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 Recomendaciones de la
Sociedad Brasileña de Patologia Clínica Medicina Laboratorial para LA EXTRACCIÓN DE SANGRE VENOSA TTranslated & reproduced
with permission – Jan. 2010
RECOMENDACIONES DE LA
SOCIEDAD BRASILEÑA DE
PATOLOGIA CLÍNICA/MEDICINA LABORATORIAL
PARA LA EXTRACCIÓN DE SANGRE VENOSA
(2ª edición)
© Editora Manole Ltda., 2009, coeditado por la compañía Becton Dickinson Indústrias Cirúrgicas Ltda. Minha Editora es un sello editorial Manole. Logotipos: © Latin American Preanalytical Scientific Committee (LASC) © BD Vacutainer © Sociedad Brasileña de Patologia Clínica (SBPC)/Medicina Laboratorial © Associação Médica Brasileña (AMB) Cubierta: Departamento Editorial de Editoria Manole Proyecto gráfico y edición electrónica: JLG Editoração Gráfica Ilustraciones interiores: Rodrigo Paiva de Moraes; Guilherme Bacellar Ferreira; New West Comunicação e Marketing Imágenes interiores: gentilmente cedidas por los autores Datos Internacionales de Catalogación en la Publicación (CIP) (Câmara Brasileña do Livro, SP, Brasil) Recomendaciones de la Sociedad Brasileña de Patologia Clínica/Medicina Laboratorial para la extracción de sangre venosa – 2. ed. Barueri, SP : Minha Editora, 2010 Varios autores. SBN 978‐85‐98416‐94‐6 1. Diagnóstico de laboratorio 2. Laboratorios médicos 3. Patología clínica 4. Sangre – Extracción y conservación 09‐7523
Índices para catálogo sistemático: 1. Extracción de sangre venosa : Patología clínica : Medicina de laboratorio 616.07 Todos los derechos reservados. Este libro no podrá ser reproducido, ni total ni parcialmente, por ningún medio sin el previo permiso del editor. Está prohibida su reproducción a través de fotocopias. Edición – 2010 Editora Manole Ltda. Avenida Ceci, 672 – Tamboré 06460‐120 – Barueri – SP – Brasil Tel.: (11) 4196‐6000 – Fax: (11) 4196‐6021 www.manole.com.br [email protected] CDD‐616.07 NLM‐QZ 004 SOCIEDAD BRASILEÑA DE PATOLOGIA CLÍNICA/
MEDICINA LABORATORIAL
COMISIÓN DE EXTRACCIÓN DE SANGRE VENOSO
PRESIDENTE:
Dr. Nairo Massakazu Sumita
VICEPRESIDENTE:
Dr. Ismar Venâncio Barbosa
Autores de la 2ª edición:
Dr. Adagmar Andriolo
Médico de Patología Clínica. Profesor Adjunto Libre-docente del Departamento
de Medicina de la UNIFESP – Escola Paulista de Medicina.
Dr. Alvaro Rodrigues Martins
Médico de Patología Clínica. Presidente de la Sociedad Brasileña de Patologia
Clínica/Medicina Laboratorial (SBPC/ML) – Bienio 2008/2009.
Dr. Carlos Alberto Franco Ballarati
Médico de Patología Clínica. Doctor en Patología por la Facultad de Medicina de
la Universidad de São Paulo (FMUSP). Máster en Gestão de Saúde por el
IBMEC São Paulo –Hospital Israelita Albert Einstein. Director de Operaciones de
Total Laboratórios. Director Científico de la Sociedad Brasileña de Patologia
Clínica/Medicina Laboratorial (SBPC/ML) – Bienio 2008/2009.
Dr. Ismar Venâncio Barbosa
Médico de Patología Clínica. Vicepresidente de la Sociedad de Patologia
Clínica/Medicina Laboratorial (SBPC/ML) – Bienio 2008/2009.
Dra. Maria Elizabete Mendes
Médico de Patología Clínica. Doctora en Patología por la FMUSP. Jefe de la
SecciónTécnica de Bioquímica de la Sangre de la División del Laboratorio
Central del Hospital de las Clínicas de la Facultad de Medicina de la Universidad
de São Paulo (HC-FMUSP) (LIM-03 de la Patologia Clínica).
Dr. Murilo Rezende Melo
Médico de Patología Clínica. Profesor Adjunto del Departamento de Ciencias
Fisiológicas, Laboratorio de Medicina Molecular, Facultad de Ciencias Médicas
de la Santa Casa de São Paulo. Director Médico-científico de Total Laboratórios.
Director de América Latina de la World Association of Societies of Pathology and
Laboratory Medicine (WASPaLM). Director de Comunicaciones de la Sociedad
Brasileña de Patologia Clínica/Medicina Laboratorial (SBPC/ML) – Bienio
2008/2009.
Dr. Nairo Massakazu Sumita
Médico de Patología Clínica. Profesor-asistente Doctor de la Disciplina de
Patología Clínica de la FMUSP. Director del Servicio de Bioquímica Clínica de la
División del Laboratorio Central del HC-FMUSP (LIM-03 de Patología Clínica).
Asesor Médico en Bioquímica Clínica del Fleury Medicina e Saúde. Vicedirector
Científico de la Sociedad Brasileña de Patologia Clínica/Medicina Laboratorial
III
(SBPC/ML) – Bienio 2008/2009. Consultor Científico del Latin American
Preanalytical Scientific Committee (LASC).
Dra. Patricia Romano
Biomédica. Postgraduada en Salud Pública. Gerente de Marketing Clínico de la
compañía BD Diagnostics – Preanalytical Systems. Consultora Científica del
Latin American Preanalytical Scientific Committee (LASC).
Dra. Priscila de Arruda Trindade
Farmacéutica-bioquímica. Doctora en Ciencias – Área de Concentración:
Dolencias Infecciosas y Parasitarias por la FMUSP. Especialista en Aplicaciones
de la compañía BD Diagnostics - Diagnostic Systems.
Autores de la 1ª edición (octubre de 2005):
Adagmar Andriolo
Áurea Lacerda Cançado
Ismar Venâncio Barbosa
Luisane Maria Falci Vieira
Maria Elizabete Mendes
Nairo Massakazu Sumita
Patricia Romano
Rita de Cássia Castro
Ulysses Moraes Oliveira
IV
ÍNDICE
PRÓLOGO .............................................................................................................. IX
INTRODUCCIÓN...................................................................................................... XI
I. Recomendaciones de la Sociedad Brasileña de Patologia Clínica/Medicina
Laboratorial para la Extracción de Sangre Venosa.................................................................1
1. Causas preanalíticas de las fluctuaciones de los resultados de las pruebas
de laboratorio. ............................................................................................... 1
1.1 Fluctuación cronobiológica . ................................................................. 2
1.2 Seco ...................................................................................................... 3
1.3 Edad ..................................................................................................... 3
1.4 Posición ................................................................................................ 3
1.5 Actividad física ...................................................................................... 4
1.6 Ayuno .................................................................................................... 4
1.7 Dieta . . ................................................................................................. 4
1.8 Uso de fármacos y drogas de abuso .................................................... 5
1.9 Otras causas de fluctuación ................................................................. 5
2. Instalaciones e infraestructura física del local de extracción . .................. 6
2.1 Recepción y sala de espera . ................................................................ 6
2.2 Área física de la sala de extracción ...................................................... 6
2.3 Infraestructura . ..................................................................................... 6
2.4 Equipamiento y accesorios. .................................................................. 7
2.5 Conservación y limpieza de las instalaciones . ..................................... 7
2.6 Almacenamiento de los residuos sólidos sanitarios . ........................... 7
3. Fase preanalítica para los análisis de sangre . ......................................... 8
3.1 Procedimientos básicos para minimizar la aparición de errores . ...... 10
3.1.1 Para pacientes adultos y conscientes . ...................................... 10
3.1.2 Para pacientes internados . ........................................................ 10
3.1.3 Para pacientes muy jóvenes o con algún tipo de dificultad
de comunicación .......................................................................... 10
3.2 Definición de estabilidad de la muestra .............................................. 13
3.3 Transporte de la muestra como factor de interferencia preanalítica . 15
4. Procedimiento de extracción de sangre venosa . ................................... 16
4.1 Generalidades sobre la venopunción . ............................................... 16
4.2 Elección de la zona para realizar la venopunción . ............................. 18
4.3 Uso adecuado del torniquete . ............................................................ 20
4.4 Procedimientos para antisepsia e higiene en la extracción
de sangre venosa. .............................................................................. 23
4.4.1 Limpieza de las manos ............................................................... 24
4.4.2 Colocación de los guantes ......................................................... 24
4.4.3 Antisepsia de la zona de punción ............................................... 25
4.5 Criterios para realizar la extracción de sangre venosa al vacío o con
jeringa y aguja .................................................................................... 26
4.5.1 Consideraciones sobre la extracción de sangre venosa a vacío 27
4.5.2 Extracción de sangre al vacío .................................................... 27
V
4.5.3 Consideraciones sobre la extracción de sangre venosa
con jeringa y aguja ...................................................................... 28
4.5.4 Dificultad para la extracción de la muestra de sangre ................ 29
4.6 Consideraciones importantes sobre la hemólisis ............................... 30
4.6.1 Buenas prácticas previas a la extracción para prevenir la hemólisis
.................................................................................................................. 31
4.6.2 Buenas prácticas posteriores a la extracción para prevenir la
hemólisis.................................................................................................... 31
4.7 Recomendaciones para los tiempos de retracción del coágulo .......... 32
4.8 Centrifugación de los tubos de extracción........................................... 33
4.9 Recomendaciones de la secuencia de los tubos al vacío en
la extracción de sangre venosa de acuerdo con el CLSI .................. 37
4.9.1 Secuencia de recogida para tubos plásticos de extracción de sangre..40
4.9.2 Secuencia de recogida para tubos de vidrio de extracción de sangre . 40
4.9.3 Homogeneización para tubos de Extracción de sangre.............. 40
4.10 Procedimientos de extracción de sangre al vacío ............................. 40
4.11 Procedimientos de extracción de sangre con jeringa y aguja ........... 46
4.12 Precauciones para una punción satisfactoria.................................... 51
4.13 Extracciones en situaciones particulares .......................................... 54
4.13.1 Extracción de sangre vía catéter de infusión ................................. 54
4.13.2 Extracción de sangre vía catéter de infusión con heparina ........... 57
4.13.3 Fístula arteriovenosa .................................................................... 58
4.13.4 Fluidos intravenosos .................................................................. 58
4.14 Hemocultutivo ................................................................................... 59
4.15 Extracción de sangre para pruebas funcionales ............................... 73
4.16 Extracción de sangre en pediatría y geriatría................................... 75
4.17 Extracción de sangre en pacientes con quemaduras ....................... 75
4.18 Gasometría ........................................................................................ 75
4.19 Pruebas de coagulación .................................................................... 78
4.20 Extracción para dosificación de calcio ionizado ................................ 81
4.21 Extracción y transporte de muestras de sangre para pruebas
moleculares ..................................................................................................... 85
5. Garantía de la calidad .............................................................................. 86
5.1 Cualificación de los proveedores y materiales .................................... 87
5.2 Especificación de los materiales para la extracción de sangre al vacío
........................................................................................................................ 88
5.2.1 Agujas de extracción múltiple de sangre al vacío ....................... 88
5.2.2 Adaptadores para la extracción de sangre al vacío .................... 88
5.2.3 Palomillas para extracción múltiple de sangre al vacío............... 89
5.2.4 Tubos para la extracción de sangre al vacío............................... 89
5.3 Comentarios sobre a ISO 6710.1 – Single-use Containers for
Human Venous Blood Specimen Collection......................................... 90
5.3.1 Informaciones que el tubo al vacío debe contener en su rótulo o en el tubo
....................................................................................................................... 92
5.3.2 Concentración y volumen de los anticoagulantes .......................... 92
VI
5.4 Exigencia de pruebas ......................................................................... 94
5.5 Identificación y trazabilidad ................................................................. 94
5.6 Documentación.................................................................................... 95
5.7 Transporte y conservación de las muestras........................................ 96
5.8 Capacitación y formación del persona ................................................ 96
6. Aspectos de seguridad en la fase de extracción ..................................... 96
6.1 Seguridad del paciente........................................................................ 96
6.2 Riesgos y complicaciones de la extracción ......................................... 97
6.3 Formación de hematoma..................................................................... 97
6.4 Punción accidental de una arteria ...................................................... 98
6.5 Anemia yatrogéna ............................................................................... 98
6.6 Infección .............................................................................................. 98
6.7 Lesión nerviosa ................................................................................... 99
6.8 Dolor .................................................................................................... 99
6.9 Seguridad de la persona que realiza la extracción ............................. 99
6.10 Buenas prácticas individuales ......................................................... 100
6.11 Equipamientos de Protección individual (EPI)................................. 100
6.12 Precauciones en la sala de extracción ............................................ 101
6.13 Eliminación segura de residuos....................................................... 101
6.13.1 Clasificación de los residuos sanitarios................................... 102
6.13.2 Identificación de los residuos .................................................. 103
6.13.3 Manejo de los RSS.................................................................. 103
6.13.4 Transporte interno de RSS ..................................................... 105
6.13.5 Almacenamiento de los residuos sólidos sanitarios .................... 105
Referencias Normativas Brasileñas Consultadas ........................................ 106
Referencias Normativas del Clinical and Laboratory Standards Institute
CLSI/NCCLS............................................................................................. 108
Referencias Bibliográficas Consultadas y Recomendadas.......................... 109
VII
VIII
PRÓLOGO
En 2005, la Sociedad Brasileña de Patologia Clínica/Medicina Laboratorial
(SBPC/ML) reunió a un grupo de especialistas del área de laboratorio para participar
en un osado proyecto de revisión de la literatura relativa a la extracción de sangre
venosa. Finalmente, el esfuerzo y la dedicación de los colaboradores dieron lugar a
un documento denominado «Recomendaciones de la Sociedad Brasileña de
Patologia Clínica/Medicina Laboratorial para la extracción de sangre venosa».
Para satisfacción de la SBPC/ML, la publicación se convirtió en referente dentro
del área de la Medicina de Laboratorio, sin que surgiesen otras iniciativas similares.
Después de cuatro años se constató la necesidad de llevar a cabo una revisión
del documento con el fin de incorporar nuevos conceptos y temas.
En aquella edición, el grupo de trabajo contó con la colaboración del Latin
American Preanalytical Scientific Committee (LASC), integrado por renombrados
especialistas internacionales en materias relacionadas con las cuestiones relativas a
la fase preanalítica del proceso dentro del laboratorio.
La SBPC/ML se enorgullece de representar el papel de facilitadora en este
proceso, gracias a lo que se pudo producir la publicación de esta segunda edición
revisada y ampliada.
La SBPC/ML espera que este documento de recomendaciones obtenga incluso
mejores resultados en la práctica diaria de la actividad de laboratorio, fomentando de
forma continua la mejora de la calidad de los servicios de laboratorio.
Me corresponde ahora renovar el compromiso de proporcionar a los lectores de
este documento una buena lectura.
Dr. Alvaro Rodrigues Martins
Presidente de la Sociedad Brasileña de Patologia
Clínica/Medicina Laboratorial – Bienio – 2008-2009
IX
INTRODUCCIÓN
Cuando la Sociedad Brasileña de Patología Clínica/Medicina Laboratorial (SBPC/ML)
propuso la revisión del documento publicado en 2005, se basó en algunas premisas que
orientan, de forma permanente, su actuación:
• Creencia en la renovación continua del conocimiento;
• Constatación de que el origen de la mayoría de los errores en los resultados de las
pruebas de laboratorio se encuentra en la fase preanalítica;
• Inequívoca capacidad del laboratorio clínico para generar pruebas coherentes que
sustenten la toma de decisiones médicas.
La SBPC/ML, consciente de su papel de transmisora del conocimiento y de su misión de
reunir a los profesionales de laboratorio, así como de acercarlos a las buenas prácticas en el
laboratorio clínico, presenta la versión actualizada de las «Recomendaciones de la Sociedad
Brasileña de Patología Clínica/Medicina Laboratorial para la extracción de sangre venosa».
Las mejoras incorporadas pretenden facilitar la lectura y la comprensión. Las imágenes,
en formato digitalizado, son uno de los ejemplos de esa evolución. Las modificaciones en el
contenido tenían como principal objetivo actualizar el conocimiento. Algunas imperfecciones
de la versión anterior fueron debidamente corregidas, sin perder la calidad del contenido.
Los autores consideran que los lectores que consultarán este nuevo documento son
profesionales preocupados por la actualización de la información que exige el mercado de
trabajo. Por este motivo, intentaron, en la medida de lo posible, incluir en esta obra las
principales actualizaciones en esta área de conocimiento médico. También se preocuparon
de citar información práctica y aplicable a la rutina de la actividad de laboratorio, para servir
de fuente de consulta y como instrumento de formación.
