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UNIVERSIDAD TÉCNICA DE MACHALA
FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS
ESCUELA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
TRABAJO DE TITULACIÓN SOMETIDO A CONSIDERACIÓN DEL H.
CONSEJO DIRECTIVO DE LA FACULTAD DE CIENCIAS
AGROPECUARIAS PARA OPTAR POR EL TÍTULO DE:
MÉDICA VETERINARIA ZOOTECNISTA.
DIAGNÓSTICO DE PARVOVIRUS CANINO MEDIANTE LA
PRUEBA DE ELISA, EN VETERINARIAS DE LA CIUDAD DE
SANTA ROSA.
AUTORA:
TERESA DE JESÚS TANDAZO JARAMILLO.
DIRECTOR:
DR. FAVIÁN MAZA VALLE MG. SC.
2015.
CERTIFICACIÓN:
Este trabajo de titulación ha sido aceptado en forma presente por el tribunal de grado
nominado por el H. Consejo Directivo de la Facultad de Ciencias Agropecuarias de la
Universidad Técnica de Machala, como requisito para optar al grado de:
MÉDICO VETERINARIO Y ZOOTECNISTA
Dr. Favián Maza Valle Mg. Sc.
Director
Dr. Luis Hurtado Flores Mg. Sc.
Miembro de tesis
Dr. Napoleón Oliverio Vargas.
Miembro de tesis
3
La responsabilidad por las
investigaciones,
resultados
y
discusión del presente trabajo,
pertenece exclusivamente al autor.
Teresa de Jesús Tandazo Jaramillo.
4
DEDICATORIA
Dedico esta tesis a todos aquellos que no creyeron en mí, a aquellos que esperaban mi fracaso
en cada paso que daba hacia la culminación de mis estudios, a aquellos que nunca esperaban
que lograra terminar la carrera, a todos aquellos que aposaban a que me rendiría a medio
camino, a todos los que supusieron que no lo lograría, a todos ellos les dedico esta tesis.
A Dios quién supo guiarme por el buen camino, darme fuerzas para seguir adelante y no
desmayar en los problemas que se presentaban, enseñándome a encarar las adversidades sin
perder nunca la dignidad ni desfallecer en el intento.
A mi familia Teodosia Felicita Segura Vallejo, quien por ella soy lo que soy. Para mis
padres por su apoyo, consejos, comprensión, amor, ayuda en los momentos difíciles, y por
ayudarme con los recursos necesarios para estudiar. Me han dado todo lo que soy como
persona, mis valores, mis principios, mi carácter, mi empeño, mi perseverancia, mi coraje
para conseguir mis objetivos.
5
AGRADECIMIENTO
El presente trabajo de tesis primeramente me gustaría agradecerte a ti Dios por bendecirme
para llegar hasta donde he llegado, porque hiciste realidad este sueño anhelado
A mi Abuela, Teodosia Felicita Segura Vallejo por su esfuerzo y dedicación, quien con sus
conocimientos, su experiencia, su paciencia y su motivación ha logrado en mí que pueda
terminar mis estudios con éxito.
También me gustaría agradecer a mis profesores durante toda mi carrera profesional porque
todos han aportado con un granito de arena a mi formación.
De igual manera agradecer a mi director de Tesis de Grado, Dr. Favián Maza Valle por su
visión crítica de muchos aspectos cotidianos de la vida, por su rectitud en su profesión como
docente, por sus consejos, que ayudan a formarte como persona e investigador.
Son muchas las personas que han formado parte de mi vida profesional a las que me
encantaría agradecerles su amistad, consejos, apoyo, ánimo y compañía en los momentos más
difíciles de mi vida. Algunas están aquí conmigo y otras en mis recuerdos y en mi corazón,
sin importar en donde estén quiero darles las gracias por formar parte de mí, por todo lo que
me han brindado y por todas sus bendiciones.
Para ellos: Muchas gracias y que Dios los bendiga
6
ÍNDICE
1.
INTRODUCCIÓN ........................................................................................................ 12
2.
REVISION DE LITERATURA .................................................................................. 14
3.
2.1.
Definición de Parvovirus .................................................................................. 14
2.2.
Etiología ........................................................................................................... 14
2.3.
Epidemiología .................................................................................................. 15
2.4.
Razas Susceptibles ........................................................................................... 17
2.5.
Transmisión ...................................................................................................... 17
2.6.
Período de Incubación ...................................................................................... 18
2.7.
Patogenia .......................................................................................................... 18
2.8.
Signos Clínicos ................................................................................................. 19
2.9.
Diagnóstico ....................................................................................................... 19
2.10.
Diagnostico Diferencial .................................................................................... 21
2.11.
Datos de Investigaciones Anteriores ................................................................ 21
2.12.
Tratamiento ...................................................................................................... 22
2.13.
Prevención ........................................................................................................ 23
2.14.
Vacunación ....................................................................................................... 23
2.15.
Higiene ............................................................................................................. 24
MATERIALES Y MÉTODOS. ................................................................................. 25
3.1.
Materiales ......................................................................................................... 25
3.1.1.
Ubicación .............................................................................................. 25
3.1.2.
Población y Muestra. ............................................................................ 26
3.1.3.
Tipo de Investigación. .......................................................................... 26
3.1.4.
Equipos y Materiales. ........................................................................... 26
3.1.4.1. Muestras................................................................................................ 27
7
3.1.5.
Variables. .............................................................................................. 27
3.1.5.1.Medicion de las variables ................................................................................... 27
3.2.
4.
Metodo.............................................................................................................. 28
3.2.1
Método de campo. ................................................................................ 28
3.2.2
Metodología del Laboratorio. ............................................................... 28
3.2.3
Material de la prueba. ........................................................................... 29
3.2.4
Procedimiento. ...................................................................................... 29
3.3
Interpretación de la prueba ............................................................................... 30
3.4
Análisis Estadístico. ......................................................................................... 31
RESULTADOS Y DISCUCIONES ............................................................................ 32
4.1.
Porcentaje de Parvovirus Canino en la Ciudad de Santa Rosa......................... 32
4.2.
Parvovirus Canino de acuerdo a la edad .......................................................... 33
4.3.
Relación de la enfermedad de acuerdo a la raza……………………………....34
4.4.
Porcentaje de parvovirus canino de acuerdo al lugar de procedencia………...34
5.
CONCLUSIONES ........................................................................................................ 37
6.
RECOMENDACIONES……………………………………………………………....38
7.
RESUMEN……………………………………………………………………………..39
8.
SUMARY………………………………………………………………………………40
9.
BIBLIOGRAFÍA.……………………………………………………………………...41
10.
ANEXOS……………………………………………………………………………….45
8
ÍNDICE DE FIGURAS
Tema
Página
Figura 1. Virus del Parvovirus canino
15
Figura 2. Mapa satelital de la ciudad de Santa Rosa
25
Figura 3. Pasos para realizar el test
30
Figura 4. Interpretación de los resultados
30
Figura 5. Mapa epidemiológico de la ciudad de Santa Rosa.
36
9
ÍNDICE DE CUADROS
Tema
Página
Cuadro 1. Porcentaje de parvovirus canino
32
Cuadro 2. Casos positivos y porcentajes de parvovirus de acuerdo a la edad
33
Cuadro 3. Casos positivos y porcentajes de parvovirus canino de acuerdo al sexo
33
Cuadro 4. Casos positivos y porcentajes de parvovirus de acuerdo a la raza
34
Cuadro 5. Casos positivos y porcentajes de parvovirus canino de acuerdo al lugar de
procedencia.
34
10
ÍNDICE DE ANEXOS
Tema
Página
Anexo 1. Paciente diagnosticado con parvovirus canino
46
Anexo 2. Pacientes en tratamiento para el parvovirus canino
47
Anexo 3. Recolección de la muestra en unas de las veterinarias
48
Anexo 4. Test positivo a parvovirus canino
49
Anexo 5. Hoja de registro.
50
11
1.
INTRODUCCIÓN
La siguiente investigación está dirigida a profundizar el tema del temido parvovirus canino,
más conocido como parvo, muchos perros han sido víctimas de esta enfermedad altamente
contagiosa y mortal. Entre las enfermedades infecciosas virales que afectan más comúnmente
el sistema gastrointestinal de los perros, tenemos a las ocasionadas por los Parvovirus,
Coronavirus, Rotavirus, Calcivirus y posiblemente los Astrovirus.
La Parvovirosis es una enfermedad viral que afecta principalmente a los cachorros y se
manifiesta con vómitos muy frecuentes, decaimiento y diarreas severas (con o sin sangre).
Tiene un rápido desenlace fatal en menos de 10 días sin un tratamiento correcto. No obstante,
según la virulencia del parvovirus incluso animales con tratamiento pueden morir.
Debido a que las enfermedades en caninos son muy importantes en las urgencias veterinarias,
deben diagnosticarse y tratarse lo más rápido posible utilizando pruebas de diagnóstico como
el kit rápido para detección de Parvovirus canino que no es más que un inmunoensayo
cromatográfico, utilizado para la detección cualitativa del antígeno de Parvovirus canino en
heces, herramienta excelente para la prognosis, que nos permite un diagnóstico de apoyo para
realizar un tratamiento rápido salvando a los pacientes caninos y aumentando la satisfacción
del cliente debido a la decisión clínica acertada.
Por todo lo antes mencionado se hizo necesario realizar el presente trabajo de investigación el
cual está enfocado en el siguiente objetivo general:
 Diagnóstico de parvovirus canino mediante la prueba de Elisa, en veterinarias de la
ciudad de Santa Rosa.
Objetivos específicos:

