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5CFE01-038
2/13
Estudio de la foto-aclimatación del sistema hidráulico y del intercambio gaseoso en
brinzales de roble albar y roble melojo cultivados en solución hidropónica.
CANO MARTÍN, F.J. 1,2, SÁNCHEZ GÓMEZ, D.
ARANDA GARCÍA, I. 2
1,2
, GASCÓ GUERRERO, A.M.
2
y
1
Unidad de Anatomía, Fisiología y Genética Forestal, E.T.S.I. Montes, Universidad Politécnica de Madrid (UPM), Ciudad
Universitaria s/n, 28040 Madrid.
2
Centro de Investigaciones Forestales (CIFOR), Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias (INIA), Carretera de la
Coruña km 7,5, 28040 Madrid.
Resumen
Se cultivaron brinzales de Quercus petraea L. y Quercus pyrenaica Wild. en solución
hidropónica y condiciones controladas aplicando dos tratamientos de radiación contrastados
(luz: PPFD = 470 μmolm-2s-1; sombra: PPFD = 80 μmolm-2s-1). A los 5 meses de cultivo se
realizaron curvas fotosíntesis-CO2 (n=4-6) y medidas de la fluorescencia de la clorofila en
paralelo. En las mismas hojas se midió el contenido de clorofilas y el potencial hídrico al
mediodía. A partir de este momento, la mitad de las plantas de sombra fueron transferidas al
tratamiento de luz. Tras 30 días de cultivo bajo las nuevas condiciones ambientales, se
evaluaron los mismos parámetros funcionales que al comienzo del experimento, incluyéndose
un análisis de las características hidráulicas del xilema de tallos y raíces: conductividad y
grado de embolia. Las plantas transferidas aumentaron sensiblemente las tasas máximas de
carboxilación y transporte electrónico respecto a las de sombra, no llegando a los valores de
las de luz. La conductancia interna fue significativamente mayor en las plantas de luz que en
las de sombra y transferidas, en las cuales disminuyó significativamente respecto al
tratamiento de sombra. La misma tendencia se apreció en los valores de conductividad
hidráulica. El grado de embolia fue significativamente superior en las muestras de Q. petraea,
lo que puede relacionarse con la diferente distribución del tamaño de sus vasos. Ambas
especies respondieron al tratamiento de puesta en luz modificando los valores de los
parámetros estudiados, aunque Q. petraea mostró mayor plasticidad en su respuesta.
Palabras clave
Aclimatación fotosintética, curvas fotosíntesis-CO2, conductividad hidráulica, intercambio
gaseoso, Quercus petraea, Quercus pyrenaica.
1. Introducción
La regeneración de las especies forestales que forman los bosques templados europeos
está limitada en el interior de la masa por un déficit de recursos. Las plántulas que germinan
en el sotobosque se desarrollan en un ambiente en el que la radiación fotosintéticamente
activa (PAR) que llega al suelo es mucho menor y de distinta cualidad espectral a la recibida
en zonas abiertas (Endler, 1993). Sin embargo, la temperatura y el déficit de presión de vapor
(DPV) se ven amortiguados. Se ha postulado que la disponibilidad lumínica constituye el
principal limitante de la regeneración en estos ambientes (Bazzaz & Wayne, 1994; Canham et
al., 1996), y da lugar a la existencia de un gradiente ecológico de tolerancia a la sombra entre
las distintas especies (Ellenberg et al., 1991; Coomes & Grubb, 2003). Por otra parte, la
dinámica forestal puede estar condicionada por una plasticidad fenotípica diferencial de las
especies para adaptarse y aprovechar los cambios en los niveles de radiación que tienen lugar
tras la apertura de claros en el bosque (Canham 1989, Valladares et al. 2000).
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Diversos estudios sugieren que la apertura de claros en el dosel juega un papel
determinante en la regeneración del arbolado de los bosques templados (Canham & Marks,
1985; Connell, 1989; Beaudet & Messier, 1998), siendo el crecimiento de las plantas mucho
mayor que bajo la cubierta, lo que contribuye a cerrar el claro en mayor medida que gracias a
brinzales procedentes de nuevos reclutamientos (Connell 1989; Uhl et al. 1988). En este
sentido, la creación de un claro supone un aumento de recursos, no obstante constituye
también una situación estresante para las plántulas adaptadas a crecer en la sombra. Al
incremento de irradianza le acompaña un aumento de la temperatura foliar con el consiguiente
aumento del DPV. En consecuencia, las plantas deben modificar su estructura hidráulica,
destinando fotoasimilados a la producción de nuevas raíces que capten una mayor cantidad de
agua y que ésta sea conducida por nuevos vasos que les permitan suplir la mayor demanda
evaporativa soportada por las hojas. No obstante, hasta que no se genere esta nueva estructura
hidráulica, capaz de satisfacer las nuevas necesidades, las tensiones en el interior del xilema
pueden producir inicialmente episodios de cavitación en los vasos de mayor tamaño (Cochard
et al., 1999; Barigah et al., 2006).
