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Regulación de la expresión génica en bacterias y virus bacterianos
TEXTO
Preguntas clave
-
¿A través de qué mecanismos pueden variar los niveles de transcripción y
traducción del RNA?
-
¿Cómo pueden las células o virus detectar cambios ambientales y desencadenar
cambios en la expresión génica?
-
¿Cuáles son los mecanismos moleculares de regulación génica en bacterias y virus
bacterianos?
-
¿Cómo se coordina la expresión conjunta de genes?
Esquema
10.1 Regulación génica
10.2 Descubrimiento del sistema lac: control negativo
10.3 Represión catabólica del operón lac: control positivo
10.4 Doble control positivo y negativo: el operón de la arabinosa
10.5 Rutas metabólicas y niveles adicionales de regulación: la atenuación
10.6 Ciclos de vida de bacteriófagos: más reguladores y operones complejos
10.7 Los factores sigma alternativos regulan grandes grupos de genes
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En octubre de 1965, el rey de Suecia entregó el Premio Nobel de fisiología y medicina a
François Jacob, Jacques Monod y André Lwoff del Instituto Pasteur por sus
descubrimientos sobre cómo se regula la expresión génica (Figura 10-1). El premio era
el fruto de la excepcional colaboración de tres hombres extraordinarios. Era también un
triunfo contra todo pronóstico. Las posibilidades de que cada uno de estos tres hombres
viviera para ver ese día, y no digamos de conseguir tal honor, eran remotas.
Veinticinco años antes, Monod era un estudiante de doctorado en la Sorbona en
París que trabajaba en un fenómeno bacteriano llamado “adaptación enzimática” que
parecía tan oscuro a algunos que el director del laboratorio de zoología donde él
trabajaba afirmó: “Lo que hace Jacques Monod no tiene ningún interés para la
Sorbona”. Jacob era un estudiante de medicina de 20 años que intentaba convertirse en
cirujano. Lwoff era en aquel momento un miembro bien establecido del Pasteur, jefe de
su departamento de fisiología microbiana.
En ese momento tuvo lugar la Segunda Guerra Mundial.
Mientras Francia era invadida y rápidamente dominada, Jacob huyó hacia la
costa para unirse a las Fuerzas Francesas Libres que se agrupaban en Inglaterra. Sirvió
como médico en el Norte de África y en Normandía hasta que fue gravemente herido
por un proyectil de mortero. Monod se unió a la Resistencia Francesa mientras
continuaba su trabajo. Después de una redada de la Gestapo en su laboratorio
(pág. 351)
(pág. 352)
de la Sorbona, Monod decidió que trabajar allí era peligroso (su predecesor en la
Resistencia fue arrestado y ejecutado), y André Lwoff le ofreció espacio en el Pasteur.
Monod, a su vez, consiguió que Lwoff se uniera la Resistencia, hecho que expuso al
científico senior aun riesgo doble, ya que como judío, Lwoff también se arriesgaba a ser
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deportado (15 científicos del Pasteur fueron deportados y luego ejecutados durante la
ocupación de Francia).
Después de la liberación de París, Monod sirvió en el ejército francés y por
casualidad encontró, en una biblioteca móvil del ejército de los Estados Unidos, un
artículo de Oswald Avery y sus colegas que demostraba que el DNA era el material
hereditario en las bacterias (véase el Capítulo 7). Su interés por la genética se reavivó y
volvió con Lwoff después de la guerra. Las lesiones de Jacob eran demasiado graves
como para seguir la carrera de cirujano e, inspirado por el enorme impacto que tuvo la
introducción de los antibióticos hacia el final de la guerra, finalmente decidió dedicarse
a la investigación científica. Jacob se puso en contacto con Lwoff varias veces para
conseguir un puesto en su laboratorio pero fue rechazado. En su último intento cogió a
Lwoff de buen humor. El científico senior le dijo a Jacob: “Sabes que acabamos de
encontrar la inducción del profago, ¿estarías interesado en trabajar con el fago?”. Jacob
no tenía ni idea de lo que hablaba Lwoff, pero tartamudeó: “Eso es precisamente lo que
me gustaría hacer”.
Estos son los protagonistas de esta historia. Lo que siguió en la década siguiente
fue una de las colaboraciones más creativas y productivas de la historia de la genética,
cuyos descubrimientos aún tienen repercusión en la biología de hoy.
Una de las revelaciones más importantes no tuvo lugar en el laboratorio sino en
un cine. Mientras daba vueltas a una conferencia que tenía que preparar, Jacob optó por
llevar a su mujer, Lise, a una sesión matinal de domingo. Aburrido y somnoliento,
Jacob se vio “preso de una excitación repentina mezclada con un vago placer... El
asombro de lo obvio. ¿Cómo no lo había pensado antes? Ambos experimentos... sobre
el fago... y aquél que hizo con Pardee y Monod en el sistema de la lactosa... ¡son lo
mismo! La misma situación. El mismo resultado... En los dos casos, un gen dirige la
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formación de un producto citoplasmático, de un represor que bloquea la expresión de
otros genes y que por lo tanto impide la síntesis de la galactosidasa o la multiplicación
del virus... ¿Dónde puede el represor actuar para pararlo todo a la vez? La única
respuesta simple es... ¡en el propio DNA!” (F. Jacob, La estatua interior, una
autobiografía, 1988).
Y así nació el concepto de un represor que actúa sobre el DNA para reprimir la
inducción de genes. Pasarían muchos años antes de que los hipotéticos represores fueran
aislados y caracterizados bioquímicamente. Los conceptos formulados por Jacob y
Monod explicados en este capítulo (RNA mensajero, promotores, operadores, genes
reguladores, operones y proteínas alostéricas) fueron deducidos en su totalidad a partir
de evidencias genéticas y fueron estos conceptos los que dieron forma al futuro campo
de la genética molecular.
Walter Gilbert, quien aisló el primer represor y a quién más tarde le fue
concedido un Premio Nobel en química por ser uno de los inventores de un método de
secuenciación de DNA, explicó el efecto del trabajo de Jacob y Monod en su momento:
“Muchos de los descubrimientos cruciales en ciencia son de una naturaleza tan
simplificadora que son muy difíciles de concebir sin haber pasado realmente por la
experiencia de su descubrimiento... La sugerencia de Jacob y Monod convirtió cosas
que eran completamente oscuras en muy simples” (H. F. Judson, El octavo día de la
creación, 1979).
Los conceptos que Jacob y Monod iluminaron iban mucho más allá de enzimas
bacterianas y virus. Ellos comprendieron, y fueron capaces de expresar con excepcional
elocuencia, que sus descubrimientos sobre regulación génica se podían extender a los
misterios generales de la diferenciación celular y el desarrollo embrionario en animales.
Jacques Monod dijo una vez en broma: “Lo que es verdad para E. coli también es
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verdad para el elefante”. En los tres capítulos siguientes se verá hasta qué grado es esto
cierto. Este
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capítulo empezará con ejemplos bacterianos que ilustran los temas y mecanismos
fundamentales en la regulación de la expresión génica, prestando especial atención a
proteínas reguladoras concretas y los interruptores genéticos sobre los que actúan.
Después, en el Capítulo 11, se tratará la regulación génica y la diferenciación en células
eucariotas, que implican una maquinaria bioquímica y genética más compleja.
Finalmente, en el capítulo 12, se examinará el papel de la regulación génica en el
desarrollo de animales multicelulares. Allí se podrá ver como conjuntos de proteínas
reguladoras actúan en series de interruptores genéticos para controlar la expresión
génica en el tiempo y el espacio y coreografiar la construcción de cuerpos y partes
corporales.
10.1 Regulación génica
A pesar de su simplicidad de forma, las bacterias tienen en común con los miembros
más grandes y complejos de otros reinos la tarea fundamental de regular la expresión de
sus genes. Una de las principales razones es que las bacterias son oportunistas
nutricionales. Fíjese en cómo las bacterias obtienen la gran cantidad de compuestos
importantes, como azúcares, aminoácidos y nucleótidos, que necesitan para su
metabolismo. Las bacterias nadan en un mar de nutrientes potenciales. Pueden adquirir
los compuestos que necesitan del ambiente o sintetizarlos mediante rutas enzimáticas.
La síntesis de las enzimas necesarias para estas rutas consume energía y recursos
celulares; por lo tanto, si es posible escoger, las bacterias optarán por los compuestos
del ambiente. Para ahorrar, las bacterias sintetizarán las enzimas necesarias para
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producir estos compuestos sólo cuando no hay otra opción. En otras palabras, sólo
cuando estos compuestos no estén disponibles en su ambiente local.
Las bacterias han desarrollado sistemas reguladores que conectan la expresión
de productos génicos a sistemas de sensores que detectan el compuesto relevante en el
ambiente local de una bacteria. La regulación de enzimas que forman parte del
metabolismo del azúcar constituye un buen ejemplo. Las moléculas de azúcar pueden
ser oxidadas para producir energía o pueden ser usadas como bloques para construir un
gran rango de compuestos orgánicos. Sin embargo, hay muchos tipos diferentes de
azúcar que las bacterias podrían usar, incluyendo lactosa, glucosa, galactosa y xilosa.
Una proteína importadora diferente es necesaria para permitir que cada uno de estos
azúcares entre en la célula. Además, se necesita un conjunto distinto de enzimas para
procesar cada uno de los azúcares. Si una célula fuera a sintetizar simultáneamente
todas las enzimas que podría llegar a necesitar, la célula gastaría mucha más energía y
materiales para producir las enzimas de la que podría nunca obtener de la degradación
de las posibles fuentes de carbono. La célula ha concebido mecanismos para detener
(reprimir) la transcripción de todos los genes que codifican enzimas que no se necesitan
en un momento dado y para poner en marcha (activar) aquellos genes que codifican
enzimas necesarias. Por ejemplo, si sólo hay lactosa en el ambiente, la célula parará la
transcripción de genes que codifican enzimas implicadas en la importación y
metabolismo de glucosa, galactosa, xilosa y otros azúcares. En cambio, la célula iniciará
la transcripción de los genes que codifican las enzimas necesarias para la importación y
el metabolismo de la lactosa. En resumen, las células necesitan mecanismos que
cumplan dos requisitos:
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1. Deben ser capaces de reconocer las condiciones ambientales en las que tienen que
activar o reprimir la transcripción de los genes correspondientes.
2. Deben ser capaces de conectar y desconectar, como un interruptor, la transcripción
de cada gen o grupo de genes específicos.
A continuación, se va a revisar el modelo actual de regulación transcripcional en
procariotas para después utilizar un ejemplo bien conocido, la regulación de los genes
en el metabolismo del azúcar lactosa, para examinarlo en detalle. En particular, nos
centraremos en cómo fue diseccionado este sistema regulador con el uso de las
herramientas de la genética clásica y la biología molecular.
(pág. 353)
(pág. 354)
Ideas básicas sobre la regulación transcripcional en procariotas: interruptores
genéticos
La regulación de la transcripción depende principalmente de dos tipos de interacciones
DNA-proteína. Ambas ocurren cerca del lugar en el cual empieza la transcripción.
Una de estas interacciones DNA-proteína determina dónde empieza la
transcripción. El DNA que participa en esta interacción es un segmento de DNA
llamado promotor, y la proteína que se une a este lugar es la RNA polimerasa. Cuando
la RNA polimerasa se une al DNA promotor, la transcripción ya puede empezar unas
cuantas bases más allá del promotor. Cada gen debe tener un promotor o no se podrá
transcribir.
El otro tipo de interacción DNA-proteína determina si la transcripción inducida
por el promotor tendrá lugar o no. Los segmentos de DNA cerca del promotor sirven
como puntos de unión para proteínas reguladoras de secuencia específica llamadas
activadores y represores. En bacterias, muchos puntos de unión de represores reciben
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el nombre de operadores. En algunos genes, una proteína activadora debe unirse a su
secuencia diana como prerrequisito necesario para el inicio de la transcripción. En estos
casos podemos hablar de regulación positiva porque la presencia de la proteína unida es
necesaria para la transcripción (Figura 10-2). En otros genes, se debe evitar la unión de
una proteína represora a su diana como requisito necesario para que empiece la
transcripción. Estos son casos de regulación negativa porque la ausencia del represor
unido permite el inicio de la transcripción. ¿Cómo regulan la transcripción los
activadores y represores? A menudo, una proteína activadora unida al DNA puede
ayudar físicamente a la RNA polimerasa a enlazarse a su promotor cercano para que
pueda empezar a transcribir. Una proteína represora unida al DNA normalmente actúa
interfiriendo físicamente con la unión de la RNA polimerasa a su promotor (bloqueando
el inicio de transcripción) o bien impidiendo el movimiento de la RNA polimerasa a lo
largo de la cadena de DNA (bloqueando el avance de la transcripción). Todas estas
proteínas reguladoras junto con sus puntos de unión constituyen interruptores genéticos
que controlan los eficientes cambios de expresión génica que ocurren en respuesta a las
condiciones ambientales.
Mensaje. Los interruptores genéticos controlan la transcripción génica. El apagado o
encendido del interruptor depende de las interacciones de diversas proteínas con sus
puntos de unión en el DNA. La RNA polimerasa interacciona con el promotor para
empezar la transcripción. Las proteínas activadoras o represoras se unen a sitios
cercanos al promotor para controlar su accesibilidad a la RNA polimerasa.
(pág. 354)
(pág. 355)
Los dos tipos de proteínas, activadoras y represoras, deben ser capaces de
reconocer cuando las condiciones ambientales son adecuadas para su funcionamiento y
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de actuar como corresponde. Así, para que las proteínas activadoras o represoras hagan
su trabajo, cada una debe ser capaz de tener dos estados diferentes: uno en que pueda
unirse a su DNA diana y otro en el que no. El estado de unión al DNA debe ser
apropiado para el conjunto de condiciones fisiológicas presentes en la célula y su
ambiente. Para muchas proteínas reguladoras, la unión al DNA se lleva a cabo a través
de la interacción de dos partes diferentes de la estructura tridimensional de la proteína.
