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ANEXO: TOMA DE MUESTRAS
El correcto diagnóstico del agente etiológico de
las infecciones bacterianas depende en primer
lugar de la adecuada selección, recolección y
transporte de las muestras clínicas a analizar.
En la elección de la muestra clínica se debe
tener en cuenta:
1) si el espécimen clínico elegido puede incluir
al potencial agente etiológico.
2) si el sitio anatómico del cual se recolectará
la muestra posee además una flora
bacteriana residente (normal), y
3) si el sitio anatómico del cual se recolectará
la muestra es normalmente estéril (sin flora
normal), pero para llegar a él es necesario
atravesar una región con flora normal.
Flora normal, estado de portación y
colonización
Los sitios anatómicos con flora residente son los
epitelios de:
1)
2)
3)
4)
5)
6)
7)
8)
9)
boca,
nariz,
faringe,
colon,
vagina,
piel (con variantes de acuerdo a la zona),
extremo distal de la uretra,
pabellón auditivo externo,
conjuntiva y superficie ocular.
otras especies no frecuentemente patógenas del
género que se nombra.
También se debe tener en cuanta que en
determinados sitios anatómicos puede existir el
denominado estado de portación. El estado de
portación de un individuo se produce cuando
éste porta un patógeno reconocido (no
perteneciente a la flora normal) sin sufrir la
enfermedad (portador sano). Dicho estado se
debe tener en cuenta para la interpretación de
los resultados del cultivo. En la Tabla 1 se
indican las bacterias que más frecuentemente
pueden ser portadas. Otro estado que es
necesario considerar, tanto cuando se recolecta
una muestra clínica como cuando se interpretan
los resultados del cultivo es que distintos sitios
corporales de los pacientes hospitalizados por
más de 48 horas pueden estar colonizados con
la flora bacteriana hospitalaria. Para seleccionar
el material cínico a estudiar, teniendo en cuenta
la presencia o ausencia de flora normal y el
estado de portación o de colonización de los
diferentes sitios anatómicos, se analizarán las
principales infecciones bacterianas y el tipo de
patógenos que las ocasionan.
Infecciones respiratorias
A) Infecciones respiratorias altas
El resto de los sitios anatómicos son normalmente estériles. Las infecciones de garganta o
fauces, tracto gastrointestinal, uretra, vagina y
piel generalmente ocurren cuando bacterias
potencialmente patógenas alcanzan tales sitios.
La infección generalmente ocurre con un
desplazamiento de la flora normal y la recolección de la muestra clínica a estudiar debe seguir
todos los recaudos necesarios para incluir al
agente etiológico de la infección, tal como se
analizará en párrafos posteriores. Ciertas bacterias que forman parte de la flora normal pueden
ocasionar infecciones locales o a distancia en
individuos inmunodeficientes. Por tal motivo, en
la Tabla 1 se citan las bacterias endógenas más
frecuentes. Esta Tabla 1 sirve de orientación
para interpretar los resultados de los cultivos de
muestras provenientes de sitios anatómicos con
flora residente normal. En esta Tabla 1, el
nombre de la bacteria (género) seguido de las
letras spp. (= especies) significa que se trata de
La muestra clínica para el diagnóstico de la
faringitis bacteriana es el hisopado de fauces.
Definimos fauces como el área de la cavidad
oral profunda, situada entre los pilares tonsilares
o amigdalinos. El hisopado de fauces se obtiene
por visualización directa. Tanto las áreas tonsilares, la faringe posterior, como cualquier área de
inflamación, ulceración, o exudación deben ser
hisopadas. Generalmente la muestra se obtiene
para el diagnóstico de la faringitis estreptocóccica, difteria, o faringitis gonorréica (esta última
sólo cuando existe una alta sospecha clínica)
(Tabla 2). En los ensayos de rutina no es necesario investigar otra especie bacteriana. Cuando se encuentra presente una pseudomembrana
debe hacerse un hisopado de la misma para
asegurar la posible recuperación de C. diphteriae. En el caso de las bacterias mencionadas,
el hisopo puede ser de algodón, Dacrón o alginato de calcio y debe ser colocado inmediatamente en un medio de transporte para evitar su
desecación.
Anexo - 1
Tabla 1. Sitios anatómicos con flora normal
Sitio anatómico
Flora normal
Portación
Boca (incluye cavidad
Streptococcus grupo viridans, Staphylococcus spp.
bucal, dientes, lengua, Anaerobios ( Peptostreptococcus spp., Peptococcus
encías, paladar y saliva spp., Bacteroides spp., Veillonella spp., Fusobacterium
spp., Eubacterium spp.). Neisseria spp., Haemophilus
spp., Moraxella spp., Streptococcus spp., Leptotrichia
bucalis (dientes), otros.
Garganta (incluye
Corynebacterium spp., Streptococcus grupo viridans,
Neisseria meningitidis, Neisseria
gonorrrhoeae, Streptococcus
orofaringe, nasofaringe Neisseria spp., Staphylococcus epidermidis,
Fusobacterium spp., Peptostreptococcus spp.,
pyogenes, Streptococccus
y amígdalas)
Peptococcus spp., Veillonella spp., Bacteroides spp.
pneumoniae, Haemophilus
(amígdalas), Campylobacter sputorum, otros.
influenzae b, Otros (1)
Fosas Nasales
Staphylococcus spp., Moraxella spp.
Staphylococcus aureus, Neisseria
meningitidis (poco frecuente),
Streptococcus pneumoniae (poco
frecuente).
Conducto auditivo
Pseudomonas aeruginosa,
Refleja la microflora de la piel
externo (los oídos
Streptococcus pneumoniae
medio e interno son
sitios normalmente
estériles)
Ojo (parte externa)
Refleja la microflora de la piel
Intestino (2)
Anaerobios (Bacteroides fragilis, Bacteroides spp.,
Clostridium perfringens, Clostridium difficile,
Clostridium spp., Peptostreptococcus spp.,
Peptococcus spp., Veillonella spp., Fusobacterium
spp., Eubacterium spp.). Mycobacterium spp.,
Escherichia coli, otras Enterobacteriaceae,
Enterococcus faecalis, Enterococcus spp.,
Staphylococcus spp., Bifidobacterium spp. (3).
Superficie de los
Streptococccus grupo viridans, Staphylococcus
genitales
coagulasa (-), Enterococcus spp., Enterobacteriaceae,
Bacteroides spp., Fusobacterium spp.,
Corynebacterium spp., Neisseria spp., Mycobacterium
spp., otros.
Uretra anterior
Idem anterior, Acinetobacter lwoffi (poco frecuente)
Staphylococcus saprophyticus
(especialmente en mujeres)
Vagina
Lactobacillus acidophilus (flora Döderlein, principal
Listeria monocytogenes,
componente de la flora normal), Staphylococcus spp., Streptococcus agalactiae,
Enterococcus spp., Bacteroides spp., Veillonella spp.
Clostridium perfringens, Neisseria
gonorrhoeae, Chlamydia
trachomatis.
(1) Los pacientes hospitalizados pueden estar colonizados en sus fauces y garganta con flora hospitalaria,
generalmente enterobacterias, Pseudomonas spp., Acinetobacter spp., Staphylococcus aureus meticilino-resistente,
etc.
(2) La parte del aparato gastrointestinal que indefectiblemente alberga la flora normal (flora fecal) es el intestino grueso.
Sin embargo, en algunos individuos, del aspirado del contenido del íleo se pueden recuperar microorganismos fecales.
Una vez atravesada la válvula iliocecal el contenido del intestino es la flora de la materia fecal y está formada
principalmente por Bacteroides fragilis, Escherichia coli y enterocococos.
(3) Constituye un 100% de la flora normal del recién nacido.
