Download estudio de los mecanismos genéticos implicados en la variabilidad

Tesis de Maestría
PEDECIBA
Opción Microbiología
Título: “ESTUDIO DE LOS MECANISMOS GENÉTICOS
IMPLICADOS EN LA VARIABILIDAD DEL VIRUS CAUSANTE
DEL ECTIMA CONTAGIOSO EN OVINOS”
Lic. Natalia Olivero
Orientador: Dra. Mabel Berois
Sección Virología - Facultad de Ciencias - Universidad de la
República
Montevideo 2012
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Resumen
El Ectima Contagioso (EC) es una enfermedad de origen viral de la piel y mucosas que afecta
principalmente a ovinos, y caprinos, y en ciertas condiciones al hombre. Si bien la enfermedad es
relativamente benigna, su presencia en el rebaño supone pérdidas económicas importantes y
actualmente es considerada una zoonosis de distribución mundial. El agente etiológico causante del
EC, es el virus Orf (ORFV), el cual pertenece al género Parapoxvirus, dentro de la familia Poxviridae.
Posee un genoma ADN doble hebra lineal de aproximadamente 135.000 pares de bases, con una
región central conservada entre los diferentes Parapoxvirus y dos regiones terminales variables,
donde se localizan genes asociados a la virulencia, patogénesis, tropismo y moduladores de
respuesta inmune.
El EC está ampliamente distribuido en nuestro país, y hasta el año 2008 su diagnóstico era
clínico y la única evidencia de la presencia del virus fue reportada por microscopía electrónica
(MET). En nuestro país, si bien existe vacunación, en el año 2007 coincidente con la introducción
temporal de una vacuna extranjera a virus vivo, se reportaron un alto número de casos de animales
afectados en rebaños previamente vacunados; lo que llevó a plantear la interrogante del
surgimiento de estas infecciones. En base a estudios llevados a cabo en ese momento en nuestro
laboratorio, se evidenció la diversidad genómica de las cepas del ORFV circulantes en Uruguay,
reflejada a nivel de cambios puntuales en el genoma.
El objetivo principal de este trabajo fue profundizar en los mecanismos que este virus
emplea para aportar variabilidad a su genoma, mediante la caracterización a nivel genómico de las
cepas circulantes en el país y las vacunales. Así mismo, se buscó aislar al virus en cultivo celular a fin
de conocer su comportamiento in vitro. En este trabajo diez cepas de EC de origen ovino
pertenecientes a muestras de campo y vacunales fueron caracterizadas por una combinación de
métodos, que incluyen: MET, análisis de polimorfismos en el largo de los fragmentos de restricción
(RFLP), hibridación con sondas específicas, amplificación de genes específicos por PCR y
secuenciación.
Los resultados obtenidos aportaron información sobre las cepas estudiadas, y se vió que a
pesar de ser ORFV un virus ADN, los resultados revelaron suficiente variabilidad. El análisis del
genoma viral por RFLP mostró heterogeneidad entre las cepas analizadas, observando perfiles de
restricción semejantes a los descriptos para cepas Brasileras, de América del Norte y Nueva Zelanda.
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Se pudo determinar además, que el ORFV emplea el mecanismo de deleciones/inserciones
de pocos nucleótidos para aportar variabilidad a su genoma. El resultado del análisis de hibridación
con sondas específicas fue un indicio de que el gen ORF132 que codifica para el factor de virulencia
VEGF-E estaría duplicado dentro del genoma de la cepa vacunal URU13. A partir del estudio in vitro
de las cepas vacunales URU13 y URU08 se pudo ver que ambas cepas se comportan de manera
diferente, al menos en las líneas celulares utilizadas.
El hecho de que la enfermedad producida por ORFV sea endémica en todo el mundo nos
lleva a requerir una caracterización más precisa de las cepas virales circulantes en el país,
proporcionando datos de variación genética y su relación en la patogenia y respuesta inmune.
Siendo una línea de investigación de la cual hay pocos antecedentes de trabajo en nuestro país,
abordar la caracterización del genoma de las cepas vacunales y de campo, nos permitió aportar
conocimiento sobre los mecanismos de variabilidad de ORFV.