Una de estas partes es el dominio de unión al DNA. La otra parte, el centro alostérico,
actúa como un sensor que pone al dominio de unión al DNA en modo funcional o no
funcional. El centro alostérico interactúa con pequeñas moléculas llamadas efectores
alostéricos. En el metabolismo de la lactosa, un isómero del azúcar lactosa (llamado
alolactosa) es un efector alostérico: este azúcar se une a una proteína reguladora que
inhibe la expresión de los genes necesarios para el metabolismo de la lactosa. En
general, un efector alostérico se une al centro alostérico de la proteína reguladora de
manera que cambia su actividad. En este caso, la alolactosa cambia la estructura del
dominio de unión al DNA de una proteína reguladora. Algunas proteínas activadoras o
represoras deben unirse a sus efectores alostéricos para poder unirse al DNA. Otras
pueden unirse al DNA sólo en ausencia de sus efectores alostéricos. Dos de estas
situaciones se muestran en la Figura 10-3.
Mensaje. Los efectores alostéricos controlan la capacidad de las proteínas activadoras o
represoras de unirse a sus secuencias de DNA diana.
Una primera mirada al circuito regulador lac
El trabajo pionero de François Jacob y Jacques Monod en los años 50 mostró como el
metabolismo de la lactosa está genéticamente regulado. A continuación, se examinará
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este sistema bajo dos condiciones: en presencia y en ausencia de lactosa. En la Figura
10-4 se puede observar una
(pág. 355)
(pág. 356)
visión simplificada de los componentes de este sistema. Los elementos que forman parte
del operón lac incluyen genes codificadores de proteínas y partes del DNA que actúan
como dianas de proteínas de unión al DNA.
Los genes estructurales del operón lac. El metabolismo de la lactosa requiere dos
enzimas: (1) una permeasa para transportar la lactosa al interior de la célula y (2) βgalactosidasa para romper la molécula de lactosa en glucosa y galactosa (Figura 10-5).
Las proteínas β-galactosidasa y permeasa son codificadas por dos secuencias
adyacentes, Z e Y, respectivamente. Una tercera secuencia contigua codifica una enzima
adicional llamada transacetilasa que no es necesaria para el metabolismo de la lactosa.
Denominaremos a Z, Y y A genes estructurales o, en otras palabras, segmentos que
codifican proteínas, reservándonos la opinión sobre esta categorización para más
adelante. Nos centraremos principalmente en los genes Z e Y. Los tres genes son
transcritos en una única molécula de RNA mensajero. La regulación de la producción de
este mRNA coordina la síntesis de las tres enzimas, de manera que o todas o ninguna
son sintetizadas en un momento determinado.
Mensaje. Si los genes que codifican las proteínas de interés constituyen una única
unidad de transcripción, la expresión de todos estos genes será regulada de manera
coordinada.
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Componentes
reguladores
del
sistema
lac.
Los
componentes
reguladores
fundamentales del metabolismo de la lactosa incluyen un gen que codifica una proteína
reguladora de la transcripción, y dos sitios de unión en el DNA: un sitio para la proteína
reguladora y otro para la RNA polimerasa.
1. El gen del represor Lac. Un cuarto gen, el gen I, codifica la proteína represora Lac,
llamada de este modo porque puede bloquear la expresión de los genes Z, Y y A. El
gen I se encuentra cerca de los genes Z, Y y A, pero esta proximidad no parece ser
importante para su función.
2. El promotor lac. El promotor (P) es el sitio del DNA en el cual se une la RNA
polimerasa para iniciar la transcripción de los genes estructurales del operón lac (Z,
Y y A).
3. El operador lac. El operador (O) es el sitio en el DNA al cual se une el represor Lac.
Está localizado entre el promotor y el gen Z, cerca del punto de inicio de la
transcripción del mRNA multigénico.
La inducción del sistema lac. Los segmentos P, O, Z, Y y A (que se muestran en la
Figura 10-6) forman un operón, que se puede definir como un segmento de DNA que
codifica un mRNA multigénico junto con su promotor común y región reguladora
adyacentes. El gen lacI, que codifica el represor Lac, no se considera parte del operón
lac, pero la interacción entre el represor Lac y el operador lac es crucial para la correcta
regulación de este operón. El represor Lac tiene un dominio de unión al DNA que puede
reconocer la secuencia del operador y un centro alostérico que se une a la lactosa o
análogos de la lactosa que resultan muy útiles experimentalmente. El represor se unirá
solamente al sitio de unión del DNA cerca de los genes que está controlando y no a
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otros sitios distribuidos a lo largo del cromosoma. Uniéndose al operador, el represor
impide la transcripción por parte de la RNA polimerasa que se ha unido al promotor
adyacente; el operón lac está “apagado”.
Cuando la lactosa o sus análogos se unen a la proteína represora, la proteína
experimenta una transición alostérica, un cambio de forma. Esta ligera modificación
de su forma
(pág. 356)
(pág. 357)
altera a su vez el dominio de unión al DNA, de manera que el represor pierde su alta
afinidad por el operador. Así, en respuesta a la unión de la lactosa, el represor se libera
del DNA: el operón lac está “encendido”. La respuesta del represor a la lactosa satisface
un requerimiento del sistema de control (que la presencia de lactosa estimule la síntesis
de los genes necesarios para su procesamiento). La eliminación de la represión en
sistemas como el operón lac es denominada inducción; la lactosa y sus análogos que
alostéricamente inactivan el represor y conducen a la expresión de los genes lac son
llamados inductores.
(pág. 357)
(pág. 358)
En resumen, el interruptor lac funciona del siguiente modo. En ausencia de un
inductor (lactosa o análogo), el represor Lac se une al operador lac y evita la
transcripción del operón bloqueando el avance de la RNA polimerasa. En este sentido,
el represor Lac actúa como un punto de control en el DNA que impide el paso. Por
consiguiente, todos los genes estructurales del operon lac (los genes Z, Y y A) estarán
reprimidos, y no habrá β-galactosidasa, permeasa o transacetilasa en la célula. En
cambio, cuando un inductor está presente, éste se une al centro alostérico de cada
subunidad del represor Lac inactivando el sitio que se une al operador. Entonces el
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represor Lac se suelta del DNA, lo que permite la transcripción de los genes
estructurales del operón lac. Las enzimas β-galactosidasa, permeasa y transacetilasa
aparecerán ahora en la célula de manera coordinada.
10.2 Descubrimiento del sistema lac: control negativo
Para estudiar regulación génica, idealmente necesitamos tres cosas: un ensayo
bioquímico que nos permita medir la cantidad de mRNA o de proteína expresada (o
ambas), unas condiciones fiables en que los niveles de expresión difieran dentro de un
mismo genotipo salvaje, y mutaciones que modifiquen los niveles de expresión. En
otras palabras, necesitamos una manera de describir la regulación normal y necesitamos
mutaciones que puedan alterar este proceso regulador normal. Con estos elementos en
mano, podemos analizar la expresión en genotipos mutantes, tratando las mutaciones de
una en una o en diferentes combinaciones, para desvelar cualquier tipo de actividad
reguladora. La aplicación clásica de este enfoque fue utilizada por Jacob y Monod,
quienes efectuaron los estudios definitivos sobre regulación génica bacteriana.
Jacob y Monod utilizaron el metabolismo de la lactosa de E. coli (véase Figura
10-4) para diseccionar genéticamente el proceso de inducción enzimática, es decir, la
aparición de una enzima específica sólo cuando sus sustratos estén presentes. Este
fenómeno había sido observado en bacterias desde hacía muchos años, pero ¿cómo
podía una célula “saber” con exactitud qué enzimas debía sintetizar? ¿Cómo podía un
sustrato concreto inducir la aparición de una enzima específica?
En el caso del sistema lac, la presencia del inductor lactosa hace que las células
produzcan una cantidad 1000 veces mayor de la enzima β-galactosidasa de la que
producían al crecer en ausencia de lactosa. ¿Qué papel desempeña el inductor en el
fenómeno de la inducción? Una opción era que el inductor simplemente activara una
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forma precursora de la β-galactosidasa que se había acumulado en la célula. Sin
embargo, cuando Jacob y Monod siguieron el destino de aminoácidos marcados
radioactivamente que habían sido añadidos a células en crecimiento tanto antes como
después de la adición de un inductor, encontraron que la inducción resultaba de la
síntesis de nuevas moléculas de enzima. Estas nuevas moléculas podían ser detectadas
rápidamente, tan sólo 3 minutos después de añadir un inductor. Además, si se retiraba el
inductor la síntesis de la nueva enzima se detenía inmediatamente. Por lo tanto, era
evidente que la célula poseía un mecanismo rápido y efectivo para conectar y
desconectar la expresión génica en respuesta a señales ambientales.
Genes controlados coordinadamente
Jacob y Monod encontraron que cuando inducían la β-galactosidasa, también inducían
la enzima permeasa, requerida para introducir la lactosa en la célula. El análisis de
mutantes indicó que cada enzima estaba codificada por un gen diferente. La enzima
transacetilasa (que es prescindible y cuya función se desconoce todavía) también era
inducida junto con la β-galactosidasa y la permeasa y posteriormente se demostró que
era codificada por un gen distinto. Por lo tanto, Jacob y Monod pudieron identificar
(pág. 358)
(pág. 359)
tres genes controlados coordinadamente. Los mapas de recombinación mostraron que
los genes Z, Y y A estaban muy estrechamente ligados en el cromosoma.
Evidencia genética de la existencia del operador y el represor
Ahora llegamos a la parte fundamental del trabajo de Jacob y Monod: ¿cómo dedujeron
los mecanismos de regulación génica del sistema lac? Su enfoque era el propio de la
genética clásica: examinar las consecuencias fisiológicas de las mutaciones. Como se
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podrá observar, las propiedades de las mutaciones en los genes estructurales y en los
elementos reguladores son bastante diferentes, hecho que proporcionó importantes
indicios a Jacob y Monod.
Los inductores naturales, como la lactosa, no son óptimos para estos
experimentos porque al ser hidrolizados por la β-galactosidasa, la concentración de
inductor disminuye durante el experimento, lo que complica la medida de la inducción
enzimática. En su lugar, en sus experimentos, Jacob y Monod utilizaron inductores
sintéticos como el isopropil-β-D-tiogalactósido (IPTG; Figura 10-7) que no es
hidrolizado por la β-galactosidasa.
Jacob y Monod encontraron que varias clases diferentes de mutaciones pueden
alterar la expresión de los genes estructurales del operón lac. Ellos estaban interesados
en evaluar las interacciones entre los nuevos alelos, como por ejemplo cuáles mostraban
dominancia. Pero para llevar a cabo estas pruebas se requieren organismos diploides y
las bacterias son haploides. Jacob y Monod fueron capaces de producir bacterias que
eran parcialmente diploides insertando factores F’ (véase Capítulo 5) portadores de la
región lac del genoma. Entonces pudieron crear cepas que fueran heterocigóticas para
determinadas mutaciones. Estos diploides parciales permitieron a Jacob y Monod
distinguir mutaciones en las regiones reguladoras del DNA (el operador lac) de
mutaciones en la proteína reguladora (el represor Lac codificado por el gen I).
Empezaremos examinando las mutaciones que inactivan los genes estructurales
de la β-galactosidasa y la permeasa (designados Z– e Y–, respectivamente). La primera
observación es que Z– e Y– son recesivas respecto sus alelos salvajes (Z+ e Y+). Por
ejemplo, la cepa 2 en la Tabla 10-1 puede ser inducida para sintetizar β-galactosidasa
(como la cepa salvaje 1 en la misma tabla), aunque es heterocigótica con un alelo Z
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mutante y otro salvaje. Esto demuestra que el alelo Z+ es dominante sobre su homólogo
Z–.
Jacob y Monod identificaron primero dos clases de mutaciones reguladoras, OC
y I–, que fueron denominadas mutaciones constitutivas, ya que causaban la expresión
de los genes estructurales del operón lac independientemente de la presencia de un
inductor. Jacob y Monod dedujeron la existencia del operador basándose en sus análisis
de las mutaciones OC. Estas mutaciones hacen que el operador sea incapaz de unirse al
represor; dañan el interruptor de manera que el operón siempre está “encendido” (Tabla
10-1, cepa 3). En gran medida, los efectos constitutivos de las mutaciones OC estaban
(pág. 359)
(pág. 360)
restringidos únicamente a los genes estructurales lac situados en el mismo cromosoma
que la mutación OC. Por esta razón, decimos que el operador mutante actúa en cis, tal y
como demuestra el fenotipo de la cepa 4 en la Tabla 10-1. En este caso, como el gen de
la permeasa salvaje (Y+) está en cis respecto al operador salvaje, la actividad permeasa
se induce solamente cuando la lactosa o un análogo están presentes. En cambio, el gen
de la β-galactosidasa salvaje (Z+) se encuentra en cis respecto al operador mutante OC;
de ahí que la β-galactosidasa sea expresada constitutivamente. Esta propiedad inusual
de la acción en cis sugirió que el operador es un segmento de DNA que influye sólo en
la expresión de los genes estructurales ligados a él (Figura 10-8). El operador por tanto
actúa simplemente como un sitio de unión de proteínas y no fabrica ningún producto
génico.