Diagnosticar parvovirus canino en animales que presentan problemas gastroentèricos
que asisten a las diferentes clínicas veterinarias de la ciudad de santa rosa mediante la prueba
de ELISA (kit rápido de la prueba CPV/CCV Ag de Anigen).

Determinar el porcentaje de parvovirus canino según la raza, edad, sexo y procedencia
de los animales infectados.
12

Elaborar un mapa epidemiológico del parvovirus canino de acuerdo al lugar de
procedencia de los animales positivos.
13
2. REVISION DE LITERATURA
2.1. DEFINICIÓN DE PARVOVIRUS
Llamada Parvovirosis canina (PVC), parvovirus o simplemente parvo es una infección
causada por un virus sumamente contagioso y que afecta principalmente el tracto
gastrointestinal de los cachorros, perros adultos y otros caninos salvajes.
El parvovirus produce miocarditis en cachorros infectados durante las 2-3 semanas de vida.
Los síntomas más comunes son: vómitos frecuente, acentuada depresión y anorexia,
prolongándose hasta la presentación de la diarrea entre las 24 a 48 horas después de aparecer
vómitos, la materia fecal es abundante y fluida con manchas o hebras de sangre, aunque puede
variar entre ser blanda, pastosa o marcadamente hemorrágica con olor fétido.
En cachorros menores de 2-3 semanas puede sobrevenir la muerte súbita por fallo cardíaco
agudo con dificultad respiratorio o fallo cardíaco sobreagudo con un alto porcentaje de
mortandad espontánea. Siendo esta una enfermedad muy grave y de desenlace rápido, nunca
debe descuidarse su vacunación.
2.2. ETIOLOGÍA
Juárez (1987) expresa que el parvovirus es un virus ADN de un solo filamento, sin cubierta,
que es muy estable y resistente a las condiciones ambientales.
Existen 3 tipos de conocidos que infectan a los perros: parvovirus canino tipo-I (CPV-1),
conocido como el minúsculo virus de los caninos de patogenicidad incierta; el virus canino
adenoasociado, que no parece ser patogénico y el parvovirus canino tipo-2 (CPV-2a y 2b),
que se replica en las células de división rápida particularmente en los tejidos intestinal,
linfático, de la medula ósea y fetal, y es gravemente patógeno. Este virus está estrechamente
relacionado con el virus de la panleucopenia felina y con el virus de la enteritis en el visón
(Hoskins, 2000).
14
El virus de la Parvovirosis canina, es pequeño de 20 nanómetros de diámetro, sin envoltura,
con cápside icosaédrica, posee un DNA mono catenario. Requieren células en división rápida,
para su replicación en el núcleo, lo cual forman cuerpos de inclusión intranucleares. (Murphy.
2006). Tras penetrar una célula, el virón pierde sus cubiertas y su genoma compuesto por
DNA monocatenario, se convierte en DNA bicatenario; gracias a las DNA polimerasas del
núcleo. Después de replicarse, los nuevos virones son liberados por ruptura de la célula.
(Tello. 2009).
Paul et al., (1993) indica que la taxonomía del virus es la siguiente:

