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UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
FACULTAD DE CIENCIAS MÉDICAS
CARRERA DE LABORATORIO CLÍNICO E HISTOTECNOLÓGICO
“FRECUENCIA DE CEPAS DE ESCHERICHIA COLI PRODUCTORA DE
BLEE EN CULTIVOS DE ORINA DE PACIENTES ATENDIDOS EN EL
SERVICIO DE CONSULTA EXTERNA DEL HOSPITAL GENERAL
ENRIQUE GARCÉS DURANTE EL PERIODO ENERO 2013 - DICIEMBRE
2013”
Trabajo previo a la obtención del Título de Licenciada en Laboratorio Clínico E
Histotecnológico
Autora: Imbaquingo Chiguano Karla Tatiana
Tutor: Dr. Freddy Oswaldo Trujillo Cruz
Quito, Junio, 2015
Dedicatoria
Este trabajo lo dedico a mis padres, Rosa y Carlos quienes han sido mi
inspiración, por guiarme en la vida, por haberme inculcado muchos valores y
darme fuerza para esforzarme y conseguir mis metas. Estas importantes
circunstancias son las que me llevaron a la culminación de mi carrera
universitaria, con la ilusión de seguir alcanzando nuevos éxitos en el futuro.
A mis hermanas Leonela y Stefy por brindarme su compañía todos los días
de mi vida.
Gracias a ustedes por estar siempre a mi lado
Los llevaré en mí corazón.
Karla Tatiana Imbaquingo Chiguano
ii
Agradecimientos
Le agradezco a Dios por darme la vida y haberme acompañado a lo
largo de mi carrera, por ser mi fortaleza en los momentos de debilidad y por
brindarme una vida llena de aprendizajes.
Le doy gracias a mis padres por apoyarme en todo momento y por
haberme dado la oportunidad de tener una excelente educación en el transcurso
de mi vida.
Agradezco también al Dr. Freddy Trujillo, tutor de mi proyecto de
investigación pues sus conocimientos me han guiado en la culminación este
trabajo.
Karla Tatiana Imbaquingo Chiguano
iii
AUTORIZACIÓN DE LA AUTORÍA INTELECTUAL
Yo, IMBAQUINGO CHIGUANO KARLA TATIANA en calidad de autora del trabajo de
fin de carrera sobre “Frecuencia de cepas de escherichia coli productora de blee en cultivos
de orina de pacientes atendidos en el servicio de consulta externa del hospital general
Enrique Garcés durante el periodo enero 2013 - diciembre 2013”, por la presente autorizo
a la UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR, hacer uso de todos los contenidos que me
pertenecen o de parte de los que contienen esta obra, con fines estrictamente académicos o de
investigación.
Los derechos que como autor me corresponden, con excepción de la presente autorización,
seguirán vigentes a mi favor, de conformidad con lo establecido en los artículos 5, 6,8; 19 y
demás pertinentes de la Ley de Propiedad Intelectual y su Reglamento.
Quito, 15 de junio de 2015
Karla Tatiana Imbaquingo Chiguano
C.I. 1724371180
Telf. 0991977839
E-mail: [email protected]
iv
Quito, D.M, 04 de marzo del 2014
SR. Dr.
VICTOR HUGO ROJAS
DIRECTOR DE LA ESCUELA DE TECNOLOGÍA MÉDICA
Presente.-
De mi consideración:
Por medio del presente le comunico que estoy de acuerdo con la tesis presentada por la Srta.
Karla Tatiana Imbaquingo Chiguano, con cédula de identidad 172437118-0 egresada de la
carrera de Laboratorio Clínico, con el tema: “FRECUENCIA DE CEPAS DE
ESCHERICHIA COLI PRODUCTORA DE BLEE EN CULTIVOS DE ORINA DE
PACIENTES ATENDIDOS EN EL SERVICIO DE CONSULTA EXTERNA DEL
HOSPITAL GENERAL ENRIQUE GARCÉS DURANTE EL PERIODO ENERO –
DICIEMBRE 2013”
Particular que pongo en su conocimiento para los fines pertinentes.
Atentamente,
Dr. Freddy Oswaldo Trujillo Cruz
TUTOR DE TESIS
v
Listado de contenidos
Dedicatoria............................................................................................................................ ii
Agradecimientos .................................................................................................................. iii
Autorización de la autoría intelectual ................................................................................... iv
Autorización del tutor............................................................................................................ v
Listado de contenidos ........................................................................................................... vi
Listado de tablas .................................................................................................................. ix
Listado de gráficos ................................................................................................................ x
Resumen .............................................................................................................................. xi
Abstract .............................................................................................................................. xii
CAPÍTULO I ....................................................................................................................... 1
1.1 Introducción .................................................................................................................... 1
1.2 Planteamiento del problema ........................................................................................... 2
1.3 Formulación del problema .............................................................................................. 3
1.4 Objetivos ........................................................................................................................ 3
1.4.1 Objetivo general .................................................................................................................... 3
1.4.2 Objetivos específicos ............................................................................................................ 3
1.5 Justificación ................................................................................................................... 4
CAPÍTULO II ..................................................................................................................... 5
Marco teórico ........................................................................................................................ 5
2.1 Antecedentes ................................................................................................................... 5
2.2 Escherichia coli ............................................................................................................... 7
2.2.1 Características morfológicas.................................................................................................. 7
2.2.2 Estructura antigénica ............................................................................................................. 9
2.2.3 Determinantes de patogenicidad ............................................................................................ 9
2.2.4 Patogénesis y datos clínicos ................................................................................................ 10
2.2.4.1
Infecciones del tracto urinario ................................................................................... 10
2.2.4.2
Enfermedades diarreicas asociadas con E. coli .......................................................... 14
2.2.4.3
Sepsis ....................................................................................................................... 15
2.2.4.4
Meningitis ................................................................................................................ 15
2.3 Diagnóstico de Laboratorio Microbiología ................................................................... 16
2.4 Obtención y cultivo de la muestra de orina ................................................................... 16
2.4.1 Obtención de la muestra ...................................................................................................... 16
vi
2.4.2 Siembra primaria de muestra de orina.................................................................................. 16
2.4.3 Lectura.............................................................................................................................. 17
2.4.4 Interpretación ...................................................................................................................... 18
2.5 Pruebas bioquímicas ..................................................................................................... 18
2.5.1 Agar TSI ............................................................................................................................. 19
2.5.2 Agar citrato de Simmons ..................................................................................................... 19
2.5.3 Producción de Indol ............................................................................................................ 19
2.5.4 Prueba de rojo de metilo...................................................................................................... 20
2.5.5 Motilidad (SIM) .................................................................................................................. 20
2.5.6 Producción de ureasa .......................................................................................................... 20
2.6 Pruebas de susceptibilidad antimicrobiana .................................................................... 20
2.6.1 Prueba de susceptibilidad por difusión en agar .................................................................... 21
Preparación del inóculo............................................................................................................ 21
Inoculación de las placas.......................................................................................................... 21
Aplicación de los discos a las placas inoculadas ....................................................................... 21
Lectura de las placas ................................................................................................................ 22
2.6.2 Estándares de interpretación de zonas de diámetro............................................................... 22
2.6.2.1 Categorías interpretativas ............................................................................................. 22
2.6.3 Susceptibilidad antimicrobiana mediante el sistema Vitek 2 ................................................ 23
2.6.3.1 Introducción ................................................................................................................. 23
2.6.3.2 Procedimiento .............................................................................................................. 24
2.8.3.3 Inoculación .................................................................................................................. 24
2.6.3.4 Sellado e incubación de las tarjetas ............................................................................... 24
2.6.3.5 Lectura de las reacciones .............................................................................................. 24
2.7 Detección de Escherichia coli productora de BLEE ...................................................... 25
Test confirmatorio de la presencia de “betalactamasas de espectro extendido” (Según el NCCSL
- USA) 25
Test confirmatorio de la presencia de “betalactamasas de espectro extendido” (Según el Comité
de Antibiograma de la Sociedad Francesa de Microbiología) .................................................... 26
2.8 Reporte de antibiograma de las Escherichia coli productora de BLEE .......................... 27
2.9 Resistencia bacteriana .................................................................................................. 27
2.10Mecanismos de resistencia en Escherichia coli ............................................................. 28
2.10.1 Resistencia a los antibióticos betalactámicos ..................................................................... 28
2.10.1.1 Resistencia a las penicilinas ........................................................................................ 29
2.10.1.2 Resistencia a las cefalosporinas .................................................................................. 31
2.10.1.3 Resistencia a los carbapenémicos................................................................................ 32
vii
2.10.1.4 Resistencia a monobactámicos .................................................................................... 34
2.10.2 Resistencia a las quinolonas .............................................................................................. 34
2.10.3 Resistencia a tetraciclinas .................................................................................................. 35
2.10.4 Resistencia al cloranfenicol ............................................................................................... 35
2.10.5 Resistencia al trimetoprim sulfametoxazol ......................................................................... 35
2. 11 Antimicrobianos que bloquean mecanismos de resistencia .......................................... 36
VARIABLES Y SU OPERACIONALIZACIÓN ................................................................ 37
CAPÍTULO III .................................................................................................................. 38
METODOLOGÍA ............................................................................................................... 38
3.1 Tipo de investigación .................................................................................................... 38
3.2 Técnicas e instrumentos de recolección de datos ............................................................ 38
3.3 Universo y muestra........................................................................................................ 38
3.3.1 Universo ............................................................................................................................. 38
3.3.2. Muestra.............................................................................................................................. 39
3.3.3 Criterios de inclusión y exclusión ........................................................................................ 39
3.4 Tipo de análisis ............................................................................................................. 39
3.5 Logística ....................................................................................................................... 39
3.6 Ética .............................................................................................................................. 39
CAPÍTULO IV .................................................................................................................. 40
4. RESULTADOS ............................................................................................................... 40
4.11 Discusión .................................................................................................................... 58
4.12 Conclusiones ............................................................................................................... 61
4.13 Recomendaciones ........................................................................................................ 62
CAPÍTULO V ................................................................................................................... 63
LA PROPUESTA ............................................................................................................... 63
5.1 Título: .................................................................................................................................... 63
5.2 Justificación ........................................................................................................................... 63
5.3 Beneficiarios .......................................................................................................................... 63
5.4 Objetivos ............................................................................................................................... 63
Bibliografía ......................................................................................................................... 71
viii
Listado de tablas
Tabla 1. Frecuencia porcentual de cultivos de orina de Consulta Externa ............................ 40
Tabla 2. Frecuencia de microorganismos aislados en cultivos de orina positivos................. 42
Tabla 3. Frecuencia de BLEE en Escherichia coli ............................................................... 44
Tabla 4. Frecuencia según la edad de los pacientes portadores de Escherichia coli productora
de BLEE ............................................................................................................................. 46
Tabla 5. Frecuencia según el sexo de los pacientes portadores de Escherichia coli productora
de BLEE ............................................................................................................................. 48
Tabla 6. Distribución de los pacientes portadores de E. coli productora de BLEE de acuerdo a
los servicios que presta la consulta externa del Hospital General Enrique Garcés. ............... 50
Tabla 7. Frecuencia de Escherichia coli productora de BLEE en la población estudiada ..... 52
Tabla 8. Frecuencia de Escherichia coli productora de BLEE en la población estudiada de
acuerdo al sexo.................................................................................................................... 53
Tabla 9. Frecuencia de sensibilidad y resistencia antimicrobiana de Escherichia coli productora
de BLEE ............................................................................................................................. 54
Tabla 10. Frecuencia de sensibilidad y resistencia antimicrobiana de Escherichia coli NO
productora de BLEE............................................................................................................ 56
ix
Listado de gráficos
Ilustración 1. Frecuencia porcentual de cultivos de orina ................................................... 41
Ilustración 2. Frecuencia de microorganismos aislados en cultivos de orina positivos ........ 43
Ilustración 3. Frecuencia de BLEE en Escherichia coli ...................................................... 45
Ilustración 4. Frecuencia según la edad de los pacientes portadores de Escherichia coli
productora de BLEE............................................................................................................ 47
Ilustración 5. Frecuencia según el sexo de los pacientes portadores de Escherichia coli
productora de BLEE............................................................................................................ 49
Ilustración 6. Distribución de los pacientes portadores de E. coli productora de BLEE de
acuerdo a los servicios que presta la consulta externa del Hospital General Enrique Garcés. 51
Ilustración 7. Frecuencia de sensibilidad y resistencia antimicrobiana de Escherichia coli
productora de BLEE............................................................................................................ 55
Ilustración 8. Frecuencia de sensibilidad y resistencia antimicrobiana de Escherichia coli NO
productora de BLEE............................................................................................................ 57
x
Resumen
TEMA: Frecuencia de cepas de escherichia coli productora de blee en cultivos de orina de
pacientes atendidos en el servicio de consulta externa del hospital general Enrique Garcés
durante el periodo enero 2013 - diciembre 2013
Autora: Imbaquingo Chiguano Karla Tatiana
Tutor: Dr. Freddy Oswaldo Trujillo Cruz
Escherichia coli es el germen aislado con mayor frecuencia en infecciones del tracto urinario
en pacientes ambulatorios (Navarro, y otros, 2013). El tratamiento inicial es generalmente
empírico, pero la administración de antibióticos de manera indiscriminada o en dosis
inadecuadas sin ajustarse a los resultados de un cultivo de orina previo contribuye al aumento
de la resistencia de Escherichia coli (Sánchez, Ríos, & Mattar, 2008). La presencia de cepas
productoras de BLEE varía geográficamente y son el problema de mayor repercusión en la
práctica clínica (Navarro, y otros, 2013).
Objetivo. Establecer la frecuencia de Escherichia coli productora de BLEE en cultivos de orina
de pacientes atendidos en el Servicio de Consulta Externa del Hospital General Enrique Garcés
durante el periodo enero - diciembre 2013.
Métodos: Estudio descriptivo. La información fue recolectada de los registros manuales y
automáticos archivados en el laboratorio de Microbiología y fueron unificados en una sola base
de datos en Excel.
Resultados: Se encontraron 77 pacientes con aislamientos de Escherichia coli productora de
BLEE en cultivos de orina sobre un total de 338 pacientes de Consulta Externa del Hospital
General Enrique Garcés con aislamiento de Escherichia coli durante el año 2013, con una
frecuencia de BLEE del 22,78%. La edad con mayor frecuencia de casos positivos para
Escherichia coli productora de BLEE fue de 41-60 años con predominio en el género femenino
(94,81%.). La mayoría de casos se presentaron en los servicios de Medicina Interna (38,96%)
y Ginecología/Obstetricia (29,87%). La sensibilidad a la nitrofurantoína fue el 82%,
fosfomicina 69% y norfloxacina 62%.
PALABRAS CLAVES. ESCHERICHIA COLI / ESCHERICHIA COLI PRODUCTORA
DE BLEE / CULTIVO DE ORINA / RESISTENCIA BACTERIANA.
xi
Abstract
TITLE: Strains indicence of esbl producing escherichia coli in orin cultures of medical
consutation patients of hospital general Enrique Garcés during the period of january 2013
through december 2013
Autora: Imbaquingo Chiguano Karla Tatiana
Tutor: Dr. Freddy Oswaldo Trujillo Cruz
Escherichia is an isolated germ found most frequently in outpatients´urinary system infections
(Navarro, and others, 2013). The initial treatment is commonly empiric, however, proviging
antibiotics indiscriminately or in inadequate doses without adjusting to the results of a previous
urina culture would contribute to an increase of the Escherichia coli resistance (Sanchez, Rios,
& Mattar, 2008). The presence of ESBL producing strains varies geographically and it is the
issue of major impact in clinical practice (Navarro, and others, 2013).
Objetive: to establish the incidence of ESBL producing Escherichia coli in urine cultures of
medical consultation patients of Hospital General Enrique Garcés during the period of January
through December 2013.
Methods: descriptive study. The information was gathered from manual and automatized
records kept at the microbiology laboratory and were unified in a single Excel database.
Results: 77 patients were found with ESBL producing Escherichia coli in urine cultures of a
total of 338 medical consultation patients of Hospital General Enrique Garces with Escherichia
coli isolation during 2013, with an ESBL incidence of 22.78%. The age with most incidence
of positive cases of ESBL producing Escherichia coli was the age group of 41 – 60 years old
with a female gender predominance of 94.81%. Most of these cases were presented in the
internal medicine (38.96%) and gynecology/obstetrics (29.87%) services. The nitrofurantoin
sensitivity was of 82%, the fosfomycin sensitivity was of 69% and the norfloxacion sensitivity
was of 62%.
KEYWORDS. ESCHERICHIA COLI / ESBL PRODUCING ESCHERICHIA COLI /
URINE CULTURE / BACTERIA RESISTANCE.
xii
CAPÍTULO I
1.1 Introducción
Las infecciones urinarias constituyen una de las principales causas de consulta en los
centros de salud y en los hospitales (Guajardo, González, & Ayala, 2009). La población
femenina es la que acude con más frecuencia, debido a sus problemas ligados a su género;
problemas vulvares, vaginales y reproductivos. La mayoría de infecciones urinarias no
complicadas obligan a establecer un tratamiento empírico previo al diagnóstico etiológico,
generando un alto consumo de antibióticos. Lo cual ha provocado la aparición y diseminación
de cepas bacterianas resistentes, dificultando el tratamiento antibiótico (Caro, Hernando,
Carrero, & García, 2007).
El agente etiológico aislado con más frecuencia en infecciones urinarias es Escherichia
coli. Pero este microorganismo ha mostrado una progresiva disminución de la sensibilidad a
los antimicrobianos. Por lo cual se requiere necesariamente conocer su perfil de sensibilidad
y resistencia antibiótica antes de comenzar un tratamiento antibiótico (Caro, Hernando,
Carrero, & García, 2007).
El principal mecanismo de resistencia de Escherichia coli es la producción de enzimas
conocidas como betalactamasas (Navarro, Miró, & Mirelis, 2002). Estas enzimas son capaces
de hidrolizar las cefalosporinas de amplio espectro y los monobactámicos, pero no las
cefamicinas ni los carbapenémicos. Son betalactamasas mediadas generalmente por
plásmidos y derivan de otras enzimas con menor espectro hidrolítico. La aparición de BLEE
tanto comunitaria y nosocomial complica más aun el tratamiento.
En un estudio realizado en el laboratorio de Microbiología del Complejo Asistencial de
Segovia (España); se aislaron 5247 cepas de Escherichia coli, el 37,9% era de procedencia
1
hospitalaria y el 62,1% extrahospitalaria. Un 75,4% correspondía a mujeres y el 24,6% a
varones. Se encontraron 48 cepas productoras de BLEE hospitalarias y 62 extrahospitalarias
(Caro, Hernando, Carrero, & García, 2007). En este estudio muestra que la mayor cantidad de
aislamientos de E. coli productora de BLEE se encuentra en la población extrahospitalaria.
Por tanto esta investigación se va centrar en los pacientes de Consulta Externa del Hospital
Enrique Garcés para conocer la cantidad de cepas de E. coli productora de BLEE que
hubieron en el año 2013. Otro de los objetivos es dar a conocer la resistencia y sensibilidad
encontrada en este microoganismo.
1.2 Planteamiento del problema
Las infecciones del tracto urinario (ITU) se caracterizan por una notable morbilidad y
Escherichia coli es la causante del 75% - 90% de las ITU en pacientes ambulatorios.
Generalmente el tratamiento de las ITU es realizado sin un cultivo de orina previo. Sin
embargo los antibiogramas suelen realizarse cuando la terapia empírica falla (Navarro, y
otros, 2013).
Varios estudios han demostrado un incremento de la resistencia en Escherichia coli
uropatógena comunitaria y hospitalaria. La prevalencia de aislamientos resistentes varía de
acuerdo a la región geográfica y también depende de los patrones de consumo de antibióticos
(Navarro, y otros, 2013).
En los últimos años se ha producido cambios preocupantes en los patrones de sensibilidad
de los principales patógenos urinarios, con un incremento progresivo de infecciones causadas
por Escherichia coli productora de BLEE. Este aumento de resistencia complica el
tratamiento y puede comprometer aún más la salud del paciente (Guajardo, González, &
Ayala, 2009).
2
1.3 Formulación del problema
¿Con qué frecuencia se presentan infecciones urinarias causadas por Escherichia coli
productora de BLEE en pacientes de Consulta Externa del Hospital General Enrique Garcés?
1.4 Objetivos
1.4.1 Objetivo general
Determinar la frecuencia de Escherichia coli productora de BLEE en cultivos de orina de
pacientes atendidos en Consulta Externa del Hospital General Enrique Garcés durante el
periodo enero – diciembre del año 2013.
1.4.2 Objetivos específicos

