Se muestrearon árboles criollos de aguacate
en municipios del departamento de
Chimaltenango: San Martín Jilotepeque, San Juan Comalapa, Parramos, y municipios del
departamento de Sacatepéquez: Santa Maria de Jesús, San Bartolomé Milpas Altas, San
Miguel Dueñas, San Juan Alotenango,
obteniéndose muestras de frutos de árboles
seleccionados y estableciendo el embrión de las semillas in vitro. Mediante la utilización
de yemas axilares se obtuvieron clones vegetativos de las variedades Hass y Booth 8.
Empleando la técnica de la microinjertacion in vitro se obtuvieron microinjertos de
aguacate utilizando como patrones los clones criollos seleccionados establecidos in vitro,
utilizando
como
parte aérea a las variedades Hass y Booth 8. Obteniéndose como
resultado plantas microinjertadas libres de enfermedades.
4
SELECTION
OF
FOR
USE
YOUR
COMMERCIAL
PATTERNS
IN
THE
VARIETIES
AVOCADO
IN
VITRO
HASS
(Persea
OF
americana
Mill)
MICROINJERTACION
AND
BOOTH
8.
SUMMARY
Guatemala has about 3,300
hectares planted with avocado (Persea americana mill.)
Producing around 27.390 tonnes of fruit and per capita consumption of 2.5 kg per person
per year, which makes the national production, is insufficient, necessitating import fruit
from other countries.
The establishment of grafting methods to improve the varieties is of great
importance due to improved production in terms of earliness of the cultivars. Avocado
grafting involves traditional low propagation rates, quality of non-certified reproductive
material, presence of pathogens that are transmitted by the same plant material.
Microinjertacion The technique of in vitro may be an alternative for disease-free clones.
In selecting research patterns avocado (Persea americana mill) for use in vitro
microinjertacion commercial varieties Hass and Booth 8 Creoles were sampled avocado
trees municipalities of Chimaltenango: San Martin Jilotepeque, San Juan Comalapa,
Parramos and municipalities of Sacatepéquez: Santa Maria de Jesús, San Bartolomé Milpas
Altas, San Miguel Dueñas, San Juan Alotenango, obtaining samples of fruit from selected
trees and setting the seed embryo in vitro. Using axillary buds were vegetative clones of the
varieties Hass and Booth 8.
Using the technique of in vitro microinjertacion micrografts avocado were obtained
using as native patterns selected clones established in vitro, using air as part of the varieties
Hass and Booth 8. Micrografted obtained as a result of disease-free plants
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PARTE I
I.1 INTRODUCCIÓN
El aguacate es una fruta fresca de gran aceptación, con un mercado doméstico
creciente, con amplias oportunidades de participación en los mercados internacionales,
tanto en fresco como procesado. Autóctonos de las regiones tropicales y subtropicales de
América, en la cual
Mexicanos
se reconocen tres razas ecológicas de aguacate: Guatemaltecos,
y Antillanos, de estas tres la Guatemalteca presenta rasgos intermedio de las
otras dos, por lo que le da cierta ventaja en cuanto a calidad de pulpa, tamaño color sabor.
Su producción se ha extendido desde América, Hasta Europa, y algunos países de África
tropical. Esto se ha logrado debido a la diversidad de materiales seleccionados los cuales
se han adaptado a diferentes condiciones de clima y suelo.
En cuanto a la producción y exportación Guatemala exporta a Centroamérica unas
4500 toneladas métricas anuales, siendo las variedades Hass y Booth 8, las que mas
demanda tienen para el consumo en la dieta alimenticia, sin embargo existen otras
variedades de gran interés comercial dependiendo de la altura sobre el nivel del mar donde
se localicen, entre ellas se puede mencionar: Simmons, Catalina, Guatemala, Itzama,
Nabal, Fuerte.
La exportación total a nivel mundial en el 2001 en fresco fue de 324 mil toneladas
con un valor de $ 325 millones de dólares. De estos los principales países productores
fueron Chile, España, México, Estados Unidos de América, Sudáfrica.
En el cultivo de aguacate como en otros frutales, la selección, el uso y desarrollo de
portainjertos es con la finalidad de cultivar árboles bajo condiciones adversas del suelo o
para conferir a la variedad alguna cualidad de interés agronómico. Además al realizar
injertos de material adulto injertado sobre material juvenil, se logra una juvenibilidad de la
variedad/patrón lo que
muestra una capacidad de enraizamiento intermedio. Con la
injertación se puede llegar a tener más tempranamente diferenciación floral; es decir, el
árbol será más precoz. Las plantas injertadas pueden entrar en fructificación en el mismo
año o de uno a dos años; mientras las no injertadas necesita varios años.
El uso de alternativas biotecnológicas pueden ser de gran interés en programas de
mejora de aguacate, como la utilización de la microinjertación que es una técnica de
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cultivo in vitro en asepsia total. Con la técnica de micropropagación a nivel del tejido
meristemático, más la injertación convencional, se pueden obtener plantas libres de virus;
es decir, la transferencia de un ápice meristemático de una planta a un patrón in vitro.
La microinjertación es una técnica de propagación vegetal que puede utilizarse para
diversos cultivares de aguacate (Persea americana Mill.) la cual garantiza la sanidad de
las plantas, fidelidad a las características varietales, mayores tasas de multiplicación
respecto a las metodologías de propagación e injertacion tradicionales. Por lo tanto, es una
alternativa viable para la modernización y mejoramiento de la competitividad
en la
propagación e injertacion de diversos cultivares.
Con el objeto de identificar clones con características superiores en cuanto a
producción, calidad del fruto, porte y sanidad del árbol, resistencia a enfermedades. Se
realizaron exploraciones en los departamentos de Sacatepéquez y Chimaltenango, con el
objeto de identificar y monitorear árboles de aguacate criollo que presentaron
características deseables colectando posteriormente sus frutos. Con las colectas de frutos
de aguacates, seleccionado se logro
establecer a nivel in vitro embriones maduros
obteniendo posteriormente vitro plantas de aguacate de los clones seleccionados, esto se
logro mediante la adición de sustancias sintéticas en el medio Murahsige Skoog 1962
como hormonas, vitaminas, antioxidantes como el carbón activado, estos aditivos
beneficiaron al buen desarrollo de las vitroplantas.
Utilizando yemas axilares de aguacate de las variedades Hass y Booth 8 se logro
propagar eficientemente y en tasas de propagación eficientes. Los ápices de estas plantas
se utilizaron posteriormente para realizar microinjertos in vitro, previa selección de los
patrones criollos propagados por embriones maduros.
Como resultados de las investigaciones realizadas, se obtuvieron clones criollos
seleccionados de aguacate provenientes de diferentes comunidades de los departamentos
de Sacatepequez y Chimaltenango.
Se logro determinar los medios sintéticos adecuados para la propagación de diversos
clones de aguacate, así como su preservación in vitro.
Se obtuvieron microinjertos
in vitro de los clones criollos seleccionados con sus
respectivas variedades. Con lo cual se brinda un aporte científico para futuras
investigaciones tanto a nivel de laboratorio como a nivel de campo.
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I.2 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
I.2.1 ANTECEDENTES EN GUATEMALA
Guatemala tiene cerca de 3,300 hectáreas establecidas de cultivo de aguacate (Persea
americana mill.) las cuales producen 27,390 toneladas métricas de fruta (Rodríguez la
Torre, J., J. 2004). El consumo per. cápita, para Guatemala, El Salvador y Costa Rica es de
2.5 Kg. por persona por año, Belice, Honduras, Nicaragua y Panamá 1 Kg. Si consideramos
que Centroamérica tiene una población estimada de 32 millones de habitantes se
necesitarán 60,000 TM. para abastecer el mercado centroamericano, esto equivale a 6000
hectáreas de aguacate en plena producción (Casaca Á., D. 2005). Actualmente Guatemala
exporta a Centroamérica unas 4500 toneladas métricas anuales, siendo las variedades Hass
y Booth 8 que mas demanda tienen para el consumo, sin embargo existen otras variedades
de gran interés comercial dependiendo de la altura sobre el nivel del mar donde se localice,
entre ellas: Simmons, Catalina, Guatemala, Itzama, Nabal, Fuerte (ANACAFE 2004). A
nivel internacional los principales mercados importadores de aguacate son los países
desarrollados del hemisferio norte, reportándose como los más importantes a Francia con
106 mil toneladas, Estados Unidos con 78 mil y el Reino Unido (Ramos 2003). Así mismo
se reporta que la exportación total mundial en el 2001 en fresco fue de 324 mil toneladas
con un valor de $ 325 millones de dólares. De estos los principales productores fueron
Chile, España, México, Estados Unidos de América, Sudáfrica (FAO 2001).
Para establecer plantaciones comerciales se propaga vegetativamente utilizando
diversos tipos de injerto, el más empleado es el de enchape lateral sobre patrones criollos
de 4 a 6 meses de edad, cuando estos alcanzan un diámetro de 1 centímetro y a 10
centímetros de la base, así mismo se puede emplear el de hendidura sobre porta injertos de
15 a 30 días de edad (Vargas et al. 1999), sin embargo existen riesgos en cuanto a la
aparición de enfermedades provocadas por diversos géneros de hongos como
Colletotrichum gloesporioides que provoca la antracnosis que produce la muerte
descendente y pudrición del injerto (Tamayo M., P. 2004).
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I.2.2 JUSTIFICACION DEL TRABAJO DE INVESTIGACION
A pesar que en Guatemala existe gran diversidad de genotipos de aguacate son pocos
los estudios que dan a conocer esta diversidad. Sin embargo existen factores que limitan el
acceso a los materiales criollos, pues no existen colecciones ex situ completas que brinden
información completa de clones seleccionados. Por lo regular las investigaciones
únicamente se limitan en conocimientos in situ lo que dificulta el acceso en la obtención
de los materiales estudiados. La preservación de clones in situ acarrea el problema de que
muchas veces los clones se pierden por factores como a la tala de árboles, incendios
forestales con lo cual se pierde materiales valiosos.
Con la utilización de técnicas modernas de propagación como lo es el cultivo in vitro de
embriones maduros de aguacate, se puede preservar clones valiosos de aguacate en peligro
de extinción.
Con el fin de mejorar los métodos de propagación tradicional por medio de injertos en
la presente investigación se utilizaron metodologías de injertacion in vitro con el fin de
mejorar la producción de clones injertados, además se puede obtener precocidad en los
cultivares. La injertacion tradicional del aguacate conlleva bajas tasas de propagación, la
calidad del material reproductivo no certificada, así como la presencia de patógenos que
pueden ser transmitidos por el mismo material vegetativo. La microinjertación in vitro es
una alternativa mediante la cual se pueden solucionar dichos problemas. Sin embargo es
necesario evaluar la factibilidad de su uso, así como el comportamiento productivo de las
plantas en condiciones de campo. Por ello se propone evaluar metodología que satisfagan
dichas demandas a través de selección de clones de aguacates criollo y variedades de
interés comercial como Hass y Booth 8.
