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UNIVERSIDAD DE GUAYAQUIL
FACULTAD DE CIENCIAS NATURALES
ESCUELA DE BIOLOGIA
“CINÉTICA DE CRECIMIENTO Y ACTIVIDAD ENZIMATICA DE
Agrobacterium sp. AISLADA DE LAS LAGUNAS DE ECUASAL”
JOSÉ DAVID VILLALTA PASTUZO
ASESOR:
BLGO. JAIME SANTOS
PROFESOR:
DR. CARLOS GARCÍA RIZZO
GUAYAQUIL
-2012-
ÍNDICE
Página
RESUMEN
Abstract
1
1. INTRODUCCIÓN
2
2. ANTECEDENTES
3
3. JUSTIFICACIÓN
4
4. OBJETIVOS
4.1 Objetivo general
4.2 Objetivos específicos
5
5. METODOLOGÍA
5.1 Área de muestreo
5.2 Material biológico
5.3 Aislamiento
5.4 Tinción de Gram
5.5 Identificación bioquímica
5.6 Cinética de crecimiento
5.7 Producción enzimática
5.8 Actividad enzimática a distintas salinidades
6. RESULTADOS
6.1 Aislamiento
6.2 Tinción de Gram
6.3 Pruebas bioquímicas
6.4 Cinética de crecimiento
6.5 Actividad enzimática
6.6 Actividad enzimática a 104ppt y 156ppt
7. DISCUSIÓN
8. CONCLUSIÓN
6-8
9-19
222222222222222222222222222222222222222222222222222222 20
21
9. BIBLIOGRAFÍA 222222222222222222222222222222222222222222222222222 22-23
RESUMEN
Se determinó la influencia de la salinidad en la cinética de crecimiento y en la
actividad enzimática de Agrobacterium sp., esta bacteria fue aislada de las
piscinas de sal de ECUASAL. La identificación fue realizada utilizando pruebas
bioquímicas y se obtuvo en la cinética de crecimiento una µ de 13-15 h-1, y un td
de 1.2 a 1.5 horas. Así mismo, se determinó que en la concentración de 104ppt la
bacteria alcanza a las 24 horas 32 500 000 cel/mL y la salinidad influye en su
crecimiento disminuyendo su reproducción; también se observó que
Agrobacterium sp. es productora de proteasas y caseinasas y que a una
concentración de sales de 104ppt y temperatura de 30°C su producción de
proteasas disminuye, mientras que a 156ppt no produce la enzima luego de cinco
días.
Palabras clave: Agrobacterium sp., cinética de crecimiento, proteasas,
caseinasas.
ABSTRACT
Was determined the influence of salinity on growth kinetics and enzyme activity in
Agrobacterium sp. this bacterium was isolated from ECUASAL pools salt. The
identification was made using biochemical tests and obtained a velocity growth of
13-15 h-1, and td of 1.2 to 1.5 hours. Furthermore was determined that the bacteria
reaches 32 500 000 cells/mL with 104ppt of salt concentration during 24 hours and
that salinity can affect his reproduction; Furthermore saw that Agrobacterium sp.
Has the capacity for protease and caseinasas production and that the salt
concentration of 104ppt and temperature of 30°C decreases the production of
proteases, while to 156ppt there not producing the enzyme after five days.
Keywords: Agrobacterium sp., Growth kinetics, proteases, caseinasas.
1. INTRODUCCIÓN
Las lagunas de ECUASAL, están ubicadas en la provincia de Santa Elena con sus
estaciones Salinas y Pacoa. Son de origen artificial; se encuentran a menos de
200 m de la línea costera y fueron creadas con el fin de extraer sal del mar para su
comercialización. La temperatura ambiental a lo largo del año fluctúa entre los
22ºC en época seca entre junio y noviembre, y una máxima de 33ºC en la época
lluviosa entre diciembre y mayo (6).
Los microorganismos halófilos han desarrollado complejos procesos de
adaptación que les han permitido hacer frente a las condiciones extremas que
caracterizan a los ambientes salinos. Uno de los más importantes mecanismos de
adaptación que han desarrollado estos microorganismos es la acumulación
intracelular de solutos u osmolitos compatibles, los cuales no interactúan con el
metabolismo celular, por lo que su función es puramente osmótica (7).
Las bacterias halófilas extremas son organismos que viven en ambientes
naturales donde la concentraciones salinas son extremadamente altas (5 molar o
25% NaCl). Las bacterias halófilas requieren grandes cantidades de sales para
su crecimiento ya que el Na+ estabiliza sus paredes celulares, ribosomas y
enzimas (4).
Estas bacterias halófilas producen una serie de enzimas, las enzimas habituales