Grupo:
II (Virus ADN monocatenario)

Familia:
Parvoviridae

Subfamilia: Parvovirinae

Género:
Parvovirus

Especie:
parvovirus canino
Figura 1: Virus Del Parvovirus Canino
2.3.
EPIDEMIOLOGÍA
En el perro se describen dos tipos de parvovirus, 1 y 2. El parvovirus canino tipo 1 (PVC-1) o
virus diminuto del perro se aisló por primera vez en USA en 1968, desde heces de un perro
15
normal. El PVC- 1 produce infecciones sin signos clínicos. El PVC-2 produce miocarditis y
enteritis fatal. Se detectó por primera vez en cachorros con diarrea en Texas USA, en 1977.
Estudios serológicos retrospectivos parecen indicar que lo más probable es que el primer caso
de Parvovirosis canina se produjo en Grecia en 1974.
A fines de 1978, se empezaron a observar brotes severos de gastroenteritis en perros de USA.
Canadá y Australia, en 1979 se aisló el PVC-2 en la ciudad de México. En Chile el PVC-2 se
aisló y tipificó en 1981. Los primeros casos de enteritis hemorrágica se observaron en el área
sur de Santiago en 1980. Pareciera ser que las infecciones inaparentes en perros pudieron
haber estado presentes por muchos años y que factores, aún no bien determinados,
precipitaron la enfermedad. El virus mutó en la naturaleza y se difundió. También pudo haber
ocurrido una mutación en el laboratorio a nivel del virus atenuado o virulento de la panleucopenia felina (PLF), el parvovirus de la enteritis del visón o de cualquier parvovirus de
felinos, caninos o de la familia Mustelidae, como el mapache o de cualquier otra especie animal. Desde luego ninguna de estas hipótesis ha sido confirmada.
Según R. Marantz (1993), la médico veterinaria Irene McCandish de la Universidad de
Glasgow informaba que 'los pequeños cachorros que le llevaban a su laboratorio,
aparentemente sanos, gordos y en buen estado general, caían de repente muertos a causa de un
infarto'. Los perritos habían estado retozando alegremente sólo unos pocos momentos antes de
quedarse quietos, echarse a temblar y morir. En todos los tejidos del corazón que examino, la
doctora McCandish encontró partículas virales semejantes a las de parvovirus, un virus
diminuto de 25 nm de diámetro, del que anteriormente se creía que solamente infectaba a
visones, mapaches y gatos. Por otra parte, los perros de mayor edad parecían estar
contrayendo una enfermedad muy virulenta con síntomas de diarrea profusa y maloliente,
vómitos y rápida deshidratación; patología que afectaba a la mayoría de los perros,
provocando la muerte a muchos animales en el plazo de 72 horas después de la aparición de
los primeros síntomas.1
1
Patricio Berríos, Facultad de Medicina Veterinaria. Universidad Iberoamericana de Ciencias y Tecnología,
Evolución y epidemiología del parvovirus canino tipo 2.
16
2.4.
RAZAS SUSCEPTIBLES
Se ha observado que tiene mayor riesgo los cachorros que se encuentran entre las seis
semanas y seis meses de edad de las razas Rottweiler, Doberman Pinscher, Pit Bull, Golden
Retriever, Staffordshire, Pastor Alemán y Alaska Malamute, que poseen un mayor
predisposición genética a la infección (Hoskins, 2000).
Álvarez (2011), en su estudio retrospectivo realizado en México, obtuvo que la raza más
afectada fuera el Rottweiler con un porcentaje del 22%, seguida por el Golden Retriever con
un 15%, el Poodle y Chihuahua con un 14%.
2.5.
TRANSMISIÓN
La principal vía de infección es oral. Se han publicado numerosos estudios que demuestran
que la exposición por vía oral de perros susceptibles con materia fecal contaminada, o bien
con filtrados de cultivos de tejido conteniendo parvovirus, da como resultado un cuadro
clínico característico.
Mendoza y Berrios (1981), reconocen a ésta (vía oral), como la principal vía primaria de
infección, por contaminación a través de fecas de animales enfermos, por contacto directo o
por vía indirecta a través de utensilios, hospitales, clínicas y recintos de exposición
contaminados.
Los insectos y los roedores también pueden servir como vectores de jugar un papel importante
en la transmisión de la enfermedad. El período de incubación normal (tiempo de exposición al
virus en la época en que aparecen signos de la enfermedad) es de 7-14 días.
El virus se puede encontrarse días antes en las heces antes de la aparición de los signos
clínicos de la enfermedad y pueden durar de una a dos semanas después de la aparición de la
enfermedad.
Si un cachorro se recupera de la infección por parvovirus será inmune a la reinfección,
probablemente por lo menos veinte meses y posiblemente de por vida. Además, después de la
recuperación no se eliminan virus en las heces.2
2
Lic. Marina Gallo Calderón, Centro de Virología Animal CONICET Fundación Milstein.
17
2.6.
PERÍODO DE INCUBACIÓN
La enfermedad es de incubación rápida y de curso agudo, o sea, el virus mata al animal en los
primeros diez días (Rendón, 2004), si no lo hace, el cachorro forma defensas inmunitarias y
destruye el virus. Si a partir del momento que realiza la primera deposición con sangre, el
cachorro sobrevive 7 días, es muy probable que sobreviva, siendo muy críticos los 4 primeros
días que es cuando, generalmente, se produce el desenlace fatal, si al cuarto día el cachorro
deja de vomitar, camina, empieza a mover la cola, hay esperanzas de que se salve, pero es una
enfermedad muy grave que nunca se sabe ciertamente que va a pasar en esos diez días
(Leppard y Dimmock 2007).
2.7.
PATOGENIA
El virus CPV se replica en varios tejidos linfoides y en el epitelio intestinal de los perros
mientras que el FPV se replica en los tejidos correspondientes en los gatos; sin embargo hay
diferencias en la extensión del desarrollo viral en los tejidos de las dos especies.
La patogénesis de las infecciones por el CPV y por el FPV en perros y en gatos es muy
similar. La vía de entrada y el sitio de la primera replicación se ubican en las células de la
nasofaringe y oro-faringe, así como en las amígdalas y otros tejidos linfoides. Los animales
pueden ser experimentalmente infectados por la mayoría de las rutas parenterales, sin
embargo la vía oral es la ruta natural más frecuente de infección.
