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ESCUELA DE AGRICULTURA DE LA REGIÓN TROPICAL HÚMEDA
USO DE ABONOS ORGÁNICOS COMO SUPRESORES DE FITONEMATODOS
DEL CULTIVO DE BANANO (Musa AAA)
EDWIN QUEZADA CÓRDOVA
Trabajo de Graduación presentado como requisito parcial para optar al título
de Ingeniero Agrónomo con el grado de Licenciatura
Guácimo, Costa Rica
Diciembre, 1999
Trabajo de Graduación presentado como requisito parcial para optar al título de
Ingeniero Agrónomo con el grado de Licenciatura
Profesor Asesor
Moisés Soto, Ing. Agr.
Profesor Coasesor
Masaki Shintani, M.Sc.
Vicerrector Académico
James B. French, Ph.D.
Candidato
Edwin Quezada Córdova
Diciembre, 1999
ii
DEDICATORIA
A mis padres, por todo su
apoyo antes y durante mis años de
estudio en EARTH:
A mi padre, amigo y modelo de
superación durante toda la vida.
A mi madre, por su inmenso
cariño y comprensión, por hacer de
mí una persona de bien.
A
todos
mis
hermanos,
quienes
me
contagiaron
su
entusiasmo para salir adelante.
A todas las personas que de
una u otra forma están relacionadas
con la actividad bananera.
iii
AGRADECIMIENTO
Gracias a Dios, por darme la
vida y la alegría de ver culminado un
sueño más.
Mi mayor agradecimiento para
mis asesores:
Al Ingeniero Moisés Soto,
quien además de ser un excelente
educador, es una persona ejemplar,
digna de emular.
A Masaki Shintani, por su
indispensable ayuda brindada, sin la
cual este trabajo no hubiese sido
posible.
A mi compañera de clase,
Ericka Pinto, quien contribuyó en la
elaboración del análisis estadístico de
esta obra.
Gracias totales!
RESUMEN
Las elevadas poblaciones de fitonematodos reducen significativamente la
producción en el cultivo de banano (Musa AAA). Para su control se utilizan
nematicidas, los cuales resultan extremadamente tóxicos para los seres humanos
y reducen la biodiversidad en los suelos. El rechazo de fruta de baja calidad para
el mercado internacional y el uso de nematicidas, conllevan a generar grandes
cantidades de desechos de cosechas y presencia de nematicidas en suelos y
aguas, creando problemas de contaminación ambiental. Con el presente trabajo,
se evaluó el efecto de la gallinaza, desechos de banano (fruta y raquis), dos tipos
de bokashi elaborados a partir de esos materiales, microorganismos eficaces (EM)
y un nematicida comercial (Furadan), sobre los fitonematodos, raíces totales y
funcionales en el cultivo de banano, y sobre los fitonematodos, raíces totales,
crecimiento y producción de biomasa en el cultivo de sorgo (Sorghum bicolor). Los
resultados demostraron que para el banano, el EM tuvo la mayor eficiencia sobre
Radopholus (129%) y Helicotylenchus (73%); el bokashi de gallinaza sobre
Meloidogyne (460%); el bokashi de banano sobre las raíces totales (141%) y
raíces funcionales (200%). En el sorgo, la gallinaza sin tratar tuvo la mayor
eficiencia en el control de Pratylenchus (60%), el bokashi de gallinaza en la
producción de raíces (262%) y producción de biomasa (105%), y el bokashi de
banano en el crecimiento de las plantas (23%). Se comprobó el efecto supresor
del bokashi y mejoramiento del sistema radical. Se espera que a mayor tiempo el
efecto del bokashi sobre los fitonematodos mejore su eficacia, por lo que se
recomienda llevar a cabo una evaluación similar en un período más largo.
Palabras claves: Banano (Musa AAA), sorgo (Sorghum bicolor), bokashi,
microorganismos eficaces (E.M.), Radopholus similis, Helicotylenchus,
Meloidogyne, Pratylenchus, Carbofuran, raíces funcionales.
QUEZADA, E.
1999.
Uso de abonos orgánicos como supresores de
fitonematodos del cultivo de banano (Musa AAA). Trabajo de Graduación.
Guácimo, C.R., EARTH. 102 p.
v
ABSTRACT
The high fitonematodes populations reduce the production significantly in
the banana tree cultivation (Musa AAA). For their control nematicides are used,
which are extremely toxic for the human beings and they reduce the biodiversity in
the soils. The rejection of fruit of low quality for the international markets and the
nematicides use, they bear to generate big quantities of waste of crops and
nematicides presence in soils and waters, creating problems of environmental
pollution. With the present work, the effect of the chicken manure was evaluated,
banana tree waste (fruit and stem bunch), two bokashi types elaborated from those
materials, effective microorganisms (EM) and a commercial nematicide (Furadan),
on the fitonematodes, total and functional roots in the banana tree cultivation, and
on the fitonematodes, total roots, growth and production of biomass in the sorghum
cultivation (Sorghum bicolor). The results demonstrated that for the banana tree,
the EM had the biggest efficiency about Radopholus (129%) and Helicotylenchus
(73%); the chicken manure bokashi about Meloidogyne (460%); the banana tree
bokashi on the total roots and the functional roots (200%). In the sorghum, the
chicken manure without trying had the biggest efficiency in the control of
Pratylenchus (60%), the chicken manure bokashi in the production of roots (262%)
and production of biomass (105%), and the banana wastes bokashi in the growth
of the plants (23%). It was proven the suppressive effect of the bokashi and
improvement of the radical system. It is expected that at more time the effect of the
bokashi on the fitonematodes improve its effectiveness, for what is recommended
to carry out a similar evaluation in a longer period.
Key words: Banano (Musa AAA), sorghum (Sorghum bicolor), bokashi, effective
microorganisms
(E.M.),
Radopholus
similis,
Helicotylenchus,
Meloidogyne,
Pratylenchus, Carbofuran, functional roots.
QUEZADA, E.
1999.
Uso de abonos orgánicos como supresores de
fitonematodos del cultivo de banano (Musa AAA). Trabajo de Graduación.
Guácimo, C.R., EARTH. 102 p.
vi
TABLA DE CONTENIDO
Página
DEDICATORIA.......................................................................................................................................III
AGRADECIMIENTO.............................................................................................................................. IV
RESUMEN ................................................................................................................................................ V
ABSTRACT ............................................................................................................................................. VI
1
INTRODUCCIÓN............................................................................................................................. 1
2
OBJETIVOS ..................................................................................................................................... 4
2.1 OBJETIVO GENERAL .................................................................................................................. 4
2.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS .......................................................................................................... 4
3
REVISIÓN DE LITERATURA........................................................................................................ 5
3.1 NEMATODOS............................................................................................................................... 5
3.2 BANANO ...................................................................................................................................... 7
3.2.1 SISTEMA RADICAL DEL BANANO ...................................................................................... 8
3.2.2 FITONEMATODOS DEL BANANO..................................................................................... 10
3.3 SORGO........................................................................................................................................ 15
3.3.1 SISTEMA RADICAL DEL SORGO ...................................................................................... 16
3.3.2 FITONEMATODOS DEL SORGO ....................................................................................... 16
3.4 METODOS DE CONTROL DE FITONEMATODOS .................................................................. 16
3.4.1 NEMATICIDAS ................................................................................................................... 17
3.4.2 MICROORGANISMOS........................................................................................................ 21
3.4.3 MATERIALES ORGÁNICOS ............................................................................................... 26
4
MATERIALES Y MÉTODOS........................................................................................................ 39
4.1 DISEÑO EXPERIMENTAL......................................................................................................... 39
4.2 MATERIALES Y MODO DE APLICACIÓN .............................................................................. 41
4.2.1 BANANO............................................................................................................................. 41
4.2.2 SORGO ............................................................................................................................... 43
4.3 MUESTREO DE RAICES............................................................................................................ 43
4.3.1 BANANO............................................................................................................................. 43
4.3.2 SORGO ............................................................................................................................... 43
4.4 METODOLOGÍA DE MUESTREO ............................................................................................. 44
4.5 METODO DE CONTEO DE NEMATODOS Y RAÍCES ............................................................. 44
4.6 DISTRIBUCIÓN DE LOS TRATAMIENTOS ............................................................................. 45
4.7 ANÁLISIS DE LOS RESULTADOS............................................................................................ 45
5
RESULTADOS Y DISCUSIÓN...................................................................................................... 46
5.1 BANANO .................................................................................................................................... 46
5.1.1 FITONEMATODOS ............................................................................................................ 46
5.1.2 RAÍCES............................................................................................................................... 53
5.2 SORGO........................................................................................................................................ 56
5.2.1 FITONEMATODOS ............................................................................................................ 57
vii
5.2.2
5.2.3
5.2.4
RAÍCES............................................................................................................................... 58
PESO TOTAL...................................................................................................................... 60
CRECIMIENTO .................................................................................................................. 61
6
CONCLUSIONES........................................................................................................................... 64
7
RECOMENDACIONES ................................................................................................................. 65
8
LITERATURA CITADA................................................................................................................ 67
viii
LISTA DE CUADROS
Cuadro
Página
CUADRO 1. CANTIDAD DE DESECHO DIARIO DETERMINADO EN CUATRO DIFERENTES FINCAS BANANERAS. ..... 30
CUADRO 2. COMPOSICIÓN QUÍMICA PROMEDIO DE LOS MATERIALES DE DESECHO (PINZOTE Y FRUTA DE
RECHAZO) AL INICIO Y FINAL DE LA BIODEGRADACIÓN A LOS 150 DÍAS. ............................................... 31
CUADRO 3. RANGOS Y VALORES MEDIOS EN LA COMPOSICIÓN QUÍMICA DE GALLINAZA. ............................... 33
CUADRO 4. VALORES DEL ANÁLISIS QUÍMICO DE BOKASHI ELABORADO EN LA EARTH DE DIFERENTES
MATERIALES ORGÁNICOS Y DE DESECHOS DE BANANO. ........................................................................ 35
CUADRO 5. PORCENTAJES DE EFICIENCIA DE LOS DIFERENTES TRATAMIENTOS EN CADA UNA DE LAS VARIABLES
EVALUADAS EN BANANO. ................................................................................................................... 55
CUADRO 6. PORCENTAJES DE EFICIENCIA DE LOS DIFERENTES TRATAMIENTOS EN CADA UNA DE LAS VARIABLES
EVALUADAS EN SORGO (SORGHUM BICOLOR) ....................................................................................... 63
ix
LISTA DE FIGURAS
Figura
Página
FIGURA 1. DIFERENTES FASES EN LA ELABORACIÓN DE BOKAHI DE DESECHOS DE BANANO: MEZCLA CON
ASERRÍN, INOCULACIÓN CON EM Y VOLTEO, Y BOKASHI LISTO PARA SER UTILIZADO............................ 38
FIGURA 2. PLANTA MUESTREADA......................................................................................................................42
FIGURA 3. MODO DE APLICACIÓN AL HIJO ................................................................................................... 42
FIGURA 4. VARIACIÓN EN LA POBLACIÓN DE FITONEMATODOS TOTALES EN LOS TRES MUESTREOS PARA CADA
TRATAMIENTO EN BANANO................................................................................................................. 47
FIGURA 5. VARIACIÓN EN LA POBLACIÓN DE R. SIMILIS EN LOS TRES MUESTREOS PARA CADA TRATAMIENTO EN
BANANO. ........................................................................................................................................... 50
FIGURA 6. VARIACIÓN EN LA POBLACIÓN DE HELICOTYLENCHUS EN LOS TRES MUESTREOS PARA CADA
TRATAMIENTO EN BANANO................................................................................................................. 51
FIGURA 7. VARIACIÓN EN LA POBLACIÓN DE MELOIDOGYNE EN LOS TRES MUESTREOS PARA CADA
TRATAMIENTO EN BANANO................................................................................................................. 52
FIGURA 8. VARIACIÓN EN LA CANTIDAD DE RAÍCES TOTALES EN LOS TRES MUESTREOS PARA CADA
TRATAMIENTO EN BANANO................................................................................................................. 53
FIGURA 9. VARIACIÓN EN EL PORCENTAJE DE RAÍCES FUNCIONALES EN LOS TRES MUESTREOS PARA CADA
TRATAMIENTO EN BANANO................................................................................................................. 55
FIGURA 10. DIFERENCIAS EN LAS POBLACIONES DE PRATYLENCHUS EN SORGO (SORGHUM BICOLOR) PARA CADA
TRATAMIENTO. .................................................................................................................................. 57
FIGURA 11. DIFERENCIAS EN LA CANTIDAD DE RAÍCES TOTALES DE SORGO (SORGHUM BICOLOR) EN CADA
TRATAMIENTO. .................................................................................................................................. 59
FIGURA 12. DIFERENCIAS EN EL PESO DE LAS PLANTAS DE SORGO (SORGHUM BICOLOR) PARA CADA
TRATAMIENTO. .................................................................................................................................. 60
FIGURA 13. CRECIMIENTO DE LAS PLANTAS DE SORGO (SORGHUM BICOLOR) EN CADA TRATAMIENTO. .......... 61
x
LISTA DE ANEXOS
Anexo
Página
ANEXO 1. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE CADA EVALUACIÓN PARA LA VARIABLE
FITONEMATODOS TOTALES EN BANANO............................................................................................... 76
ANEXO 2. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE CADA EVALUACIÓN PARA LA VARIABLE
RADOPHOLUS SIMILIS EN BANANO. ...................................................................................................... 77
ANEXO 3. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE CADA EVALUACIÓN PARA LA VARIABLE
HELICOTYLENCHUS SP. EN BANANO. .................................................................................................... 78
ANEXO 4. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE CADA EVALUACIÓN PARA LA VARIABLE
MELOIDOGYNE SP. EN BANANO............................................................................................................ 79
ANEXO 5. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE CADA EVALUACIÓN PARA LA VARIABLE RAÍCES
TOTALES EN BANANO. ........................................................................................................................ 80
ANEXO 6. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE CADA EVALUACIÓN PARA LA VARIABLE RAÍCES
FUNCIONALES EN BANANO.................................................................................................................. 81
ANEXO 7. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE LOS TRATAMIENTOS PARA LA VARIABLE
FITONEMATODOS TOTALES EN BANANO............................................................................................... 82
ANEXO 8. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE LOS TRATAMIENTOS PARA LA VARIABLE
RADOPHOLUS SIMILIS EN BANANO. ...................................................................................................... 82
ANEXO 9. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE LOS TRATAMIENTOS PARA LA VARIABLE
HELICOTYLENCHUS EN BANANO. ......................................................................................................... 82
ANEXO 10. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE LOS TRATAMIENTOS PARA LA VARIABLE
MELOIDOGYNE EN BANANO................................................................................................................. 83
ANEXO 11. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE LOS TRATAMIENTOS PARA LA VARIABLE RAÍCES
TOTALES EN BANANO. ........................................................................................................................ 83
ANEXO 12. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE LOS TRATAMIENTOS PARA LA VARIABLE RAÍCES
FUNCIONALES EN BANANO.................................................................................................................. 83
ANEXO 13. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE LOS TRATAMIENTOS PARA LA VARIABLE
PRATYLENCHUS EN SORGO................................................................................................................... 84
ANEXO 14. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE LOS TRATAMIENTOS PARA LA VARIABLE RAÍCES
TOTALES EN SORGO. ........................................................................................................................... 84
ANEXO 15. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE LOS TRATAMIENTOS PARA LA VARIABLE PESO DE
LAS PLANTAS EN SORGO. .................................................................................................................... 84
ANEXO 16. ANÁLISIS DE VARIANZA EN BLOQUES AL AZAR DE LOS TRATAMIENTOS PARA LA VARIABLE ALTURA
DE LAS PLANTAS EN SORGO. ............................................................................................................... 84
ANEXO 17. NÚMERO DE RADOPHOLUS SIMILIS, HELICOTYLENCHUS, MELOIDOGYNE, RAÍCES TOTALES Y
FUNCIONALES EN EL MUESTREO PREVIO A LAS APLICACIONES DE LOS TRATAMIENTOS EN BANANO. ....... 85
ANEXO 18. NÚMERO DE RADOPHOLUS SIMILIS, HELICOTYLENCHUS, MELOIDOGYNE, RAÍCES TOTALES Y
FUNCIONALES EN EL MUESTREO A LAS 12 SEMANAS DESPUÉS DE LAS APLICACIONES DE LOS
TRATAMIENTOS EN BANANO. .............................................................................................................. 86
ANEXO 19. NÚMERO DE RADOPHOLUS SIMILIS, HELICOTYLENCHUS, MELOIDOGYNE, RAÍCES TOTALES Y
FUNCIONALES EN EL MUESTREO A LAS 23 SEMANAS DESPUÉS DE LAS APLICACIONES DE LOS
TRATAMIENTOS EN BANANO. .............................................................................................................. 87
ANEXO 20. NÚMERO DE RADOPHOLUS SIMILIS, RAÍCES TOTALES Y FUNCIONALES EN EL MUESTREO PRELIMINAR
EN LAS PLANTAS DE SORGO. ............................................................................................................... 88
ANEXO 21. NÚMERO DE RADOPHOLUS SIMILIS, HELICOTYLENCHUS, MELOIDOGYNE, PRATYLENCHUS, RAÍCES
TOTALES Y FUNCIONALES EN EL MUESTREO A LAS 8 SEMANAS DESPUÉS DE LAS APLICACIONES DE LOS
TRATAMIENTOS EN SORGO.................................................................................................................. 89
ANEXO 22. DATOS DE PRECIPITACIÓN (MM), TEMPERATURA DEL AIRE Y SUELO (ºC) DE LOS MESES DE
EVALUACIÓN ..................................................................................................................................... 90
xi
1
INTRODUCCIÓN
La importancia que representa el comercio bananero en la economía de
diferentes países alrededor del mundo es conocida. De las diferentes actividades
relacionadas a este cultivo, depende un número considerable de personas en
todos los países donde se cultiva y comercializa esta fruta.
Los bananos son una fuente de energía barata y de fácil producción, son
ricos en vitaminas A, C y B6 (INIBAP, 1.998). Es un cultivo muy difundido, ya que
se lo encuentra tanto en las regiones de origen o donde ha sido introducido para
ser cultivado comercialmente.
Para conseguir altos rendimientos, al igual que en otros cultivos, se recurre
a prácticas que ejercen algún impacto negativo sobre el medioambiente. Entre
una de las prácticas culturales que mayor impacto ambiental representa en la
producción bananera, está el control de fitonematodos.
El control de
fitonematodos constituye la segunda práctica en importancia económica después
del combate de la Sigatoka negra (Mycosphaerella fijiensis var Morelet) (Stover y
Simmonds, 1.987).
Los fitonematodos son gusanos microscópicos que atacan el sistema
radical.
El daño que producen en las raíces impide que la planta pueda
abastecerse satisfactoriamente de los nutrimentos necesarios para su normal
desarrollo y llenado del fruto.
Tradicionalmente, para el control de fitonematodos, se ha recurrido a la
aplicación de nematicidas. A pesar de lograrse una reducción significativa en el
número de fitonematodos, la aplicación continua de nematicidas ha traído como
consecuencia: la pérdida de biodiversidad en los suelos dedicados al cultivo de
banano, intoxicaciones de obreros en plantaciones bananeras (como el caso del
Nemagon, el cual demostró ser cancerígeno y que provocaba esterilidad en
1
humanos (CAS, 1.996)), contaminación medioambiental y aumento en los costos
de producción.
De acuerdo con Soto (1.992), citado por Hirsch y Aguilar (1.996), la
cantidad estimada de residuos de nematicidas aplicados en las 50.000 hectáreas
de banano existentes en Costa Rica, podría llegar a 8.300 toneladas.