Así mismo, ante las nuevas condiciones de mayor irradiancia para las plantas en los
claro, éstas deben eliminar el exceso de energía que reciben sus hojas, y que no puede ser
asimilada por la actual ruta fotosíntética, para evitar los daños provocados por fenómenos de
fotoinhibición (Powles, 1984). En este proceso se producen modificaciones en la estructura
fotosintética de las células parénquimáticas, ocurriendo una degradación neta de las clorofilas
para emplear el nitrógeno en carotenoides (Valladares et al., 2000), en enzimas del Ciclo de
Calvin, particularmente en Rubisco, y en proteínas tilacoidales, que participan en la cadena de
transporte electrónico (Rodríguez-Calcerrada et al., 2008b); aumentando, de esta forma, el
potencial de fijación de carbono. No obstante, la tasa de carboxilación está directamente
relacionada con la concentración de CO2 en el interior de los cloroplastos, que es muy inferior
a la atmosférica debido a resistencias estomáticas y resistencias internas a la difusión del CO2
y que también se pueden ver modificadas tras el aumento de irradiancia. En los últimos años,
diversos estudios sugieren que la conductancia del mesófilo (gi) puede suponer mayores
resistencias a la fijación del carbono que las estomáticas, al menos en especies caducifolias
(Epron et al. 1995; Kogami et al. 2001). La influencia del ambiente lumínico en la gi se ha
cuantificado en hojas de sombra y de sol (Hanba et al. 2002; Warren et al. 2007). Sin
embargo, es poco lo que se conoce acerca de la gi cuando se ha producido un cambio
prolongado en la luz de crecimiento, existiendo solo estudios donde variaciones rápidas en la
luz traen como resultado un incremento de la gi proporcional al PAR de medida (Gorton et al.
2003; Flexas et al. 2007).
En consecuencia, debemos hablar de una adaptación global del conjunto de las
estructuras y funciones que definen la respuesta de la planta al aumento de irradiancia,
existiendo desde aclimataciones inmediatas a nivel molecular hasta adaptaciones que
requieren años como modificaciones alométricas en el reparto de biomasa o el cambio de la
arquitectura aérea. No obstante la habilidad de las plántulas para aclimatarse rápidamente al
cambio resulta ventajosa (Naidu & DeLucía, 1998), especialmente en especies de crecimiento
lento que crecen en fuerte competencia (Naidu & DeLucia, 1997) y que además deben
competir con las especies colonizadoras que muestran mayor plasticidad fenotípica ante los
cambios en el ambiente (Canham, 1988). Las especies objeto de estudio fueron Quercus
petraea (Matt.) Liebl y Quercus pirenaica Willd, ambas consideradas de grado medio de
tolerancia a la sombra, aunque Q. pyrenaica muestra mayor tolerancia a la sequía tanto en
fase juvenil (Aranda et al., 2004; Rodríguez-Calcerrada et al., 2007, 2008a) como en arbolado
adulto (Aranda et al., 1996). El estudio del incremento en la irradiancia de plantas crecidas a
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la sombra se realizó en cultivo hidropónico, lo cual permite asegurar una disponibilidad
óptima y equitativa de agua y nutrientes en todas las plantas, y en cámaras de ambiente
controlado, siendo la temperatura interior y la humedad relativa constantes a lo largo de todo
el experimento.
2. Objetivos
Cuantificación de la capacidad de aclimatación en plantas de Q. petraea y Q.
pyrenaica crecidas bajo condiciones de sombra y transferidas a mayores niveles de
irradiancia; tanto del aparato fotosíntético como del sistema hidráulico. Además, se analizaron
las implicaciones sobre la fijación de carbono de la conductancia interna del CO2 hasta los
lugares de carboxilación en plantas crecidas con distintos niveles de irradiancia.
3. Metodología
Material vegetal y diseño experimental. Bellotas de roble albar (Quercus petraea
(Mattuschka) Liebl.) y melojo (Quercus pirenaica Willd.) procedentes de la Reserva de la
Biosfera: Sierra del Rincón (Comunidad Autónoma de Madrid) fueron recolectadas en el
otoño del 2006 y mantenidas en cámara oscura a 4ºC hasta el momento de la germinación.
Esta se realizó en perlita húmeda en cámara de germinación a 25ºC. Al emerger el tallo
epicotilo las plántulas se trasladaron a las cámaras de crecimiento y se subdividieron en dos
tratamientos de luz: sombra (PPFD = 80 μmol m-2s-1) y luz (PPFD = 470 μmol m-2s-1). Las
condiciones dentro de las cámaras fueron de 16h de luz a 22ºC y 60% humedad relativa (HR),
y 8 de oscuridad a 19ºC y 70% HR. Tres semanas después, 18 plantas de cada especie y para
cada tratamiento se pasaron al cultivo hidropónico con solución nutritiva Hoagland
modificada (conductividad inicial de 800 μS/cm) y pH entorno a 5,6 corregido regularmente
con la adición de H2SO4. La solución se renovó cada 2 semanas. Pasados 5 meses en estas
condiciones (fecha de medida D0) se realizaron mediciones de intercambio gaseoso y
fluorescencia de la clorofila en 4 plantas de cada especie en el tratamiento de sol y de 6
plantas por especie en el de sombra. A partir de este momento, la mitad de las plántulas
crecidas en sombra se transfirieron al tratamiento de luz, y 20 días después (fecha D20) se
volvieron a realizar las mediciones de intercambio gaseoso y fluorescencia de la clorofila en
las mismas hojas y en los tres tratamientos (n= 4 tratamiento luz intensa (Luz); n=3
tratamiento sombra (Sombra) y n= 3 transferidas de sombra a luz (Transferidos) para cada
una de las especies). El último día se evalúo el potencial hídrico al mediodía de todas las
plantas y se extrajeron dos disco foliares para el análisis de las clorofilas a y b y el contenido
total de carotenoides. En esta misma fecha se evaluaron la conductividad hidráulica y el grado
de embolia en todas las plantas del estudio.