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I.3 OBJETIVOS E HIPOTESIS
I.3.1 OBJETIVOS
I.3.1.1 General
Validar y adaptar la tecnología del cultivo in vitro para la propagación
vegetativa
de clones seleccionados de aguacate para ser utilizados en la microinjertacion.
I.3.1.2 Específicos
I.3.1.2.1 Determinar la adaptabilidad de clones de aguacate seleccionados para
su utilización como portainjertos de variedades comerciales.
I.3.1.2.2 Obtener clones de caracteres superiores aptos para su utilización en la
microinjertación.
I.3.1.2.3 Obtener plantas microinjertadas, libres de enfermedades.
I.3.2 HIPÓTESIS
Mediante el cultivo in vitro es posible propagar vegetativamente clones de
aguacate y utilizarlos en la microinjertacion.
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I.4 MATERIALES Y METODOS
I.4.1 LOCALIZACION
1.4.1.1 FASE DE LABORATORIO
La investigación se desarrolló en el laboratorio de cultivo de tejidos
vegetales de la Subarea de Manejo y Mejoramiento de Plantas, Área Tecnológica de
la Facultad de Agronomía de la Universidad de San Carlos de Guatemala, esta
ubicada en las coordenadas 14o 58’ 52’’ N y 90o 55’ 35’’ W así como en el
invernadero ubicado en el centro experimental docente de Agronomía (CEDA) el
cual se localiza en las coordenadas 14o 58’ 26’’ N y 90o 55’ 30’’ W. se ubica a 1500
MSNM. Con un clima templado la mayoría del tiempo.
I.4.2 VARIABLES
I.4.2.1 Fase de establecimiento de embriones maduros in vitro.
Para establecer la respuesta de
las especies en estudio se tomaron las
siguientes variables.
 Contaminación: Se determinó a los 5, 10 y 20 días después de
sembrados los explantes observando cada unidad experimental.
 Oxidación: Se observó cada unidad experimental para determinar la
presencia de oxidación por fenoles, a los 5, 15, y 30 días después de
inoculados los explantes.
 Germinación del embrión: se observó diariamente los embriones de
la especie en estudio para determinar exactamente los días en que
este germino.
 Enraizamiento del patrón:
-
se tomó el tiempo en que la plántula enraízo.
11
-
se tomó el número de raíces por planta, tanto pivotantes
como secundarias.
 Crecimiento y desarrollo: se determinó cuanto crece el patrón
después de la germinación del embrión, durante 30 días
consecutivos, para ello se realizo lecturas cada 5 días.
 Altura y diámetro del patrón: se determinó la altura adecuada en la
que el patrón era apto para realizar el microinjerto y se expresó en
centímetros.
I.4.2.2 Fase de propagación de variedades Hass, Booth 8
Variables de estudio
Para establecer la respuesta de la especie en estudio se tomaron las siguientes
variables.
 Contaminación: se determinó a los 5, 10 y 20 días después de
sembrados las yemas vegetales inoculadas dentro del tubo de ensayo,
para ello se observo cada unidad experimental.
 Oxidación: se observó cada unidad experimental determinando la
presencia de oxidación por fenoles, a los 5, 15, y 30 días después de
inoculadas las yemas.
 Crecimiento y desarrollo de la variedad: se determinó cuanto creció
la variedad y se expresó en centímetros.
 Altura y diámetro de la variedad: se determinó la altura adecuada en
la que los brotes fueron aptos para ser utilizados en la realización
del microinjerto, la altura se expresó en centímetros.
12
I.4.2.3 Fase de microinjerto; patrón-variedad
Variables de estudio
Para establecer la respuesta en cuanto a obtener una planta mejorada del patrón y la
variedad seleccionados se midieron las siguientes variables.
 Oxidación: Se observó cada unidad experimental determinando la
presencia de oxidación por fenoles, a los 5, 15, y 30 días después de
realizado el microinjerto.
 Prendimiento de la variedad: Se determinó el porcentaje de
prendimiento de la variedad sobre el patrón.
 Crecimiento y desarrollo del microinjerto: Se determinó si existió
crecimiento y desarrollo del patrón y de la variedad.
I .4.3 BAJO MATERIALES
Se realizaron colectas en aldeas y caseríos de municipios de los departamentos de
Sacatepéquez y Chimaltenango. Entrevistando a propietarios y verificando las cualidades
fenotípicas de árboles promisorios de aguacate, para luego realizar colectas de frutos esto
se realizo en los meses de Marzo, Abril y Mayo del año 2007.
I.4.3.1 Fase de campo
Se visitaron árboles criollos de aguacate en
áreas del departamento de
Sacatepéquez y Chimaltenango, los cuales se monitorearon constantemente identificando
cada árbol de acuerdo a características fenotípicas como porte, productividad, resistencia a
enfermedades, frondosidad, calidad de la pulpa, tamaño del fruto.
13
I.4.3.2 Fase cultivo de embriones maduros in vitro
Se implementó la técnica de cultivo de embriones maduros in vitro obteniendo
plantas de árboles seleccionados, implementándose la metodología siguiente.
-
Se seleccionaron los frutos que no presentaran presencia de enfermedades, o
malformaciones.
-
Se les extrajo las semillas, se lavaron con agua estéril, para remover restos de
pulpa.
-
Se secaron a la sombra.
-
Se incubarón en una solución desinfectante-preservante consistente en
fungicidas, bactericidas y antioxidantes por un periodo de 24 horas.
-
En la campana de flujo laminar se procedió a la desinfección de las semillas, en
soluciones de alcohol al 70% y de cloro al 3%.
-
Utilizando cajas de petri se disectarón los embriones, permaneciendo las
semillas y embriones en soluciones de ácido cítrico para evitar su oxidación.
-
Se inocularón en tubos de ensayo de 25 X 150 mm de capacidad el cual contenía
el medio basal MS (Murahsige and Skoog 1962) suplementado con 2.5 mg/Lt
de IBA, 1.5 mg/Lt de BAP, 0.05 mg/Lt de GA3 + 10 Grm/Lt de carbón activado,
incubándose a una temperatura de 24 O C +/- 1.
I.4.3.3 Fase de propagación de variedades Hass, Booth 8
Se implementó la técnica de cultivo de yemas axilares obteniendo brotación de la
variedad de aguacate en estudio. Para ello se implementó la metodología siguiente.
- Se seleccionaron árboles vigorosos de las variedades Hass y Booth 8
- Se tomarón trozos de material vegetal conteniendo yemas axilares y se
Incubaron en solución preservante-desinfectante que consistió en fungicidas,
bactericidas y antioxidantes, por un periodo de 24 horas en refrigeradora a una
temperatura de 5OC.
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- Los explantes se disectaron en la campana de flujo laminar y
tubos de ensayo de 25 X 150
and
se inocularon en
mm conteniendo el medio basal
(Murahsige
Skoog 1962) suplementado con; 0.1 Mg/Lt de IBA, 1.0 mg/Lt de bencil
amino
purina, mas 1.5 mg/Lt de ácido giberelico. (GA3), mas 10.0 Grm/Lts
carbón activado.
- Se incubaron a una temperatura de 24 O C +/- 1 hasta su brotación.
I.4.3.4 Fase de microinjerto; patrón-variedad
Para realizar la técnica de la microinjertacion se utilizaron como patrones las
plántulas in vitro de aguacate criollo seleccionadas, obtenidas a través de cultivo de
embriones maduros. Los ápices se obtuvieron de brotes obtenidos in vitro de yemas
axilares de las variedades Hass y Booth 8
Los microinjertos se realizaron según la metodología descrita por González et al.
(1977) y (Hernández Soto, S. 2003) empleada para cítricos, que consistió en un corte en
forma de ventana triangular en el extremo del patrón decapitado, donde se implantó el
ápice de la variedad deseada. Las plantas microinjertadas se cultivarón en el medio MS
(Murahsige and Skoog 1962).
I.4.4 BAJO METODO
I.4.4.1 Elaboración de medio
Se preparó la cantidad de medio basal de según la cantidad deseada, para lo cual se
siguió la siguiente metodología. En un beacker se colocó agua desmineralizada estéril, se
agregó al recipiente una barra magnética y se colocó sobre el agitador magnético el cual
estuvo en constante agitación, se agregaron el componentes del medio basal de acuerdo a
la cantidad deseada,
el orden fue el siguiente:
a) Macro
nutrientes;
NH4NO3,
KNO3
MgSO4(7H2O),
KH2PO4,
MnO4(4H2O),
ZnSO4(7H2O),
H3BO3,
CaCl2(2H2O)
b) Micronutrientes
A;
NaMoO4(2H2O), KI
15
c) Micronutrientes B; CoCl2(6H2O), CuSO4(5H2O)
d) Hierros, Na2EDTA, FeSO4(7H2O)
e) Vitaminas; tiamina
f) Myo inositol
g) Reguladores de crecimiento, cantidades de acuerdo a evaluar según la
fase del experimento ver anexo de protocolos.
h) Se agregó antioxidante según necesidad.
j) Se aforó la solución.
k) Se midió el pH el cual estuvo a 5.7 para ello se utilizó solución de ácido
clorhídrico o hidróxido de sodio 0.1 N.
l) Se agregó agar (8.0 gr/Lt).
m) Se calentó en horno microondas hasta disolver el agar.
n) La solución se distribuyó en las unidades experimentales consistiendo en
tubos de ensayo 20 X 150 mm.
ñ)
tubo de ensayo se rotulo según tratamiento.
o) Todas las unidades experimentales se esterilizaron en autoclave durante
25 minutos a una presión de 1.05 kg/cm cuadrado a una temperatura de
120 º C.
p) Las unidades experimentales se colocaron en el cuarto de incubación
hasta su utilización.
I.4.4.2 Inoculación de explantes
Las semillas
dentro de la campana de flujo laminar se desinfectaron
superficialmente, realizándoles un lavado con agua desmineralizada estéril, seguidamente
se sumergieron por 10 minutos en hipoclorito de sodio al 3 %, se les realizo un segundo
lavado para eliminar restos de cloro en el tejido vegetal, seguidamente se colocaron en
sobre una caja de petri, y con la ayuda de un bisturí se extrajo el embrión, el cual con una
pinza se procedió a inocular dentro del medio de cultivo.
16
I.4.4.3 Análisis de variables
Para el análisis de las variables se utilizo una estadística descriptiva de los cambios
observados en los explantes en experimentación. Auxiliándose con tablas, porcentajes,
medias, de los datos obtenidos de las variables de respuesta según los materiales en
experimentación.