Además de los problemas mencionados, la reducción de las poblaciones de
fitonematodos es casi inmediata y temporal.
Es decir, el problema vuelve a
presentarse con el paso de un período determinado, ello se debe a que al ser
eliminados los fitonematodos, las nuevas raíces que crecen son un alimento ideal
para ellos (Speijer y De Waele, 1.997). Todo esto ha provocado que el control de
fitonematodos con el uso de nematicidas se torne cada vez más complejo.
Es necesario investigar nuevas tecnologías tendientes a la reducción del
uso de agroquímicos peligrosos. Este tipo de investigación debe considerar que
no haya una reducción significativa en los niveles de producción deseados, ni que
se aumenten considerablemente los costos de producción.
Entre una de las tecnologías recientes que ha demostrado tener un efecto
reductor en las poblaciones de fitonematodos, está la aplicación de materia
orgánica al suelo. El principio de esta práctica consiste en que, al incrementar el
contenido de materia orgánica del suelo, la biodiversidad del mismo aumentará.
Al existir un mejor equilibrio entre los organismos del suelo, se pueden dar
diversas interacciones entre ellos. Entre esas interacciones se pueden mencionar
el parasitismo, depredación y competencia por alimento, entre otras.
Esas
funciones pueden reducir el número de fitonematodos en el cultivo, hasta el punto
de no constituirse en plaga.
En trabajos efectuados con introducción, al suelo cultivado, de algunos
organismos conocidos como supresores de fitonematodos, el problema en la
obtención de resultados más confiables se ha debido a que en dichos suelos no
2
existen condiciones favorables para la sobrevivencia del organismo introducido, y
por lo general termina desapareciendo (Cepeda, 1.996).
Mediante el incremento de la materia orgánica del suelo, se favorecen
muchos de los organismos que en él viven, y por consiguiente se puede tener un
suelo más sano. Algunas de las funciones de las especies que conforman la
macrofauna del suelo son: el desdoblamiento directo de la materia orgánica,
predación y mejoramiento de la estructura del suelo (Pankhurst, 1.998).
Ya en estudios realizados por Dubon (1.998) y el mismo autor (1.999), se
ha visto una reducción en las poblaciones de fitonematodos en el cultivo de
banano mediante la aplicación de abono orgánico fermentado (bokashi) a plantas
del clon “Gran enano” .
Además del beneficio que tiene la materia orgánica en la supervivencia de
enemigos naturales de los fitonematodos, esta puede mejorar las propiedades
físicas y químicas del suelo. Sin embargo, la materia orgánica por sí sola no
brinda tantos beneficios como los abonos orgánicos.
Los abonos orgánicos, elaborados de fuentes con alto contenido de
nitrógeno, potasio u otros elementos, tienen la ventaja que aportan algunos de los
elementos en mayor cantidad y con mayor eficiencia de lo que aportaría la materia
orgánica por sí sola.
Con el presente trabajo se pretende comprobar el efecto de bokashi
comparándolo con materia orgánica fresca y EM (microorganismos eficaces) sobre
la dinámica poblacional de los fitonematodos del cultivo de banano (Musa AAA) y
del sorgo (Sorghum bicolor), además de evaluar el mejoramiento del sistema
radical de las plantas mediante la aplicación al suelo de los mismos materiales.
3
2
2.1
OBJETIVOS
OBJETIVO GENERAL
• Reconfirmar el efecto depresivo de abono orgánico fermentado (bokashi),
materia orgánica sin tratamiento y microorganismos eficaces (EM) sobre las
poblaciones de fitonematodos del cultivo de banano (Musa AAA).
2.2
OBJETIVOS ESPECÍFICOS
• Medir la supresión de fitonematodos del cultivo de banano y del sorgo
(Sorghum bicolor), utilizando dos diferentes tipos de bokashi: de desecho de
banano y de gallinaza; dos tipos de materia orgánica: gallinaza y desechos de
banano (fruta y raquis); EM y un nematicida comercial.
• Relacionar la dinámica poblacional de fitonematodos del banano con algunos
factores climáticos como precipitación y temperatura del suelo.
4
3
3.1
REVISIÓN DE LITERATURA
NEMATODOS
La mayoría de los nematodos son predadores de otros nematodos, hongos,
bacterias, algas, protozoos y larvas de insectos. Las paredes de las bacterias
contienen más nitrógeno del que los nematodos pueden usar, por lo tanto la
actividad de los nematodos ayuda en el ciclaje y liberación de nitrógeno disponible
para la planta en el suelo, acumulando del 30 al 40 % del nitrógeno liberado en
algunos ecosistemas (Brady y Weil, 1.999).
Los fitonematodos se alimentan de células vivas. Con un estilete, menos
desarrollado en los machos, penetran las paredes de las células y se alimentan
del contenido citoplasmático (Mundo agropecuario, 1.991).
Los fitonematodos cumplen un papel importante como vectores de
patógenos de las plantas, como agentes que afectan el ingreso de patógenos a su
hospedero, como agentes de predisposición, y como modificadores de la
microflora-rizósfera, entre otros (Riedel, 1.992).
De acuerdo a su biología, se pueden reconocer tres tipos de fitonematodos:
1)ectoparásitos, los cuales se mantienen fuera de la raíz de la planta;
2)endoparásitos migratorios, estos invaden los tejidos de la planta, se mantienen
móviles, pueden poner los huevos individualmente dentro o fuera de la planta;
3)endoparásitos sedentarios, invaden los tejidos de la planta, las hembras cuando
llegan al estado adulto se vuelven sedentarias, se alimentan de unas pocas
células individuales dentro de la planta, los huevos son puestos juntos en un saco
fuera de la planta (Speijer y De Waele, 1997). De los tres tipos de fitonematodos
5
conocidos, los endoparásitos migratorios son los que ocasionan el mayor perjuicio
(Araya, 1.995).
El ciclo biológico es más corto en los machos que en las hembras y está
comprendido por las siguientes etapas:
1) Huevo
2) Juvenil de 1ª etapa: primera muda dentro del huevo
3) Juvenil de 2ª etapa: segunda muda, eclosiona del huevo
4) Juvenil de 3ª etapa: tercera muda
5) Juvenil de 4ª etapa: cuarta muda
6) Adulto: hembra adulta oviposita y muere.
Los nematodos requieren de ciertas condiciones para poder sobrevivir.
Varios factores del suelo pueden ejercer algún efecto sobre sus poblaciones. Los
nematodos necesitan un alto contenido de humedad en el suelo para poder
movilizarse, en suelos secos pueden morir o reducir su reproducción. La textura
está relacionada con el contenido de humedad, pues deben haber poros mayores
para que haya agua y puedan movilizarse los nematodos. La aireación, aunque
de menor importancia, es otro de los factores que influye en las poblaciones de
nematodos, ya que debe haber suficiente oxígeno disponible para que puedan
cumplir sus funciones vitales. La composición química de los suelos, el pH, el
contenido de materia orgánica, salinidad, entre otros; pueden afectar de una u otra
forma la vida de los nematodos. La temperatura ejerce un efecto más conocido
sobre los nematodos. Se conoce que la temperatura óptima para estos, varía
entre los 25 ºC y 30 ºC, temperaturas por encima o por debajo de ese rango
pueden afectar el movimiento, desarrollo y reproducción en los nematodos
(Esquivel, 1.996).
6
Los nematodos tienen un hábitat acuático. Es decir, las películas de agua
en el suelo favorecen su diseminación. Cuando el suelo está a capacidad de
campo es una condición óptima para ellos. La ausencia de agua en el suelo
puede provocar una disminución en su actividad, debido a que tratan de mantener
los líquidos corporales. El nematodo altera su metabolismo y se enrrolla hasta
que vuelve a recibir agua y revive. Puede permanecer en letargo hasta por meses
de inactividad (Mundo agropecuario, 1.991).
La ausencia de cambios climáticos significativos en condiciones tropicales
puede ser una de las razones por las que las poblaciones de nematodos no se
vean afectadas (Araya et al., 1.995).
3.2
BANANO
El Sureste de Asia es el lugar de origen de los bananos. De la India a
Papua Nueva Guinea, incluyendo Malasia e Indonesia (Sharrock y Frison, 1.999).
De los 100 países tropicales y subtropicales que cultivan banano, 22
producen más de un millón de toneladas por año. Sin embargo, 5 países (India,
Uganda, Ecuador, Brasil y Colombia) producen el 44% del volumen mundial.
(Sharrock y Frison, 1.999).
Los bananos se cultivan en un área aproximada de 10 millones de
hectáreas, con una producción anual de 88 millones de toneladas métricas. La
vasta mayoría de productores son finqueros a pequeña escala, quienes lo cultivan
para el consumo en el hogar o para los mercados locales (Sharrock y Frison,
1.999).
En América Latina, cerca del 70 % de los bananos y plátanos son
consumidos localmente.
De las diez naciones exportadoras, siete de
Latinoamérica se incluyen en la lista (Sharrock y Frison, 1.999).
7
Los bananos, alrededor del mundo, tienen múltiples usos: como cultivo
alimenticio, para la producción de alcohol, corazón del seudotallo como alimento,
alimentación animal, medicina (por su contenido de vitamina A), uso de las hojas
como platos y sombrillas, etc. (Sharrock, 1.996).
De los bananos, el principal clon cultivado para comercio y exportación a
nivel mundial es "Cavendish". Este cultivar representa un poco más del 13 % de
la producción mundial de banano y plátano (Sharrock y Frison, 1.999).
3.2.1 SISTEMA RADICAL DEL BANANO
Además de servir como un medio de anclaje para la planta, las raíces
constituyen el órgano mediante el cual las plantas pueden tomar los nutrimentos
presentes en el suelo o provenientes de los fertilizantes aplicados. Por ello, es
fundamental considerar un manejo adecuado de las propiedades físicas, químicas,
y biológicas del suelo que favorezcan su desarrollo y así mantener niveles de
producción satisfactorios (López y Espinosa, 1.995).
La mayoría de las raíces están formadas 4 meses después de sembrada la
planta. Crecen de manera horizontal en el suelo manteniéndose en su mayoría en
los primeros 50 centímetros del suelo. De las raíces primarias se desarrollan las
raíces secundarias, terciarias y los pelos radicales (Speijer y De Waele, 1.997).
Los pelos radicales son los encargados de tomar los nutrientes del suelo (Stover y
Simmonds, 1.987).
De acuerdo con Beugnon y Champion (1.966), citados por Soto (1.995), las
raíces en banano forman grupos de 3 ó 4 y se presentan en forma de cordón
alrededor del cormo.
Las raíces primarias mueren y son reemplazadas por un sistema de raíces
adventicias. Sin embargo, cuando la siembra se ha hecho con hijos, las raíces
son adventicias desde el comienzo. Después de 75-90 días de haberse realizado
8
la siembra, cuando se han desarrollado de 6 a 9 hojas, aparecen nuevas raíces
(Stover y Simmonds, 1.987).
Según Lara (1.970), citado por Soto (1.995), el crecimiento de las raíces de
banano está influenciado por el déficit o exceso hídrico. El exceso de agua en el
suelo puede asfixiarlas.
Por tal razón, el crecimiento en la época lluviosa es
deficiente, mientras que en la época de menor precipitación es mayor.
Speijer y De Waele (1.997) afirman que las raíces primarias pueden llegar a
medir de 3 a 4 metros.
Sin embargo, de acuerdo con Beugnon y Champion
(1.964), citados por Soto (1.995), las raíces pueden alcanzar una longitud de 5 a
10 m si el suelo tiene condiciones óptimas para su desarrollo.
De acuerdo con Champion y Olivier (1.961), citados por Soto (1.995), una
planta de banano del clon “Valery” puede llegar a tener hasta 500 raíces a los 9
meses de edad. Próxima a la floración, la planta puede desarrollar 400 raíces.
Solamente un 17 % del total producido son blancas y funcionales.
Ya en la
floración, el crecimiento de las raíces se ve disminuido. Aunque aquellas que ya
se habían formado cerca de la floración crecen un poco.
De acuerdo con Lassoudiére (1.971) y Lavillé (1.964), citados por Soto
(1.995), las puntas de las raíces están formadas por una cofia gelatinosa. Cuando
son jóvenes, las raíces presentan un color blanco, y conforme se van
desarrollando toman una coloración amarillenta y se endurecen. Las raíces más
viejas son oscuras y suberosas.
De acuerdo con Edmonson (s.f.), citado por Stover y Simmonds (1.987), en
Centroamérica las raíces de banano son invadidas comúnmente por un hongo
micorriza vesículo-arbuscular.
Las raíces, además de ser una fuente de alimento para los fitonematodos,
pueden cambiar la concentración de minerales en el suelo, pH, humedad,
9
contenido de oxígeno y CO2, al menos en los 2 a 3 mm de suelo a su alrededor
(Esquivel, 1.996).
Según Esau (1.977), citado por Soto (1.995), "la destrucción de una raíz por
un patógeno parece inducir el desarrollo de nuevas raíces en zonas próximas".
3.2.2 FITONEMATODOS DEL BANANO
De los bananos cultivados para exportación, los cultivares más importantes
pertenecen al grupo “Cavendish”. Estos constituyen poco más del 10% de la
producción mundial. Este clon reemplazó al “Gros Michel” por ser resistente a la
enfermedad conocida como “Mal de Panamá”. El problema de este grupo de
bananos es que son susceptibles al ataque de fitonematodos (INIBAP, 1.998).
Los fitonematodos son gusanos microscópicos que se alimentan de las
raíces de las plantas. Al atacar las raíces del banano, la asimilación de nutrientes
se ve afectada y se producen pérdidas por volcamiento de las plantas, y reducción
en la productividad (Tarté et al., 1.981). La parte más exterior del cormo también
puede ser altamente invadida, pero el daño que causen en esa parte no afecta a la
planta (Stover y Simmonds, 1.987).
Los fitonematodos constituyen el segundo problema más importante dentro
del control fitosanitario de la producción bananera (Araya y Cheves, 1.997).
Después de la Sigatoka negra (Mycosphaerella fijiensis), es la enfermedad más
seria del banano (Stover y Simmonds, 1.987).
El daño que ocasionen los fitonematodos al cultivo de banano está en
relación con la cantidad de estos presentes en las raíces. De acuerdo con Guerot
(1.972), citado por la UPEB (1.979), en Costa de Marfil 1.000 nematodos/100 g de
10
raíz constituía un nivel de daño crítico para el cultivo; según Soto1, para Costa
Rica se estima un umbral de daño crítico arriba de 10.000 nematodos/100 g raíz.
Como para la mayoría de cultivos tropicales, el parasitismo de
fitonematodos en el cultivo de banano es caracterizado por infestaciones
simultáneas por algunas especies.
Es muy común encontrar algunos
endoparásitos sedentarios tales como Meloidogyne spp. y Rotylenchus reniformes
parasitando el sistema radical (Bourguignon, 1.995).
Dentro del grupo de fitonematodos endoparásitos migratorios están:
Radopholus similis, Pratylenchus coffeae, Pratylenchus goodeyi y Helicotylenchus
multicinctus. El hábito migratorio de alimentación de esos fitonematodos puede
causar daños en las raíces y tejidos del cormo, formando lesiones, las cuales
pueden coalescer y resultar en necrosis.
Las áreas necróticas pueden
presentarse en las raíces primarias, secundarias y terciarias. Esto es un medio
ideal para algunos hongos parásitos no especializados del banano, los cuales
pueden invadir la parte central de la raíz ocasionando su muerte (Speijer y De
Waele, 1.997).
Las especies de fitonematodos más ampliamente distribuidas y que causan
daños serios a las Musáceas en los países bananeros en Latinoamérica son:
Radopholus similis (Cobb) Thorne, Pratylenchus coffeae (Zimmerman) Filipjev,
Schuurmans y Stekhoven, Helicotylenchus multicinctus (Cobb) Golden. De estas
especies, la que ocasiona un nivel de daño significativo al cultivo de banano, es
Radopholus similis est (Stover y Simmonds, 1.987; Luc et al., 1.993; Bridge,
1.993; Speijer y De Waele, 1.997).
1
Soto, M. 1.999. Fitonematodos del banano. Guácimo, C.R. (comunicación
personal).
11
Existe una serie de factores que pueden afectar las poblaciones de
fitonematodos en bananos cultivados bajo condiciones tropicales húmedas. Entre
los principales está la ecología del lugar, el estado fisiológico de la planta
hospedera, etapa de desarrollo, la densidad de población de la especie, el tipo de
suelo, competencia con otros organismos presentes. En regiones subtropicales o
países de tierras altas, la temperatura del suelo es un factor adicional que
influencia el parasitismo. Estos factores afectan a los fitonematodos, tanto en
número como en comportamiento (Tarté et al., 1.981; Luc et al., 1.993).
3.2.2.1 Radopholus similis
Conocido como nematodo barrenador, este fitonematodo fue descubierto
parasitando raíces de banano en Fiji en el año de 1.893. Se lo introdujo a América
probablemente con la expansión del cultivo de banano a estas regiones (Cepeda,
1.996).
Cuando el clon “Gros Michel”, el cual es susceptible a la enfermedad
conocida como “Mal de Panamá”, fue reemplazado por el “Cavendish”,
Radopholus similis se convirtió en una plaga importante del banano (Cepeda,
1.996).
En Costa Rica se han presentado pérdidas de hasta el 80% de la
plantación por ataques de este fitonematodo (Araya, 1.995).
Este género, debido a que es endoparásito migratorio, puede encontrarse
en todas sus fases en las raíces de las plantas o alrededor de las raíces en la
tierra (Cepeda, 1.996).
Este fitonematodo cumple su ciclo biológico normalmente en tres semanas,
desarrollando todos sus estadios dentro de la raíz.
Por medio del estilete, el
fitonematodo perfora las células de la epidermis y succiona el contenido celular.
En menos de 24 horas ingresa a la raíz por la punta de esta o por la zona pilífera
de la misma. Solamente ataca raíces jóvenes o nuevas. Las mayoría (población)
12
de estos fitonematodos se encuentra en los primeros 80 cm de profundidad del
suelo (Cepeda, 1.996).
La reproducción la llevan a cabo dentro de las raíces. Las hembras ponen
de uno a seis huevos diariamente cada dos semanas dentro de la raíz.
Los
huevos eclosionan dentro del tejido reticular a los 7-8 días. El estado de larva
dura entre 10 y 13 días y en 11 días ya son adultos. Las hembras solamente
ovipositan dentro del tejido radical. Las hembras y todas las etapas larvarias del
fitonematodo son infestivas, no así los machos. Los machos no pueden penetrar
las raíces debido a su estilete reducido. Una vez que la raíz ha muerto, el
fitonematodo emigra al suelo. El Radophulus similis se mueve lentamente entre
las plantas. En Centroamérica, se sabe que se mueven de 3 a 6 metros en un año
(Mundo agropecuario, 1.991; Cepeda, 1.996).
Su alta capacidad de supervivencia se debe a tres factores: 1) tienen una
extensiva línea de hospederos, ya que hasta 1.971 se habían reportado más de
300 especies y variedades de plantas hospederas de R. similis alrededor del
mundo (Edwards y Wehunt, 1.971); 2) su ciclo de vida es corto; y 3) las hembras
pueden reproducirse por una o dos generaciones sin necesidad de macho.
Las pérdidas provocadas por el ataque de R. similis al cultivo de banano
pueden variar entre las diferentes regiones de acuerdo a sus condiciones
ambientales.