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Abreviaturas
aá
BPSV
CAM
CEF
dNTP
dpi
EC
ECP
EDTA
EEV
ETOH
FITC
GFP
IL-10
IMV
Indels
ITR
IV
Kb
kDa
M
ME
MET
mM
MVA
ºC
ORF
ORFV
pb
PCPV
PCR
RFLP
rpm
SFB
TBE
UFP
UV
VACV
VARV
VEGF-E
g
L
M
Aminoácido
Virus de la estomatitis papular bovina
Membrana corialantoidea
Fibroblastos de embrión de pollo
Desoxinucleótidos trifosfato
Días post infección
Ectima contagioso
Efecto citopático
Ácido etilendiaminotetracético
Virión envuelto extracelular
Etanol
wt
Cepa Salvaje
Fluoresceína-5-isotiocianato
Proteína verde fluorescente
Interleuquina -10
Virión intracelular maduro
Inserción/deleción
Repeticiones terminales invertidas
Virión inmaduro
Kilobase
Kilodalton
Molar
Microscopio electrónico
Microscopía electrónica de transmisión
Milimolar
Virus Vaccinia Ankara Modificado
Grado Celsius
Marco de lectura abierto
Parapoxvirus ovis
Pares de bases
Virus de la pseudo viruela bovina
Reacción en cadena de la polimerasa
Polimorfismos en el largo de los fragmentos de restricción
Revoluciones por minuto
Suero fetal bovino
Tampón Tris-borato-EDTA
Unidades Formadoras de Placa
Ultravioleta
Virus Vaccinia versión vacunal
Virus de la Viruela
Factor de crecimiento vascular endotelial
Microgramo
Microlitro
Micromolar
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1. Introducción ...................................................................................................................... 10
1.1 Generalidades del género Parapoxvirus y el virus Orf ........................................................... 11
1.1.1 Taxonomía y rango de huésped ............................................................................................ 11
1.1.2 Morfología y ciclo replicativo ............................................................................................... 12
1.1.3 Organización genómica ........................................................................................................ 15
1.1.4 Mecanismo de replicación y expresión génica...................................................................... 17
1.2 Mecanismos genéticos implicados en la variabilidad de ORFV. ............................................ 18
1.2.1 Reordenamientos genómicos ............................................................................................... 18
1.2.2 Mutaciones puntuales .......................................................................................................... 23
1.2.3 Mecanismos de atenuación .................................................................................................. 26
1.3 La enfermedad Ectima Contagioso ........................................................................................ 27
1.3.1 Lesiones y mecanismos de transmisión ................................................................................ 28
1.3.2 Profilaxis e impacto socio-económico ................................................................................... 31
1.3.3 Epidemiología ....................................................................................................................... 33
1.4 Respuesta inmune .................................................................................................................. 35
1.4.1 Aspectos generales de la respuesta inmune ......................................................................... 35
1.4.2 Genes asociados a la virulencia e inmunomoduladores del huésped. .................................. 37
2. Antecedentes e hipótesis de trabajo................................................................................... 44
3. Objetivos ........................................................................................................................... 47
3.1 Objetivo General .................................................................................................................... 48
3.2 Objetivos Específicos ............................................................................................................... 48
4. Materiales y Métodos ........................................................................................................ 49
4.1 Muestras................................................................................................................................. 50
4.2 Líneas celulares ...................................................................................................................... 51
4.3 Aislamiento viral en líneas celulares ...................................................................................... 51
4.4 Infección y cosecha de membranas corioalantoideas de huevos embrionados.................... 53
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4.5 Transfección transitoria de células infectadas con ORFV ...................................................... 54
4.7 Purificación de partículas virales ............................................................................................ 56
4.8 Extracción de ADN .................................................................................................................. 56
4.8.1 Extracción de ADN a partir de cultivos de células................................................................. 56
4.8.2 Extracción de ADN íntegro a partir de partículas virales ...................................................... 58
4.9 Diseño de oligonucleótidos .................................................................................................... 59
4.10 Amplificación por PCR .......................................................................................................... 59
4.11 Análisis de RFLP .................................................................................................................... 60
4.12 Análisis de Southern Blot ..................................................................................................... 60
4.13 Clonaje de fragmentos genómicos en el plásmido pJET1.2 ................................................. 64
4.14 Microscopía electrónica de transmisión .............................................................................. 65
4.15 Secuenciación ....................................................................................................................... 65
5. Resultados ......................................................................................................................... 66
5.1. Purificación de partículas de ORFV. ...................................................................................... 67
5.2. Extracción del genoma viral íntegro de las cepas de ORFV de campo y presentes en la
vacuna. ......................................................................................................................................... 68
5.3. Caracterización molecular de cepas de ORFV Uruguayas mediante RFLP. Determinación del
tamaño del genoma de las cepas analizadas. .............................................................................. 68
5.4 Análisis por Southern Blot del genoma de las cepas de ORF Uruguayas. .............................. 73
5.5 Indels como un mecanismo empleado por ORFV para aportar variabilidad en el genoma. . 79
5.5 Caracterización molecular de los factores de virulencia dUTPasa y VEGF-E del ORFV.......... 82
5.7 Aislar el ORFV en cultivo celular............................................................................................. 85
5.7.1 Infección y cosecha de membranas corioalantoideas de huevos embrionados ................... 85
5.7.2 Aislamiento en líneas celulares ............................................................................................. 86
5.7.3 Visualización de la presencia del virus dentro de la célula ................................................... 92
6. Discusión ........................................................................................................................... 94
6.1 Purificación de partículas y extracción del genoma íntegro de ORFV. .................................. 95
6.2 Mecanismos genéticos implicados en la variabilidad de ORFV. ............................................ 97
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6.3 Aislamiento viral ................................................................................................................... 107
7. Conclusiones y perspectivas .............................................................................................. 110
8. Bibliografía ....................................................................................................................... 113
Página | 9
8. Bibliografía
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
10.