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PARTE II
MARCO TEORICO
El aguacate es una fruta fresca de gran aceptación y con un mercado doméstico
creciente, con amplias oportunidades de participación en los mercados internacionales,
tanto en fresco como procesado (Ramos 2003). Autóctonos de las regiones tropicales de
América, se reconocen tres razas ecológicas: Guatemaltecos, Mexicanos, y Antillanos.
La raza Guatemalteca presenta caracteres intermedios con respecto a las otras dos razas.
La mexicana es más tolerante al frío y más sensible a los suelos salinos que la Antillana.
Los frutos de la mexicana son pequeños y contienen un alto porcentaje en aceite, mientras
que en la Antillana ocurre justo lo contrario (Casaca
Á., D. 2005).
Es una planta
perteneciente a la familia de las Lauráceas, cuya importancia la constituye sus frutos y se
cultiva comercialmente en muchas áreas del planeta que incluye a México, América del
Sur, Australia, Israel, Chile, África tropical, España, California y Florida (Crane, J. H. et al
1979), que debido a las múltiples hibridaciones ocurridas en diferentes ambientes
ecológicos de México y Centroamérica dieron origen al aguacate comestible, de este modo,
en las regiones americanas es donde el aguacate se cultiva desde tiempos precolombinos,
la producción proviene de fuentes distintas de árboles nativos o criollos y cultivares
selectos reproducidos asexualmente, en los cuales el sabor y los valores nutritivos varían
según el tipo ecológico (Mijares O. P. et al 1998).
El aguacate (Persea americana Mill.) es uno los cultivos mas importantes a nivel
mundial, no solo por la cantidad de toneladas producidas, sino también porque es un
cultivo que genera miles de empleos directos e indirectos y permite una alta entrada de
divisas por la exportaron de su fruto. Un árbol comercial de aguacate se compone de dos
materiales vegetales, uno llamado potainjerto sobre el cual se injerta y el otro llamado
variedad o cultivar, de esta manera el productor enfrenta dos tipos de problemas diferentes
en cuanto a problemas fitosanitarios, unos que afectan solo al portainjerto y otros que
afectan solamente a la variedad injertada.
18
El aguacate ya era conocido en nuestro país desde tiempos milenarios, y todos los
indicios llevan a suponer que es aquí donde propiamente éste se originó y fue domesticado
(al igual que otros cultivos) en las partes altas del centro y oriente de México, así como en
las partes altas de Guatemala. México es uno de los países con mayor diversidad de tipos
de aguacate, y existen por lo menos 20 diferentes especies relacionadas con el aguacate;
esto puede deberse a las diferentes condiciones ambientales que existen en el país ya que
por naturaleza el aguacate tiene mecanismos que maximizan su cruzamiento con otros
tipos, incrementan la variabilidad genética y amplían la adaptación a un mayor número de
ambientes.
Existen también seis especies del género Persea, todas relacionadas con
aguacate, las cuales son nativas de América.
En la especie Persea americana hay 3 razas botánicas: La Mexicana, la Guatemalteca y
la Antillana, se piensa que la raza Mexicana se originó en el área comprendida entre los
estados de Nuevo León, Michoacán, Veracruz y Puebla, mientras que la raza Guatemalteca
se originó en las tierras altas de Chiapas-Guatemala. En el caso de la raza Antillana existe
una gran controversia, ya que algunos consideran que esta raza de aguacate no se conocía
en Las Antillas a la llegada de los españoles, sino hasta que ellos lo introdujeron en 1655.
Guatemala tiene cerca de 3,300 hectáreas establecidas de cultivo de aguacate (Persea
americana mill.) las cuales producen 27,390 toneladas métricas de fruta (Rodríguez la
Torre, J., J. 2004). El consumo per. cápita, para Guatemala, El Salvador y Costa Rica es de
2.5 Kg. por persona por año, Belice, Honduras, Nicaragua y Panamá 1 Kg.
Si
consideramos que Centroamérica tiene una población estimada de 32 millones de
habitantes se necesitarán 60,000 toneladas métricas para abastecer el mercado
centroamericano, esto equivale a 6,000 hectáreas de aguacate en plena producción (Casaca
Á., D. 2005). Actualmente Guatemala exporta a Centroamérica unas 4,500 toneladas
métricas anuales, siendo las variedades Hass y Booth 8 que mas demanda tienen para el
consumo, sin embargo existen otras variedades de gran interés comercial dependiendo de la
altura sobre el nivel del mar donde se localice, entre ellas: Simmons, Catalina, Guatemala,
Itzama, Nabal, Fuerte (ANACAFE 2004). A nivel internacional los principales mercados
importadores de aguacate son los países desarrollados del hemisferio norte, reportándose
19
como los más importantes a Francia con 106 mil toneladas, Estados Unidos con 78 mil y el
Reino Unido (Ramos 2003). Así mismo se reporta que la exportación total mundial en el
2001 en fresco fue de 324,000 toneladas con un valor de $ 325 millones de dólares. De
estos los principales productores fueron Chile, España, México, Estados Unidos de
América, Sudáfrica (FAO 2001).
Para Guatemala el aguacate significa un rubro importante ya que se estima un área de
2,900 a 3,200 hectáreas con una producción global de 26,000 Toneladas siendo en su
mayoría aguacates criollos no seleccionados ya que los registros indican una producción de
5,000 toneladas de aguacates mejorados en 900 hectáreas, siendo las variedades Hass,
Panchoy, Booth 8 y Azteca las más importantes. El costo promedio de producción es de
106 US$/Tm produciendo el equivalente 961 empleos permanentes las exportaciones
registradas en el periodo 93-98 fueron de 3500 a 4,500 toneladas métricas /año
destinándose el 70 % Salvador y el 27 % Honduras.
La extensión superficial estimada al año 2002 alcanzaba una cifra de 4,218 Hectáreas
con una producción de 35,650 toneladas. Estimaciones realizadas indican que en ésa misma
fecha existía un área de 2,900 a 3,200 hectáreas con una producción global de 26,000
Toneladas siendo en su mayoría aguacates criollos no seleccionados. En los últimos años
la exportación total de aguacates (criollos y mejorados) superan las 9 mil toneladas anuales,
lo cual indica que la diferencia entre los datos exportables del párrafo anterior con ésta
cantidad, sobrepasa los 5,000 toneladas que corresponden a frutas de aguacates no
mejorados. Es allí donde estriba la importancia de éste cultivo para Guatemala. Las cifras
anteriores indican también la importancia que posee esta fruta no solo en la dieta de la
población Guatemalteca sino en la economía nacional, sin embargo se tiene una balanza
comercial negativa no obstante siendo Guatemala uno de los centro de origen de
importancia de esta especie.
La importancia del aguacate para nuestro país además de económica es cultural y
ambiental ya que como ha quedado indicado es cosmopolita desarrollándose en varios
micro climas del país en donde se encuentra germoplasma de alta calidad organoléptica así
20
como de buenas características agronómicas de los árboles, sin embargo éste germoplasma
esta representado por un árbol el cual no se puede repetir por regeneración natural sino mas
bien debe intervenir la mano del hombre primero para conocer la calidad de las frutas, las
características generales de las plantas y la propagación de plantas para la formación de
nuevos huertos con árboles de calidad predeterminada. En todas las áreas del país donde
crece el aguacate, las frutas están totalmente incorporadas a la dieta diaria de los habitantes,
especialmente a la de los campesinos, quienes han sido un medio eficaz en la propagación
continua del cultivo. En diversas caracterizaciones de aguacate nativo, se ha demostrado
que en el área de Totonicapán, departamento de Guatemala existen materiales de alta
calidad y con posibilidades de ser sujetos de tomarse en cuenta para un programa de
mejoramiento genético y de propagación comercial de plantas. Además en el país, se han
realizado estudios que demuestran la importancia del germoplasma nativo de aguacate. En
Nicaragua
también se han hecho esfuerzos por conocer el germoplasma nativo de
aguacate, con buenos resultado. de acuerdo a los últimos 17 años se ha venido trabajando
con éste cultivo y se tiene identificados más de 50 criollos promisorios. Además se han
implementado algunos Jardines Clonales a donde se han plantado los mejores materiales
obtenidos y que pueden ser de un gran potencial para el país (Vásquez, S. J. 2005).
Las exportaciones de los años 2,000 y 2,001 se realizaron hacia el Salvador, Honduras,
Costa Rica y Panamá, las cuales ascendieron a US$ 525,712.00 y US$ 295,851.00 mientras
que las importaciones para satisfacer la demanda nacional provinieron en su mayoría de
México haciendo un total de US$ 741,445.00 y US$ 411,422.00. Las cifras anteriores
indican también la importancia que posee esta fruta no solo en la dieta de la población
Guatemalteca sino en la economía nacional, sin embargo se tiene una balanza comercial
negativa por la demanda en la dieta alimenticia.
El aguacate mejorado ha ido tomando mucho auge en los últimos años debido a la
apertura de mercados Europeos Asiáticos y de Oceanía siendo México el líder mundial en
producción.
Algunos países de Centro América y Sur América continúan cultivando
árboles nativos en un alto porcentaje.
21
De los aguacates mejorados, en Guatemala se tienen alrededor de unas 900 hectáreas, lo
cual representa un pequeño porcentaje de la producción total, es decir la mayor parte la
constituyen los criollos. Dentro de los cultivares mejorados con potencial se encuentran el
Hass, Panchoy, Booth 8, Fuerte, Chiquinquirá, Choquete, Puebla y Colín V-33. El ICTA,
que en los últimos 12 años ha venido trabajando con éste cultivo, tiene identificados mas de
50 criollos promisorios, siendo los principales el ICTA -1, ICTA-2, ICTAC honimá I,
ICTA-Patzité I al X , ICTA-Chuachituj I al XI, ICTA-Xecamantux I al III, ICTA-Casa
Blanca III al VI, ICTA- Xecajá I al VI, ICTA- Nimtzituj I, ICTA- Chonimatux I y II ,
ICTA - Pueblo viejo y otros. Para aumentar la eficiencia de producción es necesario
incorporar
diversas prácticas culturales, como podas, aplicaciones de fertilizantes y
biorreguladores vegetales, entre otras, en los huertos de aguacate es necesario conocer el
tiempo en que las yemas y brotes alcanzan la determinación irreversible a floración
(Vásquez S. J. 2002).
Para establecer plantaciones comerciales el aguacate se propaga vegetativamente
utilizando diversos tipos de injerto, el más empleado es el de enchape lateral sobre
patrones criollos de 4 a 6 meses de edad, cuando estos alcanzan un diámetro de 1
centímetro y a 10 centímetros de la base, así mismo se puede emplear el de hendidura
sobre porta injertos de 15 a 30 días de edad (Vargas et al. 1999), sin embargo existen
riesgos en cuanto a la aparición de enfermedades provocadas por diversos géneros de
hongos como Colletotrichum gloesporioides que provoca la antracnosis que produce la
muerte descendente y pudrición del injerto
(Tamayo M., P. 2004).