En un estudio realizado por Sarah (1.993) sobre la variabilidad
biológica de R. similis de cinco regiones: Costa Marfil, Kenia, Sri Lanka, Costa
Rica, Martinica y Guadalupe, los provenientes de Costa de Marfil fueron los más
patogénicos. Aunque los de Costa Rica, Guadalupe y Kenia fueron altos, no
alcanzaron el nivel de daño ocasionado por el de Costa de Marfil.
En un estudio realizado en Ecuador sobre la dinámica de población de R.
similis, se tuvo que los factores como precipitación y temperatura no influyeron en
la población de esta especie (Jiménez et al., 1.997).
13
Sin embargo, en otros
estudios similares, la reducción de la temperatura por debajo de los 23 °C (Hugon,
1.984) y la precipitación (Vilchez, 1.991) sí afectaron las poblaciones del mismo
fitonematodo. Esto demuestra que el clima puede actuar de manera diferente
sobre la dinámica poblacional de los fitonematodos en diferentes regiones, lo cual
puede estar acompañado por otros factores del lugar.
El monocultivo y algunas prácticas como la aplicación de pesticidas
pueden, en algunos casos, favorecer la predominancia de Radopholus similis en
plantaciones bananeras (Araya et al., 1.995).
De acuerdo con Soto2, las fitotoxicidades por hierro, manganeso y aluminio,
pueden constituir un vector importante en la infestación de fitonematodos a las
raíces del cultivo de banano.
3.2.2.2 Helicotylenchus multicintus
Helicotylenchus multicintus, conocido como nematodo espiral, es un
ectoparásito que se puede encontrar en cualquier suelo donde hayan plantas de
banano. Deposita sus huevos en la parte externa de las células corticales. Los
huevos eclosionan entre 48 a 51 horas a temperaturas de 30 °C. Las larvas
sufren tres mudas y completan el ciclo biológico dentro de la raíz. Los daños que
ocasionan a la raíz se manifiestan como lesiones rojizas y superficiales en la
corteza y epidermis de las raíces primarias. A diferencia del daño ocasionado por
Radopholus similis, si se corta la raíz longitudinalmente se puede ver que las
lesiones no penetran la estela (Mundo agropecuario, 1.991).
2
Soto , M. 1999. Daño en las raíces de banano. Guácimo, C.R. (comunicación
personal)
14
3.2.2.3 Meloidogyne sp.
El nematodo del nudo de la raíz, Meloidogyne sp., tiene un amplia rango de
plantas hospederas en los países tropicales. Son endoparásitos que penetran la
raíz del banano. Las larvas, después de penetrar las raíces, se ubican en una
zona del sistema vascular en donde permanecen alimentándose. Las hembras, al
hincharse, producen agallas en las raíces. Las agallas formadas impiden el paso
de agua y nutrientes en la raíz. Sin embargo, la invasión de otros patógenos es la
que provoca la necrosis (Mundo agropecuario, 1.991).
3.3
SORGO
El sorgo (Sorghum bicolor) es uno de los cereales de mayor importancia a
nivel mundial.
Es utilizado tanto para la alimentación humana como para la
alimentación animal. Se cultiva en muchos países, ya que se adapta a una amplia
gama de ambientes. En Costa Rica se redujo su producción debido a la siembra
de otros cultivos.
Mientras que en Brasil, Colombia, Paraguay, Venezuela y
República Dominicana la producción se ha incrementado (Compton, 1990).
El sorgo tiene un potencial de rendimiento alto, en relación al arroz, trigo o
hasta el maíz. Es un cultivo de ciclo corto. Necesita de 90 a 140 días desde que
se siembra hasta el momento de la cosecha. Puede producir aún en temperaturas
altas (40 a 43 °C), siempre y cuando haya disponible agua en el suelo (Compton,
1.990). Además este cultivo está siendo muy utilizado en la renovación de áreas
dedicadas a la producción de banano en Costa Rica, debido principalmente a su
rápido desarrollo y producción de biomasa.
15
3.3.1 SISTEMA RADICAL DEL SORGO
El sistema radical del sorgo es profuso. Tiene muchos más pelos radicales
que el maíz. Las raíces nodales o de sostén están ubicadas en los nudos más
bajos, y pueden producirse en gran cantidad si la planta no se adapta.
Normalmente son de diámetro reducido. Estas raíces no cumplen la función de
absorción de agua y nutrientes (Compton, 1.990).
3.3.2 FITONEMATODOS DEL SORGO
Los fitonematodos no son considerados como dañinos para este cultivo, ya
que no afectan significativamente el rendimiento. Sin embargo, si un terreno se
siembra continuamente con sorgo, los ataques por fitonematodos pueden volverse
un problema para el cultivo (House, 1.982). Algunas especies de fitonematodos
que atacan a las gramíneas pueden atacar a este cultivo (Ibar, 1.986).
De acuerdo con Stover (.1972), citado por Stover y Simmonds (1.987), uno
de los cultivos hospederos de R. similis es el sorgo. En un experimento llevado a
cabo por Edwards y Wehunt (1.971), se comprobó que el cultivo de sorgo
(Sorghum bicolor, cvs. Golden Amber, Sart y Kansas Orange) es un hospedero de
R. similis.
3.4
METODOS DE CONTROL DE FITONEMATODOS
Entre los principales métodos de control de fitonematodos están: la rotación
con cultivos no susceptibles, uso de variedades de cultivos genéticamente
mejorados, y fumigación con nematicidas (Brady y Weil, 1.999).
Sin embargo, con algunas prácticas culturales adecuadas se puede reducir
el volcamiento de las plantas y el uso de nematicidas. El dejar barbecho resulta
antieconómico, esto se debe a que aunque no se tenga una población tan alta
como la que se tenía cuando el suelo era cultivado, por lo menos un porcentaje
16
bajo del fitonematodo logra mantenerse en el suelo listo para atacar el cultivo
(Stover y Simmonds, 1.987). Además de las prácticas de control mencionadas,
también se conocen algunas plantas que producen sustancias que tienen
propiedades repelentes contra los fitonematodos, y que pueden ser introducidas
en el cultivo (Brady y Weil, 1.999). La adición de materia orgánica es otro de los
métodos mencionados recientemente en la reducción de los fitonematodos. Un
método no tan reciente es la introducción de enemigos naturales de los
fitonematodos, lo cual ha resultado en algunas ocasiones eficaz.
3.4.1 NEMATICIDAS
Hasta el momento, desde que se empezaron a usar, los nematicidas han
sido el único medio o al menos el más práctico en el control de fitonematodos en
el cultivo de banano (Araya, 1.995).
Los nematicidas se dividen en fumigantes y no fumigantes, algunos de los
cuales son volátiles.
En el caso de los volátiles, sus gases (metabolito) se
distribuyen en los espacios porosos del suelo. Para que cumplan su efecto sobre
los fitonematodos, los nematicidas no volátiles deben distribuirse en los primeros
40 a 60 cm de profundidad del suelo (Araya, 1.995).
Los nematicidas se conocen como nematóxicos cuando eliminan los
fitonematodos, y nematostáticos cuando alteran su metabolismo normal. El mayor
efecto sobre los fitonematodos es en su capacidad reproductiva y no en su
muerte.
Para que el nematicida cumpla su efecto, este debe tener contacto
directo con el fitonematodo, ya sea por ingestión durante su alimentación o
entrada por la cutícula.
El sistema nervioso del fitonematodo se ve afectado
cuando el nematicida hace efecto.
Los fitonematodos enseguida pierden la
habilidad para penetrar las raíces, la eclosión de huevos se reduce al igual que la
muda y se vuelven lentos (Araya, 1.995).
17
De acuerdo con Schmitt (1.985), citado por Araya (1.995), el uso de
nematicida puede tener una eficacia en el control de fitonematodos entre el 50% a
90%. Una de las cosas que se debe considerar en el uso de nematicidas es que
la mayoría de los utilizados en banano (los no fumigantes), pueden alterar la
actividad de parásito y no precisamente matarlos (Araya, 1.995).
Los nematicidas de acción en el suelo tales como aldicarb, oxamyl y
ethoprophos son usualmente aplicados en forma granular. Ellos ejercen su efecto
sobre los fitonematodos vía-solución del suelo, y protegen el sistema radical del
cultivo solamente cuando se encuentran en concentraciones lo suficientemente
altas (Cheng, 1.990). Cabe indicar que, en experimentos realizados a nivel de
laboratorio por Yamashita y Viglierchio (1.986); citados por Araya (1.995), ya se ha
detectado resistencia de fitonematodos a nematicidas cuando se usan
indiscriminadamente.
De acuerdo con Yamashita y Viglierchio (1.986), citados por Araya (1.995),
el efecto sobre los fitonematodos puede darse en la cercanía de la zona donde se
lo aplicó. Tan pronto como las raíces crecen fuera de la delgada capa que ha sido
tratada, pueden estar expuestas a altas densidades de población en la capa
arable más baja.
El control, después de la incorporación superficial, es
especialmente pobre cuando hay poca humedad en los primeros meses después
de la aplicación.
El agua de altas precipitaciones o del riego, favorece la
distribución de los compuestos del nematicida en el suelo.
Sin embargo, los
nematicidas moderadamente a fuertemente adsorbibles, no son fácilmente
movidos a través del perfil del suelo (Cheng, 1.990).
Todos los pesticidas son capaces de entrar a la planta por diferentes vías,
ya sea por las raíces, hojas, frutos, y otras partes. La aplicación de pesticidas
causa un desequilibrio en la planta, consecuentemente no se puede dar la
proteosíntesis (formación de proteínas), lo cual a su vez reduce la capacidad de
18
resistencia de la planta al ataque de fitonematodos, otras plagas y enfermedades
(Chaboussou, 1.995).
Entre las desventajas del uso de nematicidas están el que contaminan,
otros crean esterilidad en los aplicadores, algunos son cancerígenos y afectan la
biodiversidad. Unos pueden afectar a algunos cultivos. Sin embargo las dos
desventajas principales que presentan es su elevado costo y los impactos
negativos que ya se han detectado sobre el medioambiente (Araya, 1.995).
Los nematicidas pueden reducir el número de organismos de la fauna del
suelo, al menos hasta que sus efectos desaparezcan (Brady y Weil, 1.999). El uso
indiscriminado de nematicidas ha causado un desequilibrio biológico de diferentes
hábitats, lo cual ha traído graves consecuencias y ha convertido el control de
fitonematodos en un proceso más complejo (Cepeda, 1.996).
En un estudio realizado por De Urriola (1.998), sobre el impacto que tenía la
aplicación de nematicidas sobre la biodiversidad del suelo, se encontró que la
aplicación de Terbufos en una plantación bananera, redujo significativamente la
macrofauna del suelo, especialmente las poblaciones de lombrices.
Los pesticidas más tóxicos son los nematicidas, ellos producen inhibición
temporal o permanente de la enzima acetil-colinesterasa; esta enzima es un
importante componente del proceso de respiración a nivel celular, las células
mueren cuando la enzima es inhibida. El daño en la célula es irreversible, si esto
ocurre a las neuronas, es usualmente letal para el trabajador que aplica el
nematicida.
El uso de nematicidas fosforados produce un deterioro de las
capacidades neuro-sicológicas y son muy tóxicos para los organismos vivientes
expuestos, tales como peces, aves, reptiles, etc. (Center for Environmental
Studies, 1.996).
En Costa Rica, la mayoría de los casos de intoxicaciones se deben al uso
de Carbofuran , Terbufos, Femaminos.
19
Dentro del grupo de pesticidas, los
insecticidas y nematicidas son los que más intoxicaciones provocan (43%)
(Ministerio de Salud de Costa Rica, 1.996).
De acuerdo con Thomason (1.987), citado por De Waele (1.992), en los
Estados Unidos y Europa, la detección de DBCP, EDB, D-D, Carbofuran, y
Aldicarb en frutas y en aguas subterráneas ha resultado en la suspensión o
restricción de esos nematicidas (Center for Environmental Studies, 1.996).
De acuerdo con la UICN, citada por el Comité Coordinador del Foro Emaús
(1.997), en 1995 se utilizaron en las bananeras de Costa Rica entre 13.872 y
32.640 toneladas de ingrediente activo de nematicidas.
A pesar de haberse
reducido la frecuencia y dosis de aplicación, en relación a años anteriores, por el
aumento del área de producción, la cantidad de los nematicidas aplicados en cinco
años aumentó.
Sumado a los inconvenientes mencionados, el alto precio de los
nematicidas es a veces una limitante para ser usado por los pequeños
agricultores.
Existe una amplia gama de nematicidas, para el presente estudio se usó el
carbofuran, el cual se encuentra en el mercado con el nombre de Furadan. Este
es un insecticida y nematicida sistémico.
Es un nematicida muy utilizado en
banano y plátano. Puede controlar bien Radopholus similis y Pratylenchus sp
aplicándolo en círculo completo alrededor de los 15 cm de la base de la planta en
dosis de 30 g/planta de Furadan 10 G (Cepeda, 1.996).
En banano, la recomendación de Furadan 10 G es de 20 a 30 gramos por
planta tres veces al año. Se recomienda la aplicación inmediatamente después
del deshije aplicándolo al hijo de sucesión (Araya, 1.995).
20
3.4.2 MICROORGANISMOS
Según Russell (1.973), citado por Cheng (1.990); (Daubenmire, 1.988);
(Gupta, 1.998); (Freckman, 1.998), los principales seres vivientes que habitan el
suelo pueden dividirse en bacterias, streptomyces, algas, hongos (especialmente
mohos), raíces, rizoides, rizomas, protozoarios, nematodos, ácaros, collembolas,
termitas, insectos (hormigas y escarabajos), lombrices de tierra, vertebrados
cavadores, entre otros. La población biológica es un importante componente de
ese ecosistema.
La severidad del daño de los fitonematodos puede reducirse si se crean
condiciones que favorezcan el desarrollo de los enemigos naturales que ya están
presentes en el suelo. La adición de materia orgánica incrementa sustancialmente
la actividad microbial de los suelos, porque proveen una fuente de carbono,
energía, y nutrientes para favorecer el crecimiento, actividad y número de
microorganismos (Bourguignon, 1.995).
Mediante la aplicación de materia orgánica o materiales vegetales para
combatir fitonematodos, se ha logrado una mejoría en el desarrollo de las plantas
(Christie, 1.982). Esto puede deberse a que una de las sustancias que producen
las bacterias y hongos superiores, entre otros, el ácido 3-indolacético y algunas
otras sustancias que estimulan el crecimiento de las plantas (Daubenmire, 1.988).
De acuerdo con Gowen (1.989), en suelo orgánico la competencia con las
otras especies de nematodos parece ser el factor más importante envuelto en la
dinámica de R. similis.
Los fitonematodos, como otras especies animales, pueden sufrir el ataque
de enfermedades y tienen muchos enemigos naturales. Se encuentran expuestos
a infecciones por esporozoarios, los cuales los pueden atacar interna o
externamente. También hay varios hongos que parasitan fitonematodos. Ellos los
pueden capturar o destruir de diferentes formas (Christie, 1.982).
21
Entre los hongos que controlan fitonematodos, están los conocidos como
atrapadores.
Estos hongos pueden capturar y matar nematodos.
Se han
identificado algunos de esos hongos, entre ellos: Arthrobotrys, Dactylaria,
Cephalosporium spp.
También se han encontrado ciertos hongos parasitando
internamente nematodos (Speijer y De Waele, 1.997).
De acuerdo con Yeates (1.981), citado por Edwards y Fletcher (1.992), las
lombrices de tierra son capaces de reducir las poblaciones de fitonematodos del
suelo, él reportó una reducción del 37 al 67 % en la población de fitonematodos
cuando fueron introducidas lombrices de tierra al suelo.
No obstante, Kerry
(1988), citado por Edwards y Fletcher (1.992), afirman que la disminución en la
población de fitonematodos pudo deberse a que las lombrices trasladaron en su
cuerpo hongos que controlan fitonematodos.
La supresión de fitonematodos ya se ha visto en muchos suelos cultivados,
en todos los casos, contrario a lo que se cree, la supresión de fitonematodos se ha
dado cuando el cultivo susceptible ha sido cultivado intensivamente en presencia
del fitonematodo. Como agentes causales de la supresión se citan a hongos
parásitos de hembras y huevos (Kerry, 1.992).
Las bacterias pueden interactuar con los nematodos de diversas formas:
neutralismo,
mutualismo,
protocooperación,
comensalismo,
competencia,
parasitismo y predación, todos esos términos son aplicados a la acción de las
bacterias sobre los nematodos y viceversa (Sayre, 1.992).
Además del efecto supresor sobre los fitonematodos, los microorganismos
del suelo son de gran importancia en el reciclaje de materia orgánica en
componentes nutritivos que son fácilmente absorbidos por las raíces de las
plantas. Un suelo pobre, a menudo tiene un bajo contenido de materia orgánica y,
consecuentemente, una baja población de microorganismos del suelo (Hussain et
al., 1.993; McGill y Myers, 1.987; Lavelle, 1.994).
22
El humus contiene nitrógeno, fósforo y potasio, estos no son disponibles
para las plantas sino hasta que el humus es descompuesto por los organismos del
suelo. Los nutrientes son transformados a formas inorgánicas y las plantas los
pueden absorber (CAST, 1.980).
En la cadena alimenticia, cada tipo de sustancia orgánica es descompuesta
sucesivamente por un organismo diferente (Doube, 1.998).
Si uno de esos
organismos es afectado, los ciclos de nutrimentos bajan de ritmo y los elementos
esenciales del suelo se agotan (Daubenmire, 1.988).
En un estudio realizado en plantaciones de banano en Costa Rica, la mayor
cantidad de protozoarios y bacterias se encontraron en la banda de
descomposición de un suelo bananero, la cual es la parte con mayor acumulación
de residuos de cosecha (Vargas y Flores, 1.996).
De acuerdo con Oades (1.984), citado por Woomer et al. (1.994); (Cepeda,
1.991), la actividad biológica en el suelo también depende de sus propiedades
físicas como por ejemplo la estructura, volumen de poros y permeabilidad. Pero
tanto los organismos grandes como los más diminutos producen exudados que
ayudan a agregar las partículas de suelo y formar unidades estructurales.
De acuerdo con Jenkinson y Ladd (1.981), citados por Sparling (1.998), la
biomasa microbiana del suelo se define como el componente vivo de la materia
orgánica del suelo sin incluir la macrofauna y las raíces de las plantas. La parte
más grande de la biomasa de invertebrados en el trópico húmedo la comprende
las lombrices de tierra (Lavelle, 1.994). En Costa Rica, desde el punto de vista
ecológico, se conocen 3 grupos de lombrices de tierra: epígeas, anécidas y
endógenas (Merino, 1.996).
Durante las últimas décadas, los efectos de las lombrices de tierra en los
procesos de fertilidad de suelos han sido medidos en algunos estudios (Lavelle,
1.992; citado por Fragoso et al., 1.993). La actividad de ellas mejora la fertilidad y
23
productividad del suelo, debido a que alteran las propiedades físicas y químicas
del mismo (Brady y Weil, 1.999). Las lombrices de tierra también mejoran la
aireación del suelo, y promueven el flujo del agua (Daubenmire, 1.988).
Muchas prácticas inapropiadas han disturbado los balances en los
ecosistemas naturales, afectando seriamente las comunidades de lombrices de
tierra y la salud de otros organismos (Fragoso et al., 1.993). La salud de un
organismo viviente es definida como su condición para mantener sus funciones
vitales normalmente y apropiadamente (Gupta y Yeates, 1.998).
3.4.2.1 Microorganismos Eficaces (EM)
Microorganismos Eficaces o EM, son una mezcla de microorganismos
benéficos, los cuales pueden ser aplicados como inoculantes para cambiar la
diversidad microbial de los suelos, por lo tanto, pueden mejorar la calidad del
suelo y el crecimiento, producción y calidad de los cultivos (APNAN, 1.999).