Medidas de intercambio gaseoso. Todas las mediciones se realizaron en hojas
pertenecientes al tercio superior del tallo y completamente formadas. Por un lado se
determinó la respiración mitocondrial en luz (Rd) y el punto aparente de fotocompensación
(Ci*) siguiendo el método propuesto por Laisk (1977). Para ello se realizaron 3 curvas AN-Ci
con el equipo IRGA Li-6400 (Li-Cor Inc., Lincoln, NE, USA) con el cabezal de 2 cm2 LCF-40
variando la intensidad luminosa (PAR= 400, 150 y 50 μmolm-2s-1, siendo el 15% de la misma
radiación azul, para estimular la apertura estomática) y CO2 = 300, 250, 200, 150, 100, 50
μmol mol-1. Las mediciones se realizaron con una tasa de flujo de 300 μmols-1, coeficiente
estomático de 0, correspondiente a hojas hipoestomáticas, a la temperatura de la cámara de
crecimiento (22ºC) y con un DPV = 1,3- 1,5 kPa. Un día después se realizaron curvas
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fotosíntesis-CO2, en las mismas hojas, empezando a 380 μmol mol-1 y decreciendo en 6 pasos
hasta 50 μmol mol-1 para volver a la concentración inicial y acabar la curva en 2000 μmol mol1
en 8 pasos más en las mismas condiciones de temperatura y humedad bajo un PPFD de 1100
μmolm-2s-1 en las hojas de luz, y 700 μmol mol-1 en las hojas de sombra y transferidas. Se
tomaron registros completos de la fluorescencia de la clorofila en cada punto para evaluar el
momento en que la tasa de transporte electrónico (calculada siguiendo a Genty et al., 1989) se
hace constante y tomar esos puntos para evaluar la conductancia del mesófilo siguiendo el
método de la J constante propuesto por Harley et al. (1992). Los valores así obtenidos de la gi
se usaron para convertir las curvas AN-Ci en AN-CC siguiendo la ecuación CC = Ci –AN/gi, y
representar así la variación de la fotosíntesis respecto a la concentración de CO2 en el interior
de los cloroplastos para luego calcular la tasa máxima de carboxilación (VCmax) y la máxima
capacidad de transporte electrónico (Jmax) medida bajo luz saturante (von Caemmerer, 2000;
Sharkey et al., 2007).
Análisis de pigmentos fotosintéticos y peso foliar específico. En ambas fechas se
extrajeron discos foliares procedentes de la hoja que fue medida con el Li-Cor (D20), y en una
hoja situada a la misma altura en la medida inicial (D0). La evaluación del contenido en
clorofilas (Clo a y Clo b) así como el contenido total en carotenoides (C x+c) se realizó a través
de exctracciones con Dimetilsulfóxido (DMSO), siguiendo a Wellburn (1994). Mediante un
disco foliar gemelo obtenido de la misma hoja que se mantuvo 48h en estufa a 65º para
obtener su peso seco, así como el peso foliar específico (LMA), se obtuvieron las
concentraciones de los anteriores pigmentos por peso seco foliar y por superficie.
Estimación del estado hídrico de las plantas y mediciones hidráulicas: En ambas fechas
se midió el potencial hídrico al mediodía (Ψmed) empleando una cámara de presión (PMS,
Corvallis, OR, USA). La conductividad hidráulica (Kh) y el grado de embolia xilemático en
tallos (L=6-40 cm, máxima posible que se puede medir en cada planta) y segmentos de las
raíces principales (L=10-15 cm) se midieron estimando sus conductividades hidráulicas
inicial y máxima con la ayuda de un equipo XYL’EM (Xylem Embolism Meter, Instrutec,
Montigny les Cormeilles, France) según la metodología descrita inicialmente por Sperry et al.
(1988). La conductividad hidráulica inicial (Ki) se determinó aplicando una presión (P) de 75
cm de altura de una solución KCl= 50 mM (preparada en agua ultrapura desgasificada) a lo
largo de la muestra. La conductividad hidraúlica se calcula como Kh (mmol m s-1 MPa-1)=
F*L/P, siendo F el flujo de agua (kg s-1) que pasa a través de la muestra. Para deshacer las
embolias presentes en el sistema hidráulico, se sometió a las muestras a una presión de agua
de 0.5 bares durante 20 minutos. Entonces se determinó la conductividad máxima (Kmáx) de la
misma manera que la inicial. La pérdida de conductividad hidráulica (PCH) debida a la
cavitación parcial del sistema de transporte de agua se determina según la expresión:
PCH(%)=100·(Kmáx-Ki)/Kmáx. Al referirla respecto al conjunto del área foliar de la planta
obtenemos la conductividad hidráulica foliar-específica Kh-leaf, (mmol m-1 s-1 MPa-1).
Análisis estadístico. Los datos fueron analizados mediante un análisis factorial
considerando como factores a la especie y al tratamiento de luz. Se realizó el test de Duncan
entre medias con un nivel de significación α =0,05. Se usó el paquete informático
STATISTICA 8.0 (Stat soft. Inc. 2300 Tulsa OK, USA).