El virus se disemina sistémicamente por viremia y después de 1 a 3 días está en las amígdalas,
los nódulos linfáticos retro-faríngeos, el timo y en los nódulos linfáticos mesentéricos.
A los 3 días pos-infección el virus se puede recuperar del tejido linfático asociado al intestino
(las Placas de Peyer). Es importante señalar que la infección de las células de las criptas del
intestino se produce después de la fase de viremia y que no es consecuencia directa de la
presencia de virus ingerido en la luz intestinal.
Los anticuerpos neutralizantes circulantes; por lo tanto, son capaces de minimizar la extensión
de la infección en el epitelio intestinal, pero ellos no previenen la infección, a menos que se
presenten en niveles altos. Este fenómeno tiene importancia durante la vacunación dado que
las vacunas inactivadas pueden prevenir la enfermedad por varios meses pero ellas no
previenen una infección en curso, excepto o salvo por unas pocas semanas post vacunación.
18
Las citoquinas pueden jugar un papel importante en la patogénesis de las infecciones con
CPV / FPV, pero aún no hay informes sobre estudios en esta área. (CE. 1998.)
2.8.
SIGNOS CLÍNICOS
Juárez (2011), manifiesta que el parvovirus canino (CPV) produce 2 formas diferentes de
enfermedad: miocarditis y enteritis. El período de incubación es de tres a ocho días, la
eliminación del virus puede comenzar al tercer día antes del inicio de los signos clínicos.
Los signos clínicos pueden ser variables y dependientes de la edad y del estado de inmunidad
del animal infectado, así como también de la raza susceptible.
En la forma intestinal se encuentra hipertermia entre 40 y 41°C, debilidad, anorexia y emesis.
Aparece una diarrea mucoide a sanguinolenta con un olor a materia fecal y sangre
característico y una severa deshidratación, con pérdida de peso, molestias abdominales y
signos de dolor.
En la forma cardiaca, pueden presentarse algunos signos anteriores, a los que se suman:
disnea, gemidos y arqueo del cuerpo, con muerte súbita; los cachorros son encontrados
generalmente muertos. Una falla cardiaca congestiva puede también ocurrir en cachorros
aparentemente normales desde las 6 semanas hasta los 6 meses de edad (Sherding, 1994; Barr,
1998; Hoskins, 2000).
Los cachorros que padecen la forma cardiaca tienen menos posibilidades de sobrevivir y si se
recuperan quedan secuelas como miocarditis, insuficiencia cardiaca congestiva, intolerancia al
ejercicio, tos y dificultad respiratoria (Wayne, 1999).
2.9.
DIAGNÓSTICO
El buen diagnóstico del parvovirus canino es importante, debido a que se debe considerar que
algunas patologías presentan signos clínicos similares y con etiología diferente, por lo que es
necesaria una historia clínica correcta y profunda (Sherding, 1994; Wayne, 1999; Hoskins,
2000).
Se sospecha infección en perros menores de dos años de edad, principalmente cachorros
(menores de 20 semanas) y con los signos clínicos antes descritos. Varias pruebas de
19
laboratorio se han desarrollado y están disponibles para el diagnóstico viral específico,
además de que son importantes los hallazgos hematológicos, incluyendo leucopenia con
linfopenia. La leucopenia, aunque no encontrada en todos los perros, generalmente es
proporcional a la severidad de la enfermedad, al grado de enfermedad, y al tiempo del
muestreo sanguíneo. La anemia es presente solo si la pérdida de sangre es excesiva (Hoskins,
2000).
Juárez (2011) indica que varias pruebas de laboratorio se han desarrollado y están disponibles
para el diagnóstico viral específico, además de que son importantes los hallazgos
hematológicos, incluyendo leucopenia con linfopenia.
La prueba de hemoaglutinación fecal - inhibición de la hemoaglutinación (HA-HI) es un
método simple y rápido para detectar el virus en materia fecal y en muestras de tejidos. La
prueba de HA es menos sensible que la ME o la prueba de valoración de inmuno absorbencia
ligada a enzimas (ELISA) (Sherding, 1994; Barr, 1998; Hoskins, 2000).
Las pruebas serológicas tienen un valor limitado para el diagnóstico, dado que generalmente
los anticuerpos presentan títulos altos al inicio del cuadro clínico; sin embargo, la prueba
ELISA puede detectar anticuerpos IgM específicos que aparecen en las etapas tempranas de la
infección, desapareciendo entra las 2 y las 3 semanas pos-infección (Dudley, 1998).
Recientemente se ha desarrollado un "Inmunocomb test" semi-cuantitativo. Esta prueba se
efectúa en clínicas o en los laboratorios de diagnóstico; en la cual se detectan anticuerpos
contra parvovirus canino y los títulos se correlacionan bien con los obtenidos mediante la
prueba de HA.
Una sensibilidad aproximadamente 10 veces más alta se puede lograr utilizando la reacción en
cadena de la polimerasa (PCR), pero esta técnica está disponible en pocos laboratorios y ha
sido usada principalmente para investigación (Hoskins, 2000).
Prueba de Inmunohistoquímica. La inmunohistoquímica es importante en el diagnóstico
histopatológico de diversas enfermedades, pues constituye una técnica útil que detecta
antígenos en secciones de tejidos con el uso de anticuerpos específicos marcados, de tal forma
que los sitios de unión sean visibles microscópicamente; es utilizada para el diagnóstico de
enfermedades infecciosas, autoinmunes y neoplásicas. Su utilidad radica en la especificidad
20
de la interacción antígeno-anticuerpo para localizar un marcador particular asociado con un
tejido (Ruiz et al., 2006).
Técnica inmunoabsorbente Ligada a Enzimas en Materia Fecal (ELISA). La prueba
ELISA, también es un método eficaz y de rápido diagnóstico. Esta metodología permite
además detectar anticuerpos IgM, específicos para el parvovirus Tipo 2, los cuales aparecen
en edades tempranas de la infección y desaparece en 2 a 3 semanas después de la enfermedad
(Castillo, et al., 2001). Debido a que este virus posee unión al ácido siálico la prueba de
hemoaglutinación e inhibición de la hemoaglutinación se puede utilizar como método
diagnóstico y se detecta el virus por medio de materia fecal.
2.10. DIAGNOSTICO DIFERENCIAL