Establecer la frecuencia de cepas productoras de BLEE en cultivos de Escherichia
coli identificadas en el año 2013.

Identificar la edad y el sexo de los pacientes más propensos a adquirir infección
urinaria por Escherichia coli productora de BLEE.

Distribuir a los pacientes portadores de Escherichia coli productora de BLEE de
acuerdo a los servicios que presta la consulta externa del Hospital General Enrique
Garcés.

Detallar la sensibilidad y resistencia antimicrobiana de Escherichia coli productora de
BLEE.
3
1.5 Justificación
Las infecciones del tracto urinario constituyen la segunda causa de consulta por infección
en la población y las resistencias bacterianas de los uropatógenos más frecuentes,
especialmente las causadas por Escherichia coli son el problema de mayor repercusión en la
práctica clínica. El uso indiscriminado de los antimicrobianos o en dosis inadecuadas son las
principales causas en el desarrollo de estas resistencias.
El alcance del presente estudio radica en conocer la sensibilidad y resistencia de
Escherichia coli productora de BLEE a los antibióticos comúnmente utilizados en
infecciones del tracto urinario de pacientes de la consulta externa del Hospital General
Enrique Garcés, se podría imaginar la utilidad práctica que tiene este conocimiento, ya que
servirá especialmente a los médicos tratantes para que adopten esquemas terapéuticos más
adecuados para el tratamiento de los pacientes.
En el laboratorio de Microbiología se realizan pruebas de identificación y susceptibilidad
antimicrobiana y las cepas sospechosas de producción de BLEE son confirmadas por
métodos manuales y automáticos como por ejemplo el sistema Vitek 2.
Existen muy pocos estudios acerca de la frecuencia de Escherichia coli productora de
BLEE en nuestro país, y menos aún estudios epidemiológicos de infecciones del tracto
urinario ocasionadas por este microorganismo. Por lo cual esta investigación se realiza para
poner en evidencia las cepas productoras de BLEE en Escherichia coli que circulan en la
Consulta Externa del H.G.E.G. Aunque se trate de una población reducida servirá para evitar
problemas clínicos, terapéuticos y económicos en los pacientes y el hospital.
4
CAPÍTULO II
Marco teórico
2.1 Antecedentes
Escherichia coli es el agente etiológico más frecuente en infecciones del tracto urinario y
una de las principales causas de meningitis neonatal, entre otras; sin embargo también puede
ser causante de bacteriemia (García, y otros, 2008). E. coli tiene altos porcentajes de
resistencia a la ampicilina, trimetoprim-sulfametoxazol, tetraciclina, cloranfenicol y ácido
nalidíxico, lo que supone grandes complicaciones en el tratamiento antibiótico cuando este es
requerido (Mosquito, Ruiz, Bauer, & Ochoa, 2011).
El aislamiento de cepas Escherichia coli productora de betalactamasas de espectro
extendido (BLEE) tanto en la comunidad como en el hospital se ha convertido en un
problema creciente, debido a que son capaces de inactivar a las penicilinas, cefalosporinas
(1era, 2da y 3era generación) y al aztreonam (García, y otros, 2008). La parición y
diseminación de resistencias motivan que el tratamiento de las infecciones del tracto urinario
causadas por este microorganismo constituya un importante problema terapéutico (Caro,
Hernando, Carrero, & García, 2007).
Un estudio nacional multicéntrico realizado en España durante el año 2006 en el cual se
dio seguimiento a las infecciones urinarias de vías bajas de adquisición comunitaria y a la
resistencia de E. coli a los antimicrobianos de primera línea. Se obtuvieron 3.109
uropatógenos. De los cuales E. coli fue el más frecuente, seguido de Klebsiella spp., Proteus
spp. y Enterococcus spp. Las tasas de resistencia y de resistencias cruzadas que se evidencian
en E. coli representan un grave problema que obliga a reevaluar el tratamiento empírico de
las ITU, ya que el 5,2% produjo betalactamasas de espectro extendido (BLEE). (Andreu &
Planells, 2006)
5
Un estudio descriptivo y de corte transversal realizado en el Hospital Departamental de
Villavicencio, Colombia. Se tamizaron 29.451 estudios de microbiología. Se identificaron
2.551 como E. coli. De estos cultivos 867 fueron aislados en urocultivos provenientes de la
consulta externa y se confirmó la presencia de BLEE en el 6,9%. Este estudio sugiere que
probablemente este fenómeno no está limitado al ambiente hospitalario. (Pérez, Pavas, &
Rodríguez, 2011)
Un estudio retrospectivo de corte transversal realizado en el Hospital de los Valles
(Cumbayá) en el 2009. Se analizaron 426 muestras de urocultivos y antibiogramas. Después
del análisis de 101 historias clínica, se encontró que la bacteria más frecuente fue E. coli,
seguida P. mirabilis, E. faecalis y K. pneumioniae. Dentro de las cepas BLEE se encontraron
E. coli y Klebsiella, de igual forma la primera con una mayor frecuencia. (Salazar Barragán,
2010)
En un estudio de prevalencia de E. coli productoras de BLEE en pacientes ambulatorios
de los Centros de Salud 1, 2 y 3 de la ciudad de Cuenca en el año 2013. Se analizaron un total
de 274 muestras de orina. Los resultados mostraron que de 103 cepas de E. coli, se
recuperaron siete (6.8%) cepas productoras de BLEE. (León & Vázquez, 2013)
Estos estudios muestran que las infecciones por E. coli productora de betalactamasas de
espectro extendido (BLEE) no solo son un problema en el ambiente intrahospitalario sino
también en el extrahospitalario. El aumento de la resistencia antibiótica se debe a la
adquisición de diferentes mecanismos moleculares de resistencia mediante mutaciones
puntuales a nivel cromosómico o transferencia horizontal de material genético entre especies
relacionadas o diferentes, facilitada por algunos elementos genéticos tales como los
integrones (Mosquito, Ruiz, Bauer, & Ochoa, 2011).
6
Estos microorganismos resistentes pueden no ser detectados mediante los procedimientos
microbiológicos de rutina y pueden generar fallas terapéuticas (Prada, 2002); (Carrillo &
García, 2008).
2.2 Escherichia coli
E. coli pertenece a la familia de Enterobacteriaceae, es anaeróbico facultativo y son
reductores de nitratos a nitritos. Es un miembro de la flora intestinal normal. Por lo general,
las bacterias entéricas no causan enfermedad e incluso pueden contribuir a la función normal
del intestino y a la nutrición. Pero se convierten en patógenas cuando alcanzan los tejidos
fuera de sus sitios normales en el intestino o en otros menos frecuentes. Cuando las defensas
normales del huésped son inadecuadas (particularmente en la infancia o en la senectud, etc)
pueden producirse infecciones localizadas de importancia clínica. (Brooks, Carrol, Butel, &
Morse, 2008)
E. coli se considera un germen indicador de contaminación fecal cuando está presente en
el ambiente, agua y alimentos, junto con otros similares agrupados bajo la denominación de
"bacterias coliformes" (Villegas, 2010). Es una de las especies bacterianas más
minuciosamente estudiadas, y no solamente por sus capacidades patogénicas, sino también
como sustrato y modelo de investigaciones metabólicas, genéticas, poblacionales y de diversa
índole. (Molina & Manjarrez, 2015)
2.2.1 Características morfológicas
Escherichia coli es un bacilo corto Gram negativo, mide aproximadamente 0.5-1μm, es
móvil porque posee flagelos perítricos, no forma esporas o pueden tener cápsulas y ser
inmóviles. (Brooks, Carrol, Butel, & Morse, 2008)
7
Membrana citoplasmática: son membranas unitarias típicas, compuestas por fosfolípidos
y que contienen hasta 200 tipos distintos de proteínas. Sus funciones principales son:
permeabilidad selectiva y transporte de solutos, transporte de electrones y fosforilación
oxidativa, excreción de exoenzimas hidrolíticas, soporte de las enzimas y moléculas
transportadores que participan en la biosíntesis de DNA y presentación de receptores y de
otras proteínas de los sistemas quimiotácticos y sensitivos para transducción (Brooks, Carrol,
Butel, & Morse, 2008).
Pared celular: mantiene la presión osmótica interna

Membrana externa: su hoja interna tiene composición similar a la membrana celular
y su capa externa contiene componentes distintivos, los lipopolisacáridos (LPS).
Impide el paso a las moléculas hidrofóbicas y protege a la bacteria.
Posee canales especiales denominadas porinas, que permiten la difusión pasiva de
compuestos hidrofílicos de bajo peso molecular como azúcares, aminoácidos y ciertos
iones. Las moléculas antibióticas grandes penetran la membrana externa en forma
lenta, lo que explica la resistencia antibiótica alta relativa de las bacterias Gram
negativas (Brooks, Carrol, Butel, & Morse, 2008).

Lipopolisacáridos: se encuentran en la superficie de la bacteria y son el componente
esencial en las endotoxinas, también dan capacidad para causar enfermedad y
proporcionan la carga negativa neta.

Lipoproteínas: las moléculas de una lipoproteína inusual forman puentes cruzados en
la membrana externa y las capas de peptidoglucano.