Empleando este
método de propagación en un estudio realizado en Colombia la precocidad de producción
bajo de 6-7 años a solo 2 años en árboles injertados (Lozano T., C. 2004). De igual forma
se puede propagar por semilla, por estaca y por acodo. Los dos últimos métodos de
propagación no son usados; uno por no ser seguro en sus resultados, y el otro por ser muy
tardado.
Las semillas deben provenir de frutas sanas, de buen tamaño, cosechadas directamente
del árbol. Su viabilidad dura hasta tres semanas después de extraída de la fruta. Es
recomendable cortar la parte angosta de la semilla, en un tramo de una cuarta parte del
22
largo total, para ayudar así a la salida del brote y para hacer una primera selección, ya que
el corte permite eliminar las semillas que no presenten el color natural blanco amarillento,
debido a podredumbre, lesiones o cualquier otro daño.
Inmediatamente después de
cortadas, se siembran en el semillero previamente preparado colocándolas sobre el extremo
ancho y plano de modo que la parte cortadas quede hacia arriba. Las semillas empiezan a
brotar aproximadamente treinta días después de sembradas. Generalmente las plantas están
listas para ser trasplantadas al vivero, a los treinta días después de la germinación (Ruiz
Valencia, G. 1912).
El aguacate presenta enfermedades severas que en casos extremos provocan la muerte
del árbol y en general, una disminución en la producción que varía del 10 al 40 por ciento y
una reducción en la calidad del fruto entre un 15 y 30 por ciento. La tristeza del aguacatero
o pudrición de la raíz causada por Phytophthora cinnamomi Rands es una de las
enfermedades mas destructivas en los huertos de aguacate en todo el mundo y ha sido el
factor económicamente limitante a la producción en países tales como Australia, México,
Sudáfrica, EUA, y en países productores de aguacate.
En el aguacate como en otros frutales, el uso y desarrollo de portainjertos es con la
finalidad de cultivar árboles bajo condiciones adversas del suelo o para conferir a la
variedad alguna cualidad de interés agronómico (Muñoz, et al. 1997). Además al realizar
injertos de material adulto injertado sobre material juvenil, se logra una juvenibilidad de la
variedad/patrón lo que
Encinas C.
1999).
muestra una capacidad de enraizamiento intermedio (López
Con la injertación se puede llegar a tener más tempranamente
diferenciación floral; es decir, el árbol será más precoz. Las plantas injertadas pueden
entrar en fructificación en el mismo año o de uno a dos años; mientras las no injertadas
después de varios años (Avilan R., L. 2000). Esto como producto de la edad fisiología del
conjunto en el cual el estado juvenil se expresa en crecimiento, desarrollo y productividad
(Avilan R., L. Et al 1999).
Los materiales de los grupos Mexicano y Antillano para completar su ciclo de
fructificación requieren entre 1 963 y 2 852 grados-día; los Guatemaltecos entre 3 848 y 4
23
254 grados-días, mientras los híbridos interraciales valores intermedios.
Dadas las
condiciones climáticas de la región se recomienda, al plantar, intercalar variedades de tipo
floral diferentes (`A' y `B'), el empleo de colmenas de abejas durante el período de
floración, y buscar alternativas como el uso de reguladores de crecimiento (hormonas) para
inducir floraciones en función de la mejor época de cosecha para la comercialización de los
frutos.
La mayor ocurrencia de floración ocurre entre los meses de noviembre y marzo. Entre
los materiales de un mismo grupo racial o interracial se presentan diferencias entre los
períodos de ocurrencia y la extensión del proceso. El período de reposo que precede al
desarrollo productivo se ubica en los meses de noviembre y febrero, cuando la
precipitación es escasa o nula y se presentan las temperaturas mínimas más bajas de año. El
ciclo floral se cumple en forma sincronizada, aunque en algunos materiales del grupo
interracial Guatemalteco por Antillano se presenta un bajo porcentaje (20%) de traslape o
solapamiento en días nublados y lluviosos. Entre los insectos polinizadores, la abeja Apis
mellifera es el más activo.
Las plantaciones se forman con patrones silvestres con los que se injerta material
seleccionado. La producción se inicia a los cuatro o cinco años, estabilizándose a los ocho
o diez años, continuando por unos cincuenta o más. El aguacate prefiere suelos sueltos,
ricos en materia orgánica bien drenados. Con lluvias de mil a dos mil milímetros anuales.
Los modernos métodos de selección y producción hacen que las plantaciones rindan un
promedio de 13 a 26 toneladas por hectárea al año. El aguacate requiere una nutrición
balanceada para obtener una producción óptima.
Con el objeto de evitar la perdida de árboles en huertos de aguacate, las tecnologías
desarrolladas se han enfocado a la propagación homogénea de los materiales, a su
conservación (in situ) y en lo referente al mejoramiento genético tradicional, se han
buscado primeramente la manera de identificar materiales con características agronómicas
importantes, para utilizarlos como portainjertos de variedades comerciales de aguacate.
Los materiales criollos de cualquier especie son fuente de riqueza genética para el estudio,
aislamiento e identificación de genes útiles para la generación de nuevas variedades.
24
Tomando en consideración que para la comercialización de los frutos, estos deben ser
fieles al tipo del cultivar (según normas de calidad) se plantea la necesidad de buscar
alternativas o materiales que puedan inducir características deseables con relación al menor
porte de las plantas, para así facilitar altas densidades de población, esto debido a que la
mayoría de árboles no replica las características de la planta madre cuando se propaga por
semilla, esto significa que una semilla generalmente no producirá una planta con las
mismas características de la variedad que las produjo (Avilan R. et al 1999).
Los injertos requieren como condiciones principales, para prender: que sean afines a
las plantas que se injertan; que estén en savia, y que entre ciertos límites, sean de semejante
período vegetativo. El injerto de pua es el método que se utiliza con más frecuencia
aunque el lateral también se utiliza. Como patrones se utilizan arboles jóvenes vigorosos,
mientras que las yemas terminales se utilizan como injertos. Los injertos son más exitosos
si se realizan en los meses más frescos noviembre, diciembre, enero o febrero. Los árboles
establecidos se pueden injertar después de que se podan completamente a una altura de 3 a
4 pies y se transforman en tocones, estos tocones se injertan con las púas de las variedades
seleccionadas. Los árboles injertados comienzan a producir a los tres o cuatro años,
promediando una cosecha cuando son adultos de dos a tres cajas de cincuenta y cinco libras
por año, sin embargo, con un buen cuidado se pueden esperar producciones mayores
(Ruiz Valencia, G. 1912).
El fruto del aguacate tiene un alto valor nutritivo, ya que estudios realizados muestran
que cada 100 gramos de pulpa, contiene 152 calorías, 1.6 gramos de proteínas, 15.6
gramos de grasa, 4.8 gramos de hidratos de carbono, además calcio, fósforo, hierro y otros
elementos como tiamina, riboflavina y acido ascórbico. Como complemento a lo anterior la
fruta presenta de forma general las siguientes características en el contenido nutricional:
Presenta
altas
Calorías,
(10
gramos
de
pulpa
proporciona
150
a
300
calorías), Grasa Natural (5-30 %), Proteínas (1-4.6%), Hidratos de Carbono(0.3 al
4 %), Vitaminas (A,B,C,D,E y K) y Minerales( 5.31 % solo de Calcio Fósforo y
hierro) que contribuyen a la dieta alimenticia y por ello se han abierto mercados
25
importantes
en
el
mundo
como
Inglaterra,
Francia,
Alemania,
Italia,
Bélgica, los países bajos y otros del continente Europeo.
El desarrollo y empleo de programas de mejoramiento de aguacate
impone la
necesidad de establecer metodologías para la multiplicación vegetativa, para el cultivo de
embriones maduros e inmaduros, y para el microinjerto in vitro, investigaciones en estas
direcciones no solo en aguacate sino en muchos frutales
se están desarrollando en
diferentes países a escala mundial (Rodríguez et al. 1999).
El uso de alternativas biotecnológicas puede ser de gran interés en programas de mejora
de aguacate, como la utilización de la microinjertación que es una combinación de cultivo
in vitro en asepsia total, con la técnica de micropropagación a nivel del tejido
meristemático, más la injertación convencional, para obtener plantas libres de virus; es
decir, la transferencia de un ápice meristemático de una planta a un patrón in vitro (Ríos G.,
A. 1982). La micropropagación sería de utilidad para la producción a gran escala de
plantas clonales, mientras que la inducción de variantes somaclonales podría ser un camino
para seleccionar material tolerante a patógenos del suelo especialmente, si tenemos en
cuenta que la tolerancia a Phytophtora cinnamomi ocurre a nivel celular de forma similar a
lo observado en la planta completa (Pliego A. F et al. 1999).
Rodríguez la torre (1999) cultivo embriones inmaduros y maduros de diferentes
cultivares de aguacate (Persea americana Mill.) utilizando el medio mineral de Murashige
y Skoog (1962) a la mitad de su concentración, con la adición de 0.5 mg/Lt de BA (6bencil aminopurina) en un caso y de 0.5 mg/Lt de BA y de GA3 (ácido giberélico) en el
otro. Raharjo (2001) microinjerto brotes de 3 a 6 mm de longitud, desarrollados a partir
de embriones somáticos, en patrones francos ‘Booth’ y ‘Lula’ de 3 a 4 semanas germinados
in vitro, con un porcentaje de éxito próximo al 70%.
Dalsaso
(1988)
estudio la
regeneraci6n y multiplicación in vitro de Persea americana cv. 'Fuerte' por medio de
yemas axilares y de microestacas, determinó el efecto de diferentes concentraciones de
reguladores (BAP, IBA, GA3) y dos combinaciones de sales minerales, MS y N45K sobre
la respuesta de explantes. El mejor crecimiento y la formación de tallos se obtuvieron al
26
utilizar 2.0 mg/L de BAP y 0,5 mg/L de AIB tanto a partir de yemas como de microestacas.
Pliego A. (1999) realizo trabajos en explantes juveniles de aguacate los cuales proliferaron
adecuadamente in vitro en presencia de 4,44 M benciladenina, también logro el
enraizamiento de material juvenil tras incubar los brotes durante 3 días en presencia de
ácido indol-3-butírico, 4,92 M, y posterior transferencia a un medio sin auxina.
La microinjertacion es una técnica
de propagación para diversos cultivares de
aguacate (Persea americana Mill.) la cual garantiza la sanidad de las plantas, fidelidad a
las características varietales, mayores tasas de multiplicación respecto a las metodologías
de propagación e injertacion tradicionales. Por lo tanto, es una alternativa viable para la
modernización y mejoramiento de la competitividad en la propagación e injertacion de
diversos cultivares.