Los lectores que nos lean en otros idiomas pueden encontrar eventuales divergencias,
particularmente en lo relativo a las referencias culturales, situación para que pedimos la
necesaria comprensión.
En esta nueva versión, los autores asumen de nuevo el compromiso de revisar de forma
periódica el documento, preocupados siempre por la mejora continua de la atención a la
salud.
XI
RECOMENDACIONES DE LA SOCIEDAD BRASILEÑA
DE PATOLOGIA CLÍNICA/MEDICINA LABORATORIAL
PARA LA EXTRACCIÓN DE SANGRE VENOSA
1. Causas preanalíticas de las fluctuaciones de los resultados de las pruebas
de laboratorio
Una de las principales finalidades de los resultados de las pruebas de laboratorio es
reducir las dudas que surgen en el raciocinio médico como consecuencia de la historia
clínica y el examen físico. Para que el laboratorio clínico pueda atender adecuadamente
a este propósito, es indispensable que todas las fases de asistencia al paciente se lleven
a cabo conforme a los más elevados principios de corrección técnica, teniendo en
cuenta la existencia y la importancia de diversas variables biológicas que influyen de
forma significativa en la calidad final del trabajo.
Fase preanalítica
En la actualidad, es común la afirmación de que la fase preanalítica es la
responsable de cerca del 70% del total de los errores cometidos en los laboratorios
clínicos que cuentan con un sistema de control de la calidad bien establecido. A pesar
de todas las dificultades para contrastar esta afirmación, la implantación, cada vez más
frecuente, de procedimientos automatizados y robotizados en la fase analítica permite
asumirla como verdadera. Adicionalmente, algunas características de esta fase
aumentan, con mucho, el grado de complejidad y, por consiguiente, la oportunidad de
aparición de errores y no de coincidencias.
La fase preanalítica incluye la indicación de la prueba, la redacción de la solicitud, la
transmisión de eventuales instrucciones de preparación del paciente, la evaluación de la
atención a las condiciones previas, procedimientos de extracción, acondicionamiento,
conservación y transporte de la muestra biológica hasta el momento de la realización
efectiva de la prueba.
De ese modo, la fase preanalítica se desarrolla como consecuencia de la secuencia
de actuaciones de un gran número de personas con diferente formación profesional,
intereses y grado de implicación. Al médico que solicita la prueba y a sus auxiliares
directos les interesa la obtención, en ocasiones con carácter urgente, de un resultado de
laboratorio. El paciente tiene la preocupación de la posible incomodidad que puede
suponer la preparación de la recogida de la muestra. Al personal de enfermería que
extrae la sangre, le preocupa cumplir con los requisitos técnicos de la recogida y los
riesgos biológicos potencialmente. Asimismo, a las personas encargadas del
1
acondicionamiento, conservación y transporte de la muestra, les competen la seguridad
e integridad del material y las muestras.
La correcta indicación de la prueba dependerá, en primer lugar, de la familiaridad del
médico que la solicita con los recursos disponibles en el laboratorio, así como de su
conocimiento de las condiciones ideales para la recogida de material. El médico
solicitante, o sus auxiliares directos, debería ser la primera persona que instruyera al
paciente acerca de las condiciones necesarias para la realización de la prueba,
informándolo de la eventual necesidad de preparación, como ayuno, interrupción del uso
de algún medicamento, dieta específica o práctica de actividad física.
De una forma ideal, el paciente debería ponerse en contacto con el laboratorio
clínico, donde recibiría información adicional y complementaria, con los pormenores,
como el horario más indicado para la recogida y la necesidad de retirar frascos
apropiados para la recogida en su domicilio de algún material. El paciente, de ningún
modo, es un agente neutro en este contexto, dado que influye de forma significativa en
la calidad de la atención que se le presta. De este modo, es preciso prestar atención en
el sentido de asegurarse de que entendió las instrucciones que se le han proporcionado
y de que dispone de los medios para seguirlas. Algunas veces, no es tarea fácil obtener
información importante, omitida voluntaria o involuntariamente por el paciente.
Para que los resultados de algunas pruebas de laboratorio tengan algún valor clínico,
se debe registrar el horario de recogida, haciendo mención al uso de determinados
medicamentos (incluyendo el tiempo de uso y dosis). Otras exigen cuidados técnicos de
procedimiento, como el uso o no de torniquete, de tubos, anticoagulantes y
conservantes específicos, la descripción exacta del lugar de la recogida, por ejemplo, en
los casos de muestras para pruebas microbiológicas, etc.
Para la extracción de sangre en la realización de pruebas de laboratorio, es
importante que se conozca, controle y, de ser posible, se eviten algunas variables que
puedan interferir en la exactitud de los resultados. Tradicionalmente se conocen como
condiciones preanalíticas: fluctuación cronobiológica, sexo, edad, posición, actividad
física, ayuno, dieta y uso de fármacos para fines terapéuticos o no. Desde una
perspectiva más
amplia,
otras condiciones
deberán
ser
consideradas, como
procedimientos terapéuticos o diagnósticos, cirugía, transfusiones de sangre o infusión
de soluciones.
1.1 Fluctuación cronobiológica
Corresponde a las alteraciones clínicas en la concentración de un determinado
parámetro en función del tiempo. El ciclo de fluctuación puede ser diario, mensual,
2
estacional, anual, etc. La fluctuación circadiana tiene lugar, por ejemplo, en las
concentraciones de hierro y de cortisol en el suero. Las recogidas realizadas por la tarde
proporcionan resultados hasta un 50% más bajos que los obtenidos en las muestras
recogidas por la mañana. Las alteraciones hormonales típicas del ciclo menstrual
también pueden dar lugar a fluctuaciones en otras sustancias. Por ejemplo, la
concentración de aldosterona es casi un 100% más elevada en la fase preovulatoria que
en la folicular. Además de las fluctuaciones circadianas propiamente dichas, también se
han de tener en cuenta las fluctuaciones en las concentraciones de algunas sustancias
en función de las alteraciones medioambientales. En días de calor, por ejemplo, la
concentración sérica de las proteínas es significativamente más elevada en muestras
recogidas por la tarde en comparación con las obtenidas por la mañana, en función de la
hemoconcentración.
1.2 Sexo
Además de las diferencias hormonales específicas y características de cada sexo,
otros
parámetros
sanguíneos
y
urinarios
se
presentan
en
concentraciones
significativamente distintas entre hombres y mujeres como consecuencia de las
diferencias metabólicas y de la masa muscular, entre otros factores. En general, los inte
rvalos de referencia para estos parámetros son específicos para cada sexo.
1.3 Edad
Algunos parámetros bioquímicos poseen concentración sérica dependiendo de la
edad del individuo. Esa dependencia es consecuencia de diversos factores, como la
madurez funcional de los órganos y sistemas, contenido hídrico y masa corporal. En
situaciones específicas, incluso los intervalos de referencia deben tener en cuenta esas
diferencias. Es importante recordar que las mismas causas de fluctuaciones
preanalíticas que afectan a los resultados de laboratorio en individuos jóvenes,
interfieren en los resultados de las pruebas realizadas a individuos mayores, aunque la
intensidad de la fluctuación tiende a ser mayor en este grupo de edad. Las
enfermedades subclínicas también son más comunes en los individuos de más edad y
tienen que ser consideradas en la evaluación de la variabilidad de los resultados,
aunque las propias fluctuaciones biológicas y ambientales no se deben subestimar.
1.4 Posición
3
Un cambio rápido en la postura corporal puede causar fluctuaciones en la
concentración de algunos componentes séricos. Cuando el individuo pasa de la
posición supina a la posición erecta, por ejemplo, tiene lugar un flujo de agua y
sustancias filtrables del espacio intravascular al intersticial. Las sustancias no
filtrables, tales como las proteínas de alto peso molecular y los elementos celulares,
tendrán una concentración relativa elevada hasta que el equilibrio hídrico se
restablezca. Por esta razón, los niveles de albúmina, colesterol, triglicéridos,
hematocrito, hemoglobina, de drogas que se vinculan a las proteínas y el número de
leucocitos pueden ser sobreestimados. Ese aumento puede ser del 8 al 10% de la
concentración inicial.
1.5 Actividad física
El efecto de la actividad física sobre algunos componentes sanguíneos es, en
general, transitorio y deriva de la movilización de agua y otras sustancias entre los
diferentes compartimentos corporales, de las variaciones de las necesidades
energéticas del metabolismo y de la eventual modificación fisiológica que la propia
actividad física condiciona. Esta es la razón por la que se prefiere recoger muestras en
pacientes en condiciones basales, que son más fácilmente reproducibles y
estandarizables. El esfuerzo físico puede ocasionar el aumento de la actividad sérica de
algunas enzimas, como la creatina quinasa, la aldolasa y la aspartato aminotransferasa,
por el aumento de la liberación celular. Ese aumento puede persistir de entre 12 y 24
horas después de la realización de ejercicio. Alteraciones significativas en el grado de
actividad física, como ocurre, por ejemplo, en los primeros días de un ingreso
hospitalario o de una inmovilización, producen fluctuaciones importantes en la
concentración de algunos parámetros sanguíneos. El uso conjunto de algunos
medicamentos, como las estatinas, por ejemplo, puede potenciar estas alteraciones.
1.6 Ayuno
Habitualmente, se recomienda un período de ayuno para la extracción de sangre en
pruebas de laboratorio. Los estados postprandiales, en general, están acompañados de
turbiedad del suero, que puede interferir en algunas metodologías. En los niños y
personas mayores, el tiempo de ayuno debe guardar relación con los intervalos de
alimentación. Se deben evitar extracciones de sangre después de períodos muy
prolongados de ayuno (por encima de las 16 horas). El período de ayuno habitual para
la extracción rutinaria de sangre es de 8 horas, pudiendo reducirse a 4 horas, para la
4
mayoría de las pruebas, y en situaciones especiales, en niños de corta edad, puede ser
de apenas 1 ó 2 horas.
1.7 Dieta
La dieta a la que está sometido el individuo, respetando siempre el período
reglamentario de ayuno, puede interferir en la concentración de algunos componentes,
dependiendo de las características orgánicas del propio paciente. Alteraciones bruscas
de la dieta, como, en general, en los primeros días de un ingreso hospitalario, exigen
cierto tiempo para que algunos parámetros vuelvan a los niveles basales.
1.8 Uso de fármacos y drogas de abuso
Es un tema amplio e incluye tanto la administración de sustancias con fines
terapéuticos como las utilizadas para fines recreativos. Ambos pueden ocasionar
variaciones en los resultados de las pruebas de laboratorio, ya sea por el propio
efecto fisiológico, in vivo, ya sea por la interferencia analítica, in vitro. Entre los
efectos fisiológicos, deben citarse la inducción y la inhibición enzimáticas, la
competencia metabólica y la acción farmacológica. Entre los efectos analíticos
destacan la posibilidad de unión preferente a las proteínas y eventuales reacciones
cruzadas. Se muestran algunos ejemplos en la Tabla 1.
Por su frecuencia, vale la pena mencionar los efectos del alcohol y del tabaco.
Incluso el consumo esporádico de etanol puede provocar alteraciones significativas y
casi inmediatas en la concentración plasmática de glucosa, de ácido láctico y de los
triglicéridos, por ejemplo. El uso permanente es responsable de la elevación de la
actividad de la gamma glutamiltransferasa, entre otras alteraciones. El tabaquismo
es la causa de la elevación en la concentración de hemoglobina, en el número de
leucocitos y eritrocitos y en el volumen corpuscular medio, además de otras
sustancias, como adrenalina, aldosterona, antígeno carcinoembrionario y cortisol.
Por último, también ocasiona la reducción de la concentración de colesterol HDL.
1.9 Otras causas de fluctuación
Como otras causas de fluctuación de los resultados de las pruebas de
laboratorio, se deben recordar ciertos procedimientos diagnósticos como la
administración
5
de contrastes para pruebas de imagen, la realización de palpación rectal,
electromiografía y algunos procedimientos terapéuticos, como la hemodiálisis, diálisis
peritoneal, cirugía, transfusión de sangre o infusión de fármacos.
Respecto a la infusión de fármacos, es importante recordar que la extracción de
sangre debe realizarse siempre en una zona alejada de la ubicación del catéter,
preferiblemente en el otro brazo. Aún realizando la extracción en el otro brazo, de ser
posible, se debe esperar al menos una hora después de que acabe la infusión para
realizar la extracción.
2. Instalaciones e infraestructura física del lugar de extracción
Las recomendaciones aquí descritas tienen como finalidad identificar los requisitos
mínimos de instalaciones e infraestructura, con el fin de garantizar la comodidad y
seguridad de los clientes y el equipo del laboratorio.
Eventualmente, es posible que las descripciones no contemplen íntegramente todos los
requisitos legales exigidos por los órganos competentes de su ciudad o estado.
Es fundamental consultar la legislación local aplicable para cumplir con las
exigencias previstas por la autoridad sanitaria local.
6
2.1 Recepción y sala de espera
Es recomendable que el laboratorio clínico cuente, al menos, con una sala de espera
para pacientes y acompañantes. Esta zona puede ser compartida con otras unidades
diagnósticas, siendo necesario instalar cuartos de baño para clientes y acompañantes.
2.2 Área física de la sala de extracción
La sala de extracción debe contar con un espacio suficiente para una silla o butaca,
el almacenamiento de los materiales de extracción y un dispositivo para la limpieza de
las manos (alcohol en gel, lavabo o similares). Las dimensiones de la sala de extracción
deben ser lo suficientemente grandes para garantizar el movimiento libre, seguro y
cómodo del paciente y del personal de enfermería, posibilitando una buena atención. Ha
de ser recordado que, en algunas situaciones, el paciente tendrá acompañantes durante
la extracción de sangre.
Es recomendable disponer de un local con camilla para posibles necesidades.
2.3 Infraestructura
Recomendaciones sobre la infraestructura de la sala de extracción:
• Suelos impermeables, lavables y resistentes a las soluciones desinfectantes;
• Paredes lisas y resistentes o divisorias constituidas por materiales lisos,
duraderos, impermeables, lavables y resistentes a las soluciones desinfectantes;
• Dispositivos de ventilación ambiental eficaces, naturales o artificiales, para
garantizar la comodidad del cliente y personal de enfermería;
• Iluminación que facilite la perfecta visualización y manipulación segura de los
dispositivos de extracción;
• Ventanas con rejillas milimétricas, en caso de ser necesario, si éstas facilitan la
aireación ambiental;
• Puertas y pasillos con dimensiones que permitan el paso de sillas de ruedas,
camillas y la libre circulación de personas con necesidades especiales;
• Instalación de pilas con agua corriente que permitan la limpieza de las manos del
personal de enfermería en el intervalo de atención a los pacientes. Se recomienda
la limpieza de las manos con agua y jabón. Si no hubiera agua disponible, se
pueden utilizar dispositivos específicos para gel de alcohol o líquidos con alcohol.
2.4 Equipamiento y accesorios
Las sillas o butacas utilizadas en las venopunciones, se deben diseñar con la
máxima comodidad y seguridad para el paciente, teniendo en cuenta aspectos
ergonómicos y de accesibilidad del personal de enfermería al paciente.
7
El paciente debe ser acomodado en una silla o butaca cómoda que permita la
regulación de la altura del brazo, evitando la incomodidad de la persona que extrae la
sangre.
Son útiles los armarios fijos o móviles para organizar o almacenar los materiales de
extracción, de equipos y de medicamentos para posibles situaciones de urgencia.
2.5 Conservación y limpieza de las instalaciones
Se recomienda que un profesional capacitado o la Comisión de Control de Infección
Hospitalaria, cuando sea aplicable, proporcionen orientación en las rutinas de limpieza e
higiene de las instalaciones. Es indispensable que se tomen medidas preventivas para
eliminar insectos y roedores.
2.6 Almacenamiento de los residuos sólidos sanitarios
De conformidad con la Resolução da Diretoria Colegiada da Agência Nacional de
Vigilância Sanitária do Brasil (RDC/ANVISA) n. 306/2004, el almacenamiento externo de
los residuos sólidos sanitarios, denominada sala de residuos, debe ser construida en
una zona exclusiva e independiente, conteniendo, al menos, una zona separada para
almacenar los recipientes que contengan los residuos del Grupo A (residuo con riesgo
biológico) junto con los del Grupo E (material cortante y punzante), además de una zona
para el Grupo D (residuos comunes). La sala debe estar convenientemente identificada
y ser de acceso restringido a los funcionarios responsables de la gestión de residuos, de
manera que tengan fácil acceso a los recipientes de transporte y a los vehículos de
recogida. Los recipientes de transporte interno no pueden circular por la vía externa al
edificio.