Coronavirus

Gastroenteritis hemorrágicas

Hepatitis

Infecciones bacterianas

Enteritis parasitarias (Flores, 1987).
2.11. DATOS DE INVESTIGACIONES ANTERIORES
En la provincia del Oro y en otros países se realizaron investigaciones de CPV, que se
detallan continuación:
 En el Cantón Machala: Ramírez y Espinoza, (2000), la prevalencia fue del 25 %, mediante
la prueba de ELISA (kit rápido de la prueba CPV/CCV Ag de Anigen), mientras Vàsconez,
(2008), obtuvo una prevalencia del 61% con el mismo método, y según Jiménez, (2012),
obtuvo una prevalencia del 26% mediante la prueba de ELISA (kit rápido de la prueba
CPV/CCV Ag de Anigen).todos estos casos analizados de un total de 100 muestras cada uno.
 En al Cantón Pasaje, según Arias (2010), concluyo que existe una prevalencia del 37% de
un total de 100 muestras analizadas, utilizando el test de prueba rápida de Ag Anigen.
 En países vecinos como Colombia según Castillo (2010), concluyó que existe una
prevalencia del 7,1% de un total de 56 muestras analizadas.
 En Uruguay, según Sosa (2009), concluyó que existe una prevalencia del 72,3% de un total
de 47 muestras analizadas.
21
 En México, según Ruiz (2006), concluyó que existe una prevalencia del 76,6% de un total
de 30 muestras analizadas; mientras que Álvarez (2011), obtuvo una prevalencia del 63% con
un total de 77 muestras analizadas.
2.12.
TRATAMIENTO
Como en la gran mayoría de las infecciones víricas, no hay tratamiento específico para el
parvovirus canino, es en base a los signos clínicos y análisis de laboratorio, basado
primeramente en contrarrestar la deshidratación, el desequilibrio electrolítico, la invasión
bacteriana, el vómito y la diarrea intensa. Así también, el correcto uso de medicamentos. La
clave es prevenir el choque hipovolémico, endotóxico y neurogénico (Sherding, 1994;
Hoskins, 2000).
La mayor parte de los perros con diarrea y vómitos debido a una infección de CPV están
deshidratados del 8 al 10 % tal como se evidencia por los ojos hundidos en las órbitas, tiempo
de llenado de los capilares prolongado, membranas mucosas secas, signos de choque
(aumento de la frecuencia cardiaca, pulso débil) y estiramiento de la piel (Barr, 1998).

<5% no detectable, la anamnesis puede sugerir deshidratación.

5% pérdida sensible de la elasticidad cutánea.

6-8% retraso evidente en la vuelta de la piel o a la posición normal, ojos pueden
estar unidos en las órbitas, tiempo de relleno capilar ligeramente prolongado, las
mucosas pueden estar secas.

10-12% el pliegue de la piel se mantiene, prolonga el tiempo de relleno capilar,
los ojos están hundidos en las órbitas, las mucosas están secas, hay signos de
choque (aumento de la frecuencia cardiaca, pulsos débiles).

12-15% signos de choque, colapso y depresión grave; muerte inminente.
Para la severa deshidratación se recomienda el uso de líquido balanceado intravenoso, como
por ejemplo, una solución de lactato de Ringer o una solución de cloruro de sodio al 0,9 %
con dextrosa y potasio agregados. Generalmente están indicados los líquidos que contienen
dextrosa, particularmente en cachorros pequeños. En la mayoría de las veces no hay necesidad
de administrar bicarbonato ó cloruro de amonio para las anormalidades ácido-básicas (Barr,
1998; Hoskins, 2000).
22
Los antieméticos solo se recomiendan cuando persisten los vómitos y los más indicados son
los siguientes: Clorpromacina, Metoclopramida, Proclorperacina, Ondansetron y Granisetron.
El tratamiento antiemético debe limitarse a un periodo no mayor de 36 horas.
2.13.
PREVENCIÓN
La infección del parvovirus en cachorros se previene minimizando la exposición y vacunando
a los animales. Limitar la exposición es un tanto difícil debido a la distribución amplia de la
enfermedad en perros y la persistencia del virus en el medio ambiente. Sería óptimo mantener
aislados a los cachorros para que no tengan contacto con otros perros hasta que se haya
completado el calendario de vacunación; si no es posible un aislamiento estricto, es
conveniente limitar la exposición de los cachorros en las zonas donde se congregan perros y
heces infectadas, además de concientizar al propietario de la importancia de esto (Barr, 1998;
Wayne, 1999; Greene, 2008).
2.14.
VACUNACIÓN
Se recomienda vacunar a partir de la 6-8 semanas de edad, esto dependerá de varios factores,
incluyendo inmunidad materna, estado nutricional y de la salud de la mascota, epidemiología
y otros factores como raza, edad, exposición. La última vacuna de parvovirus de la secuencia
recomendada es cuando la mascota tenga por lo menos 20 semanas para evitar interferencia
por inmunidad pasiva. En razas con predisposición genética se recomienda establecer un
calendario más intensivo. (Lacheretz, 1988; Mac-Donald, 1992).
La única medida eficaz para el control de la mayoría de las enfermedades infecciosas es la
inmunización por medio de la vacunación. Se recomienda un protocolo de vacunación que
incluya refuerzos anuales, esto permite optimizar el nivel de protección inmune y proteger la
mayor parte de la población canina (Adelus. 1992).
No deben de vacunarse mascotas clínicamente enfermas ó con presencia de fiebre. Su sistema
inmune no será lo suficientemente competente, de esta forma el organismo de un animal
desnutrido ó parasitado no responderá correctamente a la vacunación. (Lachretz, 1988; MacDonald, 1992).
23
2.15.
HIGIENE
Hasta que el cachorrito haya recibido la serie completa de vacunaciones, los dueños deben ser
muy precavidos y no deben permitir que su perrito tenga contacto con material fecal de otros
cachorritos o cuando camina por las calles de la ciudad. Siempre se debe evitar el contacto
con perros enfermos y sus alojamientos.
En resumen, no se debe permitir que un cachorro o perro adulto tenga contacto con material
fecal de otros perros cuando camina en el parque, lugares de recreo, o cuando camina en las
calles de la ciudad. Siempre es recomendable disponer de una manera apropiada y con rapidez
de las heces como una forma para limitar la propagación del parvovirus canino.3
3
((Mohanty y Dutta s.f.)
24
3. MATERIALES Y MÉTODOS.
3.1.
MATERIALES
3.1.1. UBICACIÓN
La presente investigación se realizó en la Ciudad Santa Rosa, provincia de El Oro.
a) Límites:

Norte: Océano Pacífico, Machala y Pasaje.