La existencia de microorganismos eficaces fue descubierta en la década
pasada por el Dr. Teruo Higa3. Su descubrimiento consistió, en que al aplicar al
suelo una mezcla de cultivos de varios microorganismos que tenía en laboratorio,
las plantas crecían más sanas y vigorosas que las plantas vecinas donde no había
la mezcla. De ahí nació el interés por conocer más sobre los efectos benéficos de
esos microorganismos (Higa, 1.996).
De acuerdo con Higa y Wididana (1.991), citados por Sangakkara (1.993),
las soluciones de EM aceleran la descomposición de materiales orgánicos y
liberan grandes cantidades de nutrientes, los cuales pueden estar disponibles para
que el cultivo los pueda utilizar.
3
Higa, T. 1.999. Microorganismos eficaces. Guácimo, C.R. (comunicación
personal).
24
Los microorganismos pueden ser ampliamente clasificados en tres tipos
dependiendo de sus funciones principales: sintetizadores, descomponedores y
tipos neutrales.
Los Microorganismos eficaces pueden ser considerados
principalmente del tipo sintetizador. Este tipo de microorganismos tiene efectos
benéficos en la agricultura y en los procesos medioambientales por generar un
amplio orden de sustancias bioactivas, muchas de esas sustancias producidas por
cultivos de EM pueden funcionar como antioxidantes (Higa, 1.995).
EM es una solución líquida.
Entre la mayoría de tipos y números
predominantes de microorganismos que comprenden los cultivos de EM están las
bacterias ácido-lácticas, levaduras, actinomicetes y bacterias fotosintéticas (Higa,
1.995).
La tecnología de EM ha sido investigada, desarrollada, y aplicada para
múltiples usos. Actualmente está siendo utilizada en más de 80 países alrededor
del mundo.
Está siendo muy usada tanto por pequeños como por grandes
agricultores en Japón, China, Tailandia, Indonesia, Brasil, Sri Lanka, Pakistán,
Myanmar (Burma), Taiwan, Korea, Canadá, y los Estados Unidos. En este último
país, ha sido aprobado por organizaciones de certificación orgánica reconocidas
oficialmente (Shoji, 1.998).
Algunas de las cosas que se pueden hacer a partir de EM son los abonos
orgánicos, iniciadores de compost, repelentes de insectos para las plantas,
tratamiento de desechos para controlar malos olores, suplementos para
alimentación animal, y otros (Higa, 1.995).
El EM es usado como una alternativa para reducir el uso de agroquímicos,
mejora el balance natural de la biología natural del suelo, volviéndolo sano y más
productivo (Higa, 1.995).
El EM ha demostrado ser valioso en aplicaciones agrícolas como
medioambientales.
Ha demostrado eficacia en proyectos de biorremediación,
tratamiento de desechos, tratamiento de agua por aplicaciones directas en
piedras, y otros. Ha sido usado también en agricultura orgánica y aplicaciones
25
agrícolas, donde su uso regular ha incrementado las cosechas y la calidad de la
producción (APNAN, 1.999; Shoji, 1.998).
Entre algunos de los efectos benéficos de EM están el que promueven la
germinación, floración, fructificación, y maduración en plantas; mejora los
medioambientes físicos, químicos y biológicos del suelo y suprime algunos
patógenos y plagas; aumenta la capacidad fotosintética de los cultivos; asegura
una mejor germinación y establecimiento de plantas; incrementa la eficacia de la
materia orgánica como fertilizante. A través de los efectos benéficos de EM, la
producción y calidad de los cultivos es mejorada (APNAN, 1.999).
Las raíces de las plantas segregan sustancias tales como carbohidratos,
aminoácidos, ácidos orgánicos y enzimas activas. Los microorganismos eficaces
usan esas secreciones para crecer, durante este proceso ellos también secretan y
proveen aminoácidos y ácidos nucleicos, una variedad de vitaminas y hormonas
para las plantas.
Por tal razón, en suelos donde existen microorganismos
benéficos en la rizósfera, las plantas crecen muy bien (APNAN, 1.999).
3.4.3 MATERIALES ORGANICOS
La calidad del suelo puede ser degradada por prácticas inapropiadas de
manejo. El suelo es el medio para el sostén de los ecosistemas. Se puede medir
su “salud” en base a indicadores físicos, químicos y biológicos (Pankhurst et al.,
1.998).
El cambio en el contenido de materia orgánica (M.O.) es probablemente el
mejor indicador simple de un cambio a largo plazo de la calidad del suelo. Una
clave para mejorar la calidad del suelo consiste en estabilizar o incrementar el
contenido de la M.O. (Papendick et al., 1.995).
Otro indicador de la salud de los suelos es la actividad microbial.
La
cantidad de biomasa microbial refleja el contenido de M.O. en un suelo (Sparling,
1.998). La M.O. en grandes cantidades puede aumentar la actividad y diversidad
26
microbial del suelo, propiedades que proveen un mayor efecto supresor de
patógenos (Brady y Weil, 1999; Cepeda, 1.996).
La M.O., además de los nutrientes que aporta al suelo, mejora la estructura
haciéndola más estable a las gotas de lluvia, provee ácidos orgánicos y fenoles,
mejora la capacidad de intercambio catiónico y capacidad tampón, y muchas
sustancias más como reguladores de crecimiento, antibióticos y otras sustancias
que favorecen el crecimiento de la planta (Vargas, 1.995; FAO, 1.995; López y
Espinoza, 1.995).
Varios científicos alrededor del mundo han comprobado que la aplicación
de M.O. al suelo reduce el ataque de plagas y enfermedades en los cultivos. La
resistencia o sensibilidad de la planta al ataque de plagas o enfermedades está
ligada al uso o no uso de pesticidas, nutrición y prácticas culturales adecuadas o
inadecuadas (Chaboussou, 1.995).
Contrario a lo que se cree, la aplicación de fertilizantes inorgánicos causa
desequilibrios en la planta, reduciendo su capacidad de proteosíntesis. Esto se
debe a que los fertilizantes de alta solubilidad matan los microorganismos debido a
su acidez o salinidad. Se habla de que las raíces se tornan viciadas y por esa
razón no se desarrollan (Chaboussou, 1.995).
La adición de materia orgánica al suelo puede afectar de dos formas las
poblaciones
de
fitonematodos:
1)Si
los
materiales
orgánicos
contienen
fitonematodos, estos puede aumentar las poblaciones de los mismos en el terreno
cultivado y empeorar la condición del cultivo; 2)Si el material orgánico está libre de
fitonematodos, este puede favorecer los microorganismos antagonistas a los
fitonematodos (CAST, 1.980).
Con la aplicación de materia orgánica se aumenta la producción de raíces
por la planta y la absorción de los minerales del suelo. La aplicación de materia
orgánica al suelo es la mejor manera de estimular la proteosíntesis y aumentar la
27
resistencia a fitonematodos, insectos, y otros (Chaboussou, 1.995). Esto se debe
a que algunos microorganismos tienen la capacidad de producir ciertas sustancias
tóxicas para otros. Los organismos que más se benefician con la aplicación de
materia orgánica al suelo, son probablemente los hongos atrapadores,
controladores de nematodos (Christie, 1.982).
Si grandes cantidades de M.O. son añadidas al suelo cultivado, los hongos
atrapadores y parásitos de fitonematodos pueden verse favorecidos. La materia
orgánica puede cambiar las propiedades del suelo de modo que se estimula a
estos hongos.
La M.O., dependiendo del origen, también puede producir
sustancias tóxicas para los fitonematodos (Cepeda, 1.996; FAO, 1.995).
La M.O. aporta al suelo compuestos energéticos como celulosa, lignina,
almidón, azúcares, grasas y proteínas, los cuales favorecen el crecimiento de
organismos saprófitos del suelo y al mismo tiempo otros organismos que los
pueden parasitar (Daubenmire, 1.988; Taylor, 1.968).
Ya que se conocen algunos de los enemigos naturales de los
fitonematodos, como un método de control se han incorporado algunos de ellos al
suelo cultivado.
Sin embargo, muchas veces esto no ha dado los resultados
deseados, debido principalmente a que no se han mantenido las condiciones
favorables para dichos organismos. De hecho, los enemigos naturales de los
fitonematodos surgen de manera natural cuando las condiciones del suelo son
favorables (Taylor, 1.968).
Una técnica que ha mostrado un efecto positivo en la supresión de
fitonematodos parásitos en el cultivo de banano, es la de coberturas con material
orgánico.
Esta técnica además de reducir las poblaciones de fitonematodos,
mejora el vigor de las plantas y en algunas situaciones puede alargar la vida
productiva de una plantación (Gowen, 1.993).
28
La adición de materia orgánica al cultivo de banano también ayuda, en
ocasiones, a mantener el suelo con temperaturas inferiores a los 20 oC lo cual
crea un ambiente desfavorable para el desarrollo de Meloidogyne javanica. De
esta forma, el número de generaciones de esta especie se ve reducido durante la
estación de crecimiento (Bello et al., 1.996).
Una limitante en el uso de materia orgánica como abono es su bajo
contenido de nutrientes; esto hace necesario el uso de grandes cantidades para
sostener los requerimientos de nutrientes del cultivo. La liberación lenta y pérdida
de nutrientes durante la descomposición y balances vitales de nutrientes tales
como las tasas de C:N también afecta el uso de materia orgánica (Sangakkara,
1.993).
Existen materiales orgánicos de diferente origen que se pueden aplicar al
suelo directamente o que necesitan ser convertidos en abono mediante procesos
de compostaje para aumentar su valor nutricional. Entre los más utilizados en el
trópico húmedo están los mismos desechos de banano cosechado, la gallinaza, y
el bokashi elaborado a partir de ambos.
3.4.3.1 Desechos de banano
La producción de banano genera grandes cantidades de residuos
orgánicos, tales como hojas, seudotallos, raquis, y fruta de rechazo.
Esos
desechos, los cuales durante mucho tiempo no se habían aprovechado de
ninguna forma, ahora pueden ser utilizados en la elaboración de abonos orgánicos
(Vargas, 1.995).
Las exigencias en cuanto a calidad del banano en los mercados de
exportación es la causa principal de la generación de grandes cantidades de
desechos de fruta y raquis en las plantaciones bananeras. Algunas estimaciones
de las cantidad de desechos orgánicos producidos en las plantas empacadoras y
29
plantaciones de banano en Costa Rica se pueden apreciar en el Cuadro 2 (Vargas
et al., 1.998).
De acuerdo a un estudio realizado a cabo en 1.994 por Solís (1.995), citado
por Vargas, et al., (1.998), se determinó que sólo 10% de la fruta de rechazo era
aprovechada, ya sea para mercado local, alimentación animal o para la
agroindustria. El resto de esa fruta se disponía en botaderos (53%) y trincheras
(36,40%). Mientras que el 65% del pinzote se dejaba en la plantación, el 35%
restante era colocado en botaderos.
Cuadro 1. Cantidad de desecho diario determinado en cuatro diferentes
fincas bananeras.
Promedio
San Pablo
Banasol
La Flor
Rebusca
-----------------------------------------TM/ha-----------------------------------------Diario
14,02
3,36
11,24
4,92
Anual
4.124,62
1.030,46
2.846,30
1.537,87
Fuente: Vargas, et al. (1.998).
Si los desechos de banano son aprovechados de alguna forma como
entradas en el sistema, se podrían obtener aportes nutricionales para el cultivo
con lo cual se reducirían los requerimientos de fertilizantes y se mejoraría el suelo
por el aporte también de materia orgánica (Vargas et al., 1.998).
Según Vargas y Laprade (1.997), citados por Vargas (1.998), la adición de
Kyusei EM y suelo en la elaboración de compost elaborado a partir de desechos
orgánicos de banano, aumentó los niveles de N, P, K y S en el producto final. El
valor nutricional de los materiales de desecho provenientes de la cosecha, se
puede apreciar en el Cuadro 3.
30
De acuerdo con Lahav y Turner (1.983), citados por Vargas y Flores
(1.995), en sistemas de alta productividad de banano, aproximadamente 199, 123,
660, 126, 76 y 50 kg/ha/año de N, P, K, Ca, Mg Y S respectivamente quedan en
los residuos de cosechas.
Si los desechos generados en la cosecha de banano no son tratados
adecuadamente, presentan problemas de contaminación. Una de las soluciones
sugeridas por Acuña, et al. (1.997) es que se pueden elaborar abonos orgánicos a
partir de los desechos, lo cual reduciría los costos en compra de fertilizantes.
Cuadro 2. Composición química promedio de los materiales de desecho
(pinzote y fruta de rechazo) al inicio y final de la biodegradación a
los 150 días.
---------------------------------------------Elementos------------------------------------------Fase
N
P
K
Ca
Mg
Fe
Cu
Zn
MN
C
-----------% sobre base fresca------------
---------------Mg/kg-----------------
Inicio
0,78
0,68
6,45
0,23
0,14
194,0
4,75
9,50
59,00 44,30
Final
0,86
0,30
2,65
0,94
0,82
45562 88,00
73,00
943,0 11,64
Adaptado de: Vargas, et al. (1.998).
La utilización de desechos de banano (raquis y fruta rechazada) como
abono orgánico es una práctica cada día más usual en las fincas bananeras de
Costa Rica (López et al., 1.995).
Las concentraciones de elementos en los diferentes órganos de la planta de
banano son variadas. Esto depende principalmente del clon. El clon "Valery"
tiene mayor cantidad de nutrimentos que el clon "Gran enano" en el racimo. En
promedio, la pulpa contiene más cantidad de N, P, K, Mg y S que la cáscara o que
31
%
el raquis.
El raquis tiene mayor concentración porcentual de todos los
nutrimentos, en especial de K, que la cáscara o la pulpa (Soto, 1.995).
3.4.3.2 Gallinaza
La gallinaza puede ser utilizada como abono por su alto contenido de
nitrógeno y material orgánico (Elzakker, 1.995). Una mezcla de las excretas de
aves contiene entre 18% a 35% de proteína cruda y fibra mínima como la forma
primaria de desecho (Ensminger, 1.992). La gallinaza fresca contiene alrededor
de 65% de agua (General home garden series, 1.974).
La gallinaza es la principal fuente de nitrógeno para la elaboración de
bokashi. Además del nitrógeno, la gallinaza también aporta otros nutrientes como
el fósforo, potasio, calcio, magnesio, hierro, manganeso, zinc, cobre y boro, con lo
cual mejora la fertilidad del suelo (Restrepo, 1.996).
La gallinaza no solo aporta los elementos mencionados, sino también
puede mejorar las propiedades físicas, dependiendo de su origen. De acuerdo a
esto, se tiene que la mejor gallinaza es la de cría de gallinas ponedoras bajo techo
y con piso cubierto.
Por el lado contrario, la gallinaza de pollos de engorde
contiene más agua y residuos de coccidiostáticos y antibióticos. Estos pueden
afectar la fermentación del bokashi (Restrepo, 1.996).
Una de las desventajas de hacer compost utilizando gallinaza, además del
tiempo más prolongado, es que la volatilización durante el compostaje es grande
si no se trabaja correctamente (Elzakker, 1.995). El 80 % del nitrógeno urinario
está presente como ácido úrico. Si el material no es manejado adecuadamente,
para prevenir la putrefacción, mucho del ácido úrico puede convertirse en
carbonato de amonio y perderse el valor de fertilizante (Ensminger, 1.992).
La cantidad, composición y valor de la gallinaza varía de acuerdo al tipo y
edad de las aves; peso, tipo y cantidad de alimento; tipo y cantidad de material
seco (aserrín, etc.). Una gallina puede producir 130 libras de excretas en un año
(General home garden series, 1.974). Por otro lado Ensminger (1.992), asegura
32
que 100 gallinas ponedoras pueden generar 1.091 Kg de gallinaza en 12 meses.
En el Cuadro 3 se pueden apreciar los valores de la composición de la gallinaza.
Cuadro 3. Rangos y valores medios en la composición química de gallinaza.
Análisis
Unidad
Valores
Humedad
%
3,40 – 12,60
Proteína cruda
%
19,10 – 33.40
Fibra cruda
%
9,90 – 18,20
Cenizas
%
23,20 – 37,30
PH
7,50
Relación C/N
13,00
Materia orgánica
%
44,70
Nitrógeno
%
2,04
Calcio
%
5,60 – 11,10
Fósforo
%
2,10 – 2,80
Potasio
%
1,70 – 3,30
Magnesio
%
0,40 – 1,03
Hierro
%
0,10 – 0,40
Zinc
Ppm
210 – 448
Cobre
Ppm
47 – 94
Manganeso
Ppm
190 – 450
Sodio
Ppm
0,10 – 0,96
Fuente: Botero (1.984); FAO (1.995).
33
El uso de gallinaza en grandes cantidades también puede traer problemas
de varios tipos: depresión de la producción del cultivo (creando problemas de
sales en el suelo), problemas de nitratos, exceso de nitratos en aguas
subterráneas, entre otros. Por ello se han realizado estudios para determinar la
cantidad que se puede usar y evitar el tipo de problemas mencionados. En uno de
los estudios se determinó que se pueden aplicar de 5 a 20 toneladas/acre/año tras
año con beneficios (Ensminger, 1.992).
Sin embargo la aplicación de 20 toneladas no se podrían realizar todos los
años, debido a las altas concentraciones de sales y nitrato que se pueden
acumular en el suelo. La cantidad a aplicar puede variar de acuerdo al tipo de
suelo, temperatura, precipitación, etc. Además de lo anterior ya hay limitaciones
en varios países sobre del uso de gallinaza pura, sin tratamiento, debido a
problemas de contaminación (Ensminger, 1.992). En Costa Rica, por ejemplo, el
uso de gallinaza sin tratamiento está prohibido por el Ministerio de Salud.
La aplicación de gallinaza en el cultivo de banano se ha venido realizando
con el fin de mejorar algunas propiedades del suelo. Entre las ventajas de esta
fuente de fertilización orgánica están que pueden suplir al cultivo de algunos
elementos, principalmente nitrógeno; retienen mejor algunos nutrimentos y
favorecen la biodiversidad del suelo (Flores y Acuña, 1.997).
3.4.3.3 Bokashi
Bokashi es una palabra japonesa la cual significa "materia orgánica
fermentada".
Tradicionalmente el bokashi ha sido elaborado mediante la
fermentación de materia orgánica, como por ejemplo cascarilla de arroz, torta de
aceite, harina de pescado, etc. por suelo de bosque o montañas, el cual contiene
varios microorganismos. Sin embargo, en la actualidad es mayormente preparado
con EM. El bokashi ha sido usado por agricultores japoneses como enmiendas de
34
suelo para incrementar la diversidad microbial de los suelos y suplir nutrientes a
los cultivos (APNAN, 1.999).
Bokashi es equivalente a compost, con la diferencia que el bokashi es
preparado por la fermentación de la materia orgánica con EM. Además, el bokashi
puede ser usado a los 3 - 14 días después de inoculado con EM. El bokashi
puede ser usado para la producción aún sin que la materia orgánica haya sido
descompuesta completamente como en el caso del compost (APNAN, 1999).
Mientras que con el compost se busca suplir la nutrición inorgánica, con la
aplicación de bokashi al suelo se puede activar y mejorar la cantidad de
microorganismos benéficos.
Sin embargo con el bokashi también se suplen
algunos nutrimentos al cultivo (cuadro 4). El EM-bokashi, es un abono orgánico
tipo bokashi elaborado con la inoculación con EM. El EM adicionado al bokashi
mejora la calidad del material (Shintani, 1999).