27
PARTE III RESULTADOS
III.1 FASE DE ESTABLECIMIENTO DE EMBRIONES IN VITRO
III.1.1 Clones
municipio de
Sacatepequez.
seleccionados de Aguacate colectados en el
Antigua
Guatemala departamento de
Cuadro 1. Resumen clones seleccionados, colectado en el municipio de
Antigua Guatemala departamento de Sacatepequez
Clon
Variables de respuesta
5
10
15
20
30 días
Contaminación
0%
0%
--0%
-----Oxidación
0%
----0%
--0%
Germinación del embrión
----X
-------------Arévalo (AR)
Enraizamiento del patrón
----X
-------------Crecimiento y desarrollo
1.1cm 1.5cm 1.8cm 2.2cm
2.9cm
Altura y diámetro del patrón Altura para injerto 3.5cm, diámetro: 1.1mm
Antigua 1 (A1)
Contaminación
Oxidación
Germinación del embrión
Enraizamiento del patrón
Crecimiento y desarrollo
Altura y diámetro del patrón
0%
0%
----0%
0%
0%
----0%
---0%
------ ----X
------ ------------ ------ X
------ ------1cm
1.2cm 1.4cm 1.7cm 2.5cm
Altura para injerto 3.5cm, diámetro: 1.2mm
Pavón 1 (PA1)
Contaminación
Oxidación
Germinación del embrión
Enraizamiento del patrón
Crecimiento y desarrollo
Altura y diámetro del patrón
4%
8%
--10%
-----0%
----0%
--0%
X
------ ----------------X
---------------------0.6cm 0.7cm 1.0cm 1.3cm
2.1cm
Altura para injerto 4.0cm, diámetro: 0.9mm
Pavón 2 (PA 2)
Contaminación
Oxidación
Germinación del embrión
Enraizamiento del patrón
Crecimiento y desarrollo
Altura y diámetro del patrón
0%
0%
--0%
-----0%
----0%
--0%
X
------ ----------------X
----- -----------------0.5cm 0.6cm 0.7cm 1.0cm
1.3cm
Altura para injerto 4.8cm, diámetro: 0.9mm
Contaminación
Oxidación
Germinación del embrión
Enraizamiento del patrón
Crecimiento y desarrollo
Altura y diámetro del patrón
0%
0%
--0%
-----0%
----0%
--0%
X
------ --------------------X
-----------------0.4cm 0.5cm 0.8cm 1.1cm
1.8cm
Altura para injerto 8cm, diámetro: 4mm
Pavón 3 (PA 3)
28
Continuación cuadro No. 1
Contaminación
Oxidación
Germinación del embrión
Vuelta grande 1
(Vg 1)
Enraizamiento del patrón
Crecimiento y desarrollo
Altura y diámetro del patrón
7%
10%
--14%
-----0%
----0%
--0%
-----X
-----------------------X
-----------0.4cm 0.6cm 0.7cm 0.9cm
1.37cm
Altura para injerto 7.5cm, diámetro: 4mm
Vuelta grande 2
(Vg 2)
Contaminación
Oxidación
Germinación del embrión
Enraizamiento del patrón
Crecimiento y desarrollo
Altura y diámetro del patrón
0%
0%
--0%
-----0%
----0%
--0%
-----X
-----------------------X
-----------0.6cm 1.1cm 1.6cm 2.6cm
3.5cm
Altura para injerto 8cm, diámetro: 5mm
Vuelta grande 3
(Vg 3)
Contaminación
Oxidación
Germinación del embrión
Enraizamiento del patrón
Crecimiento y desarrollo
Altura y diámetro del patrón
0%
0%
--0%
-----0%
----0%
--0%
X
-----------------------X
---------------0.7cm 1.3cm 2.3cm 3.0cm
5.1cm
Altura para injerto 9.3cm, diámetro: 5mm
Vuelta grande 4
(Vg 4)
Contaminación
Oxidación
Germinación del embrión
Enraizamiento del patrón
Crecimiento y desarrollo
Altura y diámetro del patrón
0%
0%
--0%
-----0%
----0%
--0%
X
-----------------------X
---------------0.6cm 0.7cm 1.0cm 1.4cm
1.7cm
Altura para injerto 8-4cm, diámetro: 3mm
Vuelta grande 5
(Vg 5)
Contaminación
Oxidación
Germinación del embrión
Enraizamiento del patrón
Crecimiento y desarrollo
Altura y diámetro del patrón
0%
0%
--0%
-----0%
----0%
--0%
X
-----------------------X
---------------0.3cm 0.4cm 0.6cm 0.9cm
1.4cm
Altura para injerto 6cm, diámetro: 2mm
Fuente: FODECYT 61 2006
29
III.1.2 Clones seleccionados colectados en el municipio de San Juan
Alotenango, departamento de Sacatepequez
Cuadro 2. Resumen clon seleccionado, colectado en el municipio de San Juan
Alotenango, departamento de Sacatepequez (clave AT)
Variables de respuesta
5
10
15
20
30 días
Contaminación
33%
50%
--50%
-----Oxidación
0%
----0%
--0%
Germinación del embrión
X
-------------------Enraizamiento del patrón
----X
---------------Crecimiento y desarrollo
0.5cm 0.6cm 0.8cm 0.9cm 1.17cm
Altura y diámetro del patrón
Altura para injerto 4.0cm, diámetro: 1.2mm
Fuente: FODECYT 61 2006
III.1.3 Clones seleccionados, colectados en el municipio de San Juan
Comalapa, departamento de Chimaltenanago.
Cuadro 3. Resumen clones seleccionados, colectados en el municipio de San
Juan Comalapa, departamento de Chimaltenango.
Clon
Variables de respuesta
5
10
15
20
30 días
Chichali
(CHI)
Panamus 2
(PAN 2)
Contaminación
Oxidación
Germinación del embrión
Enraizamiento del patrón
Crecimiento y desarrollo
Altura y diámetro del patrón
14%
14%
--14%
-----0%
----0%
--0%
X
-----------------------X
---------------0.5cm 1.0cm 1.8cm 2.0cm
2.9cm
Altura para injerto 9.2cm, diámetro: 1.4mm
Contaminación
Oxidación
Germinación del embrión
Enraizamiento del patrón
Crecimiento y desarrollo
Altura y diámetro del patrón
10%
10%
--10%
-----0%
----0%
--0%
X
-----------------------X
---------------0.4cm 0.8cm 1.2cm 1.5cm
2.0cm
Altura para injerto 9.4cm, diámetro: 1.2mm
Fuente: FODECYT 61 2006
30
III.1.4 Clones seleccionados colectados
departamento de Chimaltenango.
en
el
municipio
de
Patzun
Cuadro 4. Resumen clon seleccionado colectado en el municipio de Patzun
(clave PT) departamento de Chimaltenango
Variables de respuesta
5
10
15
20
30 días
Contaminación
20%
20%
--20%
-----Oxidación
0%
----0%
--0%
Germinación del embrión
X
-------------------Enraizamiento del patrón
----X
---------------Crecimiento y desarrollo
0.4cm 0.7cm 0.9cm 1.1cm
2.4cm
Altura y diámetro del patrón Altura para injerto 3.5cm, diámetro: 1.2mm
Fuente: FODECYT 61 2006
III.1.5 Clon seleccionado, colectado en el municipio San Bartolomé Milpas
Altas departamento de Sacatepequez
Cuadro 5. Resumen clon seleccionado colectado en el municipio de San
Bartolomé Milpas Altas departamento de Sacatepequez San José (clave SJ)
Variables de respuesta
5
10
15
20
30 días
Contaminación
14%
17%
--18%
-----Oxidación
9%
----13%
--15%
Germinación del embrión
X
-------------------Enraizamiento del patrón
----X
---------------Crecimiento y desarrollo
0.5cm 0.7cm 0.8cm 1.1cm
1.3cm
Altura y diámetro del patrón Altura para injerto 3.5cm, diámetro: 1.2mm
Fuente: FODECYT 61 2006
31
III.1.6 Clones seleccionados, colectados en el municipio de San Martín
jilotepeque departamento de Chimaltenango.
Cuadro 6. Resumen clones seleccionados, colectados en el municipio de San Martín
Jilotepeque (clave SMJ) departamento de Chimaltenango
Clon
Variables de respuesta
5
10
15
20
30 días
Contaminación
Oxidación
Germinación del embrión
Enraizamiento del patrón
Crecimiento y desarrollo
Altura y diámetro del patrón
0%
0%
--0%
-----0%
----0%
--0%
X
-----------------------X
---------------0.5cm 0.7cm 0.9cm 1.2cm
1.4cm
Altura para injerto 3.5cm, diámetro: 1.2mm
San Martín (SMJ 2)
Contaminación
Oxidación
Germinación del embrión
Enraizamiento del patrón
Crecimiento y desarrollo
Altura y diámetro del patrón
0%
0%
--14%
-----0%
----0%
--0%
---X
------------------------X
-----------0.5cm 1.0cm 1.4cm 1.6cm
2.0cm
Altura para injerto 3.0cm, diámetro: 1.3mm
San Martín (SMJ 3)
Contaminación
Oxidación
Germinación del embrión
Enraizamiento del patrón
Crecimiento y desarrollo
Altura y diámetro del patrón
0%
0%
--14%
-----10%
----10%
--10%
X
-----------------------X
--------------0.6cm 0.8cm 1.1cm 1.3cm
1.7cm
Altura para injerto 3.0cm, diámetro: 1.2mm
San Martín (SMJ1)
Fuente: FODECYT 61 2006
III.1.7 Clones seleccionados, colectados en el municipio de San Miguel
Dueñas departamento de Sacatepequez.
Cuadro 7. Resumen clon seleccionado, colectado en el municipio de San
Miguel Dueñas (clave SMD) departamento de Sacatepequez
Variables de respuesta
5
10
15
20
30 días
Contaminación
0%
0%
--0%
-----Oxidación
0%
----0%
---20%
Germinación del embrión
X
-------------------Enraizamiento del patrón
----X
---------------Crecimiento y desarrollo
0.5cm 0.8cm 1.3cm 1.7cm
3.0cm
Altura y diámetro del patrón
Altura para injerto 7.8cm, diámetro: 3mm
Fuente: FODECYT 61 2006
32
III.1.8 Clones seleccionados, colectados en el municipio de Parramos
departamento de Chimaltenanago.