También según esta norma, la sala de residuos debe tener unas dimensiones
adecuadas para el volumen de residuos generados, la capacidad de almacenamiento
compatible y la periodicidad de la recogida. El suelo debe estar revestido de material
liso, impermeable, lavable y de fácil limpieza. Es necesaria la existencia de aberturas
para la ventilación de dimensión equivalente, al menos, a una vigésima parte de la
superficie del suelo, con rejilla de protección contra insectos. La puerta de la sala deberá
tener una anchura que permita la entrada a los recipientes de recogida. Puntos de
iluminación, agua y energía eléctrica se instalarán de acuerdo con la conveniencia y
necesidades de la sala. El drenaje del agua debe conducir a la red de desagüe del
establecimiento. El sumidero sifónico debe tener tapa que permita sellarlo.
Es recomendable que esté ubicado de forma que no se abra directamente hacia la
zona de estancia de las personas y circulación del público, teniendo preferencia las
8
zonas de fácil acceso para las recogidas externas y próximas a las áreas de
almacenamiento del material de limpieza o expurgo.
El trayecto de transporte de residuos desde su generación hasta el almacenamiento
externo debe permitir el paso libre y seguro de los recipientes colectores, tener un suelo
de revestimiento resistente a la abrasión, con superficie plana y regular, antideslizante y
una rampa, en caso de ser necesario. La información relativa a la inclinación y las
características de esta rampa se encuentran recogidas en la RDC ANVISA n. 50/2002.
3. Fase preanalítica para los análisis de sangre
La fase inmediatamente anterior a la extracción de sangre para pruebas de
laboratorio, definida en la RDC n. 302 como fase que comienza con la solicitud del
análisis, pasando por la obtención de la muestra, y finalizando cuando se empieza el
análisis propiamente dicho, debe ser objeto de atención por parte de todas las personas
implicadas en la atención de los pacientes, a fin de evitar fallos o variables que puedan
comprometer la exactitud de los resultados.
De este modo, es importante entender que la fase preanalítica requiere atenciones y
cuidado para detectar, clasificar y adoptar las medidas conducentes a la reducción de
los fallos. Asimismo, cuando se pretende determinar la calidad de nuestros sistemas
analíticos, a través del análisis de su precisión, partimos del presupuesto de que la fase
preanalítica está bien controlada, permitiendo de esta manera que los esfuerzos,
llevados a cabo en el estudio de esa precisión, contribuyan a la mejora de las fases
siguientes, esto es, las fases analítica y post analítica.
Es generalmente aceptado que se deben cumplir varios procesos preanalíticos antes
de realizar el análisis de las muestras. En ellos se encuentran implicados los médicos
solicitantes, que transmiten las directrices iniciales al paciente, garantizando su
entendimiento por parte de este y su adhesión a lo que se recomendó o solicitó. Ese
aspecto puede ser mejorado por medio de instrucciones escritas u orales, en un
lenguaje sencillo, proporcionándole orientación tanto acerca de la preparación como de
la recogida de la muestra, con el fin de facilitar el entendimiento por parte del paciente.
Por último, las fases correspondientes a las actividades del laboratorio, como recepción,
registro, recogida y selección del material recogido.
Las variables de la fase preanalítica que conciernen a los procesos del laboratorio y
que son responsables de cerca del 60% de los fallos son innumerables, contándose
entre las más evidentes:
• Muestra insuficiente;
• Muestra incorrecta;
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• Muestra inadecuada;
• Identificación incorrecta;
• Problemas de acondicionamiento y transporte de la muestra.
Es importante ser consciente de que la medida de esos fallos en los diversos
procesos, a través del análisis de indicadores, puede contribuir a detectar su causa y
consecuentemente a su mejora.
Es necesario establecer, dentro de nuestros protocolos de recogida, los criterios de
rechazo de muestras, evitando, de este modo, que muestras con problemas sean
analizadas, dando lugar a un resultado que no se podrá interpretar de forma adecuada
en virtud de las restricciones sobrevenidas por la inadecuación del material recogido.
Con todo, es necesario estar atento en los casos en los que algunas muestras
consideradas nobles (líquido, por ejemplo) puedan ser analizadas, aunque las
restricciones sobrevenidas del proceso de su obtención se evidencien en el resultado,
como prevé la propia RDC n. 302 en su artículo 4.3, en el que define lo que es una
muestra de laboratorio con restricción.
Cualesquiera que sean las pruebas a realizar, es fundamental la identificación
positiva del paciente y de los tubos en los que se depositará la sangre. Se debe
encontrar una forma de establecer un vínculo seguro e indisoluble entre el paciente y el
material recogido, para que, finalmente, se garantice la trazabilidad de todo el proceso.
3.1 Procedimientos básicos para minimizar la aparición de errores
El personal de enfermería se debe asegurar de que la muestra se obtendrá del
paciente especificado en la solicitud de la prueba.
3.1.1
Para pacientes adultos y conscientes
• Pedir que facilite nombre completo, número de identificación o fecha de
nacimiento.
• Comparar esta información con las que constan en la solicitud de pruebas.
3.1.2
Para pacientes internados
• En general, los hospitales disponen de etiquetas preimpresas con los datos de
identificación necesarios. Aún así, el personal de enfermería debe constatar la
identidad en el brazalete o identificación que figura en la entrada de la habitación,
en caso de disponer de ella. El número de la cama nunca se debe utilizar como
criterio de identificación. En unidades cerradas, como la Unidad de Cuidados
Intensivos o Unidades Intermedias, el personal de enfermería debe, en caso de
dudas sobre la identidad, buscar ayuda en los profesionales de ese sector para
asegurar la adecuada identificación del paciente.
10
• Informar al supervisor del laboratorio de cualquier discrepancia en la información.
3.1.3
Para pacientes muy jóvenes o con algún tipo de dificultad de
comunicación
• El personal de enfermería debe valerse de la información proporcionada por algún
acompañante o por otro personal sanitario.
• Los pacientes atendidos en urgencias pueden ser identificados por su nombre y
número de entrada en el registro de la unidad de urgencia.
Es indispensable que la identificación pueda ser localizada en cualquier momento del
proceso.
El material recogido debe ser identificado en presencia del paciente. En los sistemas
manuales, se puede hacer por medio de la colocación en los tubos de recogida de
etiquetas con el nombre del paciente, la fecha de recogida y el número secuencial de
atención. Este número debe constar en todos los documentos, muestras, mapas de
trabajo, informes y decisión final. Existen procesos informatizados simples que generan
un número predeterminado de etiquetas, dependiendo de las pruebas a realizar.
Servicios más complejos hacen uso de etiquetas con códigos de barras que vinculan,
de forma segura, la muestra en todas las fases del proceso. Muchos de los equipos de
análisis disponibles en la actualidad consiguen identificar al paciente y reconocen qué
pruebas se deben realizar en esa muestra. Asimismo, hay equipos disponibles en el
mercado, que, en la fase de registro, generan las etiquetas y dispensan, en cajas
individuales, los tubos necesarios para los distintos procedimientos y las respectivas
etiquetas con los códigos de barras, contribuyendo, por tanto, a una mayor seguridad y
trazabilidad del proceso.
Un cuidado importante que deben tener los laboratorios en la recogida de material
del paciente, es la adecuada trazabilidad de los insumos (tubos, jeringas y agujas),
pudiendo, en caso de ser necesario, establecer una vinculación entre el material
recogido y los lotes de los productos utilizados en el procedimiento de extracción de
sangre. La dotación de esos materiales puede ser controlada por medio de plantillas en
las que se puede anotar la fecha de abastecimiento, el lote y la caducidad, a fin de
establecer un mejor control y posibilitar, de este modo, la detección de fallos de
fabricación del insumo y, consecuentemente, fallos en la calidad de la muestra recogida.
El sistema de identificación adoptado debe contemplar la posibilidad de generar
etiquetas adicionales, para aquellos casos en los que fuera necesario dividir en partes la
muestra original para enviarla a distintas áreas del laboratorio, a otro laboratorio o a otro
almacén.
11
Se recomienda que se identifiquen materiales no conocidos en el laboratorio como
«muestra enviada al laboratorio», y la decisión contenga esa información.
Es importante verificar si el paciente está en condiciones adecuadas para la
recogida, especialmente en lo que respecta al ayuno y al uso de posibles
medicamentos. Para la mayoría de las pruebas de sangre, es apenas necesario un
breve período de ayuno, de 3 a 4 horas. Algunas pruebas requieren cuidados
específicos en lo que respecta a dietas especiales, mientras que otras precisan de
condiciones particulares, por ejemplo, la necesidad de reposo antes de recoger sangre,
como en el caso de la dosis de prolactina o de catecolaminas plasmáticas.
En las pruebas de monitorización terapéutica, para que se pueda realizar una
interpretación adecuada de los resultados, se debe obtener información más específica
en el momento de la recogida, como el horario de la última medicación, o la dosis y vía
de administración del medicamento. De esta forma, el paciente no se debe considerar
un agente pasivo del proceso, sino uno de los integrantes del equipo. Para que pueda
desempeñar convenientemente esa función, debe recibir previamente información
referente a los procedimientos de extracción de sangre, a la prueba que se le realizará y
las condiciones en las que debe presentarse en el laboratorio. Lo ideal sería que esa
información e instrucciones se las hubieran dado por escrito y que el paciente haya
tenido oportunidad de aclarar posibles dudas.
Son aspectos relevantes, entre otros, el tiempo de ayuno, la necesidad de
abstenerse de fumar y beber, el registro del uso de algún medicamento, la realización de
algún procedimiento diagnóstico o terapéutico previo. Para evitar una incomodidad
innecesaria, conviene informar siempre al paciente de que la ingesta de agua no
interfiere, no “rompe” el ayuno, excepto en pruebas muy específicas.
Para obtener suero, la sangre se recoge en un tubo sin anticoagulante y se deja
coagular durante un período de 30 a 60 minutos a temperatura ambiente. Cuando el
tubo contenga gel separador con activador de la coagulación, la espera puede ser de 30
a 45 minutos. Transcurrido este tiempo, el tubo se centrifuga y la parte líquida
correspondiente al suero se separa. El plasma se obtiene por la centrifugación de la
sangre total anticoagulada. Si fuese necesario el uso de sangre total o plasma, se
utilizarán anticoagulantes específicos, dependiendo de la prueba a realizar.
Para algunas pruebas, además del anticoagulante, puede ser necesario añadir un
conservante. Cada una de estas partes de la sangre constituye una matriz ideal para
realizar pruebas específicas. Así, por ejemplo, para el hemograma, se utiliza sangre
total, anticoagulada por la adición de ácido etilenodiaminotetraacético – EDTA. Una
12
dosis de glucosa se realiza partiendo del plasma obtenido por la adición de EDTA y
fluoruro de sodio y, para la dosis de creatinina se utiliza, en general, suero.
Algunas sustancias pueden ser dosificadas tanto en el suero como en el plasma,
aunque existan diferencias entre los resultados obtenidos, de acuerdo a lo descrito en la
Tabla 2.
Las ventajas de la utilización de plasma respecto al suero incluyen una reducción en
el tiempo de espera para la coagulación, obtención de mayor volumen de plasma que de
suero y ausencia de interferencia sobrevenida en el proceso de coagulación. Los
resultados son más representativos del estudio in vivo, que comparados a los del suero.
Hay menor riesgo de interferencia por hemólisis, dado que la hemoglobina libre, en
general, está en una concentración más baja en el plasma que en suero.
Las plaquetas permanecen intactas, no dando lugar a pseudo-hipercalemia, como
puede ocurrir en el suero. Por otro lado, el plasma presenta algunas desventajas, como:
Alteración de la electroforesis de las proteínas, puesto que
contiene fibrinógeno, que se revela como un pico en la región de gammaglobulinas,
pudiendo enmascarar o simular un componente monoclonal; potencial interferencia
dependiente del método por el hecho de que los anticoagulantes son agentes complejos
e inhibidores enzimáticos; por último, la posibilidad de interferencia de catión, cuando se
usan sales de heparina, afectando, por ejemplo, a algunos métodos de dosis de litio y
amonio.
3.2 Definición de estabilidad de la muestra
Las muestras, para ser representativas, deben mantener su composición e integridad
durante las fases preanalítica de recogida, manipulación, transporte y posible
almacenamiento.
13
La estabilidad de una muestra sanguínea se define por la capacidad de mantener los
valores iniciales de sus elementos dentro de límites de fluctuación aceptables durante un
período de tiempo determinado. Por tanto, la medida de la estabilidad se puede definir
como la diferencia absoluta (fluctuación de los valores inicial y final, expresada en la
unidad en que el parámetro determinado se mide), como un cociente (razón entre el
valor obtenido después de un determinado tiempo y el valor obtenido en el momento en
el que la muestra fue recogida), o incluso como un porcentaje de desvío.
Por ejemplo, si durante el transporte de una muestra de sangre después de 3 ó 4
horas, a temperatura ambiente, el potasio aumenta de 4,2 mmol/l a 4,6 mmol/l, la
diferencia absoluta será de 0,4 mmol/l, el cociente será de 1,095 y el desvío será igual a
+ 9,5%.
El Consejo Médico Federal de Alemania estableció que la inestabilidad máxima
permitida equivale generalmente a 1/12 del intervalo de referencia biológico.
La estabilidad preanalítica depende de varios factores, que incluyen temperatura,
carga mecánica y tiempo, siendo éste el factor que causa mayor efecto. La estabilidad
de una muestra puede verse muy afectada por la presencia de perturbaciones
específicas. Asimismo, el tiempo máximo de estabilidad de una muestra debería ser el
que permite el 95% de estabilidad de sus componentes.
Teniendo en cuenta que hay pocos estudios sistemáticos disponibles, siempre es
conveniente consultar la literatura especializada para casos especiales. En general, los
tiempos mencionados de almacenamiento de las muestras primarias, tienen en cuenta
los límites siguientes para la temperatura: ambiente, de 18 a 25ºC, refrigeradas, de 4 a
8ºC, y congeladas, por debajo de 20ºC bajo cero.
En la práctica, se utiliza la regla de que cuando no hay especificaciones acerca del
tratamiento especial, el acondicionamiento o transporte del material, se podrá trasladar a
puestos u otras unidades en caja de poliestireno expandido con hielo seco, y ajustado
por copos de poliestireno expandido o papel de periódico. De este modo, se conserva
mejor la temperatura de las muestras, que llegan a su destino a temperatura ambiente.
Se debe tener en cuenta que las muestras no pueden estar en contacto directo con el
hielo para evitar que se produzca hemólisis. La condición de congelación recomienda el
uso de hielo seco en el transporte. Es importante tener en consideración que algunas
sustancias, como algunos de los factores de coagulación y algunas enzimas, son
térmicamente inestables y que no se conservan a bajas temperaturas, es decir, no
siempre refrigerar o congelar garantiza que se conserve la integridad de muestra.
14
Conviene destacar, además, que para enviar una muestra congelada o refrigerada,
es conveniente utilizar un material aislante, como por ejemplo un recipiente de
poliestireno. El hielo seco se debe utilizar para conservar la muestra congelada. Se
deben tomar precauciones para garantizar que el recipiente que contiene el hielo seco
pueda liberar el dióxido de carbono y de esta manera evitar la formación de presión, que
podría provocar la explosión del paquete.
Durante el proceso de almacenamiento, los elementos de la sangre pueden sufrir
alteraciones, entre otras, la adsorción en el vidrio o tubo plástico, desnaturalización de la
proteína, así como actividades metabólicas celulares que se siguen produciendo.
También las muestras congeladas son susceptibles de alteraciones en algunos de sus
componentes metabólicos o celulares. Congelar y descongelar muestras es, en
particular, una condición importante a tener en cuenta. De este modo, las muestras de
plasma o suero que se congelan y descongelan sufren rupturas en algunas estructuras
moleculares, fundamentalmente, las moléculas de grandes proteínas. La congelación
lenta también ocasiona la degradación de algunos componentes.
Respecto al envío de muestras entre laboratorios, conviene recordar la existencia de
reglas y directrices para la externalización, definidas en las leyes número 6.019, de 3 de
enero de 1974, y la número 7.102 , de 20 de julio de 1983, además de los criterios
establecidos en la Portaria número 472, de 9 de marzo de 2009 - Resolução GMC 50/08
“Regulamento Técnico para Transporte de Substancias Infecciosas e Amostras Bio-lógicas
entre Estados Partes do MERCOSUL” (Reglamento técnico para el transporte de sustancias
infecciosas y muestras biológicas entre Estados parte de MERCOSUR) Otro aspecto
importante es la logística del transporte del material biológico, con el fin de que las muestras
sean viables hasta el momento del proceso analítico. Ese transporte debe seguir las
recomendaciones de la ONU, presentadas en el documento «Transporte de Sustancias
Infecciosas», en su 13ª revisión publicada en el 2004. En Brasil, el transporte de sustancias
infecciosas es considerado como transporte de productos peligrosos, desde que se enmarca
en la Portaria 204, de 1997, y que corresponde a la 7ª edición de las Recomendaciones de
la Organización Mundial de la Salud, OMS, editadas en 1991 y revisadas en 2004.