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4. Resultados
Las plantas transferidas modificaron la concentración de los pigmentos fotosintéticos
aunque la respuesta fue diferencial en cada especie (tabla 1). Las plantas de Q. petraea
disminuyeron notablemente la concentración de Clo a, manteniendo constante la Clo b,
mientras que Q. pyrenaica aumentó ambas concentraciones. En ambas especies la relación
entre clorofilas disminuyó haciéndose igual a la de las plantas adaptadas a la luz. Entre
especies, Q. petraea presentó mayores concentraciones en ambas clorofilas, así como en la
relación entre ambas, en todos los tratamientos. Ambas especies disminuyeron C x+c al ser
transferidas, en mayor medida que el descenso en clorofilas, aunque la diferencia de medias
no fue significativa. La concentración tanto de clorofilas como del total de carotenoides no
mostró variación significativa entre tratamientos cuando referimos los datos a unidades de
superficie.
Tabla 1. Análisis de los pigmentos fotosintéticos en fecha D20. Valores medios ± Error estándar (n=3-4) y F valores para un
ANOVA bifactorial y significación según: P<0,05(*), P<0,01(**), P<0,001(***). Las letras representan grupos homogéneos
según test de Duncan (α=0,05). Abreviaturas: LMA, peso foliar específico; Clo a, concentración en peso de clorofila a,
Clob, concentración en peso de clorofila b; Clo a+b, concentración en peso del conjunto de clorofilas; Clo a/b, la relación
entre clorofila a y b; C x+c, concentración en peso del total de carotenoides; C x+c/Clo a+b, la relación entre carotenoides
y clorofilas.
LMA
Clo a
Clo b
(gm-2)
(mgg-1)
(mgg-1)
Clo a/b
C x+c/
Clo a+b
C x+c
(mgg-1)
Q. petraea
SOMBRA
TRANSF.
LUZ
53,5 ± 3,9 a
5,34 ± 0,56 c
1,56 ± 0,36 ab
3,72 ± 0,66 b
1,37 ± 0,05 b
0,21 ± 0,03 a
a
bc
ab
ab
ab
0,19 ± 0,03 a
50,5 ± 0,6
3,89 ± 0,42
1,55 ± 0,36
2,87 ± 0,87
1,02 ± 0,13
83,3 ± 7,4 b
3,12 ± 0,64 ab
1,03 ± 0,21 a
3,03 ± 0,30 ab
0,91 ± 0,14 ab
0,23 ± 0,03 a
59,3 ± 4,8 a
4,21 ± 0,72 bc
1,76 ± 0,21 ab
2,36 ± 0,11 ab
1,16 ± 0,24 ab
0,19 ± 0,01 a
51,7 ± 3,9 a
4,89 ± 0,60 bc
2,65 ± 0,68 b
1,97 ± 0,27 a
0,97 ± 0,30 ab
0,15 ± 0,05 a
a
a
a
0,24 ± 0,04 a
Q. pyrenaica
SOMBRA
TRANSF.
LUZ
84,1 ± 11,5
b
2,00 ± 0,17
a
0,99 ± 0,10
2,06 ± 0,26
0,71 ± 0,10
Estadístico F
Tratamiento
Especie
Trat*Esp
12,04 ***
0,19
8,99 **
0,81
4,86 *
2,07
0,92
7,75 *
3,32
1,14
1,77
0,31
0,07
2,25
1,42
0,13
0,13
0,32
Se observó un amplio registro en Ci* siendo mucho mayor en plantas de sombra que
de luz y disminuyendo significativamente en las plantas transferidas. La respiración en luz
(Rd) no mostró grandes diferencias con la excepción de las plantas de Q. pyrenaica
transferidas. La conductancia interna (gi) de las plantas transferidas fue significativamente
menor que en las de sombra y mucho menor que en las de solen ambas especies. Los
parámetros característicos de la maquinaria fotosintética (VCmax y Jmax) fueron mayores en las
plántulas transferidas que en las de sombra, pero sin llegar a los valores alcanzados por las
plantas de luz. El aumento mostrado por Q. petraea fue significativamente mayor al de Q.
pyrenaica. No hubo variación significativa en la relación moléculas de CO2 fijadas/tasa de
transporte electrónico (dato no mostrado), aunque las plántulas de Q. petraea transferidas
mostraron apreciable incremento.
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Tabla 2. Análisis de distintas variables del intercambio gaseoso foliar en fecha D20. Valores medios ± Error estándar (n=34) y F valores para un ANOVA bifactorial y significación según: P<0,05(*), P<0,01(**), P<0,001(***). Las letras
representan grupos homogéneos según test de Duncan (α=0,05). Abreviaturas: Ci*, punto aparente de fotocompensación;
Rd, respiración mitocondrial en luz, gi, conductancia interna del mesófilo; Vcmax, tasa máxima de carboxilación; Jmax,
tasa máxima de transporte electrónico.
Ci *
Rd
gi
VCmax
Jmax
(μmol mol-1)
(μmolCO2m-2s-1)
(molCO2m-2 s-1bar-1)
(μmolCO2m-2 s-1)
(μmole-m-2s-1)
59,7 ± 5,7 d
0,61 ± 0,18 a
0,10 ± 0,01 ab
53,7 ± 22,9 abc
90 ± 11 a
43,9 ± 1,0 bc
0,57 ± 0,01 a
0,07 ± 0,01 a
90,7 ± 1,8 bcd
115 ± 5 ab
a
a
c
111,9 ± 21,7
c
144 ± 18 b
0,80 ± 0,23 a
0,14 ± 0,03 bc
35,7 ± 3,4 a
85 ± 8 a
b
ab
ab
91 ± 6 a
Q. petraea
SOMBRA
TRANSF.