Cuadro 8. Resumen clones seleccionados, colectados en el municipio de Parramos
(clave Pa) departamento de Chimaltenango
Clon
Variables de respuesta
5
10
15
20
30 días
Contaminación
0%
0%
--0%
-----Oxidación
17%
----17%
--17%
Germinación del embrión
X
-------------------Pa1
Enraizamiento del patrón
----X
---------------Crecimiento y desarrollo
0.4cm 0.6cm 0.7cm 0.9cm
1.5cm
Altura y diámetro del patrón Altura para injerto 3.5cm, diámetro: 1.2mm
Pa2
Contaminación
Oxidación
Germinación del embrión
Enraizamiento del patrón
Crecimiento y desarrollo
Altura y diámetro del patrón
0%
0%
--14%
-----0%
----0%
--20%
X
-----------------------X
----------------0.5cm 0.8cm 1.4cm 1.8cm
3.0cm
Altura para injerto 3.0cm, diámetro: 1.4mm
Pa3
Contaminación
Oxidación
Germinación del embrión
Enraizamiento del patrón
Crecimiento y desarrollo
Altura y diámetro del patrón
75%
88%
--88%
-----75%
----88%
--10%
X
-----------------------X
--------------0.5cm 0.6cm 0.8cm 0.9cm
1.1cm
Altura para injerto 3.0cm, diámetro: 1.2mm
Pa4
Contaminación
Oxidación
Germinación del embrión
Enraizamiento del patrón
Crecimiento y desarrollo
Altura y diámetro del patrón
67%
67%
--67%
-----75%
----88%
--10%
X
-----------------------X
--------------0.6cm 0.7cm 0.7cm 0.8cm
1.3cm
Altura para injerto 3.0cm, diámetro: 1.2mm
Fuente: FODECYT 61 2006
III.2 FASE DE PROPAGACION DE VARIEDADES HASS, BOOTH 8.
III.2.1 Propagación variedad Hass
Cuadro 9. Resumen clon variedad Hass
Variables de respuesta
5
10
15
20
30 días
Contaminación
10%
10%
--10%
-----Oxidación
5%
----5%
---5%
Crecimiento y desarrollo
1.0.cm 1.8cm 1.9cm 2.1cm
3.5cm
Altura y diámetro del brote
Altura para injerto 5cm, diámetro: 3.0mm
Fuente: FODECYT 61 2006
33
III.2.2 propagación variedad Booth 8
Cuadro 10. Resumen clon de la variedad Booth 8
Variables de respuesta
5
10
15
20
30 días
Contaminación
15%
15%
--15%
-----Oxidación
3%
----3%
---3%
Crecimiento y desarrollo
1.5.cm 1.8cm 1.2.1cm 2.5cm
3.6cm
Altura y diámetro del brote
Altura para injerto 6cm, diámetro: 3.2mm
Fuente: FODECYT 61 2006
III.3 FASE DE MICROINJERTO
III.3.I Patrón - Hass
Cuadro 11. Resumen de respuesta en promedios de clones
variedad Hass
Clon
Variables de respuesta
5
10
Oxidación
0% ---Arévalo (AR)
Prendimiento
---- ---Crecimiento y desarrollo ---- ----
microinjertado
15
0%
-------
20
----------
30 días
0%
80%
4.2 cm
Antigua 1 (A1)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
0% ------------
0%
-------
----------
0%
90%
3.2cm
Pavón 1 (PA1)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
0% -----------
0%
-------
---------
0%
90%
2.5cm
Pavón 2 (PA2)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
0% -----------
0%
-------
---------
0%
100%
4.6cm
Pavón 3 (PA3)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
0% ------------
0%
-------
----------
0%
80%
3.0cm
Vuelta grande 1(Vg1)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
5% ------------
5%
-------
---------
5%
90%
4.2cm
Vuelta grande 2(Vg2)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
0% ------------
0%
-------
---------
0%
100%
5.2cm
34
Continuación cuadro 11
Vuelta grande3(Vg3)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
0% ------------
0%
-------
---------
0%
100%
6.4cm
Vuelta grande5(Vg5)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
0% ------------
0%
-------
---------
0%
90%
5.8cm
San Juan Alotenango
(AT)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
5% ------------
5%
-------
---------
5%
60%
4.0cm
Chichali (CHI)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
8% ------------
8%
-------
---------
8%
90%
4.5cm
Panamus 2 (PA 2)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
7% ------------
7%
-------
---------
7%
60%
3.5cm
Patzun (PTZ)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
0% ------------
0%
-------
---------
0%
90%
5.8cm
San José (SJ)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
9% ------------
9%
-------
---------
9%
80%
2.8cm
San Martín Jilotepeque 1
(SMJ 1)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
0% ------------
0%
-------
---------
0%
70%
3.8cm
San Martín Jilotepeque 2
(SMJ 2)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
0% ------------
0%
-------
---------
0%
100%
5.2cm
San Miguel Dueñas
(SMD)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
0% ------------
0%
-------
---------
0%
40%
2.8cm
Fuente: FODECYT 61 2006
35
III.3.2 Patrón – Booth 8
Cuadro 12. Respuesta de clones microinjertado con la variedad Booth 8
Clon
Variables de respuesta
5
10 15 20 30 días
Oxidación
0% ---- 0% ---- 0%
Arévalo (AR)
Prendimiento
---- ---- ---- ---- 70%
Crecimiento y desarrollo ---- ---- ---- ---- 5.2 cm
Antigua 1 (A1)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
0% ------------
0%
-------
----------
0%
80%
6.2cm
Pavón 1 (PA1)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
0% -----------
0%
-------
---------
0%
80%
3.5cm
Pavón 2 (PA2)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
0% -----------
0%
-------
---------
0%
90%
5.6cm
Pavón 3 (PA3)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
0% ------------
0%
-------
----------
0%
90%
3.8cm
Vuelta grande 1 (Vg 1)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
7% ------------
7%
-------
---------
7%
80%
6.2cm
Vuelta grande 2 (Vg 2)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
0% ------------
0%
-------
---------
0%
100%
7.2cm
Vuelta grande3 (Vg 3)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
0% ------------
0%
-------
---------
0%
90%
5.4cm
Vuelta grande5 (Vg 5)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
0% ------------
0%
-------
---------
0%
80%
6.8cm
San Juan Alotenango (AT)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
4% ------------
4%
-------
---------
4%
70%
6.0cm
36
Continuación cuadro 12
Chichali (CHI)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
2% ------------
2%
-------
---------
2%
90%
3.5cm
Panamus 2 (PA 2)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
6% ------------
6%
-------
---------
6%
70%
4.5cm
Patzun (PTZ)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
0% ------------
0%
-------
---------
0%
90%
3.8cm
San José (SJ)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
1% ------------
1%
-------
---------
1%
40%
3.8cm
San Martín Jilotepeque 1
(SMJ)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
0% ------------
0%
-------
---------
0%
60%
4.4cm
San Martín Jilotepeque 2
(SMJ2)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
0% ------------
0%
-------
---------
0%
100%
2.2cm
San Miguel Dueñas
(SMD)
Oxidación
Prendimiento
Crecimiento y desarrollo
0% ------------
0%
-------
---------
0%
50%
2.8cm
Fuente: FODECYT 61 2006
37
III.4 FASE DE ACLIMATACIÓN
III.4.1 Variedad Hass
Cuadro 13. Resumen fase de aclimatación variedad Hass.
Clon
Variables de respuesta 1dia 15 días
Sobrevivencia
100% 40%
Arévalo (AR)
Daños
0%
0%
Tiempo
-------
30dias
30%
0%
X
Antigua 1 (A 1)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100% 30%
0%
0%
-------
10%
0%
X
Pavón 1 (PA 1)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100% 100%
0%
0%
-------
100%
0%
X
Pavón 2 (PA 2)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100% 100%
0%
0%
-------
100%
0%
X
Pavón 3 (PA 3)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100% 80%
0%
0%
-------
80%
0%
X
Vuelta Grande 1
(Vg 1)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100% 90%
0%
0%
-------
90%
0%
X
Vuelta Grande 2
(Vg 2)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100% 70%
0%
0%
-------
70%
0%
X
Vuelta Grande 3
(Vg 3)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100% 80%
0%
0%
-------
80%
0%
X
Vuelta Grande 5
(Vg 5)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100% 90%
0%
0%
-------
90%
0%
X
Sobrevivencia
San Juan Alotenango
Daños
(AT)
Tiempo
100% 60%
0%
0%
-------
60%
0%
X
38
Continuación cuadro 13
Sobrevivencia
Chichali (CHI)
Daños
Tiempo
100% 90%
0%
0%
-------
90%
0%
X
Panamus 2 (PA 2)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100% 90%
0%
0%
-------
90%
0%
X
Patzun (PTZ)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100% 60%
0%
0%
-------
50%
0%
X
San José (SJ)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100% 10%
0%
0%
-------
10%
0%
X
San Martín
Jilotepeque 1
(SMJ 1)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100% 100%
0%
0%
-------
100%
0%
X
San Martín
Jilotepeque 2
(SMJ 2)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100% 90%
0%
0%
-------
90%
0%
X
San Miguel Dueñas
(SMD)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100% 60%
0%
0%
-------
40%
0%
X
Fuente: FODECYT 61 2006
39
III.4.2 Variedad Booth 8
Cuadro 14. Resumen fase de aclimatación variedad Booth 8.
Clon
Variables de respuesta
1dia
15 días
Sobrevivencia
100% 30%
Arévalo (AR)
Daños
0%
0%
Tiempo
-------
30dias
30%
0%
X
Antigua 1 (A 1)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100%
0%
----
20%
0%
----
10%
0%
X
Pavón 1 (PA 1)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100%
0%
----
90%
0%
----
90%
0%
X
Pavón 2 (PA 2)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100%
0%
----
80%
0%
----
70%
0%
X
Pavón 3 (PA 3)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100%
0%
----
90%
0%
----
60%
0%
X
Vuelta grande 1 (Vg 1)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100%
0%
----
100%
0%
----
100%
0%
X
Vuelta grande 2 (Vg 2)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100%
0%
----
60%
0%
----
60%
0%
X
Vuelta grande3 (Vg 3)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100%
0%
----
90%
0%
----
90%
0%
X
Vuelta grande5 (Vg 5)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100%
0%
----
80%
0%
----
80%
0%
X
San Juan Alotenango (AT)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100%
0%
----
40%
0%
----
40%
0%
X
40
Continuación cuadro 14
Chichali (CHI)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100%
0%
----
100%
0%
----
100%
0%
X
Panamus 2 (PA 2)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100%
0%
----
90%
0%
----
90%
0%
X
Patzun (PTZ)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100%
0%
----
60%
0%
----
60%
0%
X
San José (SJ)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100%
0%
----
0%
0%
----
0%
0%
X
San Martín Jilotepeque 1
(SMJ 1)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100%
0%
----
90%
0%
----
70%
0%
X
San Martín Jilotepeque 2
(SMJ 2)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100%
0%
----
80%
0%
----
80%
0%
X
San Miguel Dueñas (SMD)
Sobrevivencia
Daños
Tiempo
100%
0%
----
50%
0%
----
20%
0%
X
Fuente: FODECYT 61 2006
41
III.5 DISCUSIÓN DE RESULTADOS:
Para el establecimiento de embriones de aguacate criollo, en medios enriquecidos
con sales minerales del medio basal Murashige y Skoog (1962) al 100%, fue necesario
suplementarlo con el antioxidante carbón activado en la dosis de 10,000 mg/L, esto
debido que los embriones presentaron liberación de alcoholes con lo cual se observo la
oxidación del explante, al agregarle el antioxidante esta liberación se contrarrestó haciendo
que el carbón activado absorbiera los alcoholes liberados por los embriones.