Para la toma de la muestra la lengua debe ser
empujada hacia abajo con un bajalenguas para
evitar la contaminación del hisopo con saliva,
que disminuiría la calidad de la muestra. Como
la orofaringe, la nasofaringe y las amígdalas son
sitios anatómicos colonizados (Tabla 1) la
muestra puede contener bacterias de la flora
normal. Sin embargo, en la faringitis bacteriana
producida por alguna de las bacterias arriba
mencionadas ocurre un desplazamiento de la
flora normal, lo que permite aislar en mayor
proporción al verdadero patógeno.
Una muestra adecuada para el aislamiento de
Bordetella pertussis (agente etiológico de la tos
convulsa) es el aspirado nasofaríngeo. Se deno-
Anexo - 2
mina aspirado al producto de la remoción de
secreciones o líquidos de una cavidad por
succión.
alta proporción con respecto a la flora normal o
a los potenciales patógenos en estado de
portación.
El líquido aspirado debe colocarse en el medio
de transporte adecuado. Los diferentes medios
de transporte se especificarán en un párrafo
aparte. El hisopado nasofaríngeo también es
útil para investigar B pertussis. Es este caso, se
debe utilizar un hisopo de alginato de calcio y no
debe usarse uno de Dacrón.
Existen criterios para la aceptación o rechazo de
una muestra de esputo. Estos criterios analizan
la cantidad de células epiteliales bucales
(indicativo de alta contaminación con saliva y
por ende con flora endógena), en relación a los
leucocitos polimorfonucleares (indicativos de
infección baja). Tal control de calidad de la
muestra se lleva a cabo mediante un extendido
de la muestra coloreado con la tinción de Gram.
Uno de los criterios de rechazo de la muestra es
la presencia en el extendido coloreado de más
de 10 células epiteliales y menos de 25
leucocitos por campo a 100x. Este criterio
válido para el diagnóstico de las bacterias que
habitualmente causan neumonías adquiridas en
la comunidad (Streptococcus pneumoniae,
Haemophilus influenzae tipo b, Staphylococcus
aureus) no se aplica para la investigación de
Mycobacterium tuberculosis, ya que esta
bacteria nunca forma parte de la flora endógena
y no existen portadores sanos.
Para la
detección de M. tuberculosis se debe recolectar
la primera expectoración de la mañana en forma
seriada durante tres días , las que deben
procesarse individualmente. Para el diagnóstico
de la psitacosis humana las muestras
representativas son el esputo y el hemocultivo.
(Tabla 2).
A pesar que Chlamydophila pneumoniae y
Mycoplasma
pneumoniae
son
agentes
etiológicos de infecciones respiratorias bajas, el
aspirado naso-faríngeo es útil para el
diagnóstico de las neumonías. En el caso del
análisis del aspirado nasofaríngeo para el
diagnóstico de B pertussis, C pmeumoniae, M.
pneumoniae no es importante la presencia de
flora normal en la muestra pues tanto los medios
de transporte adecuados como los medios de
cultivo son selectivos para los patógenos
mencionados.
Para el diagnóstico de B.
pertussis, C pneumoniae y M. pneumoniae el
aspirado o el hisopado en los correspondientes
medios de transporte deben ser refrigerados
(transportados en hielo). Tanto el hisopado de
fauces como el aspirado nasofaríngeo son útilies
para la detección de portadores de Neisseria
meningitidis, Haemophilus influenzae tipo b,
Streptococcus pneumoniae y Streptococcus
pyogenes (ver Tabla 13 para instrucciones para
el transporte). La Tabla 13 está ordenada
alfabéticamente. La sinusitis y la otitis media se
consideran en otros párrafos, más adelante.
B) Infecciones respiratorias bajas
El esputo es una muestra adecuada para el
diagnóstico bacteriológico de neumonías en
individuos de la comunidad (extrahospitalarias)
(Tabla 2). A pesar que la laringe, la tráquea, los
bronquiolos y los alvéolos pulmonares carecen
de flora endógena, el esputo debe atravesar la
orofaringe. Esta contiene una flora residente
normal como así también bacterias potencialmente patógenas de las vías respiratorias bajas
que pueden ser portadas transitoriamente
(Streptococcus
pneumoniae,
Haemophilus
influenzae tipo b, Staphylococcus aureus). Pero
al igual que con el hispoado de fauces, en el
esputo representativo de una expectoración
profunda el agente etiológico de la infección
respiratoria baja se encuentra siempre en muy
El esputo se recolecta en un frasco estéril de
boca ancha y debe ser refrigerado hasta el
o
momento de su cultivo (0-4 C). Se recomienda
recolectar el primer esputo de la mañana luego
de un cuidadoso cepillado dental. El esputo no
es una muestra adecuada para el diagnóstico de
neumonías causadas por bacterias anaeróbicas,
lo que puede deducirse de la Tabla 1, en la cual
se muestra la importante presencia de bacterias
anaerobias en la flora normal de la cavidad
orofaríngea. Tales bacterias pueden potencialmente causar una neumonía (por ejemplo,
neumonía aspirativa en pacientes obnubilados),
no pudiéndose diferenciar el agente etiológico
de la bacteria endógena cuando se realizan los
cultivos en condiciones anaeróbicas. El esputo
tampoco es útil para el diagnóstico de las
neumonías intrahospitalarias (aquellas que se
desarrollan luego de las primeras 48 horas de
internación del paciente en el hospital). En este
Anexo - 3
Tabla 2. Muestras clínicas y potenciales patógenos
Selección de la muestra clínica
Potenciales patógenos
Infecciones respiratorias altas (1)
Streptococcus pyogenes (faringitis)
1) Hisopado de fauces
Haemophilus influenzae (epiglotitis)
2) Aspirado nasofaríngeo (especialmente para Bordetella
Neisseria gonorrhoeae (faringitis)
pertussis)
Corynebacterium diphteriae (difteria)
3) Recolección de la pseudomembrana peritonsilar
Asociación fusoespirilar (la angina de
(Corynebacterium diptheriae)
Vincent se puede diagnosticar por una
tinción de Gram)
Infecciones pulmonares bacterianas
A) Adquiridas en la comunidad
1) Esputo (2)
Streptococcus pneumoniae,
2) Sangre
Haemophilus influenzae,
3) Punción transtraqueal (especialmente cuando se sospechan
Staphylococcus aureus,
infecciones por bacterias anaerobias).
Mycobacterium tuberculosis,
4) Esputo seriado (Mycobacterium tuberculosis).
Chlamydia pneumoniae,
5) Broncoscopía (sólo para bacterias que no forman parte de la
Chlamydia trachomatis,
flora normal de la boca: M. tuberculosis, Legionella spp., etc.).
Chlamydia psitacci,
6) Aspirado nasofaríngeo (sólo para Chlamydophila pneumoniae
Mycoplasma pneumoniae,
y Mycoplasma pneumoniae).
Legionella pneumophila
7) Líquido pleural (si está presente).
B) Adquiridas en el hospital (3).
1) Lavados broncoalveolares (broncoscopio de fibra óptica con
4
catéter envainado) (Recuento
10 UFC/ml de una
determinada especie se considera positivo..
2) Cepillado bronquial (cepillo envainado con catéter exterior).
Para pacientes en los que se sospecha infección bacteriana
con especies inusuales: alcohólicos, diabéticos, intubados,
3
bronquiectásicos, etc.). Recuento 10 UFC/ml de una
determinada especie se considera positivo.
3) Punción pulmonar
4) Biopsia a cielo abierto (excepcionalmente).
5) Sangre
Anexo - 4
Klebsiella pneumoniae,
Otras enterobacterias,
Pseudomonas aeruginosa,
Acinetobacter baumannii,
Acinetobacter spp.,
Staphylococcus spp.,
Cualquier especie bacteriana que se
aísle en cultivo puro.