LUZ
31,6 ± 0,5
0,70 ± 0,13
0,16 ± 0,00
Q. pyrenaica
SOMBRA
TRANSF.
LUZ
50,6 ± 2,7 c
38,4 ± 2,0
ab
1,68 ± 0,06
0,09 ± 0,01
42,0 ± 4,6
39,8 ± 1,5 ab
0,93 ± 0,23 a
0,14 ± 0,02 bc
99,5 ± 11,0 cd
148 ± 41 b
25,90 ***
3,61
8,40 **
6,84 *
7,10 **
0,89
14,39 **
0,84
3,83
0,38
5,11 *
5,02 *
2,13
0,71
0,40
Estadístico F
Tratamiento
Especie
Trat*Esp
La transferencia de plantas de sombra a luz causó un estrés significativo en términos
de potencial hídrico medido al mediodía (figura 1), a pesar de haber estado mantenidas en
cultivo hidropónico, esto es, con la máxima disponibilidad hídrica. Las plantas transferidas
presentaron potenciales inferiores a los de sol, especialmente las de Q. petraea, aunque las
diferencias no fueron significativas.
Sombra
Transferidas
Luz
Potencial hídrico
mediodía (bar)
0
-3
-6
-9
a
a
-12
b
-15
-18
21
b
b
b
Q. petraea
Q pyrena
Figura 1. Valores de potencial hídrico medido al mediodía en fecha D20. Valores medios ± Error estándar (n=3-4). Letras
representan grupos homogéneos según test de Duncan (α=0,05)
Por su lado, la Kh-leaf del tallo fue menor en ambas especies para las plantas de sombra
y transferidas (figura 2a), siendo la diferencia con los valores de luz mayor en Q. petraea. Si
relacionamos este valor con las pérdidas de conductividad hidráulica reflejadas en la figura 3,
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Conductividad específica del tallo
(mmol∙s‐1∙Mpa‐1∙m‐1)
a
15
Quercus petrea
Quercus pyrenaica
n.s.
12
9
6
3
0
Sombra
Luz Transferidas
Porcentaje de pérdida de conductancia (%)
comprobamos que existe correlación positiva entre el grado de embolia, la caída del potencial
hídrico y la disminución en conductividad hidráulica para Q. petraea; pero en Q. pyrenaica, a
pesar de disminuir su potencial hídrico por debajo de las plantas de sol, no se observó una
caída tan acentuada en su capacidad hidráulica (figuras 2a y 2b).
21
18
15
Quercus petrea
Quercus pyrenaica
b
a
ab
ab
12
9
b
6
3
0
Tallo
Raíz
Figura 2. Valores de la conductividad específica del tallo (2a) Valores del porcentaje de pérdida de conductancia hidráulica
en tallos y raíces por embolización natural(2b) en fecha D20. Valores medios ± Error estándar (n=3-4). Letras representan
grupos homogéneos según test de Duncan (α=0,05)
El grado de embolización natural, tanto de raíces como de tallos, fue siempre ligeramente
superior en Q. petreae que en Q. pyrenaica (figura 2b, datos referidos a plantas de luz).
5. Discusión
La adaptación a nuevas condiciones ambientales tras una modificación en el
ambiente lumínico, implica modificaciones funcionales y estructurales en las plantas a
distintos niveles. Al margen de las variables aquí estudiadas, en las plantas transferidas se
observó complementariamente un notable desarrollo radicular, y una o dos brotaciones
durante los 20 días de duración del ensayo. En las hojas ya formadas bajo condiciones de
sombra de plantas posteriormente transferidas se observó un descenso en la concentración de
clorofilas, especialmente en la relación Clo a/b, lo cual se ha visto reflejado en otros estudios
(Kamaluddin & Grace, 1992) aunque no en todos (Naidu & Delucia, 1998). Este descenso
estaría relacionado con una rápida translocación del nitrógeno para aumentar las cantidades de
Rubisco y las proteínas que participan en el transporte electrónico (Rodríguez-Calcerrada et
al., 2008b), y de este modo aliviar el exceso de energía que no puede seguir la ruta
fotoquímica. Las tasas máximas de carboxilación y de transporte electrónico apoyaron esta
hipótesis al ser significativamente mayores en las plantas transferidas que en las plantas de
sombra, especialmente en el roble albar. Nuestros valores de Ci* de plantas de sombra
resultaron superiores a los registrados en la literatura para la misma temperatura (Atkins et al.,
2000; Warren, 2008) que oscilan de 32 a 38 (μmol mol-1), aunque estos valores son de
plantas bien iluminadas coincidiendo con los obtenidos para nuestras plantas de sol. Ya que
las variables de intercambio gaseoso se han realizado bajo un PPFD distintos en las plantas
una vez transferidas y las que continuaron a la sombra (con motivo de usar luz saturante), la
comparación entre ambas puede estar afectada por la misma, no obstante los valores de
fotosíntesis fueron similares a los de sombra e inferiores a los de luz y la conductancia
estomática fue sensiblemente inferior en el caso de Q. pyrenaica (datos no mostrados), lo que
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está en relación con la hipótesis de que la fotosíntesis se encuentra estomáticamente limitada
en plantas adaptadas a la sombra que pasan a la luz (Naidu & Delucia, 1998; Ellsworth &
Reich, 1992). La respiración en luz se mantuvo invariable en las plántulas de Q. petraea y
aumentó en las de Q. pyrenaica, lo que coincide con una falta de patrón claro y una
dependencia con la especie estudiada (Naidu & Delucia, 1998; Sims & Pearcy, 1991; Ruuska
et al. 1994).