Al medio utilizado se le agrego
reguladores de crecimiento en las siguientes
concentraciones; 2.5 mg/L de IBA + 1.5 mg/L de BAP y 0.05 mg/L de GA 3. Estas
concentraciones se tomaron de base según lo experimentado por Rodríguez de la torre
(1999) el cual cultivo embriones inmaduros y maduros de diferentes cultivares de aguacate
utilizando el medio mineral Murashige y Skoog (1962) a la mitada de su concentración y
adicionando 0.5 mg/Lt de BA y de 0.5 mg/Lt de GA3.
A los 30 días de sembrados los embriones se observo la presencia de oxidación en
los clones: Parramos 4 (Pa 4) 67%, San Juan Alotenango (AT) 50%, Chichali 40%,
Patzun (PTZ) 20%, San José (SJ) 18%, Vuelta grande 1 (Vg 1) 14%, Parramos 2 (Pa 2)
14%, San Martín (SMJ 2) 14%, San Martín 3 (SMJ 3) 14%, Parramos 3 (Pa 3) 10%,
Pavón 1 (PA1) 10%, Panamus (PAN 2) 10%, lo anterior nos demuestra que existen
diferencias en cuanto a la respuesta de los embriones a la oxidación, esto tiene relación con
el estado de madures de los frutos y de los embriones al momento de ser inoculados en el
medio de cultivo, debido que
frutos con mas tiempo en los árboles la respuesta de
germinación fue mejor pero fueron mas susceptibles a la liberación de alcoholes lo que
provoco una oxidación con mas presencia. Sin embargo la oxidación no afecto
significativamente en la sobrevivencia de los embriones. Pero si en el la germinación de los
embriones.
En las variedades comerciales propagadas in vitro se obtuvo un 5% de oxidación en
la variedad Hass contra un 3% de la variedad Booth 8, obteniéndose una mejor respuesta
de desarrollo y crecimiento de las yemas en la variedad Booth 8. Se observo que la
variedad Booth 8 presenta más oxidación pero en la formación de brotes es superior a la
variedad Hass.
42
La contaminación no afecto en gran porcentaje a los explantes establecidos in vitro
y las unidades experimentales contaminadas se debió a una mala manipulación de los
utensilios de laboratorio y a una mala desinfección de las secciones vegetales. Sin embargo
cuando los frutos presenta una excesiva maduración la pulpa puede degradarse con lo cual
puede perjudicar el estado de sanidad de la semilla.
Los mejores clones que respondieron a la microinjertación con la variedad Hass
fueron Pavón 2 (PA 2),
Vuelta Grande 2 (Vg 2), Vuelta Grande 3 (Vg 3), San Martín
Jilotepeque2 (SMJ 2), todos presentaron un 100% de prendimiento de la variedad con buen
desarrollo de los brotes, y para la variedad Booth 8 los mejores clones con buen
crecimiento y desarrollo fueron; Vuelta Grande 2 (Vg 2), San Martín Jilotepeque 2 (SMJ 2)
ambos presentaron un 100% de prendimiento.
Además de los clones anteriores se pueden mencionar a un segundo grupo por
presentar una buena compatibilidad con las variedad Hass los cuales son: Antigua 1 (A 1),
Pavón 1 (PA 1), Vuelta grande 1 (Vg 1), Vuelta grande 5 (Vg 5), Chichali (CHI), Patzun
(PTZ), estos presentaron un 90% de prendimiento con la variedad con buen crecimiento y
desarrollo de los brotes y para la variedad Booth 8 los clones con buena compatibilidad
fueron: Pavón 2 (PA 2), Pavón 3 (PA 3), Vuelta grande 3 (Vg 3), Chichali (CHI), Patzun
(PTZ).
Un tercer grupo de clones fueron los que presentaron un 80% de prendimiento, para
la variedad Hass se tienen: Arévalo (AR), Pavón 3 (PA 3), San José (SJ), para la variedad
Booth 8; Antigua 1 (A 1), Pavón 1 (PA 1), Vuelta Grande 1 (Vg 1), Vuelta Grande 5 (Vg
5).
Estos grupos respondieron de acuerdo a características genotípicas de cada uno de
los clones los cuales expresaron, vigorosidad en los brotes, observándose que existen
clones que presentan una excelente compatibilidad en las dos variedades de estudio siendo
ellas: Vuelta Grande 2 (Vg 2), San Martín Jilotepeque 2 (SMJ 2).
Puede mencionarse que existe un grupo que no presento buena adaptabilidad en
cuanto al prendimiento de las variedades, aunque se obtuvo respuesta pero no en un cien
43
por ciento, por lo que se podrían descartar al momento de realizar una selección, en este
grupo se puede mencionar aquellos que presentaron igual o menos del 50% de
prendimiento siendo los siguientes: San Miguel Dueñas (SMD) para la variedad Hass y
Booth 8, San José (SJ), para la variedad Booth 8.
El resto de clones se encuentra en el rango de respuesta de compatibilidad del 50%
al 70%, por los que su utilización se ve limitada al existir clones de mejor respuesta en
cuanto a la compatibilidad con la variedad.
Los mejores microinjertos que sobrevivieron durante 30 días aclimatados bajo
invernadero corresponden a: Pavón 1 (PA 1), Pavón 2 (PA 2), San Martin Jilotepeque 1
(SMJ), estos utilizados como patrón de la variedad Hass y de patrones de la variedad Booth
8 se encuentran: Vuelta grande 1 (Vg), Chichali (CHI), estos clones presentaron un 100%
de sobrevivencia influyendo directamente.
Como segundo grupo se tiene como porta injertos para la variedad Hass a: Vuelta
grande 1 (Vg 1), Vuelta grande 5 (Vg 5), Chichali (CHI), Panamus 2 (PA 2), San Martín
Jilotepeque 2 (SMJ 2), para la variedad Booth 8, Pavón 1 (PA 1), Vuelta grande 3 (Vg 3),
Panamus 2 (PA 2), todos estos portainjertos presentaron un 90% de sobrevivencia a los 30
días bajo condiciones de invernadero.
Un tercer grupo de portainjertos es el que presento un 80% de sobrevivencia, para la
variedad Hass se tienen los siguientes clones: Pavón 3 (PA 3), Vuelta Grande 3 (Vg 3), en
la variedad Booth 8 como portainjertos se tienen; Vuelta Grande 5 (Vg 5), San Martin
Jilotepeque 1 (SMJ). El resto de portainjertos presentaron porcentajes abajo del 80 por
ciento, teniéndose únicamente que el portainjerto san José con la variedad Booth 8 no
sobrevivieron los injertos y en la variedad Hass la respuesta de aclimatación fue muy baja
obteniéndose un 10% de sobrevivencia, debido que las plantas sufrieron un estrés cuando
fueron cambiadas de medio a sustrato.
44
PARTE IV
IV.1 CONCLUSIONES
IV.1.1 Se determino que los mejores clones que se adaptaron como porta
injertos en la microinjertación en la variedad Hass y Booth 8 fueron;
Vuelta Grande 2 (Vg2), San Martín Jilote peque 2 (SMJ2) ambos
con un 100% de
IV.1.2 Se
obtuvieron
prendimiento.
clones
con
caracteres
superiores los
cuales presentaron una buena compatibilidad con las variedades en
estudio, obteniéndose respuesta en los clones siguientes;
Grande 2 (Vg 2), San Martín
clones
presentaron
un
Jilotepeque
100 %
de
2
Vuelta
(SMJ 2) estos
respuesta, los clones
codificados como Antigua 1 (A 1), Pavón 1 (PA 1), Vuelta Grande 1
(Vg 1), Vuelta grande 5 (Vg 5), Chichali (CHI), Patzun (PTZ),
Pavón 2 (PA 2), Pavón 3 (PA 3), Vuelta grande 3 (Vg 3), Chichali
(CHI), Patzun (PTZ) presentaron un 90% de compatibilidad, y los
clones codificados como Arévalo (AR), Pavón 3 (PA 3), San José
(SJ), para la variedad Booth 8; Antigua 1 (A 1), Pavón 1 (PA 1),
Vuelta Grande 1 (Vg 1), Vuelta Grande 5 (Vg 5)
presentaron
80% de prendimiento. Estos clones respondieron de
características genotípicas observándose en la
un
acuerdo a
vigorosidad de los
brotes.
IV.1.3 Los microinjertos libres de enfermedades con la variedad Hass que
sobrevivieron bajo condiciones de
(PA
1),
invernadero son:
Pavón 1
Pavón 2 (PA 2), San Martín Jilotepeque 1 (SMJ), y
para la variedad Booth 8 : Vuelta grande 1 (Vg), Chichali (CHI),
estos clones presentaron un 100% de sobrevivencia.
45
IV.1.4 Utilizando el cultivo in vitro es posible propagar vegetativamente
clones de aguacate para ser utilizados en la microinjertacion por lo
que se acepta la Hipótesis.
46
IV.2 RECOMENDACIONES
IV.2.1 Para propagar masivamente portainjertos criollos seleccionar los
clones de aguacate
que han sido superiores en cuanto a la
compatibilidad de prendimiento con las
variedad en estudio.
IV.2.2 Evaluar dosis de reguladores de crecimiento, IBA, BAP, GA3 en los
clones con
poco crecimiento y desarrollo, para
como patrones de las variedad en
aprovecharlos
estudio.
IV.2.3 En la fase de aclimatación, evaluar sustrato de arena asociada con
humedad, para favorecer la sobrevivencia de las plantas.
IV.2.4 Implementar nebulizadores para evitar la deshidratación del tejido
de las plantas favoreciendo su sobrevivencia.
IV.2.5 Se recomienda utilizar los patrones criollos que mejor adaptabilidad
presentaron en el proceso de la microinjertacion in vitro.
47
IV.3 REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
1. ANACAFE (2004). Cultivo del aguacate (Persea americana Mill). Programa de
diversificación de ingresos en la empresa cafetalera.
2. Avilan R., L. (2000) El patrón y su importancia en la fruticultura. FONAIAP –
CENIAP Centro Nacional de Investigaciones Agropecuarias. Maracay Venezuela.
3. Avilan R., L., Marín C. R., Rodríguez R., Ruiz J. (1999) Efecto del patrón e injerto
intermedio sobre el "tipo" del fruto de aguacate cv. Nelan. Agronomía tropical
49(4):475-489.
4. Avilan R., L., Marín C. R., (1989) La fertilización del aguacatero. FONAIAP –
CENIAP, Centro Nacional de
Investigaciones
Agropecuarias. Maracay
Venezuela No. 31.