11.
12.
13.
14.
15.
Knipe, David M.; Howley, Peter M. Fields Virology, 5th Edition. Lippincott Williams and
Wilkins 2007.
International Committee on Taxonomy of Viruses (ICTV). 2011.
Tórtora JL: Ectima contagioso de ovinos y caprinos. Ciencia Veterinaria 1987.
CDC: Human ORF virus infection from household exposures - United States, 2009-2011.
MMWR Morb Mortal Wkly Rep 2012, 61:245-248.
SJ Flint, LW Enquist, VR Racaniello & AM Skalka. Principles of Virology-Molecular
Biology, Pathogenesis, and Control of Animal virus. 2nd Edition. American Society of
Microbiology. 2004
Mercer AA, Ueda N, Friederichs SM, Hofmann K, Fraser KM, Bateman T, Fleming SB:
Comparative analysis of genome sequences of three isolates of Orf virus reveals
unexpected sequence variation. Virus Res 2006, 116:146-158.
James H. Strauss, Ellen G. Strauss. Viruses and Human Disease. 7nd Edition. Academic
Press, London. 2008.
Spehner D, De Carlo S, Drillien R, Weiland F, Mildner K, Hanau D, Rziha HJ: Appearance
of the bona fide spiral tubule of ORF virus is dependent on an intact 10-kilodalton viral
protein. J Virol 2004, 78:8085-8093.
Sofía Gonzales Gallando ARR, Jorge L. Tórtora Pérez, Eliseo M. Hernández Baumgarten:
Caracterización Antigénica de cepas de virus de Ectima contagioso (ORF), sus
interacciones y sus relaciones con parapoxvirus bovinos en México. Veterinaria México
2000, 31:33-38.
Tan JL, Ueda N, Heath D, Mercer AA, Fleming SB: Development of orf virus as a
bifunctional recombinant vaccine: surface display of Echinococcus granulosus antigen
EG95 by fusion to membrane structural proteins. Vaccine 2011, 30:398-406.
Delhon G, Tulman ER, Afonso CL, Lu Z, de la Concha-Bermejillo A, Lehmkuhl HD, Piccone
ME, Kutish GF, Rock DL: Genomes of the parapoxviruses ORF virus and bovine papular
stomatitis virus. J Virol 2004, 78:168-177.
Hyun JK, Coulibaly F, Turner AP, Baker EN, Mercer AA, Mitra AK: The structure of a
putative scaffolding protein of immature poxvirus particles as determined by electron
microscopy suggests similarity with capsid proteins of large icosahedral DNA viruses. J
Virol 2007, 81:11075-11083.
Harrison SC, Alberts B, Ehrenfeld E, Enquist L, Fineberg H, McKnight SL, Moss B,
O'Donnell M, Ploegh H, Schmid SL, et al: Discovery of antivirals against smallpox. Proc
Natl Acad Sci U S A 2004, 101:11178-11192.
Balassu TC, Robinson AJ: Orf virus replication in bovine testis cells: kinetics of viral DNA,
polypeptide, and infectious virus production and analysis of virion polypeptides. Arch
Virol 1987, 97:267-281.
Mercer AA, Fraser K, Barns G, Robinson AJ: The structure and cloning of orf virus DNA.
Virology 1987, 157:1-12.
Página | 113
16.
17.
18.
19.
20.
21.
22.
23.
24.
25.
26.
27.
28.
29.
30.
31.
32.
Coulson D, Upton C: Characterization of indels in poxvirus genomes. Virus Genes 2011,
42:171-177.
Mercer AA, Fleming SB, Ueda N: F-box-like domains are present in most poxvirus
ankyrin repeat proteins. Virus Genes 2005, 31:127-133.