tienen ciertas limitaciones, en cambio las enzimas de organismos extremófilos
(extremoenzimas) empiezan a funcionar justo en el punto donde las enzimas
comunes lo dejan de hacer ya que estas son capaces de actuar a valores
extremos de temperatura, pH y salinidad (9).
Los estudios acerca de organismos extremófilos son muy recientes por lo que
existe la necesidad de investigar estos organismos; existen enzimas específicas
que se producen solo bajo las condiciones extremas a las cuales estas bacterias
extremófilas se desarrollan, por lo anterior mencionado se requieren métodos de
determinación para saber cuáles son las enzimas que producen y bajo qué
condiciones.
Las bacterias halófilas son las más deseadas en la industria debido a su gran
capacidad de producción y resistencia a condiciones de estrés, mediante la
determinación de la cinética se espera obtener la resistencia de esta a los
diferentes grados de salinidad, como se desarrolla y que ventajas o desventajas
presenta con este cambio, en el Ecuador se tienen zonas hipersalinas por lo cual
el conocer la capacidad de las bacterias existentes en estas zonas nos darán una
idea de cómo podemos explotar este recurso. La presente investigación se llevó a
cabo en el Laboratorio de Biotecnología en la Facultad de Ciencias Naturales de la
Universidad de Guayaquil.
2. ANTECEDENTES
Cuervo R. y Durán J. (2010) establecieron la cinética de crecimiento para
Agrobacterium tumefaciens con una etapa de adaptación de una hora y alcanzó su
etapa exponencial a las tres horas la cual duro dos horas hasta llegar a un número
final de 7,8 * 108 células por mL.
Sánchez et. al. (2004), obtienen cinco cepas que fueron seleccionadas por
presentar los mejores halos de actividad estas fueron evaluadas a su vez por su
crecimiento y producción de proteasas a diferentes concentraciones de NaCl,
rangos de temperatura y pH; las cepas fueron evaluadas por su actividad
proteolítica específica sobre la caseína, siendo la cepa CM48 (Pseudomonas sp.)
la que presentó la mejor actividad específica (17,38 U/mg) a las 72 horas, y
seguidas por las cepas CM45 (Alcaligenes sp.) (12,09 U/mg) y tres cepas
de Aeromonas sp. (CM43, CM44 y CM46) con valores de 12,02; 10,07 y 10,10
U/mg respectivamente.
Mendoza et. al. (2000) determinaron a partir de cepas halófilas que la
frecuencia de producción de caseinasas es 62,74%, Tween-esterasa 57,84%,
52,94% de amilasa, gelatinasa 38,23%, 33,3% de DNasa, 5,43% agarasa y
lecitinasa 90,0%.
Narváez Terán y Verónica Elizabeth (2007) obtuvieron que Agrobacterium sp. está
presente en las lagunas de ECUASAL y que a partir de las 24 horas de incubación
tuvo un incremento mayor del halo de producción de proteasa por cada hora.
3. JUSTIFICACIÓN
El conocer la actividad enzimática de Agrobacterium sp. salina, contribuirá en el
conocimiento científico ya que los estudios previamente realizados se basan en la
capacidad de esta bacteria para introducir sus genes a las plantas y su uso para
modificaciones genéticas. Al encontrarla en un ambiente hipersalino su capacidad
de producción de enzimas o biopolímeros se hace explotable industrialmente, ya
que sus propiedades fisiológicas permiten que mantengan una alta productividad
a condiciones de estrés, no así otros organismos que no funcionan a una mayor
condición de estrés.
La bacteria Agrobacterium sp. siendo una cepa nativa nos indicaría la diferencia
con cepas de otros lugares del mundo, debido al ambiente diferente en que se
desarrolla, cada organismo se adapta de manera distinta dependiendo del
ambiente.
Debido a las razones arriba señaladas es necesaria la ejecución de esta
investigación para lograr obtener conocimiento de las capacidades de
Agrobacterium sp. y los beneficios que se puedan obtener, también nos ayudará
determinar su capacidad como halófila extrema o halotolerante, teniendo así una
estimación de sus reacciones frente a las variables de salinidad.
4. OBJETIVOS
4.1 OBJETIVO GENERAL