3.3 Transporte de muestra como factor de interferencia preanalítica
Una vez recogida e identificada adecuadamente, la muestra deberá ser llevada a la zona
de procesamiento, que podrá estar ubicada en la misma estructura física donde se realizó la
recogida, o alejada a distintas distancias.
Hay diversas maneras de transportar muestras: Entre unidades de un mismo laboratorio,
entre unidades diferentes en la misma ciudad o a unidades en el exterior. En general, el
15
transporte se lleva a cabo rápidamente cuando los laboratorios están próximos y no
presenta grandes dificultades, siempre que las muestras sean acondicionadas en recipientes
que garanticen la seguridad biológica en el transporte.
El procesamiento inicial de la muestra incluye etapas que van desde la recogida hasta la
realización de la prueba y comprende tres fases distintas: precentrifugación, centrifugación y
postcentrifugación. Cuando las pruebas no se realicen justo después de la recogida, las
muestras deben ser procesadas hasta el momento en que puedan respetar las dosis de
manera que no se produzcan interferencias significativas en sus constituyentes.
El tiempo entre la recogida y la centrifugación de la sangre no debe exceder de una hora.
Las muestras recogidas con anticoagulante, en las cuales la prueba será realizada en
sangre total, deben ser conservadas en frío hasta el procedimiento, a temperatura de 4 a
8ºC. Plasma, suero sangre total pueden ser utilizados para la realización de algunas
pruebas, aunque los constituyentes estén distribuidos en concentraciones diferentes entre
estas matrices. Así, resultados en sangre total son diferentes de aquellos obtenidos en el
plasma o en el suero en función de la distribución del agua en los hematocritos: Un
determinado volumen de plasma o de suero contiene un 93% de aguan, mientras que el
mismo volumen de sangre total sólo contiene un 81% de agua.
Los laboratorios pueden utilizar empresas especializadas en el estudio de la cadena fría
para mejorar la adecuación de sus procesos de transporte.
Cuando las muestras de pacientes se envían a un laboratorio distante, las reglas de
seguridad biológica deben cumplirse. No olvidando que la integridad de la muestra debe ser
garantizada durante todo el transporte para mantener la precisión de los resultados
obtenidos. Se debe prevenir el trasvase de la muestra, protegerla de choques y variaciones
de presión. Las reglas para el embarque aéreo son detalladas por la Organización de
Aviación Civil Internacional (OACI) en la parte sobre instrucciones técnicas para el
transporte seguro de mercancías peligrosas por vía aérea.
La Asociación Internacional de Líneas Aéreas (IATA) exige que el embalaje esté
marcado con el término “muestra para diagnóstico”. En los Estados Unidos, el reglamento de
la Occupational Safety & Health Administration (OSHA) exige una etiqueta con el símbolo
BIORIESGO se fije al embalaje.
El documento del CLSI H18-A3, Procedures for the Handling and Processing of Blood
Specimens; Approved Guideline, 3rd ed., describe los procedimientos para la manipulación y
transporte de muestras de diagnóstico.
4. Procedimiento de extracción de sangre venosa
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Las recomendaciones adoptadas a continuación se basan en las normas del Clinical and
Laboratory Standards Institute (CLSI), en la literatura sobre el asunto, así como en la
experiencia de los autores.
El CLSI es una organización internacional, interdisciplinar, sin fines de lucro, reconocida
mundialmente por promover el desarrollo y el uso de normas y directrices voluntarias en el
ámbito de los cuidados de la salud de la comunidad.
Sus documentos son herramientas valiosas para que los servicios de salud cumplan con
su responsabilidad con la eficiencia, efectividad y aceptación global. Son elaborados por
peritos que trabajan en subcomisiones o grupos de trabajo en un proceso dinámico. Cada
comisión se encarga de producir documentos de consenso relativos a una determinada
disciplina. Esas comisiones se distribuyen de la manera siguiente: Automoción e informática,
química clínica y toxicología, test de laboratorio remotos, métodos moleculares, inmunología,
hematología, citometría de flujo, microbiología, protocolos de evaluación, sistemas de
calidad y prácticas de laboratorio, recogida de muestras y su manipulación.
Las abreviaturas empleadas en este documento son las de la CLSI, cuando hacemos
referencia a las normas de esa institución.
4.1 Generalidades sobre la venopunción
La venopunción es un procedimiento complejo, que exige conocimiento y habilidad.
Cuando se extrae una muestra de sangre, un profesional experimentado debe seguir
unas fases:
• Verificar la solicitud del médico y el registro de la petición,
• Presentarse al paciente, estableciendo la comunicación y ganándose su confianza
• Explicar al paciente o a su responsable el procedimiento al que el paciente va a
someterse, siguiendo la política institucional con habilidad,
• Realizar la asepsia de las manos entre paciente y paciente, conforme a la
recomendación del Centers for Disease Control and Prevention (CDC) en el
documento sobre «Directrices para la Higiene de las Manos» y también conforme
al documento del CLSI H3-A6, Procedures for the Collection of Diagnostic Blood
Specimens by Venipuncture; Approved Standard – 6ª ed.;
• Identificar a los pacientes:
• Conscientes: Confirmar los datos personales, comparándolos con los de la
petición. Si el paciente está ingresado, habrá que contrastar sus datos con los
de su pulsera de identificación. Si hubiera discrepancias entre las
informaciones, habrá que resolverlas antes de la recogida de la muestra.
• Inconscientes, muy jóvenes o que no hablen el idioma de la persona que
extrae la sangre: Confirmar los datos de registro con el acompañante o equipo
17
de enfermería asistencial, anotando el nombre de la persona que facilitó la
información. Comparar los datos facilitados con los contenidos en la
documentación o en la petición. Si el paciente está ingresado y tiene pulsera
identificativa, contrastar los datos con los de la pulsera. Si hubiera
discrepancias, habrá que resolverlas antes de la recogida de la muestra.
• Semiconscientes, comatosos o dormidos: El paciente debe ser despertado
antes de la extracción de sangre. Si el paciente está ingresado, y fuera posible
identificarlo, hablar con el enfermero o asistente médico. En pacientes
comatosos, se debe tener un cuidado especial para evitar movimientos
bruscos o vibraciones al introducir la aguja o una vez que ya está dentro de la
vena. Si se producen incidentes durante la extracción, se deberán notificar de
forma inmediata al equipo asistencial (enfermeros o médicos)
• No identificado en la sala de urgencias: En estos casos, se realizará una
identificación provisional, hasta que se produzca la identificación positiva. Para
estos casos, se debe preparar el registro institucional temporal. Cuando la
identificación del paciente sea correcta y se considere permanente, se
rastreará la identificación provisional.
• Verificar que la preparación y el ayuno del paciente son adecuados y preguntar
sobre posibles alergias al látex (para el uso de guantes y del torniquete
adecuados en dicha situación). Recordar que se pueden producir casos de
hipersensibilidad al látex, siendo obligación del laboratorio prevenir riesgos.
4.2 Elección de la zona para realizar la venopunción
La elección del lugar de realización de la punción representa una parte vital del
diagnóstico. Existen diversos lugares que pueden ser elegidos para la venopunción,
como mencionaremos a continuación.
La zona más idónea para las venopunciones es la fosa antecubital, en la parte
anterior del brazo, frente y bajo el codo, donde se localiza un gran número de venas,
relativamente próximas a la superficie de la piel.
Las venas de esta zona varían de persona en persona, sin embargo, hay dos tipos
comunes de sistemas de distribución venosa: Uno con forma de H y otro parecido a una
M. El patrón H se denominó de este modo debido a las venas que lo componen
(cefálica, cubital mediana y basílica) se distribuyen como si fuesen una H, y representa
alrededor del 70% de los casos. En el patrón M, la distribución de las venas más
prominentes (cefálica, cefálica mediana, basílica mediana y basílica) se asemeja a la
letra M.
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Aunque cualquier vena del miembro superior que esté en condiciones de ser
utilizada para la extracción puede ser punzada, las venas cubital mediana y cefálica son
las utilizadas con más frecuencia. Entre ellas, la vena cefálica es la más propensa a la
formación de hematomas y puede doler al punzarla. Las figuras 1 y 2 muestran la
localización de las venas del miembro superior y del dorso de la mano, respectivamente.
Cuando las venas de esta región no están disponibles o no son accesibles, las venas
del dorso de la mano también pueden ser utilizadas para la venopunción. Las venas de
la parte inferior del puño no deben ser utilizadas porque, al igual que ellas, los nervios y
tendones están próximos a la superficie de la piel en esa zona.
No se deben utilizar zonas alternativas como tobillos o extremidades inferiores sin la
autorización del médico, debido al potencial significativo de complicaciones médicas que
implican, por ejemplo: Flebitis, trombosis o necrosis tisular.
Atención: Las punciones arteriales no se deben considerar como una alternativa a la
venopunción por la dificultad de extracción. Sólo debe considerarse previa autorización del
asistente médico.
En el dorso de la mano, el arco venoso dorsal es el más recomendable por ser el
mayor calibre, aunque la vena dorsal del metacarpo también podrá ser punzada.
19
Zonas que hay que evitar para la venopunción
• Preferiblemente, las muestras de sangre no se deben extraer de los miembros en los
que se hayan colocado las vías intravenosas.
• Evitar zonas que contengan grandes áreas de cicatrices de quemaduras.
• Se debe consultar a un médico antes de extraer sangre cerca de la zona donde se
practicó la mastectomía, para evitar las potenciales complicaciones derivadas de la
linfostasis.
• Las zonas con hematomas pueden dar lugar a resultados erróneos en las pruebas,
independientemente del tamaño del hematoma. Si otra vena, en otra zona, no se
encontrara disponible, la muestra se debe extraer distalmente al hematoma.
• Las fístulas arteriovenosas, injertos vasculares o cánulas vasculares no deben ser
manipulados para la extracción de sangre por personal no autorizado por el equipo
médico.
• Evite punzar venas trombosadas. Esas venas son poco elásticas, se parecen a un
cordón y tienen las paredes endurecidas.
Técnicas para detectar la vena
• Observar las venas de mayor calibre.
• Movimiento: Pedir al paciente que baje el brazo y que abra y cierre la mano. Los
movimientos de apertura de las manos reducen la presión venosa y relajan los
músculos.
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• Masajes: Masajear suavemente el brazo del paciente (del puño hacia el codo).
• Palpación: Realizada con el dedo índice de la persona que extrae la sangre. No
utilizar el dedo pulgar por la baja sensibilidad de la percepción de las pulsaciones. Ese
procedimiento ayuda a distinguir entre venas y arterias por la presencia de
pulsaciones, gracias a la mayor elasticidad y grosor de las paredes de los vasos
arteriales.
• Fijar las venas con los dedos, en los casos de flacidez.
• Transiluminación: Procedimiento por el cual la persona que extrae la sangre utiliza
una o dos fuentes primarias de luz (la primera, de alta intensidad, la segunda usa
LED). El equipo transiluminador cutáneo es de gran ayuda para localizar las venas, a
través de haces luminosos emitidos en el interior del tejido subcutáneo del paciente.
El usuario debe fijar el torniquete de la forma habitual, deslizando el transiluminador
por la piel, siempre adherido a la superficie para que la luz no se disperse. Las venas
se verán como líneas oscuras. Una vez definida cuál es la mejor zona para la
punción, el transiluminador se fija en la región escogida, evitando que estorbe el flujo
sanguíneo. Después se introduce la aguja, completando el procedimiento como de
costumbre. El transiluminador es especialmente útil en: Neonatos, niños, ancianos,
obesos, personas hipotensas, en los que la localización de las venas es difícil.
4.3 Uso adecuado del torniquete
El torniquete se utiliza para aumentar la presión intravascular, y facilita la
palpación de la vena y que los tubos de recogida o la jeringa se llenen.
Se debe disponer de torniquetes o productos que cumplan su función al realizar
la venopunción. Entre otros:
• Torniquete de un solo uso, desechable, preferiblemente que no contenga látex.
• El manguito del tensiómetro inflado hasta 40 mmHg para adultos.
Se debe evitar el uso de torniquetes de tejidos plásticos, con cierre de grapas
plásticas, hebillas o tipos similares de fijación.
Si el torniquete contiene látex, se debe preguntar al paciente si tiene alergia a
ese componente. Si el paciente es alérgico al látex, no utilizar ese material para el
torniquete.
Los torniquetes de deben descartar inmediatamente si están contaminados con
sangre u otros fluidos corporales.
Es posible que la persona que extrae la sangre no pueda hacer visible la vena
antecubital con la seguridad requerida sin aplicación del torniquete.
Precauciones en el uso del torniquete
21
• Es muy importante hacer un uso adecuado del torniquete (Imágenes 3, 4 y 5).
• Cuando su aplicación excede un minuto, puede producirse estasis localizada,
hemoconcentración e infiltración de sangre en los tejidos, dando lugar a
valores falsamente elevados para todos los analitos basados en medidas de
proteínas, alteración del volumen celular y de otros elementos celulares.
• El uso inadecuado puede llevar a la situación de error de diagnóstico (como
hemólisis, que puede tanto elevar el nivel de potasio como alterar la dosis de
calcio, etc.), así como dar lugar a complicaciones durante la extracción
(hematomas, hormigueo y, en casos extremos, signo de Trousseau, etc.)
• Si hay lesiones cutáneas en la zona en que se quiere practicar el torniquete,
se debe considerar la posibilidad de utilizar una zona alternativa o aplicar el
torniquete sobre la ropa del paciente.
Procedimientos
• Colocar el brazo del paciente, inclinándolo hacia abajo, desde la altura del
hombro
• Colocar el torniquete con el lazo hacia arriba para evitar la contaminación de la
zona de punción.
• No aplicar el procedimiento de golpear sobre la vena con dos dedos al
seleccionar la vena. Este tipo de procedimiento provoca hemólisis capilar y,
por tanto, altera el resultado de algunos analitos.
22
• Si se usa el torniquete para la selección preliminar de la vena, aplicarlo
durante un breve momento, pidiendo al paciente que cierre la mano. Localizar
la vena y aflojar el torniquete enseguida. Esperar 2 minutos para utilizarlo
nuevamente.
• El torniquete no deberá ser utilizado en algunas pruebas como lactato o calcio,
para evitar variaciones en el resultado.
• Aplicar el torniquete de 7,5 a 10 cm por encima de la zona de la punción para
evitar la contaminación de la zona.
• No utilizar el torniquete de forma continuada durante más de 1 minuto.
• Al aplicar el torniquete, pedir al paciente que cierre la mano para hacer visible
la vena.
• No apretar el torniquete con intensidad, puesto que el flujo arterial no debe ser
interrumpido. El pulso debe permanecer perceptible.
• Cambiar el torniquete siempre que haya sospecha de contaminación.
Posición del paciente
• La posición del paciente también puede provocar errores en los resultados.
• Que el paciente se encuentre incómodo, junto con que sienta ansiedad, puede
conducir a la liberación indebida de algunos analitos en la corriente sanguínea.
A continuación se presentan algunas recomendaciones que facilitan la extracción
de sangre y proporcionan una perfecta atención al paciente en este momento.
Procedimientos en paciente sentado
• Pedir al paciente que se siente de cómodamente en una silla adecuada para la
extracción de sangre. Se recomienda que la silla tenga reposabrazos y evite
caídas en caso de que el paciente pierda la consciencia. Las sillas sin
reposabrazos no proporcionan el apoyo adecuado al brazo, ni protegen a los
pacientes en caso de desfallecimiento.
• Se recomienda que en el reposabrazos de la silla, el brazo del paciente esté
inclinado levemente hacia abajo y extendido, formando una línea recta desde
el hombro hasta la muñeca. El brazo debe estar apoyado firmemente por el
reposabrazos y el codo no debe estar doblado. Una leve curvatura puede ser
importante para evitar la hipertensión del brazo.
Procedimiento en pacientes tumbados
• Pedir al paciente que se coloque en una postura cómoda.
23
• Si está en posición elevada y fuera necesario un apoyo adicional, se colocará
una almohada debajo del brazo en el que se realizará la extracción de la
sangre.
• Coloque el brazo del paciente inclinado levemente hacia abajo y extendido,
formando una línea recta desde el hombro hasta la muñeca.
• Si se encuentra semisentado, la posición del brazo facilita relativamente la
extracción.