(1) Fauces: área de la cavidad oral profunda situada entre los pilares tonsilares o amigdalinos. El hisopado de
fauces se obtiene por visualización directa. Tanto las áreas tonsilares, la faringe posterior, como cualquier área de
inflamación, ulceración o exudación debe ser investigada. Cuando se encuentra presente una pseudomembrana,
ésta debe ser incluída en la muestra a analizar para asegurar la recuperación de Corynebacterium diptheriae. Se
denomina aspirado a la remoción de secreciones o líquidos de una cavidad por succión. A pesar que C.
trachomatis y M. pneumoniae son agentes etiológicos de infecciones respiratorias bajas (neumonías), el aspirado
nasofaríngeo es útil para el diagnóstico de las neumonías por C. trachomatis en niños y por M. pneumoniae en
adultos jóvenes. Tanto el hisopado de fauces como el aspirado nasofaríngeo son útiles para la detección de
portadores de N. Meningitidis, H. influenzae tipo b, S. pneumoniae y S. pyogenes.
(2) El esputo puede estar contaminado con la flora de la orofaringe. Para determinar si la muestra es adecuada es
necesario realizar un control de calidad de la misma. Este se realiza mediante un extendido de la muestra coloreado
con la tinción de Gram. Uno de los criterios de rechazo de la muestra es la presencia en el extendido coloreado de
más de 10 células epiteliales y menos de 25 leucocitos polimorfonucleares por campo a 100X. El criterio anterior
indica alta contaminación de la muestra con flora de la orofaringe y sugiere que el esputo puede no ser representativo
de la infección respiratoria baja. Este criterio no es válido para la aceptación del esputo para la investigación de M.
tuberculosis. Para la detección del M. tuberculosis se debe recolectar la primera expectoración de la mañana en
forma seriada durante 3 días, y las muestras deben ser procesadas en forma individual. Para el diagnóstico de la
psitacosis humana las muestras representativas son el esputo y el cultivo de sangre.
(3) En las neumonías intrahospitalarias el cultivo de esputo conduce a interpretaciones erróneas. Se emplean
técnicas invasivas para la recolección de una muestra representativa pues el paciente puede estar colonizado en sus
fauces con la flora intrahospitalaria, siendo alguna de tales bacterias el agente etiológico de la infección. Los lavados
broncoalveolares se realizan con 20-40 ml de solución fisiológica estéril, la cual es aspirada y colocada en un
recipiente estéril. Se pueden realizar cultivos cualitativos. Un recuento de 100.000 o más UFC/ml de una especie
bacteriana se considera clínicamente representativo. El cepillado bronquial consiste en la utilización de un cepillo
dentro de un catéter el cual es ocluido por un tapón distal para su introducción en el tracto respiratorio. Con el cepillo
se empuja el tapón de oclusión el cual se disuelve sobre las mucosas. De esta manera se evita la contaminación con
la flora orofaríngea. Luego a se retira todo el dispositivo y el cepillo es cortado con tijeras estériles y depositado en un
recipiente adecuado. El cultivo de sangre seriado puede ser de utilidad en el caso de neumonías.
caso, los agentes etiológicos (Tabla 2) llegan al
sitio de la infección con posterioridad a una importante colonización de las fauces. Por tal motivo el cultivo del esputo tampoco diferencia entre
bacterias patógenas y colonizantes. Para lograr
el correcto diagnóstico microbiológico en estos
casos se utilizan las denominadas técnicas invasivas de obtención de las muestras clínicas.
Tales técnicas mencionadas en orden de menor
a mayor riesgo o invasividad del procedimiento
son: 1) punción transtraqueal (diagnóstico de
bacterias anaerobias), 2) muestras obtenidas
por broncoscopía, 3) punción pulmonar, y 4)
biopsia pulmonar a cielo abierto. Luego de la
punción transtraqueal, el aspirado se coloca en
1 ml de solución fisiológica estéril y/o medio de
transporte para bacterias anaeróbicas. Con respecto a las muestras obtenidas por broncoscopía se deben tener en cuenta dos grandes categorías de bacterias a diagnosticar.
1)
Las bacterias que no forman parte de la
flora normal orofaríngea ni las que tampoco
existen en un estado de portación o colonización
(Mycobacetrium, Legionella). En este caso no
es importante la contaminación del broncoscopio
durante su pasaje por la orofaringe. Se aspiran
las secreciones bronquiales o se realizan
lavados broncoalveolares. En ciertos casos los
cultivos cuantitativos de los lavados pueden ser
útiles para diferenciar el agente patógeno de un
miembro de la flora normal. Generalmente el
aislamiento en un lavado bronquial de 1000
UFC/ml de una bacteria en particular es
considerado clínicamente significativo. Tanto
las secreciones como los lavados se colocan en
un frasco estéril y requieren refrigeración si no
se los procesa de inmediato.
2)
Las bacterias que forman parte de la
flora normal o que pueden existir como colonizantes orofaríngeos (por ejemplo, bacterias
intrahospitalarias). En estos casos es preferible
el uso de un cepillo envainado para tomar la
muestra. Una vez colocado el broncoscopio se
introduce un cepillo protegido por un catéter.
Luego de desinfectar las paredes externas del
catéter, se extiende el cepillo fuera de éste
último, se corta con tijeras estériles y se coloca
en 1 ml de solución fisiológica estéril. El aislamiento de una bacteria particular en el orden de
1.000 UFC/ml se considera clínicamente representativo.
Los trozos de tejido obtenidos por punción
pulmonar o a cielo abierto se colocan en frascos
estériles y no se requiere refrigeración. Estas
muestras son útiles para el diagnóstico de cualquier especie bacteriana. En etapas tempra-nas
de la neumonía las bacterias patógenas pueden
Anexo - 5
ser encontradas en la sangre, por lo que se
puede realizar para su diagnóstico un hemocultivo (ver bacteriemias/sepsis). En las neumonías que cursan con derrame, el cultivo del líquido pleural es una muestra adecuada para el
diagnóstico. En este caso se colocan unos mililitros del líquido en un frasco estéril que contenga anticoagulante y no debe refrigerarse. No
se requiere medio de transporte (ver Tabla 13
para toma y transporte de la muestra).
Infección urinaria
Para el diagnóstico de las infecciones urinarias
(Tabla 3) se debe tener en cuenta la descontaminación del sitio anatómico previa a la recolección de la orina (Tabla 13), pues la muestra
Tabla 3. Muestras clínicas y potenciales patógenos asociados con las infecciones urinarias
Selección de la muestra clínica
Potenciales patógenos
Infecciones urinarias (1)
Eschericia coli
Proteus mirabilis .
1) Porción media de la primera orina de la maña-na
Morganella morganii (2)
con por lo menos tres horas de retención (micción
Klebsiella pneumoniae (2)
espontánea).
Staphylococcus saprophyticus
2) Punción suprapúbica (3) (sospecha de anaerobios,
Staphylococcus aureus
resultados inciertos por otro método).
Enterococcus faecalis
3) Cateterismo simple (sólo cuando sea realizado por
Pseudomonas spp. (2)
otra causa que no fuere la recolección de la orina).
Mycobacterium tuberculosis
4) Orina por micción al acecho (niños/as).
Bacterias anaerobias (poco frecuentes, se investi-gan sólo
5) Recolección seriada de orina (Mycobacterium
en orina obtenida por punción suprapúbica)
tuberculosis).
Haemophilus influenzae no capsulados (en niños)
Acinetobacter baumannii (2)
Adquiridas en el Hospital
Punción Proximal de la sonda ( paciente sondado):
Se considera Positivo > 100 UFC/ml
(1) La disuria (un síntoma de infección urinaria) también puede ser debida a la uretritis causada tanto por
Neisseria gonorrhoeae como por Chlamydia trachomatis. La infección urinaria puede involucrar la uretra, los
uréteres, la vejiga y los riñones.
(2) Agente etiológico de infecciones urinarias mayormente adquiridas en el hospital.