En trabajos anteriores se ha mostrado que hojas de sol muestran conductancias
internas mayores (Piel et al., 2002; Warren et al., 2007) y existe cierto consenso al asumir que
la gi se ve principalmente limitada por la difusión del CO2 una vez que ha atravesado las
paredes mesofíticas, al menos en planocaducifolias (Nobel 1983; Gorton et al., 2003; Warren
et al., 2007; Flexas et al., 2008). Los valores obtenidos por nuestras plantas transferidas son
menores a los obtenidos en los de sombra, lo que resulta inesperado. En trabajos anteriores se
ha comprobado que el cambio de irradiancia supone un aumento en la superficie de
cloroplastos (SC) que limitan con los espacios intercelulares en varias especies (Oguchi et al.,
2006) y que daría lugar a un aumento de la gi (Hanba et al., 2002). No obstante existen una
serie de componentes adiciones relacionados con la gi que podrían explicar este descenso
(Flexas et al., 2008), destacando la implicación que tienen las aquaporinas como posibles
canales para la entrada del CO2 en el interior de las células parenquimáticas (Flexas et al.,
2006). Recientemente se ha demostrado la relación positiva existente entre conductividad
hidráulica foliar y expresión de aquaporinas (Cochard et al., 2007). Si tenemos en cuenta la
situación de estrés de las plantas transferidas, aún transcurridos 20 días de aclimatación,
podemos pensar que la conductancia a través de las aquaporinas sea menor en éstas plantas
que en las de sombra y que, en efecto, el estrés tenga una importancia tal que contrarrestase el
posible aumento en SC reportado por Oguchi et al. (2006) o los cambios en el desarrollo y
posición de los cloroplastos (Tholen et al., 2007) tras la aclimatación a la luz. En este sentido
el aumento en el potencial de fijación de carbono estaría marcado únicamente por una
modificación a nivel bioquímico en el potencial de fijación de carbono (aumento de la
carboxilación y tasa de transporte electrónico).
El análisis hidráulico revela una situación de estrés hídrico propiciado por el
aumento en la demanda del déficit de presión de vapor que viene a corroborar trabajos previos
en campo (Cochard et al., 1999; Barigah et al., 2006).
6. Conclusiones
1. Ambas especies reaccionaron al cambio en las condiciones de luz, aunque de forma
diferencial, pues Q. petraea mostró mayor plasticidad en la aclimatación de su maquinaria
fotosintética, pero a la vez sufrió en mayor medida los efectos del estrés hídrico que
acompañan al aumento en los niveles de luz recibidos por la planta. Por su parte, Q. pyrenaica
mostró una respuesta más conservadora, ya descrita en Quercus mediterráneos (Valladares et
al., 2000; Quero et al., 2006; Rodríguez- Calcerrada et al., 2007; Rodríguez- Calcerrada et al.,
2008b).
2. Aunque el número de réplicas es bajo (n=3-4) el análisis estadístico revela
disminución de la conductancia interna en ambas especies como consecuencia del cambio en
irradiancia. Resultado que es relativamente novedoso, y que apunta a un desacoplamiento
entre el potencial de fijación de carbono a nivel bioquímico, y el control de la fijación de
carbono por parte de las resistencias internas a la difusión del CO2.
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7. Agradecimientos
Este trabajo ha sido posible gracias al programa de contratos predoctorales de la
Comunidad de Madrid del que es beneficiario Francisco Javier Cano y al programa Juan de la
Cierva del MCeI del que es beneficiario David Sánchez-Gómez y Antonio María Gascó. Los
trabajos realizados se han hecho dentro del marco del proyecto del Ministerio de Ciencia e
Innovación CLIMHAYA CGL2007-66066-C04-03/BOS. Agradecemos, en especial, la ayuda
técnica de Luis Alté durante todas las fases del experimento.
8. Bibliografía
ARANDA I; GIL L; PARDOS J.; 1996. Seasonal water relations of three broadleaved species
(Fagus sylvatica L, Quercus petraea (Mattuschka) Liebl and Quercus pyrenaica Willd) in a
mixed stand in the centre of the Iberian Peninsula. For Ecol Manage 84:219–229
ARANDA I.; GIL L,; PARDOS J.A.; 2004. Osmotic adjustment in two temperate oak species
[Quercus pyrenaica Willd and Quercus petraea (Matt.) Lieb] of the Iberian Peninsula in
response to drought. Invest Agrar Sist Recur For 13:339–345.
ATKIN, O.; EVANS J.; BALL M.; LAMBERS H.; PONS T.; 2000. Leaf respiration of
snow gum in the light and dark interactions between temperature and irradiance. Plant
Physiol. 122:915–923.
BARIGAH, T.; IBRAHIM, T.; BOGARD, A.; FAIVRE-VUILLIN, B.; LAGNEAU, L.;
MONTPIED, P.; DREYER, E.; 2006. Irradiance-induced plasticity in the hydraulic properties
of saplings of different temperate broad-leaved forest tree species. Tree Physiol. 26, 1505–
1516.