Sur: Cantón de Huaquillas, Arenillas y Piñas.

Este: Cantón de Pasaje y Atahualpa.

Oeste: Océano Pacífico y el cantón Arenillas.
Figura 2. Mapa Satelital de la ciudad de Santa Rosa
b) Coordenadas geográficas
UTM PSA (Datum provisional de America del sur 56) zona 17 sur.
c) Superficie: 944.41 km²
d) Altitud: 13 msnm
25
e) Temperatura promedio: 26-30oC
f) Altitud: de 0 a 1250m.s.n.m
g) Superficie: 944.41 Km2
3.1.2. POBLACIÓN Y MUESTRA.
El presente trabajo de investigación se lo realizó en la Ciudad de Santa Rosa. Para determinar
el número de muestras que se tomó, primero se calculó la población canina de la Cuidad de
Santa Rosa dando un estimado de 7000 caninos y por lo que se tomó una muestra de 100
animales los cuales presentaron signos de la enfermedad.
Las muestras tomadas en las que se realizó la prueba fueron las heces frescas, las cuales se
obtuvieron de los animales que llegaron a las diferentes clínicas en donde se realizó la
investigación.
3.1.3. TIPO DE INVESTIGACIÓN.
La siguiente investigación es de tipo descriptivo, su objetivo es la recolección de datos, la
predicción e identificación de las relaciones que existen entre dos o más variables llegando a
conocer las situaciones, costumbres y actitudes predominantes a través de la descripción
exacta de las actividades, objetos, procesos y personas.
3.1.4. EQUIPOS Y MATERIALES.

Mandil.

Mascarillas.

Guantes.

Cajas para muestras de heces.

Prueba rápida (CPV/CCV Ag de Anigen).

Hisopos recolectores de muestras.

Cámara digital.

Hojas de registro diario.
26
3.1.4.1.
MUESTRAS

Heces caninas
3.1.5. VARIABLES.
Las variables que se tomaron en cuenta en la investigación fueron las siguientes:

Positividad de los animales

Edad

Sexo

Raza

Procedencia
3.1.5.1. MEDICION DE LAS VARIABLES
Positividad de los animales a la prueba: variable cualitativa que considera la respuesta
serológica a la prueba de Parvovirus canino y se la midió como:

Positivo.

Negativo.
Edad de los animales: variable cuantitativa expresada en meses de vida del animal desde su
nacimiento hasta la fecha en que se realizó la prueba y se la midió dividiéndola a los animales
en las siguientes categorías:

Cero a seis meses.

Seis a doce meses.

Doce meses en adelante.
Sexo de los animales: Variable cualitativa que considera el género de los animales y se lo
midió dividiéndolos en:

Hembra.

Macho.
Razas de los animales: variable cualitativa que considera el pedigrí del animal y se la midió
dividiéndolas en:
27

Mestizos.

Raza pura.
Procedencia de los animales: variable cualitativa que estableció el lugar de procedencia de
los animales a nivel barrial de la Ciudad de Santa Rosa las cuales son:

Barrio Amazonas.

Barrio 29 de Noviembre.

Barrio 15 de Octubre.

Barrio Helechos.

Barrio El Nazareno.

Barrio 1ro de Enero.

Barrio Central.
3.2.
METODO
3.2.1
MÉTODO DE CAMPO.
El trabajo de campo o toma de muestras se realizó en las diferentes clínicas: Cat-Dog, San
Bernardo, Qui-Bel, Bóxer, Dr. Vargas, donde se tomó las muestras de heces de los animales
(100 animales) que presentaron problemas gastroentéricos, para identificar a los caninos se
elaboraran hojas de registro, en las cuales se escribieron los datos del canino a examinarse,
para el diagnóstico se utilizó el “Kit rápido para detección de antígeno de Parvovirus canino.
3.2.2
METODOLOGÍA DEL LABORATORIO.
La técnica que fue utilizada para el diagnóstico del Parvovirus canino fue una prueba rápida
de CPV/CCV Ag de Anigen que es un inmuno-ensayo cromatográfico para la detección del
antígeno de Parvovirus canino y coronavirus canino en muestras de heces.
La prueba de CPUV/CCV en su superficie presentan las letras de “T” y “C” que presentan las
líneas de trabajo y control respectivamente. Estas líneas no son visibles en las ventanas del
resultado antes de aplicar la muestra de heces.
28
Los anticuerpos de parvovirus y coronavirus canino especialmente seleccionados se utilizan
en esta prueba como materiales de captura y detección, los mismo que hacen que esta prueba
rápida identificar el antígeno de parvovirus y coronavirus en heces en alto grado de exactitud.
Este test rápido puede ser almacenado a temperatura ambiente (2-30ºc) o ser refrigerados.
Esta prueba es estable hasta la fecha de vencimiento impresa en la etiqueta del paquete.
3.2.3
3.2.4
MATERIAL DE LA PRUEBA.

Prueba rápida de CPV/CCV Ag de Anigen.

Tubos que contiene el diluyente para el análisis

Hisopos recolectores de muestras.

Cuenta gotas
PROCEDIMIENTO.

Se recogieron las muestras de heces usando los hisopos recolectores de muestra.

Introducimos el hisopo en el tubo de 1ml de diluyente del análisis ponga la tapa de la
botella y apriete con seguridad, agite la muestra hasta mezclarla homogéneamente.
Evitar que se forme espuma.

Extraemos el cassette de su empaque metalizado. Sostenemos la botella de la muestra
en posición vertical sobre la ranura de muestra que se encuentra en el cassette,
depositar tres gotas (120-150 µl.) de muestra diluida.