Determinar la influencia de la salinidad en la cinética de crecimiento y en la
actividad enzimática de Agrobacterium sp.
4.2 OBJETIVOS ESPECIFICOS

Establecer la cinética de crecimiento de Agrobacterium sp. a diferentes
grados de salinidad.

Caracterizar la producción enzimática de Agrobacterium sp.

Evaluar la actividad enzimática de Agrobacterium sp. a diferentes grados de
salinidad.
5. METODOLOGÍA
5.1 Área de muestreo
Los sitios de muestreo seleccionados fueron las estaciones Pacoa y Salinas en las
piscinas de ECUASAL, las características para la selección de las piscinas fueron:
color, etapa de formación de sal en la que se encontraban (cristalizadoras y
evaporadoras), para la toma de muestras de suelo se usaron nucleadores
previamente esterilizados y se los introdujo a una profundidad de 15 cm estas
muestras se transportaron en fundas ziploc para luego llevarlas a la hielera, fueron
colectadas en total seis muestras de seis diferentes piscinas.
También se tomaron muestras de agua de las piscinas cristalizadoras, las que
fueron transportadas en una hielera a 4°C al Laboratorio de Biotecnología en la
Facultad de Ciencias Naturales de la Universidad de Guayaquil.
5.2 Material biológico
Agrobacterium es un género de bacilos pequeños y cortos Gram-negativos que
son típicamente móviles por medio de 1 a 4 flagelos. Presenta una temperatura
óptima de crecimiento entre 25 ° C y 30° C, es encontrado en el suelo, en las
raíces de las plantas en el suelo o en los tallos de las plantas donde produce
hipertrofia, y en ocasiones de fuentes marinas (1).
5.3 Aislamiento
Para el aislamiento de Agrobacterium sp. se suspendió 20 g del suelo de los
nucleadores en 100 mL de agua de las salinas filtrada y esterilizada, se procedió
a tomar una alícuota de 100 µL de la suspensión, para ser sembradas por
desgaste en placa, el medio de cultivo que se usó es TSA (Tryptic Soy Agar) el
que fue suplementado con la solución de sales 30% (p/v) descrita por Rodríguez
–Valera, F. (1993) para obtener una salinidad final de 70ppt (partes por mil) y
luego se envió a incubación a 30°C.
El medio de cultivo específico para aislamiento fue Agrobacterium médium el cual
se suplementó con la solución de sales 30% (p/v) para obtener una salinidad final
de 70ppt. Se seleccionaran las colonias aisladas en TSA para ser inoculadas en
el medio Agrobacterium por el método de desgaste en placa luego se incubaron a
30°C y se procedió a realizar varios desgastes en placas hasta obtener colonias
puras.
5.4 Tinción de Gram
Una vez que las colonias de Agrobacterium sp. se encontraron aisladas, se tomó
una muestra de estas colonias con el aza de platino y se realizó un frotis, la
muestra fue fijada al calor y se le agregó violeta de genciana durante cinco
minutos, luego se lavó con agua destilada, se cubrió la placa con lugol de Gram
durante un minuto, se lavó la placa con agua destilada y luego con alcohol al 75%
por cinco segundos y se lavó con agua destilada, se le agregó safranina durante
cinco minutos y se la retiro con agua destilada, se dejó secar la placa y se
observó al microscopio.
5.5 Identificación bioquímica
Para la identificación de Agrobacterium sp. se realizaron pruebas bioquímicas
basadas en las reacciones descritas por Cowan ST. (1974). las pruebas
realizadas fueron:

Ureasa.

Oxido-Fermentación.

Crecimiento en agar Mc Conkey.

Hidrólisis del tween 80.

Citrato de Simmons.

Hidrólisis del almidón.

Amoniun Salt Medium (etanol 0.5%).

Amoniun Salt Medium (inositol 0.5%).

Licuefacción de la gelatina.
Todas las pruebas fueron ajustadas a la salinidad de crecimiento de la bacteria
(70ppt).
5.6 Cinética de crecimiento
Para la cinética de crecimiento se preparó el medio TSB (Tryptic Soy Broth)
suplementado con agua de las salinas para obtener tres concentraciones: 104ppt,
156ppt y 208ppt. Se realizaron cuatro réplicas de cada concentración con un
volumen final de 50ml cada uno, los medios fueron dispensados en fiolas y
esterilizados en autoclave a 121°C y 1 atm. durante 15 minutos.
Para cada concentración se inocularon tres replicas y una se usó como control,
(sin inoculo), como contenido inicial se estableció un número de 622,000 cel/mL
de Agrobacterium sp. para todas las concentraciones y estas se incubaron a 30°C.
Para el conteo celular se usó la cámara de Petroff-Hausser, una vez realizado el
conteo inicial de todos los ensayos se procedió a realizar el conteo cada 12 horas
hasta que la bacteria presente una disminución en el número de células por
mililitro en todas las concentraciones.
Obtenidos los datos del conteo se realizaron los gráficos de regresión respectivos
para determinar las etapas en la cinética de cada una de las réplicas de
Agrobacterium sp. y poder determinar la µ (velocidad específica de crecimiento), td
(tiempo de duplicación) y la diferencia entre los tratamientos a distintas
concentraciones de sales.
5.7 Producción enzimática
Se procedió a caracterizar las enzimas producidas por la bacteria considerando a
cuatro tipos de sustratos caseína, proteína, almidón y lípidos; los medios de cultivo
a utilizar para la producción de las enzimas fueron:

Medio caseinasa

Starch Agar con almidón soluble al 1%

Agar con leche descremada al 1%

Lipasa médium tween 80 al 1%
Estos medios fueron ajustados a la salinidad requerida para el crecimiento de la
bacteria, los medios fueron esterilizados en autoclave a 121°C y 1 atm. durante 15
minutos.
Se preparó cinco placas de cada medio, de las cuales cuatro fueron inoculadas
con Agrobacterium sp. y una fue usada como control (sin inóculo) la siembra de
las colonias se realizó con un asa de platino en el centro de la placa, estas se
incubaron a 30°C durante cinco días.
Se mantuvo una medición diaria del crecimiento del halo o la bacteria para
determinar la enzima extracelular de mayor producción.
Para observar el halo enzimático en las placas de proteína, caseína y lípidos se lo
realizó a simple vista ya que estos son translucidos, en el caso del almidón se le
agregó lugol al 50% para poder distinguir el halo.
5.8 Actividad enzimática a distintas salinidades
Al determinarse la enzima de mayor producción por Agrobacterium sp. se
procedió a preparar el medio con el sustrato respectivo, a concentraciones de
sales diferentes 104ppt y 156ppt; se realizó para cada concentración cinco placas
de las cuales una se usó como control (sin inoculo) y las otras cuatro fueron
inoculadas en el centro de la placa, estos medios se incubaron a 30°C y se
procedió a la medición diaria de los halos enzimáticos con un calibrador durante
cinco días.
6. RESULTADOS
6.1 Aislamiento
Se logró aislar la bacteria de las muestras de suelo de las salinas de ECUASAL
presentando características morfológicas (Tabla1) (Fig. 1) que indicaron la
semejanza al género Agrobacterium por lo que se procedió a la realización de las
pruebas bioquímicas
Tabla 1. Características morfológicas de Agrobacterium sp.
Características
Color
Textura
Bordes
Forma (Colonia)
Consistencia
Forma(Bacteria)
Salinidad del medio
Agrobacterium sp.
Blanco
Lisa
Irregulares
Redondas
Viscosa
Bacilos
60 ppt
Figura 1. Crecimiento en medio Agrobacterium
6.2 Tinción de Gram
La bacteria se tornó de color rojo luego de realizada esta tinción lo que indica que
es una bacteria Gram negativa.
Figura 2. Tinción de Gram en Agrobacterium sp.
6.3 Pruebas bioquímicas
Las diferentes pruebas realizadas (Tabla2) (Fig.3) dieron como resultado positivo
para el género Agrobacterium por lo cual se la consideró a la cepa completamente
aislada, las reacciones presentadas en las pruebas por la bacteria se compararon
con lo descrito por Cowan ST. 1974. para este género.
Tabla 2. Resultados de las pruebas bioquímicas para Agrobacterium sp.
PRUEBA BIOQUÍMICA
RESULTADOS
Ureasa
-
Oxido-Fermentación
+
Crecimiento en agar Mc Conkey
-
Hidrólisis del tween 80
+
Citrato de Simmons
+
Hidrólisis del almidón
-
Amoniun Salt Medium (etanol 0.5%)
-
Amoniun Salt Medium (inositol 0.5%)
-
Licuefacción de la gelatina
-
Figura 3. Pruebas bioquímicas realizadas para Agrobacterium sp. A) Mc Conkey
B) Gelatina C) Almidón D) Oxido-Fermentación E) ASM etanol F) Citrato de
Simmons G) ASM inositol
6.4 Cinética de crecimiento
Todos los ensayos iniciaron con un número de bacterias de 622 000 cel/mL, el
conteo fue realizado cada 12 horas y se obtuvieron los datos presentados en las
tablas 3,4 y 5.
Tabla 3. Número de bacterias a 104ppt.
28/08/2012
28/08/2012
29/08/2012
29/08/2012
30/08/2012
30/08/2012
31/08/2012
31/08/2012
0h
12 h
24 h
36 h
48 h
60 h
72h
84h
R1 622000
11550000
31500000
27000000
20050000
11600000
34833333
26000000
R2 622000
11850000
33500000
18000000
21300000
14400000
14950000
20350000
R3 622000
10650000
32500000
22500000
19900000
12450000
14010000
10600000
Tabla 4. Número de bacterias a 156ppt.
28/08/2012
28/08/2012
29/08/2012
29/08/2012
30/08/2012
30/08/2012
31/08/2012
31/08/2012
0h
12 h
24 h
36 h