BAZZAZ, F.A.; WAYNE, P.M.; 1994. Coping with environmental heterogeneity: the
physiological ecology of tree seedling regeneration across the gap–understorey continuum.
Exploitation of Environmental Heterogeneity by Plants. Ecophysiological Processes Aboveand Belowground. Physiological Ecology. A series of monographs, texts, and treatises (eds
M. M. Caldwell & R. W. Pearcy), pp. 349–390. Academic Press, San Diego.
BEAUDET, M., MESSIER, C.; 1998. Growth and morphological responses of yellow birch,
sugar maple, and beech seedlings growing under a natural light gradient. Can. J. For. Res.
28:1007–1015.
VON CAEMMERER S.; 2000. Biochemical Models of Leaf Photosynthesis, pp. 1–165.
CSIRO Publishing, Collingwood, Victoria, Australia.
CANHAM C.D.; 1988. Growth and Canopy Architecture of Shade-Tolerant Trees: Response
to Canopy Gaps. Ecology 69(3) 786-795.
CANHAM C.D.; 1989. Different Respones to Gaps Among Shade-Tollerant Tree Species.
Ecology 70(3):548-550.
CANHAM C.D.; BERKOWITZ A.R.; KELLY V.R.; LOVETT G.M.; OLLINGER S.V.;
SCHNURR J.; 1996. Biomass allocation and multiple resource limitation in tree seedlings.
Can. J. For. Res. 26: 1521–1530.
11/13
CANHAM, C.D.; MARKS, P.L.; 1985. The response of woody plants to disturbance: patterns
of establishment and growth. In: Pickett, S.T.A., White, P.S. (Eds.), The Ecology of Natural
Disturbance and Patch Dynamics. Academic Press, New York, pp. 197–216.
COCHARD, H.; LEMOINE, D.; DREYER, E.; 1999. The effects of acclimation to sunlight
on the xylem vulnerability to embolism in Fagus sylvatica L. Plant Cell Environ. 22:101-108.
COCHARD H.; VENISSE J.S.; BARIGAH T.S.; BRUNEL N.; HERBETTE S.; GUILLIOT
A.; TYREE M T.; SAKR S.; 2007. Putative Role of Aquaporins in Variable Hydraulic
Conductance of Leaves in Response to Light Plant Physiol. 143:122–33
CONNELL, J. H.; 1989. Some processes affecting the species composition in forest gaps.
Ecology 70: 560–562.
COOMES, D.; GRUBB P.; 2003. Colonization, tolerance, competition and seed-size variation
within functional groups. Trends Ecol. Evol. 18: 283-291.
ELLENBERG, H.; WEBER H. E.; DÜLL R.; WIRTH V.; WERNER W.; 1991. Indicator
values of plants in Central Europe – Zeigerwerte von Pflanzen in Mitteleuropa. Erich Goltze
KG, Scripta Geobotanica 18 Göttingen.
ELLSWORTH, D. S.; REICH, P. B.; 1992. Leaf mass per area, nitrogen content and
photosynthetic carbon gain in Acer saccharum seedlings in contrasting forest light
environments. Funct. Ecol. 6: 423–435.
ENDLER, J.A.; 1993. The color of light in forests and its implications. Ecol. Monog. 61:1-27.
EPRON D.; GODARD D.; CORNIC G.; GENTY B.; 1995. Limitation of net CO2
assimilation rate by internal resistances to CO2 transfer in the leaves of two tree species
(Fagus sylvatica L. & Castanea sativa Mill.). Plant Cell Environ. 18: 43–51.
FLEXAS, J.; DIAZ-ESPEJO, A.; GALMÉS, J.; KALDENHOFF, R.; MEDRANO, H.;
RIBAS-CARBO, M.; 2007. Rapid variations of mesophyll conductance in response to
changes in CO2 concentration around leaves. Plant Cell Environ. 30: 1284–1298
FLEXAS, J.; RIBAS-CARBÓ M.; HANSON, D.T.; BOTA, J.; OTTO, B.; CIFRE, J.;
MCDOWELL, N.; MEDRANO, H.; KALDENHOFF, R.; 2006. Tobacco aquaporin NtAQP1
is involved in mesophyll conductance to CO2 in vivo. Plant J. 48: 427–439.
FLEXAS J.; RIBAS-CARBÓ M.; DIAZ-ESPEJO A.; GALMÉS, J & MEDRANO, H.; 2008.
Mesophyll conductance to CO2: current knowledge and future prospects Plant Cell Environ.
31: 602–621
GENTY, B.; BRIANTAIS, J.M.; BAKER, N,R,; 1989. The relationship between the quantum
yield of photosynthetic electron transport and quenching of chlorophyll fluorescence. BBA
990; 87–92.
12/13
GORTON, H.L.; HERBERT, S.K.; VOGELMANN, T.C.; 2003. Photoacoustic analysis
indicates that chloroplast movement does not alter liquid-phase CO2 diffusion in leaves of
Alocasia brisbanensis. Plant Physiol. 132; 1529–1539.