Jacob y Monod hicieron también experimentos similares con las mutaciones I–
(Tabla 10-2). Una comparación de la cepa inducible salvaje I+ (cepa 1) con cepas I–
muestra que las mutaciones I– son constitutivas (cepa 2). La cepa 3 demuestra que el
fenotipo inducible de las I+ es dominante sobre el fenotipo constitutivo de las I–. Este
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descubrimiento demostró a Jacob y Monod que la cantidad de proteína salvaje
producida por una copia del gen es suficiente para regular ambas copias del operador en
una célula diploide. Lo más significativo fue que la cepa 4 demostró que el producto
génico I+ actúa en trans, es decir, que el producto génico puede regular a todos los
genes estructurales del operón lac, se encuentren en la misma molécula de DNA o en
una diferente (en cis o en trans, respectivamente). A diferencia del operador, la acción
del gen I es la esperada para un
(pág. 360)
(pág. 361)
gen codificador de una proteína. El producto génico del gen I es capaz de diseminarse
por la célula y actuar en ambos operadores en el diploide parcial (Figura 10-9).
Mensaje. Las mutaciones en el operador revelan que ese elemento regulador actúa en
cis; es decir, regula la expresión de una unidad transcripcional adyacente en la misma
molécula de DNA. En cambio, las mutaciones en el gen que codifica una proteína
represora evidencian que esta proteína actúa en trans; es decir, que puede actuar en
cualquier copia del DNA diana que haya en la célula.
Evidencias genéticas del alosterismo
Finalmente, Jacob y Monod fueron capaces de demostrar el alosterismo a través del
análisis de otra clase de mutaciones represoras. Recuerde que el represor Lac inhibe la
transcripción del operón lac en ausencia de un inductor, pero permite que se transcriba
cuando un inductor está presente. Esta regulación se consigue a través de un segundo
centro en la proteína represora, el centro alostérico, que se une al inductor. Cuando se
encuentra unido al inductor, la proteína represora experimenta un cambio en su
estructura global que hace que su dominio de unión al DNA ya no pueda funcionar.
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Jacob y Monod aislaron otra clase de mutaciones represoras, llamadas
mutaciones superrepresoras (IS). Las mutaciones IS reprimen la transcripción incluso en
la presencia de un inductor (compare la cepa 2 en la Tabla 10-3 con la cepa 1 salvaje e
inducible).
(pág. 361)
(pág. 362)
A diferencia de las mutaciones I–, las mutaciones IS son dominantes sobre I+ (véase la
Tabla 10-3, cepa 3). Esta observación fundamental llevó a Jacob y Monod a especular
que las mutaciones IS alteran el centro alostérico de manera que ya no puede unirse a un
inductor. Como consecuencia, las proteínas IS se unen constantemente al operador,
impidiendo la transcripción del operón lac incluso cuando el inductor se encuentra
presente en la célula. Basándose en esto, se puede comprender por qué IS es dominante
sobre I+. La proteína mutante IS se unirá a los dos operadores de la célula, incluso en
presencia de un inductor y a pesar de la presencia de proteínas I+ en la misma célula
(Figura 10-10).
Análisis genético del promotor lac
El análisis de las diversas mutaciones también demostró que existe un elemento esencial
para la transcripción del operón lac localizado entre I y O. Este elemento, llamado
promotor (P), sirve como punto de inicio de la transcripción, tal como se describe en el
Capítulo 7. En un promotor procariótico típico hay dos regiones de unión para la RNA
polimerasa, que se muestran en la Figura 10-11 como las dos regiones altamente
conservadas en las posiciones –35 y –10. Las mutaciones en el promotor
(pág. 362)
(pág. 363)
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actúan en cis ya que afectan a la transcripción de todos los genes estructurales
adyacentes. Como los operadores y otros elementos que actúan en cis, los promotores
son sitios en la molécula de DNA a los que se unen las proteínas y ellos mismos no
producen ningún producto proteico.
Caracterización molecular del represor Lac y el operador lac
Walter Gilbert y Benno Müller-Hill aportaron una demostración decisiva del sistema lac
en 1966 al seguir la unión del inductor IPTG marcado radioactivamente a la proteína
represora purificada. En primer lugar demostraron que el represor está formado por
cuatro subunidades idénticas, y que por lo tanto contiene cuatro centros de unión a
IPTG. En segundo lugar, demostraron que in vitro, la proteína represora se une al DNA
que contiene el operador y que se separa del DNA en presencia de IPTG. (Una
descripción más detallada de cómo funcionan el represor y otras proteínas de unión al
DNA se puede encontrar al final de la Sección 10.6.)
Gilbert y sus colaboradores demostraron que el represor puede proteger unas
bases específicas del operador de la acción de agentes químicos. Esta información les
permitió aislar y determinar la secuencia de DNA que constituye el operador. Tomaron
DNA del operón al cual el represor estaba unido y lo trataron con la enzima DNasa, que
rompe el DNA. Fueron capaces de recuperar cadenas cortas de DNA que habían sido
protegidas de la actividad enzimática por la molécula represora y que presuntamente
contenían la secuencia del operador. Se determinó la secuencia de cada cadena y cada
mutación del operador resultó ser un cambio en la secuencia (Figura 10-12). Estos
resultados evidenciaron que el operador es una secuencia específica de 17 a 25
nucleótidos situada justo antes (a 5’) del gen estructural Z. También mostraron la
increíble especificidad del reconocimiento represor-operador, ya que la sustitución de
19
una sola base puede impedirlo. Cuando la secuencia del mRNA lac (transcrito del
operón lac) fue determinada, las primeras 21 bases en el punto de inicio a 5’ resultaron
ser complementarias a la secuencia del operador que Gilbert había secuenciado,
mostrando que el operador se transcribe.
Los resultados de estos experimentos fueron la confirmación decisiva del
mecanismo de acción del represor formulado por Jacob y Monod.
Mutaciones polares
Algunas de las mutaciones que en el mapa genético estaban situadas en los genes Z e Y
resultaron ser polares, es decir, que afectaban a genes situados “aguas abajo” del
operón. Por ejemplo, las mutaciones polares Z resultaron en una pérdida de función no
sólo de Z sino también de Y y A, y las mutaciones polares en Y también afectaban a A
pero no a Z. La observación de estas mutaciones polares fue lo que sugirió a Jacob y
Monod que los tres genes eran transcritos como una sola unidad. Las mutaciones
polares resultaron ser codones de terminación que provocan la caída o salida del
ribosoma del transcrito. Esto deja un fragmento de RNA al descubierto que es
degradado, inactivando de ese modo los genes situados más a 3’ o aguas abajo. (Los
codones normales de inicio y terminación que causan la entrada y salida del ribosoma
del mRNA entre los diferentes genes estructurales no desencadenan esta degradación.)
(pág. 363)
(pág. 364)
10.3 Represión catabólica del operón lac: control positivo
El sistema lac existente es el que, a través de un largo proceso evolutivo, ha sido
seleccionado para funcionar de manera óptima para la eficiencia energética de la célula
bacteriana. Para maximizar la eficiencia energética, se tendrían que satisfacer dos
20
condiciones ambientales que permitan que las enzimas del metabolismo de la lactosa se
expresen.
Una condición es que debe haber lactosa en el ambiente. Esta condición es
lógica, porque sería ineficiente para la célula producir las enzimas del metabolismo de
la lactosa si no hay sustrato para metabolizar. Ya hemos visto que el reconocimiento por
parte de la célula de la presencia de lactosa se consigue mediante una proteína
represora.
La otra condición es que no puede haber glucosa en el ambiente en que se
encuentra la célula. Como la célula puede adquirir más energía de la degradación de la
glucosa que de la de otros azúcares, es más eficiente para la célula metabolizar glucosa
antes que lactosa. Por lo tanto, las células han desarrollado mecanismos que les impiden
sintetizar las enzimas del metabolismo de la lactosa cuando ambas lactosa y glucosa se
encuentran a la vez en el medio. La represión de la transcripción de los genes del
metabolismo de la lactosa en presencia de glucosa es un ejemplo de represión
catabólica (la glucosa es un producto de la degradación o catabolito de la lactosa). La
transcripción de los genes que codifican las proteínas necesarias para el metabolismo de
muchos otros azúcares diferentes es reprimida de manera similar en presencia de
glucosa. A continuación veremos que la represión catabólica actúa mediante una
proteína activadora.
Ideas básicas sobre la represión catabólica del operón lac: la elección del mejor
azúcar para metabolizar
Si ambos azúcares, lactosa y glucosa, están presentes, la síntesis de β-galactosidasa no
es inducida hasta que toda la glucosa ha sido utilizada. De esta manera, la célula
21
conserva su energía metabolizando toda la glucosa existente antes de pasar al costoso
proceso de creación de nueva maquinaria para metabolizar la lactosa.
Los resultados de diversos estudios indican que un catabolito de la glucosa
impide la activación del operón lac por parte de la lactosa (la represión catabólica
anteriormente mencionada). La identidad de este catabolito es aún desconocida. Sin
embargo, se sabe que este catabolito de la glucosa modula el nivel de un importante
componente celular: el monofosfato de adenosina cíclico (cAMP). Cuando la glucosa
esta presente en altas concentraciones, la concentración de cAMP en la célula es baja. A
medida que la concentración de glucosa disminuye, la concentración celular de cAMP
aumenta de manera equivalente. Una alta concentración de cAMP es necesaria para la
activación del operón lac. Los mutantes que no pueden convertir ATP en cAMP no
pueden ser inducidos a producir β-galactosidasa, porque la concentración de cAMP no
es lo suficientemente alta como para activar el operón lac.
¿Cuál es el papel del cAMP en la activación del operón lac? Un estudio de un
grupo diferente de mutantes proporcionó una respuesta a esta pregunta. Estos mutantes
fabrican cAMP pero no pueden activar las enzimas lac porque carecen de otra proteína
llamada proteína activadora de genes catabólicos (CAP), codificada por el gen crp.
La proteína CAP se une a una secuencia de DNA específica del operón lac (el sitio de
unión de CAP, véase la Figura 10-14b). Unida al DNA, la proteína CAP es capaz de
interaccionar físicamente con la RNA polimerasa y aumentar la afinidad
(pág. 364)
(pág. 365)
de esta enzima por el promotor lac. Por sí misma, CAP no puede unirse a su sitio de
unión en el operón lac. Sin embargo, uniéndose al cAMP, su efector alostérico, CAP
puede unirse al DNA y activar la transcripción a través de la RNA polimerasa.
Inhibiendo a CAP cuando hay glucosa disponible, el sistema de represión catabólica se
22
asegura que el operón lac será activado sólo cuando la glucosa sea escasa (Figura 1013).
Mensaje. El operón lac tiene un nivel de control añadido para que el operón
permanezca inactivo en presencia de glucosa, incluso en caso de que también haya
lactosa en el medio. Un efector alostérico, el cAMP, se une al activador CAP para
permitir la inducción del operón lac. Sin embargo, altas concentraciones de catabolitos
de la glucosa causan bajas concentraciones de cAMP, que entonces no puede formar el
complejo CAP-cAMP y no logra activar el operón lac.
La estructura de los sitios de unión al DNA
Las secuencias de DNA a las cuales se une el complejo CAP-cAMP son actualmente
conocidas. Estas secuencias (Figura 10-14) son muy diferentes de las secuencias a las
que se une el represor Lac, aunque ambos se unen en el extremo 5’ del operón. Estas
diferencias son la causa de la especificidad de unión al DNA por parte de estas proteínas
reguladoras tan diferentes. Una propiedad que estas secuencias sí tienen en común y que
es común en muchos otros sitios de unión al DNA es la doble simetría rotacional. En
otras palabras, si rotamos la secuencia de DNA mostrada en la Figura 10-14 180 grados
dentro del plano de la página, la secuencia de las bases señaladas del sitio de unión será
idéntica. Las bases señaladas se cree que constituyen los sitios importantes de contacto
para las interacciones proteína-DNA. Esta simetría rotacional se corresponde con
simetrías dentro de las proteínas de unión al DNA, muchas de las cuales están
compuestas por dos o cuatro subunidades idénticas. Se hablará de la estructura de
algunas proteínas de unión al DNA más adelante en este capítulo.
23
¿Cómo puede la unión del complejo CAP-cAMP al operón facilitar la unión de
la RNA polimerasa al promotor lac? En la Figura 10-15, el DNA se muestra como si
estuviera doblado cuando se le une CAP. Esta curvatura del DNA podría contribuir a la
unión de la RNA
(pág. 365)
(pág. 366)
polimerasa al promotor. También hay evidencia de que el contacto directo de CAP con
la RNA polimerasa es importante para la activación de CAP. La secuencia de DNA
muestra que CAP y RNA polimerasa se unen adyacentes la una a la otra en el promotor
lac (Figura 10-16).
Mensaje. Generalizando a partir del modelo del operón lac, podemos imaginar el DNA
ocupado por proteínas reguladoras uniéndose a los sitios operadores que cada una de
ellas controla. El patrón de unión exacto dependerá de qué genes estén activados o
desactivados y de si activadores o represores regulan cada operón en particular.
Un resumen del operón lac
Ahora podemos incorporar los sitios de unión del complejo CAP-cAMP y la RNA
polimerasa al detallado modelo del operón lac, tal como se muestra en la Figura 10-17.
La presencia de glucosa impide el metabolismo de la lactosa porque un producto de la
degradación de la glucosa inhibe el mantenimiento de
(pág. 366)
(pág. 367)
los altos niveles de cAMP necesarios para la formación del complejo CAP-cAMP, el
cual a su vez es requerido por la RNA polimerasa para unirse al promotor lac. Incluso
cuando hay escasez de catabolitos de la glucosa y se forma CAP-cAMP, el mecanismo
24
del metabolismo de la lactosa se establecerá sólo si la lactosa se encuentra presente.
Este nivel de control se consigue porque la lactosa debe unirse a la proteína represora
para eliminarla del sitio operador y permitir la transcripción del operón lac. De esta
forma, la célula conserva su energía y recursos produciendo las enzimas del
metabolismo de la lactosa únicamente cuando son útiles y necesarias.