Peptidoglucano: es un polímero relativamente delgado de N-acetil murámico y Nacetil glucosamida entrelazados, es el responsable de mantener la forma de la bacteria
y está localizado en el espacio periplásmico.
8

Espacio periplásmico: es el espacio que existe entre las membranas externas e
internas que alberga la capa de peptidoglucanos y una solución de proteínas que
semeja un gel, este corresponde aproximadamente 20 a 40% del volumen celular
(Brooks, Carrol, Butel, & Morse, 2008)
2.2.2 Estructura antigénica
En 1944, Kauffman propuso un esquema para la clasificación de E. coli utilizando sueros
de conejos inmunizados con las variedades de los antígenos somáticos O (lipopolisacáridos)
termoestables, H (flagelares), K (capsulares) termolábiles, F (fimbrias /pili) que facilitan su
adherencia al urotelio. (Brooks, Carrol, Butel, & Morse, 2008)
Los antígenos O son la parte más externa de la pared lipopolisacárida de la bacteria y
constan de unidades repetidas de polisacáridos. Son resistentes al calor y al alcohol,
generalmente se detectan mediante aglutinación bacteriana. El antígeno K corresponde al
polisacárido capsular que envuelve a la bacteria. Los antígenos H se localizan sobre los
flagelos y se desnaturalizan o retiran mediante calor o alcohol. Actualmente se conocen un
total de 167 antígenos somáticos, 75 flagelares, 102 capsulares y 12 fimbrias/pili. (Brooks,
Carrol, Butel, & Morse, 2008)
2.2.3 Determinantes de patogenicidad

Adhesinas: son proteínas que favorecen la capacidad de adhesión de la bacteria al
epitelio.

Toxinas: Son lipopolisacáridos complejos ubicados en la pared celular. Estas
sustancias, endotoxinas, muestran varios efectos fisiopatológicos.
9
2.2.4 Patogénesis y datos clínicos
2.2.4.1 Infecciones del tracto urinario
Generalidades
Una infección del tracto urinario (ITU) se puede presentar en cualquier parte de las
mismas. La orina normal es estéril pero contiene fluidos, sales y desechos, sin embargo está
libre de bacterias, virus, y hongos. Cuando microorganismos, generalmente bacterias del tubo
digestivo, se aferran a la uretra, que es la abertura a las vías urinarias y comienzan a
reproducirse, ocurre una infección, puede afectar a una o más partes del sistema urinario
(riñones, uréteres, la vejiga y la uretra). Provocando dolor y ardor durante la emisión de la
orina a veces con dolor abdominal y fiebre. (Torres & Mattera, 2000)
Etiopatogenia
Los gérmenes más frecuentemente aislados en las ITU procedentes de la comunidad son
Escherichia coli y Staphylococcus coagulasa negativo. Al parecer las cepas obtenidas de
pacientes con bacteriuria asintomática tendrían menos factores de virulencia que las aisladas
de pacientes con ITU sintomática. Sin embargo, el tratamiento de la bacteriuria asintomática
no reduce el riesgo de desarrollar una infección sintomática en el futuro pero sí contribuye a
un aumento de las resistencias a antimicrobianos (Jimenez , Sáiz, & Gómez, 2005)
Las estadísticas muestran que las infecciones del tracto urinario (ITU) afectan al 20% de
las mujeres de entre 20 y 50 años, y sólo al 0.1% de los varones en idéntico rango de edad.
Las mujeres son las más afectadas, debido a que la distancia desde el colon a la abertura
uretral es mucho más corta que en los hombres. Las mujeres menores de 10 años y las de 18 a
40 años (con vida sexual activa) son las que más frecuentemente adquieren estas infecciones.
(Molina & Manjarrez, 2015). Sin embargo el género masculino presenta incremento
10
considerable de éstas a partir de la quinta década de vida, debido a que su proceso de
envejecimiento se acompaña de circunstancias que dificultan el tránsito de orina y favorecen
la reproducción de microorganismos. (Jimenez , Sáiz, & Gómez, 2005)
Factores que predisponen a la infección urinaria
1. ITU recurrente en mujeres

Postmenopausia: Ausencia de estrógenos, ITU en período pre-menopáusico,
estado no secretor, aumento de factores de riesgo de ITU asociados a
incontinencia, cistocele y aumento del residuo postmiccional.

Edad avanzada: sondaje, incontinencia urinaria, uso de antibióticos,
incapacidad funcional.
2. Ancianos:

Disminución de la respuesta inmunológica relacionada con la edad

Alteración de las defensas naturales: disminución del grosor de la piel,
aclorhidria gástrica, disminución del aclarado mucociliar, atrofia de mucosa
vaginal y uretral, hipertrofia prostática, disfunción esfinteriana.

Comorbilidad: como diabetes o demencia avanzada (riesgo de aspiración)

Instrumentación y nosocomialidad

Fármacos: como antibióticos (especialmente cefalosporinas 3ª generación y
fluoroquinolonas) o esteroides que favorecen la infección
3. ITU complicada

Obstrucción: HBP (hipertrofia benigna de próstata), estenosis ureteral,
tumores, litiasis, estenosis pielocalicial, divertículos, quistes renales.

Cuerpos extraños: sondaje urinario, tubo de nefrostomía, estenosis ureteral.
11

Metabólicos: diabetes mellitus, fracaso renal, trasplante renal, riñón esponjoso
medular

Funcional: vejiga neurógena, reflujo vesicoureteral

Otros: instrumentación, conducto ileal, tratamientos cortos, inadecuados o
anomalía renal subyacente (litiasis, obstrucción, prostatitis crónica)
Vías de infección:

Ascendente: La existencia de sondas, traumatismos o estasis urinario produce una
migración de las bacterias por la uretra. Lo que conduce a una colonización y
multiplicación vesical pudiendo alcanzar el riñón. El hecho de que la uretra en la
mujer sea más corta que en varones y exista menor distancia entre el meato uretral y
ano, explica que las infecciones urinarias sean más frecuentes en el género femenino
(Brooks, Carrol, Butel, & Morse, 2008).

Hematógena: Generalmente como consecuencia de una sepsis

Por contigüidad: A través de las manos del personal y de equipos instrumentales
contaminados.
Síntomas:

Fiebre baja o alta, escalofríos

Dolor o ardor al orinar

Dolor, presión o calambres en la parte inferior del abdomen o en la espalda

Fuerte necesidad de orinar con frecuencia, incluso poco después de haber vaciado la
vejiga

Poliuria, disuria, hematuria y piuria.
12
Clasificación:

ITU baja: Colonización bacteriana a nivel de uretra y vejiga que normalmente se
asocia a la presencia de síntomas y signos urinarios como disuria, polaquiuria,
turbidez y olor fétido de la orina. Incluye a la cistitis y uretritis.

ITU alta: Presencia de signos y síntomas de ITU baja, asociada a colonización
bacteriana a nivel ureteral y del parénquima renal, con signos y síntomas sistémicos
como, escalofríos, fiebre, dolor lumbar, náuseas y vómitos. En este grupo se
encuentran las pielonefritis.

ITU no complicada: Ocurre en pacientes que tienen un tracto urinario normal, sin
alteraciones funcionales o anatómicas, sin una historia reciente de instrumentación y
cuyos síntomas están confinados a la uretra y vejiga. Estas infecciones son muy
frecuentes en mujeres jóvenes con una vida sexual activa.

ITU complicada: Ocurre debido a factores anatómicos, funcionales o farmacológicos
que predisponen al paciente a una infección persistente, recurrente o al fracaso del
tratamiento. Estos factores incluyen condiciones a menudo encontradas en ancianos
(ampliación de la próstata, obstrucciones y otros problemas que requieren la
colocación de dispositivos urinarios y a la presencia de bacterias resistentes a
antibióticos múltiples. Su espectro comprende desde una cistitis complicada hasta una
urosepsis con choque séptico.

ITU o bacteriuria asintomática: Muchos pacientes pueden tener una bacteriuria
significativa (≥ 105 UFC/mL de orina) sin presentar síntomas.

ITU recurrente: Más de tres episodios de ITU demostrados por cultivo en un periodo
de un año.
13

ITU nosocomial: Aparición de infección urinaria a partir de las 48 horas de la
hospitalización de un paciente sin evidencia de infección, asociada a algún
procedimiento invasivo, en especial, colocación de un catéter urinario.
2.2.4.2 Enfermedades diarreicas asociadas con E. coli
La E. coli causante de diarrea es muy común en todo el mundo. Estas se clasifican por las
características de sus propiedades de virulencia y cada grupo causa la enfermedad por un
mecanismo diferente. Las propiedades de adherencia a las células epiteliales de los intestinos
grueso y delgado son codificadas por genes situados en los plásmidos. De manera similar,
con frecuencia las toxinas son mediadas por plásmidos o por fagos. (Brooks, Carrol, Butel, &
Morse, 2008)
E. coli enteropatógena (ECEP): Es causa importante de diarrea en los lactantes. La ECEP
se adhiere a las células mucosas del intestino delgado. Hay pérdida de las microvellosidades,
formación de pedestales de actina filamentosa o estructuras caliciformes. Algunos trastornos
intestinales incluyen diarrea, anorexia y desgaste rápido, que puede causar la muerte.
(Brooks, Carrol, Butel, & Morse, 2008)
E. coli enteroinvasiva (ECEI): Las ECEI produce la enfermedad al invadir las células
epiteliales de la mucosa intestinal. Estas cepas se parecen bioquímica y antigénicamente al
género Shigella. En las manifestaciones clínicas existen evacuaciones escasas acompañadas
de moco y sangre, dolor abdominal tipo cólico y fiebre. (Molina & Manjarrez, 2015)
E. coli enterohemorrágica (ECEH): La ECEH produce verotoxina, esta tiene muchas
propiedades similares a la toxina de Shiga producida por algunas cepas de Shigella
dysenteriae. La ECEH la cual se asocia con colitis hemorrágica, una variedad grave de
diarrea y con el síndrome urémico hemolítico, enfermedad capaz de producir insuficiencia
14
renal aguda, anemia hemolítica microangiopática y trombocitopenia. (Brooks, Carrol, Butel,
& Morse, 2008)
E. coli enteroagregativa (ECEA): Estas se adhieren a la mucosa intestinal y favorecen la
secreción de moco, atrapando a las bacterias en la película mucosa, produciendo un efecto
citopático sobre la mucosa intestinal y una respuesta inflamatoria leve, edema e infiltración
mononuclear de la submucosa. El blanco de ataque es el íleon. Las manifestaciones clínicas
de la infección intestinal es una diarrea secretora acuosa con moco y sangre, y febrícula.
(Molina & Manjarrez, 2015)
E. coli enterotoxígena (ETEC): Es causa común de la “diarrea del viajero” y agente
etiológico importante de diarrea en lactantes. Factores específicos de colonización de la
ECET promueven la adherencia a las células epiteliales del intestino delgado. Produce
enterotoxinas que producen hipersecreción intensa y prolongada de agua y cloruros e inhibe
la reabsorción de sodio. La luz intestinal se distiende con el líquido y conlleva a un aumento
de la peristalsis y diarrea durante varios días. (Brooks, Carrol, Butel, & Morse, 2008)
2.2.4.3 Sepsis
Cuando las defensas normales del huésped son inadecuadas, la E. coli puede alcanzar el
torrente sanguíneo y causar sepsis. Los recién nacidos a veces son muy susceptibles a la
sepsis por E. coli debido a que carecen de anticuerpos IgM. La sepsis también puede
presentarse como consecuencia de infección del aparato urinario. (Brooks, Carrol, Butel, &
Morse, 2008)
2.2.4.4 Meningitis
La E. coli y los estreptococos del grupo B son las principales causas de meningitis en los
lactantes. (Brooks, Carrol, Butel, & Morse, 2008)
15
2.3 Diagnóstico de Laboratorio Microbiología
El cultivo de orina es uno de los métodos tradicionalmente realizados en el laboratorio de
microbiología clínica, no sólo por ser sencillo y barato, sino porque establece un diagnóstico
de certeza identificando al agente causal, dan a conocer la susceptibilidad antimicrobiana y
confirman la curación bacteriológica.
2.4 Obtención y cultivo de la muestra de orina
2.4.1 Obtención de la muestra
Se debe utilizar un frasco estéril, boca ancha y tapa de rosca. En el cual se va a recoger la
porción media del chorro de orina emitida en forma espontánea, descartando la porción
inicial para eliminar la flora. Es preferible la primera orina de la mañana o al menos tres
horas de retención. Se debe indicar al paciente lavar la zona genital con abundante agua antes
de recolectar la muestra. (Torres & Mattera, 2000)
La muestra debe ser procesada dentro de las 2 horas después de haber sido obtenida o
debe refrigerarse a 4 °C (máximo 24 horas) hasta su procesamiento. Generalmente el
desarrollo de dos o más tipos de colonias indica que la muestra se ha contaminado por
recolección incorrecta o demora en la siembra. (Sacsaquispe & Ventura, 2005)
2.4.2 Siembra primaria de muestra de orina
Los cultivos deben realizarse en una cabina de bioseguridad o cerca del mechero Bunsen.
Procedimiento

Las medios de cultivo con agar sangre, MacConkey o CLED deben estar a
temperatura ambiente y antes de realizar el cultivo deben ser rotuladas correctamente.

Esterilizar el asa de platino flameándola en el mechero Bunsen hasta que se ponga
rojo vivo y dejarla enfriar.
16

Tomar el frasco con la muestra de orina, abrir la tapa y flamear la boca del frasco en
el mechero Bunsen.

Tomar la muestra de orina con el asa de platino (4 mm de diámetro) introduciéndola y
sacándola del frasco en forma vertical. Tapar el frasco con la muestra.

Inocular en el centro de la placa con agar a partir del cual se extiende la muestra,
hacia delante y hacia atrás. Luego, sin quemar el asa, el inóculo se disemina
uniformemente con trazos perpendiculares a la siembra inicial en toda la placa.