Isaacs SN (Ed.). Vaccinia Virus and Poxvirology. Methods and Protocols; 2010.
Cottone R, Buttner M, Bauer B, Henkel M, Hettich E, Rziha HJ: Analysis of genomic
rearrangement and subsequent gene deletion of the attenuated Orf virus strain D1701.
Virus Res 1998, 56:53-67.
Fleming SB, Lyttle DJ, Sullivan JT, Mercer AA, Robinson AJ: Genomic analysis of a
transposition-deletion variant of orf virus reveals a 3.3 kbp region of non-essential DNA.
J Gen Virol 1995, 76 ( Pt 12):2969-2978.
McInnes CJ, Wood AR, Nettleton PE, Gilray JA: Genomic comparison of an avirulent
strain of Orf virus with that of a virulent wild type isolate reveals that the Orf virus G2L
gene is non-essential for replication. Virus Genes 2001, 22:141-150.
Rziha H, Henkel M, Cottone R, Bauer B, Auge U, Gotz F, Pfaff E, Rottgen M, Dehio C,
Buttner M: Generation of recombinant parapoxviruses: non-essential genes suitable for
insertion and expression of foreign genes. J Biotechnol 2000, 83:137-145.
Rziha HJ, Henkel M, Cottone R, Meyer M, Dehio C, Buttner M: Parapoxviruses: potential
alternative vectors for directing the immune response in permissive and non-permissive
hosts. J Biotechnol 1999, 73:235-242.
Kotwal GJ, Moss B: Analysis of a large cluster of nonessential genes deleted from a
vaccinia virus terminal transposition mutant. Virology 1988, 167:524-537.
Bloom DC, Edwards KM, Hager C, Moyer RW: Identification and characterization of two
nonessential regions of the rabbitpox virus genome involved in virulence. J Virol 1991,
65:1530-1542.
Dimier J, Ferrier-Rembert A, Pradeau-Aubreton K, Hebben M, Spehner D, Favier AL,
Gratier D, Garin D, Crance JM, Drillien R: Deletion of major nonessential genomic
regions in the vaccinia virus Lister strain enhances attenuation without altering vaccine
efficacy in mice. J Virol, 85:5016-5026.
Hautaniemi M, Vaccari F, Scagliarini A, Laaksonen S, Huovilainen A, McInnes CJ: Analysis
of deletion within the reindeer pseudocowpoxvirus genome. Virus Res 2011, 160:326332.
Hautaniemi M, Ueda N, Tuimala J, Mercer AA, Lahdenpera J, McInnes CJ: The genome of
pseudocowpoxvirus: comparison of a reindeer isolate and a reference strain. J Gen Virol
2010, 91:1560-1576.
Buttner M, Rziha HJ: Parapoxviruses: from the lesion to the viral genome. J Vet Med B
Infect Dis Vet Public Health 2002, 49:7-16.
Mercer AA, Fraser KM, Esposito JJ: Gene homology between orf virus and smallpox
variola virus. Virus Genes 1996, 13:175-178.
Cottone R, Buttner M, McInnes CJ, Wood AR, Rziha HJ: Orf virus encodes a functional
dUTPase gene. J Gen Virol 2002, 83:1043-1048.
Sonnberg S, Seet BT, Pawson T, Fleming SB, Mercer AA: Poxvirus ankyrin repeat
proteins are a unique class of F-box proteins that associate with cellular SCF1 ubiquitin
ligase complexes. Proc Natl Acad Sci U S A 2008, 105:10955-10960.
Página | 114
33.
34.
35.
36.
37.
38.
39.
40.
41.
42.
43.
44.
45.
46.
47.
48.
49.
50.
51.
52.
Valderrama F, Cordeiro JV, Schleich S, Frischknecht F, Way M: Vaccinia virus-induced cell
motility requires F11L-mediated inhibition of RhoA signaling. Science 2006, 311:377-381.
Shchelkunov SN, Totmenin AV: Two types of deletions in orthopoxvirus genomes. Virus
Genes 1995, 9:231-245.
Olivero N: Caracterización Molecular de Cepas Uruguayas del Virus Causante del Ectima
Contagioso en Ovinos. Tutor de Tesis: Mabel Berois.Tesina de Grado. Facultad de
Ciencias - (UdeLaR-PEDECIBA), Sección Virología; 2008.
Hussain KA, Burger D: In vivo and in vitro characteristics of contagious ecthyma virus
isolates: host response mechanism. Vet Microbiol 1989, 19:23-36.