El control activador-represor del operón lac es un ejemplo de represión, o
control negativo, en el cual la expresión está normalmente bloqueada. En cambio, el
sistema CAP-cAMP es un ejemplo de activación, o control positivo, porque actúa
como una señal que activa la expresión; en este caso, la señal activadora es la
interacción del complejo CAP-cAMP con el sitio de unión de la proteína CAP en el
DNA. La Figura 10-18 resume estos dos tipos básicos de sistemas de control.
Mensaje. El operón lac es un grupo de genes estructurales que codifican enzimas que
forman parte del metabolismo de la lactosa. Estos genes están controlados por las
acciones coordinadas de regiones promotoras y operadoras que actúan en cis. La
actividad de estas regiones es, a su vez, determinada por moléculas activadoras y
represoras codificadas por genes reguladores separados.
(pág. 367)
(pág. 368)
10.4 Doble control positivo y negativo: el operón de la arabinosa
Como en el sistema lac, el control de la transcripción en bacterias no es ni puramente
positivo ni puramente negativo; más bien tanto la regulación positiva y negativa podrían
estar participando en el control de cada operón. La regulación del operón de la
arabinosa constituye un ejemplo en el cual una única proteína de unión al DNA podría
actuar como represora o activadora (Figura 10-19); todo un cambio respecto la
regulación transcripcional mediante proteínas reguladoras habitual.
25
Los genes estructurales araB, araA y araD codifican las enzimas metabólicas
que degradan el azúcar arabinosa. Los tres genes se transcriben en una unidad, como un
único mRNA. La transcripción es activada en araI, la región iniciadora, que contiene
un lugar de unión para una proteína activadora. El gen araC, situado en una posición
cercana, codifica una proteína activadora. Cuando se encuentra unida a la arabinosa,
esta proteína se une a la región araI y activa la transcripción del operón ara, quizás
ayudando a la RNA polimerasa a unirse al promotor. Además, el mismo sistema de
represión catabólica CAP-cAMP que impide la expresión del operón lac en presencia de
glucosa, también impide la expresión del operón ara.
En presencia de arabinosa, los dos complejos CAP-cAMP y AraC-arabinosa
deben unirse a araI para que la RNA polimerasa pueda unirse al promotor y transcribir
el operón ara (Figura 10-20a). En ausencia de arabinosa, la proteína AraC adopta una
conformación diferente y reprime el operón ara uniéndose en araI y a un segundo lugar
más distante, araO, de manera que forma un bucle (Figura 10-20b) que impide la
transcripción. Así pues, la proteína AraC tiene dos conformaciones, una en la que actúa
como activador y otra en que actúa como represor. El interruptor encendido/apagado del
operón es controlado por la arabinosa. Las dos conformaciones, que dependen de si el
efector alostérico arabinosa se ha unido a la proteína, difieren en su habilidad para
unirse a un sitio específico en la región araO del operón.
Mensaje. La transcripción de un operón puede ser regulada por activación y represión.
Los operones que regulan el metabolismo de compuestos similares, como los azúcares,
pueden ser regulados de maneras bastante diferentes.
(pág. 368)
(pág. 369)
10.5 Rutas metabólicas y niveles adicionales de regulación: la atenuación
26
El control coordinado de genes está muy extendido en bacterias. En la sección anterior,
se han mostrado ejemplos que ilustran la regulación de rutas para la degradación de
azúcares específicos. De hecho, muchos genes que actúan coordinadamente funcionan
mediante mecanismos de operón. En muchas rutas que sintetizan moléculas esenciales a
partir de simples compuestos inorgánicos, los genes que codifican las enzimas están
organizados en operones y codificados por mRNAs multigénicos. Además, en los casos
en que la secuencia de la actividad catalítica es conocida, hay una coincidencia
remarcable entre el orden de los genes en el cromosoma y el orden en qué sus productos
actúan en la ruta metabólica. Esta coincidencia queda perfectamente ilustrada en la
organización del operón triptófano en E. coli (Figura 10-21). El operón triptófano
contiene cinco genes (trpE, trpD, trpC, trpB y trpA) que codifican enzimas que
intervienen en la síntesis del aminoácido triptófano.
Mensaje. En bacterias, los genes que codifican enzimas que intervienen en la misma
ruta metabólica están generalmente organizados en operones.
La regulación del triptófano y de algunos otros operones que intervienen en la
biosíntesis de aminoácidos implica dos mecanismos de regulación transcripcional. Un
mecanismo proporciona un control global de la expresión del mRNA del operón y el
otro aporta un control más refinado.
La transcripción del operón trp está regulada en dos pasos
El nivel de expresión génica del operón trp está determinado por el nivel de triptófano.
Cuando el triptófano está ausente del medio de cultivo, la expresión de los genes trp es
alta y cuando los niveles de triptófano son altos, el operón trp está reprimido. Un
27
mecanismo para controlar fisiológicamente la transcripción del operón trp utiliza el
represor Trp, producto del gen trpR. El represor Trp se une al triptófano e impide la
transcripción del operón cuando se dan los niveles adecuados del aminoácido. Este
simple mecanismo asegura que la célula no gasta energía produciendo triptófano cuando
el aminoácido es suficientemente abundante. Las cepas de E. coli con mutaciones en el
gen trpR continúan expresando el mRNA trp y por lo tanto continúan produciendo
triptófano incluso cuando el aminoácido es abundante en el medio.
Estudiando estas cepas mutantes trpR, Charles Yanofsky descubrió que, cuando
el triptófano era eliminado del medio, la producción del mRNA trp se incrementaba
varias veces más. Este descubrimiento evidenciaba que existía un segundo mecanismo
de control, además del represor Trp, para regular negativamente la transcripción. Este
(pág. 369)
(pág. 370)
mecanismo es denominado atenuación porque la producción de mRNA está
normalmente atenuada, es decir “disminuida”, cuando hay mucho triptófano. A
diferencia de los otros mecanismos de control bacterianos descritos hasta ahora, la
atenuación actúa después del inicio de la transcripción.
Los mecanismos que dirigen la atenuación fueron descubiertos mediante la
identificación de mutaciones que la reducían o suprimían. Las cepas con estas
mutaciones producen el mRNA trp a niveles máximos incluso en la presencia de
triptófano. Yanofsky encontró que estas mutaciones estaban situadas en una región entre
el operador trp y el gen trpE; esta región, llamada la secuencia líder, se encuentra en el
extremo 5’ del mRNA del operón trp, antes del primer codón del gen trpE (Figura 1022). La secuencia líder de trp es excepcionalmente larga para un mRNA procariótico,
160 bases, y análisis detallados han revelado que parte de esta secuencia funciona como
un atenuador que controla la transcripción del mRNA trp.
28
Las observaciones clave son que, en ausencia de la proteína represora Trp, la
presencia de triptófano detiene la transcripción después de las primeras 140 bases
aproximadamente, mientras que, en ausencia de triptófano, la transcripción del operón
continúa. El mecanismo para finalizar o continuar la transcripción comprende dos
elementos fundamentales. En primer lugar, la secuencia líder del mRNA trp codifica un
péptido corto de 14 aminoácidos que incluye dos codones triptófano adyacentes. El
triptófano es uno de los aminoácidos menos abundantes en las proteínas, y está
codificado por un único codón. Este par de codones triptófano es, por lo tanto, una
característica poco común. En segundo lugar, partes de la secuencia líder del mRNA trp
forman estructuras en forma de horquilla que son capaces de alternar entre dos
conformaciones. Una de estas conformaciones favorece la finalización de la
transcripción (Figura 10-23a).
La lógica reguladora del operón gira alrededor de la abundancia de triptófano.
Cuando el triptófano es abundante, hay un aporte suficiente de tRNATrp para permitir la
traducción del péptido de 14 aminoácidos. Recuerde que la transcripción y traducción
en bacterias ocurren a la vez; por lo tanto los ribosomas pueden unirse a los transcritos e
iniciar la traducción antes de que se complete la transcripción. La unión del ribosoma
altera las estructuras secundarias del mRNA trp de manera que la transcripción finaliza
(Figura 10-23b). Sin embargo, cuando el triptófano es limitante, el ribosoma se encalla
en los codones triptófano y la transcripción puede continuar (Figura 10-23c).
Otros operones de enzimas de las rutas de biosíntesis tienen controles de
atenuación similares. Una característica distintiva de los operones de biosíntesis de
aminoácidos es la presencia de múltiples codones para el aminoácido en particular en un
péptido separado codificado por la secuencia líder en la región 5’. Por ejemplo, el
29
operón phe tiene siete codones fenilalanina en un péptido de 15 aminoácidos y el operón
his tiene siete codones histidina seguidos en su péptido líder (Figura 10-24).
Mensaje. Un segundo nivel de regulación en los operones de biosíntesis de
aminoácidos es la atenuación de la transcripción mediada por la abundancia del
aminoácido y la traducción de un péptido líder.
(pág. 370)
(pág. 371)
Figuras
(pág. 371)
(pág. 372)
10.6 Ciclos de vida de bacteriófagos: más reguladores y operones complejos
En ese cine de París, François Jacob tuvo una inspiración sobre el hecho que el
fenómeno de la inducción de profagos podría ser análogo a la inducción de la síntesis de
la enzima β-galactosidasa. Tenía razón. A continuación se podrá ver como se regulan el
ciclo de vida y el genoma del bacteriófago λ. Aunque su regulación es más compleja
que la de los operones, los mecanismos de regulación que la controlan resultarán ahora
más familiares.
El bacteriófago λ es lo que se denomina un fago atemperado que tiene dos ciclos
vitales alternativos (Figura 10-25). Cuando una bacteria normal es infectada por un fago
λ salvaje, hay dos posibles resultados: (1) el fago se puede replicar y finalmente lisar la
célula (ciclo lítico) o (2) el genoma del fago puede ser integrado dentro del cromosoma
bacteriano como un profago inerte (ciclo lisogénico). En el ciclo lítico, muchos de los
71 genes del fago son expresados en algún momento, mientras que en estado lisogénico
muchos genes permanecen inactivos.
30
¿Qué es lo que determina cuál de estas rutas se toma? El control fisiológico de la
decisión entre el ciclo lítico o el lisogénico depende de los recursos disponibles en la
bacteria hospedadora. Si los recursos son abundantes, hay suficientes nutrientes para
hacer muchas copias del virus y el ciclo lítico es el preferido. Si los recursos son
limitados, entonces se toma la ruta lisogénica. El virus entonces permanece como
profago hasta que las condiciones mejoran o cambian. El profago inerte puede ser
inducido a entrar en el ciclo lítico mediante luz ultravioleta (el fenómeno estudiado por
Jacob). Los ciclos lítico y lisogénico se caracterizan por programas muy distintos de
expresión génica que deben ser regulados. El ciclo seleccionado es determinado por un
complejo interruptor genético que comprende varias proteínas reguladoras de unión al
DNA así como un conjunto de sitios operadores.
Al igual que para el operón lac y los otros sistemas reguladores, los análisis
genéticos de mutantes fueron la fuente de observaciones cruciales para comprender los
componentes y la lógica de la regulación de λ. Simples rastreos fenotípicos permitieron
el aislamiento de mutantes que eran defectivos en las rutas lítica o lisogénica. Los
mutantes de cada tipo podían reconocerse por la aparición de calvas infectadas en un
cultivo confluente de bacterias. Cuando las partículas de fago salvaje se ponen en
contacto con un cultivo confluente de bacterias sensibles, aparecen claros (calvas) allí
done las bacterias son infectadas y lisadas, pero estas calvas son turbias porque las
bacterias que son lisogenizadas crecen dentro de ellas. Los fagos mutantes que forman
calvas claras pueden ser seleccionados como fagos incapaces de lisogenizar células.
Estos mutantes claros (designados como c) resultaron ser análogos a los
mutantes I y O del sistema lac. Estos mutantes fueron aislados frecuentemente como
mutantes sensibles a la temperatura que presentaban fenotipo claro a altas temperaturas,
pero fenotipo salvaje a temperaturas más bajas. Tres clases de mutantes condujeron a la
31
identificación de las principales características reguladoras del fago λ. En la primera
clase, los mutantes para los genes cI, cII y cIII forman calvas claras; es decir, no son
capaces de establecer lisogenia. Una segunda clase de mutantes fueron aislados que no
lisogenizan células pero pueden replicarse y entrar en el ciclo lítico en una célula
lisogenizada. Estos mutantes resultaron ser análogos a los mutantes constitutivos del
operador en el operón lac. Un tercer mutante clave puede lisogenizar pero es incapaz de
lisar células. El gen mutado en este caso es el gen cro (de control del represor y otras
cosas). La decisión entre las rutas lítica y lisogénica gira entorno de la actividad de las
proteínas codificadas por estos cuatro genes, cI, cII, cIII y cro, tres de los cuales son
proteínas de unión al DNA.
Centraremos la atención en dos genes, cI y cro, y las proteínas que codifican. El
gen cI codifica un represor, a menudo llamado represor λ, que reprime el crecimiento
lítico y promueve la lisogenia. El gen cro codifica un represor que reprime la lisogenia,
permitiendo por tanto el crecimiento lítico. El interruptor genético que
(pág. 372)
(pág. 373)
controla los dos ciclos vitales del fago λ tiene dos estados: en el ciclo lisogénico, cI está
activo, pero cro está inactivo, mientras que en el ciclo lítico, cro está activo, pero cI está
inactivo. Por lo tanto, el represor λ y Cro están en competición, y el represor que
predomine determinará el estado del interruptor y la expresión del genoma de λ.