Esterilizar el asa de siembra en el mechero. Concluida la siembra, cerrar la placa y
colocarla con la parte que tiene el medio de cultivo hacia arriba. Incubar las placas a
35 – 37° C en condiciones aeróbicas por 24 horas.
Es recomendable colocar una gota de la muestra en un portaobjetos y colorearla con
Gram, esto ayuda a identificar la presencia de bacilos o cocos Gram positivos y Gram
negativos; 1 bacteria/campo equivale 105UFC/ml orina. La presencia de leucocitos también
indicativo de infección.
2.4.3 Lectura
Realizar la evaluación a las 24 horas, si no hay crecimiento bacteriano dejar incubar hasta
las 48 horas. La evaluación consiste en realizar el recuento de colonias, cuyo resultado se
multiplica por el factor de dilución para obtener las UFC por mL (Sacsaquispe & Ventura,
2005).
El agar MacConkey se utiliza para el aislamiento de bacilos Gram negativos de fácil
desarrollo, aerobios y anaerobios facultativos posee peptonas las cuales aportan los nutrientes
necesarios para el desarrollo bacteriano, lactosa es el hidrato de carbono fermentable, y una
mezcla de sales biliares y cristal violeta para inhibir el desarrollo de gran parte de la flora
17
Gram positiva. Los microorganismos fermentadores de lactosa producen colonias rosadasrojizas y los no fermentadores producen colonias incoloras (Sacsaquispe & Ventura, 2005).
2.4.4 Interpretación
En pacientes sin sonda vesical, la cuenta significativa de bacterias en orina es la presencia
de más de 105 UFC / mL de un solo germen. Los recuentos intermedios (10³– 104 UFC/mL)
indican infección si el procedimiento de recolección de orina fue realizado correctamente. En
pacientes sin infecciones del tracto urinario, el recuento es nulo o se reduce a pocas colonias.
(Sacsaquispe & Ventura, 2005)
2.5 Pruebas bioquímicas
La identificación bioquímica se fundamenta en las características metabólicas específicas
de cada microorganismo, en la detección de la actividad de ciertas enzimas, etc. (Pabón,
2009)
Kliger
H2S
Indol
Rojo de metilo
Lisina
Motilidad
Citrato
Malonato
Urea
Fenilalanina
Voges
Proskauer
Oxidasa
Manitol
Catalasa
Tabla 1. Principales características bioquímicas de Escherichia coli
A/A
-
+
+
+
+
-
-
-
-
-
-
+
+
(Brooks, Carrol, Butel, & Morse, 2008)
Procedimiento

Identificar la colonia sospechosa que se encuentra en la placa de agar. Esterilizar al
rojo vivo el asa de siembra recta en un mechero de Bunsen y dejar enfriar el asa.