Drexler I, Heller K, Wahren B, Erfle V, Sutter G: Highly attenuated modified vaccinia
virus Ankara replicates in baby hamster kidney cells, a potential host for virus
propagation, but not in various human transformed and primary cells. J Gen Virol 1998,
79 ( Pt 2):347-352.
Fischer T, Planz O, Stitz L, Rziha HJ: Novel recombinant parapoxvirus vectors induce
protective humoral and cellular immunity against lethal herpesvirus challenge infection
in mice. J Virol 2003, 77:9312-9323.
Historia,
importancia,
distribución
y
etilogía
del
Ectima Contagioso
[http://www.monografias.com/trabajos89/etilogia-ectima-contagioso/etilogia-ectimacontagioso.shtml]
Steinhart B: Orf in humans: dramatic but benign. CJEM 2005, 7:417-419.
Haig DM, McInnes CJ: Immunity and counter-immunity during infection with the
parapoxvirus orf virus. Virus Res 2002, 88:3-16.
Guo J, Zhang Z, Edwards JF, Ermel RW, Taylor C, Jr., de la Concha-Bermejillo A:
Characterization of a North American orf virus isolated from a goat with persistent,
proliferative dermatitis. Virus Res 2003, 93:169-179.
Hosamani M, Scagliarini A, Bhanuprakash V, McInnes CJ, Singh RK: Orf: an update on
current research and future perspectives. Expert Rev Anti Infect Ther 2009, 7:879-893.
Contagious Ecthyma [http://www.cfsph.iastate.edu/?lang=en]
Haig DM, Mercer AA: Ovine diseases. Orf. Vet Res 1998, 29:311-326.
Consideraciones
Económicas
de
la
Sanidad
Ovina
[http://www.sul.org.uy/pdf/ConsideracionesEconomicasSanidad2011.pdf]
Abdussalam M: Contagious pustular dermatitis. II. Pathological histology. J Comp Pathol
1957, 67:217-222.
Historia, importancia, distribución y etilogía del Ectima Contagioso.
[http://www.monografias.com/trabajos89/etilogia-ectima-contagioso/etilogia-ectimacontagioso.shtml]
Robinson AJ, Ellis G, Balassu T: The genome of orf virus: restriction endonuclease
analysis of viral DNA isolated from lesions of orf in sheep. Arch Virol 1982, 71:43-55.
Abeledo MA: Ectima Contagioso en Caprinos. Reporte de un caso. In Revista Salud
Animal, vol. 24. pp. 86-91; 2002:86-91.
Soto MC: Ectima Contagioso: Una Enfermedad Ocupacional en la Industria Ovina. In
Ciencia & Trabajo, vol. 25; 2007.
Reyes E: Estandarización de una Técnica Molecular para el Diagnóstico del Virus orf Útil
en la Ganadería Ovina. In Ciencia & Trabajo, vol. 28; 2008.
Página | 115
53.
54.
55.
56.
57.
58.
59.
60.
61.
62.
63.
64.
65.
66.
67.
68.
69.
Mazur C, Machado RD: Detection of contagious pustular dermatitis virus of goats in a
severe outbreak. Vet Rec 1989, 125:419-420.
Mazur C, Rangel Filho FB, Galler R: Molecular analysis of contagious pustular dermatitis
virus: a simplified method for viral DNA extraction from scab material. J Virol Methods
1991, 35:265-272.
Salles MWS, Barros, C.S.L., Lemos, R.A.A., Weiblen R.: Ectima contagioso (Dermatite
pustular) dos ovinos. In Ciência Rural, vol. 22. pp. 319-324; 1992:319-324.
Langoni H, Coelho, K.I.R., Pimentel, M.P., Siqueira, E.R., Spago, E.N: Ectima contagioso
em ovinos na região de Botucatu. In A hora veterinária, vol. 14. pp. 60-62; 1995:60-62.
Ocorrência de ectima contagioso em ovinos criados em Itatiba, estado de São Paulo,
Brasil. [http://www.latindex.unam.mx/buscador/ficRev.html?folio=21423&opcion=2]
David McEwan Jenkinson GH, Hugh W. Reid: The B and T Cell Responses to Orf Virus
Infection of Ovine Skin. Veterinary Dermatology 1992, 3:57-64.
Kruse N, Weber O: Selective induction of apoptosis in antigen-presenting cells in mice
by Parapoxvirus ovis. J Virol 2001, 75:4699-4704.
Fleming SB, McCaughan CA, Andrews AE, Nash AD, Mercer AA: A homolog of
interleukin-10 is encoded by the poxvirus orf virus. J Virol 1997, 71:4857-4861.