4.4 Procedimientos para la antisepsia e higiene en la extracción de sangre
venosa
Algunas consideraciones son importantes sobre el uso de soluciones de alcohol,
tanto en la antisepsia de la zona de punción, como la higiene de las manos.
Analizaremos a continuación estos aspectos.
Según Rotter, cuando se compara la eficacia de los distintos métodos de higiene
de las manos para reducir la flora residente, el alcohol de fricción presentó los
mejores resultados, tanto en la acción inmediata como en el mantenimiento de la
eficacia después de tres horas desde su aplicación.
El alcohol tiene un amplio espectro de acción, conteniendo bacterias, hongos y
virus, con menor actividad sobre los virus hidrofílicos no envueltos, particularmente
los enterovirus. Durante el tiempo habitual de aplicación para la antisepsia de las
manos, no presenta acción esporicida.
En concentraciones apropiadas, los alcoholes tienen una reducción rápida y
mayor en el recuento de bacterias. Cuanto mayor sea el peso molecular del alcohol,
mayor será su acción bactericida. Los datos de la literatura indican que las
soluciones alcohólicas han de ser preparadas sobre la base del peso molecular y no
sobre el volumen a ser aplicado, afirmando que el alcohol a 70% es el que posee, de
entre otras concentraciones, la mayor eficacia germicida in vitro.
Respecto a la antisepsia de la piel de la zona de punción, usada para prevenir la
contaminación directa del paciente y de la muestra, el antiséptico escogido debe ser
eficaz, tener acción rápida, ser de baja causticidad e hipoalergénico para piel y mucosa.
Los alcoholes etílico e isopropílico son los que poseen un efecto antiséptico en la
concentración de 70%, aún así, el etanol es el más utilizado, puesto que en esa
composición se preserva su acción antiséptica y disminuye su inflamabilidad. En esta
24
dilución, tiene excelente actividad contra bacterias gram positivas y gram negativas,
buena actividad contra Mycobacterium tuberculosis, hongos y virus, además de tener un
coste menor.
Actualmente, algunos países de América del Norte han prohibido el uso del alcohol
etílico debido a su inflamabilidad, utilizando en su lugar alcohol isopropílico en los
laboratorios y hospitales.
4.4.1
Limpieza de las manos
Las manos deber ser limpiadas después de entrar en contacto con cada paciente,
evitando de este modo, la contaminación cruzada.
La limpieza se puede realizar con agua y jabón, conforme al procedimiento ilustrado
en la imagen 6, o utilizando alcohol en gel.
La fricción con alcohol reduce en 1/3 el tiempo dedicado por los profesionales de la
salud a la higiene de las manos, aumentando la adherencia a esta acción básica de
control. En lo que respecta a sus desventajas, se encuentran el olor que permanece en
las manos y la inflamabilidad, que se observa sólo en soluciones de etanol por encima
del 70% de concentración.
4.4.2
Colocación de los guantes
Guantes
Los guantes desechables son barreras de protección y pueden ser confeccionados
en látex, vinilo, polietileno o nitrilo.
Algunos funcionarios pueden desarrollar dermatitis por el uso prolongado de estos
elementos de protección individual. En tales casos, se deben utilizar guantes de otros
25
materiales (nitrilo, polietileno y otras composiciones). El uso de guantes sin talco, así
como la utilización de guantes revestidos internamente de algodón, también pueden ser
una alternativa para estos funcionarios con sensibilidad a estos materiales.
Es prudente verificar si el paciente tiene hipersensibilidad al látex, puesto que hay
informes de choque anafiláctico en la literatura. En tales situaciones, se debe evitar el
uso de los guantes de látex.
Procedimiento
Se debe cambiar de guantes antes de la realización de la venopunción.
Los guantes deben ser colocados con cuidado para que no se rasguen. Deben
quedar bien adheridos a la piel para que la persona que extrae la sangre no pierda
sensibilidad en el momento de la punción (imágenes 7 y 8).
4.4.3
Antisepsia de la zona de punción
El procedimiento de venopunción debe estar precedido por la limpieza de la zona
para evitar la contaminación microbiana de cada paciente o muestra.
Antisépticos
• Es necesario el uso de antisépticos para la preparación de la piel.
• Entre otros, citamos los siguientes: Alcohol isopropílico 70% o alcohol etílico,
povidona yodada 1 a 10% o gluconato de clorhexidina para hemocultivos,
sustancias de limpieza no alcohólicas (como clorhexidina, jabón neutro).
Procedimiento
• Se recomienda utilizar una gasa humedecida con solución de alcohol isopropílico
o etílico 70%, comercialmente preparado (imagen 9).
26
• Limpiar la zona con un movimiento circular desde el centro hacia fuera (imagen
10).
• Dejar secar la zona durante 30 segundos para prevenir la hemólisis de la muestra
y reducir la sensación de ardor en la venopunción.
• No soplar, no abanicar ni colocar nada en la zona.
• No tocar la zona después de la antisepsia.
• Si la venopunción fuese difícil de realizar y fuera necesario palpar la vena de
nuevo para llevar a cabo la extracción, se debe limpiar la zona escogida
nuevamente.
Nota: Cuando se solicite dosis de alcohol en sangre, se debe utilizar un antiséptico en la zona
de punción, conforme a la recomendación del documento del CLSI T/DM6A– Blood
Alcohol Testing in the Clinical Laboratory; Approved Guideline.
4.5 Criterios para realizar la extracción por vacío de sangre venosa o por
jeringa y aguja
Se recomienda que el hospital y el laboratorio establezcan una política institucional
para escoger la técnica de extracción de sangre.
Estos criterios de elección de la metodología a seguir en la extracción de sangre van
más allá del coste del material, debiendo tener en cuenta: La finalidad del procedimiento,
27
el tipo de clientela, la habilidad del personal de enfermería y las características de la
institución.
La persona que extrae la sangre desempeña un papel importante en la garantía de la
calidad de este proceso.
Algunos puntos relevantes en la selección de la técnica a utilizar y del material de
recogida son indicados a continuación.
4.5.1
Consideraciones sobre la extracción por vacío de sangre venosa
Aspectos históricos
En 1943, la Cruz Roja Americana solicitó a una empresa de materiales hospitalarios
que desarrollase un juego desechable y estéril para la extracción de sangre. Una vez
envasado, el material debería mantener la esterilidad para su uso en campos de guerra.
El resultado fue la creación de un dispositivo que permitía la aspiración de la sangre
directamente de la vena a través del vacío, utilizando una aguja de dos puntas que se
conectaba directamente al tubo de análisis, constituyendo el sistema para extracción de
sangre por vacío. Desde entonces, este dispositivo ha sido perfeccionado y mejorado,
transformando el sistema para la extracción de sangre en un procedimiento seguro,
práctico y proporcionando mayor calidad del modelo diagnóstico.
4.5.2
Extracción de sangre por vacío
La extracción de sangre por vacío es la técnica de extracción de sangre venosa
recomendada por el CLSI en la actualidad. Se utiliza en todo el mundo y en la mayoría
de los laboratorios brasileños, puesto que proporciona al usuario innumerables ventajas:
• La facilidad en la manipulación es una de sus ventajas, dado que el tubo para la
extracción de la sangre por vacío tiene en su interior vacío calibrado y en
capacidad proporcional al volumen de sangre informado en su etiqueta externa, lo
que significa que cuando la sangre deja de fluir dentro del tubo, la persona que
extrae la sangre tendrá la certeza de que se extrajo el volumen de sangre
correcto. La cantidad de anticoagulante/ activador del coágulo es proporcional al
volumen de sangre que tiene que ser extraída, generando, al final de la
extracción, una muestra de calidad para ser procesada o analizada.
• La comodidad del paciente es esencial, dado que con una única punción venosa
se pueden llenar rápidamente todos los tubos que son necesarios para las
pruebas solicitadas por el médico.
• Los pacientes con accesos venosos difíciles, como niños, pacientes en
tratamiento médico, sometidos a quimioterapia, etc., también se benefician,
puesto que hay productos que facilitan estas extracciones (palomillas para
28
extracción múltiple de sangre al vacío de distintos calibres de aguja y tubos para
la extracción de la sangre al vacío con menores volúmenes de aspiración). Otro
aspecto relevante a tener en cuenta es el avance de la tecnología en los equipos
para el diagnóstico y equipos con mayor especificidad y sensibilidad, que hoy
requieren un menor volumen de muestra del paciente.
• Garantía de la calidad en los resultados de las pruebas, factor relevante y
primordial en un laboratorio.
• Seguridad del profesional de la salud y del paciente, puesto que la extracción por
vacío es un sistema cerrado de extracción de sangre. Al punzar la vena del
paciente, la sangre fluye directamente de su vena al tubo de extracción por vacío.
Esto proporciona seguridad biológica a la persona que extrae la sangre, puesto
que no hay necesidad de manipulación de la muestra de sangre. Por estos y otros
motivos, como es la diferencia de acceso venoso de un paciente a otro,
recomendamos que se tengan en cuenta algunos aspectos relevantes para la
correcta extracción.
4.5.3
Consideraciones sobre la extracción de sangre venosa con jeringa y aguja
La extracción de sangre con jeringa y aguja se utiliza desde hace muchos años. Por
ser la técnica más antigua desarrollada para la extracción de sangre venosa, se enraizó
en algunas áreas de la salud, dado que el mismo producto es utilizado para infundir
medicamentos.
Por ello, además de ocasionar posibles errores preanalíticos, la extracción con
jeringa y aguja es un procedimiento de riesgo para el profesional de la salud, aparte de
manipular la sangre, también debe eliminar, de forma segura, el dispositivo punzante
depositándolo en el contenedor de residuos adecuado. Con la llegada de la NR32, los
dispositivos de seguridad (imagen 11) deben estar acoplados en los materiales
punzantes (agujas, palomillas, etc.), incluso las agujas hipodérmicas, y la manipulación
de material biológico debe ser el mínimo posible.
De acuerdo con el CLSI, se debe evitar la venopunción realizada con jeringa y aguja
por razones de seguridad, no obstante, siempre que la jeringa y la aguja se usen para la
extracción de sangre se debe utilizar un dispositivo de transferencia (imagen 11b). Se
trata de un adaptador de extracción de sangre por vacío, con aguja distal acoplada para
la transferencia de la sangre de la jeringa directamente al tubo, sin la necesidad de
manipulación de la sangre y la apertura del tubo (CLSI H3- A6, Procedures for the
Collection of Diagnostic Blood Specimens by Venipuncture; Approved Standard, 6th ed.).
29
La extracción con jeringa y aguja está muy difundida debido al hábito de
manipulación de la mayoría de los profesionales de la salud y a su disponibilidad, es
decir, jeringas y agujas hipodérmicas, además de tener un coste bajo son materiales
esenciales para el funcionamiento de cualquier servicio de salud. Ha de ser destacado
que esta opción podrá tener repercusiones en mayor medida en la calidad de la muestra
obtenida, así como en los riesgos de accidente con los dispositivos de punción.
Debido a que este sistema de extracción es abierto, a que depende de criterios
subjetivos para la etapa de transferencia de la sangre a los tubos (por encima o debajo
de su capacidad, puede ocasionar una alteración en la proporción correcta de sangre/
aditivo) y a que posibilita la amplia formación de microcoágulos, fibrina y hemólisis, la
calidad de la muestra se puede ver comprometida. Con ello, hay varias pérdidas que
pueden generar:
• Derroche, duplicando el trabajo,
• Reducción de la eficiencia del servicio, ocasionada por los atrasos en la entrega
de los resultados,
• Reducción de la eficacia, debido al incumplimiento de patrones establecidos para
la calidad del desempeño,
• Disconformidades en la producción del laboratorio por posibles daños a los
equipos (obstrucciones, atascos),
• Desgaste del equipo de laboratorio (administrativo y técnico),
• Mayores gastos,
• Falta de armonía en la relación del laboratorio con el paciente y con su asistente
médico, lo que conduce a la pérdida de confianza en el servicio.
4.5.4
Dificultad para la extracción de la muestra de sangre
Cuando se produzcan dificultades para la obtención de la muestra de sangre,
pueden ser necesarios procedimientos complementarios:
• Cambiar la posición de la aguja: Si la aguja entró en la vena a mucha profundidad,
tire de ella un poco para atrás. Si no penetró lo suficiente, avance hasta alcanzar
la vena,
30
• Si durante la extracción surgiera la sospecha de que la vena punzada se haya
pegado, se recomienda girar lenta y cuidadosamente la aguja para que se
desobstruya el bisel, permitiendo la recomposición de la luz de la vena y la
liberación del flujo sanguíneo. No se debe intentar nunca la reubicación lateral de
la aguja para alcanzar la vena basílica, por su proximidad con la arteria braquial,
• Intentar recoger el material con otro tubo, si el utilizado inicialmente falla por
cualquier defecto (por ejemplo, por falta de vacío),
• No se recomiendan los movimientos en busca aleatoria de la vena, este tipo de
movimiento puede ser doloroso y puede producir perforaciones arteriales, dando
lugar a: Hematoma, compresión del nervio o lesión directa del nervio,
• No se recomienda que la propia persona que extrae la sangre intente más de dos
veces una venopunción. Si es posible, otra persona debe completar la recogida
del paciente o de debe informar al médico.
4.6 Consideraciones importantes sobre la hemólisis
La hemólisis se define como la «liberación de los constituyentes intracelulares en el
plasma o suero», cuando se produce la ruptura de las células de la sangre, lo que puede
interferir en los resultados de algunos analitos. Es conocida generalmente por la
coloración roja del suero o plasma, después de la centrifugación o sedimentación,
ocasionada por la hemoglobina liberada durante la ruptura de los eritrocitos. De este
modo, la interferencia puede tener lugar también en bajas concentraciones de
hemoglobina, invisibles a simple vista (imagen 12).
La hemólisis no siempre afecta a la ruptura de los hematocritos, puesto que los
factores interferentes pueden también originarse por la lisis de plaquetas y granulocitos,
que puede ocurrir, por ejemplo, cuando la sangre es almacenada a bajas temperaturas,
y no se congela.
4.6.1
Buenas prácticas previas a la extracción para prevenir la hemólisis
• Dejar secar el alcohol antes de comenzar con la punción.
• Evitar usar agujas de menor calibre. Usar este tipo de material solamente cuando la
vena del paciente sea fina o en casos especiales.
• Evitar extraer sangre de una zona con hematoma.
31
• En extracciones al vacío, punzar la vena del paciente con el bisel hacia arriba. Perfore
la vena con la aguja en un ángulo oblicuo de inserción de 30 grados o menos. De este
modo, se evita que la sangre choque con fuerza con la pared del tubo, provocando la
hemólisis de la muestra, y también se previene el reflujo de sangre del tubo en la vena
del paciente.
• Los tubos con un volumen de sangre insuficiente o excesivo alteran la proporción
correcta de sangre/ aditivo, provocando hemólisis y resultados incorrectos.
• En extracciones con jeringa y aguja, es necesario verificar si la aguja está bien
adaptada a la jeringa para evitar la formación de espuma.
• No tirar del émbolo de la jeringa con mucha fuerza.
• Incluso en extracciones con jeringa, hay que tirar la aguja y pasar la sangre
deslizándola cuidadosamente por la pared del tubo, evitando que se produzca la
contaminación del extremo de la jeringa con el anticoagulante o con el activador de
coágulo contenido en el tubo.
• No clavar la aguja en la tapa de plástico del tubo para transferir la sangre de la jeringa
al tubo, dado que podría dar lugar a una presión positiva que provoca, además de la
hemólisis, el desplazamiento del tapón del tubo, produciendo la rotura de los equipos.
4.6.2
Buenas prácticas posteriores a la extracción para prevenir la hemólisis
• Homogeneizar la muestra suavemente por inversión de 5 a 10 veces, de acuerdo con
las instrucciones del fabricante (véase apartado 4.6.1), no agitar el tubo.
• No dejar la sangre en contacto directo con hielo, cuando el analito va a ser dosificado
es necesario conservarlo en hielo.
• Embalar y transportar el material de acuerdo con las indicaciones de la autoridad
sanitaria local, las instrucciones de uso del fabricante de tubos y del fabricante del
conjunto de diagnóstico a analizar.
• Usar, preferentemente, un tubo primario, evitar la transferencia de un tubo a otro.
• No dejar almacenada la sangre refrigerada durante mucho tiempo antes de realizar
las pruebas. Verificar las recomendaciones del fabricante del equipo de prueba.
• No centrifugar la muestra de sangre en el tubo para obtener suero antes de que
acabe la retracción del coágulo, puesto que la formación del coágulo aún no se ha
realizado completamente y se puede provocar la ruptura celular.
• Cuando se utilice un tubo primario (con gel separador), la centrifugación y la
separación del suero se deben realizar dentro de, como mínimo, 30 minutos y, como
máximo, 2 horas después de la extracción.