Obtener la colonia seleccionada con el asa recta, tratando de no tocar el fondo del
medio de cultivo ni otra colonia vecina. Sembrar por estría en los medios diferenciales
18
empezando por los medios sólidos, semisólidos y líquidos. Después incubar a 35 – 37
°C de 18 a 24 horas.
2.5.1 Agar TSI
En estos medios se determina la capacidad de la bacteria de utilizar la lactosa, glucosa y
sacarosa (en TSI), con producción o no de gas y la producción de ácido sulfhídrico.
La fermentación de lactosa produce una reacción ácida en el pico de flauta (color
amarillo) y la fermentación de glucosa produce una reacción ácida (color amarillo) en la
columna del medio y se utilizará las abreviaturas (A/A). Caso contrario sino se observa el
cambio de color, la abreviatura será (K/K). Cuando el microorganismo también produce H2S
se observa un precipitado negro y si produce gas se producirá un desplazamiento del medio
dejando un área clara. Estos dos parámetros se registran en caso de ser positivos utilizando
cruces (+/+) (Sacsaquispe & Ventura, 2005).
2.5.2 Agar citrato de Simmons
Este medio contiene citrato como única fuente de carbono, fosfato de amonio como única
fuente de fosfato y azul de bromotimol como indicador de pH. Si el microorganismo tiene la
capacidad de metabolizar el citrato se observa un intenso color azul en el pico de flauta, caso
contrario permanecerá color verde. (Sacsaquispe & Ventura, 2005)
2.5.3 Producción de Indol
Esta prueba se realiza para determinar la capacidad de las bacterias para producir indol a
partir del triptófano. La presencia de indol se puede detectar al añadir un compuesto químico
(para-dimetil-amino-benzaldehído) al cultivo de bacterias y observar la formación de un
anillo rojo en la superficie del medio. (Sacsaquispe & Ventura, 2005)
19
2.5.4 Prueba de rojo de metilo
El rojo de metilo es un indicador de pH (rojo=acido, amarillo=alcalino) que permite
identificar la concentración de iones de hidrógeno presentes cuando un microorganismo
fermenta la glucosa. (Sacsaquispe & Ventura, 2005)
2.5.5 Motilidad (SIM)
La presencia de flagelos hace que una bacteria sea motil. Se siembra la bacteria en un
medio semisólido. Si solo crece en el lugar de inoculación la bacteria será no motil, pero si se
extiende hacia los lados y superficie la bacteria será motil. En suspensión cuando la bacteria
es no motil solo sigue el movimiento browniano; si es motil se mueve a todos los lados.
(Sacsaquispe & Ventura, 2005)
2.5.6 Producción de ureasa
Es útil para determinar la capacidad de un organismo de degradar la urea, formando dos
moléculas de amoniaco por acción de la enzima ureasa. Si la prueba positiva se observa un
color rosado intenso en el pico de flauta o todo el agar. (Sacsaquispe & Ventura, 2005)
2.6 Pruebas de susceptibilidad antimicrobiana
Cuando se realiza el método de difusión los resultados se reportan en términos de
diámetro de inhibición de crecimiento de la bacteria a causa del antibiótico y cuando se
realizan los métodos de dilución como concentración mínima inhibitoria (CIM), el resultado
se da en términos de ug/ml, en ambos casos se acompaña la interpretación en términos de
sensible, intermedio o resistente de acuerdo a los puntos de corte. (Alí, 2013)
Los puntos de corte están dados por organizaciones dedicadas a la vigilancia de la
resistencia y a evaluar el comportamiento de las bacterias frente a los antimicrobianos de
acuerdo a sus características microbiológicas, farmacocinéticas y farmacodinámicas; dentro
20
de estas organizaciones se encuentran Clinical and Laboratory Standards Institute (CLSI),
European Commite on Antimicrobial Susceptibility Testing (ECAS), entre otros (Alí, 2013).
2.6.1 Prueba de susceptibilidad por difusión en agar
Preparación del inóculo
Se deben seleccionar al menos 3 a 5 colonias bien aisladas en el agar de cultivo y del
mismo tipo de morfología. Se toca la colonia por arriba con un asa esterilizada y el
crecimiento se transfiere a un tubo con 4 a 5 ml de un medio de cultivo adecuado, tal como
caldo soya tripticasa. La turbidez del caldo se ajusta con solución salina estéril o con caldo
para obtener una turbidez ópticamente comparable a un estándar de 0,5 McFarland.
(Sacsaquispe & Velásquez, 2002)
Inoculación de las placas
Después de ajustar la turbidez de la suspensión del inóculo se sume un hisopo estéril y se
rota varias veces, luego se presiona firmemente contra la pared interna del tubo sobre el nivel
de líquido, para remover el exceso de inóculo. Se inocula la superficie de una placa de agar
Mueller Hinton por rayado sobre toda la superficie. Este procedimiento es repetido 2 o 3
veces rotando la placa aproximadamente 60º C cada vez para asegurar una distribución
constante del inóculo y luego se pasa sobre los bordes del agar (Sacsaquispe & Velásquez,
2002).
Aplicación de los discos a las placas inoculadas
Los discos se dispensan sobre la superficie del agar y presionarlos para asegurar contacto
pleno con la superficie del agar. Deben ser distribuidos en forma constante y no debe quedar
a menos de 24 mm de distancia entre centros. No más de 12 discos se deben poner por placa
de 150 mm o no más de 5 en placas de 100 mm. Debido a que algunas drogas difunden casi
instantáneamente, un disco no debe ser relocalizado una vez que haya tomado contacto con la
21
superficie del agar. Las placas son invertidas y puestas en una incubadora a 35ºC
(Sacsaquispe & Velásquez, 2002).
Lectura de las placas
Después de 16 a 18 horas de incubación, cada placa debe ser examinada. Las zonas de
inhibición resultantes deben ser uniformemente circulares en una capa homogénea de
crecimiento. Si aparecen colonias individuales debido a que el inóculo estaba muy diluido y
la prueba debe ser repetida. Los diámetros de la zona de inhibición completa son medidos en
mm. Los tamaños de las zonas de inhibición son interpretados en las tablas NCCLS para ser
informado como susceptible, intermedio, o resistente a los antimicrobianos que se han
probado. (Sacsaquispe & Velásquez, 2002)
2.6.2 Estándares de interpretación de zonas de diámetro
Existen tablas específicas NCCLS las que indican los criterios para interpretar los
diámetros de zonas para categorizar exactamente los niveles de susceptibilidad de los
microorganismos a diferentes agentes antimicrobianos. (Sacsaquispe & Velásquez, 2002)
2.6.2.1 Categorías interpretativas
Sensible:
Cuando el microorganismo implicado es inhibido por las concentraciones del
antimicrobiano que se alcanzan usualmente cuando se utilizan dosis recomendadas de
acuerdo al sitio de la infección. (Alí, 2013)
Intermedio:
Esta categoría incluye aislamientos con CIMs del agente antimicrobiano que se aproximan
a las alcanzadas usualmente en sangre y tejidos y para los cuales las tasas de respuesta
pueden ser más bajas que para los aislamientos sensibles. Un resultado intermedio implica
eficacia clínica en los sitios corporales en los cuales el fármaco se concentra con mayor
facilidad. (Alí, 2013)
22
Resistente:
Las cepas resistentes no son inhibidas por las concentraciones usualmente alcanzables del
agente antimicrobiano en sangre o tejidos con los esquemas normales de dosificación o que
demuestren tener CIMs o zonas de diámetro en mm que caen en el rango donde existe la
probabilidad de expresar mecanismos específicos de resistencia microbiana y donde la
eficacia clínica del fármaco contra el microorganismo no ha sido demostrada confiablemente
en estudios clínicos. (Alí, 2013)
2.6.3 Susceptibilidad antimicrobiana mediante el sistema Vitek 2
2.6.3.1 Introducción
VITEK 2 es un sistema que utiliza tarjetas con reactivos colorimétricos, las que son
inoculadas con la suspensión de un cultivo puro microbiano y el perfil de desarrollo es
interpretado de forma automática. Las tarjetas reactivas tienen 64 pozos que contienen, cada
uno, un sustrato de prueba individual. Con estos sustratos se miden varias actividades
metabólicas como acidificación, alcalinización, hidrólisis enzimáticas y desarrollo en
presencia de sustancias inhibidoras. (Jordá, y otros, 2005)
Las tarjetas están selladas en ambos lados por una película clara que evita el contacto entre
las diferentes mezclas sustrato-microorganismo y a la vez permite la transmisión del nivel de
oxígeno apropiada. Cada tarjeta tiene un tubito de transferencia pre insertado para la
inoculación. Estas tarjetas tienen códigos de barras que contienen información sobre el tipo
de producto, número de lote, fecha de caducidad y un identificador único que puede ser
ligado a la muestra ya sea antes o después de cargar la tarjeta al sistema. (Jordá, y otros,
2005)
23
2.6.3.2 Procedimiento
Transferir con asa estéril, a partir de un cultivo puro desarrollado durante 24 h en Agar
nutritivo o TSA, una cantidad suficiente de inóculo a un tubo de ensayo de poliestireno claro
de 12x75 mm que contiene 3 mL de solución salina estéril. Ajustar la turbiedad a 0.50-0.63
unidades de la escala de McFarland con el densitómetro DensiChek™.
Colocar el tubo de ensayo que contiene la suspensión bacteriana dentro de la gradilla
especial (casete), y la tarjeta de identificación se coloca en la ranura cercana, insertando el
tubo de transferencia dentro del tubo con la suspensión correspondiente. Colocar el casete
con las muestras en el sistema VITEK 2. Una vez dentro del equipo, las muestras se someten
a los siguientes procesos de forma automática:
2.8.3.3 Inoculación
Las muestras son trasportadas a una cámara en la que se aplica vacío y en seguida se
reintroduce nuevamente el aire, ésta acción hace que la suspensión bacteriana pase a través
del tubo de transferencia hacia los microcanales que llenan todos los pozos.
2.6.3.4 Sellado e incubación de las tarjetas
Las tarjetas inoculadas pasan por un mecanismo que corta los tubos de transferencia y las
sella, previo a la carga dentro del carrusel incubador. Todos los tipos de tarjetas se incuban en
línea a 35.5 ± 1.0° C.
2.6.3.5 Lectura de las reacciones
Cada tarjeta es removida del carrusel incubador cada 15 min, transportada al sistema
óptico de transmitancia el que usa diferentes longitudes de onda del espectro visible para
interpretar las reacciones de turbiedad o el color de los productos metabólicos, y devuelta a su
sitio en el carrusel hasta el siguiente tiempo de lectura. Los datos son registrados a intervalos
de 15 min durante el periodo de incubación total.
24
Las bases de datos de los productos de identificación están construidos con un gran
número de cepas de microorganismos perfectamente caracterizados y probados bajo varias
condiciones de cultivo. Estas cepas provienen de una variedad de fuentes clínicas e
industriales, así como de colecciones de cultivo públicas (Ej.: ATCC) y universitarias.
2.7 Detección de Escherichia coli productora de BLEE
Algunas cepas productoras de estas enzimas pueden presentar halos de inhibición lo
suficientemente grandes como para ser clasificadas erróneamente como sensibles a las
Cefalosporinas de tercera generación y a Aztreonam. Se tomará en cuenta los diámetros para
Ceftazidima, Cefotaxima, Ceftriaxona y Aztreonam como test de tamizaje y los cuales nos
permiten sospechar la presencia de estas enzimas.
Si la cepa estudiada presenta halos de inhibición, para al menos uno de estos antibióticos,
iguales o inferiores a los diámetros referidos en las tablas de CLSI deberá realizarse un test
confirmatorio de la presencia de “betalactamasas de espectro extendido”. (Sacsaquispe &
Velásquez, 2002)
Test confirmatorio de la presencia de “betalactamasas de espectro extendido” (Según el
NCCSL - USA)
Este test requiere el uso de discos de Ceftazidima, Cefotaxima, Ceftazidima/Acido
Clavulánico y Cefotaxima/Acido Clavulánico, con los que se realiza un test difusión en disco
sin ninguna variante. Si los discos de Ceftazidima/Acido Clavulánico y Cefotaxima/Acido
Clavulánico presentan zonas de inhibición superiores 5 mm a aquellos producidos por los
discos de Ceftazidima y Cefotaxima, respectivamente, se considera el test como positivo.
(Sacsaquispe & Velásquez, 2002)
25
Test confirmatorio de BLEE (Según el NCCSL - USA)
ANTIBIÓTICO
CEFOTAXIMA
CEFTAZIDIMA
CEFOTAXIMA/AC. CLAV
CEFTAZIDIMA/AC. CLAV
CONCENTRACIÓN
CTX
CAZ
CTC
CZC
30 ug
30 ug
30/10 ug
30/10 ug
Fuente: (Sacsaquispe & Ventura, 2005)
Una diferencia mayor de 5 mm
nos confirma la presencia de
BLEE
Elaborado por: Karla Imbaquingo. Año 2013
Test confirmatorio de la presencia de “betalactamasas de espectro extendido” (Según el
Comité de Antibiograma de la Sociedad Francesa de Microbiología)
Este test requiere el uso de discos habituales de Amoxicilina/Acido Clavulánico,
Ceftazidima, Cefotaxima, Aztreonam y Ceftriaxona, con los que se realiza un test de difusión
en disco sin ninguna variante.
Los discos de Ceftazidima, Aztreonam, Cefotaxima y Ceftriaxona se disponen a 30 mm
del disco de Amoxicilina/Ácido Clavulánico (distancia de centro a centro de los discos). Si
una imagen de sinergia aparece entre el disco Amoxicilina/Ácido Clavulánico y los discos de
Ceftazidima y/o Aztreonam y/o Cefotaxima y/o Ceftriaxona, se considera el test como
positivo. (Sacsaquispe & Velásquez, 2002)
26
Test confirmatorio de BLEE (Según el Comité de Antibiograma de la Sociedad Francesa de
Microbiología)
ANTIBIÓTICO
CEFOTAXIMA
CEFTAZIDIMA
CEFTRIAXONA
AZTREONAM
AMOX/AC.
CLAVULANICO
CONCENTRACIÓN
CTX
CAZ
CRO
ATM
AMC
30 ug
30 ug
30 ug
30 ug
CLSI (mm)
S
I
R
≥ 26 23-25 ≤ 22
≥ 21 18-20 ≤ 17
≥ 23 20-22 ≤ 19
≥ 21 18-20 ≤ 17
≥18
20/10 ug
14-17
CIM (ug/ml)
S
I
R
≤1
2
≥4
≤4
8
≥ 16
≤1
2
≥4
≤4
8
≥16
≤13 ≤8/4 16/8 ≥32/16
Fuente: (Sacsaquispe & Ventura, 2005)
La presencia de BLEE se
manifestó por el efecto
sinérgico del inhibidor y los
discos (efecto de huevo,
cola de pez o balón de futbol
americano).
Elaborado por: Karla Imbaquingo. Año 2013
2.8 Reporte de antibiograma de las Escherichia coli productora de BLEE
Una vez detectadas las cepas productoras de estas “betalactamasas de espectro extendido”
deben ser reportadas como resistentes a todas las penicilinas, las cefalosporinas de todas las
generaciones (incluyendo los de cuarta generación) y al Aztreonam, cualquiera que sea el
diámetro de los discos de estos antibióticos. (Sacsaquispe & Velásquez, 2002)
2.9 Resistencia bacteriana
La resistencia es la capacidad que tienen las bacterias para evitar la acción de los
antibióticos. Una bacteria es sensible a un antibiótico cuando la concentración de este en el
27
lugar de la infección es 4 veces mayor a la concentración inhibitoria mínima (CIM) y por
ende una concentración inferior la hará resistente. (Alí Munive, Arango, Tovar, Cabrera, &
Cortés, 2013)
Las bacterias, por su tremenda capacidad de adaptación, pueden desarrollar mecanismos
de resistencia frente a los antibióticos. Existe una resistencia natural o intrínseca propia de la
bacteria, significa que todas las bacterias de la misma especie son resistentes a un
determinado grupo de antibióticos lo que definitivamente les da una ventaja evolutiva. (Alí,
2013)
La resistencia adquirida es cuando una bacteria se hace resistente a un antibiótico que
antes era efectivo en su tratamiento. Se presenta por mutaciones en el ADN bacteriano o por
incorporación de elementos genéticos de otras bacterias. En el primer caso se transmite de
una célula a una célula hija y así de generación en generación (transmisión vertical). En el
segundo caso, la transferencia de material genético se hace de una célula a otra a través de
elementos móviles como plásmidos, integrones, transposones, etc. (transmisión horizontal) y
aquí las bacterias ni siquiera deben ser de la misma especie pero evidentemente pueden
transmitir a sus descendientes. (Alí, 2013)
2.10
Mecanismos de resistencia en Escherichia coli
2.10.1 Resistencia a los antibióticos betalactámicos
Los betalactámicos actúan inhibiendo la última etapa de la síntesis de la pared celular
bacteriana, constituyen la familia más numerosa de antimicrobianos y la más utilizada en la
práctica clínica. Se trata de compuestos de acción bactericida lenta, relativamente
independiente de la concentración plasmática, que presentan escasa toxicidad y poseen un
amplio margen terapéutico. (Seija & Vignoli)
28
2.10.1.1 Resistencia a las penicilinas
En la división activa de la bacteria, las penicilinas inhiben ciertas enzimas que crean
reacción cruzada entre las cadenas peptídicas de la pared y de esta forma impiden el
desarrollo de la estructura normal del peptidoglicano. Mediante este mecanismo se crea una
pared celular defectuosa que no protege a la bacteria y fácilmente se produce la lisis celular
del microorganismo por la alta presión osmótica de su interior (Alí, 2013).
Los mecanismos de resistencia son:
1.- Producción de enzimas (betalactamasas):
Estas betalactamasas son capaces de romper este anillo e inactivar estos antibióticos. Las
betalactamasas hidrolizan el anillo betalactámico antes de su unión con las PBPs. Las
betalactamasas de E. coli, las cuales son mediadas por plásmidos pueden ser transferibles e
inactivadas por los inhibidores de las betalactamasas. (Alí, 2013)
Betalactamasas de espectro extendido (BLEE)