Cuadro 4. Valores del análisis químico de bokashi elaborado en la EARTH a
partir de desechos de banano y gallinaza.
Material
N
P
K
Ca Mg
Fe
-% sobre base frescaDes. Banano* 0,9 0,1 3,1 0,9 0,2
Cu
Zn
Mn
-----------Mg/kg-----------
Hum. M.O.
C:N
------%------
197,5
9,5
11,5
26,0
85,0
73,4
49,7
Bokashi**
1,3 0,1 2,5 0,4 0,1 1045,0
6,0
15,0
100,0
80,3
87,4
39,6
Bokashi***
1,8 0,8 4,1 2,9 0,3 2093,0 17,0 125,0 237,0
81,3
76,5
24,5
Bokashi****
1,6 0,7 3,6 1,7 0,3 1796,0 18,0 119,0 222,0
78,7
79,6
28,5
Bokashi*****
1,2 0,3 3,1 2,3 1,0 3325,7 21,0
73,3
65,8
32,3
*Fruta y raquis picados y fresco
**15 días de tratamiento sin gallinaza
***De gallinaza 8 días antes de completar maduración
****Con gallinaza 4 días antes de cosecha
*****12 días de tratamiento
35
67,3
209,0
Una de las ventajas comparativas del bokashi contra el compost, es que
durante el calentamiento que sufre el compost en su elaboración son eliminados, a
excepción de Bacillus spp., la mayoría de los microorganismos que habitaban en
un comienzo ese material. Por ello se ha recurrido a la inoculación del compost
con organismos benéficos, después que ha alcanzado su temperatura máxima. El
resultado se ha visto en una mejor supresión de enfermedades de las plantas
cuando se ha aplicado este material inoculado (Hoitink et al., 1.997).
Cuando el bokashi es aplicado al suelo, la materia orgánica puede ser
utilizada como alimento por los microorganismos efectivos para crecer, al mismo
tiempo que suplen los nutrientes para el cultivo (APNAN, 1.999).
El bokashi es clasificado como bokashi aeróbico y bokashi anaeróbico
basado en los procesos de manufactura. Las ventajas y desventajas de ambos
son las siguientes:
Tipo aeróbico
-Ventaja: puede ser producido en grandes cantidades.
El período de
fermentación es más corto que en el tipo anaeróbico.
-Desventaja: la energía de la materia orgánica se pierde, si la temperatura
durante la fermentación no es controlada.
Tipo anaeróbico
-Ventaja: mantiene la energía (nutrición) de la materia orgánica.
Esta
condición es similar al ensilaje.
-Desventaja: mal manejo causa desperdicio.
En Japón, el tipo anaeróbico es popular, pero en Tailandia el tipo aeróbico
es ampliamente usado (APNAN, 1.999).
El bokashi puede utilizar cualquier tipo de materia orgánica. Por ejemplo,
los siguientes materiales pueden ser utilizados como materia orgánica en la
preparación de bokashi:
Cascarilla de arroz, desechos de cosecha de maíz, afrecho de trigo, harina
de maíz, cáscara de frijol, granza de arroz, torta de aceite, torta de semilla de
36
algodón, barro, bagazo, maleza picada, aserrín, fibra de coco y cáscaras, residuos
de cultivos tales como racimos de palma de aceite vacíos, harina de pescado,
harina de hueso, estiércol de cualquier animal, gallinaza, algas marinas,
caparazón de cangrejo y materiales similares (APNAN, 1.999).
Sin embargo, la semolina de arroz es recomendada como un importante
ingrediente de bokashi, por su contenido excelente de nutrientes para los
microorganismos. Es deseable combinar materia orgánica con baja y alta relación
C:N.
Generalmente el uso de al menos tres tipos de materia orgánica es
recomendado para incrementar la diversidad microbial (APNAN, 1.999).
Es conveniente adicionar madera o carbón de cascarilla de arroz, algas
(kelp), ceniza de paja y madera al bokashi. Esos materiales porosos mejoran las
condiciones físicas del suelo y mantienen la capacidad nutritiva del mismo. Ellos
también actúan como puntos de abordaje para los microorganismos efectivos
(APNAN, 1.999).
Higa (1.996) recomienda la aplicación de 200 g de bokashi por metro
cuadrado de superficie en suelos con un contenido medio a alto de materia
orgánica. En suelos pobres en materia orgánica se puede adicionar hasta 1 kilo
por metro cuadrado.
En Japón existe suficiente información sobre la forma de conseguir
microorganismos benéficos de la naturaleza para la preparación de bokashi.
También se venden algunos preparados microbianos que pueden ser usados
como inóculo en la preparación de bokashi (Shintani, 1.999).
En la Escuela de Agricultura de la Región Tropical Húmeda (EARTH), se
está aplicando la tecnología del EM con buenos resultados. La finca bananera de
la EARTH está produciendo alrededor de 25 toneladas de bokashi semanalmente
y no se han tenido problemas de malos olores ni presencia de moscas (Ver Figura
1). Para transformar el desecho de banano en bokashi se tardan más o menos 14
días (Shintani, 1.999).
37
En un estudio realizado en el cultivo de banano por Dubon (1.998) mediante
la aplicación de 1 kg de bokashi de boñiga por planta al momento de la siembra y
1 kg/planta cada 5 semanas, se logró una reducción en la población general de
fitonematodos. En otro estudio realizado por el autor (1.999) en el mismo cultivo,
se encontró que las plantas a las cuales se les había aplicado bokashi de banano
y excretas de ganado bovino en dosis de 3 kg/planta cada 5 semanas durante 18
meses, tuvieron poblaciones de Radopholus similis muy bajas comparadas con
plantas de un sistema convencional donde se realizan aplicaciones de 2 a 3 ciclos
de nematicida/año.
a
b
c
Figura 1. Diferentes fases en la elaboración de bokahi de desechos de
banano: a)mezcla con aserrín, b)inoculación con EM y volteo, y
c)bokashi listo para ser utilizado.
A pesar de muchas experiencias positivas, en un trabajo realizado por León
(1.998), la aplicación de bokashi de dos fuentes de materiales orgánicos (boñiga y
desecho de banano) en diferentes dosis al cultivo de banano, no mejoró
significativamente el contenido de los macroelementos en las plantas tratadas en
comparación con plantas que no recibieron ningún tratamiento en 8 meses de
evaluación.
38
4
4.1
MATERIALES Y MÉTODOS
DISEÑO EXPERIMENTAL
El diseño experimental que se utilizó fue el de bloques completamente al
azar con 7 tratamientos. Se utilizaron dos cultivos: uno perenne (Banano) y otro
de ciclo corto (Sorgo) con el fin de estudiar los efectos de los materiales
empleados en esas dos condiciones de cultivo de diferentes ciclos.
Los
tratamientos que se evaluaron fueron los siguientes:
•
Tratamiento 1. Bokashi de desechos de banano
•
Tratamiento 2. Bokashi de gallinaza
•
Tratamiento 3. Desechos de banano
•
Tratamiento 4. Gallinaza
•
Tratamiento 5. Microorganismos eficaces (EM)
•
Tratamiento 6. Nematicida (testigo químico)
•
Tratamiento 7. Testigo absoluto
El nematicida empleado fue Furadan 10-G. Como desechos de banano se
utilizaron fruta de rechazo y raquis picado fresco y mezclados. Las cantidades y el
método de aplicación de los diferentes materiales utilizados se describen más
adelante.
El experimento se llevó a cabo en una plantación de banano con tres años
de producción. Se optó por hacer esta evaluación a nivel de campo debido a que
resulta más confiable que hacerla en laboratorio. Muchas veces en laboratorio,
39
utilizando suelo estéril, los resultados obtenidos en este tipo de experimentos no
son muy confiables, esto se debe a que los organismos antagónicos a los
nematodos están interrelacionados con la demás microflora y microfauna del suelo
(Cepeda, 1.996), por ello resulta más conveniente llevar a cabo el experimento en
condiciones naturales.
El área seleccionada, antes de ser dedicada a la producción de banano, era
potrero, la misma corresponde al proyecto de banano 2-B de la Finca Comercial
de la Escuela de Agricultura de la Región Tropical Húmeda (EARTH), localizada
en la Zona Atlántica de Costa Rica, a una altitud de 60 msnm, con una
precipitación promedio anual de 3600 mm, y temperatura de 25 ºC promedio
mensual. La precipitación acumulada durante los meses de evaluación (mayo a
setiembre) fue de 320 mm, y fue la más alta de 300 mm en julio y la mínima 28
mm en mayo. Mientras que la temperatura promedio del suelo durante los mismos
meses fue de 28 °C (Anexo 22).
De acuerdo a la clasificación de suelos para el cultivo de banano, el suelo
de la parcela es de clase III. El área está descrita en la unidad cartográfica del
mapa de suelos de la EARTH como “Complejo Dos Novillos”, y en la unidad
taxonómica como suelo “Typic Hapludand”. Se usaron plantas de banano (Musa
AAA) subgrupo "Cavendish", clon “Gran enano”.
La frecuencia de aplicación de nematicidas en la parcela desde su
establecimiento ha sido de dos ciclos al año. La última aplicación de nematicidas
se hizo el 6 de octubre de 1998, en esa ocasión se utilizó Terbufos. El control de
malezas se realiza con 6 ciclos de herbicidas (Glifosato) al año.
anuales de fertilización son de 13, aplicando 3 sacos/ciclo/ha.
Los ciclos
El control de
Sigatoka negra (Mycosphaerella fijiensis) se lo realiza mediante 52 riegos aéreos
al año.
40
La parcela de banano se dividió en 4 bloques y cada bloque en siete
parcelas, constituyendo cada una un tratamiento. Cada parcela consistió de 5
plantas con emisión reciente del racimo o próximas a la floración (Figura 2).
Para determinar el efecto de los diferentes tratamientos sobre los
fitonematodos que atacan el cultivo de banano, se utilizaron también plantas de
sorgo (Sorghum bicolor).
Se empleó este cultivo porque además de haberse
comprobado en varios experimentos como hospedero del fitonematodo del
volcamiento (como se cita en la sección de revisión de literatura), se hizo una
evaluación preliminar en donde esto se reconfirmó (Anexo 20 ).
Para las plantas de sorgo (Sorghum bicolor) se utilizaron 9 bolsas con dos
plantas cada una. Es decir, se contó con 18 plantas por cada tratamiento.
Para el llenado de las bolsas se utilizó suelo de la misma parcela
experimental de banano.
Además, se mezcló el suelo con raíces de banano
altamente infestadas de fitonematodos, y adicionalmente se inoculó el suelo de
cada bolsa con 70 mL de una mezcla de raíces banano licuadas en agua. La
mezcla consistió de 4 litros de agua y 400 gramos de raíces. Las raíces usadas
se seleccionaron tomándose en cuenta que presentaran las lesiones típicas
ocasionadas por fitonematodos.
4.2
MATERIALES Y MODO DE APLICACIÓN
4.2.1 BANANO
Se realizó una primera aplicación de 5 kg/planta de cada uno de los
siguientes materiales: bokashi de desecho de banano, bokashi de gallinaza,
desecho de banano (fruta y raquis), y gallinaza, posteriormente se hicieron dos
aplicaciones a las 8 y 16 semanas después de la primera, utilizando 3 kg/planta de
41
los mismos materiales.
Las aplicaciones se hicieron en la base del hijo de
sucesión, en forma de media luna (Figura 3).
El nematicida que se utilizó fue Furadan 10-G, el cual se aplicó en dosis
similares a las usadas en la finca bananera de EARTH: 20 gramos/planta. Se
aplicó dos veces el nematicida en media luna frente al hijo de sucesión.
La
segunda aplicación se hizo 8 semanas después de la primera.
El EM se aplicó a una dosis de 2 litros/planta a una concentración del 1 %.
Al igual que para los tratamientos anteriores, en este caso la aplicación se hizo en
media luna frente al hijo de sucesión.
Figura 2. Planta muestreada
Figura 3. Modo de aplicación al hijo
Todas las aplicaciones se hicieron al entrar en el período de lluvias (de
mayo a septiembre); las aplicaciones se realizaron luego de una precipitación leve
durante el día, esto se hizo con el fin de asegurar que el suelo y los materiales
orgánicos, permanecieran húmedos para que pudieran sufrir procesos de
descomposición completa, e incorporación en el suelo de la parcela. Todos los
42
materiales a excepción del nematicida se aplicaron 3 veces, dejando pasar un
período de 8 semanas entre cada aplicación.
4.2.2 SORGO
Para las plantas de sorgo (Sorghum bicolor) se utilizaron los mismos
tratamientos que se usaron para el banano. La aplicación se realizó alrededor de
las plantas, en cada bolsa. Se aplicaron dosis de 0.25 kg/bolsa de los materiales
orgánicos y 10 g/bolsa del mismo nematicida utilizado en banano. La aplicación
de los tratamientos en el sorgo se realizó a los 30 días después de la siembra.
4.3
MUESTREO DE RAICES
4.3.1 BANANO
Con el fin de determinar la población inicial de fitonematodos en la parcela
experimental antes de realizar la primera aplicación de los distintos tratamientos,
se tomaron 4 muestras de raíces (1 muestra por bloque). Cada muestra consistió
de 3 plantas. El número de plantas muestreadas para el segundo y tercer análisis
fue el mismo.
El segundo y tercer muestreo se realizaron a las 12 y 23 semanas
respectivamente, después de haber realizado la primera aplicación.
En todos los muestreos se determinó el peso total de las raíces y las raíces
funcionales.
4.3.2 SORGO
Para las plantas de sorgo (Sorghum bicolor), se hizo el análisis de raíces a
los dos meses después de la siembra. El muestreo se realizó en la etapa de
floración, ya que de acuerdo con House (1.982), las plantas han alcanzado su
43
máximo crecimiento vegetativo en este período. Cada muestra consistió de 4
plantas. Además del conteo de fitonemátodos, se pesaron las raíces totales y
funcionales.
Al final del experiemento se midió también el crecimiento de las
plantas (altura) y la producción de biomasa (peso total).
4.4
METODOLOGÍA DE MUESTREO
Los muestreos en banano se realizaron en la base del hijo de sucesión con
la ayuda de un palín de 30 cm de largo y 13 cm de ancho. La muestra consistió
de 13 cm x 13 cm x 30 cm de suelo en la base del hijo. Se tomaron todas las
raíces que se encontraban en los 5.070 cm3 de volumen de suelo. El muestreo a
los hijos de sucesión resulta más confiable que hacerlo a la planta madre recién
florecida o al intermedio hijo-madre (Araya, 1.997).
Una vez recolectadas las raíces, estas se lavaron en un tamiz y se
almacenaron en una cámara de refrigeración a 14 °C por 24 horas hasta su envío
al laboratorio. De acuerdo con Araya y Cheves (1.996), el almacenar las muestras
de raíces de banano en cámara de refrigeración entre 12 °C a 15 ºC y durante
períodos largos de hasta 96 horas después del muestreo, no afecta el número de
fitonematodos encontrados en el análisis.
4.5
METODO DE CONTEO DE NEMATODOS Y RAÍCES
El análisis de raíces para conteo de fitonematodos se llevó a cabo en el
laboratorio de Nematología de CORBANA.
El método de recuperación de
fitonematodos utilizado en dicho laboratorio fue el de licuado y tamizado de las
raíces, desarrollado por Taylor y Loegering (1.953).
De acuerdo con Araya y
Centeno (1.997), este método es el más utilizado en Costa Rica. También se
pesaron las raíces funcionales y no funcionales.
44
4.6
DISTRIBUCIÓN DE LOS TRATAMIENTOS AL AZAR
DB
NE
TA
GA
BG
BB
EM
GA
BG
BB
EM
DB
TA
NE
BB
TA
NE
BG
GA
EM
DB
EM
GA
DB
TA
BB
NE
BG
EM= Microorganismos eficaces
GA= Gallinaza
DB= Desechos de banano
TA= Testigo absoluto
BB= Bokashi de desechos de banano
NE= Nematicida
BG= Bokashi de gallinaza
4.7
ANALÍSIS DE RESULTADOS
Para el análisis estadístico de los resultados se hizo el análisis de varianza y
la prueba de Duncan. Se utilizó el programa de cómputo PC.SAS v6.12. También
se hizo el análisis de eficiencia, mediante la siguiente fórmula:
% E= %Rt-%Rc; donde %Rt= Pf – Pi * 100/Pi
%Rt= porcentaje de rendimiento del tratamiento
%Rc= porcentaje de rendimiento del control
Pi= población inicial
Pf= población final
45
5
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
En los Anexos 17 al 21, se presentan los resultados completos de los análisis
de laboratorio correspondientes al conteo de fitonematodos, raíces totales,
funcionales y no funcionales por tratamiento encontrados en cada bloque, tanto
para el cultivo de banano como para el sorgo. Mientras que los resultados del
análisis estadístico se presentan en los Anexos 1 al 16 de la misma sección.
5.1
BANANO
Los resultados correspondientes al porcentaje de eficiencia de cada uno de
los tratamientos para las variables: fitonematodos totales, Radopholus similis,
Helicotylenchus, Meloidogyne, raíces totales y raíces funcionales se resumen en el
Cuadro 4. A continuación se describen dichos resultados por separado.
5.1.1 FITONEMATODOS
5.1.1.1 Fitonematodos totales
Se
encontraron
tres
Helycotylenchus y Meloidogyne.
géneros
de
fitonematodos:
Radopholus,
En todos los muestreos, las mayores
poblaciones fueron de R. similis. Para el primer, segundo y tercer muestreo fueron
de 77%, 72% y 86 %, respectivamente en relación a la cantidad total de
fitonematodos.
El segundo lugar lo ocupó el fitonematodo del género
Helicotylenchus, el cual presentó valores de 20%, 13% y 8% en el mismo orden de
muestreo. Mientras tanto, el menor porcentaje en población se encontró para
Meloidogyne, el cual estuvo en 3%, 15% y 6% en cada muestreo. Se sumaron los
promedios de cada tratamiento para presentar la población total.
46
De acuerdo a los resultados, a excepción de los tratamientos con EM y
gallinaza, se tuvo que en todos hubo la misma tendencia (Ver Figura 4). El EM y
la gallinaza presentaron una tendencia a la baja en las poblaciones totales de
fitonematodos. En la primera evaluación, la población total de fitonematodos era
considerablemente alta, ya que no existía efecto del tratamiento, por lo que su
comportamiento es igual al testigo absoluto.
Para todos los tratamientos, la
población inicial bajó considerablemente en el segundo muestreo.
En los
tratamientos con desechos de banano, bokashi de desechos de banano,
nematicida, bokashi de gallinaza y las plantas sin tratamiento, la población
aumentó para el tercer muestreo.
12 semanas
23 semanas
40000
a*
35000
30000
a*
25000
20000
ab
ab
ab
ab
15000
10000
5000
0
te
st
ig
o
E.
M
.
b
ne
m
at
ic
id
a
de
s.
ba
n.
ga
llin
az
a
bo
k.
ba
n.
bo
k.
ga
ll.
Nematodos/100 g raíz
previa aplicación
Tratamientos
*Prueba de Duncan clasifica grupos iguales con la misma letra.
Figura 4. Variación en la población de fitonematodos totales en los tres
muestreos para cada tratamiento en banano.
El mayor porcentaje de eficiencia en el control lo tuvo el EM. Este llegó a
reducir la población total de fitonematodos en un 53%, en relación al testigo
absoluto. El tratamiento con desechos de banano fue nulo. El nematicida usado
47
redujo significativamente la población de fitonematodos totales después de la
primera aplicación.
No obstante, a diferencia de los demás tratamientos, esa
población aumentó considerablemente para la tercera evaluación.