• No utilizar el freno de la centrífuga con el objeto de interrumpir la centrifugación de los
tubos. Esa interrupción brusca puede provocar la hemólisis.
32
4.7 Recomendaciones para los tiempos de retracción del coágulo
Los tiempos recomendados se basan en los procesos normales de coagulación (tabla 3).
Los pacientes portadores de coagulopatías o sometidos a tratamientos con anticoagulantes
precisan de un tiempo mayor para esta etapa de la fase preanalítica.
•
Las muestras de pacientes con perturbaciones en la producción de proteínas pueden
dar lugar a malformaciones de la barrera de gel y los desórdenes pueden ocasionar
cambios en la densidad del suero, dando lugar a que el suero permanezca por
debajo del gel después de la centrifugación y, algunas veces, la ausencia del
movimiento del gel.
• El las muestras de suero recogido de pacientes portadores de paraproteinemias,
como el mieloma múltiple, la barrera de gel se puede mezclar con el suero y las
células. En dicha situación, la inmunoglobulina inhibe las tres fases de la formación de
fibrina.
− La acción proteolítica de la trombina sobre el fibrinógeno,
− La agregación de los monómeros de fibrina
− La estabilización de la fibrina por el enlace cruzado de las cadenas gamma y alfa.
Como el gel no se mueve, habrá, en teoría, cierta cantidad de suero que debe ser
separada inmediatamente en un tubo secundario para el análisis.
• Los sueros de pacientes con alteraciones de la coagulación pueden precisar de
más de 30 minutos para la coagulación total de la muestra, así como es posible
que no coagule la muestra de los pacientes en tratamiento con elevadas dosis de
heparina pueden. Ciertas dolencias del hígado pueden requerir asimismo de
mayor tiempo para la coagulación de la muestra. También se ha de prestar más
33
atención a estos casos, puesto que pueden acarrear la malformación de la barrera
de gel, en caso de que no se espere el tiempo de coagulación total de la muestra
con centrifugación anticipada.
• Siempre que el paciente sea sometido a pruebas de imagen con uso de
contrastes, se debe, en primer lugar, realizar la extracción de sangre, y después la
prueba de imagen.
• Los tubos recogidos con un volumen de sangre inferior al debido alteran la
relación sangre/ activador de coagulación, dando lugar a la formación de fibrina.
• Se debe respetar el intervalo necesario para la retracción del coágulo antes de la
centrifugación, intentando evitar la formación de fibrina (imagen 13).
• La relación coagulación/ tiempo puede variar de un proveedor a otro, por ejemplo:
Algunos tubos con gel separador pueden presentar un acelerador de coágulo
capaz de reducir los tiempos, de 3 a 5 minutos aproximadamente, para la
formación total del coágulo, aumentando la productividad y optimizando la rutina
del laboratorio. El laboratorio debe consultar a su proveedor sobre las
recomendaciones relativas al tiempo de retracción del coágulo.
4.8 Centrifugación de los tubos de extracción
Se recomienda que las centrífugas del laboratorio sean sometidas periódicamente a
mantenimiento preventivo, con calibración y verificación de las condiciones metrológicas,
para garantizar su correcto funcionamiento. Para tubos de extracción por vacío, se
recomienda el uso de centrífugas equilibradas de ángulo móvil (tipo swing-bucket).
• Utilizar siempre contenedores o cubetas apropiadas. Los contenedores y cubetas
de la centrífuga deben tener el tamaño específico para los tubos utilizados.
Cubetas muy grandes o muy pequeñas pueden ocasionar la ruptura o
desplazamiento de los tubos, dando lugar a la mala separación de la muestra.
• Asegurarse de que los tubos estén correctamente encajados en el contenedor de
la centrífuga. No encajarlos correctamente puede hacer que la tapa de protección
del tubo se desprenda o que la parte superior del tubo se quede fuera del
contenedor. Tubos de vidrio o plástico encima del contenedor pueden chocar con
la cabeza de la centrífuga y romperse.
34
• Equilibrar los tubos para minimizar el riesgo de rotura. Los tubos deben agruparse
de acuerdo con el tipo, por ejemplo: Tubos con el mismo volumen de aspiración,
tubos de tamaños iguales, tubos de vidrio con tubos de vidrio, tubos con el mismo
tipo de tapa o tapón de protección, tubos con gel con otros del mismo tipo, y tubos
de plástico con tubos de plástico.
• Asegurarse de que, al final del día, los contenedores y el área de contacto de la
centrífuga sean desinfectados con hipoclorito al 1%, contribuyendo así a la
seguridad del próximo usuario.
La fuerza centrífuga relativa (RCF) se refiere a la regulación de la aceleración de la
centrífuga (rpm), conforme a la ecuación siguiente:
En la que “r” expresada en cm corresponde a la distancia radial del centro del rotor
de la centrífuga a la base del tubo (radio).
La tabla 4 presenta la velocidad y el tiempo de centrifugación recomendados.
Tiempo y rotación para la centrifugación de la muestra
La relación velocidad/tiempo puede variar de un proveedor a otro, por ejemplo,
algunos tubos con gel separador pueden centrifugarse en tiempos más breves, 4 a 5
minutos aproximadamente, aumentando la productividad y optimizando la rutina del
laboratorio. El laboratorio debe consultar a su proveedor sobre las recomendaciones de
centrifugación.
35
Los tubos no deben pasar por un segundo proceso de centrifugación después de la
formación de la barrera. Las barreras tienen mayor estabilidad cuando los tubos
se centrifugan en centrífugas horizontales (contenedor de ángulo móvil), no refrigeradas,
más que en centrífugas de ángulo fijo.
Se recomienda esperar siempre hasta que la centrífuga pare completamente, antes
de intentar retirar los tubos. No usar el freno de la centrífuga con la intención de
interrumpir la centrifugación de los tubos, esa interrupción brusca, además de hemólisis
(véase apartado 4.6.2), puede desplazar el gel separador.
El plasma y el suero de los tubos sin gel se deben quitar de la capa celular dentro de
las 2 horas siguientes a la recogida de la muestra, conforme al documento del CLSI
H18-A3 - Procedures for the Handling and Processing of Blood Specimens; Approved
Guideline, 3rded Vol.24 No38.
El suero o plasma separado está listo para ser utilizado. Los tubos se pueden colocar
directamente en la bandeja (rack) del equipo, o el suero/plasma puede ser colocado en
una pipeta para un contenedor del equipo. Algunos equipos aspiran la muestra
directamente del tubo primario. Así, para la utilización adecuada, se recomienda
observar las instrucciones del fabricante del equipo. La estabilidad del analito depende
de su viabilidad en la muestra, temperatura y tiempo en que va a ser analizado. Por ello,
se recomienda consultar las instrucciones del conjunto diagnóstico para verificar la
sensibilidad y la especificidad para la detección del analito que se va a dosificar.
36
También se recomienda que cada servicio establezca su política de almacenamiento de
materiales biológicos (imagen 14).
Algunos parámetros tienen que ser transportados y centrifugados bajo refrigeración
para mantener su estabilidad, por ejemplo: amoniaco, catecolaminas, paratormonio,
ácido láctico, piruvato, ácidos grasos libres, actividad de la renina, acetonas y ACTH.
Otros necesitan protección contra la acción de la luz (bilirrubina, betacaroteno, vitamina
B12, ácido fólico).
Es importante examinar el aspecto final de la muestra después de la centrifugación,
particularmente respecto a la presencia de fibrina, lipemia y hemólisis. En la imagen 15,
se ven muestras con diferentes grados de lipemia.
Atención: Los tubos con gel separador no se pueden centrifugar a bajas temperaturas, puesto
que las propiedades del flujo del gel se relacionan con la temperatura. La formación
de la barrera de gel se puede ver afectada si se enfría el tubo antes o durante la
centrifugación. Para optimizar el flujo y evitar el calentamiento, ajustar las
centrífugas refrigeradas a 25ºC.
La tabla 5 relaciona los radios del brazo de la centrífuga (en centímetros) con la
velocidad necesaria para obtener la fuerza “g” adecuada.
37
Como utilizar la tabla 5:
Ejemplo: Suponga que el fabricante de los productos para la extracción de sangre al
vacío recomiendan que la centrifugación del tubo se realice a 1.300 g. Para transformar
“g” en “rpm” debemos medir el radio de la centrífuga usada por el laboratorio. El radio se
mide en centímetros, utilizando una regla común. Esa medida se toma desde el punto
central de la centrífuga de ángulo móvil hasta el fondo del tubo (base del bolsillo). El
valor en “rpm” es el punto de intersección de las dos medidas (g y radio) en la tabla 5.
Ej: radio de la centrifugadora = 15 cm
Velocidad de centrifugación = 1.300 g = 2.794 rpm
4.9 Recomendaciones de la secuencia de los tubos de vacío en la extracción de
sangre venosa de acuerdo con el CLSI
38
Existe una pequeña posibilidad de contaminación con aditivos de un tubo a otro
durante el cambio de tubos en el momento de la extracción de la sangre. Por ello, el
CLSI estableció un orden de extracción.
Esa contaminación en una extracción de sangre venosa puede ocurrir cuando:
• En la extracción de sangre al vacío la sangre del paciente entra en el tubo y se
mezcla con el activador de coágulo o anticoagulante, contaminando la aguja distal
(recubierta por la manga de plástico de la aguja de extracción múltiple por vacío
de la sangre) cuando penetra la tapa del tubo (imagen 16),
• En la extracción con jeringa y aguja, por el contacto de la punta de la jeringa con
el anticoagulante o activador de coágulo en la pared del tubo, cuando la sangre se
coloca dentro del tubo,
• En la extracción con jeringa y aguja, usar el dispositivo de transferencia para
tubos de vacío (imagen 17), donde la sangre que está dentro de la jeringa entra
en el tubo y se mezcla el activador de coágulo o anticoagulante, pudiendo
contaminar la aguja distal (recubierta por la manga de plástico del dispositivo de
transferencia) cuando penetra y perfora la tapa del tubo (CLSI H3-A6, Procedures
for the Collection of Diagnostic Blood Specimens by Venipunctures; Approved
Standard, 6th ed.).
En diciembre de 2003, se reformuló la orden de extracción del CLSI, contemplando
también la recogida en tubos plásticos. Esto ocurrió porque los tubos plásticos para
suero (tapa roja o amarilla con gel separador) contienen activador de coágulo en su
interior, lo que puede alterar los resultados de las pruebas de coagulación. Debido a
39
este componente, estos tubos se deben recoger después del tubo para la coagulación
(tapa azul), como se ve en la imagen.
Usando tubos de vidrio para la recogida: los tubos para suero (tapa roja) se pueden
recoger normalmente, antes de los tubos para la coagulación (tapa azul), puesto que no
poseen activador de coágulo.
Los estudios demuestran que los resultados del tiempo de protrombina (TP),
International Normalized Ratio (INR), y el tiempo de tromboplastina parcial activado
(TTPA) no sufren interferencia si se analizan en el primer tubo recogido, sin la necesidad
de la recogida previa del tubo de descarte. Estos estudios no comprobaron la hipótesis
de que las muestras para los ensayos rutinarios de coagulación deberían ser obtenidas
después de la recogida del tubo de descarte para minimizar el efecto de la acción de la
tromboplastina tisular. Según el documento CLSI H21-A5, Collection, transport, and
processing of blood specimens for testing plasmabased coagulation assays and
molecular hemostasis assays; approved guideline – 5th edition, la evidencia acerca de la
necesidad de la recogida previa de un tubo de descarte para pruebas de coagulación es
circunstancial. Así, no existen publicaciones recientes que indiquen que esta práctica
sea absolutamente necesaria o no, cuando se recurre al sistema de extracción al vacío.
Al realizar la extracción con palomillas, siendo el tubo para pruebas de coagulación
el primero en recogerse, se debe utilizar el tubo de descarte. El uso del tubo de descarte
tiene como finalidad rellenar el espacio «muerto» de la palomilla, para garantizar la
proporción adecuada del anticoagulante respecto a la sangre total. Para el descarte
utilice un tubo para la coagulación o sin aditivo alguno.
Ahora bien, según este documento algunos servicios utilizan la técnica de la «doble
jeringa» para la extracción de sangre para hemostasis. En este tipo de procedimiento, la
jeringa con la aguja, sin aditivo de ningún tipo, se utiliza para la obtención de la primera
muestra. Después de esa primera extracción, manteniendo la aguja en la vena punzada,
se retira cuidadosamente la jeringa y se encaja una segunda, conteniendo el
anticoagulante adecuado. La sangre extraída en la segunda jeringa representa la
muestra adecuada para utilizar en las pruebas de hemostasis.
Nota: En los casos en los que la extracción se realizó con palomilla y el primer tubo recogido
fue el tubo de citrato o un tubo de menor volumen de aspiración, se debe recoger
primero un tubo de descarte. El tubo de descarte se debe utilizar para rellenar con
sangre el espacio muerto del tubo de vinilo de la palomilla, asegurando mantener la
proporción sangre/anticoagulante en el tubo y también el volumen exacto de sangre
que se extrajo dentro del tubo.
40
4.9.1
Secuencia de extracción para tubos plásticos de extracción de sangre
1. Frascos para hemocultivos.
2. Tubos con citrato (tapa azul claro).
3. Tubos para suero con activador de coágulo, con o sin gel separador (tapa roja o
amarilla).
4. Tubos con heparina con o sin gel separador de plasma (tapa verde).
5. Tubos con EDTA (tapa malva).
6. Tubos con fluoruro (tapa gris).
4.9.2
Secuencia de extracción para tubos de vidrio de extracción de sangre
1. Frascos para hemocultivos.
2. Tubos para suero de vidrio siliconizado (tapa roja).
3. Tubos con citrato (tapa azul claro).
4. Tubos para suero con activador de coágulo, con o sin gel separador (tapa amarilla).
5. Tubos con heparina con o sin gel separador de plasma (tapa verde).
6. Tubos con EDTA (tapa malva).
7. Tubos con fluoruro (tapa gris).
4.9.3
Homogeneización para tubos de extracción de sangre
Es de extrema importancia que, inmediatamente después de la extracción, todos los
tubos sean homogeneizados, procedimiento que se debe realizar por inversión conforme
a lo descrito a continuación (tabla 6 e imagen 18):
• No se deben homogeneizar tubos de citrato vigorosamente, bajo riesgo de
activación plaquetaria e interferencia en las pruebas de coagulación. Cuando se
utilizan tubos de citrato para la extracción de la sangre por vacío con aspiración
parcial, se puede observar una falsa trombocitopenia. Este fenómeno puede
ocurrir por la activación plaquetaria ocasionada por el «espacio muerto» entre la
sangre extraída y la tapa de estos tubos.
• Si falla la homogeneización adecuada de la sangre en el tubo con anticoagulante,
se precipita la formación de microcoágulos.
4.10
Procedimientos de extracción de sangre por vacío
1. Verificar que la cabina de extracción está limpia y guarnecida para iniciar las
extracciones (imágenes 19 y 20).
2. Solicitar al paciente que diga su nombre completo para confirmar la petición del
médico y las etiquetas.
41
42
3. Comprobar y ordenar todo el material a utilizar con el paciente, de acuerdo con la
petición del médico (tubo, gasa, torniquete, etc.). Esa identificación de los tubos
se debe realizar frente al paciente.
4. Informar al paciente del procedimiento.
5. Abrir el precinto de la aguja de extracción múltiple de sangre al vacío frente al
paciente.
6. Enroscar la aguja al adaptador del sistema de vacío (imagen 21).
7. Limpiarse las manos (véase apartado 4.4.1).
8. Colocarse los guantes (véase apartado 4.4.2).
9. Colocar el brazo del paciente, inclinándolo hacia abajo, a la altura del hombro
(imagen 22).
10. Si se utilizó el torniquete para seleccionar la vena de forma preliminar, pedir al
paciente que abra y cierre la mano, a continuación, aflojar el torniquete y esperar
2 minutos para utilizarlo nuevamente.
11. Realizar la antisepsia (véase apartado 4.4.3).
12. Aplicar el torniquete al brazo del paciente (véase apartado 4.3).
13. Retirar la protección que cubre la aguja de extracción múltiple de sangre por
vacío (imagen 23).
43
14. Realizar la punción en un ángulo oblicuo de 30º, con el bisel de la aguja hacia
arriba (imagen 24). Si es necesario, para ver mejor la vena, estirar la piel con la
otra mano (lejos de la zona donde se ha realizado la antisepsia).
15. Insertar el primer tubo de vacío (véase apartado 4.9) (imagen 25).
16. Cuando la sangre empiece a fluir dentro del tubo, quitar el torniquete del brazo
del paciente y pedirle que abra la mano (imagen 26).