48 h
60 h
72h
84h
R1 622000
3500000
5350000
7650000
4366666
7300000
7080000
7850000
R2 622000
3100000
5500000
7200000
3766666
3083333
4750000
6650000
R3 622000
3200000
5100000
7350000
5000000
6550000
3766666
5416666
Tabla 5. Número de bacterias a 208ppt.
28/08/2012 28/08/2012 29/08/2012 29/08/2012 30/08/2012 30/08/2012 31/08/2012 31/08/2012 01/09/2012
0h
12 h
24 h
36 h
48 h
60 h
72h
84h
96h
R1 622000
1350000
1550000
3400000
3300000
6500000
6775000
10683333
6850000
R2 622000
1300000
2200000
2800000
5800000
6550000
7125000
11583333
9200000
R3 622000
1600000
2650000
4050000
4266666
3200000
2750000
6950000
6600000
Se calculó la velocidad específica de crecimiento (µ) mediante la fórmula:
Dónde:
X2= número de bacterias final
X0= número de bacterias inicial
T= tiempo transcurrido entre X2 y X0
Entonces se obtuvieron los datos presentados en la tabla 6.
Tabla 6. Velocidad especifica de crecimiento (µ) para Agrobacterium sp.
104ppt
15,13 h-1
156ppt
13,89 h-1
208ppt
13,05 h-1
También fue calculado el tiempo de duplicación (td) en cada salinidad utilizando la
fórmula:
Y se obtuvo que:
td 104ppt:0,046 días
td 156ppt: 0,049 días
td 208ppt: 0,053 días
Se realizó una transformación a horas y se obtuvieron los datos presentados en la
tabla 7.
Tabla 7. Tiempo de duplicación (td) para Agrobacterium sp.
td 104ppt
1,5 horas
td 156ppt
1,11 horas
td 208ppt
1,16 horas
El gráfico de regresión realizado (Fig.4) muestra las etapas de la cinética de
crecimiento para cada concentración de sales, en las que se observa las fases de
adaptación, exponencial, estabilización y muerte.
Para 104ppt a las 24 horas se observó un número máximo de 32 500 000 de
bacterias, en 156ppt llegó a 7 400 000 bacterias a las 36 horas y a 208ppt llegó a
un número máximo de 9 738 889 de bacterias a las 84 horas.
35000000
30000000
25000000
20000000
208ppt
104ppt
15000000
156ppt
10000000
5000000
0
0h
12 h
24 h
36 h
48 h
60 h
72h
84h
96h
Figura 4.Cinética de crecimiento de Agrobacterium sp.
También se realizó un gráfico de barras (Fig.5) en el cual se observa el incremento
en el número de bacterias según las distintas salinidades presentando el mayor
aumento a 104ppt.
35000000
NÚMERO DE BACTERIAS
30000000
25000000
20000000
208ppt
15000000
104ppt
10000000
156ppt
5000000
0
0h
12 h
24 h
36 h
48 h
60 h
72h
84h
96h
HORAS
Figura 5. Crecimiento de Agrobacterium sp.
Se realizó la prueba de TUKEY en el programa Simfit staditics y se obtuvo los
datos presentados en la tabla 8, donde tenemos que la columna uno
corresponde a 104ppt, la columna dos a 156ppt y la columna tres a 208ppt.
Los resultados obtenidos indican que entre las concentraciones de 156ppt y
208ppt no existe una diferencia significativa con una probabilidad de 0.96
Tabla 8. Prueba de TUKEY en la cinética de crecimiento para Agrobacterium sp.
También se realizó la prueba de barras de error para determinar la variabilidad
entre los tratamientos y sus resultados (Fig. 6)
Figura 6. Diferencias entre las distintas salinidades
En la figura 6 tenemos que el número 1.00 corresponde a 104ppt, el 2.00
corresponde a 156ppt y el 3.00 a 208ppt.
Existe una diferencia amplia entre la media de 104 ppt con relación a las otras dos
concentraciones y entre 156ppt y 204ppt la media alcanzada entre estas no tiene
una diferencia grande.
6.5 Actividad enzimática
Se tuvo como resultado el crecimiento de Agrobacterium sp. en todos los sustratos
probados, pero solo hubo presencia de enzimas en el medio de producción para
proteasas y caseinasas, obteniendo un tamaño de halo máximo para proteasas de
31,01mm de diámetro.
A
B
Figura 7. Producción de proteasa por Agrobacterium sp. A) Halo enzimático B)
Control
Figura8. Producción de caseinasas por Agrobacterium sp.
6.6 Actividad enzimática a 104ppt y 156ppt