Si existiesen partículas fecales de gran tamaño espere un minuto hasta que estas se
sedimenten y luego tomar una muestra del sobrenadante.

Cuando la prueba comience a trabajar, se observará movimiento de color púrpura en la
ventana del resultado en el centro del dispositivo.

Leemos los resultados esperando entre 5-10 minutos. No se leerán resultados después
de los veinte minutos.
29
Figura 3. Pasos para la realización del test.
3.3
INTERPRETACIÓN DE LA PRUEBA

RESULTADOS POSITIVOS: Una banda distintiva purpura aparecerá en la
región “T” en adición a la línea que debe aparecen en la región de control “C” se
considera positivo.

RESULTADO NEGATIVO: Al no apreciarse la aparición de ningún tipo de
línea en la zona “T” y la aparición de la línea de control en la zona “C” el
resultado se considera negativo.

INVÁLIDO: Al no aparecer la línea de control en la zona “C” después de haber
esperado 15 min. De haberse agregado la muestra.
Figura 4. Interpretación de los resultados.
30
3.4
ANÁLISIS ESTADÍSTICO.
En la presente investigación se demostró la prevalencia de la enfermedad mediante la
siguiente ecuación:
31
4. RESULTADOS Y DISCUCIONES
4.1. PORCENTAJE DE PARVOVIRUS CANINO EN LA CIUDAD DE
SANTA ROSA
CUADRO 1. Porcentaje de Parvovirus canino en la Ciudad de Santa Rosa, durante el año
2014.
Animales
Investigados
Positivos
%
Positivos.
19
19
.
En la ciudad de Santa Rosa (2014), se obtuvo un valor del 19%, el cual es muy inferior al
obtenido por Jiménez (2011) en la ciudad de Huaquillas, el cual obtuvo como resultado el
26%. Aunque que por otro lado se lo puede comparar con el trabajo realizado por Vàsconez
(2008) que realizó obteniendo el 61%, mientras que Ramírez (2000) obtuvo un 25% en la
ciudad de Machala el cual es el más aproximado al obtenido en la ciudad de Santa Rosa, por
otro lado tenemos otra investigación que la realizo Arias (2010) obtuvo el 35% en la ciudad
de pasaje.
En otros estudios realizados en varios países el porcentaje obtenido fue superior como el
realizado en México por Álvarez (2011) en su estudio serológico de enfermedades virales en
los animales domésticos de riesgo para felinos silvestres en áreas naturales protegidas en el
estado de Nayarit, en el obtuvo un 63% de parvovirus canino en 77 casos evaluados.
Según Sosa (2009) en su estudio de la diversidad del Parvovirus canino tipo 2 (CPV-2)
mediante al análisis de repetidos en el genoma viral que realizó en Uruguay obtuvo un 72,3%
de positividad en 47 muestras analizadas.
32
Ruiz et al., (2006) manifiesta que en su trabajo titulado Diagnostico de Parvovirus canino por
inmunohistoquímica en perros domésticos en México obtuvo un 76.67% en 30 casos
analizados.
4.2. PARVOVIRUS CANINO DE ACUERDO A LA EDAD.
CUADRO 2. Casos positivos y porcentaje de Parvovirus canino de acuerdo a la edad en
los animales investigados
Animales
Edad en meses
Investigados
Positivos.
% (positivos)
0-6
77
14
73.6 %
6 - 12
19
4
21.1 %
+ 12
4
1
5.3 %
Total.
100
19
100 %
De lo expuesto anteriormente se concluye, que la prevalencia en pacientes investigados de 0 –
6 meses es del 73.6% mientras que en la edad de 6 – 12 meses es del 21.1% y en la de 12
meses es del 5.3%
4.3. RELACIÓN DE LA ENFERMEDAD DE ACUERDO AL SEXO
CUADRO 3. Casos positivos y porcentaje de parvovirus canino de acuerdo al sexo del
animal.
Animales
Sexo
Investigados.
Positivos.
% (positivos)
Machos.
34
6
31.6 %
Hembras.
66
13
68.4 %
Total.
100
19
100 %
33
Como podemos apreciar del total de pacientes de 100 muestras, de estas solo 19 corresponden
a casos positivos cuya prevalencia es del 31.6% para los machos y 68.4% para las hembras.
4.4. RELACION DE LA ENFERMEDAD DE ACUERDO A LA RAZA.
CUADRO 4. Porcentaje de parvovirus canino de acuerdo a la raza.
Animales.
Razas
% (positivos)
investigados
positivos
Mestizo.
58
14
73.7 %
Otros.
42
5
26.3 %
Total.
100
19
100%
Como preciamos en el grafico l la prevalencia en pacientes de raza representan el 26.3%,
mientras que los pacientes mestizos están representados por el 73.7%.
4.5. PORCENTAJE DE PARVOVIRUS CANINO DE ACUERDO AL
LUGAR DE PROCEDENCIA
CUADRO 5. Casos positivos y porcentaje de parvovirus canino de acuerdo al lugar de
procedencia.
Animales
Procedencia
(Barrio)
Investigados.
Positivos.
Amazonas.
19
4
21%
29 de Noviembre.
16
1
5.3%
15 de Octubre.
13
3
15.8%
El Nazareno.
11
2
10.5%
Los Helechos.
11
0
0%
1ro de Enero.
12
3
15.8%
Central.
18
6
31.6%
100
19
100%
Total.
%
34
En este grafico se representa el porcentaje de los animales analizados por procedencia,
teniendo como prevalencias los siguientes porcentajes en el B. Amazonas el 21%, B. 29 de
Noviembre el 5.3%, B. 15 de Octubre el 15.8%, B. el Nazareno el 10.5%, B. Los Helechos el
0%, B. 1ro de Enero el 15.8% y el B. Central el 31.6%.
35
MAPA EPIDEMIOLÓGICO DE LA CIUDAD DE SANTA ROSA
En la siguiente figura se muestra el mapa epidemiológico de la Ciudad de Santa Rosa dividido
en siete parroquias urbanas, con la distribución de parvovirus canino en los animales positivos
de acuerdo a la procedencia.
CASOS POSITIVOS
B. Amazonas.
B. 29 de Noviembre.
B. 15 de Octubre.
B. El Nazareno.
B. Los Helechos.
B. 1ro de Enero.
B. Central.
Figura 5. Mapa epidemiológico de la ciudad de Santa Rosa.
36
5. CONCLUSIONES
 De los 19 casos positivos 14 canes tenían una edad comprendida de entre 0–6 meses, 4 de
6–12 meses y 1 caso de paciente mayor de12 meses.
 Según el mapa epidemiológico, 19 casos son positivos de los cuales 8 son de raza pura
procedentes del Barrio Central de esta ciudad.