17. Realizar el cambio de tubos sucesivamente (véase apartado 4.8).
18. Homogeneizar
inmediatamente
después
de
retirar
cada
tubo,
invirtiéndolo
suavemente de 5 a 10 veces (véase apartado 4.9.3) (imagen 27).
44
19. Después de retirar el último tubo, sacar la aguja y comprimir la zona de punción con
algodón o gasa secos (imagen 28).
20. Ejercer presión en la zona, en general, de 1 a 2 minutos, evitando así la formación de
hematomas y sangrados (imagen 29). Si el paciente está en condiciones de hacerlo,
oriéntelo adecuadamente para que realice la presión hasta que el orifico de la
punción deje de sangrar.
21. Tirar la aguja inmediatamente después de sacarla del brazo del paciente en un
recipiente para materiales punzantes (imagen 30).
45
22. Aplique un parche oclusivo en la zona de la punción (imagen 31).
23. Indique al paciente que no doble el brazo, que no coja peso o bolsa en bandolera en
el mismo lado de la punción durante, al menos, 1 hora, y que no mantenga el brazo
doblado, pues puede funcionar como un torniquete.
24. Verificar si tiene alguna pregunta, proporcionando al paciente orientaciones
adicionales si fuese necesario.
25. Asegurarse del estado general del paciente, preguntándole si está en condiciones de
moverse por sí solo y en caso afirmativo, entregar el comprobante de retirada del
resultado al paciente y después dejarle marchar.
26. Colocar las muestras en un lugar adecuado o enviarlas inmediatamente a procesar.
Se debe respetar siempre el procedimiento operativo del laboratorio, por ejemplo, en
los casos recomendados, mantener en hielo los materiales necesarios.
27. Si estuviera utilizando una aguja con dispositivo de seguridad, siga las
recomendaciones relativas, así como al orden de extracción, homogeneización, etc.
(imagen 32).
4.11
Procedimientos de extracción de sangre con jeringa y aguja
1. Verificar que la cabina de extracción está limpia y guarnecida para iniciar las
extracciones (imágenes 33 y 34).
46
2. Solicitar al paciente que diga su nombre completo para confirmar la petición del
médico y las etiquetas.
3. Comprobar y ordenar todo el material a utilizar con el paciente, de acuerdo con la
petición del médico (tubo, gasa, torniquete, etc.). La identificación de los tubos se debe
realizar frente al paciente.
4. Informar al paciente del procedimiento.
5. Abrir la jeringa frente al paciente (imagen 35).
6. Limpiarse las manos (véase apartado 4.4.1).
7. Colocarse los guantes (véase apartado 4.4.2).
8. Colocar el brazo del paciente, inclinándolo hacia abajo, a la altura del hombro (imagen
36).
9. Si se utilizó el torniquete para seleccionar la vena de forma preliminar, pedir al paciente
que abra y cierre la mano, a continuación, aflojar el torniquete y esperar 2 minutos para
utilizarlo nuevamente.
10. Realizar la antisepsia (véase apartado 4.4.3).
47
11. Aplicar el torniquete al brazo del paciente (véase apartado 4.3).
12. Retirar la protección de la aguja hipodérmica (imagen 37).
13. Realizar la punción en un ángulo oblicuo de 30º, con el bisel de la aguja hacia arriba, si
es necesario, para ver mejor la vena, estirar la piel con la otra mano, lejos de la zona
donde se realizó la antisepsia (imagen 38).
14. Quitar el torniquete del brazo del paciente cuando la sangre empiece a fluir dentro de la
jeringa (imagen 39).
15. Aspirar lentamente el volumen necesario, de acuerdo con la cantidad de sangre
requerida en la etiqueta de los tubos que van a ser utilizados (respetar, al máximo, la
exigencia de la proporción de sangre/aditivo). Aspirar la sangre, evitando burbujas y
espuma, con agilidad, pues el proceso de coagulación del organismo del paciente ya se
activó en el momento de la punción.
16. Retirar la aguja de la vena del paciente (imagen 40).
48
17. Ejercer presión en la zona, en general, de 1 a 2 minutos, evitando así la formación de
hematomas y sangrados (imagen 41). Si el paciente está en condiciones de hacerlo,
indíquele que realice la presión hasta que el orifico de la punción deje de sangrar.
18. Tenga cuidado con la aguja para evitar pinchazos accidentales.
19. Descarte la aguja inmediatamente después de sacarla del brazo del paciente, en un
recipiente adecuado, sin utilizar las manos (de acuerdo con la normativa nacional, no
desconectar la aguja, no volver a tapar). Si está utilizando una aguja con dispositivo
de seguridad, active el dispositivo y descarte la aguja en el recipiente para objetos
punzantes, de acuerdo con la NR32 (imagen 42).
Atención: Está totalmente contraindicado perforar la tapa del tubo, pues ese procedimiento
puede causar la punción accidental, además de la posibilidad de hemólisis (imagen 43).
49
20. De acuerdo con el CLSI, se debe utilizar, después de la extracción con jeringa y
aguja, un dispositivo de transferencia de la muestra (imagen 44).
21. Conectar el dispositivo de transferencia a la jeringa, introducir los tubos de vacío y
dejar que la sangre fluya al interior del tubo (imagen 45). Realizar el cambio de los
tubos sucesivamente.
22. Homogeneizar el contenido inmediatamente después de retirar cada tubo
invirtiéndolo suavemente de 5 a 10 veces.
23. Descartar el dispositivo de transferencia de la muestra (transfer device) y la jeringa
(imagen 46).
24. Aplicar un parche oclusivo en la zona de la punción (imagen 47).
50
25. Indicar al paciente que no doble el brazo, que no coja peso o bolsa en bandolera en
el mismo lado de la punción durante, al menos, 1 hora, y que no mantenga el brazo
doblado, pues puede funcionar como un torniquete.
26. Verificar si tiene alguna pregunta, proporcionando al paciente orientaciones
adicionales si fuese necesario.
27. Asegurarse del estado general del paciente, preguntándole si se encuentra en
condiciones de moverse por sí mismo. En caso afirmativo, entregar el comprobante
de retirada del resultado al paciente y después dejarle marchar.
28. Colocar las muestras en lugar adecuado o enviarlas inmediatamente a procesar. Se
debe respetar siempre el procedimiento operativo del laboratorio, por ejemplo, en los
casos recomendados, mantener en hielo los materiales necesarios.
4.12
Cuidados para una punción satisfactoria
Lo ideal es que sólo se realice una punción, proporcionando así comodidad y
seguridad al paciente. Para obtener una punción satisfactoria, se deben tener en cuenta
varios factores antes de empezar el procedimiento.
Después de examinar el acceso venoso, escoger los materiales compatibles.
Por ejemplo, si el paciente tiene un acceso venoso difícil, utilizar agujas de menor
calibre, palomillas o tubos de menor volumen.
• Punzar la vena del paciente con el bisel siempre hacia arriba.
• Respetar la proporción sangre/aditivo en el tubo.
• Introducir la aguja en el brazo 1 cm, más o menos.
• Respetar el ángulo de 30º (ángulo oblicuo), respecto del brazo del paciente
(imagen 48).
• En la imagen 50 se ve como el ángulo oblicuo de 30º de la aguja respecto del
brazo del paciente se respeta, la aguja penetra centralmente en la vena y el bisel
de la aguja se inserta mirando hacia arriba.
51
• Se debe tener cuidado cuando la sangre no se obtiene después de la primera
punción para evitar complicaciones.
• Las imágenes siguientes muestran algunos problemas que pueden ocurrir en las
situaciones en las que la punción venosa no se realizó adecuadamente y
presentan algunas alternativas para resolverlos.
• El bisel está pegado a la pared superior de la vena (imagen 51).
Lo ideal es inclinarla un poco hacia arriba y avanzar un poco la aguja, permitiendo el
paso del flujo sanguíneo dentro de ésta.
En la imagen 52, la parte posterior de la aguja está pegada a la pared de la vena.
52
Entonces, se debe retroceder un poco con la aguja y girar sutilmente el adaptador o
la jeringa, permitiendo la recuperación del flujo sanguíneo.
• Vena perforada por la aguja de extracción (imagen 53).
En este caso, se debe retroceder un poco la aguja, observando que el flujo se
restituye.
La imagen 54 presenta una penetración parcial de la vena.
En este caso es eminente la formación de hematoma. Se puede observar el
desbordamiento de la sangre bajo la piel. Para evitar realizar una segunda punción, se
debe introducir un poco más la aguja en el brazo del paciente, tranquilizándolo. Después
de terminar la extracción, realizar la compresión con hielo.
• Si la vena se pega (imagen 55), retirar o aflojar el torniquete para permitir la
recuperación de la circulación. Después, retroceder un poco la aguja para permitir
que el flujo sanguíneo se desobstruya.
53
• Utilizar la marca guía del adaptador de extracción de sangre por vacío. Sirve como
orientación cuando, en medio de una punción sin flujo con el tubo ya introducido
en el sistema de extracción por vacío, la persona que extrae la sangre necesita
desobstruir la vena pegada retrocediendo un poco el tubo. El tubo perderá el vacío
si el retroceso es posterior a la marca guía.
• Si durante la extracción surgiera la sospecha de que la vena punzada se haya
pegado, se recomienda girar lenta y cuidadosamente el adaptador de extracción
de sangre por vacío para que se desobstruya el bisel, permitiendo la recuperación
de la luz de la vena y la liberación del flujo sanguíneo.
• Si se pierde el vacío, sustituir el tubo.
• Evitar movimientos de búsqueda aleatoria de la vena. Este procedimiento induce a
la hemólisis y da lugar a la formación de hematoma. En muchos casos es
aconsejable realizar una nueva punción en otro sitio.
• Punción accidental de la arteria: El flujo arterial es mucho más rápido que el
venoso. La sangre arterial tiene un color rojo, más «vivo», debido a la mayor
oxigenación de la hemoglobina. Al punzar accidentalmente una arteria, se
recomienda retirar rápidamente la aguja y, después, realizar una compresión
vigorosa en la zona de la punción, hasta que deje de sangrar. Se tendrá que
notificar esta situación al supervisor.
4.13
Extracciones en situaciones particulares
4.13.1
Extracción de sangre vía catéter de infusión
La extracción de sangre vía catéter de infusión no se recomienda debido a los
riesgos inherentes a ese procedimiento, como contaminaciones en la zona de extracción
y en el catéter, además del aumento considerable del volumen que hay que extraer.
Además de eso, la composición de la muestra puede verse profundamente afectada
por los fluidos que se infundieron, lo que puede generar resultados incorrectos en las
pruebas de laboratorio realizadas.
La tabla 7 describe algunas sustancias afectadas por extracciones con catéter de
infusión.
54
En los casos en los que fuese imprescindible esta forma de extracción, se deben
tomar algunas precauciones como:
• Obtener el consentimiento del asistente médico,
• La persona que extrae la sangre debe estar muy preparada y respetar las normas
de la institución rigurosamente.
• Comunicar al laboratorio que es una extracción a través de un catéter de infusión
y anotar en la petición la sustancia que se está infundiendo (suero fisiológico,
glucosa, dextrano, medicamentos, etc.). Todo eso porque es posible que se
produzca influencia en la zona de la extracción sobre la composición del
plasma/suero y, consecuentemente, sobre el resultado obtenido,
• Se debe quitar una cantidad adecuada del fluido contenido en el catéter antes que
se recojan las muestras para pruebas diagnósticas (imagen 56). El volumen que
se tendrá que quitar dependerá del volumen de espacio muerto de cada catéter en
particular. Se recomienda quitar dos veces el espacio muerto en pruebas que no
sean para estudios de hemostasis.
Se debe planificar la hora de la extracción de acuerdo con cada tipo de infusión,
conforme a la tabla 8.
55
4.13.2
Extracción de sangre vía catéter de infusión con heparina
Se debe hacer una consideración importante sobre la extracción de sangre para
pruebas de coagulación: se debe utilizar un catéter con heparina debido a la importante
interferencia en los resultados de las pruebas que este tipo de extracciones puede
56
reproducir. Por esa razón, siempre que sea posible, se debe evitar este tipo de
extracción.
Si no se puede evitar, se recomienda descartar 5,0 ml de sangre, o seis veces el
volumen del catéter antes de la extracción. La primera sangre extraída después de ese
procedimiento se debe utilizar para el análisis de parámetros no relacionados con la
hemostasis (en tubo para suero), y la sangre siguiente, obtenida en tubo de citrato,
usado únicamente para determinar sustancias insensibles a la heparina. TP, fibrinógeno
según Clauss, AT III, monómero de fibrina. Para métodos dependientes de la heparina
(tiempo de coagulación, TTP), se debe extraer un segundo tubo de citrato. Es importante
que la extracción con catéter se realice con rapidez para evitar la coagulación.
En cualquier situación, siempre es bueno recordar que:
• Se debe tener en cuenta en los casos de pruebas de coagulación una posible
contaminación
con
heparina.
Se
debe
prestar
atención
al
tiempo
de
tromboplastina parcial activada y al tiempo de coagulación, que son extremamente
sensibles a la interferencia por la heparina.
• Los hemocultivos no se deben recoger vía catéter, pues los organismos que
colonizan las paredes del catéter pueden contaminar la muestra.
Extracción por catéter de infusión paso a paso
Al iniciar el procedimiento de extracción por catéter con infusión intravenosa:
• Tomar toda precaución para garantizar que el flujo de infusión se interrumpe
completamente,
• Realizar una asepsia rigurosa,
• Enjuagar la cánula con solución salina isotónica con volumen proporcional al
tamaño del catéter. Los primeros 5,0 ml de sangre se deben descartar antes de
que se extraiga la muestra de sangre (véase extracción con infusión de heparina
para pruebas de coagulación),
• Asegurarse de que este procedimiento se realiza únicamente por personal
capacitado, y, preferentemente, en un hospital, con previo consentimiento del
asistente médico,
• Conectar el adaptador de extracción por vacío o la jeringa al catéter y proceder a
la extracción,
• Retirar el adaptador o la jeringa y realizar la asepsia del catéter,
• Se deben realizar procedimientos para reiniciar la infusión en el paciente por
profesionales habilitados,
57
• Documentar en qué brazo, la región y donde se ha realizado la extracción,
proximal o distal a la zona de la infusión.
Extracción de sangre en otros tipos de accesos
4.13.3
Fístula arteriovenosa
La fístula es una conexión de desvío artificial realizada por un procedimiento
quirúrgico para fundir una vena con una arteria. Sólo se utiliza para la diálisis.
No se recomienda extraer sangre de un brazo con fístula. Cuando sea posible, las
muestras se deben recoger en el brazo opuesto. Además, es importante tomar toda
precaución al manipular una fístula, pues es un acceso permanente.
4.13.4
Fluidos intravenosos
Se recomienda una extracción capilar cuando el acceso venoso no está disponible
de forma rápida.
Cuando un fluido intravenoso (incluyendo la transfusión de sangre) se administra al
paciente, no se recomienda extraer sangre del brazo utilizado, pues los resultados de las
pruebas de laboratorio pueden ser erróneos.
El hospital debe establecer una política institucional para estos tipos de extracción.
4.14
Hemocultivo
Para la realización de hemocultivos, se realiza la extracción y la transferencia de
sangre a las botellas de hemocultivo, que contienen medios de cultivo propios para el
58
crecimiento de microorganismos. La calidad de la extracción de sangre es un factor
limitante, tanto para la positividad como para la agilidad de los resultados.
Momento adecuado para la recogida de hemocultivos
Hasta hoy, se han llevado a cabo pocos estudios para establecer el momento ideal
para la recogida de hemocultivos. Los datos experimentales muestran que,
generalmente, las bacterias caen en la corriente sanguínea en torno a 1 hora antes del
desarrollo de escalofríos y fiebre.
Aunque sea una práctica común obtener hemocultivos en intervalos de 30 a 60
minutos, existen estudios que muestran que no hay diferencias significativas cuando las
muestras son recogidas simultáneamente o a intervalos de tiempo. Por otro lado, hay un
estudio que muestra que no hay diferencia significativa en la positividad de los
hemocultivos en pico febril (Strand, 1988; Li et al., 1994; Thompson et al., 1991).
Actualmente, la recomendación del CLSI es obtener las muestras simultáneamente
(sin intervalos de tiempo). La recogida de muestras en intervalos de tiempo está
indicada solamente en caso de necesidad de documentar una bacteriemia continua en
pacientes con sospecha de endocarditis u otro tipo de infección asociada a dispositivos
intravasculares.
Número de hemocultivos que deben ser recogidos
Hay varios estudios publicados que indican cuál es el número ideal de hemocultivos
que hay que recoger para detectar bacteriemias y fungemias. El primer estudio,
publicado en 1975 por Washington, mostraba que el 80% de los microorganismos se
recuperaban con un hemocultivo, el 88% y 99% con tres. En 1983, Weinstein et al.
publicaron un estudio en el que la recuperación cumulativa de microorganismos era del
91% en el primer hemocultivo y el 99% en el segundo. En ambos estudios, los
hemocultivos se realizaron por métodos manuales.