(3) Recolección por punción suprapúbica: orina aspirada con aguja y jeringa por punción directa de la vejiga.
atraviesa la uretra anterior y arrastra flora residente de ese sitio.
La descontaminación se realiza mediante el
lavado de los genitales externos con agua y
jabón y por eliminación del primer chorro de
orina que se emite. En el caso de mujeres se
debe utilizar un tapón vaginal de algodón o un
tampón para evitar la contaminación con la flora
vaginal. La muestra adecuada es la porción media de la primera orina de la mañana. Como en
la uretra las bacterias anaerobias son parte de la
flora normal es fácil deducir que la muestra de
orina emitida por micción espontánea no es útil
para diagnosticar infecciones causadas por bacterias anaeróbicas. En este caso es necesario
recolectar la muestra por punción suprapúbica
(toma directa de la vejiga) (Tabla 3). Es necesario recordar que la orina es un excelente medio
de cultivo para la mayoría de las bacterias, por
lo que debe refrigerarse la muestra de orina
inmediatamente después de su recolección.
Tabla 4. Muestras clínicas y potenciales patógenos
Asociados con las diferentes infecciones bacterianas
Selección de la muestra clínica
Potenciales patógenos
Meningitis bacteriana
Adultos: Neisseria meningitidis, Streptococcus pneumoniae,
Staphylococcus aureus, otros.
Neonatos: Escherichia coli, otras enterobacterias, Listeria
1) Líquido cefalorraquídeo
2) Sangre
monocytogenes, Streptococcus -hemolítico grupo B (agalactiae).
3) Tracto respiratorio superior (portación)
Niños: Neisseria meningitidis, Haemophilus influenzae tipo b.
Streptococcus pneumoniae,
Bacteriemias/Sepsis
Staphylococcus spp.
Salmonella spp.
Cultivo seriado de sangre venosa.
Escherichia coli
Klebsiella spp.
Adultos: 3 cultivos de 5-10 ml, el intervalo de
Otras enterobacterias
Anexo - 6
tiempo dependerá de la urgencia para instaurar
el tratamiento antimicrobiano
Niños: Cultivar en lo posible 1 a 2 ml de sangre
(2 hemocultivos suelen ser suficientes).
Endocarditis bacteriana
Realizar 2 a 3 cultivos de sangre. Aumentar el
número hasta 6 en el caso de pacientes con
tratamiento antibiótico previo.
Infecciones de huesos y articulaciones
1)
2)
Trozo de tejido óseo
Aspiración de líquido articular (por ejemplo,
líquido sinovial).
Pseudomonas spp.
Bacteroides spp. (poco frecuente)
Brucella spp.
Enterococcus spp.
Streptococcus pneumoniae
Otras bacterias
Staphylococcus spp.
Streptococcus grupo viridans
Enterococcus spp.
Enterobacterias
Bacterias anaerobias (poco frecuentes)
Grupo HACEK
Staphylococcus spp.
Haemophilus influenzae (líquido articular)
Neisseria gonorrhoeae (líquido articular)
Streptococcus pneumoniae (líquido articular)
Streptococcus spp
Salmonella spp.
Otras enterobacterias
Pseudomonas spp.
Infecciones
relacionadas
con
líquidos
corporales no considerados previamente
Aspirar en forma aséptica el líquido corporal en
forma directa de la cavidad o durante la cirugía, Toda bacteria aerobia o anaerobia obtenida en cultivo puro, o
si corresponde.
bacterias aerobias y anaerobias cuando se sospecha una infección
a) Líquido amniótico
mixta.
b) Líquido ascítico
c) Líquido pericárdico
d) Líquido peritoneal
Tabla 5. Muestras clínicas y potenciales patógenos asociados
Con las infecciones bacterianas de transmisión sexual
Selección de la muestra clínica
Potenciales patógenos
Infecciones bacterianas de transmisión sexual en la mujer
Lesiones de la vulva
1) Exudado de la lesión (limpiar la superficie y remover crostas
Treponema pallidum
si es que están presentes. Recolectar sobre portaobjetos
Chlamydia trachomatis (L1, L2, L3; LGV)
para campo oscuro o inmunofluorescencia directa).
Calymmatobacterium granulomatis
2) Aspiración del nódulo linfático (sospecha de linfogranuloma venéreo, LGV).
3) Raspado o biopsia de la lesión (C. granulomatis)
Infecciones de las glándulas de Bartholin
Neisseria gonorrhoeae
Aspirado del exudado con aguja y jeringa previa decontaChlamydia trachomatis (serotipos A,B,C, etc.)
minación de la zona de recolección con iodóforos
Otras bacterias aeróbicas o anaeróbicas
Cérvix
Neisseria gonorrhoeae
Hisopado de endocérvix (1)
Chlamydia trachomatis (serotipos A,B,C, etc.)
Fondo vaginal
Gardnerella vaginalis (vaginosis), (2)
Hisopado del fondo de vagina (toma con colocación previa de
Mobiluncus spp.
un espéculo)
Streptococcus -hemolíticos grupo B (impor-tancia
obstétrica)
Listeria monocytogenes (importancia obstétri-ca)
Uretra
Hisopado con un hisopo delgado
Recto
Hisopado rectal
Neisseria gonorrhoeae
Chlamydia trachomatis (serotipos A,B,C, etc.)
Neisseria gonorrhoeae
Chlamydia trachomatis (serotipos A,B,C, etc.)
Anexo - 7
Endometrio
Aspirado transabdominal
Neisseria gonorrhoeae
Chlamydia trachomatis (serotipos A,B,C, etc.)
Otras bacterias aeróbicas o anaeróbicas
Chlamydia trachomatis (serotipos A,B,C, etc.)
Otras bacterias aeróbicas o anaeróbicas
Trompas de Falopio
Aspirado del material purulento durante la cirugía
Fondo de saco de Douglas
Aspirado del material purulento durante la cirugía
Neisseria gonorrhoeae
Chlamydia trachomatis (serotipos A,B,C, etc.)
Otras bacterias aeróbicas o anaeróbicas
Infecciones bacterianas de transmisión sexual en el hombre
Uretra
Neisseria gonorrhoeae
Recolección del exudado (en caso de utilizar un hisopo, éste
Chlamydia trachomatis (serotipos A,B,C, etc.)
debe tener pocos mm de diámetro, de manera de po-der ser
Ureaplasma urealyticum
insertado 2-3 cm dentro de la uretra, especial-mente para el
Mycoplasma hominis
diagnóstico de uretritis no gonocóccica.
Pene
Treponema pallidum
Recolección del exudado de la lesión previa limpieza de la
Haemophilus ducreyi
superficie con solución fisiológica y remoción de las costas, si
Calymmatobacterium granulomatis
las hubiera.
Recto
Neisseria gonorrhoeae
1) Anoscopía: colección del material de las áreas que
Chlamydia trachomatis (serotipos A,B,C, etc.)
contienen exudado purulento.
Treponema pallidum
2) Hisopado rectal (sospecha de gonorrea)
Calymmatobacterium granulomatis
3) Recolección del exudado de la lesión previa limpieza de la
superficie con solución fisiológica y remoción de crostas, si
las hubiera (sospecha de sífilis)
(1) Para la búsqueda de C. trachomatis, insertar el hisopo unos pocos milímetros en el endocérvix y rotarlo con firmeza
para obtener células cervicales. Siempre que se recolecta la muestra mediante el hisopado de la zona anatómica se
debe tratar de incluir células para el estudio de C. trachomatis.
(2) La vaginosis bacteriana es un síndrome definido que se caracteriza por la presencia de flujo vaginal maloliente
asociado a un incremento significativo de Gardnerella vaginalis y varias especies anaerobias estrictas, tales como
Bacteroides spp., Mobiluncus spp. y Peptococcus spp., junto a una disminución de la cantidad de Lactobacillus spp.
(flora normal de vagina). La portación de Streptococcus -hemolíticos grupo B y de Listeria monocytogenes puede
ocasionar meningitis neonatal al recién nacido.