Para la prueba de producción a distintas salinidades se seleccionó el sustrato de
leche descremada (Proteasas), debido a que este sustrato presento mayor
producción enzimática, como resultado se obtuvo presencia del halo de
producción en la concentración de 104ppt con una medida máxima de 18.2 mm de
diámetro a los cinco días, pero el halo se presentó luego de 48 horas de haber
sido incubada la bacteria.
Mientras que en el ensayo a 156ppt no se obtuvo un halo de producción pasado
los cinco días.
A
B
Figura 9. Proteasa producida por Agrobacterium sp. a 104ppt. A) Control B) Halo
enzimático
7. DISCUSIÓN
Narváez T. y Verónica E. (2007) indicaron la presencia de Agrobacterium sp. en
las piscinas de ECUASAL, siendo este el lugar donde se obtuvo el actual aislado
de la cepa Agrobacterium sp.; los resultados obtenidos en la presente
investigación también concuerdan con que Agrobacterium sp. produce proteasas a
partir de las 24 horas de haber sido inoculada. Se determinó que aumentando la
salinidad del medio a 104 ppt. la producción de proteasas por Agrobacterium sp.
empieza luego de 48 horas de haberse inoculado; presentando una disminución
considerable al tamaño del halo observado a una salinidad de 70 ppt. que fue la
idónea para la producción de proteasas.
En esta investigación se obtuvo un número máximo de Agrobacterium sp. de
32.5x106, mientras que Cuervo R. y Durán J. (2010) presentaron un número
máximo de crecimiento para Agrobacterium tumefaciens de 7.8x108 lo que indica
una diferencia significa entre estas cepas y se podría deber a que no se llegó a
saber si la bacteria con la que se realizó la presente investigación es la misma
especie. Otra razón se debe a que Agrobacterium sp. se la aisló de un ambiente
salino y A. tumefaciens es de ambiente mesófilo, lo cual también marca una
diferencia en los resultados obtenidos.
Cuervo R. y Durán J. (2010) realizaron la cinética de crecimiento de A.
tumefaciens libre de concentraciones de sales; por lo cual en esta investigación
Agrobacterium sp. obtuvo un crecimiento diferente debido a que las condiciones
físico-químicas (altas concentraciones de sales y temperatura) fueron distintas.
Los resultados obtenidos coinciden con los resultados descritos por Mendoza et.
al. (2000) que las bacterias halófilas presentan producción de diferentes enzimas
como en el caso de Agrobacterium sp. descrita en esta investigación.
Sánchez et. al. (2004) determinaron que las bacterias halófilas son productoras de
proteasas a distintas concentraciones de ClNa lo cual corrobora los resultados de
nuestra investigación obteniendo resultados de producción proteolítica en
concentraciones de hasta 104 ppt.
Esta investigación contribuye al conocimiento de las propiedades de la cepa
Agrobacterium sp. de las lagunas de ECUASAL y su eventual uso para producción
de enzimas proteolíticas a distintas concentraciones de ClNa.
8. CONCLUSIÓN
Agrobacterium sp. se encuentra presente en las salinas de ECUASAL como
bacteria halotolerante, debido a su crecimiento normal y continuo hasta una
salinidad de 156ppt valor aproximado a tres molar de ClNa.
También se determinó que para Agrobacterium sp. la velocidad de crecimiento (µ)
es de 13-15 h-1 y el tiempo de duplicación (td) es de 1.2 a 1.5 horas.
Se determinó que no existe variación significativa entre el número de bacterias
obtenidas a una salinidad de 156ppt y 208 ppt, mientras que a 104ppt si existe una
diferencia significativa, obteniendo así un mayor número de bacterias en menor
tiempo.
También se observó que Agrobacterium sp. es productora de proteasas y
caseinasas y que a una concentración de sales de 104ppt y 30°C su producción
de proteasas es menor a la alcanzada a 70 ppt.
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