Los
porcentajes de eficiencia para el nematicida y los bokashis fueron de 3% y 4%
respectivamente. Mientras que la gallinaza redujo la población inicial en un 2%
hasta el final del experimento.
El EM pudo reducir en mayor medida las poblaciones de fitonematodos en
su mayoría, debido a que los microorganismos eficaces no tenían un medio
favorable para su sobrevivencia en la supercie del suelo, por lo cual se alojaron en
la parte más interna, donde pudieron ejercer algún efecto supresor más directo e
inmediato sobre los fitonematodos que los bokashis, sin embargo el efecto del EM
puede darse a corto plazo, hasta que desaparezcan debido a que no cuentan con
condiciones favorables para mantener sus funciones vitales en el suelo.
Los dos tipos de bokashi utilizados no tuvieron mejor efecto supresor que el
EM, debido posiblemente a que los microorganismos eficaces incorporados en el
material permanecieron en el mismo por más tiempo. Por ello se puede decir que
dichos microorganismos no cumplieron su efecto en la zona donde se encuentran
las raíces.
Si se continuara con las aplicaciones de bokashi, se esperaría que el efecto
supresor sería mayor, ya que ese material se va incorporando al suelo con el paso
del tiempo aumentando el número de organismos que controlan fitonematodos.
Durante el tiempo de evaluación la temperatura del suelo favoreció la
multiplicación de los fitonematodos de todos los géneros, ya que esta estuvo por
arriba de los 26 °C a lo largo del experimento. Sumado a la temperatura del suelo,
la precipitación también favoreció el movimiento de los fitonematodos en el suelo y
por ende su supervivencia.
evaluación.
La precipitación aumentó conforme el tiempo de
Hasta el mes de julio, cuando se hizo el segundo muestreo, la
48
temperatura estuvo en aumento. Precisamente en ese mes se registró la mayor
cantidad de precipitación (300 mm). Después del mes de agosto, a pesar que no
se cuenta con datos de precipitación, esta se mantuvo constante (200 a 300
mm/mes).
De acuerdo al análisis de varianza, hubo diferencias significativas del
cambio en la población de fitonematodos entre las tres evaluaciones, a excepción
del testigo absoluto. En el mismo análisis no hubo diferencia entre todos los
tratamientos (Pr>F= 0.1415), mientras que en la prueba de Duncan sí (Anexos 1 y
7).
5.1.1.2 Radopholus similis
Las poblaciones de R. similis variaron significativamente en cada
tratamiento a lo largo del experimento.
Al final, los únicos tratamientos que
redujeron la población inicial fueron el EM y la gallinaza. El mayor porcentaje de
eficiencia en el control lo tuvo el EM, el cual logró reducir la población inicial de R.
similis en un 77%. La gallinaza tuvo un 11% de eficiencia en la reducción del
fitonematodo.
El bokashi de banano y de gallinaza lograron un control muy
parecido al de nematicida.
Esos porcentajes fueron de 5%, 11% y 10%
respectivamente. Los desechos de banano no lograron ningún control. Al final del
experimento la población en ese tratamiento fue 108% mayor que en el control.
En la figura 5 se puede ver que la tendencia fue la misma en todos los
tratamientos, a excepción del EM y el testigo.
Todos los tratamientos, a excepción del testigo, experimentaron una
reducción en las poblaciones después del primer muestreo.
El EM redujo la
población de R. similis a lo largo del experimento. El nematicida tuvo el mejor
control inicial sobre las poblaciones de Radopholus similis, no obstante en el tercer
muestreo aumentó tres veces la población encontrada en el segundo muestreo.
49
Un incremento similar se observó en las plantas tratadas con desechos de
banano.
previa aplicación
Nematodos/100 g raíz
30000
12 semanas
23 semanas
a
25000
20000
ab
15000
ab
ab
ab
ab
10000
5000
b
.
M
E.
bo
k.
ga
ll.
bo
k.
ba
n.
ga
llin
az
a
de
s.
ba
n.
ne
m
at
ici
da
te
st
ig
o
0
Tratamientos
Figura 5. Variación en la población de R. similis en los tres muestreos para
cada tratamiento en banano.
De acuerdo al análisis estadístico, en la prueba de varianza para todos los
tratamientos no hubo diferencias significativas entre las 3 evaluaciones ni entre
tratamientos (Pr>F= 0.2310), pero sí en la prueba de Duncan (Anexos 2 y 8).
5.1.1.3 Helicotylenchus
El comportamiento en las poblaciones de Helicotylenchus en los diferentes
tratamientos se puede ver en la figura 6.
El mejor control hasta el final del
experimento lo tuvo el EM (74% de eficiencia). A diferencia que en el caso del R.
similis, la gallinaza y el nematicida tuvieron un porcentaje de eficiencia similar en
el control (68%).
El bokashi de banano redujo la población inicial en 38%.
50
Mientras que el bokashi de gallinaza tuvo un 24% de eficiencia en la reducción de
la población inicial. Aunque, los desechos de banano tuvieron el menor porcentaje
de eficiencia, estos también bajaron la población en un 21%.
previa aplicación
12 semanas
23 semanas
3500
a
Nematodos/100 g raíz
3000
2500
ab
ab
2000
ab
1500
1000
b
b
b
500
E.
M
.
ll.
ga
k.
bo
bo
k.
ba
n.
a
az
llin
ga
de
s.
ba
n.
at
m
ne
te
st
ic
ig
id
o
a
0
T r a ta m i e n t o s
Figura 6. Variación en la población de Helicotylenchus en los tres muestreos
para cada tratamiento en banano.
Al igual que en el caso del R. similis, los fitonematodos de este género se
redujeron significativamente entre el primer y segundo muestreo en todos los
tratamientos. Las plantas tratadas con nematicida tuvieron un ligero incremento
entre el segundo y tercer muestreo. Este incremento fue mayor en las plantas a
las que se les aplicó desechos de banano.
De acuerdo al análisis de varianza, solamente el bokashi de gallinaza, el
bokashi de banano y el control no presentaron diferencias significativas entre las
tres evaluaciones, tampoco hubo diferencias entre tratamientos (Pr>F= 0.1130).
En la prueba de Ducan sí se encontráron diferencias estadísticas entre los
tratamientos (Ver Anexos 3 y 9).
51
5.1.1.4 Meloydogyne
Para el caso de Meloidogyne, como se puede ver en la figura 7, en todos
los tratamientos, a excepción del bokashi de banano se dio la misma tendencia.
En este caso, el mejor control lo tuvo el bokashi de gallinaza, el cual redujo la
población al final del experimento en un 460%. Seguido estuvo el nematicida, con
una eficiencia del 440%. La gallinaza logró una eficiencia del 420 % en relación al
testigo absoluto. Los demás tratamientos no lograron ningún control, pues las
poblaciones aumentaron.
previa aplicación
12 semanas
23 semanas
Nematodos/100 g raíz
3500
3000
a
2500
2000
a
1500
a
a
1000
a
a
500
a
E.
M
.
bo
k.
ga
ll.
ga
llin
az
a
bo
k.
ba
n.
de
s.
ba
n.
ne
m
at
ic
id
a
te
st
ig
o
0
Tratamientos
Figura 7. Variación en la población de Meloidogyne en los tres muestreos
para cada tratamiento en banano.
Hubo un incremento en las poblaciones entre el primer y segundo muestreo
para todos los tratamientos. Después del segundo muestreo, a excepción del
bokashi de banano, se vio una tendencia a la baja en todos los tratamientos. Sin
embargo el cambio entre los tres muestreos no es estadísticamente significativo
52
para ninguno de los tratamientos ni entre tratamientos (Pr>F= 0.4378) en el
análisis de varianza ni en la prueba de Duncan entre tratamientos (Anexos 4 y 10).
5.1.2 RAÍCES
5.1.2.1 Raíces totales
Como se puede ver en la figura 8, en las plantas tratadas con gallinaza,
desechos de banano, bokashi de banano, nematicida y bokashi de gallinaza hubo
un incremento en la cantidad de raíces totales.
previa aplicación
12 semanas
a
300
Peso de raíces (g)
23 semanas
a
ab
250
bc
200
cd
d
150
d
100
50
E.
M
.
bo
k.
ga
ll.
bo
k.
ba
n.
ga
llin
az
a
de
s.
ba
n.
ne
m
at
ic
id
a
te
st
ig
o
0
Tratamientos
Figura 8. Variación en la cantidad de raíces totales en los tres muestreos
para cada tratamiento en banano.
El tratamiento que tuvo el mayor porcentaje de raíces totales al final del
experimento fue el de bokashi de banano (140%). Este estuvo seguido por el
bokashi de gallinaza, el cual produjo un aumento del 137% en la cantidad de
raíces totales. La gallinaza sin tratar también logró un alto porcentaje de eficiencia
(110%). El nematicida estuvo en cuarto lugar con un porcentaje de eficiencia en la
53
producción de raíces de 80%. Contrario a lo que se esperaba, el EM tuvo un
porcentaje de eficiencia mayor (45%) que los desechos de banano (20%).
Los dos bokashis y la gallinaza mejoraron la estructura y aireación del suelo
creando condiciones favorables para el desarrollo de las raíces de las plantas
tratadas con esos materiales. A pesar de la precipitación registrada durante los
meses de evaluación (200 a 300 mm), el suelo pudo mantener condiciones más
favorables para el desarrollo de raíces en esos tratamientos que en donde se
aplicaron los demás.
Estadísticamente (Anexos 5 y 11) en el análisis de varianza y en la prueba
de Duncan, a diferencia del tratamiento con desechos de banano, en todos los
demás hubo un cambio significativo entre todas las evaluaciones y entre
tratamientos (Pr>F=0.0001).
5.1.2.2 Raíces funcionales
Como se puede ver en la figura 9, el porcentaje de raíces hasta el final del
experimento tuvo un incremento en todos los tratamientos.
El bokashi de banano tuvo el mayor porcentaje 200% en el aumento de las
raíces funcionales al final del experimento.
Este estuvo cerca del bokashi de
gallinaza, el cual logró un aumento del 177% de las raíces. La gallinaza y los
desechos de banano tuvieron una eficiencia del 158% y 38% respectivamente.
Mientras que el EM y el nematicida presentaron una eficiencia del 67% y 129%.
54
a
23 semanas
a
ab
bc
c
s.
de
at
m
.
M
E.
ba
id
ic
ig
ne
n.
ga
llin
az
a
bo
k.
ba
n.
bo
k.
ga
ll.
a
c
st
te
12 semanas
a
900
800
700
600
500
400
300
200
100
0
o
Peso de raíces (g)
previa aplicación
Tratamientos
Figura 9. Variación en la cantidad de raíces funcionales en los tres
muestreos para cada tratamiento en banano.
En el análisis de varianza, las plantas tratadas con EM y las que no
recibieron tratamiento no presentaron diferencias estadísticamente significativas a
lo largo del experimento, los demás tratamientos sí. Para este análisis sí hubo
diferencias entre tratamientos (Pr>F= 0.0001). En la prueba de Duncan sí se
presentaron diferencias significativas entre los tratamientos (Anexos 6 y 12).
Como se puede apreciar en los resultados presentados en el Cuadro 5, el
EM fue el mejor tratamiento para las variables R. similis, Helicotylenchus y
nematodos totales. El bokashi de gallinaza tuvo la mayor eficiencia en el control
de fitonematodos del género Meloidogyne. Por otro lado, la producción de raíces
totales como de raíces funcionales, fue favorecida en mayor grado por el bokashi
de banano. Sin embargo, el bokashi de gallinaza estuvo muy cerca de ese valor.
55
CUADRO 5. Porcentajes de eficiencia de los diferentes tratamientos en cada
una de las variables evaluadas en banano.
Tratamiento
Radopholus Helicotyl. Meloidogyne Nem.Total Raíz total Raíz func.
-------------------------------------------%----------------------------------------------
E.M.
-129
-73
-240
-53
45
67
Gallinaza
-64
-67
-420
-33
110
158
Des. Banano
55
-20
-280
13
20
38
Testigo
----
----
----
----
----
----
Bok. Banano
-48
-38
-200
-22
141
200
Nematicida
-43
-67
-440
-26
80
129
Bok. Gallinaza
-42
-23
-460
-22
137
177
La cantidad de raíces totales y funcionales fue favorecida en mayor medida
por los bokashis de banano y gallinaza. El nematicida utilizado no tuvo mayor
efecto en la producción de raíces y mantenimiento de raíces funcionales. Esto es
destacable de considerar, ya que con una mayor cantidad de raíces, las plantas
pueden tolerar un mayor número de poblaciones de fitonematodos y poder
asimilar más cantidad de nutrimentos. Se debe considerar que con una mayor
cantidad de raíces muertas, las poblaciones de fitonematodos pueden ser
menores, debido a la falta de alimento.
5.2
SORGO
Los resultados del análisis de eficiencia de cada tratamiento en las
variables Pratylenchus, raíces totales, crecimiento y peso de biomasa encontrados
en el cultivo de sorgo se presentan en el Cuadro 5.
56
5.2.1 FITONEMATODOS
En la figura 10 se observan diferencias significativas entre los diferentes
tratamientos para la variable número de fitonematodos del género Pratylenchus.
A pesar de haberse encontrado fitonematodos del género Radopholus en el
muestreo preliminar, en los resultados del análisis de raíces al final del
experimento no se encontraron fitonematodos de ese género. De los géneros
Helicotylenchus y Meloidogyne, se encontraron poblaciones en unos cuantos
tratamientos y estas fueron muy bajas (3% y 4% respectivamente) en relación al
número de fitonematodos totales, por lo cual no se incluyeron en la discusión. Los
únicos fitonematodos encontrados en el análisis fueron Pratylenchus, de los
cuales se pudo ver que ocuparon el 93% del total de fitonematodos encontrados.
a
Nematodos/100 g raíz
7000
a
6000
a*
a
5000
a
a
4000
3000
a
2000
1000
E.
M
.
k.
bo
k.
ba
ga
ll.
n.
a
bo
ga
llin
az
n.
ba
s.
de
at
m
ne
te
st
ic
ig
id
o
a
0
Tratamientos
*Prueba de Duncan clasifica grupos iguales con la misma letra
Figura 10. Diferencias en las poblaciones de Pratylenchus en sorgo
(Sorghum bicolor) para cada tratamiento.
57
El mayor porcentaje de eficiencia en el control de este fitonematodo lo tuvo
el tratamiento con gallinaza. Su eficiencia fue de 60%. El nematicida también
logró un buen control, pues en la evaluación se tuvo una eficiencia del 22%. La
eficiencia del bokashi de gallinaza estuvo seguida por el bokashi de banano, los
cuales fueron de 6% y 1% respectivamente. El EM y el tratamiento con desechos
de banano no tuvieron ningún efecto supresor, debido a que las poblaciones
resultaron superiores a las encontradas en el testigo.
A simple vista, en la figura 9, se puede apreciar que el mayor efecto
reductor en la población de Pratylenchus lo tuvo la gallinaza. Los desechos de
banano y el EM no ejercieron ningún efecto supresor en el fitonematodo. Esos
dos tratamientos presentaron las poblaciones más altas.
Los resultados encontrados para el análisis de varianza y para la prueba de
Duncan no son diferentes estadísticamente (Anexo 13).
5.2.2 RAÍCES
5.2.2.1 Raíces totales
La cantidad de raíces totales, como se puede ver en la figura 11, resultó ser
mayor en las plantas tratadas con bokashi de gallinaza.
Tanto el bokashi de gallinaza y la gallinaza sin tratamiento, tuvieron el
mayor efecto en la producción de raíces por las plantas de sorgo. Los porcentajes
de eficiencia en la producción de raíces fueron de 262% para el bokashi de
gallinaza y de 153 % para la gallinaza sin tratar. El porcentaje para el bokashi de
banano estuvo lejos de estos dos. Dicho porcentaje de eficiencia fue de 75%. El
nematicida y el EM tuvieron el mismo porcentaje en la producción de raíces (34%).
Los desechos de banano tuvieron menos raíces (-23%) que las plantas sin tratar.
58
Esto está relacionado con el número de fitonematodos encontrados en esas
plantas, el cual fue más alto entre todos los tratamientos.
a
50
Peso de raíces (g)
45
40
ab
35
30
bc
25
15
bc
bc
20
bc
c
10
5
E.
M
.
bo
k.
ga
ll.
bo
k.
ba
n.
ga
llin
az
a
de
s.
ba
n.
ne
m
at
ici
da
te
st
ig
o
0
Tratamientos
Figura 11. Diferencias en la cantidad de raíces totales de sorgo (Sorghum
bicolor) en cada tratamiento.
Según el análisis estadístico no hubieron diferencias significativos entre
todos los tratamientos para la variable raíces totales en el análisis de varianza,
pero sí en la prueba de Duncan (Anexo 14).
El bokashi de banano y el de gallinaza favorecieron el desarrollo de raíces
debido a que esos materiales suplieron en alguna medida algunos elementos
nutritivos para las plantas, además de mejorar la aireación del suelo.
5.2.2.2 Raíces funcionales
La cantidad de raíces funcionales no se discutirá debido a que el laboratorio
en donde se realizó en análisis no se tienen parámetros para definir si las raíces
son funcionales o no (Anexo 4).
Esto se debe a la gran cantidad y tamaño
59
(diámetro) reducido de las raíces del cultivo, lo cual dificulta determinar si las
raíces están vivas o muertas.
5.2.3 PESO TOTAL
De acuerdo a la figura 12, el mayor peso de las plantas lo tuvo el
tratamiento con bokashi de gallinaza.
90
a
80
Peso (g)
70
b
60
50
b
b
b
b
40
c
30
20
10
E.
M
.
bo
k.
ga
ll.
bo
k.
ba
n.
ga
llin
az
a
de
s.
ba
n.
ne
m
at
ici
da
te
st
ig
o
0
Tratamientos
Figura 12. Diferencias en el peso de las plantas de sorgo (Sorghum bicolor)
para cada tratamiento.
Ese tratamiento tuvo una eficiencia del 105%.
Los demás tratamientos
tuvieron porcentajes muy por debajo. Así, se tiene que el bokashi de banano y la
gallinaza tuvieron una eficiencia del 26% y 22% respectivamente. El tratamiento
con EM tuvo una baja eficiencia en la producción de biomasa por las plantas.
Dicho porcentaje fue del 13%.
Sin embargo, los desechos de banano y el
tratamiento con nematicida tuvieron eficiencia inferior al control (-51% y –6%,
respectivamente).
60
Debido a la poca biomasa radical encontrada en las plantas tratadas con
desechos de banano, estas tuvieron el menor desarrollo y consecuentemente el
menor peso total de las plantas.
De acuerdo al análisis estadístico, sí hubieron diferencias significativas
entre los diferentes tratamientos para la variable peso en el análisis de varianza y
en la prueba de Duncan (Anexo 15).
5.2.4 CRECIMIENTO
Como se puede ver en la figura 13, las plantas tratadas con bokashi de
banano y de gallinaza fueron las que obtuvieron el mayor crecimiento.
a
140
a
a
a
120
100
Altura (cm)
a
a
b
80
60
40
20
E.
M
.
bo
k.
ga
ll.
bo
k.
ba
n.
ga
llin
az
a
de
s.
ba
n.
ne
m
at
ic
id
a
te
st
ig
o
0
Tratamientos
Figura 13. Crecimiento de las plantas de Sorgo (Sorghum bicolor) en cada
tratamiento.
61
Las plantas tratadas con nematicida, gallinaza, EM y las que no recibieron
tratamiento alguno, tuvieron un crecimiento muy similar. De ese grupo, el EM
ejerció el mayor efecto sobre el crecimiento de las plantas.