Son enzimas que se caracterizan por conferir resistencia a penicilinas, cefalosporinas,
oximino-cefalosporinas y al aztreonam (Prada, 2002). Las cepas que producen BLEE son
resistentes a todos los antibióticos betalactámicos con la excepción de las carbapenemas, las
cefamicinas y las combinaciones de betalactámicos con inhibidores de betalactamasas (ácido
clavulánico, sulbactam y tazobactam). (Carrillo & García, 2008)
Además de las BLEE clásicas, de naturaleza plasmídica, existe una serie de
microorganismos que producen betalactamasas cromosómicas que, en el caso de una
hiperproducción, confieren fenotipos de resistencia similares al que determinan las BLEE,
esto es, resistencia a las cefalosporinas de espectro extendido e inhibición por el ácido
clavulánico. (Carrillo & García, 2008)
29
Por tanto, cuando se habla de BLEE se hace referencia a las enzimas de codificación
plasmídica, ya que estas representan un mayor problema epidemiológico debido a su elevada
capacidad de diseminación. (Álvarez, 2010)
Epidemiología
La primera descripción de una betalactamasa plasmídica con un perfil de resistencia a
penicilinas y cefalosporinas (1era y 2da generación) pero sensibles a cefoxitina se realizó en
Alemania en 1983, a partir de una cepa de Klebsiella ozaenae. (Perozo, Castellano, Ginestre,
& Harris, 2007) Las BLEE clásicas derivan de las betalactamasas con actividad
fundamentalmente penicilinasa e inhibibles por el ácido clavulánico como TEM-1, TEM-2 y
SHV-1. Pero el análisis de estas cepas demostró que la resistencia es debida a la producción
de una betalactamasa plasmídica transferible derivada de SHV-1 y que se denominó SHV-2.
(Perozo, Castellano, Ginestre, & Harris, 2007)
El incremento de espectro que generaba este descubrimiento, hizo que se las denominara
betalactamasas de espectro ampliado, por hidrolizar un rango de betalactámicos más amplio
que las enzimas plasmídicas TEM-1, TEM-2 y SHV-1.
Las BLEE han evolucionado a partir de sustituciones de aminoácidos en la penicilinasas,
temonieta (TEM), variable sulfidril (SHV) y oxacilina (OXA). Dentro de estas familias de
enzimas se encuentran las primeras variantes de BLEE identificadas, las cuales siguen siendo
las más prevalentes. (Martín, Martín, & Liso, 2001)
En 1989 se describió un nuevo tipo de BLEE, las cefotaximasas o CTX-M, prácticamente
de forma simultánea en una cepa de E. coli en Alemania y en una cepa de Salmonella en
Argentina. Estas enzimas se caracterizan por conferir resistencia de alto nivel a la
cefuroxima, cefotaxima y cefepima. (Hernández E. , 2009) En los últimos años estamos
asistiendo a una serie de cambios en la epidemiología de las enterobacterias productoras de
30
BLEE. Mientras que en los años 1980 y 1990 la mayoría de las BLEE eran del tipo TEM o
SHV, actualmente las más frecuentes en la mayoría de los países, incluyendo Ecuador, son
las CTX-M. (Hernández E. , 2009)
Cada vez es más frecuente el aislamiento de enterobacterias con BLEE, especialmente E.
coli, fuera del ámbito hospitalario, particularmente como causa de infección urinaria en
pacientes de atención primaria. (Perozo, Castellano, Ginestre, & Harris, 2007)
2.- Modificación de las diana en las PBP
Las alteraciones en las PBP pueden interrumpir la unión del betalactámico a la proteína, lo
que disminuye su actividad, a través de mutaciones, hiperexpresión y modificación de la
afinidad. (Alí, 2013)
3.- Alteración de la permeabilidad y bombas de expulsión
La membrana celular es una barrera ante las sustancias poco lipofílicas como los
betalactámicos para poderse unir a las PBP. Ciertos microorganismos disponen de un
bombeo de antibióticos muy eficaz, determinando su resistencia intrínseca a muchos
antibióticos incluidos los betalactámicos. (Alí, 2013)
2.10.1.2 Resistencia a las cefalosporinas
Las cefalosporinas comparten el mismo mecanismo de acción que las penicilinas y los
demás betalactámicos, inhibiendo el crecimiento de bacterias sensibles por la inactivación de
enzimas localizadas en la membrana celular, las cuales intervienen en la tercera fase de la
síntesis de la pared bacteriana. Las cefalosporinas tienen afinidad por ciertas PBPs más que
otros betalactámicos, condicionando la inhibición del crecimiento bacteriano o muerte del
microorganismo. (Alí, 2013)
Los principales mecanismos de resistencia a cefalosporinas:
31
1.- Disminución de la penetración del antibiótico al sitio de acción
Las cefalosporinas ingresan al espacio periplásmico favoreciendo altas concentraciones y
resistencia relativa a la hidrolisis a este nivel. Posteriormente se adhiere a las PBPs
respectivas con el fin de interferir la formación de peptidoglicano. La pérdida de porinas en la
membrana externa puede alterar la relación entre la concentración del medicamento y las
betalactamasas del espacio periplásmico conllevando a una mayor hidrolisis del
medicamento. (Alí, 2013)
2.- Alteración del sitio de acción
El sitio de acción de las cefalosporinas son las PBSs de la membrana citoplasmática
bacteriana. A este nivel pueden producirse inserciones o sustituciones de aminoácidos que se
traducen en perdida de la afinidad del antimicrobiano a la proteína. (Alí, 2013)
3.- Inactivación del antibiótico mediada por enzimas bacterianas
El mecanismo de resistencia más frecuente a las cefalosporinas es la destrucción por
hidrólisis del anillo betalactámico. Tales enzimas son denominadas cefalosporinasas o
betalactamasas. Su producción puede ser codificada dentro del cromosoma o adquirida por
plásmidos o transposones. De tal manera, las bacterias pueden generar betalactamasas
constitutivas o inducir su producción por estimulo del agente microbiano. (Alí, 2013)
4.- Bombas de eflujo
Son proteínas transmembrana encargadas de generar la extrusión del antibiótico en contra
gradiente de concentración con lo cual incurren en un gasto energético para la bacteria. (Alí,
2013)
2.10.1.3 Resistencia a los carbapenémicos
Los carbapenémicos son los antibióticos betalactámicos dotados de mayor espectro,
actividad y resistencia a las betalactamasas. Poseen un amplio espectro de actividad y son
32
altamente potentes contra bacterias Gram negativas. Inhiben la síntesis de la pared bacteriana
e inducen la autolisis bacteriana. La resistencia a carbapenémicos emerge cuando se
combinan los mecanismos de resistencia (Moreno Monge, 2013)
1.- Producción de carbapenemasas
Las carbapenemasas tienen la capacidad de hidrolizar tanto a los carbapenémicos como a
otros betalactámicos. Además presentan la característica de ser resistentes contra la acción de
los inhibidores de betalactamasas disponibles. Pueden estar codificadas en el cromosoma
bacteriano o estar presentes en elementos genéticos móviles. Se ha propuesto una
clasificación en dos grupos: serin-carbapenemasas que pertenecen a la clase molecular A o D
de Ambler y metalo-β-lactamasas (MBLs) que corresponden a la clase B de Ambler,
denominadas así por la dependencia de metales como el zinc para su funcionamiento. Estos
grupos difieren en su mecanismo de hidrólisis, el modo de transferencia y la acción de los
inhibidores. (Bush & Jacoby, 2010)
Las serin-carbapenemasas clase A hidrolizan penicilinas, cefalosporinas (en menor grado
cefalosporinas de tercera y cuarta generación), monobactámicos y carbapenémicos.
Las Metalo-β-lactamasas (MBLs) clase B son enzimas que típicamente hidrolizan todos los
betalactámicos excepto monobactámicos y son inhibidas por quelantes de iones metálicos
tales como EDTA. (Bush & Jacoby, 2010)
2.- Alteraciones de la permeabilidad
Los carbapenémicos utilizan a las porinas para llegar a su sitio blanco, ante la presión de
selección que ejercen, emergen cepas de bacterias mutantes deficientes en porinas, ya sea
porque transportan mutaciones que generan porinas alteradas no funcionales o una expresión
disminuida de éstas. De esta manera, la cantidad de carbapenémico que llega al espacio
33
periplásmico disminuye considerablemente y por lo tanto se generan cepas con fenotipos de
resistencia. (Moreno Monge, 2013)
3.- Bombas de e-flujo
Las bombas de e-flujo son estructuras proteicas capaces de expulsar del citoplasma y del
periplasma bacteriano compuestos tóxicos para la bacteria, tales como metabolitos,
detergentes, solventes orgánicos y antibióticos. Para su funcionamiento utilizan la hidrólisis
de ATP o un mecanismo de contra-transporte iónico como sustrato de energía. Su expresión
puede ser permanente o inducida. (Moreno Monge, 2013)
2.10.1.4 Resistencia a monobactámicos
Los monobactámicos son antibióticos estructuralmente relacionados con los
betalactámicos, pero con configuración monocíclica. Aunque estos compuestos tienen débil
actividad antibacteriana, la modificación en sus cadenas laterales mejora su espectro y
estabilidad. El primero en importancia clínica es aztreonam, el que fue obtenido por síntesis.
Tiene un espectro de acción similar a los aminoglucósicos, sin ser nefrotóxico (Braselli).
La droga puede ser activa contra cepas resistentes de bacilos gramnegativos de origen
hospitalario. Si bien el aztreonam no es hidrolizado por las betalactamasas más habituales, ha
sido descrita la resistencia mediada por betalactamasas tanto cromosómicas como
plasmídicas. (Braselli)
2.10.2 Resistencia a las quinolonas
El mecanismo de acción de las quinolonas es la inhibición de la acción de las
topoisomerasas tipo II (ADN girasa en gram negativas y topoisomerasa IV en gram
positivas). La ADN girasa es una enzima compuesta por cuatro subunidades dos tipo A y dos
tipo B codificadas por gyrA y gyrB respectivamente, y que es la encargada de catalizar el
superenrrollamiento negativo del ADN. Una vez que las topoisomerasas rompen las hebras
34
de ADN, las fluoroquinolonas se unen al ADN roto impidiendo que la replicación continúe
(Calvo & Martinez, 2009).
Mecanismo de resistencia: Se da por mutaciones puntuales que generan el cambio de
aminoácidos en la enzima blanco del antibiótico, sistemas de expulsión activa y presencia de
genes plasmídicos de resistencia antibiótica (Calvo & Martinez, 2009).
2.10.3 Resistencia a tetraciclinas
Esos antibióticos penetran en el citoplasma bacteriano por un proceso dependiente de
energía y se unen de forma reversible a la subunidad 30S del ribosoma y bloquea la síntesis
proteica (Calvo & Martinez, 2009).
Mecanismo de resistencia: Presencia de bombas de eflujo específicas para tetraciclina.
2.10.4 Resistencia al cloranfenicol
Antibiótico bacteriostático que bloquean la síntesis proteica bacteriana uniéndose
reversiblemente a la proteína L16 localizada en la subunidad 50S (Calvo & Martinez, 2009).
Mecanismo de resistencia: Inactivación enzimática por acetilación y exportadores
específicos de cloranfenicol.
2.10.5 Resistencia al trimetoprim sulfametoxazol
Inhiben la síntesis de dihidropteorato sintasa, enzima clave en la ruta del ácido fólico
(Calvo & Martinez, 2009).
Mecanismo de resistencia: Los mecanismos de resistencia a sulfonamidas y a trimetropim
mayormente descritos son los relacionados con la adquisición de genes mutantes mediante
elementos móviles. En el caso del sulfonamidas se han descrito los genes sul1, sul2 y sul3
relacionados con integrones y que codifican formas mutantes de la enzima dihidropteroato
35
sintasa que no pueden ser inhibidas por el antibiótico. Lo mismo sucede en el caso del
trimetropim, se han descritos múltiples genes dfr que generan resistencia antibiótica
(Mosquito, Ruiz, Bauer, & Ochoa, 2011).
2. 11 Antimicrobianos que bloquean mecanismos de resistencia
Los más importantes son los inhibidores de betalactamasas de serina, que incluyen ácido
clavulánico, sulbactam y tazobactam. Carecen de acción antibacteriana intrínseca de
verdadera importancia clínica, pero se unen irreversiblemente a algunas betalactamasas,
protegiendo de su acción a los antibióticos betalactámicos. Aunque se conocen sustancias que
bloquean in vitro las bombas de expulsión activa o las enzimas modificadoras de
aminoglucósidos, ninguna de ellas a podido introducirse en terapéutica.
36
VARIABLES Y SU OPERACIONALIZACIÓN
VARIABLES
DEFINICIÓN CONCEPTUAL
DEFINICIÓN OPERACIONAL
Variable Independiente
Persona que padece de dolor o
malestar que es atendida por un
servicio de salud
Personas de Consulta Externa que
acudieron al Laboratorio de
Microbiología del Hospital
General Enrique Garcés.
Pacientes
Variable Dependiente
Escherichia coli productora de
BLEE
Escherichia coli es el germen
aislado con mayor frecuencia en
infecciones del tracto urinario. El
uso indiscriminado de antibióticos
es la principal causa en la
generación de resistencia,
encontrándose cepas productoras
de betalactamasas de espectro
extendido (BLEE) tanto en la
comunidad y en el hospital. Estas
enzimas son capaces de inactivar
penicilinas, cefalosporinas (1era y
2da generación) excepto
cefamicinas y carbapenémicos. El
aumento de resistencias complica
aún más el tratamiento del
paciente.
Resultados de cultivos de orina y
antibiogramas que fueron
realizados en el año 2013. Se
obtendrá esta información de los
registros manuales y automáticos
existentes en el Hospital.
INDICADORES
1. Sexo
Masculino
Femenino
2. Edad
0-20 años
21-40 años
41-60 años
61-80 años
81-100 años
1. Cultivos de orina
Positivos
Negativos
2. Microorganismos
Bacilos gram
negativos
Cocos gram
positivos
3. Escherichia coli
BLEE positivo
BLEE negativo
4. Resistencia y sensibilidad
Escherichia coli
productora de
BLEE
37
CAPÍTULO III
METODOLOGÍA
3.1 Tipo de investigación
El diseño del presente estudio es descriptivo. La información fue recolectada del
Laboratorio de Microbiología del Hospital Enrique Garcés del período enero - diciembre del
año 2013.
3.2 Técnicas e instrumentos de recolección de datos
El registro de información se realizó en una hoja de recolección de datos en la que constó
datos como: nombre del paciente, edad, historia clínica, tipo de muestra, fecha, tipo de
microorganismo y resultados de los antibiogramas obtenidos en las técnicas manuales y
automáticas del sistema Vitek 2.
Una vez obtenida la información necesaria para el estudio, fue unificada en una sola base
de datos evitando la duplicidad. Esta base de datos fue procesados en el sistema SPSS
Stadistics Versión 2.0
3.3 Universo y muestra
3.3.1 Universo
La población está constituida por 1132 pacientes de la Consulta Externa del Hospital
General Enrique Garcés que se realizaron cultivos de orina en el laboratorio de Microbiología
durante el período enero – diciembre del año 2013.
38
3.3.2. Muestra
Se trabajó con toda la población. Debido a que se tomó en cuenta un solo aislamiento por
paciente el universo coincide con la muestra (1132 pacientes = 1132 cultivos de orina).
3.3.3 Criterios de inclusión y exclusión
Criterios de inclusión
Se incluyó a todos los pacientes cuyos cultivos de orina fueron positivos para Escherichia
coli con su respectivo antibiograma.
Criterios de exclusión
Se excluyó a todos los pacientes con cultivos de orina mixtos o sin crecimiento bacteriano.
3.4 Tipo de análisis
El análisis de los datos que se llevó acabo en esta investigación fue expresada en
porcentajes, para lo cual utilicé gráficos y tablas con su respectivo detalle.
3.5 Logística
Este proyecto de investigación tuvo el respaldo del personal profesional del laboratorio de
Microbiología y sobre todo de la Unidad de Epidemiología del Hospital General Enrique
Garcés, quienes supervisaron la investigación.
3.6 Ética
Todos los datos obtenidos en esta investigación fueron manejados con total
confidencialidad y discreción. Los nombres de los pacientes fueron encriptados para el
análisis de las bases de datos.
39
CAPÍTULO IV
4. RESULTADOS
4.1.- Frecuencia porcentual de cultivos de orina de Consulta Externa realizados en el Hospital
General Enrique Garcés. Período enero – diciembre del 2013
Tabla 1. Frecuencia porcentual de cultivos de orina de Consulta Externa
Cultivos
N° casos
Porcentaje
Positivos
399
35,25%
Negativos
733
64,75%
Total
1132
100%
Fuente: Laboratorio de Microbiología del Hospital Enrique Garcés. Año 2013
Elaboración: Karla Imbaquingo. Año 2013
40
Ilustración 1. Frecuencia porcentual de cultivos de orina de Consulta Externa
FRECUENCIA PORCENTUAL DE CULTIVOS DE ORINA DE
CONSULTA EXTERNA
Positivos
35,25%
399
733
Negativos
64,75%
Fuente: Laboratorio de Microbiología del Hospital Enrique Garcés. Año 2013
Elaboración: Karla Imbaquingo. Año 2013
Durante el período enero a diciembre del año 2013 se determinó como base un total de
1132 resultados de análisis de cultivos de orina de los cuales 733 (64,75%) fueron negativos
y 399 (35,25%) casos fueron positivos, es decir presentaron crecimiento bacteriano de un
solo germen.
41
4.2.- Frecuencia de los microorganismos aislados en cultivos de orina positivos realizados en
el Hospital Enrique Garcés. Período enero – diciembre 2013
Tabla 2. Frecuencia de microorganismos aislados en cultivos de orina positivos
Grupo
microbiológico
Microorganismo
N° casos
Porcentaje
Citrobacter freundii
4
1,00%
Enterobacter aerogenes
1
0,25%
338
84,71%
Klebsiella oxytoca
5
1,25%
Klebsiella pneumoniae spp
pneumoniae
Morganella morgani
24
6,02%
1
0,25%
Proteus mirabilis
10
2,51%
Providencia rettgeri
1
0,25%
Serratia liquefaciens