Meningitis, Bacteriemias/Sepsis, Endocarditis, Infecciones Articulares
Desde el punto de vista de la toma de la muestra
clínica las meningitis, bacteriemias/sepsis, endocarditis, e infecciones articulares, poseen en común que el espécimen clínico para realizar el
diagnóstico debe obtenerse atravesando la piel,
que es un sitio anatómico colonizado con una
flora normal. Tanto la sangre como otros líquidos
de punción normalmente no contienen microorganismos, por lo cual cualquier tipo de bacteria
que se aísle puede ser considerado como el
patógeno. De lo anterior se deduce la importancia
de tener una estricta asepsia de la piel previa a la
toma de la muestra, ya que una contaminación
podría confundir la identificación del agente
etiológico (Tabla 13, líquido cefalorraquídeo).
Para el diagnóstico de bacteriemias continuas o
discontinuas se realiza el cultivo de sangre (he-
mocultivo) (Tabla 13, sangre). Ningún líquido de
punción necesita ser refrigerado. Es más, el
líquido cefalorraquídeo no debe ser refrigerado
pues el frío inactiva a algunas bacterias, como
por ejemplo Neisseria meningitidis.
Infecciones
sexual
bacterianas
de
transmisión
Como muestra la Tabla 5, la toma de la muestra
para las infecciones de transmisión sexual dependerá del sitio de infección y de los patógenos
a diagnosticar en cada sitio. Para conocer las
instrucciones a seguir en la toma de las diferentes muestras, ver Tabla 13, genitales. Se
debe recordar que todo el material hisopado
debe ser colocado en un medio de transporte
adecuado. En la Tabla 13 también se indican las
instrucciones para la toma de la muestra en el
caso de existir pruebas de diagnóstico rápido.
Diarreas bacterianas
Tabla 6. Muestras clínicas y potenciales patógenos asociados a las diarreas bacterianas.
Anexo - 8
Selección de la muestra clínica
Materia fecal (1)
Potenciales patógenos más frecuentes
Escherichia coli (enteropatógena, enteroinvasiva, enterohemorrágica,
enterotoxigénica, enteroagregativa, de adherencia difusa), Salmonella spp.,
Shigella spp., Campylobacter jejuni, Vibrio cholerae, Vibrio spp., Yersinia
enterocolitica, Aeromonas/Plesiomonas,Staphylococcus aureus (disbacteriosis), Klebsiella pneumoniae (disbacteriosis), Clostridium difficile ( detección de
toxinas).
(1) La materia fecal se recolecta en un frasco de boca ancha. En caso de niños, se utiliza el hisopado anal (ver
Tabla 13 para instrucciones de toma y transporte de la muestra).
Infecciones oculares, de oído y sinusitis.
Infecciones de piel y de pacientes quemados
En las tomas de muestras para las infecciones
de estos sitios anatómicos se debe recordar que
el pabellón auditivo externo y la parte externa de
los párpados oculares reflejan la microflora de la
piel. Para las instrucciones sobre la toma y
transporte de las muestras ver la Tabla 13 (oído,
ojo). Recuérdese que los cultivos de hisopados
nasofaríngeos no son predictivos de los agentes
etiológicos de sinusitis u otitis media. Las
muestras apropiadas se toman mediante procedimientos invasivos (tímpanocentesis y aspirados de los senos maxilares frontales. Los procedimientos invasivos (especialmente la tímpanocentesis) se reservan para pacientes con
infecciones del oído medio complicadas (otitis
recurrente u otitis crónica persistente). Las
especies bacterianas que causan otitis media
aguda en niños están perfectamente determinadas, por lo que se puede aplicar una terapéutica
sin necesidad de realizar la técnica invasiva de
rutina.
Las bacterias de la flora normal, como así otras
bacterias patógenas, pueden causar infecciones
tanto locales como sistémicas, con presencia de
la bacteria en lesiones cutáneas. Cualquiera sea
el caso, es necesario tomar la muestra por
aspirado directo con aguja y/o jeringa u obtener
un trozo de tejido (Tabla 8). Nunca se debe hisopar la lesión pues el material que así se obtiene
es escaso y el agente etiológico queda diluído
en la flora residente (Tabla 13 aspirados, tejidos
trozos de). Similares precauciones deben adoptarse en la obtención de muestras de pacientes
quemados. Como estos pacientes están frecuentemente colonizados con P. aeruginosa o
S. aureus, el hisopado de las lesiones no representa un material adecuado para diferenciar
colonización de infección. Para las lesiones de
piel que hagan sospechar una sífilis debe colocarse el aspirado en un portaobjetos para el
diagnóstico por microscopía de fondo oscuro y/o
innmunofluorescencia directa (IFD).
Tabla 7. Muestras clínicas y potenciales patógenos asociados con las infecciones oculares y de oído
Selección de la muestra clínica
Potenciales patógenos más frecuentes
Infecciones oculares
Haemophilus influenzae biotipo III
1) Secreción purulenta (1)
Staphylococcus aureus
2) Fondo de saco conjuntival inferior
Moraxella lacunata
3) Canto interno (el ángulo interno formado por la
Moraxella spp.
unión entre los párpados superior e inferior del
Streptococcus spp.
extremo nasal). Estas muestras se obtienen en
Neisseria gonorrhoeae
los casos de conjuntivitis y de queratitis supuraPseudomonas aeruginosa
tiva. (1)
Chlamydia trachomatis.
Otitis media bacteriana aguda
Streptococcus pneumoniae
Aspiración a través de la membrana del tímpano
Haemophilus influenzae
(tímpanocentesis).
Streptococcus pyogenes
Branhamella catharralis, otros especies
Otitis media bacteriana crónica
Pseudomonas aeruginosa
Material de drenaje
Proteus spp.
Bacterias anaerobias
Sinusitis bacteriana (1)
Aguda: Streptococcus pneumoniae, Streptococcus spp.,
Aspirado de los senos (nasales, paranasales, etc.)
Branhamella catharralis, Staphylococcus spp., Haemophilus spp., Enterobacterias.
Crónica: Las mismas especies anteriores, bacterias
anaerobias.
Anexo - 9
(1) En el caso de una celulitis preseptal, o aguda debe drenarse el absceso y transportar el medio para aerobios y
anaerobios. Frente a una canaliculitis, debe recolectarse el material canalicular. Para una queratitis, el oftalmólogo
toma la muestra de la córnea. En la blefaritis, debe hisoparse el margen del párpado y en la dacriocistitis aguda
debe recolectarse el material del drenaje.
Tabla 8. Muestras clínicas y potenciales patógenos asociados
a las infecciones de piel y de pacientes quemados.
Selección de la muestra clínica
Potenciales patógenos más frecuentes
Infecciones de la piel
Staphylococcus aureus,
1) Aspirado de las lesiones de impétigo
Streptococcus spp.
2) Biopsias de los márgenes de úlceras
Neisseria meningitidis
3) Aspirado de lesiones de tipo petequial o
Enterobacterias
purpúreo
Treponema pallidum
4) Aspirado de bullas
Mycobacterium spp.
5) Aspirado de pústulas
Actinomycetales
6) Biopsia de celulitis
Infecciones en pacientes quemados
1) Trozos de tejidos
2) Sangre
Infecciones
de
infecciones óseas
heridas,
abscesos
Pseudomonas aeruginosa
Staphylococcus aureus
Enterobacterias
Streptococcus spp.
e
El cultivo de un trozo de tejido o del aspirado de
la secreción del sitio anatómico involucrado
posee siempre un mayor valor que el hisopado
de la lesión como muestra para la identificación
del agente etiológico de las infecciones de
heridas y abscesos. En aquellas circunstancias
en lsa cuales no se puede evitar el empleo del
hisopo como forma de recolección, se debe
hisopar una gran extensión de la lesión de
manera de abarcar una muestra representativa
de la herida. El hisopado de las paredes de
un absceso abierto nunca es válido como
toma de muestra (ver Tabla 13 para
instrucciones de toma y transporte de muestras).