La carrera entre el represor λ y Cro se inicia cuando el fago λ infecta una
bacteria normal. La secuencia de acontecimientos viene determinada en gran medida
por la organización de los genes en el genoma de λ y de los promotores y operadores
entre los genes cI y cro. El genoma de apenas 50 kb de λ codifica proteínas implicadas
en la replicación del DNA, la recombinación, el ensamblaje de la partícula de fago y la
lisis
32
(pág. 373)
(pág. 374)
celular (Figura 10-26). Estas proteínas se expresan en una secuencia lógica de manera
que las copias del genoma se hacen primero; estas copias son luego empaquetadas en
partículas virales; y, finalmente, la célula hospedadora es lisada para liberar los virus y
empezar la infección de otras células hospedadoras (véase la Figura 10-25). El orden de
expresión de los genes virales va del inicio de la transcripción en dos promotores, PL
(de leftward en inglés) y PR (de rightward), hacia la izquierda o hacia la derecha
respecto al mapa genético, en cada caso según el promotor. En el momento de la
infección, la RNA polimerasa inicia la transcripción en ambos promotores. Si se
observa el mapa genético (véase la Figura 10-26), se puede ver que a partir de PR, cro es
el primer gen transcrito, y desde PL, N es el primer gen que se transcribe. El gen N
codifica un regulador positivo, pero el mecanismo de esta proteína es diferente de los de
otros reguladores que se han explicado hasta ahora. La proteína N funciona permitiendo
a la RNA polimerasa que continúe transcribiendo regiones de DNA que de otra manera
causarían la finalización de la transcripción. Una proteína reguladora que actúa
impidiendo la finalización de la transcripción recibe el nombre de antiterminador. Así
pues, N permite la transcripción de cIII y otros genes situados a la izquierda de N, así
como de cII y otros genes a la derecha de cro. El gen cII codifica una proteína
(pág. 374)
(pág. 375)
activadora que se une a un sitio que induce la transcripción hacia la izquierda desde un
promotor diferente PRE (de promotor del establecimiento de la represión), el cual activa
la transcripción del gen cI. Recuerde que el gen cI codifica el represor λ, que impedirá
el crecimiento lítico.
33
Antes de que la expresión del resto de los genes virales tenga lugar, hay que
tomar una “decisión”: continuar con la expresión de los genes virales y lisar la célula o
reprimir esa ruta y lisogenizar la célula. La decisión sobre si lisar o lisogenizar la célula
depende de la actividad de la proteína cII. La proteína cII es inestable porque es sensible
a las proteasas bacterianas (enzimas que degradan proteínas). Las condiciones
ambientales afectan la actividad de estas proteasas: están más activas cuando los
recursos son abundantes pero menos activas cuando las células disponen de menos
nutrientes.
Si se observa qué le ocurre a cII cuando los recursos abundan y cuando no, se
verá que cuando hay muchos recursos, cII es degradada y se produce poco represor λ.
Los genes transcritos desde PL y PR continúan siendo expresados y prevalece el ciclo
lítico. Sin embargo, si los recursos son limitantes, cII es más activa, se produce más
represor y el fago entra en la ruta lisogénica. La proteína cII es también la responsable
de la activación de la transcripción del gen int, que codifica una proteína adicional
requerida para la lisogenia: una integrasa necesaria para la integración del genoma de λ
en el cromosoma del hospedador. La proteína cIII protege a cII de la degradación; por lo
tanto, también contribuye a la decisión de seguir el ciclo lisogénico.
En breve, la secuencia de acontecimientos y puntos de decisión en el ciclo vital
del bacteriófago λ es la siguiente:
En el momento de la infección:
La RNA polimerasa del hospedador transcribe los genes cro y N.
Entonces:
34
La proteína antiterminadora N permite la transcripción del gen cIII, genes de
recombinación (véase la Figura 10-26, izquierda), el gen cII y otros genes (véase
la Figura 10-26, derecha).
Entonces:
La proteína cII, protegida por la proteína cIII, activa los genes cI e int.
Entonces:
Si los recursos y las proteasas son abundantes,
cII es degradada, Cro reprime a cI y continúa el ciclo lítico
Si los recursos y las proteasas no son abundantes,
cII permanece activa, la transcipción de cI sigue a un nivel alto, la proteína Int
integra el fago en el cromosoma y cI (represor λ) inactiva a todos los genes
excepto a sí mismo.
Anatomía molecular del interruptor genético
Para ver como se ejecuta una decisión a nivel molecular, vamos a recurrir a las
actividades del represor λ y Cro. El operador OR se encuentra entre los dos genes que
codifican estas proteínas y contiene tres sitios, OR1, OR2 y OR3, que solapan dos
promotores opuestos: PR, que controla la expresión de los genes líticos, y PRM (de
mantenimiento del represor), que dirige la transcripción del gen cI. Los tres sitios
operadores son similares pero no idénticos en secuencia y, aunque Cro y el represor λ
pueden ambos unirse a cualquiera de los operadores, lo hacen con diferente afinidad: el
represor λ se une a OR1 con mayor afinidad, mientras Cro se une a OR3 con mayor
afinidad. La ocupación de OR1 por parte del represor λ bloquea la transcripción desde PR
35
y por tanto, bloquea la transcripción de los genes necesarios para el ciclo lítico. La
ocupación de OR3 por Cro bloquea la transcripción desde PRM, lo que impide el
mantenimiento de la transcripción de cI y por tanto
(pág. 375)
(pág. 376)
permite la transcripción de los genes del ciclo lítico. La ocupación de los sitios
operadores determina los patrones de expresión génica líticos o lisogénicos de λ (Figura
10-27).
Una vez que se ha establecido un lisógeno, generalmente es estable. Pero este
lisógeno puede ser inducido a entrar en el ciclo lítico mediante diversos cambios
ambientales. La luz ultravioleta induce la expresión de genes del hospedador. Uno de
los genes del hospedador codifica una proteína, RecA, que favorece la rotura del
represor λ, paralizando de esta manera el mantenimiento de la lisogenia y resultando en
el crecimiento lítico. La inducción de profagos, como Jacob y Monod supusieron,
requiere la liberación del represor del DNA. El papel fisiológico de la luz ultravioleta en
la inducción de lisógenos tiene lógica porque es el tipo de radiación que daña el DNA
del hospedador y que causa estrés a la bacteria; entonces el fago se replica y se va de la
célula dañada y en situación crítica para irse a otro hospedador.
Mensaje. El interruptor genético del fago λ ilustra como unas cuantas proteínas
reguladoras de unión al DNA que actúan a través de unos pocos sitios de unión, pueden
controlar la expresión de un número mucho más grande de genes del virus por un
mecanismo en “cascada”. Como en los operones lac, ara, trp y otros sistemas, los
estados alternativos de expresión génica vienen determinados por señales fisiológicas.
36
Unión específica de secuencia de proteínas reguladoras al DNA
¿Cómo reconocen el represor λ y Cro los diferentes operadores con diferentes
afinidades? Esta cuestión dirige nuestra atención a un principio fundamental en el
control de
(pág. 376)
(pág. 377)
la transcripción: la unión específica de secuencia de las proteínas reguladoras al DNA.
Para cada proteína, unirse a ciertas secuencias y no a otras requiere especificidad en las
interacciones entre las cadenas laterales de aminoácidos de la proteína y los grupos
químicos de las bases del DNA. Los estudios estructurales detallados del represor λ, Cro
y otros reguladores bacterianos han revelado cómo interaccionan las estructuras en tres
dimensiones de los reguladores y el DNA, y cómo la colocación de determinados
aminoácidos les permite reconocer secuencias específicas.
El análisis cristalográfico ha identificado una característica estructural común de
los dominios de unión al DNA de λ y Cro. Ambas proteínas contactan con el DNA a
través de un dominio hélice-giro-hélice que consiste en dos hélices α unidas por una
región de enlace corta y flexible (Figura 10-28). Una hélice, la hélice de
reconocimiento, encaja en el surco mayor del DNA. En esa posición, los aminoácidos
de la cara externa de la hélice son capaces de interaccionar con los grupos químicos de
las bases de DNA. Estos aminoácidos específicos en la hélice de reconocimiento son los
que determinan la afinidad de una proteína por una secuencia específica de DNA.
Las hélices de reconocimiento del represor λ y Cro tienen estructuras similares y
algunos aminoácidos iguales. Las diferencias entre las hélices en ciertos residuos clave
determinan sus propiedades de unión al DNA. Por ejemplo, en las proteínas del represor
λ y Cro, las cadenas laterales de glutamina y serina contactan con las mismas bases,
pero un residuo de alanina en el represor λ y unos residuos de lisina y asparagina en la
37
proteína Cro confieren diferentes afinidades de unión a las secuencias de OR1 y OR3
(Figura 10-29).
Los represores Lac y Trp, así como el activador AraC y muchas otras proteínas,
también se unen al DNA a través de motivos hélice-giro-hélice con diferentes
especificidades, que dependen de las secuencias primarias de aminoácidos de sus
hélices de reconocimiento. En general, los otros dominios de estas proteínas, como los
que se unen a sus respectivos efectores alostéricos, son distintos.
Mensaje. La especificidad biológica de la regulación génica es debida a la especificidad
química de interacciones aminoácido-base entre las proteínas reguladoras y
determinadas secuencias de DNA.
(pág. 377)
(pág. 378)
10.7 Los factores sigma alternativos regulan grandes grupos de genes
Hasta ahora, se ha explicado cómo un interruptor puede controlar la expresión de un
único operón o de dos operones que contengan como mucho un par de docenas de
genes. Algunas respuestas fisiológicas, como la formación de esporas en ciertas
bacterias Gram-positivas, requieren la expresión coordinada de grandes grupos de genes
no ligados localizados a lo largo de todo el genoma para provocar cambios fisiológicos
y morfológicos espectaculares. El proceso de esporulación de Bacillus subtilis ha sido
analizado en gran detalle durante las últimas décadas. Bajo estrés, esta bacteria forma
esporas que son extraordinariamente resistentes al calor y la desecación.
Al principio del proceso de esporulación, la bacteria se divide asimétricamente,
generando dos componentes de tamaño desigual que tienen destinos muy diferentes. El
compartimento pequeño, la preespora, se convertirá en la espora. El compartimento
grande, la célula madre, nutre el desarrollo de la espora y se lisa cuando se completa la
38
morfogénesis de la espora para liberar la espora (Figura 10-30a). La disección genética
de este proceso ha implicado el aislamiento de muchos mutantes que no pueden
esporular. Investigaciones detalladas han llevado a la caracterización de varias proteínas
reguladoras clave que regulan directamente programas de expresión génica específicos
para la preespora o la célula madre. Cuatro de estas proteínas son factores alternativos
σ.
Recuerde que el inicio de la transcripción en bacterias incluye la unión de la
subunidad σ de la RNA polimerasa a las regiones –35 y –10 de los promotores. El factor
σ se desacopla del complejo cuando empieza la transcripción y es reciclado. En B.
subtilis, dos factores σ, σA y σH, son activos en las células vegetativas. Durante la
esporulación, un factor σ diferente, σF, se activa en la preespora y activa un grupo de
más de 40 genes. Uno de los genes activados por σF es una proteína secretada que a su
vez
(pág. 378)
(pág. 379)
desencadena el procesamiento proteolítico del precursor inactivo pro-σE, un factor σ
diferente de la célula madre. El factor σE es requerido para activar conjuntos de genes en
la célula madre. Dos factores σ adicionales, σK y σG, se activan más tarde en la célula
madre y la preespora, respectivamente (Figura 10-30a). La expresión de distintos
factores σ permite la transcripción coordinada de diferentes grupos de genes, o
regulones, mediante una única RNA polimerasa.
¿Cómo controlan estos factores σ alternativos los diferentes aspectos del proceso
de esporulación? Las respuestas se han clarificado con la llegada de nuevos métodos
para caracterizar la expresión de todos los genes de un genoma (véase la Sección 13.7).
Ahora es posible monitorizar la transcripción de cada gen de B. subtilis durante el
crecimiento vegetativo y la formación de esporas, así como en diferentes
39
compartimentos de la espora. Varios cientos de genes han sido identificados de esta
manera como transcripcionalmente activos o reprimidos durante la formación de
esporas.
¿Cómo controla cada factor σ los diferentes grupos de genes? Cada factor σ tiene
diferentes propiedades de unión a una secuencia específica de DNA. Los operones o
genes individuales regulados por un factor σ concreto tienen secuencias características
en las regiones –35 y –10 de sus promotores a las cuales se une este factor σ y no los
otros (Figura 10-30b). Por ejemplo, σE se une al menos a 121 promotores, 34 operones y
87 genes individuales, para regular más de 250 genes, y σ F se une al menos a 36
promotores para regular 48 genes.
Mensaje. La expresión secuencial de factores σ alternativos que reconocen secuencias
promotoras diferentes mantiene la expresión coordinada de grandes números de
operones independientes y de genes no ligados durante el programa de desarrollo de la
esporulación.
Los factores σ alternativos también desempeñan un papel importante en la
virulencia de los patógenos humanos. Por ejemplo, las bacterias del género Clostridium
producen potentes toxinas que son responsables de enfermedades graves como el
botulismo, el tétanos y la gangrena. Recientemente se ha descubierto que ciertos genes
importantes que producen estas toxinas en C. botulinum, C. tetani y C. perfringens están
controlados mediante factores σ alternativos pero relacionados que reconocen
secuencias similares en las regiones –35 y –10 de los genes que codifican las toxinas.
Entender el mecanismo de regulación de los genes productores de toxinas podría llevar
a nuevas formas de terapia y prevención de enfermedades.
40
Resumen
La regulación génica es con frecuencia mediada por proteínas que reaccionan a señales
ambientales aumentando o reduciendo las tasas de transcripción de genes específicos.
La lógica de esta regulación es sencilla. Para que la regulación funcione de forma
correcta, las proteínas reguladoras tienen sensores incorporados que continuamente
monitorizan las condiciones celulares. La actividad de estas proteínas dependerá de la
presencia de las condiciones ambientales adecuadas.