La excepción fueron las plantas tratadas con desechos de banano. Las
plantas tratadas con desechos de banano tuvieron el menor crecimiento en
relación a los demás tratamientos. Al parecer, los desechos de banano inhibieron
el crecimiento de las plantas, lo cual está relacionado con la cantidad de raíces
encontradas en esas mismas plantas.
Los porcentajes de eficiencia fueron muy similares entre ambos bokashis.
El bokashi de banano fue mayor con sólo 2% de diferencia con respecto al
bokashi de gallinaza, el cual estuvo por el 21% de eficiencia. El EM también tuvo
un efecto favorable en el crecimiento de las plantas. Su eficiencia fue de 14%.
Este estuvo seguido por el tratamiento con gallinaza, el cual fue de 7%. Mientras
que el tratamiento con nematicida tuvo un porcentaje de eficiencia del 5%. Las
plantas a las que se les aplicó desechos de banano, obtuvieron un desarrollo
inferior (-98%) a las plantas son tratamiento.
De acuerdo al análisis estadístico, las diferencias encontradas sí son
significativas para el análisis de varianza y para la prueba de Duncan (Anexo 16).
En el Cuadro 4 se puede ver que el mejor tratamiento en el cultivo de sorgo
para la variables raíz total y peso total de la biomasa, lo tuvo el tratamiento con
bokashi de gallinaza.
La gallinaza sin tratar presentó el mayor porcentaje de
eficiencia en cuanto a la variable Pratylenchus.
Mientras que el bokashi de
banano favoreció en mayor medida el crecimiento de las plantas, aunque ese valor
estuvo muy cercano al encontrado en las plantas tratadas con bokashi de
gallinaza.
62
Cuadro 6. Porcentajes de eficiencia de los diferentes tratamientos en cada
una de las variables evaluadas en sorgo (Sorghum bicolor)
Tratamiento
Pratylenchus
Raíz total
Crecimiento
Peso total
-----------------------------------------%-----------------------------------------E.M.
37
34
14
13
Gallinaza
-60
153
7
22
Des. Banano
40
-23
-98
-51
Bok. Banano
-1
75
23
26
Nematicida
-22
34
5
-6
Bok. Gallinaza
-6
262
21
105
Testigo
La producción de raíces y de biomasa por las plantas a las que se les aplicó
bokashi de gallinaza, fue considerablemente mayor que en las plantas a las que
se aplicó nematicida. Inclusive, la producción de biomasa, en las plantas tratadas
con nemtaticida, fue inferior a la obtenida en las plantas que no recibieron
tratamiento (testigo absoluto). El crecimiento también fue mayor en las plantas
tratadas con ambos bokashis, en relación a las tratadas con nematicida.
La
cantidad de raíces totales en las plantas tratadas con nematicida, se iguala a la
obtenida en las plantas tratadas con EM. El EM tuvo un mejor efecto que el
nematicida sobre el crecimiento y producción de biomasa.
63
6
CONCLUSIONES
Se comprobó el efecto supresor del bokashi y del EM sobre los
fitonematodos del banano.
En el cultivo de banano, contrario a lo que se esperaba, el EM por sí solo
fue el mejor tratamiento en la supresión de fitonematodos de los géneros R. similis
y Helicotylenchus.
El bokashi de gallinaza tuvo la mayor eficiencia en el control de
fitonematodos del género Meloidogyne en banano, mientras que en sorgo fue el
mejor tratamiento para las variables: raíz total y peso total de la biomasa.
La cantidad de raíces totales y funcionales en banano y el crecimiento en
las plantas de sorgo, fue favorecida en mayor medida por el bokashi de banano.
La cantidad de raíces totales y funcionales se las puede considerar como las
variables de mayor importancia, ya que existe una estrecha correlación entre la
cantidad de raíces funcionales - vigor y producción de las plantas.
El efecto del nematicida aplicado (testigo químico) en el cultivo de banano
no fue mayor a los dos tipos de bokashi utilizados, mientras que en el sorgo tuvo
un mejor efecto supresor sobre el fitonematodo del género Pratylenchus.
Los desechos de banano sin tratar (fruta y raquis) no presentaron efectos
favorables en ninguna de las variables evaluadas para ambos cultivos.
La relación entre la dinámica poblacional de fitonematodos y condiciones
ambientales no se dio, debido a la poca variación en las condiciones de
precipitación y temperatura del suelo durante el tiempo que se llevó a cabo el
experimento.
64
7
RECOMENDACIONES
La transformación de los desechos de banano (fruta y raquis) en abono
orgánico fermentado tipo bokashi, es una buena alternativa para mejorar el
manejo de los desechos de cosecha generados en las plantaciones de banano, ya
que la aplicación de esos materiales sin tratamiento no presenta ventajas en
comparación con el bokashi elaborado a partir de ellos.
La gallinaza también puede ser convertida en bokashi para ser utilizada en
el cultivo de banano con el fin de mejorar las condiciones del suelo para las raíces,
aportar algunos elementos nutritivos para mejorar su vigor y ejercer un efecto
reductor sobre las poblaciones de fitonematodos debido al incremento de la
biodiversidad de organismos del suelo.
La transformación de la gallinaza en
bokashi es una buena alternativa para evitar problemas de contaminación debidos
a su utilización sin tratamiento.
El uso de bokashi de banano y gallinaza en el cultivo de banano, es una
alternativa para reducir o descartar la aplicación de nematicidas, ya que se pueden
obtener efectos similares sobre las poblaciones de fitonematodos. Además, con la
aplicación de estos materiales, se puede obtener una mayor producción de raíces
para mejorar el aprovechamiento de los nutrimentos y la condición del cultivo,
haciéndolo más resistente a enfermedades como la Sigatoka negra y
consecuentemente obtener mejores rendimientos.
En la renovación de fincas bananeras con la siembra de sorgo, la aplicación
de bokashi de gallinaza y de banano puede favorecer considerablemente la
producción de biomasa por el sorgo, con lo cual se obtendría mayor cantidad de
material vegetal para su incorporación al suelo.
Respecto al experimento, se recomienda evaluar los materiales orgánicos y
los bokashis empleados en este trabajo en un plazo mayor para comprobar el
65
comportamiento de los mismos a través del tiempo sobre las poblaciones de
fitonematodos. Además, se deberían evaluar otras variables como rendimiento y
otras características relacionadas al vigor de las plantas.
Se recomienda evaluar bokashi elaborado a partir de diferentes materiales,
con el fin de encontrar el de mayor eficiencia en la supresión de fitonematodos,
que supla los elementos necesarios para mejorar el vigor del cultivo y de más bajo
costo.
Para relacionar mejor la temperatura del suelo y la precipitación sobre la
dinámica poblacional de fitonematodos, se recomienda hacer evaluaciones en
períodos más cortos (mensualmente) del número de fitonematodos en las raíces
del cultivo.
66
8
LITERATURA CITADA
ACUÑA, P; PEREZ, L; SANDOVAL, J; FLORES, C. 1997. Efecto de las
minicomposteras sobre la producción, nutrición y fertilidad del cable 11 sur
de finca San Pablo. CORBANA (C.R.) Informe anual 1998: 57-59.
APNAN
(Asian-Pacific
Natural
Agricultural
http://www.agriton.nl/apnanman.html
Network).
1999.
ARAYA, M. 1995. Reflexiones sobre el uso de nematicidas en banano (Musa
AAA). CORBANA (C.R) 20(44):67-73.
ARAYA, M. 1995. Efecto depresivo de ataques de Radopholus similis en banano
(Musa AAA). CORBANA (C.R.) 20(43):3-6.
ARAYA, M. 1995. Comparación de tres métodos de recuperación de nematodos
en raíces de banano (Musa AAA). CORBANA (C.R.) 20(43):11-17.
ARAYA, M; CENTENO, M; CARRILLO, W. 1995. Densidades poblacionales y
frecuencia de los nematodos parásitos del banano (Musa AAA) en nueve
cantones de Costa Rica. CORBANA (C.R.) 20(43):7-11.
ARAYA, M; CHEVES, A. 1996. Efecto del almacenamiento de muestras de raíces
de banano (Musa AAA) sobre la recuperación de Radopholus similis,
Helicotylenchus spp., Meloidogyne spp. y Pratylenchus spp. CORBANA
(C.R.) 21(44):81-84.
ARAYA, M; CENTENO, M. 1997. Efecto del tamaño de alícuota y la distribución
espacial de los nematodos en la cámara de lectura en la estimación de
poblaciones de nematodos extraídos de raíces de banano (Musa AAA).
CORBANA (C.R.) 22(48):95-100.
ARAYA, M; CHEVES, A. 1997. Efecto de cuatro nematicidas sobre el control de
nematodos en banano (Musa AAA). CORBANA (C.R.) 22(47):35-48.
ARAYA, M. 1997. Comparación de las poblaciones de nematodos en tres puntos
de muestreo de la unidad de producción de banano (Musa AAA); planta
madre, hijo de sucesión y en el intermedio madre-hijo. CORBANA. (Costa
Rica) 23(49): 69-75.
ARCO-VERDE, M; KASS, D; MUSCHLER, R; IBRAHIM, M; FERNANDEZ, E.
1999. Abonos verdes de leñosas y no leñosas como fuente de nutrientes
para maíz en un suelo deficiente de Bases. Agroforestería en las Américas,
Turrialba, (C. R.) 6(23):8-10.
67
BELLO, A., GONZALEZ, J.A., PASTRANA, M.A., ESCUER, M. & REY, J.M.
Environmental management in crop production systems for nematode
control. Dpt. Agroecología, Centro de Ciencias Medioambientales, Madrid
Spain. http://www.scri.sari.ac.uk/rjn/bello.
BOTERO, R. 1984. Manejo y utilización de excretas y camas de aves para la
alimentación de rumiantes. Cali, Colombia. 17 p.
BOURGUIGNON, C. 1995. The Importance of soil microbiology in Agriculture. In
Memorias de la Fourth International Conference of Kyusei Nature Farming,
París, France. p. 88-94.
BRADY, N; WEIL, R. 1999. The nature and properties of soils. 12a. edi. New
Jersey, USA, Prentice-Hall. 881 p.
BRIDGE, J. 1993. Worldwide distribution of the major nematode parasites of
bananas and plantains. In Memorias de la reunión “Procedings of a
Research Cordination Meeting”. Bénin, IITA. p. 185-191.
CAS No.
96-12-8. TR-28 Bioassay of Dibromochloropropane for possible
carcinogenicity. http://ntp-server.niehs.nih.gov/htdocs/LT-studiesT028.html.
CAST (Council for Agricultural Science and Technology). 1980.
conventional farming compared. Iowa, USA, CAST. 32 p.
Organic and
CENTER FOR ENVIRONMENTAL STUDIES (CES). 1996. Banana production in
Costa Rica.
LEAD (Leadership for Environment and Development.
http://www.lead.org/lead/training/international/costarica/96/ ch5.htm
CEPEDA, J. 1991. Química de suelos. 2da. edic. México, D.F., TRILLAS. 167
p.
CHABOUSSOU, F. 1995. A Teoria da Trofobiose: Novos caminhos para uma
agricultura sadia. 2º ed. Porto Alegre, Brasil, GAIA. 28 p.
CHENG, H. 1990. Pesticides in the soil environment: process, impacts, y
modeling. Winsconsin, USA, SSSA. 530 Pág.
CHRISTIE, J. 1982. Nematodos de los vegetales: su ecología y control. México,
D.F., LIMUSA. 275 p.
COMITÉ COORDINADOR DE FORO EMAUS. 1997. San José, Costa Rica.
http://comlink.apc.org/ked-bayern/Foremaus/bananos.htm#_Hlk403121794
COMPTON, L. 1990. Agronomía del sorgo. Hyderabad, India, ICRISAT. 301 p.
68
DAUBENMIRE, R. 1988. Ecología vegetal: tratado de Autoecología de plantas.
México, D.F., LIMUSA. 496 p.
DE URRIOLA, A. 1988. Evaluación del efecto de la aplicación de nematicidas
sobre macrofauna del suelo bajo cultivo de banano.
Trabajo de
Graduación. Guácimo, Costa Rica, EARTH. 27 p.
DE WAELE, D. 1992. Potential of gene transfer for engineering resistance against
nematode attack. In Biotechnology applications for banana and
plantain
improvement. San José, Costa Rica, INIBAP. p. 116-124.
DOUBE, B; SCHMIDT, O. 1998. Can the Abundance or activity of soil
macrofauna be used to Indicate the biological health of soils? In Biological
indicators of soil health. Editado por Pankhurst, C; Doube, B; y Gupta, V.
Wallingford, UK, CAB INTERNATIONAL. p. 265-295.
DUBON, H. 1998. Control biológico del nematodo del volcamiento (Radopholus
similis) en el cultivo de banano (Musa AAA). Trabajo de Graduación.
Guácimo, C.R. EARTH. 76 p.
EDWARDS, D; WEHUNT, E. 1971. Host range of Radopholus similis from
banana areas of Central America with indications of additional races. Plant
Disease Reporter (USA) 55(5):415-418.
EDWARDS, C; FLETCHER, K. 1992. Interactions between earthworms and
microorganisms in organic-matter breakdown. In Biological interactions in
soil. Editado por Edwards, C; Stinner, B; Stinner, D; Rabatin, S. Ohio,
USA. p. 235-247.
ELZAKKER, B. 1995. Principios y prácticas de la agricultura orgánica en el
trópico. San José, Costa Rica, GÜILOMBÉ. 128 p.
EMTECHNOLOGIES. 1998. http://emtech.org/dr.htm.
ENSMINGER, M. 1992.
Publishers. 469 p.
Poultry Science.
3a. edi.
Illinois, USA, Interstate
ESQUIVEL, A. 1996. Influencia del suelo sobre las poblaciones de nematodos.
In Memorias Suelos: puede la agricultura sostenible ser competitiva. X
Congreso Nacional Agronómico y de Recursos Naturales; III Congreso
Nacional de Fitopatología; II Congreso Nacional de Suelos. San José,
Costa Rica, EUNED. p. 57-61.
FAO. 1995. Fertisuelos: soil management and plant nutrition in farming systems.
Bolivia, FAO. 105 p.
69
FLORES, C; ACUÑA, P. 1997. Efecto de diferentes dosis de gallinaza y dos
formas de aplicación en el suelo, sobre el crecimiento y producción del
banano. San José, Costa Rica, CORBANA. Informe anual 1998, p. 140141.
FRAGOSO, C; KANYONYO, J; LAVELLE, P; MORENO, A. 1993. A survey of
communities and selected species of earthworms for their potential use in
low-Input tropical agricultural systems. In Conservation of soil fertility in low
input agricultural systems of the humid tropics by manipulating earthworm
communities. France. p. 7-34.
FRECKMAN, D.
Life in the soil.
USA, Colorado State University.
http://www.nrel.colostate.edu/soil/images/image3.jpg
GENERAL HOME GARDEN SERIES. 1974. Chicken manure. Honolulu, Hawai,
University of Hawaii. Serie # 2.
GOWEN,S.R. 1993. Yield losses caused by nematodes on different banana
varieties and some management techniques appropiate for farmers in
Africa. In Memorias de la reunión “Procedings of a research cordination
meeting”, IITA, Bénin, 1991. Pág. 199.
GUPTA, V; YEATES, G. 1998. Soil microfauna as bioindicators of soil health. In
Biological indicators of soil health. Editado por Pankhurst, C; Doube, B; y
Gupta, V. Wallingford, UK, CAB INTERNATIONAL. p. 201-223.
HIGA, T. 1995. Effective Microorganisms: concept and recent advances in
technology. In Memorias de la Fourth International Conference of Kyusei
Nature Farming, París, France. p. 247-248.
HIGA, T. 1996. The APNAN User`s manual: EM nature farming guide. 2da. ed.
Tucson, USA, EM Technologies. 39 p.
HIGA, T. 1996. An Earth saving revolution: a means to resolve our world’s
problems trough Effective Microorganisms (EM). Tokyo, Japón, Sunmark
Publishing. 234 p.
HIRSCH, J; AGUILAR, E. 1996. Banana expansion in the humid tropical
zone.
LEAD (Leadership for Environment and Development.
http://www.lead.org/lead/training/international/costarica/96/ ch5.htm
HOITINK, H; STONE, A; HAN, D. 1997. Supresión de enfermedades mediante el
uso de compost. Manejo Integrado de Plagas (C.R.) 43(s.n.): 34-39.
70
HOUSE, L. 1982. El Sorgo. Traducido por la Universidad Chapingo de México.
México, D.F., GACETA. 425 p.
HUGON, R. 1984. Dinamique de population de R. Similis: importance des
facteurs lies auclimat et au bananier.
In Memorias de la reunión
ACORBAT. San José, Costa Rica, ACORBAT. p. 183-191.
HUSSAIN, T; JILANI, G; YASEEN, M; ABBAS, M. 1993. The Asia-Pacific Natural
Agriculture Network (APNAN): A case study for regional research. In
Memorias de la Third International Conference of Kyusei Nature Farming,
California, USA. p. 163-167.
IBAR, L. 1986. Sorgo: cultivo y aprovechamiento. Barcelona, España, AEDOS.
161 p.
INIBAP. 1988. Bananas in the World: Importance of the Bananas and Plantains.
http://www.inibap.fr/proMusa/bitw.html.
JIMENEZ, M. Influencia de la temperatura y la precipitación en la fluctuación
poblacional de Radopholus similis en las zonas oriental y central del
Ecuador. In Memorias de la XII reunión ACORBAT. Guayaquil, Ecuador.
p. 547-555.
KERRY, B. 1992. Fungal parasites of cyst nematodes. In Biological interactions
in soil. Editado por Edwards, C; Stinner, B; Stinner, D; Rabatin, S. Ohio,
USA. p. 293-305.
KYAN, T; SHINTANI, M; KANDA, S; SAKURAI, M; OHASHI, H; FUJISAWA, A;
PONGDIT, S. 1999. Kyusei nature farming and technology of effective
microorganisms: guidelines for practical use. Bangkok, Tailandia, APNANINFRC. 108 p.
LAPRADE, S; VARGAS, R. 1997. Comparación del efecto del Kyusei EMTM y de
la inoculación con suelo sobre la descomposición del banano de rechazo y
pinzote bajo la técnica de minicomposteras. San José, Costa Rica,
CORBANA. Informe Anual, marzo 1998, p. 41-42.
LAVELLE, P. 1993. Introduction. In Conservation of soil fertility in low input
agricultural systems of the humid tropics by manipulating earthworm
communities. France. p. 5.
LAVELLE, P; DANGERFIELD, M; FRAGOSO, C; ESCHENBRENNER, V; LOPEZHERNANDEZ, D; PASHANASI, B; BRUSSAARD, L.
1994.
The
relationship between soil macrofauna and tropical soil fertility. In The
71
biological management of tropical soil fertility. Editado por Woomer, P. y
Swift, M. New York, USA, John Wiley & Sons. p. 137-169.
LÓPEZ, A; ESPINOSA, J. 1995. Manual de nutrición y fertilización del banano:
una visión práctica del manejo de la fertilización. San José, Costa Rica,
INPOFOS - CORBANA. 82 p.
LEON, L. 1998. Efecto de la aplicación de materia orgánica en la recuperación de
suelos degradados por el cultivo de banano (Musa AAA). Proyecto de
Graduación. Guácimo, Costa Rica, EARTH. 47 p.
LUC, M; SIKORA, R; BRIDGE, J. 1993. Plant parasitic nematodes in subtropical
and tropical agriculture. Wallingford, U.K., CAB. 629 pág.
MCGILL, W; MYERS, R. 1987. Controls on dynamics of soil and fertilizer
nitrogen. In Soil fertility and organic matter as critical components of
production systems. 1987. Madison, USA, SSSA. p. 73-99.