Haig DM, Fleming S: Immunomodulation by virulence proteins of the parapoxvirus orf
virus. Vet Immunol Immunopathol 1999, 72:81-86.
Meyer M, Clauss M, Lepple-Wienhues A, Waltenberger J, Augustin HG, Ziche M, Lanz C,
Buttner M, Rziha HJ, Dehio C: A novel vascular endothelial growth factor encoded by Orf
virus, VEGF-E, mediates angiogenesis via signalling through VEGFR-2 (KDR) but not
VEGFR-1 (Flt-1) receptor tyrosine kinases. EMBO J 1999, 18:363-374.
Deane D, McInnes CJ, Percival A, Wood A, Thomson J, Lear A, Gilray J, Fleming S, Mercer
A, Haig D: Orf virus encodes a novel secreted protein inhibitor of granulocytemacrophage colony-stimulating factor and interleukin-2. J Virol 2000, 74:1313-1320.
McInnes CJ, Wood AR, Mercer AA: Orf virus encodes a homolog of the vaccinia virus
interferon-resistance gene E3L. Virus Genes 1998, 17:107-115.
Vijaysri S, Talasela L, Mercer AA, McInnes CJ, Jacobs BL, Langland JO: The Orf virus E3L
homologue is able to complement deletion of the vaccinia virus E3L gene in vitro but
not in vivo. Virology 2003, 314:305-314.
Vijaysri S, Jentarra G, Heck MC, Mercer AA, McInnes CJ, Jacobs BL: Vaccinia viruses with
mutations in the E3L gene as potential replication-competent, attenuated vaccines:
intra-nasal vaccination. Vaccine 2008, 26:664-676.
Jacobs BL, Langland JO: When two strands are better than one: the mediators and
modulators of the cellular responses to double-stranded RNA. Virology 1996, 219:339349.
Brandt TA, Jacobs BL: Both carboxy- and amino-terminal domains of the vaccinia virus
interferon resistance gene, E3L, are required for pathogenesis in a mouse model. J Virol
2001, 75:850-856.
Diel DG, Luo S, Delhon G, Peng Y, Flores EF, Rock DL: Orf virus ORFV121 encodes a novel
inhibitor of NF-kappaB that contributes to virus virulence. J Virol 2011, 85:2037-2049.
Página | 116
70.
71.
72.
73.
74.
75.
76.
77.
78.
79.
80.
81.
82.
83.
84.
Lalani AS, Ness TL, Singh R, Harrison JK, Seet BT, Kelvin DJ, McFadden G, Moyer RW:
Functional comparisons among members of the poxvirus T1/35kDa family of soluble CCchemokine inhibitor glycoproteins. Virology 1998, 250:173-184.
Seet BT, McCaughan CA, Handel TM, Mercer A, Brunetti C, McFadden G, Fleming SB:
Analysis of an orf virus chemokine-binding protein: Shifting ligand specificities among a
family of poxvirus viroceptors. Proc Natl Acad Sci U S A 2003, 100:15137-15142.
Seet BT, Johnston JB, Brunetti CR, Barrett JW, Everett H, Cameron C, Sypula J, Nazarian
SH, Lucas A, McFadden G: Poxviruses and immune evasion. Annu Rev Immunol 2003,
21:377-423.
Ueda N, Inder MK, Wise LM, Fleming SB, Mercer AA: Parapoxvirus of red deer in New
Zealand encodes a variant of viral vascular endothelial growth factor. Virus Res 2007,
124:50-58.
Inder MK, Wise LM, Fleming SB, Mercer AA: The C-terminus of viral vascular endothelial
growth factor-E partially blocks binding to VEGF receptor-1. FEBS J 2008, 275:207-217.
Wise LM, Ueda N, Dryden NH, Fleming SB, Caesar C, Roufail S, Achen MG, Stacker SA,
Mercer AA: Viral vascular endothelial growth factors vary extensively in amino acid
sequence, receptor-binding specificities, and the ability to induce vascular permeability
yet are uniformly active mitogens. J Biol Chem 2003, 278:38004-38014.
Savory LJ, Stacker SA, Fleming SB, Niven BE, Mercer AA: Viral vascular endothelial
growth factor plays a critical role in orf virus infection. J Virol 2000, 74:10699-10706.
Lyttle DJ, Fraser KM, Fleming SB, Mercer AA, Robinson AJ: Homologs of vascular
endothelial growth factor are encoded by the poxvirus orf virus. J Virol 1994, 68:84-92.