En las bacterias y virus bacterianos, el control de varios genes estructurales
puede coordinarse mediante la agrupación de genes en operones que se transcriben en
mRNAs multigénicos. El control coordinado simplifica la tarea para las bacterias ya que
un pequeño grupo de regiones reguladoras por operón es suficiente para regular la
expresión de todos los genes del operón. Alternativamente, el control coordinado se
puede conseguir mediante diferentes factores σ que regulan docenas de promotores
independientes de forma simultánea.
En el control regulador negativo, una proteína represora bloquea la transcripción
uniéndose al DNA en el operador. Un ejemplo de control negativo es el sistema lac. La
regulación negativa es una manera muy sencilla de evitar en el operón lac la
transcripción de genes en ausencia de los azúcares apropiados en el ambiente. En el
control regulador positivo, son necesarios ciertos factores proteicos para activar la
transcripción. Algunos sistemas de control en procariotas, como la represión catabólica,
funcionan a través del control positivo.
Muchas proteínas reguladoras son miembros de familias de proteínas que tienen
motivos de unión al DNA muy similares, como el dominio hélice-giro-hélice. Otras
partes de las proteínas, como sus dominios de interacción con otras proteínas, tienden a
41
ser menos similares. La especificidad de la regulación génica depende de interacciones
químicas entre las cadenas laterales de aminoácidos y los grupos químicos de las bases
del DNA.
(pág. 379)
(pág. 380)
Términos clave
activador (pág. 354)
antiterminador (pág. 374)
atenuación (pág. 370)
atenuador (pág. 370)
centro alostérico (pág. 355)
ciclo lisogénico (pág. 372)
ciclo lítico (pág. 372)
cis (pág. 360)
control negativo (pág. 367)
control positivo (pág. 367)
diploide parcial (pág. 359)
dominio de unión al DNA (pág. 355)
efector alostérico (pág. 355)
genes controlados coordinadamente (pág. 359)
inducción (pág. 357)
inductor (pág. 357)
iniciador (pág. 368)
interruptor genético (pág. 354)
monofosfato de adenosina cíclico (cAMP) (pág. 364)
mutación constitutiva (pág. 359)
42
operador (pág. 354)
operón (pág. 356)
promotor (pág. 354)
proteína activadora del catabolito (CAP) (pág. 364)
regulón (pág. 379)
represión catabólica (pág. 364)
represor (pág. 354)
secuencia líder (pág. 370)
trans (pág. 360)
transición alostérica (pág. 356)
Problemas resueltos
Esta serie de cuatro problemas resueltos, similares al problema 4 de los Problemas
Básicos al final del capítulo, está diseñada para probar su comprensión del modelo del
operón. Aquí le presentamos varios diploides y se le pide que determine si los productos
génicos Z e Y se forman en presencia y ausencia del inductor. Utilice una tabla similar
a la del problema 4 como base para sus respuestas, excepto que los encabezamientos de
las columnas serán como sigue:
Gen Z
Genotipo
Sin inductor
Gen Y
Con inductor
Problema resuelto 1
I– P– OC Z+ Y+
I+ P+ O+ Z– Y–
43
Sin inductor
Con inductor
SOLUCIÓN
Una aproximación a estos problemas es considerar primero cada cromosoma por
separado y dibujar entonces un esquema. La siguiente ilustración muestra un esquema
de este diploide:
El primer cromosoma es P–, de modo que no puede sintetizarse ninguna enzima Lac a
partir de él. El segundo cromosoma (P+) puede transcribirse, y esta transcripción es
reprimible (O+). Sin embargo, los genes estructurales ligados al promotor funcional son
defectuosos. No pueden, por tanto, formarse productos activos de Z ni de Y. Los
símbolos que debe añadir a su tabla son “ –, –, –, –”.
Problema resuelto 2
I+ P– O+ Z+ Y+
I– P+ O+ Z+ Y+
SOLUCIÓN
El primer cromosoma es P–, por lo que no puede sintetizarse ninguna enzima a partir de
él. El segundo cromosoma es O+, de modo que la transcripción estará reprimida por el
represor sintetizado en el primer cromosoma, que puede actuar en trans a través del
citoplasma. Sin embargo, sólo está intacto el gen Z de ese cromosoma. Por lo tanto, en
ausencia del inductor, no se formará ninguna enzima; en presencia del inductor, sólo se
formará el producto del gen Z, la enzima β-galactosidasa. Los símbolos que debe añadir
a su tabla son: “–, +, –, –”.
(pág. 380)
(pág. 381)
44
Problema resuelto 3
I+ P+ OC Z– Y+
I+ P– O+ Z+ Y–
SOLUCIÓN
Como el segundo cromosoma es P–, sólo necesitamos considerar el primer cromosoma:
Este cromosoma es OC y, por tanto, la enzima se sintetiza en presencia y en ausencia de
inductor, aunque, debido a la mutación Z–, sólo se generará permeasa activa a partir del
gen Y. Los datos de su tabla deberían ser: “–, –, +, +”.
Problema resuelto 4
IS P+ O+ Z+ Y–
I– P+ OC Z– Y+
SOLUCIÓN
En presencia de un represor IS, todos los operadores salvajes estarán inactivados, tanto
en ausencia como en presencia de inductor. Por tanto, el primer cromosoma será
incapaz de producir enzima alguna. Sin embargo, el segundo cromosoma posee un
operador alterado (OC) y puede generar enzimas tanto en ausencia como en presencia de
inductor. En este cromosoma OC, sólo el gen Y es normal, de manera que solamente la
permeasa será producida constitutivamente. Los datos de su tabla deberían ser: “–, –, +,
+”.
Problemas
PROBLEMAS BÁSICOS
45
1. Explique por qué las mutaciones I– del sistema lac son normalmente recesivas frente
al alelo salvaje I+, y por qué I+ es recesivo frente a las mutaciones IS.
2. ¿Qué significa que las mutaciones OC del sistema lac actúan en cis?
3. Los genes que se muestran en la tabla siguiente corresponden al operón lac de E.
coli. Los símbolos a, b y c representan el gen del represor (I), la región operadora
(O) y el gen estructural de la β-galactosidasa (Z), aunque no necesariamente en ese
orden. Además, el orden en que están escritos los símbolos en los genotipos
tampoco es necesariamente la secuencia real del operón lac.
Actividad (+) o inactividad (–) del gen Z
Genotipo
Inductor ausente
Inductor presente
a– b+ c+
+
+
a+ b+ c–
+
+
a+ b– c–
–
–
a+ b– c+ / a– b+ c–
+
+
a+ b+ c+ / a– b– c–
–
+
a+ b+ c– / a– b– c+
–
+
a– b+ c+ / a+ b– c–
+
+
a. Indique qué símbolos (a, b o c) representan cada uno de los genes del operón
lac I, O y Z.
b. En la tabla, un signo menos en el superíndice al lado del símbolo de un
elemento genético indica un mutante, pero ya debe saber que existen algunos
46
comportamientos mutantes en este sistema que reciben una designación
especial. Utilice los símbolos convencionales del operón lac para designar
cada genotipo de la tabla.
(El problema 3 es original de J. Kuspira y G. W. Walker, Genetics: Questions and
Problems. Copyright 1973, McGraw-Hill).
4. El mapa del operón lac es:
POZY
La región promotora (P) es el sitio donde se inicia la transcripción mediante la unión
de la RNA polimerasa antes de que realmente se produzca el mRNA. Los
promotores alterados por mutación (P–) aparentemente no pueden unirse a la RNA
polimerasa. Se pueden hacer ciertas predicciones sobre el efecto de las mutaciones
P–. Utilice sus propias predicciones y su conocimiento del sistema de la lactosa para
completar
(pág. 381)
(pág. 382)
la tabla siguiente. Escriba un signo “+” donde se produzca enzima y un signo “–” en
caso contrario. La primera línea está completada a modo de ejemplo.
β-galactosidasa
Genotipo
I+ P+ O+ Z+ Y+ / I+ P+ O+ Z+ Y+
a. I– P+ OC Z+ Y– / I+ P+ O+ Z– Y+
47
Permeasa
Sin
Con
Sin
Con
lactosa
lactosa
lactosa
lactosa
–
+
–
+
b. I+ P– OC Z– Y+ / I– P+ OC Z+ Y–
c. IS P+ O+ Z+ Y– / I+ P+ O+ Z– Y+
d. IS P+ O+ Z+ Y+ / I– P+ O+ Z+ Y+
e. I– P+ OC Z+ Y– / I– P+ O+ Z– Y+
f. I– P– O+ Z+ Y+ / I– P+ OC Z+ Y–
g. I+ P+ O+ Z– Y+ / I– P+ O+ Z+ Y–
5. Explique las diferencias fundamentales entre control positivo y negativo.
6. Los mutantes lacY– conservan la capacidad de sintetizar β-galactosidasa. Sin
embargo, aunque el gen lacI esté intacto, ya no se puede inducir la β -galactosidasa
al añadir lactosa al medio. Explíquelo.
7. ¿Qué analogías encuentra entre los mecanismos que controlan el operón lac y los
que controlan los interruptores genéticos del fago λ?
8. Compare la disposición de los sitios que actúan en cis en las regiones controladoras
del operón lac y del fago λ.
PROBLEMAS PARA PENSAR
9. Una mutación interesante en lacI da lugar a un represor con una capacidad 100
veces mayor de unión a DNA, independientemente de si éste contiene o no
secuencias operadoras. Estos represores muestran una curva de inducción
“invertida”, permitiendo la síntesis de β-galactosidasa en ausencia de un inductor
(IPTG), pero reprimiendo parcialmente la expresión de β-galactosidasa en presencia
48
de IPTG. ¿Cómo puede explicar esto? (Observe que cuando el IPTG se une al
represor, no elimina completamente su afinidad por el operador, sino que la reduce
en unas 1000 veces. Además, cuando las células se dividen y se generan nuevos
operadores en las cadenas hijas recién sintetizadas, el represor debe encontrar los
nuevos operadores buscando a lo largo del DNA, uniéndose y disociándose
rápidamente de las secuencias no operadoras).
10. En Neurospora, todos los mutantes que afectan las enzimas sintetasa del
carbamilfosfato y transcarbamilasa del aspartato presentan alteraciones en el locus
pyr-3. Al inducir mutaciones en pyr-3 con ICR-170 (un mutágeno químico), se
encuentran mutantes que carecen de ambas funciones o mutantes a los que les falta
sólo la función transcarbamilasa; pero en ningún caso falta la actividad sintetasa
cuando la actividad transcarbamilasa está presente (se supone que ICR-170 induce
cambios en la pauta de lectura). Interprete estos resultados en términos de un posible
operón.
11. Ciertas mutaciones lacI eliminan la unión del represor Lac al operador pero no
afectan a la agregación de las subunidades para formar un tetrámero, que es la forma
activa del represor. Estas mutaciones son parcialmente dominantes sobre el tipo
salvaje. ¿Puede explicar el fenotipo parcialmente I– de los heterodiploides I–/I+?
12. Un investigador está examinando la regulación del operón de la lactosa en la
bacteria Escherichia coli y aísla siete nuevas cepas mutantes independientes que
carecen de los productos de los tres genes estructurales. El investigador sospecha
que algunas de estas mutaciones son mutaciones lacIS y que otras mutaciones son
49
alteraciones que impiden la unión de la RNA polimerasa a la región promotora.
Usando los genotipos haploides y diploides parciales que usted crea necesarios,
describa un conjunto de genotipos que le permita distinguir entre las clases lacI y
lacP de mutaciones no inducibles.
13. Un investigador está estudiando las propiedades de una nueva clase de mutación
reguladora del operón de la lactosa. Esta mutación, llamada S, lleva a la represión
completa de los genes lacZ, lacY y lacA, independientemente de si el inductor (la
lactosa) está presente. Los resultados de estudios de esta mutación en diploides
parciales demuestran que esta mutación es completamente dominante sobre el alelo
salvaje. Cuando usted trata las bacterias de la cepa mutante S con un mutágeno y
selecciona bacterias mutantes que pueden expresar las enzimas codificadas por los
genes lacZ, lacY y lacA en presencia de lactosa, algunas de las mutaciones se sitúan
en la región operadora
(pág. 382)
(pág. 383)
y otras en el gen del represor lac. Basándose en su conocimiento del operón de la
lactosa, proponga una explicación molecular genética para todas estas propiedades
de la mutación S. Incluya una explicación de la naturaleza constitutiva de las
“mutaciones reversas”.
14. El operón trp de E. coli codifica enzimas esenciales para la biosíntesis del
triptófano. El mecanismo general de control del operón trp es similar al observado
en el operón lac: cuando el represor se une al operador, se impide la transcripción;
cuando el represor no se une al operador, la transcripción avanza. La regulación del
operón trp difiere de la regulación del operón lac de la siguiente manera: las
50
enzimas codificadas por el operón trp no son sintetizadas cuando hay triptófano
presente, sino cuando está ausente. En el operón trp, el represor tiene dos sitios de
unión: uno para el DNA y el otro para la molécula efectora, el triptófano. El represor
trp debe unirse primero a una molécula de triptófano para poder unirse eficazmente
al operador trp.
a. Dibuje un mapa del operón triptófano, indicando el promotor (P), el
operador (O) y el primer gen estructural del operón triptófano (trpA). En su
dibujo, indique en qué parte del DNA se une la proteína represora cuando se
encuentra unida al triptófano.
b. El gen trpR codifica el represor; trpO es el operador; trpA codifica la enzima
triptófano sintetasa. Un represor trpR2 no puede unirse al triptófano; un
operador trpO2 no puede unirse al represor; y la enzima codificada por un
gen mutante trpA2 es completamente inactiva. ¿Espera encontrar actividad
triptófano sintetasa en cada una de las siguientes cepas mutantes cuando las
células estén creciendo en presencia de triptófano? ¿Y en su ausencia?
i. R+ O+ A+ (salvaje)
ii. R– O+ A+ / R+ O+ A–
iii. R+ O– A+ / R+ O+ A–
15. Medimos la actividad de la enzima β-galactosidasa producida por células salvajes
que han crecido en medio complementado con diferentes fuentes de carbono. En
unidades relativas, hemos encontrado los siguientes niveles de actividad:
Glucosa
Lactosa
51
Lactosa + Glucosa
0
100
1
Prediga los niveles relativos de actividad de la β-galactosidasa en células que han
crecido en condiciones similares cuando estas células sean lacI–, lacIS, lacO y crp–.