MERINO, J. 1996. Las Lombrices de tierra en Costa Rica, importancia
agroecológica. In Memorias Suelos: puede la agricultura sostenible ser
competitiva. X Congreso Nacional Agronómico y de Recursos Naturales; III
Congreso Nacional de Fitopatología; II Congreso Nacional de Suelos. San
José, Costa Rica, EUNED. p.
MINISTERIO DE SALUD DE COSTA RICA.
http://www.netsalud.sa.cr/ms/estadist/intxpub.htm
MUNDO AGROPECUARIO.
1991.
Agropecuario (C.R.) (15):9-11
1996.
Costa
Nematodos y fitoparásitos.
Rica,
Mundo
PANKHURST, C. 1998. Biodiversity of soil organisms as an indicator of soil
health. In Biological indicators of soil health. Editado por Pankhurst, C;
Doube, B; y Gupta, V. Wallingford, UK, CAB INTERNATIONAL. p. 297347.
PANKHURST, C; DOUBE, B. GUPTA, V. 1998. Biological Indicators of Soil
Health: Synthesis. In Biological indicators of soil health. Editado por
Pankhurst, C; Doube, B; y Gupta, V.
Wallingford, UK, CAB
INTERNATIONAL. p. 297-347.
PAPENDICK, R; PARR, J; HORNICK, S. 1995. The concept of Soil Quality: new
perspectives for nature farming and sustainable agriculture. In Memorias de
la Fourth International Conference of Kyusei Nature Farming, París, France.
p. 112-117.
72
RESTREPO, J. 1996. Abonos orgánicos fermentados: experiencia de agricultores
en Centroamérica y Brasil. San José, C.R., OIT-CEDECO. 51 p.
RIEDEL, R. 1992. Interactions of plant-parasitic nematodes with soil-borne plant
pathogens. In Biological interactions in soil. Editado por Edwards, C;
Stinner, B; Stinner, D; Rabatin, S. Ohio, USA. p. 281-292.
SANGAKKARA, U.
1993.
Research on the technology of effective
microorganisms in Sri Lanka. In Memorias de la Third International
Conference of Kyusei Nature Farming, California, USA. p. 138-144.
SARAH, J. 1993. Variabilidad del poder patógeno de Radopholus similis entre las
poblaciones provenientes de diferentes zonas productivas del mundo.
INFOMUSA (Panamá) 2(2):6.
SAYRE, R. 1992. Bacterial diseases of nematodes and their role in controlling
nematode populations. In Biological interactions in soil. Editado por
Edwards, C; Stinner, B; Stinner, D; Rabatin, S. Ohio, USA. p. 263-279.
SHARROCK, S. 1996. Uses of Musa. In Annual Report. Montpellier, France,
INIBAP. p. 42-44.
SHINTANI, M. 1999. Bokashi: abono orgánico fermentado. In Seminario taller
Internacional Sobre Aprovechamiento de Subproductos y Manejo de
Desechos de la Producción Bananera . Costa Rica, EARTH. p. 10-27
SHOJI, N.
1998.
EM Technology Exchange Association of Fukushima.
http://www.f-open.or.jp/ekigyou/fks061e/home.htm.
SOTO, B. 1995. Bananos: cultivo y comercialización. 2da. ed. San José, Costa
Rica, LIL. 649 p.
SPARLING, G. 1998. Soil microbial biomass, activity and nutrient cycling as
indicators of soil health. In Biological indicators of soil health. Editado por
Pankhurst, C; Doube, B; y Gupta, V.
Wallingford, UK, CAB
INTERNATIONAL. p. 97-119.
SPEIJER, P; DE WAELE. 1997. Screening of Musa germplasm for resistance and
tolerance to nematodes. Montpellier, France, INIBAP-IPGRI-CTA. 47 p.
STOVER, R; SIMMONDS, N. 1987. Bananas. 3a. ed. New York, USA, Longman
Scientific & Technical. 468 p.
TARTÉ, R; PINOCHET, J. 1981. Problemas nematológicos del banano:
contribuciones recientes a su conocimiento y combate. Panamá, Panamá,
INIBAP. 32 p.
73
TAYLOR, A. 1968. Introducción a la Nematología Vegetal Aplicada: Guia de la
FAO para el estudio y combate de los nematodos parásitos de las plantas.
Roma, Italia, FAO. 131 p.
UPEB (Unión de Países Exportadores de Banano). 1979. Programa coordinado
de investigación (Proyectos). Panamá, Panamá. 277 p.
VARGAS, R. 1995. Composteo de residuos orgánicos y su incorporación en
suelos dedicados al cultivo de banano. CORBANA (C.R.) 20(43):2.
VARGAS, R; FLORES, C. 1995. Retribución nutricional de los residuos de hojas,
venas de hojas, pseudotallo y pinzote de banano (Musa AAA) en fincas de
diferentes edades de cultivo. CORBANA (C.R.) 20(44):33-47.
VARGAS, R; FLORES, C. 1996. Fluctuaciones poblacionales de microorganismos
en suelos dedicados al cultivo de banano (Musa AAA). CORBANA (C.R.)
21(45):11-18.
VARGAS, R; LAPRADE, S; BARQUERO, M. 1998. Biotransformación del banano
de rechazo y raquis. CORBANA (C.R.) 23(49):29-50.
VILCHEZ, H. 1991. Estudio del comportamiento en la población de R. similis en
una finca comercial de banano en la Zona Atlántica de Costa Rica. In
Memorias de la ACORBAT. San José, Costa Rica. p. 353-361.
WOOMER, P; MARTIN, A; ALBRECHT, A; RESCK, D; SCHARPENSEEL, H.
1994. In The biological management of tropical soil fertility. Editado por
Woomer, P. y Swift, M. New York, USA, John Wiley & Sons. p. 47-80.
74
ANEXOS
75
Anexo 1. Análisis de varianza en bloques al azar de cada evaluación para la
variable fitonematodos totales en banano.
Tratamiento
Fuente GL
SC
CM
F
EM
Trata
2
2541786666.67
1270893333.33
54.87 4.26 24%
Error
9
208440000.00
23160000.67
Total
11
2750226666
Trata
2
1228026666.67
914013333.33
Error
9
1177560000.00
130840000.00
Total
11
2405586666.67
Trata
2
1419920000.00
709960000.00
Error
9
921560000.00
102395555.56
Total
11
2341480000.00
Trata
2
1246426666.67
623213333.33
Error
9
1461559999.00
162395555.56
Total
11
2707986666.67
Trata
2
1479146666.67
739573333.33
Error
9
652640000.00
72515555.50
Total
11
2131786666.67
Trata
2
2403946666.67
1201973333.3
Error
9
311200000.00
34577777.78
Total
11
2715146666.67
Trata
2
485786666.67
242893333.33
Error
9
497200000.00
55244444.44
Total
11
982986666.67
Gallinaza
Des. Banano
Testigo absol.
Bok. Banano
Nematicida
Bok. Gallinaza
76
Ft
c.v.
6.99
4.26 51%
6.93
4.26 36%
3.84
4.26 48%
10.2
4.26 36%
34.8
4.26 29%
4.40
4.26 36%
Anexo 2. Análisis de varianza en bloques al azar de cada evaluación para la
variable Radopholus similis en banano.
Tratamiento
Fuente
GL
SC
CM
EM
Trata
2
237626666.67
118813333.33 3.18
Error
9
336560000.00
37395555.56
Total
11
574186666.67
Trata
2
18000000.00
9000000.00
Error
9
1092440000.00
121382222.22
Total
11
1110440000.00
Trata
2
Error
Gallinaza
Des. Banano
Testigo abs.
Bok. Banano
Nematicida
Bok. Gallinaza
F
Ft
c.v.
4.26 66%
0.07
4.26 94%
731840000.00
365920000.00 3.09
4.26 66%
9
1067040000.00
118560000.00
Total
11
1798880000.00
Trata
2
272960000.00
136480000.00 1.09
Error
9
1130240000.00
125582222.22
Total
11
1403200000.00
Trata
2
7386666.67
3693333.33
Error
9
661880000.00
73542222.22
Total
11
669266666.67
Trata
2
Error
4.26 80%
0.05
4.26 66%
231546666.67
115773333.33 3.62
4.26 52%
9
287960000.00
31995555.56
Total
11
519506666.67
Trata
2
18026666.67
9013333.33
Error
9
405920000.00
45102222.22
Total
11
423946666.67
77
0.20
4.26 51%
Anexo 3. Análisis de varianza en bloques al azar de cada evaluación para la
variable Helicotylenchus sp. en banano.
Tratamiento
Fuente
GL
SC
CM
F
EM
Trata
2
23226666.67
11613333.33
18.3 4.26 56%
Error
9
5720000.00
635555.56
Total
11
28946666.67
Trata
2
16640000.00
8320000.00
Error
9
12320000.00
1368888.80
Total
11
28960000.00
Trata
2
13546666.60
6773333.33
Error
9
9920000.00
1102222.22
Total
11
23466666.60
Trata
2
826666.67
413333.33
Error
9
32399999.99
3600000.00
Total
11
33226666.66
Trata
2
7786666.60
3893333.33
Error
9
12800000.00
1422222.22
Total
11
20586666.60
Trata
2
21680000.00
10840000.00
Error
9
5560000.00
617777.78
Total
11
27240000.00
Trata
2
3440000.00
1720000.00
Error
9
28280000.00
3142222.22
Total
11
31720000.00
Gallinaza
Des. Banano
Testigo abs.
Bok. Banano
Nematicida
Bok. Gallinaza
78
Ft
c.v.
6.08 4.26 53%
6.15 4.26 49%
0.11 4.26 58%
2.74 4.26 53%
17.5 4.26 53%
0.55 4.26 66%
Anexo 4. Análisis de varianza en bloques al azar de cada evaluación para la
variable Meloidogyne sp. en banano.
Tratamiento
Fuente
GL
SC
CM
F
EM
Trata
2
16640000.00
8320000.00
0.81 4.26 188%
Error
9
91880000.00
10208888.89
Total
11
108520000.00
Trata
2
2426666.67
1213333.33
Error
9
14360000.00
1595555.56
Total
11
16786666.67
Trata
2
18746666.67
9373333.33
Error
9
107600000.00
11955555.56
Total
11
126346666.67
Trata
2
11226666.67
5613333.33
Error
9
37200000.00
4133333.33
Total
11
48426666.67
Trata
2
2426666.67
1213333.33
Error
9
22480000.00
2497777.78
Total
11
24906666.67
Trata
2
746666.67
1213333.33
Error
9
6120000.00
680000.00
Total
11
6866666.67
Trata
2
2426666.67
1213333.33
Error
9
22480000.00
2497777.78
Total
11
24906666.67
Gallinaza
Des. Banano
Testigo abs.
Bok. Banano
Nematicida
Bok. Gallinaza
79
Ft
c.v.
0.76 4.26 165%
0.78 4.26 207%
1.36 4.26 108%
0.49 4.26 139%
0.55 4.26 146%
0.49 4.26 122%
Anexo 5. Análisis de varianza en bloques al azar de cada evaluación para la
variable Raíces totales en banano.
Tratamiento
Fuente
GL
SC
CM
F
Ft
EM
Trata
2
11400.17
5700.08
7.07
4.26 21%
Error
9
7258.50
806.50
Total
11
18658.67
Trata
2
45162.50
22581.25
49.0
4.26 13%
Error
9
145.75
460.64
Total
11
45308.25
Trata
2
3167.17
1583.58
2.52
4.26 19%
Error
9
5658.50
628.72
Total
11
8825.67
Trata
2
5280.17
2640.08
9.65
4.26 16%
Error
9
2462.50
273.61
Total
11
7742.67
Trata
2
60303.17
30151.58
73.3
4.26 11%
Error
9
3700.50
411.17
Total
11
64003.67
Trata
2
22572.67
11286.33
6.43
4.26 27%
Error
9
15794.00
754.89
Total
11
38366.67
Trata
2
57233.17
28616.58
26.2
4.26 18%
Error
9
9843.75
1093.75
Total
11
67076.92
Gallinaza
Des. Banano
Testigo abs.
Bok. Banano
Nematicida
Bok. Gallinaza
80
c.v.
Anexo 6. Análisis de varianza en bloques al azar de cada evaluación para la
variable Raíces funcionales en banano.
Tratamiento
Fuente
GL
SC
CM
F
Ft
EM
Trata
2
392.17
196.08
2.24
4.26 14%
Error
9
789.50
87.72
Total
11
1181.67
Trata
2
728.00
364.00
11.8
4.26 8%
Error
9
278.00
30.89
Total
11
1006.00
Trata
2
694.50
347.25
6.57
4.26 10%
Error
9
475.75
52.86
Total
11
1170.25
Trata
2
193.17
96.58
1.65
4.26 12%
Error
9
527.75
58.64
Total
11
720.92
Trata
2
1218.67
609.33
16.4
4.26 8%
Error
9
334.00
37.11
Total
11
1552.67
Trata
2
880.17
440.08
9.11
4.26 10%
Error
9
434.75
48.30
Total
11
1314.92
Trata
2
384.00
192.00
5.43
4.26 9%
Error
9
318.00
35.33
Total
11
702.00
Gallinaza
Des. Banano
Testigo abs.
Bok. Banano
Nematicida
Bok. Gallinaza
81
c.v.
Anexo 7. Análisis de varianza en bloques al azar de los tratamientos para la
variable fitonematodos totales en banano.
Fuente
G. L.
S. C.
C. M.
F
F. t.
Pr > F
Trata
6
1716594285.71
286099047.62
1.84
2.57
0.1405
Error
21
3273320000.00
155872380.95
Total
27
4989914285.71
c.v.=
81%
Anexo 8. Análisis de varianza en bloques al azar de los tratamientos para la
variable Radopholus similis en banano.
Fuente
G. L.
S. C.
C. M.
F
F. t.
Pr > F
Trata
6
1339588571.43
223264761.91
1.49
2.57
0.2310
Error
21
3154880000.00
150232380.95
Total
27
4494468571.43
c.v.=
81%
Anexo 9. Análisis de varianza en bloques al azar de los tratamientos para la
variable Helicotylenchus en banano.
Fuente
G. L.
S. C.
C. M.
F
F. t.
Pr > F
Trata
6
22594285.71
3765714.28
1.99
2.57
0.1130
Error
21
39760000.00
1893333.33
Total
27
62354285.71
c.v.=
93%
82
Anexo 10. Análisis de varianza en bloques al azar de los tratamientos para la
variable Meloidogyne en banano.
Fuente
G. L.
S. C.
C. M.
F
F. t.
Pr > F
Trata
6
16308571.43
2718095.24
1.02
2.57
0.4378
Error
21
55800000.00
2657142.86
Total
27
72108571.43
c.v.=
156%
Anexo 11. Análisis de varianza en bloques al azar de los tratamientos para la
variable Raíces totales en banano.
Fuente
G. L.
S. C.
C. M.
F
F. t.
Pr > F
Trata
6
93989.00
15664.83
14.24
2.57
0.0001
Error
21
23103.00
1100.14
Total
27
117092.00
c.v.
16%
Anexo 12. Análisis de varianza en bloques al azar de los tratamientos para la
variable Raíces funcionales en banano.
Fuente
G. L.
S. C.
C. M.
F
F. t.
Pr > F
Trata
6
61046.43
10174.40
8.41
2.57
0.0001
Error
21
25406.25
1209.82
Total
27
86452.68
c.v.
22%
83
Anexo 13. Análisis de varianza en bloques al azar de los tratamientos para la
variable Pratylenchus en sorgo.
Fuente
Trata
Error
Total
c.v.=
G.L.
6
21
27
78%
S.C.
63944680.71
282291430.25
346236110.96
C.M.
10657446.78
13442449.06
F
0.79
F.t.
2.57
Pr>F
0.5858
Anexo 14. Análisis de varianza en bloques al azar de los tratamientos para la
variable raíces totales en sorgo.
Fuente
Trata
Error
Total
c.v.=
G.L.
6
105
111
59%
S.C.
4187.92
4060.75
8248.67
C.M.
697.99
193.37
F
3.61
F.t.
4.26
Pr>F
0.0128
Anexo 15. Análisis de varianza en bloques al azar de los tratamientos para la
variable peso de las plantas en sorgo.
Fuente
Trata
Error
Total
c.v.=
G.L.
6
105
111
46%
S.C.
37903.68
54077.50
91981.18
C.M.
6317.28
515.02
F
12.27
F.t.
2.17
Pr>F
0.0001
Anexo 16. Análisis de varianza en bloques al azar de los tratamientos para la
variable altura de las plantas en sorgo.
Fuente
Trata
Error
Total
c.v.=
G.L.
6
105
111
29%
S.C.
34008.43
125159.25
159167.68
C.M.
5668.07
1191.99
84
F
4.76
F.t.
2.17
Pr>F
0.0003
Anexo 17. Número de Radopholus similis, Helicotylenchus, Meloidogyne,
raíces totales y funcionales en el muestreo previo a las
aplicaciones de los tratamientos en banano.
85
Anexo 18. Número de Radopholus similis, Helicotylenchus, Meloidogyne,
raíces totales y funcionales en el muestreo a las 12 semanas
después de las aplicaciones de los tratamientos en banano.
86
Anexo 19. Número de Radopholus similis, Helicotylenchus, Meloidogyne,
raíces totales y funcionales en el muestreo a las 23 semanas
después de las aplicaciones de los tratamientos en banano.
87
Anexo 20. Número de Radopholus similis, raíces totales y funcionales en el
muestreo preliminar en las plantas de sorgo.
88
Anexo 21. Número de Radopholus similis, Helicotylenchus, Meloidogyne,
Pratylenchus, raíces totales y funcionales en el muestreo a las 8
semanas después de las aplicaciones de los tratamientos en
sorgo.
89
Anexo 22. Datos de precipitación (mm), temperatura del aire y suelo (ºC) de los meses de evaluación
MAYO
Temperat.
JUNIO
Precip. Temperat.
JULIO
Precip. Temper
AGOSTO
Precip. Temperat.
SETIEMBRE
Precip. Temperat.
Precip.
Día Aire Suel (mm)
Aire Suel (mm)
o
Aire Suelo (mm)
Aire suelo (mm)
aire Suel (mm)
1
25.4 27.3
0.0
25.2 28.2
0.3
25.6
27.7
0.1
24.9 27.7
1.0
24.9
28
0.9
2
26.3 27.3
0.0
26.0 28.2
1.3
24.5
27.7
0.0
24.2 27.6
19.5
25
28.1
0
3
26.5 27.3
0.4
26.0 28.1
0.5
25.2
27.8
0.6
24.6 27.6
1.6
26.1
28.1
0
4
25.4 27.3
0.0
25.1 28.1
0.2
23.7
27.8
4.9
25.3 27.6
2.6
25.6
28
30.1
5
25.8 27.4
0.0
24.4 28.1
0.5
24.6
27.8
1.8
25.5 27.6
7.0
26.1
28
0.1
6
26.4 27.4
0.0
25.3 28.0
0.2
25.6
27.9
0.2
26.3 27.6
2.0
27.2
28
0
7
26.3 27.4
0.0
25.6 27.9
0.8
25.5
27.9
0.0
25.9 27.7
7.2
23.9
28
18.7
8
25.9 27.4
0.0
26.4 27.9
0.2
25.9
27.9
0.0
23.9 27.7
19.4
24.2
28
26.7
9
24.8 27.5
0.0
25.4 27.9
0.4
25.7
27.9
0.0
24.4 27.7
15.2
25.3
27.9
0.2
90
10
25.6 27.5
0.0
26.4 27.9
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