Mercer AA, Wise LM, Scagliarini A, McInnes CJ, Buttner M, Rziha HJ, McCaughan CA,
Fleming SB, Ueda N, Nettleton PF: Vascular endothelial growth factors encoded by Orf
virus show surprising sequence variation but have a conserved, functionally relevant
structure. J Gen Virol 2002, 83:2845-2855.
Scagliarini A, Dal Pozzo F, Gallina L, Guercio A, Vaccari F, Battilani M, Ciulli S, Prosperi S:
In vitro activity of VEGF-E produced by orf virus strains isolated from classical and
severe persistent contagious ecthyma. Vet Microbiol 2006, 114:142-147.
Rziha HJ, Bauer B, Adam KH, Rottgen M, Cottone R, Henkel M, Dehio C, Buttner M:
Relatedness and heterogeneity at the near-terminal end of the genome of a
parapoxvirus bovis 1 strain (B177) compared with parapoxvirus ovis (Orf virus). J Gen
Virol 2003, 84:1111-1116.
Imlach W, McCaughan CA, Mercer AA, Haig D, Fleming SB: Orf virus-encoded
interleukin-10 stimulates the proliferation of murine mast cells and inhibits cytokine
synthesis in murine peritoneal macrophages. J Gen Virol 2002, 83:1049-1058.
Fleming SB, Anderson IE, Thomson J, Deane DL, McInnes CJ, McCaughan CA, Mercer AA,
Haig DM: Infection with recombinant orf viruses demonstrates that the viral interleukin10 is a virulence factor. J Gen Virol 2007, 88:1922-1927.
Hughes AL: Origin and evolution of viral interleukin-10 and other DNA virus genes with
vertebrate homologues. J Mol Evol 2002, 54:90-101.
Tryland M, Klein J, Nordoy ES, Blix AS: Isolation and partial characterization of a
parapoxvirus isolated from a skin lesion of a Weddell seal. Virus Res 2005, 108:83-87.
Página | 117
85.
86.
87.
88.
89.
90.
91.
92.
93.
94.
95.
96.
97.
98.
99.
McInnes CJ, Deane D, Haig D, Percival A, Thomson J, Wood AR: Glycosylation, disulfide
bond formation, and the presence of a WSXWS-like motif in the orf virus GIF protein are
critical for maintaining the integrity of Binding to ovine granulocyte-macrophage
colony-stimulating factor and interleukin-2. J Virol 2005, 79:11205-11213.
Deane D, Ueda N, Wise LM, Wood AR, Percival A, Jepson C, Inglis NF, Fleming SB,
Mercer AA, McInnes CJ: Conservation and variation of the parapoxvirus GM-CSFinhibitory factor (GIF) proteins. J Gen Virol 2009, 90:970-977.
Taylor JM, Barry M: Near death experiences: poxvirus regulation of apoptotic death.
Virology 2006, 344:139-150.
Westphal D, Ledgerwood EC, Tyndall JD, Hibma MH, Ueda N, Fleming SB, Mercer AA:
The orf virus inhibitor of apoptosis functions in a Bcl-2-like manner, binding and
neutralizing a set of BH3-only proteins and active Bax. Apoptosis 2009, 14:1317-1330.
Westphal D, Ledgerwood EC, Hibma MH, Fleming SB, Whelan EM, Mercer AA: A novel
Bcl-2-like inhibitor of apoptosis is encoded by the parapoxvirus ORF virus. J Virol 2007,
81:7178-7188.
Diel DG, Delhon G, Luo S, Flores EF, Rock DL: A novel inhibitor of the NF-{kappa}B
signaling pathway encoded by the parapoxvirus orf virus. J Virol 2010, 84:3962-3973.
Diel DG, Luo S, Delhon G, Peng Y, Flores EF, Rock DL: A nuclear inhibitor of NF-kappaB
encoded by a poxvirus. J Virol 2010, 85:264-275.
Marsland BJ, Tisdall DJ, Heath DD, Mercer AA: Construction of a recombinant orf virus
that expresses an Echinococcus granulosus vaccine antigen from a novel genomic
insertion site. Arch Virol 2003, 148:555-562.
Mondal B, Bera AK, Hosamani M, Tembhurne PA, Bandyopadhyay SK: Detection of Orf
virus from an outbreak in goats and its genetic relation with other parapoxviruses. Vet
Res Commun 2006, 30:531-539.
Chan KW, Lin JW, Lee SH, Liao CJ, Tsai MC, Hsu WL, Wong ML, Shih HC: Identification
and phylogenetic analysis of orf virus from goats in Taiwan. Virus Genes 2007, 35:705712.