La biopsia es la muestra representativa de la
infección. En pa-cientes con evidencias
radiológicas claras de osteomielitis y con
hemocultivos positivos a bac-terias compatibles
con la infección (Tabla 11) la biopsia no es
necesaria.
En pacientes con cavi-dades o
senos próximos al área ósea invo-lucrado que
drenan,
tampoco
requieren
biopsia.
Tabla 9. Muestras clínicas y potenciales patógenos
Asociados a infecciones de heridas, óseas y abscesos.
Selección de la muestra clínica
Potenciales patógenos más frecuentes
Infecciones de heridas y abscesos
Staphylococcus aureus,
Enterobacterias
1) Aspirado de las secreción purulenta con
Streptococcus spp.
aguja y jeringa.
Enterococcus spp.
2) Trozo de tejido afectado.
Clostridium spp.
3) Aspiración de líquidos corporales.
Otras bacterias anaerobias
4) Recolección de drenaje de abscesos.
Pseudomonas aeruginosa
5) Márgenes de la herida.
Otras bacterias no fermentadoras
Otras bacterias
Infecciones de huesos
Staphylococcus aureus
Streptococcus spp.
1) Trozos de tejido óseo
Salmonella spp.
2) Sangre
Otras enterobacterias
Pseudomonas spp.
Otras bacterias
Anexo - 10
Infecciones sistémicas en el recién nacido
Ante la sospecha de este tipo de infecciones se
debe "pancultivar" al paciente. Las muestras a
recolectar se describen en la Tabla 10. Los
recaudos a tomar para la toma y el transporte de
cada una de las muestras se encuentran en la
Tabla 13.
Tabla 10. Muestras clínicas y potenciales patógenos asociados
con las infecciones sistémicas del recién nacido.
Selección de la muestra clínica
Potenciales patógenos más frecuentes
Infecciones de heridas y abscesos
Enterobacterias
Staphylococcus aureus,
1. Sangre
Streptococcus grupos A-B
2. Líquido cefalorraquídeo
Enterococcus faecalis
3. Orina
Haemophilus influenzae
4. Aspirado nasofaríngeo
Listeria monocytogenes
5. Pliegues de la piel (1)
Streptococcus pneumoniae
6. Considerar
además:
secreción
ocular,
Otras bacterias
secreción de cualquier tipo de herida.
(1) El cultivo del hisopado de pliegue cutáneo se puede utilizar para detectar el estado de portación o de
colonización.
Infecciones por catéter intravascular
Es importante el cultivo de la punta y de la parte
media de los catéteres para conocer si
representan la puerta de entrada de la infección.
La Tabla 11 describe las principales especies
bacterianas relacionadas con las infecciones
que tienen como punto de partida un catéter. En
la tabla 13 se describen bajo el término "catéter"
para las instrucciones para toma y transporte de
las muestras.
Tabla 11. Muestras clínicas y potenciales patógenos asociados
con las infecciones causadas por un catéter intravascular no permanente.
Selección de la muestra clínica
Potenciales patógenos más frecuentes
1) Punta y parte media del catéter
Staphylococcus coagulasa -negativos
(interfase piel-catéter).
Enterobacterias
2) Sangre
Pseudomonas spp.
Toda otra bacteria que pueda contaminar los líquidos de infusión
Muestras clínicas para el diagnóstico de
infecciones por bacterias anaerobias
Las bacterias anaerobias, ya sean cocos Grampositivos o Gram-negativos, bacilos Gram-positivos formadores y no formadores de esporas, así
como los bacilos Gram-negativos forman parte de
la flora normal de la piel, superficies mucosas,
boca, aparato respiratorio superior, intestino y
tracto uogenital (Tabla 3). Asimismo, las bacterias anaerobias pueden ser agentes etiológicos
de infecciones de piel y partes blandas, respiratorias, urinarias, de heridas, e inclusive de
infecciones sistémicas. Cuando se recolecta la
muestra clínica para el diagnóstico de infecciones
que puedan estar causadas por bacterias anaerobias se debe considerar que existen materiales
que no pueden ser cultivados para el aislamiento
de tales bacterias. La razón de lo anterior es que
inevitablemente ciertas muestras clínicas incluyen
las bacterias anaerobias que forman parte de la
flora normal del sitio anatómico correspondiente.
En la Tabla 4 se indican las muestras clínicas
aceptables para el diagnóstico de infecciones a
bacterias anaeróbicas y aquellas que son
inaceptables.
Tabla 12. Muestras clínicas para el diagnóstico de infecciones a bacterias anaerobias.
Aceptables
Inaceptables
Aspirado (abscesos, heridas)
Lavado broncoalveolar sin protección
Glándulas de Bartholin
Hisopado de endocérvix
Bilis
Aspirado endotraqueal (paciente intubado)
Anexo - 11
Sangre
Médula ósea
Cepillado bronquial (con protección)
Espécimen tomado por culdocentesis
Biopsia de trompa de Falopio
Dispositivo intrauterino (Actinomyces spp.)
Placenta (vía cesárea)
Biopsia de ovario
Materia fecal (sólo para Clostridium difficile)
Trozos de tejidos quirúrgicos
Aspirado transtraqueal
Aspirado endometral
Orina (obtenida por punción suprapúbica)
Loquio
Hisopado nasofaríngeo
Hisopado perineal
Líquido seminal o prostático
Esputo espectorado o inducido
Hisopados rectales
Hisopado de fauces
Aspirado de traqueostomía
Hisopado uretral
Orina obtenida por cateterización
Orina obtenida por micción espontánea o al acecho
Hisopado vaginal
Hisopado de vulva
MEDIOS DE TRANSPORTE
Una vez recolectada la muestra se debe tener en
cuenta que la mayoría de las especies
bacterianas son vulnerables tanto a:
1) cambios en la temperatura,
2) la falta de humedad durante el transporte
3) el sobredesarrollo de la flora normal incluida en
la muestra (puede enmascarar o eliminar al
verdadero patógeno).
Además, en ciertos materiales clínicos como por
ejemplo orina, en donde es necesario realizar un
recuento de bacterias para decidir si el germen
aislado es el agente etiológico, la falta de
inmediato procesamiento de la muestra conduce
a un recuento inexacto. En la Tabla 13 se
indican, cuando son necesarios, los medios de
transporte adecuados para cada material y si
resulta imprescindible refrigerar la muestra
recolectada (refrigerar significa transportarlo en
o
hielo, 0 C). Los medios de transporte tienen
como misión mantener vivo al agente etiológico y
evitar la desecación y la proliferación de
bacterias. Se conocen 3 medios de transporte
semisólidos (bajo contenido de agar) que sirven
para conservar todo material que haya sido
recolectado mediante hisopado.
Medio de Stuart: es un medio no nutritivo, útil
para transportar la mayoría de las bacterias
aerobias. Ciertos bacilos Gram-negativos pueden
utilizar el glicerofosfato del medio y producir
sobredesarrollo durante el transporte.
Medio de Amies: es una modificación del medio
de Stuart. Reemplaza el glicerofosfato por una
solución de sales balanceadas. Es un mejor
transporte para la mayoría de las bacterias
aerobias. Con el agregado de carbón activado es
ideal para conservar Neisseria gonorrhoeae.
Medio de Cary & Blair: es una modificación del
medio de Stuart. El pH fue modificado de 7.4 a
8.4, haciendo a este medio un buen transporte
para materia fecal, especialmente para preservar
Campylobacter spp.
Dentro de los medios de transporte líquido se
encuentran:
Buffer glicerol salino. Ideado para materia fecal.
No es útil cuando se sospecha Campylobacter
spp.