16. Se encuentra un bacteriófago λ capaz de lisogenizar a su hospedador, E. coli, a 30
ºC pero no a 42 ºC. ¿Qué genes podrían haber mutado en este fago?
17. ¿Qué pasaría con la capacidad del bacteriófago λ de lisar una célula hospedador si
adquiriera una mutación en el lugar de unión OR para la proteína Cro? ¿Por qué?
18. Contraste los efectos de mutaciones en genes codificadores de factores σ específicos
de la esporulación, con mutaciones en las regiones –35 y –10 de los promotores de
genes de sus regulones.
a. ¿Qué mutaciones tendrían un mayor efecto en la esporulación, las
mutaciones en los genes de factores σ o en los promotores individuales?
b. Basándose en las secuencias mostradas en la Figura 10-30b, ¿esperaría que
todas las mutaciones puntuales en las regiones –35 y –10 afectaran a la
expresión génica?
(pág. 383)
52
PIES DE FIGURAS
Imagen inicial
El control de la expresión génica está dirigido principalmente por proteínas de unión al
DNA que reconocen secuencias de control específicas en los genes. En este caso se
representa un modelo de unión de la proteína represora Lac al DNA del operador lac.
[Cortesía del Dr. Thimothy Paustian].
Figura 10-1 Pioneros de la regulación génica
François Jacob, Jacques Monod y André Lwoff fueron galardonados en 1965 con el
Premio Nobel de fisiología y medicina por su trabajo pionero en la regulación de la
expresión génica. [Instituto Pasteur.]
Figura 10-2 Las proteínas reguladoras controlan la transcripción
La unión de proteínas reguladoras puede activar o bloquear la transcripción.
Figura 10-3 Los efectores alostéricos se unen a proteínas reguladoras
Los efectores alostéricos influyen en la unión al DNA de activadores y represores.
Figura 10-4 La proteína represora controla el operón lac
Modelo simplificado del operón lac. Los tres genes Z, Y y A se expresan
coordinadamente bajo el control negativo del producto del gen I, el represor. Cuando el
inductor se une al represor, el operón se expresa al máximo nivel.
Figura 10-5 La lactosa se rompe en dos azúcares
53
Metabolismo de la lactosa. La enzima β-galactosidasa cataliza una reacción en la que se
añade agua al enlace β-galactósido para romper la lactosa en dos moléculas separadas
de galactosa y glucosa.
Figura 10-6 El operón lac se transcribe solamente en presencia de lactosa
Regulación del operón lac. El gen I produce continuamente represor. (a) En ausencia de
lactosa, el represor se une a la región operadora (O) y bloquea la transcripción. (b) La
unión de lactosa cambia la forma del represor de manera que ya no se puede unir a O y
se separa del DNA. La RNA polimerasa puede entonces transcribir los genes
estructurales Z, Y y A, y se producen las tres enzimas.
Figura 10-7 Estructura del IPTG
El IPTG es un inductor del operón lac.
Figura 10-8 Los operadores actúan en cis
El comportamiento de los heterocigotos O+/OC demuestra que los operadores actúan en
cis. Como el represor no puede unirse a los operadores OC, los genes estructurales lac
ligados al operador OC se expresan incluso en ausencia de inductor. Sin embargo, los
genes lac adyacentes a un operador O+ están aún sujetos a la represión.
Figura 10-9 Los represores actúan en trans
La naturaleza recesiva de las mutaciones I– demuestra que el represor actúa en trans.
Aunque el gen I– no produce represor activo, el gen salvaje (I+) proporciona un represor
funcional que se une a los dos operadores de una célula diploide y bloquea la expresión
del operón lac (en ausencia de inductor).
54
Figura 10-10 El represor tiene un lugar de unión para la lactosa
La dominancia de las mutaciones IS se debe a la inactivación del sitio alostérico del
represor Lac. En una célula diploide IS/I+, ninguno de los genes estructurales lac se
transcribe. El represor IS carece de un sitio funcional de unión a la lactosa (el centro
alostérico) y, por tanto, no se inactiva en presencia del inductor. De este modo, incluso
en presencia del inductor, el represor IS se une irreversiblemente a todos los operadores
de la célula, bloqueando la transcripción del operón lac.
Figura 10-11 La RNA polimerasa se une a secuencias específicas del promotor
Algunas secuencias específicas del DNA son importantes para que la RNA polimerasa
transcriba eficazmente los genes de E. coli. Las secuencias encuadradas están muy
conservadas en todos los promotores de E. coli, lo que es indicativo de su papel como
sitios de contacto en el DNA para la unión de la RNA polimerasa. Las mutaciones en
esas regiones causan efectos leves (color dorado) o graves (marrón) sobre la
transcripción. Las mutaciones pueden ser cambios de un solo nucleótido, pares de
nucleótidos o deleciones (Δ). [De J. D. Watson, M. Gilman, J. Witkowski y M. Zoller,
Recombinant DNA, 2ª edición. Copyright 1992 de James D. Watson, Michael Gilman,
Jan Witkowski y Mark Zoller.]
Figura 10-12 El operador es una secuencia de DNA específica
Secuencia de bases del operador de la lactosa y los cambios de bases asociados con
ocho mutaciones OC. Las regiones con doble simetría rotacional están indicadas en
color con un punto que marca su eje de simetría. [De W. Gilbert, A. Maxam y A.
Mirzabekov, en N. O. Kjeldgaard y O. Malløe, eds., Control of Ribosome Synthesis.
55
Academic Press, 1976. Utilizada con el permiso de Munksgaard International
Publishers, Ltd., Copenhagen.]
Figura 10-13 Los niveles de glucosa controlan el operón lac
Control catabólico del operón lac. (a) Sólo en condiciones con poca glucosa se forma el
cAMP (monofosfato de adenosina cíclico). (b) Cuando hay cAMP, éste forma un
complejo con CAP (proteína activadora de genes catabólicos) que activa la
transcripción mediante la unión a una región determinada del promotor lac.
Figura 10-14 Muchos sitios de unión al DNA son simétricos
Secuencias de DNA de (a) el operador lac, al cual se une el represor Lac, y (b) el sitio
de unión de CAP, al cual se une el complejo CAP-cAMP. Las secuencias que muestran
doble simetría rotacional están indicadas por recuadros en color con un punto en el eje
de simetría. [(a) De W. Gilbert, A. Maxam y A. Mirzabekov, en N. O. Kjeldgaard y O.
Malløe, eds., Control of Ribosome Synthesis. Academic Press, 1976. Utilizada con el
permiso de Munksgaard International Publishers, Ltd., Copenhagen.]
Figura 10-15 La unión de CAP curva el DNA
(a) Cuando CAP se une al promotor, crea una curva de más de 90 grados en el DNA. (b)
Imagen derivada del análisis estructural del complejo CAP-DNA. [(a) Adaptado a partir
de B. Gartenberg, y D. M. Crothers, Nature 333, 1988, 824. (Véase H. N. Lie-Johnson
et al., Cell 47, 1986, 995). Según H. Lodish, D. Baltimore, A. Berk, S. L. Zipursky, P.
Matsudaira y J. Darnell, Molecular Cell Biology, 3ª edición. Copyright 1995 de
Scientific American Books. (b) De L. Schultz y T. A. Steitz.]
56
Figura 10-16 CAP y RNA polimerasa se unen en puntos cercanos
Región de control del operón lac. Secuencia de bases y límites genéticos de la región de
control del operón lac, incluyendo secuencias parciales de los genes estructurales.
[Según R. C. Dickson, J. Abelson, W. M. Barnes y W. S. Reznikoff, “Genetic
Regulation: The Lac Control Region”, Science 187, 1975, 27. Copyright 1975 de
American Association for the Advancement of Science.]
Figura 10-17 Control negativo y positivo del operón lac
El operón lac és controlado conjuntamente por el represor Lac (control negativo) y la
proteína activadora de genes catabólicos (CAP) (control positivo). Únicamente se
producen grandes cantidades de mRNA cuando hay lactosa para inactivar al represor y
el bajo nivel de glucosa induce la formación del complejo CAP-cAMP que regula
positivamente la transcripción. [Adaptado a partir de B. Gartenberg, y D. M. Crothers,
Nature 333, 1988, 824. (Véase H. N. Lie-Johnson et al., Cell 47, 1986, 995). Según H.
Lodish, D. Baltimore, A. Berk, S. L. Zipursky, P. Matsudaira y J. Darnell, Molecular
Cell Biology, 3ª edición. Copyright 1995 de Scientific American Books.]
Figura 10-18 Comparación entre represión y activación
(a) En la represión, un represor activo (codificado por el gen R en este ejemplo) bloquea
la expresión de los genes del operón A, B, C uniéndose al sitio operador (O). (b) En la
activación, se requiere la presencia de un activador funcional para que ocurra la
expresión génica. Un activador que no sea funcional resulta en la ausencia de expresión
de los genes X, Y y Z. Existen pequeñas moléculas que pueden convertir un factor
inactivo en uno activo que entonces podrá unirse a la región de control del operón,
llamada I en este caso. Las posiciones de O e I respecto al promotor, P, están dibujadas
57
de forma arbitraria en los dos ejemplos, ya que sus posiciones varían en diferentes
operones.
Figura 10-19 Mapa del operón ara
Los genes B, A y D, junto con los sitios I y O forman el operón ara. O corresponde a
araO e I es araI.
Figura 10-20 AraC funciona como activador y como represor
Doble control del operón ara. (a) En presencia de arabinosa, la proteína AraC se une a
la región araI. El complejo CAP-cAMP se une a un sitio adyacente a araI. Esta unión
induce la transcripción de los genes araB, araA y araD. (b) En ausencia de arabinosa, la
proteína AraC se une simultáneamente a las regiones araI y araO formando un bucle en
el DNA. Esta unión impide la transcripción del operón ara.
Figura 10-21 El orden de los genes del operón trp se corresponde con el orden de
las reacciones dentro de la ruta de biosíntesis
Orden en el cromosoma de los genes del operón trp de E. coli y secuencia de las
reacciones catalizadas por los productos enzimáticos de los genes estructurales trp. Los
productos de los genes trpD y trpE forman un complejo que cataliza pasos específicos,
igual que los productos de los genes trpB y trpA. La triptófano sintetasa es una enzima
tetramérica formada por los productos de trpB y trpA. Esta enzima cataliza un proceso
en dos etapas que lleva a la formación del triptófano. Abreviaturas: PRPP, 5fosforibosil-1-pirofosfato; CDRP, 1-(o-carboxifenilamino)-1-desoxirribulosa 5-fosfato.
[Según S. Tanemura y R. H. Bauerle, Genetics 95, 1980, 545.]
58
Figura 10-22 La secuencia líder del mRNA trp contiene una región atenuadora y
dos codones triptófano
En la secuencia líder del mRNA trp la región atenuadora precede la región codificadora
de trpE. Situados más aguas arriba, en las bases 54 a 59, se encuentran los dos codones
triptófano (marcados en rojo) del péptido líder. [Según G. S. Stent y R. Calendar,
Molecular Genetics, 2ª edición. Copyright 1978 de W. H. Freeman and Company.
Basado en datos no publicados de Charles Yanofsky.]
Figura 10-23 La abundancia de triptófano atenúa la transcripción del operón trp
Modelo para la atenuación del operón trp. (a) Estructuras secundarias propuestas para la
conformación de la región líder trp que causa la terminación de la transcripción. Cuatro
regiones pueden establecer emparejamientos de bases para formar estructuras en
horquilla. (b) Cuando el triptófano es abundante, el segmento 1 del mRNA trp es
traducido. El segmento 2 se introduce en el ribosoma (aunque no es traducido), lo cual
permite el emparejamiento de los segmentos 3 y 4. Esta región emparejada causa la
terminación de la transcripción por parte de la RNA polimerasa. (c) En cambio, cuando
el triptófano es escaso, el ribosoma se detiene en los codones del segmento 1. El
segmento 2 interacciona con el 3 en lugar de introducirse en el ribosoma, de modo que
los segmentos 3 y 4 no pueden emparejar. Como consecuencia, la transcripción
continúa. [Según D. L. Oxender, G. Zurawski y C. Yanofsky, Proc. Natl. Acad. Sci.
USA, 76, 1979, 5524.]
59
Figura 10-24 Péptidos líder de operones de biosíntesis de aminoácidos
La parte traducida de (a) la región líder trp contiene dos codones triptófano
consecutivos, (b) la secuencia líder phe contiene siete codones fenilalanina y (c) la
secuencia líder his contiene siete codones histidina consecutivos.
Figura 10-25 Ciclo de vida del bacteriófago λ
El hecho de que el bacteriófago λ entre en el ciclo lítico inmediatamente o que entre en
la ruta lisogénica depende de la disponibilidad de recursos. El virus lisogénico inserta su
genoma en el cromosoma bacteriano, donde permanece inactivo hasta que las
condiciones sean favorables.
Figura 10-26 El genoma del fago λ está organizado para permitir un control
coordinado
Mapa del fago λ en forma circular. Los genes para la recombinación, integración y
escisión, replicación, ensamblaje de la cápside y la cola y lisis celular están agrupados
juntos y regulados de manera coordinada. La transcripción del lado derecho del genoma
empieza en PR y la de los genes de la izquierda empieza en PL. Las interacciones
reguladoras que gobiernan la decisión entre tomar los ciclos lítico o lisogénico tienen
lugar en operadores situados entre los genes cro y cI. [Según Fig. 16.25, pág. 513, en J.