 De acuerdo a datos de investigaciones realizadas en años anteriores la prevalencia de
parvovirus canino en otras ciudades como Machala y Pasaje existía una prevalencia
mayor en comparación con el estudio realizado en la ciudad de Santa.
37
6. RECOMENDACIONES.
 No permita que su cachorrito o perro adulto tenga contacto con material fecal de otros
perros cuando camina en el parque, lugares de recreo, o cuando camina en las calles de la
ciudad. Siempre es recomendable disponer de una manera apropiada y con rapidez de las
heces como una forma para limitar la propagación del parvovirus canino.
 Remueva los desechos sólidos (heces, pelaje, etc.).
 Completamente desinfecte todos los utensilios de aseo.
 La vacunación y la buena higiene son componentes de suma importancia en la prevención
del parvovirus canino.
38
7. RESUMEN
El Objetivo de este Trabajo de investigación fue el de Diagnosticar el Parvovirus Canino
mediante la Prueba de Elisa, en Veterinarias de la Ciudad de Santa Rosa, provincia
del Oro, con el fin de determinar la prevalencia del parvovirus canino en ésta ciudad.
Para ello se realizó un análisis situacional en el cual se evidencio la falta de
humanidad. En ésta investigación constan normas y procedimientos documentados
que permitan el control adecuado de nuestras mascotas.
Mediante la utilización de métodos estadísticos se conocieron los porcentajes de las
principales relaciones de prevalencia de acuerdo a la raza, sexo, edad y procedencia,
esta investigación se realizó desde diciembre 2013 hasta mayo 2014 donde se
plantearon los siguientes objetivos:
1. Diagnosticar parvovirus canino en animales que presentan problemas gastroentèricos que
asisten a las diferentes clínicas veterinarias de la ciudad de Santa Rosa mediante la
prueba de ELISA (kit rápido de la prueba CPV/CCV Ag de Anigen). 2. Determinar
el porcentaje de parvovirus canino según la raza, edad, sexo y procedencia de los
animales infectados. 3. Elaborar un mapa epidemiológico del parvovirus canino de
acuerdo al lugar de procedencia de los animales positivos. Se investigó una muestra
de 100 perros sospechosos a parvovirus canino que fueron tomadas de las diferentes
clínicas de la ciudad de Santa Rosa, considerando el sexo, raza, edad y procedencia.
El método utilizado fue la prueba rápida de CPC/CCV Ag de Anigen, donde se
obtuvo la prevalencia del 19%.
39
8. SUMMARY
The objective of this research was to Diagnose Canine Parvovirus by Elisa Test in the
Veterinary of Santa Rosa city, El Oro province, in order to determine the prevalence
of canine parvovirus in this city in the analysis, in which inhumanity was evident
performed. In this research consist standards and documented procedures to
adequately control of our pets.
Using statistical methods, the percentages of the main relationships of prevalence according to
race, sex, age and origin were known. This research was conducted from December
2013 to May 2014 with the following objectives:
1. Diagnosing canine parvovirus in animals with gastroenteric problems attending different
veterinary clinics in the city of Santa Rosa with by ELISA (kit fast CPV / CCV Ag
test Anigen). 2. Determine the percentage of canine parvovirus by race, age, gender
and origin of the infected animals. 3. Develop an epidemiological map of the canine
parvovirus according to the place of origin of positive animals. A sample of 100
suspects canine parvovirus dogs that were taken from different clinics in the city of
Santa Rosa, considering sex, race, age and origin was investigated. The method used
was the rapid test CPC / CCV Ag Anigen, where the prevalence of 19% was
obtained.
40
9. BIBLIOGRAFÍA.
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Domésticos de Riego para Felinos Silvestres en Áreas Naturales Protegidas en el
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41
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42
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43
44
PACIENTE DISGNOSTICADOS CON PARVOVIRUS CANINO
45
PACIENTES EN TRATAMIENTO PARA EL PARVOVIRUS CANINO
46
RECOLECCION DE LA MUESTRA EN UNAS DE LAS VETERINARIAS
47
TEST POSITIVO A PARVOVIRUS CANINO
48
HOJA DE REGISTRO
Nº de
Casos
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
28
29
30
31
32
Fecha de
Recepción
Día Mes
Año
2
2
3
7
10
11
14
3
3
6
6
8
9
11
13
16
16
18
20
22
23
25
27
31
3
3
6
8
8
10
10
11
2013
2013
2013
2013
2013
2013
2013
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
2014
DIC
DIC
DIC
DIC
DIC
DIC
DIC
ENE
ENE
ENE
ENE
ENE
ENE
ENE
ENE
ENE
ENE
ENE
ENE
ENE
ENE
ENE
ENE
ENE
FEB
FEB
FEB
FEB
FEB
FEB
FEB
FEB
Edad (Meses).
0-6
6 a 12 12
Sexo.
Hembra Macho Mestizo
7
1
2
2
4
2
3
3
4
4
X
X
X
El
Helechos.
Nazareno.
1ro de
Enero.
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
+
X
X
X
Central.
X
X
X
X
X
X
X
X
15 de
Octubre.
X
X
X
8
29 de
Noviembre.
Resultado.
X
X
X
5
4
Otros Amazonas
X
X
5
4
Procedencia. (Barrio)
X
X
X
7
3
4
3
2
3
2
3
4
3
4
5
2
5
6
3
Raza.
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
X
49
33
34
35
36
37
38
39
40
41
42
43
44
45
46
47
48
49
50
51
52
53
54
55
56
57
58
59
60
61
62
63
64
65
66
67
68
69
70
71
12
12
13
14
17
19
19
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Anexo: Resultados generales de los análisis realizados a los 100 caninos objeto de esta investigación. Fuente: Resultados de los análisis de la investigación de campo.
Elaborado por: Teresa Tandazo J.
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