Agua peptonada: Ideal para transporte de
materia fecal en infecciones en las que se
sospecha la presencia de Vibrio cholerae.
Medio de transporte para anaerobios: contiene
componentes que disminuyen el poder de oxidoreducción del medio. Todo líquido, exudado, o
aspirado que requiere cultivo para bacterias
anaerobias debe ser inoculado en este medio que
se denomina PRAS (Pre-Reduced Anaerobic
System) o el medio denominado TAB. Los trozos
de tejidos mantienen la viabilidad de las bacterias
anaerobias y anaerobias por alrededor de 24
Anexo - 12
Medio de transporte para micoplasmas:
contienen nutrientes para Mycoplasma spp. o
Ureoplasma spp. y antibióticos que eliminan la
flora normal que puede acompañarlas en las
muestras recolectadas.
horas, por lo tanto sólo se recolectan en frasco
estéril con tapa hermética.
Medio de transporte para clamidias: contienen
nutrientes para Chlamydia spp y antibióticos que
eliminan la flora normal que puede acompañarlas
en las muestras recolectadas.
Las tablas de la 1 a la 12 están destinadas a
servir como guía durante el desarrollo del curso.
La Tabla 13 además servirá para ser consultada
ulteriormente cuando el médico necesite
recordar las indicaciones para recolectar las
muestras clínicas más frecuentes. Así, la utilidad
de estos contenidos supera el alcance del curso,
por lo que se recomienda conservar este
ANEXO.
Muestras
clínicas
Absceso:
Aspirado del
material purulento
con aguja y jeringa
Absceso: Trozo
de la pared del
absceso
Anaerobios,
cultivo: Aspirado
de material puruento (aguja y
jeringa)
Anaerobios,
cultivo:
Líquidos de
cavidad
Anaerobios,
Tabla 13.
Contenedores/
Medios de
transporte
Frascos estériles
y frascos degasificados conteniendo TAB
Frasco estéril
Recolección y transporte de muestras clínicas
Frascos degasificados conteniendo TAB
No requiere
refrigeración
Frascos degasificados conteniendo TAB
No requiere
refrigeración
Eliminar el aire de la jeringa antes de la recolección
Frasco estéril
No requiere
Mantener en anaerobiosis (no crítico)
Transporte
No requieren
refrigeración
No requiere
refrigeración
Instrucciones
1)
Si el absceso es abierto, no recolectar el material que
drena porque puede estar contaminado con bacterias
del sitio anatómico circundante.
2) En el momento de drenaje quirúrgico es ideal la
recolección del material purulento.
3) En el caso de abscesos abiertos recolectar un trozo de
pared del absceso
Evitar exposición al oxígeno
Anexo - 13
cultivo: Trozo de
tejido (bacterias
viables no más de
24 hs.)
Anaerobios,
cultivo: Lavado
broncoalveolar
(broncofiberoscopio).
Frasco estéril
No requiere
refrigeración
1)
2)
3)
Catéteres
Frasco estéril
No requieren
refrigeración
1)
refrigeración
2)
3)
Cepillado
bronquial:
cepillo envainado
con catéter exterior
Frascos conteniendo 1 ml de
solución fisiológica estéril
No requiere
refrigeración
Esputo
Frasco estéril
con tapa a rosca
Requiere refrigeración si no
se procesa de
inmediato
1)
Insertar el hisopo en el medio
de transporte
(Stuart, Cary &
Blair o Amies).
No refrigerar.
Refrigerar
1)
2)
3)
4)
5)
Fauces, hisopado Hisopo y medio
de
de transporte
Gástrico, lavado
Muestras
clínicas
Genitales:
lesiones en
vulva, pene, ano.
Genitales:
Fondo de saco
de Douglas,
Frasco estéril
1)
2)
2)
3)
Apto para investigar todo tipo de bacterias
Procesar rápido
El lavado bronquial realizado mediante el broncoscopio
común sólo es adecuado para investigar infecciones por
bacterias que no se encuentran en la orofaringe, ya sea
como flora normal o en estado de portación, como por
ejemplo Mycobacterium tuberculosis.
Delimitar con hilo de sutura estéril la interfase pielcatéter.
Retirar el catéter asépticamente, cortar el extremo distal
y colocarlo en un frasco estéril. Rotular como punta de
catéter.
Cortar aproximadamente 1 cm por encima y por debajo
de la zona delimitada por el hilo de sutura. Colocarlo en
otro frasco estéril. Rotular como parte media.
Luego de la recolección, desinfectar la parte externa del
catéter protector.
Empujar el cepillo fuera del catéter, cortar con tijera
estéril el extremo del cepillo y colocarlo en el frasco con
solución fisiológica.
Instruir al paciente para que tosa profundamente, que
no salive, previo correcto cepillado de los dientes.
Es preferible la primera expectoración de la mañana.
Para Micobacterium tuberculosis se debe recolectar la
primera expectoración de la mañana durante tres días
en frascos separados.
Usar bajalengua.
Examinar con cuidado las fauces.
Evitar tocar mejillas, dientes, etc., con el hisopo.
Incluir pseudomembrana, si está presente.
Nunca transportar el hisopo seco.
Sólo es útil para la investigación de Mycobacterium
tuberculosis.
Tabla 13. Recolección y transporte de muestras clínicas (continuación)
Contenedores/
Medios de
Transporte
Instrucciones
transporte
Aspirado o
No existe un me- 1) Limpiar la superficie de la lesión con solución fisiológihisopado del
dio de transporte
ca estéril y remover crostas si es que están presentes.
para Haemophi- 2) Comprimir la base de la lesión hasta que se observe
exudado de la
lus ducreyi, Calylesión
exudado. Evitar que sangre.
mmatobacterium 3) Para búsqueda de T. pallidum colocar el exudado en
granulomatis o
un portaobjetos para campo oscuro o IFD.
Treponema
4) Para búsqueda de H. ducreyi irrigar la lesión con 0,5
pallidum).
ml de solución fisiológica y aspirarla con pipeta Pasteur. Inocular directamente una parte del aspirado con
medio de cultivo.
5) Para búsqueda de C. granulomatis raspar los márgenes de la lesión o tomar un trozo de la misma por
"punching". Colocarla en frasco estéril. Inocular directamente el medio de cultivo.
Colocar el exudaVer para cada
El exudado se recolecta por medio de técnicas invasivas
do en un medios
bacteria
(quirúrgicas)
de cultivo para
Anexo - 14
trompas de
Falopio, endometrio.
Genitales:
glándulas de
Bartholin
Genitales:
uretra,
endocérvix.
anaerobios, para
Chlamydia trachomatis, Neisseria
gonorrhoeae y
Mycoplasma spp.
Exudado en frasco
estéril y en frasco
para cultivo de
clamidias.
Hisopo en medio
Amies o Stuart
para Neisseria
gonorrhoeae
(preferentemente
con carbón
activado)
Ver para cada
bacteria
Para la búsqueda de anaerobios comprimir el conducto y
aspirar con aguja y jeringa el exudado purulento.
No refrigerar
1)
2)
Tomar la muestra mediante el uso de un espéculo.
Suavemente comprimir el cuello del útero hasta que
se observe el exudado. En caso contrario, introducir
un hisopo pequeño unos milímetros en el endocérvix.
3) Si el exudado uretral es abundante, recolectar
directamente con el hisopo. En caso contrario utilizar
un hisopo delgado e introducirlo unos milímetros
dentro de la uretra.
Es importante rotar el hisopo para poder obtener suficiente
cantidad de células para realizar el diagnóstico.
Refrigerar o
congelar si no se
procesa dentro
de las 24 horas
Genitales:
flujo vaginal
Hisopo o raspado
de células para C.
trachomatis en
medio de transporte para
clamidias.