HANBA, Y.T.; KOGAMI, H.,; TERASHIMA, I.; 2002. The effect of growth irradiance on
leaf anatomy and photosynthesis in Acer species differing in light demand. Plant Cell Environ
25:1021–1030
HARLEY, P.C.; LORETO, F.; DIMARCO, G.; SHARKEY, T.D.; 1992. Theoretical
considerations when estimating the mesophyll conductance to CO2 flux by analysis of the
response of photosynthesis to CO2. Plant Physiol. 98: 1429–1436.
KAMALUDDIN, M.; GRACE, J.; 1992. Photoinhibition and light acclimation in seedlings of
Bischofia javanica, a tropical forest tree from Asia. Ann. Bot. 69: 47–52.
KOGAMI, H.; HANBA, Y.T.; KIBE, T.; TERASHIMA, I.; MASUZAWA, T.; 2001. CO2
transfer conductance, leaf structure and carbon isotope discrimination of Polygonum
cuspidatum leaves from low and high altitude. Plant Cell Environ 24: 529–538.
LAISK A.K.; 1977. Kinetics of Photosynthesis and Photorespiration in C3 Plants (en ruso).
Nauka, Moscow, Russia.
NAIDU, S.L.; DELUCIA E.H.; 1997. Growth, allocation and water relations of shade-grown
Quercus rubra L. saplings exposed to a late-season canopy gap. Ann. Bot. 80:335–344.
NAIDU, S.L.; DELUCIA E.H.; 1998. Physiological and morphological acclimation of shadegrown tree seedlings to late-season canopy gap formation. Plant Ecology 138: 27–40.
NOBEL, P.S.; 1983. Biophysical Plant Physiology and Ecology.W.H. Freeman & Co., San
Francisco, CA, USA.
OGUCHI, R.; HIKOSAKA, K.; HIURA, T.; HIROSE, T.; 2006. Leaf anatomy and light
acclimation in woody seedlings after gap formation in a cool-temperate deciduous forest.
Oecologia. 149 (4): 571-582
PIEL, C.; FRAK, E.; LE ROUX, X.; GENTY, B.; 2002. Effect of local irradiance on CO2
transfer conductance of mesophyll in walnut. J. Exp. Bot. 53: 1–8.
POWLES, S.B.; 1984. Photoinhibition of photosynthesis induced by visible light. Annu. Rev.
Plant Physiol. 35: 15-44.
QUERO, J.L.; VILLAR, R.; MARAÑÓN, T.; ZAMORA, R.; 2006. Interactions of drought
and shade effects on four Mediterranean Quercus species: physiological and structural leaf
responses. New Phytol. 170: 819-834.
RODRÍGUEZ-CALCERRADA, J.; PARDOS J.A.; GIL L.; ARANDA I.; 2007. Acclimation
to light in seedlings of Quercus petraea (Mattuschka) Liebl. and Quercus pyrenaica Willd.
planted along a forest-edge gradient. Trees 21:45–54.
13/13
RODRÍGUEZ-CALCERRADA, J.; PARDOS J.A.; GIL L.; ARANDA I.; 2008a. Ability to
avoid water stress in seedlings of two oak species is lower in a dense forest understory than in
a medium canopy gap. For Ecol Manage 255: 421–430.
RODRÍGUEZ-CALCERRADA, J.; REICH, P. B.; ROSENQVIST, E.; PARDOS, J. A.;
CANO, F. J. & ARANDA, I. 2008b. Leaf physiological versus morphological acclimation to
high-light exposure at different stages of foliar development in oak. Tree Physiol. 28: 761-771
SHARKEY, T.D.; BERNACCHI, C.J.; FARQUHAR, G.D.; SINGSAAS, E.L.; 2007. Fitting
photosynthetic carbon dioxide response curves for C3 leaves. Plant Cell Environ 30:10351040.
SIMS, D. A.; PEARCY, R.W.; 1991. Photosynthesis and respiration in Alocasia macrorrhiza
following transfers to high and low light. Oecologia 86: 447–453.
SPERRY, J.S.; DONNELLY, J.R.; TYREE, M,T,; 1988. A method for measuring hydraulic
conductivity and embolism in xylem, Plant Cell Environ 11: 35-40.
THOLEN, D.; BOOM, C.; NOGUCHI, K.; TERASHIMA, I.; 2007. The effects of chloroplast
movement on CO2 transfer conductance in Arabidopsis thaliana. Plant Cell Environ 48, S95.
UHL, C.; CLARK, K.; DEZZEO, N.; MAQUIRINO, P.; 1988. Vegetation dynamics in
Amazonian treefall gaps. Ecology 69: 751–763.
VALLADARES, F.; MARTÍNEZ-FERRI E.; BALAGUER L.; PÉREZ-CORONA E.;
MANRIQUE E.; 2000. Low leaf-level response to light and nutrients in Mediterranean
evergreen oaks: a conservative resource-use strategy? New Phytol. 148:79–91.
WARREN, C.R.; 2008. Does growth temperature affect the temperature response of
photosynthesis and internal conductance to CO2? A test with Eucalyptus regnans. Tree
Physiol. 28: 11–19.
WARREN, C.R.; LÖW, M.; MATYSSEK, R.; TAUSZ, M.; 2007. Internal conductance to
CO2 transfer of adult Fagus sylvatica: variation between sun and shade leaves and due to freeair ozone fumigation. Environ. Exp, Botany 59: 130–138.
WELLBURN, A.R.; 1994. The spectral determination of chlorophylls a and b, as well as total
carotenoids, using various solvents with spectrophotometers of different resolution. J Plant
Physiol 144: 307–313.