1
0,25%
Staphylococcus aureus
1
0,25%
Staphylococcus saprophyticus
4
1,00%
Enterococcus spp
9
2,26%
399
100%
Escherichia coli
Bacilos Gram
negativos
Cocos Gram
positivos
Total:
Fuente: Laboratorio de Microbiología del Hospital Enrique Garcés. Año 2013
Elaboración: Karla Imbaquingo. Año 2013
42
Ilustración 2. Frecuencia de microorganismos aislados en cultivos de orina positivos
FRECUENCIA DE MICROORGANISMOS AISLADOS EN CULTIVOS
DE ORINA POSITIVOS
100%
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
84,71
1
0,25
1,25
6,02
0,25
2,51
0,25
0,25
0,25
1
2,26
Fuente: Laboratorio de Microbiología del Hospital Enrique Garcés. Año 2013
Elaboración: Karla Imbaquingo. Año 2013
De los 399 cultivos positivos; 338 (84,71%) correspondieron a Escherichia coli, mientras
que 61 (15,29%) presentaron otras bacterias. Este resultado evidencia a E. coli como el
agente etiológico aislado con mayor frecuencia a diferencia de los otros microoganismos. Los
gérmenes menos frecuentes son: 24 casos de Klebsiella pneumoniae spp pneumoniae
(6,02%), 10 casos de Proteus mirabilis (2,51%), 9 casos de Enterococcus spp (2,26%), 5
casos de Klebsiella oxytoca (1,25%), 4 casos de Staphylococcus saprophiticus (1%), 4 casos
de Citrobacter freundii (1%), entre otros.
43
4.3.- Frecuencia porcentual de BLEE en cultivos de Escherichia coli realizados en el Hospital
General Enrique Garcés. Período enero – diciembre del 2013
Tabla 3. Frecuencia de BLEE en Escherichia coli
BLEE
N° casos
Porcentaje
Negativo
261
77,22%
Positivo
77
22,78%
Total:
338
100%
Fuente: Laboratorio de Microbiología del Hospital Enrique Garcés. Año 2013
Elaboración: Karla Imbaquingo. Año 2013
44
Ilustración 3. Frecuencia de BLEE en Escherichia coli
FRECUENCIA DE BLEE EN ESCHERICHIA COLI
Positivo
22,78%
77
261
Negativo
77,22%
Fuente: Laboratorio de Microbiología del Hospital Enrique Garcés. Año 2013
Elaboración: Karla Imbaquingo. Año 2013
De los 338 casos de Escherichia coli se encontró que 77 (22,78%) fueron productoras de
betalactamasas de espectro extendido (BLEE) y las 261 (77,22%) restantes no fueron
productoras de BLEE. Este porcentaje debe ser tomado en cuenta debido a las posibles
complicaciones que podrían generar en el tratamiento de infecciones de vías urinarias la
presencia de esta enzima. Cabe recalcar que se trabajó con cultivos de consulta externa y no
de hospitalización en donde es más común la presencia de BLEE, por tanto es de vital
importancia la realización de un cultivo de orina previo al tratamiento.
45
4.4.- Frecuencia según la edad de los pacientes portadores de Escherichia coli productora de
BLEE. Período enero – diciembre 2013
Tabla 4. Frecuencia según la edad de los pacientes portadores de Escherichia coli productora
de BLEE
Edad (años)
N° casos
Porcentaje
0 a 20
14
18,18%
21 a 40
16
20,78%
41 a 60
24
31,17%
61 a 80
18
23,38%
81 a 100
5
6,49%
Total:
77
100%
Fuente: Laboratorio de Microbiología del Hospital Enrique Garcés. Año 2013
Elaboración: Karla Imbaquingo. Año 2013
46
Ilustración 4. Frecuencia según la edad de los pacientes portadores de Escherichia coli
productora de BLEE
FRECUENCIA SEGÚN LA EDAD DE LOS PACIENTES PORTADORES
DE E. coli PRODUCTORA DE BLEE
100 %
90
80
70
60
50
40
31,17
30
20
18,18
23,38
20,78
6,49
10
0
0 a 20
21 a 40
41 a 60
61 a 80
81 a 100
Fuente: Laboratorio de Microbiología del Hospital Enrique Garcés. Año 2013
Elaboración: Karla Imbaquingo. Año 2013
De los 77 pacientes portadores de Escherichia coli productora de BLEE se determinó que
de 1-20 años se presentaron 14 casos (18,18%), mientras que 21-40 años se encontraron 16
casos (20,78%), de 41-60 años se presentó 24 casos (31,17%), de 61-80 años se encontró 29
casos (8,58%), de 41-50 años se presentó 30 casos (8,88%), de 51-60 años se encontraron 65
casos (23,38%) y de 81-70 años se presentó 5 casos(6,49%).
Este resultado determina que la edad más propensa a contraer infección por Escherichia
coli productora de BLEE está comprendida entre los 41-60 años.
47
4.5.- Frecuencia según el sexo de los pacientes portadores de Escherichia coli productora de
BLEE. Período enero – diciembre 2013
Tabla 5. Frecuencia según el sexo de los pacientes portadores de Escherichia coli productora
de BLEE
Sexo
N° casos
Porcentaje
Masculino
4
5,19%
Femenino
73
94,81%
Total
77
100%
Fuente: Laboratorio de Microbiología del Hospital Enrique Garcés. Año 2013
Elaboración: Karla Imbaquingo. Año 2013
48
Ilustración 5. Frecuencia según el sexo de los pacientes portadores de Escherichia coli
productora de BLEE
FRECUENCIA SEGÚN EL SEXO DE LOS PACIENTES PORTADORES DE
E. COLI PRODUCTORA DE BLEE
Masculino
5%
4
73
Femenino
95%
Fuente: Laboratorio de Microbiología del Hospital Enrique Garcés. Año 2013
Elaboración: Karla Imbaquingo. Año 2013
De los 77 pacientes portadores de Escherichia coli productora de BLEE; 73 (94,81%)
casos corresponden al sexo femenino y 4 (5,19%) casos pertenecen al sexo masculino.
Este resultado muestra que el sexo femenino es el más propenso a adquirir infecciones
urinarias por Escherichia coli productora de BLEE.
49
4.6.- Distribución de los pacientes portadores de Escherichia coli productora de BLEE de
acuerdo a los servicios que presta la consulta externa del Hospital General Enrique Garcés.
Período enero – diciembre 2013
Tabla 6. Distribución de los pacientes portadores de E. coli productora de BLEE de acuerdo
a los servicios que presta la consulta externa del Hospital General Enrique Garcés.
Servicios de Consulta Externa
N° casos
Porcentaje
Ginecología/Obstetricia
23
29,87%
Medicina Interna
30
38,96%
Pediatría
14
18,18%
Cirugía
10
12,99%
77
100%
TOTAL
Fuente: Laboratorio de Microbiología del Hospital Enrique Garcés. Año 2013
Elaboración: Karla Imbaquingo. Año 2013
50
Ilustración 6. Distribución de los pacientes portadores de E. coli productora de BLEE de
acuerdo a los servicios que presta la consulta externa del Hospital General Enrique Garcés
DISTRIBUCIÓN DE LOS PACIENTES PORTADORES DE E. COLI
PRODUCTORA DE BLEE
Cirugía 12,99%
Ginecología/Obst
etricia 29,87%
10
23
Pediatría 18,18%
14
30
Medicina Interna 38,96%
Fuente: Laboratorio de Microbiología del Hospital Enrique Garcés. Año 2013
Elaboración: Karla Imbaquingo. Año 2013
La mayoría de pacientes portadores de Escherichia coli productora de BLEE provienen de
Medicina Interna (38,96%), Ginecología/Obstetricia (29,87%) y de los dos servicios restantes
en menor frecuencia: Pediatría (18,18%) y Cirugía (12.99%).
51
4.7.- Frecuencia de Escherichia coli productora de BLEE en la población estudiada. Período
enero – diciembre del 2013
Tabla 7. Frecuencia de Escherichia coli productora de BLEE en la población estudiada
Microorganismo
Escherichia coli productora de BLEE
Total población en estudio:
N° casos
Frecuencia
porcentual
77
6,8%
1132
100%
Fuente: Laboratorio de Microbiología del Hospital Enrique Garcés. Año 2013
Elaboración: Karla Imbaquingo. Año 2013
De los 1132 casos que se presentaron durante el año 2013, se obtuvieron 77 casos de
Escherichia coli productora de BLEE, por tanto la frecuencia de E. coli productora de BLEE
encontrada es 77/1132= 0.068 (6,8%).
52
4.8.- Frecuencia de Escherichia coli productora de BLEE en la población estudiada de acuerdo
al sexo. Período enero – diciembre del 2013
Tabla 8. Frecuencia de Escherichia coli productora de BLEE en la población estudiada de
acuerdo al sexo
N° de pacientes
atendidos en el
2013
Sexo
N° casos
Escherichia coli
BLEE
Frecuencia
porcentual
1002
Femenino
73
7,29%
130
Masculino
4
3,08%
Fuente: Laboratorio de Microbiología del Hospital Enrique Garcés. Año 2013
Elaboración: Karla Imbaquingo. Año 2013
De los 1132 casos que se presentaron durante el año 2013, se encontraron 73 casos de
Escherichia coli productora de BLEE en el sexo femenino (1002), por tanto la frecuencia de
E. coli productora de BLEE encontrada es 77/1002= 0.0729 (7,29%). Mientras que 4 casos se
presentaron en el sexo masculino (130), por tanto la frecuencia de E. coli productora de
BLEE es 4/130= 0.0308 (3,08%).
La frecuencia de mujeres con aislamientos de Escherichia coli productora de BLEE fue
más alta que la encontrada en los varones.
53
4.9.- Frecuencia de sensibilidad y resistencia antimicrobiana de Escherichia coli productora de
BLEE. Período enero – diciembre 2013
Tabla 9. Frecuencia de sensibilidad y resistencia antimicrobiana de Escherichia coli
productora de BLEE
n = 77 casos
Porcentajes
Antibiótico
S
I
R
S
I
R
AMC
9
17
51
12%
22%
66%
Ampicilina
AM
0
0
77
0%
0%
100%
Ampi/Sulbactam
SAM
9
21
47
12%
27%
61%
Cefazolina
CZ
0
0
77
0%
0%
100%
Cefepime
FEP
8
57
12
10%
74%
16%
Ceftriaxona
CRO
0
3
74
0%
4%
96%
Cefuroxima
CXM
4
2
71
5%
3%
92%
Ciprofloxacina
CIP
19
0
58
25%
0%
75%
Fosfomicina
FF
53
3
21
69%
4%
27%
Nitrofurantoina
F
63
10
4
82%
13%
5%
Norfloxacina
NOR
48
10
19
62%
13%
25%
Trimetoprim/Sulfa
SXT
18
0
59
23%
0%
77%
Amox/Ac. Clav
S=sensible
I=intermedio
R=resistente
Fuente: Laboratorio de Microbiología del Hospital Enrique Garcés. Año 2013
Elaboración: Karla Imbaquingo. Año 2013
54
Ilustración 7. Frecuencia de sensibilidad y resistencia antimicrobiana de Escherichia coli
productora de BLEE
SENSIBILIDAD Y RESISTENCIA DE E. coli PRODUCTORA DE BLEE
100
100
%
100
96
92
90
82
77
75
80
69
66
70
62
61
60
50
40
25
30
20
10
12
12
0
27
25
23
16
10
0
5
0
5
0
Sensible
Resistente
Fuente: Laboratorio de Microbiología del Hospital Enrique Garcés. Año 2013
Elaboración: Karla Imbaquingo. Año 2013
Escherichia coli productora de BLEE mostró buena sensibilidad a nitrofurantoína 82%,
fosfomicina 69% y fluoroquinolonas (norfloxacina 62%) y la resistencia encontrada fue:
100% para ampicilina, más del 92% para cefalosporinas de 1era, 2da y 3era generación, 77%
para Trimetoprim-sulfametoxazol, 75% para ciprofloxacino, 66% amoxicilina-ácido
clavulánico, 61% ampicilina sulbactam, 27% para fosfomicina, 25% para norfloxacina y 5%
para nitrofurantoína. Estos son los antibióticos comúnmente utilizados en infecciones
urinarias de pacientes ambulatorios.
55
4.10.- Frecuencia de sensibilidad y resistencia antimicrobiana de Escherichia coli NO
productora de BLEE. Período enero - diciembre 2013
Tabla 10. Frecuencia de sensibilidad y resistencia antimicrobiana de Escherichia coli NO
productora de BLEE
n = 261 casos
Porcentajes
Antibiótico
S
I
R
S
I
R
AMC
118
49
94
45%
19%
36%
Ampicilina
AM
98
0
163
38%
0%
62%
Ampi/Sulbactam
SAM
126
52
83
48%
20%
32%
Cefazolina
CZ
249
4
8
95%
2%
3%
Cefepime
FEP
259
0
2
99%
0%
1%
Ceftriaxona
CRO
259
0
2
99%
0%
1%
Cefuroxima
CXM
252
2
6
97%
1%
2%
Ciprofloxacina
CIP
179
0
82
69%
0%
31%
Fosfomicina (200)
FF
240
2
19
92%
1%
7%
Nitrofurantoina
F
224
29
8
86%
11%
3%
Norfloxacina
NOR
165
17
78
63%
7%
30%
Trimetoprim/Sulfa
SXT
115
0
146
44%
0%
56%
Amox/Ac. Clav
S=sensible
I=intermedio
R=resistente
Fuente: Laboratorio de Microbiología del Hospital Enrique Garcés. Año 2013
Elaboración: Karla Imbaquingo. Año 2013
56
Ilustración 8. Frecuencia de sensibilidad y resistencia antimicrobiana de Escherichia coli NO
productora de BLEE
SENSIBILIDAD Y RESISTENCIA DE E. coli NO PRODUCTORA DE BLEE
99
99
97
95
100 %
92
86
90
80
69
70
63
62
56
60
50
40
45
36
48
44
38
32
31
30
30
20
10
3
1
1
2
7
3
0
Sensible
Resistente
Fuente: Laboratorio de Microbiología del Hospital Enrique Garcés. Año 2013
Elaboración: Karla Imbaquingo. Año 2013
Escherichia coli NO productora de BLEE mostró buena sensibilidad a cefalosporinas de
1era, 2da, 3era generación y 4ta generación (cefepime 99%, ceftriaxona 99%, cefuroxima
97% y cefazolina 97%), fosfomicina 92%, nitrofurantoína 86%, fluoroquinolonas
(ciprofloxacina 69% y norfloxacina 63%) y la resistencia encontrada fue: 62% para
ampicilina, combinaciones con inhibidores de betalactamasas (56% para trimetoprimsulfametoxazol, 36% para amoxicilina-ácido clavulánico y 32% para ampicilina-sulbactam),
fluoroquinolonas (31% para ciprofloxacino y 30% para norfloxacina).
57
4.11 Discusión
En esta investigación realizada en el Hospital Enrique Garcés se determinó que de los 399
pacientes con cultivos de orina positivos el 84,71% corresponde a cepas de E. coli, valor
superior a un estudio realizado en el Hospital de los Valles en el que incluyeron 426 cultivos
de orina y el 76,7% fue E. coli (Salazar Barragán, 2010). Ambos estudios muestran a E. coli
como el agente etiológico más frecuente en infecciones urinarias. Estas infecciones
constituyen un importante problema de salud que afecta a millones de personas cada año
(Echevarría, Sarmiento, & Osores, 2006).
De los 338 pacientes con aislamientos de E. coli se observó que el 93,2% pertenecieron a
las mujeres, similar a un estudio realizado en el Hospital San José en Monterrey donde se
aislaron 652 cepas de E. coli y el 89% correspondieron a mujeres. Los dos estudios solo
reafirman lo que dice en la literatura médica, acerca de la ocurrencia de las infecciones
urinarias con mayor frecuencia en el sexo femenino (Andreu & Planells, 2006).
La mayor frecuencia de aislamientos de E. coli en esta investigación fue en pacientes
menores de 10 años y de 50-60 años, porcentaje que difiere del estudio antes mencionado en
el Hospital San José donde la mayor frecuencia de E. coli fue en pacientes de 15 a 50 años
(Guajardo, González, & Ayala, 2009). Sin embargo en varios estudios manifiestan que este
microorganismo puede afectar a cualquier grupo etario en mayor o menor frecuencia (Andreu
& Planells, 2006).
La resistencia de E. coli no productora de BLEE encontrada en esta investigación fue:
62% para ampicilina, 36% amoxicilina-ácido clavulánico, 7% fosfomicina, 3%
nitrofurantoína y 2% cefuroxima, valores que no difieren tanto de un estudio multicéntrico
realizado en España donde encontraron el siguiente patrón de resistencia: 61% para
58
ampicilina, 23,90% ciprofloxacina, 8,1% amoxicilina-ácido clavulánico, 8,9% cefuroxima,
3,8% nitrofurantoína y 1,7% para fosfomicina (Planells, 2008). Ambos estudios demuestran
que el porcentaje de resistencia de E. coli a la ampicilina es muy elevado lo que desaconseja
su empleo en el tratamiento empírico de las infecciones del tracto urinario (ITU). Tanto la
amoxicilina-ácido clavulánico como las cefalosporinas de segunda y tercera generación
mantienen un porcentaje de resistencia bajo, lo que las convierte en opciones válidas. Sin
embargo, las guías norteamericanas no recomiendan la utilización empírica de betalactámicos
como pauta de primera elección en las ITU (Hooton, Besser, Foxman, & Fritsche, 2004),
debido a que la exposición previa a cefuroxima predispone a la aparición de E. coli
productora de BLEE (Calbo, Romaní, Xercavins, & Gómez, 2006).
Los estudios realizados para conocer la susceptibilidad antimicrobiana de Escherichia coli
causante de infecciones del tracto urinario, son importantes al momento de elegir la terapia
empírica más adecuada para los pacientes (Navarro, y otros, 2013). Pero la administración
indiscriminada de antibióticos es un factor que influye en el aumento de resistencia (Sanchez,
Ríos, & Mattar, 2008).
De los 338 pacientes con aislamientos de Escherichia coli se encontró que 77 casos
fueron productoras de BLEE, correspondiente al 22.78%, valor superior a los siguientes
estudios: uno realizado en Hospitales de Hermosillo se determinó BLEE en el 15,5% de 767
aislamientos de E. coli. En el estudio realizado en el Hospital de Villavicencio se encontró
una prevalencia de 6,9% en 867 cepas de E. coli (Pérez, Pavas, & Rodríguez, 2011). Otro
estudio realizado en Cuenca de 103 aislamientos de E. coli el 6.8% fueron productoras de
BLEE (León & Vázquez, 2013). Mientras que en otro estudio realizado en el Hospital San
Carlos en Madrid se identificaron 563 cepas de E. coli en tres años consecutivos dando una
59
prevalencia de 2,61% en el 2009; 6,52% en el 2010 y 5,98% en el 2011 (García M. , 2013), lo
cual hace notar un incremento de la resistencia en el pasar de los años.
El aislamiento de Escherichia coli productora de BLEE en nuestro estudio afectó en su
mayoría al género femenino (94,81%) y a todos los grupos de edad, especialmente los
comprendidos entre 41-60 años; pero varios estudios manifiestan que la edad no es un factor
predisponente para padecer de esta infección, pudiendo afectar a cualquier persona sin una
edad en específico (Andreu & Planells, 2006).
La resistencia de E. coli productora de BLEE en nuestro estudio fue: 100% para
ampicilina, cefazolina, cefotaxima, 96% ceftriaxona, 92% cefuroxima, 77% Trimetoprimsulfametoxazol, 75% ciprofloxacino, 66% amoxicilina-ácido clavulánico, 61% ampicilina
sulbactam, 27% para fosfomicina, 25 norfloxacina y 5% nitrofurantoína. En un estudio
realizado en Cuenca la sensibilidad para Escherichia coli productora de BLEE fue: 100%
para norfloxacina, 57,14% para gentamicina y 85,71% para nitrofurantoína (León &
Vázquez, 2013). Las cepas productoras de BLEE en nuestro estudio tienen buena sensibilidad
a fosfomicina (69%), norfloxacina (62%) y nitrofurantoína (82%).
Por último, el porcentaje de BLEE (22,78%) encontrado en esta investigación debe ser
tomado en cuenta, debido a las posibles complicaciones que podría generar en el tratamiento
de las infecciones de vías urinarias. (Pérez, Pavas, & Rodríguez, 2011).
60
4.12 Conclusiones