Watson et al., Molecular Biology of the Gene, 5ª edición. Copyright 2004 de Pearson
Education, Inc. Reproducida con permiso.]
60
Figura 10-27 La decisión entre el ciclo lítico o el lisogénico viene determinada por
represores que ocupan los operadores OR
Unión del represor λ y Cro a los operadores. La lisogenia es inducida por la unión del
represor λ a OR1 y OR2, lo que impide la transcripción desde PR. Cuando se produce la
inducción del profago o en el ciclo lítico, la unión de Cro a OR3 impide la transcripción
del gen cI. [Según M. Ptashne y A. Gann, Genes and Signals, pág. 30, Fig. 1-13. © Cold
Spring Laboratory Press, 2002.]
Figura 10-28 El dominio proteico hélice-giro-hélice es un motivo de unión al DNA
muy común
Unión de un motivo hélice-giro-hélice al DNA. Muchas proteínas reguladoras se unen
al DNA como dímeros (lila). En cada monómero, la hélice de reconocimiento (R)
contacta con bases del surco mayor del DNA. [Según Fig. 6-11, pág. 494, en J. Watson
et al., Molecular Biology of the Gene, 5ª edición. Copyright 2004 de Pearson Education,
Inc. Reproducida con permiso.]
Figura 10-29 Las cadenas laterales de los aminoácidos determinan la especificidad
de la unión al DNA
Las interacciones entre aminoácidos y bases determinan la especificidad y afinidad de
las proteínas de unión al DNA. Se muestran las secuencias de aminoácidos de las
hélices de reconocimiento del represor λ y de la proteína Cro. Las interacciones entre
los residuos de glutamina (Gln), serina (Ser) y alanina (Ala) del represor λ y las bases
del operador OR determinan la fuerza de la unión. De manera similar, las interacciones
entre los residuos de glutamina, serina, asparagina (Asn) y lisina (Lys) de la proteína
Cro median la unión al operador OR3. Cada secuencia de DNA mostrada corresponde al
61
fragmento al cual se une un monómero individual del represor respectivo; es decir, es la
mitad del operador, que es ocupado en su totalidad por un dímero de represor. [De M.
Ptashne, A Genetic Switch: Phage λ and Higher Organisms, 2ª edición. Copyright 1992
de Cell Press y Blackwell Scientific.]
Figura 10-30 Los factores σ controlan grupos de genes que no están ligados
La esporulación en B. subtilis es regulada mediante cascadas de factores σ. (a) En las
células vegetativas, σA y σH son activos. Al inicio de la esporulación, σF es activo en la
preespora y σE es activo en la célula madre. Estos factores σ son entonces substituidos
por σG y σK, respectivamente. La célula madre finalmente es lisada y libera la espora
madura. (b) Los factores σE y σF controlan los regulones de muchos genes (ybaN, y
genes sucesivos, en esta ilustración). Se muestran tres ejemplos del gran número de
promotores regulados por cada factor σ. Cada factor σ tiene una secuencia de unión
específica y distintiva en las regiones –35 y –10 de sus promotores diana. [Basado en
datos de P. Eichenberger et al., J. Mol. Biol. 327, 2003, 945-972; y S. Wang et al., J.
Mol. Biol. 358, 2006, 16-37.]
62
PARCHEADOS
Figura 10-2 Las proteínas reguladoras controlan la transcripción
1. Regulación positiva
2. Activador
3. Promotor
4. Operador
5. Transcripción
6. Sitio de unión del activador
7. (Sin activador)
8. Promotor
9. Operador
10. No se transcribe
11. Regulación negativa
12. Promotor
13. Represor
14. Operador
15. No se transcribe
16. Sitio de unión del activador
17. Promotor
18. Operador
19. (Sin represor)
20. Transcripción
63
Figura 10-3 Los efectores alostéricos se unen a proteínas reguladoras
1. Sin efector
2. Centro alostérico
3. Proteína reguladora
4. Sitio de unión al DNA
5. Activador
6. Sitio de unión del activador
7. Represor
8. Operador
9. Con efector
10. Efector
Figura 10-4 La proteína represora controla el operón lac
1. Inductor
2. Represor
3. β-galactosidasa
4. Permeasa
5. Transacetilasa
Figura 10-5 La lactosa se rompe en dos azúcares
1. Enlace β-galactósido
2. Lactosa
3. β-galactosidasa
4. Galactosa
5. Glucosa
64
Figura 10-6 El operón lac se transcribe solamente en presencia de lactosa
1. (a) Sin lactosa
2. Operón
3. RNA polimerasa
4. Genes estructurales
5. Polipéptido
6. Plegamiento
7. Proteína represora
8. (b) Con lactosa
9. Operón
10. RNA polimerasa
11. Genes estructurales
12. Polipéptido
13. Plegamiento
14. Proteína represora
15. Medio
16. Lactosa
17. β-galactosidasa
18. Permeasa
19. Transacetilasa
Figura 10-7 Estructura del IPTG
1. Isopropil-β-D-tiogalactósido (IPTG)
65
Figura 10-8 Los operadores actúan en cis
1. Heterocigoto O+/OC
2. El represor no se puede unir al operador alterado
3. Expresión bloqueada
4. Expresión incluso en ausencia del inductor
Figura 10-9 Los represores actúan en trans
1. Heterocigoto I+/I–
2. No existe represor activo
Figura 10-10 El represor tiene un lugar de unión para la lactosa
1. Heterocigoto I+/IS
2. El represor IS no se puede unir al inductor
Figura 10-11 La RNA polimerasa se une a secuencias específicas del promotor
1. Región promotora
2. Punto de inicio de la transcripción
3. Deleción de una base
4. Cambio de dos bases
5. Efectos leves en la transcripción
6. Efectos graves en la transcripción
Figura 10-12 El operador es una secuencia de DNA específica
1. Mutaciones OC
66
Figura 10-13 Los niveles de glucosa controlan el operón lac
1. (a) Los niveles de glucosa regulan los niveles de cAMP
2. Mucha glucosa
3. Poca glucosa
4. (b) El complejo CAP-cAMP activa la transcripción
5. El complejo se une al promotor
Figura 10-14 Muchos sitios de unión al DNA son simétricos
1. (a) Operador lac
2. (b) Sitio de unión de CAP
Figura 10-16 CAP y RNA polimerasa se unen en puntos cercanos
1. Cromosoma de E. coli
2. Sitio de unión de CAP
3. Sitio de interacción de la RNA polimerasa
4. Codón de terminación
5. Represor
6. Región de contacto de CAP
7. Promotor
8. Operador
Figura 10-17 Control negativo y positivo del operón lac
1. (a) Glucosa presente (cAMP bajo); lactosa ausente; mRNA lac ausente
2. Represor
3. (b) Glucosa presente (cAMP bajo); lactosa presente
67
4. Lactosa
5. Inductor-represor
6. Muy poco mRNA lac
7. (c) Glucosa ausente (cAMP alto); lactosa presente
8. Lactosa
9. Inductor-represor
10. mRNA lac abundante
Figura 10-18 Comparación entre represión y activación
1. (a) Represión
2. Inductor
3. Represor inactivo
4. Transcripción
5. Represor activo
6. No se transcribe
7. (b) Activación
8. Factor inactivo
9. No se transcribe
10. Inductor
11. Factor activo (activador)
12. Transcripción
Figura 10-19 Mapa del operón ara
1. Gen de control
2. Sitios de control
68
3. Genes estructurales
Figura 10-20 AraC funciona como activador y como represor
1. (a) Activación
2. Proteína AraC + arabinosa
3. Transcripción activa
4. (b) Represión
5. Proteína AraC
Figura 10-21 El orden de los genes del operón trp se corresponde con el orden de
las reacciones dentro de la ruta de biosíntesis
1. Ácido corísmico
2. L-Glutamina
3. Ácido antranílico
4. Ácido fosforribosil antranílico
5. Indol-3-glicerol fosfato
6. Indol
7. L-Serina
8. L-Triptófano
Figura 10-22 La secuencia líder del mRNA trp contiene una región atenuadora y
dos codones triptófano
1. Región atenuadora
2. Polipéptido TrpE
69
Figura 10-23 La abundancia de triptófano atenúa la transcripción del operón trp
1. (a) Secuencia líder del mRNA trp
2. (b) Alto nivel de triptófano
3. La región líder se traduce completamente
4. Ribosoma
5. La formación de la estructura en forma de horquilla resulta en la terminación de la
transcripción
6. (c) Bajo nivel de triptófano
7. El ribosoma queda encallado en los codones trp
8. La transcripción continúa
Figura 10-24 Péptidos líder de operones de biosíntesis de aminoácidos
1. (a) Operón trp
2. (b) Operón phe
3. (c) Operón his
Figura 10-25 Ciclo de vida del bacteriófago λ
1. Célula de E. coli
2. Cromosoma
3. Fago λ
4. DNA de λ (en la cápside)
5. Infección
6. 1. Ciclo lítico
7. Muchos cromosomas virales
8. Ensamblaje de los virus
70
9. Lisis celular
10. 2. Ciclo lisogénico
11. Recombinación e integración
12. Profago λ
13. Crecimiento lisogénico
14. 3. Inducción del profago
15. Lisis celular
Figura 10-26 El genoma del fago λ está organizado para permitir un control
coordinado
1. Proteínas de replicación del DNA del fago
2. Genes de lisis
3. Genes de la cápside
4. Genes de la cola
5. Integrasa
6. Escisionasa
7. Genes de recombinación del fago
Figura 10-27 La decisión entre el ciclo lítico o el lisogénico viene determinada por
represores que ocupan los operadores OR
1. Ciclo lisogénico
2. RNA polimerasa
3. Represor λ
4. Ciclo lítico
71
Figura 10-28 El dominio proteico hélice-giro-hélice es un motivo de unión al DNA
muy común
1. Sitio de unión al DNA
Figura 10-29 Las cadenas laterales de los aminoácidos determinan la especificidad
de la unión al DNA
1. Represor
Figura 10-30 Los factores σ controlan grupos de genes que no están ligados
1. Célula vegetativa
2. Preespora
3. Célula madre
4. Espora
5. Promotor
6. Secuencia codificadora
7. Promotores regulados por σE
8. Promotores regulados por σF
Figura Problema resuelto 1
1. La RNA polimerasa no se puede unir: no se transcribe
2. No hay represor activo
3. La RNA polimerasa se puede unir
4. No se produce enzima activa
5. No se produce enzima activa
72
Figura Problema resuelto 2
1. La RNA polimerasa no se puede unir: no se transcribe
2. Represión en ausencia de IPTG
3. Inducción en presencia de un inductor
4. Enzima activa en presencia de un inductor
5. No se produce enzima activa
Error en el dibujo: donde pone Z– debería poner Z+
Figura Problema resuelto 3
1. El represor no puede unirse al operador OC
2. No se produce enzima activa
3. Enzima activa en presencia y ausencia de un inductor
4. La RNA polimerasa no se puede unir: no se transcribe
Figura Problema resuelto 4
1. No se transcribe
2. El represor IS se une al operador incluso en presencia de IPTG
3. No se produce represor activo
4. El represor no se puede unir al operador OC
5. No se produce enzima activa
6. Enzima activa en presencia y ausencia de un inductor
73
TABLAS
Tabla 10-1 Síntesis de β-galactosidasa y permeasa en mutantes haploides y diploides heterocigóticos
β-galactosidasa (Z)
Permeasa (Y)
Conclusión
Cepa
Genotipo
No inducida
Inducida
No inducida
Inducida
1
O+ Z+ Y+
–
+
–
+
El genotipo salvaje es inducible
2
O+ Z+ Y+ / F’ O+ Z– Y+
–
+
–
+
Z+ es dominante sobre Z–
3
OC Z+ Y+
+
+
+
+
OC es constitutivo
4
O+ Z– Y+ / F’ OC Z+ Y–
+
+
–
+
El operador actúa en cis
Nota: Las bacterias crecieron en glicerol (sin glucosa presente) sin y con el inductor IPTG. La presencia o ausencia de la enzima están indicadas
con un signo + o –, respectivamente. Todas las cepas son I+.
74
Tabla 10-2 Síntesis de β-galactosidasa y permeasa en cepas haploides y diploides heterocigóticas con alelos I+ e I–
β-galactosidasa (Z)
Permeasa (Y)
Conclusión
Cepa
Genotipo
No inducida
Inducida
No inducida
Inducida
1
I+ Z+ Y+
–
+
–
+
I+ es inducible
2
I– Z+ Y+
+
+
+
+
I– es constitutivo
3
I+ Z– Y+ / F’ I– Z+ Y+
–
+
–
+
I+ es dominante sobre I–
4
I– Z– Y+ / F’ I+ Z+ Y–
–
+
–
+
I+ actúa en trans
Nota: Las bacterias crecieron en glicerol (sin glucosa presente) e inducidas con IPTG. La presencia del nivel máximo de la enzima está indicada
por un signo +; su ausencia o niveles muy bajos de una enzima están indicadas con un signo –.Todas las cepas son O+.
75
Tabla 10-3 Síntesis de β-galactosidasa y permeasa en la cepa salvaje y en cepas con diferentes alelos del gen I
β-galactosidasa (Z)
Permeasa (Y)
Conclusión
Cepa
Genotipo
No inducida
Inducida
No inducida
Inducida
1
I+ Z+ Y+
–
+
–
+
I+ es inducible
2
IS Z+ Y+
–
–
–
–
IS está siempre reprimido
3
IS Z+ Y+ / F’ I+ Z+ Y+
–
–
–
–
IS es dominante sobre I+
Nota: Las bacterias crecieron en glicerol (sin glucosa presente) sin y con el inductor IPTG. La presencia de la enzima indicada está representada
por un signo +; su ausencia o niveles bajos, por un signo –.
76