Kottaridi C, Nomikou K, Lelli R, Markoulatos P, Mangana O: Laboratory diagnosis of
contagious ecthyma: comparison of different PCR protocols with virus isolation in cell
culture. J Virol Methods 2006, 134:119-124.
Kuroda Y, Yoshida M, Shibahara T, Matsui T, Nakane T, Hara H, Inoshima Y, Sentsui H:
An epidemic of parapoxvirus infection among cattle: isolation and antibody survey. J
Vet Med Sci 1999, 61:749-753.
Suzuki T, Minamoto N, Sugiyama M, Kinjo T, Suzuki Y, Sugimura M, Atoji Y: Isolation and
antibody prevalence of a parapoxvirus in wild Japanese serows (Capricornis crispus). J
Wildl Dis 1993, 29:384-389.
Dal Pozzo F, Martinelle L, Gallina L, Mast J, Sarradin P, Thiry E, Scagliarini A, Buttner M,
Saegerman C: Original findings associated with two cases of bovine papular stomatitis. J
Clin Microbiol 2011, 49:4397-4400.
Mangana-Vougiouka O, Markoulatos P, Koptopoulos G, Nomikou K, Bakandritsos N,
Papadopoulos O: Sheep poxvirus identification by PCR in cell cultures. J Virol Methods
1999, 77:75-79.
Página | 118
100.
101.
102.
103.
104.
105.
106.
107.
108.
109.
110.
111.
112.
113.
114.
115.
Inoshima Y, Murakami K, Yokoyama T, Sentsui H: Genetic heterogeneity among
parapoxviruses isolated from sheep, cattle and Japanese serows (Capricornis crispus). J
Gen Virol 2001, 82:1215-1220.
Mazur C, Ferreira, II, Rangel Filho FB, Galler R: Molecular characterization of Brazilian
isolates of orf virus. Vet Microbiol 2000, 73:253-259.
Guo J, Rasmussen J, Wunschmann A, de La Concha-Bermejillo A: Genetic
characterization of orf viruses isolated from various ruminant species of a zoo. Vet
Microbiol 2004, 99:81-92.
Wittek R, Herlyn M, Schumperli D, Bachmann PA, Mayr A, Wyler R: Genetic and
antigenic heterogeneity of different parapoxvirus strains. Intervirology 1980, 13:33-41.
Rafii F, Burger D: Comparison of contagious ecthyma virus genomes by restriction
endonucleases. Arch Virol 1985, 84:283-289.
Gassmann U, Wyler R, Wittek R: Analysis of parapoxvirus genomes. Arch Virol 1985,
83:17-31.
Robinson AJ, Barns G, Fraser K, Carpenter E, Mercer AA: Conservation and variation in
orf virus genomes. Virology 1987, 157:13-23.
Upton C, Slack S, Hunter AL, Ehlers A, Roper RL: Poxvirus orthologous clusters: toward
defining the minimum essential poxvirus genome. J Virol 2003, 77:7590-7600.
Roseman NA, Evans RK, Mayer EL, Rossi MA, Slabaugh MB: Purification and
characterization of the vaccinia virus deoxyuridine triphosphatase expressed in
Escherichia coli. J Biol Chem 1996, 271:23506-23511.
Broyles SS: Vaccinia virus encodes a functional dUTPase. Virology 1993, 195:863-865.
Chen R, Wang H, Mansky LM: Roles of uracil-DNA glycosylase and dUTPase in virus
replication. J Gen Virol 2002, 83:2339-2345.
Schormann N, Grigorian A, Samal A, Krishnan R, DeLucas L, Chattopadhyay D: Crystal
structure of vaccinia virus uracil-DNA glycosylase reveals dimeric assembly. BMC Struct
Biol 2007, 7:45.
Prangishvili D, Klenk HP, Jakobs G, Schmiechen A, Hanselmann C, Holz I, Zillig W:
Biochemical and phylogenetic characterization of the dUTPase from the archaeal virus
SIRV. J Biol Chem 1998, 273:6024-6029.
Kiba A, Yabana N, Shibuya M: A set of loop-1 and -3 structures in the novel vascular
endothelial growth factor (VEGF) family member, VEGF-ENZ-7, is essential for the
activation of VEGFR-2 signaling. J Biol Chem 2003, 278:13453-13461.
Stacker SA, Achen MG: The vascular endothelial growth factor family: signalling for
vascular development. Growth Factors 1999, 17:1-11.
Wise LM, Savory LJ, Dryden NH, Whelan EM, Fleming SB, Mercer AA: Major amino acid
sequence variants of viral vascular endothelial growth factor are functionally equivalent
during Orf virus infection of sheep skin. Virus Res 2007, 128:115-125.
Página | 119