5. Crane, J. H, Balerdi, C. F, Campbell C. W. (1979) El aguacate en florida. Institute of
Food and Agricultural Sciences, University of Florida.
6. Casaca Á., D (2005) El cultivo del aguacate. Guías tecnológicas de frutas y verduras.
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americana) cv. 'Fuerte' Agronomía Costarricense 13(1): 61-71.
8. Food and Agricultural
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9. González M., P. González j., Zamora V. Rodríguez I. (1977). Introducción en Cuba
del microinjerto in vitro de ápices de brotes en el género Citrus y géneros afines
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10. Hernández Soto, S. (2003) Evaluación de diversos parámetros que afectan el
Prendimiento de ápices caulinares de cítricos injertados in vitro. Instituto nacional
de innovación y transferencia en tecnología agropecuaria, Alcances tecnológicos,
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11. Lozano T., C. (2004) La muerte precoz de árboles de aguacate en Colombia.
Corporación Colombiana de investigación agropecuaria, corpoica. ASCOLFI vol.
30 No. 5.
12. López Encinas C. (1999) Juvenilidad y rejuvenecimiento de plantas cultivadas in vitro
E. E. La Mayora (CSIC).
13. Mijares O. P., López L. L., (1998) Variedades de aguacate y su producción en
México.
Memoria fundación Salvador Sánchez Colin CICTAMEX Coatepec
Harinas, México. 11 p.
48
14. Muñoz, P, B., Rogel C. I. (1997). Ensayos sobre propagación clonal de portainjertos
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15. Murashige, T., Skoog, F. (1962) A revised Medium for rapid Growth and Bioassays
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16. Pliego A. F., Barceló M., Pérez S., E. Nieto G. Sánchez R., Peran Q. R. (1999) la
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problemas y limitaciones. Chapingo Serie Horticultura 5: 239-244.
17. Raharjo S., Linz, R., E. (2001) Rescate de aguacates transformados genéticamente
mediante microinjerto. V Congreso mundial del aguacate. Tropical Research and
Education Center, University of Florida. Abstract p 378.
18. Ramos, N. J. (2003) perspectivas de la red aguacate 2003. Fideicomisos instituidos en
relación con la agricultura. Banco de México.
19. Ríos G., A. (1982) Biotecnología aplicada al desarrollo de frutales y sus
perspectivas en la fruticultura. Memorias primera jornada académica
agroindustrial
y Biotecnológica. Facultad de ingeniería industrial, profrutales
limitada Colombia.
20. Rodríguez la Torre, J., J. (2004) Evaluación de resistencia de patrones criollos de
aguacate (Persea americana mill.) a Phytophthora cinnamomi Rands bajo
condiciones de laboratorio. Tesis Ing. Agr. Facultad de ciencia Ambientales y
Agrícolas, Universidad Rafael Landivar. Guatemala 48 p.
21. Rodríguez N, N., Capote M., Zamora V., (1999) Cultivo in vitro del aguacatero
(Persea americana Mill.) Revista Chapingo serie Horticultura 5: 231-237.
22. Ruiz Valencia, G. (1912) Cultivo y Explotación del Aguacate. Boletín Numero 71 de
la Estación Agrícola Central. México, boletín No. 71. 70 p.
23. Tamayo M., P. (2004) Enfermedades poscosecha del aguacate y la curaba, corporación
Colombiana de investigación agropecuaria, corpoica. ASCOLFI vol. 30 No. 5.
24. Vargas O., Alix C., Lobo D. (1999) Frutales y condimentarías del trópico húmedo.
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26. Vásquez, S. J. (2005). identificación de aguacate nativo y formación de jardines
clonales con aguacate nativo seleccionado, ICTA. Quetzaltenango, Guatemala.
pp. 11
25. Vásquez S. J. (2002). Recomendaciones técnicas para el cultivo del Aguacate. Labor
Ovalle, Olintepeque, Quetzaltenango.
49
IV.4 ANEXOS
50
IV.4.1 ANEXO 1 Boletas de control para elaboración de medios utilizadas en
laboratorio.
CULTIVO DE TEJIDOS VEGETALES
BOLETA ELABORACION DE MEDIOS
No. o clave de boleta: 1
Investigación: Plantas de aguacate, Renovación de medio
Medio basal utilizado: MS
Concentración del medio basal: 100%
Fecha de siembra especie vegetal:
Fecha de subcultivos:
Volumen preparado: 500 ml
Medio reconocido por la clave: Aguacate
Recipiente utilizado: tubos de ensayo
Revisado por: Alfredo Cabrera Morales
No.
COMPONENTES DE
SOLUCIONES
SOLUCION
CONCENTRADA
CANTIDAD AGREGAR
ML
ul
Grm
1
Macronutrientes
10 X
2
Micronutrientes A
1000X
500
3
Micronutrientes B
5000 X
100
4
KI
1000 X
500
5
CaCl2 . 2H2O
100 X
5
6
Fe
100 X
5
7
Myo inositol
100 X
5
8
Vitaminas
100 X
5
9
IBA
1.0 Mg/Lt
2
10
ANA
11
2,4-D
12
2,4, 5T
13
MCPA
14
Picloram
15
BAP
0.5 Mg/Lt
1
16
Kinetina
17
GA3
0.5 Mg/Lt
1
18
Acido Citrico
19
Acido ascórbico
20
PVP
21
Carbon activado
5.0
22
Sucrosa
15.0
23
Agar
3.5
24
PH.
NOTAS
50
5.7
51
CULTIVO DE TEJIDOS VEGETALES
BOLETA ELABORACION DE MEDIOS
No. o clave de boleta: 2
Investigación: germinación de embriones
Medio basal utilizado: MS
Concentración del medio basal: 100%
Fecha de siembra especie vegetal:
Volumen preparado: 500 ml
Recipiente utilizado: tubos de ensayo
Revisado por: Alfredo Cabrera Morales
COMPONENTES DE
SOLUCIONES
SOLUCION
CONCENTRADA
1
Macronutrientes
10 X
2
Micronutrientes A
1000X
500
3
Micronutrientes B
5000 X
100
4
KI
1000 X
500
5
CaCl2 . 2H2O
100 X
5
6
Fe
100 X
5
7
Myo inositol
100 X
5
8
Vitaminas
100 X
5
9
IBA
2.5 Mg/Lt
2
10
ANA
11
2,4-D
12
2,4, 5T
13
MCPA
14
Picloram
15
BAP
1.5 Mg/Lt
1
16
Kinetina
17
GA3
0.05 Mg/Lt
1
18
Acido Cítrico
19
Acido ascórbico
20
PVP
21
Carbon activado
5.0
22
Sucrosa
15.0
23
Agar
3.5
24
PH.
No.
CANTIDAD AGREGAR
ML
ul
Grm
NOTAS
50
5.7
52
CULTIVO DE TEJIDOS VEGETALES
BOLETA ELABORACION DE MEDIOS
No. o clave de boleta: 3
Investigación: Brotación de yemas axilares de aguacate Hass y Booth
Medio basal utilizado: MS
Concentración del medio basal: 100%
Fecha de siembra especie vegetal:
Fecha de subcultivos:
Volumen preparado: 1000 ml
Recipiente utilizado: tubos de ensayo
Revisado por : Alfredo Cabrera Morales
COMPONENTES DE
SOLUCIONES
SOLUCION
CONCENTRADA
1
Macronutrientes
10 X
2
Micronutrientes A
1000X
500
3
Micronutrientes B
5000 X
100
4
KI
1000 X
500
5
CaCl2 . 2H2O
100 X
5
6
Fe
100 X
5
7
Myo inositol
100 X
5
8
Vitaminas
100 X
5
9
IBA
0.1 Mg/Lt
200
10
ANA
11
2,4-D
12
2,4, 5T
13
MCPA
14
Picloram
0.1 Mg/Lt
200
No.
CANTIDAD AGREGAR
ML
Ul
Grm/Lt
50
15
BAP
16
Kinetina
17
GA3
18
Acido Cítrico
19
Acido ascórbico
20
PVP
21
Carbon activado
10.00
22
Sucrosa
15.00
23
Agar
24
PH.
1.5 Mg/Lt
NOTAS
3
7.00
5.7
53
IV.4.2 ANEXO 2 Arboles de aguacate criollos seleccionados
Figura 1 a Porte del árbol codificado como Pavón 1
b Frutos y ramificación del árbol codificado como Pavón 2
a
b
Fuente: FODECYT 61 2006
Figura 2 a, b Ramificaciones del árbol codificado como Antigua I
a
b
Fuente: FODECYT 61 2006
54
Figura 3. a. y b. Porte grueso correspondiente al árbol San Martín 1 (SM 1)
c. Fuste ramificado del árbol de aguacate SM 1
a.
b.
c.
Fuente: FODECYT 61 2006
Figura 4. a. Frutos de aguacate en maduración del árbol San Martín 2 (SM 2)
b. Frutos en forma de pera cosechados del árbol San Martín 2 (SM 2)
a
b
Fuente: FODECYT 61 2006
55
Figura 5. a Árbol codificado como Vuelta grande 2 (VG2)
b Frutos del árbol codificado como Vuelta Grande 2 (VG2)
a
b
Fuente: FODECYT 61 2006
Figura 6 a Árbol codificado como vuelta grande 3 (VG3)
b Frutos del árbol Vuelta grande 3 (VG3)
a
b
Fuente: FODECYT 61 2006
56
Figura 7 a Árbol codificado como Alotenango (AT)
b Frutos del árbol Alotenango (AT)
a
b
Fuente: FODECYT 61 2006
Figura 8. a Árbol codificado como panamus 2 (Pm2)
b Frutos del árbol codificado como Panamus 2 (Pm2)
a
b
Fuente: FODECYT 61 2006
57
figura 9 a Árbol codificado Chichali 1
b Colecta de frutos del árbol Chichali 1
a
b
Fuente: FODECYT 61 2006
Figura 10 a Árbol codificado como parramos 1 (Pa1)
b Frutos del árbol codificado como Parramos 1 (Pa1)
a
b
Fuente: FODECYT 61 2006
58
IV.4.3 ANEXO 3 Frutos y semillas seleccionados
Figura 11. Frutos y semillas seleccionadas pertenecinetes al árbol codificado Cichali.
Fuente: FODECYT 61 2006
Figura 12. Frutos y semillas pertencientes al arbol san Martín 2 (a) y san Martín 3 (b)
a
b
Fuente: FODECYT 61 2006
59
IV.4.4 ANEXO 4 Microinjertos realizados utilizando patrones criollos seleccionados
Figura 13. Microinjertos realizados.
a) Chichali X booth b) Pavon X Booth
a
c) San Jose X Booth
b
c
Fuente: FODECYT 61 2006
60
IV.4. 5 ANEXO 5 INFORME FINANCIERO
61