La frecuencia de Escherichia coli productora de BLEE encontrada en los 1132
cultivos de orina de los pacientes de Consulta Externa del Hospital General Enrique
Garcés durante el periodo enero - diciembre del año 2013 fue del 6,8% con 77 casos.

Se encontraron 77 cepas productoras de BLEE en 338 cepas de Escherichia coli
aisladas en cultivos de orina de pacientes de la Consulta Externa del Hospital General
Enrique Garcés, representando el 22,78%.

La edad más propensa a adquirir infección urinaria por Escherichia coli productora
de BLEE está comprendida entre los 41-60 años con 24 casos que equivalen al
31,17%.

El sexo más propenso a adquirir infección urinaria por Escherichia coli productora
de BLEE es el sexo femenino, con un mayor número de casos, 73 que equivalen al
94,81%.

La distribución de los pacientes con aislamientos de E. coli productora de BLEE
de acuerdo al servicio en Consulta Externa del H.G.E.G es: 30 casos en Medicina
Interna (38,96%), 23 casos en Ginecología/Obstetricia (29,87%), 14 casos en
Pediatría (18,18%) y 10 casos en cirugía (12,99%).

Las cepas de Escherichia coli productora de BLEE mostraron buena sensibilidad a
nitrofurantoína 82%, fosfomicina 69% y norfloxacina 62%. Mientras que la
resistencia encontrada fue: 100% para ampicilina, más del 92% para cefalosporinas de
1era, 2da y 3era generación, 77% para Trimetoprim-sulfametoxazol, 75% para
ciprofloxacino, 66% amoxicilina-ácido clavulánico, 61% ampicilina sulbactam, 27%
para fosfomicina, 25% para norfloxacina y 5% para nitrofurantoína.
61
4.13 Recomendaciones

Sería conveniente incentivar a las autoridades de la institución a elaborar políticas
de uso racional de antibióticos utilizados en infecciones urinarias de pacientes
ambulatorios.

Se sugiere considerar los patrones de sensibilidad y resistencia detallados en el
estudio para ser utilizado en la realidad del Hospital Enrique Garcés.

Es fundamental que los médicos tratantes informen a los pacientes la importancia
del cumplimiento en el tratamiento de las infecciones.

Se sugiere realizar una continua vigilancia por parte del Servicio de Microbiología
y la Unidad de Epidemiología, para disminuir infecciones causadas por
microorganismos resistentes.
62
CAPÍTULO V
LA PROPUESTA
5.1 Título:
Programa de difusión y orientación sobre la infección de vías urinarias por Escherichia
coli productora de BLEE: factores predisponentes y medidas preventivas.
5.2 Justificación
Los resultados provenientes del presente estudio, muestran que la prevalencia de
Escherichia coli productora de BLEE ha alcanzado un nivel moderado del 22,78% en el
Hospital Enrique Garcés. Situación que preocupa ya que esta bacteria produce una amplia
gama de infecciones, entre ellas las del tracto urinario, provocando infecciones leves,
moderadas y graves como la sepsis. Es por esta razón que debemos difundir medidas de
prevención para evitar el aumento de resistencias antimicrobianas en nuestro medio, debido a
las implicaciones clínicas, terapéuticas y económicas que provocan en los pacientes y en los
centros hospitalarios.
5.3 Beneficiarios
El personal de salud del Hospital Enrique Garcés tanto médicos tratantes de
hospitalización, consulta externa y emergencia, personal de enfermería y de Laboratorio
Clínico para que se informen acerca de esta bacteria y adopten medidas de prevención ante el
aumento de resistencia antimicrobiana.
También a las personas que acuden a la consulta médica o asisten al Laboratorio Clínico.
5.4 Objetivos

Sociabilizar al personal de salud con el tema de infecciones urinarias ocasionadas por
Escherichia coli productora de BLEE.

Informar a los pacientes sobre los principales factores predisponentes para una
infección urinaria por bacterias resistentes.
63
RESISTENCIA ANTIBIÓTICA EN
ESCHERICHIA COLI
La mayoría de infecciones urinarias son
tratadas sin un cultivo de orina previo, lo
que genera un alto consumo de
antibióticos. El uso indiscriminado de los
antimicrobianos o en dosis inadecuadas
son las principales causas en el desarrollo
de estas resistencias, especialmente en
Escherichia coli. Esto provoca que la
bacteria genere mecanismos que le
permitan inactivar potentes antibióticos,
generando una falla terapéutica.
MECANISMOS DE RESISTENCIA
El principal mecanismo de resistencia de
Escherichia coli es la producción de
betalactamasas. Estas enzimas son capaces
de hidrolizar las cefalosporinas de amplio
espectro y los monobactámicos, pero no las
cefamicinas ni los carbapenémicos.
FACTORES PREDISPONENTES
ingreso hospitalario reciente, diabetes
mellitus, inmunodeficiencia de cualquier
etiología, IVU recurrentes y terapia
antibiótica previa (especialmente con
cefalosporinas de 3ª generación o con
fluorquinolonas). No incluye la edad ni
género.
UNIVERSIDAD CENTRAL DEL ECUADOR
PRUEBAS DIAGNÓSTICAS DE
LABORATORIO
Algunos exámenes incluyen: EMO, cultivos
de orina. Cuando hay sospecha de bacterias
resistentes a antibióticos betalactámicos se
realizan pruebas de tamizaje y de
confirmación de BLEE.
FACULTAD DE CIENCIAS MÉDICAS
CARRERA DE LABORATORIO CLÍNICO E
HISTOTECNOLÓGICO
PREVENCIÓN
Evitar el uso de cefalosporinas de 3ª
generación o con fluorquinolonas en el
tratamiento de primera línea, higiene de
manos, adecuada higiene ambiental, uso de
equipos
de
protección
para
la
manipulación de pacientes y uso de
materiales previamente esterilizados.
Sondaje
vesical
previo,
uropatía
obstructiva de cualquier etiología, reflujo
vesicoureteral, cirugía reciente de vías
urinarias, insuficiencia renal crónica,
INFECCIÓN DE VÍAS URINARIAS
POR ESCHERICHIA COLI
PRODUCTORA DE BLEE
Autora: Karla Imbaquingo (2015)
INFECCIÓN DE VÍAS URINARIAS
64
Se considera a la infección de vías urinarias
como la existencia de microorganismos
patógenos en el tracto urinario.
Ascendente: La existencia de sondas,
traumatismos o éstasis urinario produce una
migración de las bacterias por la uretra. Lo
que conduce a una colonización y
multiplicación vesical pudiendo alcanzar el
riñón. El hecho de que la uretra en la mujer
sea más corta que en varones y exista menor
distancia entre el meato uretral y ano,
explica que las infecciones urinarias sean
más frecuentes en el género femenino.
Hematógena:
Generalmente
consecuencia de una sepsis.
MICROORGANISMOS
IMPLICADOS
como
Algunos de los síntomas incluyen:





Fiebre baja o alta, escalofríos
Dolor o ardor al orinar
Calambres o presión en la parte
inferior de la espalda o en el
abdomen
Fuerte necesidad de orinar con
frecuencia, incluso poco después de
haber vaciado la vejiga
Orina turbia, oscura, sanguinolenta,
o con olor fuerte
Por contigüidad: A través de las manos del
personal y de equipos instrumentales
contaminados.
El germen más frecuente aislado en las
infecciones de vías urinarias es Escherichia
coli. Se trata de un bacilo corto Gram
negativo, que mide aproximadamente 0.51μm, es móvil porque posee flagelos
perítricos, no forma esporas o pueden tener
cápsulas y ser inmóviles.
FORMA DE CONTAGIO
Vías de infección:
65
SÍNTOMAS
66
Trimetoprima/Sulfamet
oxazol-SXT
Piperacilina/tazobactam
-TPZ
Polimixina B-PB
Norfloxacina-NOR
Nitrofurantoína-FT
Meropenem-MEM
Imipenem-IPM
Gentamicina-CN
Fosfomicina-FF
Ertapenem-ETP
Colistin-CT
Cefuroxima-CXM
Ciprofloxacino-CIP
Ceftazodima/Ac. ClavCZC
Ceftriaxona-CRO
Cefotaxima/Ac. ClavCTC
Ceftazidima-CAZ
Cefoxitina-FOX
Cefotaxima-CTX
Cefepima-FEP
INFORMACIÓN PERSONAL
Cefazolina-CZ
Amox/Ac. ClavulanicoAMC
Aztreonam-ATM
Ampicilina/SulbactamSAM
Amicacina-AK
Ampicilina-AM
Producción de BLEE
Microorganismo
Fecha del Examen
Tipo de muestra
Servicio en Con. Exter
Edad
Sexo
Historia Clínica
Número
ANEXO 1.- HOJA DE RECOLECCIÓN DE DATOS
Mes……………………………de 2013
SENIBILIDAD Y RESISTENCIA A LOS ANTIBIÓTICOS
ANEXO 2.- CRONOGRAMA DE ACTIVIDADES
CRONOGRAMA DE ACTIVIDADES
N° ACTIVIDAD
Septiembre
1 Identificación del tema
2 Aprobación
3 Elaboración del diseño de la investigación
4 Aprobación del diseño
5 Desarrollo del marco teórico
6 Elaboración de los instrumentos de la investigación
7 Recolección de datos
8 Análisis de la información
9 Redacción de la información
10 Conclusiones- Recomendaciones
11 Diseño de la propuesta
12 Informe
13 Entrega del informe final
67
Octubre Noviembre
Diciembre Enero Febrero Marzo
ANEXO 3.- PRINCIPALES ANTIBIÓTICOS UTILIZADOS EN UROCULTIVOS
AK
30 ug
DIFUSIÓN EN
DISCO
S
I
R
≥17
15-16 ≤14
CN
10 ug
≥15
13-14
≤12
≤4
8
≥16
AM
10 ug
≥17
14-16 ≤13
≤8
16
≥32
CXM
30 ug
≥18
15-17
≤14
≤8
16
≥32
CRO
30 ug
≥23
20-22 ≤19
≤1
2
≥4
FEP
30 ug
≥18
15-17
≤14
≤8
16
≥32
FF
200 ug
≥16
13-15
≤12
≤64
128
≥256
F
300 ug
≥14
15-16
≤17
≤16
64
≥128
ATM
30 ug
≥21
18-20
≤17
≤4
8
≥16
TGC
15 ug
≥14
15-18 ≤19
SXT
1.25/23.75ug
≥16
11-15
TPZ
75/10ug
SAM
10/10 ug
AMC
20/10 ug
CIP
5ug
≥21
16-20 ≤15
≤1
2
≥4
IMP
10 ug
≥ 23
20-22
≤19
≤1
1
≥4
ETP
10 ug
≥22
19-21
≤18
≤0.5
1
≥2
MEM
10 ug
≥23
20-22
≤19
≤1
2
≥4
ANTIBIÓTICO
AMIKACINA
GENTAMICINA
AMPICILINA
CEFUROXIMA
CEFTRIAXONA
CEFEPIME
FOSFOMICINA
NITROFURANTOINA
AZTREONAM
TIGECICLINA
TRIMETOPRIM/SULFA
CONCENTRACIÓN
≥20
CIM
S
≤16
32
R
≥64
-
-
-
≤10
≤2/38
-
≥4/76
≤14
≤16/2
32/264/2
≥128/
2
≤11
≤8/4
16/8
≥32/1
6
16/8
≥32/1
6
15-19
PIPERACILINA/TAZOB
≥15
I
12-14
AMPI/SULBACTAM
≥18
≤13
≤8/4
14-17
AMOX/AC. CLAV
CIPROFLOXACINA
IMIPENEM
ERTAPENEM
MEROPENEM
Fuente: (CLSI, 2013)
68
ANEXO 4.- PRINCIPALES MECANISMOS DE RESISTENCIA EN ESCHERICHIA
COLI
Familia de
antibióticos
Betalactámicos
Mecanismos de acción
Mecanismo de resistencia
Interfiere en las últimas
Betalactámicos: enzimas que
Genes que codifican
fases de la síntesis de
se caracterizan por hidrolizar betalactamasas: blaTEM,
peptidoglicano,
el enlace amida del núcleo
blaSHV, blaCARB,
componente necesario en
betalactámico, inactivando de blaOXA, blaCTX-M y
la formación de la pared
esta manera el antibiótico
blaGES
bacteriana
Mutaciones a nivel gyrA
(gen que codifica una
Mutaciones puntuales que
subunidad de la ADN
generan el cambio de
girasa) y parC (gen que
aminoácidos en la enzima
codifica una subunidad de
blanco del antibiótico
la topoisomerasa IV)
Sistemas de expulsión
Quinolonas
Inhibe la acción de las
topoisomerasas y de la
ADN girasa bacterianas
Presencia de genes
plasmídicos de resistencia
antibiótica
TrimetoprimSulfametoxazol
Tetraciclinas
Cloranfenicol
Genes implicados
Inhibe la síntesis de la
enzima
dihidronepteroato sintasa
(sulfametoxazol) y de la
Presencia de genes que
enzima dihidrofolato
codifican formas mutantes de
reductasa (trimetoprim),
la enzima blanco
las cuales osn enzimas
necesarias en la ruta de
ácido fólico
Se unen al ribosoma
Presencia de bombas de
bacteriano, inhibiendo la
eflujo específicas para
síntesis de proteínas
tetraciclinas
Inhibidor de la
Inactivación enzimática por
biosíntesis de las
acetilación
proteínas, previene la
elongación de la cadena
de péptidos al unirse al
Exportadores específicos de
centro de la
cloranfenicol
peptidiltransferasa del
ribosoma 70 S
AcrAB-like (sistemas
presente en diferentes
enterobacterias)
Familia de genes qnr (A,
B, C, D S) que codifican
proteinas Qnr que
impiden estéricamente la
unión del antibiótico al
blanco
Gen que codifica la
variante cr de la
acetiltransferasa 6´ (AAC
(6´)-lb-cr), capaz de
acetilar fluoroquinolonas
Genes sul1 y sul2
(sulfametoxazol) y genes
dfr (trimetoprim)
Genes tetA y tetB que
codifican sistemas de
eflujo
Gen cat que codifica a la
enzima cloranfenicol
acetiltransferasa
Genes floR y cmlA
Fuente: (Mosquito, Ruiz, Bauer, & Ochoa, 2011)
69
ANEXO 5.- CLASIFICACIÓN DE LAS BETALACTAMASAS
Clasificación de
Bush-JacobyMedeiros
Sustratos
Inhibición
por ácido
clavulánico
Enzimas
representativas
2a
Penicilinas
+
PC 1 de S. aureus
2b
Penicilinas,
cefalosporinas de
espectro reducido
+
TEM-1, TEM-2,
SHV-1
2be
Penicilinas,
cefalosporinas de
espectro reducido y
extendido,
monobactámicos
+
SHV-2 o SHV-6,
TEM-3 o TEM-26,
CTX-Ms
2br
Penicilinas
-
TEM-30, SHV-72
2c
Penicilinas,
carbenicilinas
+
PSE-1
2e
Cefalosporinas de
espectro extendido
+
FEC-1, CepA
2f
Penicilinas,
cefalosporinas y
carbapenémicos
+/-
KPC-2, SME-1,
NMC-A
B (Metalo
betalactamasas)
3
Mayoría de
betalactámicos,
incluidos
carbapenémicos excepto
aztreonam
-
IMP-1, VIM-1,
CcrA, y BcII (B 1);
CphA (B2); L1
(B3)
C (cefalosporinasas)
1
Cefalosporinas
-
AmpC, CMY-2,
ACT-1
D (Oxacilinasas)
2d
Penicilina y cloxacilina
+/-
OXA-1, OXA-10
No clasificadas
4
Penicilinas
-
Penicilinasa de
Pseudomonas
cepacia
Clasificación de Ambler
A (Serin penicilinasas)
*La clasificación de Ambler está basada en la secuencia de aminoácidos, no se altera por
mutaciones.
*La clasificación de Bush-Jacoby-Medeiros está basada en el sustrato de preferencia y su
susceptibilidad a inhibición por ácido clavulánico.
Fuente: (Alí, 2013)
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