Hisopo con me-dio
de transporte para
Ureaplasma
urealyticum
Hisopo en medio
de Stuart o Amies
Heridas,
material de:
(heridas quirúrgicas, úlceras,
mate-rial de
drenaje)
Frasco estéril y
frasco desgasificado conteniendo
TAB (material
obtenido con aguja
y jeringa)
No refrigerar. Si 1)
se realiza un hisopado, el hisopo
debe ser colocado en medio de
transporte de
Cary & Blair o de 2)
Amies.
Refrigerar
No refrigerar
1)
2)
Usar espéculo
Recolectar el material del fondo de vagina. No hisopar
las paredes vaginales.
Siempre es preferible aspirar el material de la herida
antes que hisoparlo, pues se obtiene mayor cantidad.
A pesar de contener al agente etiológico de la infección, la muestra puede contener otras bacterias que
están colonizando o contaminando la lesión. Una
muestra escasa, puede llevar a resultados erróneos.
Si el material no se puede aspirar y no es posible la
obtención de tejido, se debe hisopar una gran extensión de la herida o distintos sitios de la misma.
Tabla 13. Recolección y transporte de muestras clínicas (continuación)
Muestras
Contenedores/
Transporte
Instrucciones
clínicas
Medios de transporte
Huesos, biopsia Frasco estéril
No requiere
1) La biopsia es la muestra más representativa.
de:
refrigeración
2) En pacientes con evidencias radiológicas
(osteomielitis)
claras de osteomielitis y con cultivos positivos
a bacterias compatibles con la infección
(Tabla 1) no es necesaria la biopsia.
3) En pacientes con cavidades o senos que
drenan, próximos al área ósea involucrada,
no requieren biopsia.
Líquido
Frasco con tapa a rosca,
No refrigerar
1) La punción lumbar se realiza en condiciones
cefalorraquídeo para evitar el derrame del
de estricta asepsia.
material) conteniendo el
2) La obtención de 4-5 ml en adultos y 0,5-1 ml
anti-coagulante.
en el niño es suficiente.
3) Rotular la muestra como "URGENTE".
Otros líquidos
corporales
Seguir las precauciones
para bacterias anaerobias.
Colocar en frasco con TAB
y anticoagulante y en frasco
La punción debe realizarse en condiciones de
estricta antisepsia.
Anexo - 15
Materia fecal
Nasofaríngeo,
aspirado
Nasofaríngeo,
hisopado
Oído, material
de
(otitis media)
Muestras
clínicas
Ojos
(secreción)
Orina:
micción
espontánea o
al acecho
con tapa a rosca con
anticoagulante.
Frasco estéril con tapa.
Hisopo con medio de
Cary & Blair
(especialmente para
Campylobacter spp.
Frasco con solu-ción
fisiológica y glicerol
bufferado, no apto para
Campylobacter spp.
Frasco con agua
peptonada alcalina (para
Vibrio cholerae)
Utilizar 1% de casaminoácidos (para
Bordetella pertussis);
procesar antes de las 2 hs.
de tomada la muestra.
Medio de transporte para
Chlamydia.
Medio de transpor-te
para Mycoplasma.
Frasco estéril (otras
bacterias (Tabla 1).
Hispo de alginato de
calcio (no Dacrón) y medio
de transporte con carbón
activado (Bordetella
pertussis)
Medio para Chlamydia
Medio para Mycoplasma
Stuart, Amies o Cary &
Blair
Frasco estéril (aspirado por
tímpanocentesis)
No refrigerar
(Shigella spp. Es
muy sensible al
frío). Procesar
en menos de 1
hora de haber
sido emitida.
1)
2)
3)
4)
Recolectar una porción de materia fecal (es la
muestra de elección).
El hisopado se debe realizar insertando el
hisopo hasta sobrepasar el esfínter anal
(manera de recolección en bebés). El hisopo
debe incluir materia fecal visible.
Nunca recolectar la muestra desde los
pañales.
En ningún caso sirve el hisopado externo de
ano.
o
Refrigerar a 4 C Realizar varios extendidos con el material que
si se procesa
queda en la tubuladura del aspirador para
antes de las 48
diagnóstico por inmunofluorescencia
hs. Si no,
o
congelar a -60 C.
No refrigerar
Tabla 13. Recolección y transporte de muestras clínicas (continuación)
Contenedores/
Medios de
Transporte
Instrucciones
transporte
1) Hisopo con
1) No tocar la piel exterior.
No refrigerar
medio de
2) Obtener la mayor cantidad de material.
transporte
3) Hisopar ambos ojos, de acuerdo a la Tabla 1.
(Stuart, Amies
4) Preparar extendidos para tinciones de Giemsa y
o Cary & Blair)
de Gram
Refrigerar
2) Hisopo con
medio para
Chlamydia
Frasco estéril con
Refrigerar inmediatamen- 1) Asegurar el correcto lavado de los genitales extertapa a rosca.
te (no más de 6 horas.
nos con agua y jabón antes de tomar la muestra.
2) Hombre: Retraer el prepucio, lavar el pene con
agua y jabón, enjuagar con agua y repetir la
operación. Secar con gasa estéril, eliminar el
primer chorro y recolectar la parte media de la
primera orina de la mañana.
3) Mujer: Separar los labios mayores, lavar los genitales externos con agua y jabón, de adelante hacia
Anexo - 16
Orina:
punción
suprapúbica
Orina:
cateterismo
permanente
Frasco estéril o en
la misma jeringa
Refrigerar inmediatamente (no más de 6 horas)
Frasco estéril o en
la misma jeringa
Refrigerar inmediatamente (no más de 6 horas)
atrás, enjuagar. Repetir la operación otra vez más.
Colocar un tapón de algodón en la vagina. Comenzar a orinar manteniendo los labios mayores separados, eliminar el primer chorro y recolectar orina
de la porción media de la micción.
4) Niñas: lavar los genitales externos de adelante
hacia atrás tres veces antes de recolectar la orina.
5) Bebés: NO USAR BOLSAS RECOLECTORAS.
Lavar los genitales 3 veces, secar con gasa estéril
y recolectar orina al acecho.
6) En ningún caso recolectar antisépticos luego del
lavado.
Decontaminar adecuadamente la piel previo a la
punción.
1) Descontaminar el área adecuada del catéter donde
se punzará para extraer la muestra. Aspirar con
aguja y jeringa aproximadamente 10 ml de orina.
2) No recolectar la muestra de la bolsa colectora de
orina porque suele estar muy contaminada con
bacterias del ambiente.
3) Nunca realizar el cultivo de la sonda vesical, pues
no existe forma aséptica de extraer la sonda
Sangre
Frascos sellados
Colocar 5 ml de sangre en 1) Decontaminar el sitio de la punción.
(hemocultivos con para
los frascos de 50 ml. Ino- 2) No palpar para ubicar la vena una vez
seriados, ver hemocultivo de 50 cular caldos para bactedecontaminada la piel.
Tabla 1).
ml, con caldo, para rias aerobias y caldos
3) Decontaminar con iodóforos el tapón del frasco
Bacteriemia,
los adultos. Para
para bacterias anaeroantes de inocular la sangre.
septicemia,
los niños, frascos
bias. La dilución de la
4) El caldo contiene anticoagulante. El SPS
endocarditis
de 10-20 ml
sangre en los caldos debe
(polianetol sulfonato de sodio) es el anticoagulante
ser 1/10. No refrigerar e
de elección (al 0,025-0,050%).
o
incubar a 35-37 C cuanto
antes.
Tejidos,
Frasco estéril
No requiere refrigeración
1) Si la biopsia es muy pequeña es conveniente
biopsia de (y (bacterias viables
sumergirla en solución fisiológica estéril.
piezas
no más de 24
2) La recolección de la muestra en infecciones de tejiquirúrgicas). horas)
dos blandos se debe realizar cuando la lesión es lo
suficientemente fluctuante como para permitir su
incisión y drenaje, o su aspiración con aguja y
jeringa.
Anexo - 17