En 2004, Cockerill et al. realizaron un estudio similar, pero utilizando un sistema
automatizado. En ese estudio, la recuperación cumulativa de patógenos de 3
hemocultivos con muestras de 20 ml cada una (excluyendo pacientes con endocarditis),
fue del 65% para la primera muestra, el 80% para la segunda y el 96% para la tercera.
En pacientes con endocarditis, la recuperación fue del 90% en la primera muestra.
Según las recomendaciones del CLSI se deben recoger de 2 a 3 pares de
hemocultivos por episodio. El mismo manual enfatiza que nunca se debe recoger sólo
un hemocultivo en pacientes adultos, pues tal práctica da lugar a un volumen
inadecuado de sangre cultivada, además, los resultados de un único hemocultivo son
más difíciles de interpretar.
59
Volumen de sangre a extraer
Al igual que el número de hemocultivos recogidos, el volumen de sangre extraído es
una variable muy importante en la detección de bacteriemias y fungemias. Para
pacientes adultos, la cantidad de patógenos recuperada aumenta proporcionalmente al
volumen de sangre extraído. Por lo tanto, en adultos se recomienda la extracción de 20
a 30 ml por muestra.
En el caso de los niños, como hay pocos trabajos publicados respecto al volumen
de muestra y también hay dificultades en la recogida de esas muestras, se recomienda
no extraer más del 1% del volumen total de sangre (calculado por el peso del niño)
(CLSI, 2007).
Tipo de botella para la recogida
Los datos de estudios sobre extracción de sangre sólo en botellas aeróbicas o
extracción en el par aeróbico/anaeróbico no son concluyentes y opuestos (Rilley et al.,
2003, Kellog et al., 1995, Bartlett et al., 2000). Actualmente, la recomendación del CLSI
es extraer un par de botellas aeróbico/anaeróbico.
Cuando se recoge un volumen de sangre inferior al recomendado, primero se debe
inocular la sangre en la botella aeróbica y el resto del volumen en la botella anaeróbica.
Realizar, de este modo, la inoculación de las botellas es importante porque la mayoría
de las infecciones se ocasionan por microorganismos aeróbicos o facultativos, que son
mejor recuperados en las botellas aeróbicas.
Otra recomendación del CLSI es que, para laboratorios que opten por recoger sólo
botellas aeróbicas, se recojan dos botellas aeróbicas por muestra para garantizar el
cultivo del volumen de sangre adecuado.
Transporte de las muestras
Después de la recogida, las muestras deben ser transportadas al laboratorio en,
como máximo, dos horas, pues atrasos en el inicio de la incubación de los frascos puede
retrasar o incluso impedir el crecimiento de microorganismos (si las muestras se incuban
de 35 a 37ºC antes de ser introducidas en el equipo). Las botellas de hemocultivos
nunca se deben refrigerar o congelar, puesto que las bajas temperaturas pueden hacer
inviables algunos microorganismos. Lo ideal es transportar las muestras a temperatura
ambiente (CLSI, 2007).
Factores críticos en la recuperación de microorganismos a partir de muestras
de sangre
60
El volumen adecuado de sangre es la variable más importante en la recuperación de
microorganismos a partir de muestras de sangre. Eso ocurre debido al bajo número de
unidades formadoras de colonia por ml de sangre en un adulto.
Los niños generalmente presentan un número mayor de microorganismos en su sangre,
de este modo, se obtienen resultados satisfactorios con volúmenes menores de sangre.
Entretanto, se puede producir una bacteriemia con bajos niveles de microorganismos en los
niños. En este caso, el volumen de sangre a extraer se basa en el volumen total de sangre y
en la edad del niño. Los laboratorios siempre deben seguir las recomendaciones de los
fabricantes y recoger los volúmenes recomendados para el sistema en uso.
Hay estudios que muestran que, frecuentemente, los laboratorios reciben volúmenes de
sangre inferiores a los recomendados. Esas muestras deben ser procesadas normalmente y
se debe incluir una observación en el informe del paciente, informando que la cantidad de
sangre extraída fue inferior a la cantidad ideal. Debe formar parte del programa de gestión
de la calidad para mejorar los cuidados a los pacientes y optimizar la utilización de los
recursos (CLSI, 2007) la monitorización y el volumen de sangre recogido y proporcionar
dicha información al equipo.
El volumen adecuado de sangre/medio de cultivo es otro factor importante en la
recuperación de microorganismos a partir de muestras de sangre. La sangre humana
contiene sustancias que impiden el crecimiento microbiano, como por ejemplo:
complemento, lisozima, fagocitos, anticuerpos y agentes antimicrobianos, en el caso de
pacientes que reciben un tratamiento con tales medicamentos antes de la recogida del
hemocultivo. Para reducir la concentración de esos factores inhibitorios, la sangre se debe
diluir en el medio de cultivo, en una proporción de 1:5 a 1:10. Algunos medios de cultivo
comerciales usan una tasa inferior a 1:5, lo que es aceptable, pues en esos medios, son
añadidas sustancias que se unen e inactivan a las sustancias inhibitorias presentes en la
sangre.
Otro factor importante es la agitación. Hay estudios que indican que los frascos
agitados, especialmente en las primeras 24 horas de incubación, aumenta la velocidad de
recuperación de microorganismos. Probablemente, eso ocurre debido a la mayor
oxigenación del medio de cultivo. No obstante, la agitación no afecta adversamente a la
recuperación de microorganismos anaeróbicos.
Hemocultivo para hongos
El aumento de la incidencia de infecciones con fungemia documentado se debe a las
mejoras en las técnicas de cultivo y, también, a los avances de los tratamientos médicos. La
fungemia por levaduras está bien documentada en pacientes: con daños traumáticos o
ulceraciones en la mucosa gastrointestinal, con terapia antimicrobiana de amplio
61
espectro, con hiperalimentación, con accesos intravasculares, pacientes con dolencias
inmunosupresoras.
Actualmente, hay un aumento en la recuperación de hongos dimórficos (por
ejemplo:
Histoplasma,
Blastomyces,
Coccidioides)
y
filamentosos
(Fusarium,
Scedosporium) en hemocultivos de pacientes con SIDA, neoplasias hematológicas,
transplantados (médula ósea y órganos sólidos) y otras inmunodeficiencias. Aunque las
infecciones por Aspergillus y Zygomicetos sean comunes en pacientes con
inmunodeficiencias graves, la documentación de fungemia en esos pacientes no es
frecuente.
Las levaduras más comúnmente aisladas en la sangre incluyen: Candida albicans,
Candida glabrata, Candida tropicalis, Candida parapsilosis y Cryptococcus neoformans.
Otras especies de cándida (C. krusei, C. lusitaniae, C. guilhermondii),
Malassezia furfur, Rodhotorulla spp y Trichosporon spp son aisladas con menor
frecuencia.
De entre los hongos dimórficos, el Histoplasma capsulatum es el más
frecuentemente aislado. Fusarium e Scedosporium son los hongos filamentosos más
comúnmente aislados, siendo poco recuperados el Exophiala, Rhinocladiella y
Aspergillus.
Hemocultivo para microbacterias
La incidencia de hemocultivos positivos para microbacterias era un acontecimiento
relativamente poco común antes de la llegada de la epidemia del síndrome de
inmunodeficiencia adquirida. La micobacteriemia también está documentada en
pacientes con otras dolencias inmunosupresoras (por ejemplo: leucemia, síndrome de
inmunodeficiencia combinada grave, mieloma múltiple y otros tumores sólidos),
pacientes con elevadas dosis de esteroides o quimioterapia citotóxica y pacientes con
accesos intravasculares de larga permanencia.
Micobacteriemia por Mycobacterium tuberculosis documentada en laboratorio es
relativamente poco frecuente en países desarrollados. No obstante, en países en vías
de desarrollo, la recuperación de ese microorganismo a partir de hemocultivos de
pacientes con deficiencias inmunitarias es común. En contrapartida, el complejo
Mycobacterium avium (MAC) es más comúnmente aislado en esa población de
pacientes, aunque últimamente la incidencia de micobacteriemia ha ido disminuyendo.
Otras
micobacterias
de
crecimiento
lento,
como
Mycobacterium
kansasii,
Mycobacterium simiae, Mycobacterium xenopi y Mycobacterium genavense, se han
recuperado en pacientes con deficiencias inmunitarias con dolencia diseminada.
62
Bacteriemia por micobacterias de crecimiento rápido (M. fortuitum, M. chelonae, M.
abscessus, M. mucogenicum) es más comúnmente asociada a la contaminación de
catéteres intravasculares de larga permanencia y prótesis.
Hemocultivos pediátricos
Debido a que las infecciones por anaeróbicos sean raras en pacientes pediátricos,
algunos investigadores recomiendan sólo el uso de frascos aeróbicos. Los frascos
anaeróbicos deben ser considerados sólo en grupos de alto riesgo, que incluyen: neonatos
de madres que tuvieron ruptura prolongada de las membranas durante el parto o
corioamnionitis materna, infección crónica de sinus u oral, celulitis (especialmente perianal y
sacral), signos y síntomas abdominales, heridas por mordedura, flebitis séptica y pacientes
neutropénicos que reciben esteroides.
En la recogida de muestras, los mismos métodos usados para la antisepsia de la piel de
adultos se aplican a los pacientes pediátricos, con excepción de recién nacidos con
potencial para desarrollar hipotiroidismo subclínico debido al yodo. Para todos los pacientes,
el yodo debe ser eliminado completamente después de la extracción de la sangre.
El gluconato de clorhexidina es aprobado como antiséptico tópico para los niños con
edades a partir de 2 meses. Para niños menores de 2 años, se recomienda el uso de alcohol
isopropílico al 70%. Por último, al igual que para los adultos, la sangre extraída de pacientes
infantiles vía catéter intravenoso debe ser acompañada de muestra periférica.
Los hemocultivos pediátricos difieren de los hemocultivos de pacientes adultos
principalmente en el volumen de sangre recogido. Para los adultos, hay diversos estudios
que indican el volumen de sangre, la proporción sangre/medio de cultivo, número e intervalo
entre las recogidas de hemocultivos. Para pacientes pediátricos prácticamente no existen
tales estudios. Se debe, por tanto, tener mucha precaución al extrapolar los datos de
estudios de adultos en niños.
Es práctica común en pediatría, la recogida de un volumen menor de sangre en función
del menor volumen sanguíneo total, del mayor nivel de dificultad para la extracción de
sangre y, principalmente, por el mayor riesgo por la posible necesidad de transfusiones
derivadas del elevado volumen de sangre recogido para la realización de pruebas de
laboratorio. Habitualmente, hay cantidades mayores de bacterias en la sangre de pacientes
pediátricos con bacteriemia.
Mientras muchas infecciones pediátricas se caracterizan por un elevado número de
microorganismos en la sangre, un pequeño, aunque significativo, número de infecciones
presenta bajas cantidades de microorganismos. Cuanto mayor es el volumen de la muestra,
mayor es la posibilidad de recuperación de microorganismos, aunque, menor el tiempo de
detección.
63
Atención: Para niños pequeños y bebés, el volumen de sangre recogido no debe exceder del
1% del volumen total de sangre del paciente.
Infecciones relacionadas con catéteres
Las infecciones asociadas al uso de catéteres son muy comunes. Se estima que se
producen más de 250.000 casos de infección de la corriente sanguínea asociada al uso de
catéteres en los Estados Unidos, con un índice de mortalidad entre el 12 y el 35%.
Los factores de riesgo para la infección de la corriente sanguínea asociados al uso de
catéteres incluyen: tipo de catéter (catéter venoso central de larga duración, no tunelado,
catéter venoso central de corta duración, tunelado, catéter periférico), duración de la
colocación del catéter en el lugar de inserción. A pesar de ser frecuentes, esas infecciones
son difíciles de ser diagnosticadas. Clínicamente, puede haber ausencia de signos
inflamatorios en la zona de salida del catéter y presencia de signos y síntomas inespecíficos,
indicativos de sepsis.
La documentación de laboratorio de esas infecciones también es problemática, debido a
la falta de patrón-oro para el diagnóstico de laboratorio.
Hay algunos métodos para el diagnóstico de esas infecciones, como: cultivos
semicuantitativos y cuantitativos de segmento del catéter, recogida de hemocultivo pareado
de catéter y sangre periférica, diferencia del tiempo de positividad entre el hemocultivo
recogido del catéter y periférica, entre otros.
En 1997 fue publicado un metaanálisis sobre los diversos métodos utilizados y, aunque
el estudio no haya conseguido mostrar de forma concluyente cuál es el mejor método para el
diagnóstico, se demostró que el cultivo cuantitativo era el método más apropiado para la
punta de catéter (Siegman-Igra et al., 1997).
No obstante, los métodos basados en el cultivo de la punta del catéter requieren la
eliminación o cambio del catéter y no se deben realizar en ausencia de hemocultivo
periférico simultáneo.
Para evitar la eliminación innecesaria del catéter venoso central, es importante la
utilización de métodos que permitan el diagnóstico con el catéter implantado. Además, es
importante distinguir una infección de la corriente sanguínea asociada al uso de catéter de
contaminación de la piel, colonización del catéter u otra fuente de infección, del no
relacionado con el uso del catéter.
Recomendaciones para catéteres periféricos de corta duración
• Recoger dos pares de hemocultivos por punción venosa.
• Quitar el catéter de forma aséptica.
64
• Enviar para cultivo por el método de Maki (semicuantitativo). Con catéter periférico
de corta duración, es común la colonización de la superficie externa, llevando a la
infección.
Interpretación de los resultados del cultivo:
• Uno o más pares de hemocultivos y el cultivo de la punta de catéter son positivos
(crecimientos de >15 UFC) para el mismo microorganismo: Indicativo de infección
de la corriente sanguínea asociada al uso de catéter o catheter-related
bloodstream infection (CRBSI),
• Uno o más de los pares de hemocultivos son positivos y la punta de catéter
negativa: No concluyente para el CRBSI, aunque puede ser indicativo de CRBSI,
si se aísla el Staphylococcus aureus o Candida spp., sin ninguna otra fuente de
infección detectable,
• ambos pares de hemocultivos son negativos y la punta de catéter positiva
(independientemente del número de colonias): Indicativo de colonización, no de
CRBSI,
• ambos pares de hemocultivos son negativos y la punta de catéter también es
negativa: Improbable CRBSI.
Recomendaciones para el catéter venoso central tunelado
y no tunelado y puerta de acceso venoso (VAP)
1. Recoger por lo menos dos pares de hemocultivos, con por lo menos uno de los pares
realizado por punción venosa (indicar en los frascos). El otro par debe ser recogido
de forma aséptica del centro del catéter o a través del septum del VAP. Esas
recogidas se deben realizar sin intervalos de tiempo.
Interpretación de los resultados:
• En ambos pares se recuperó el mismo microorganismo (conforme a lo
determinado por la identificación y la prueba de sensibilidad): Indicativo de CRBSI,
en ausencia de otro foco de infección,
• Ambos son positivos y el par recogido del catéter es positivo en un tiempo inferior
o igual a 2 horas: Indicativo de CRBSI, en ausencia de cualquier otra fuente de
infección. (si el tiempo de positividad fuera superior a 120 minutos, es posible que
haya CRBSI, eso si los 2 pares fueran positivos para el mismo microorganismo
con perfil de sensibilidad idéntico.),
• Ambos son positivos y el par recogido vía catéter presenta un número de UFC/ml
cinco veces mayor al del par de la recogida periférica: Indicativo de CRBSI, en
65
ausencia de otro foco de infección. Este método requiere el uso de hemocultivo
manual cuantitativo,
• Solamente el par de hemocultivo recogido vía catéter es positivo: Resultado
interpretado como no concluyente para CRBSI, indicando colonización o
contaminación del catéter durante el procedimiento de recogida,
• Solamente el par recogido vía punción periférica es positivo: No concluyente para
el CRBSI, aunque puede ser indicativo de CRBSI, si se aísla el Staphylococcus
aureus o Candida spp., sin ninguna otra fuente de infección detectable. Para
documentar esa CRBSI, se debe hacer un cultivo cuantitativo o semicuantitativo
de la punta del catéter y aislar el mismo microorganismo, o entonces, obtener
hemocultivos adicionales positivos para el mismo microorganismo, en ausencia de
otra fuente de infección.
• Ambos son negativos: Improbable CRBSI.
2. Obtener dos pares de hemocultivos de forma aséptica, por punción venosa. Quitar el
catéter sospechoso y cortar, de forma aséptica, 5 cm de la porción distal del catéter.
Someter a cultivo por el método de Maki o el cultivo cuantitativo por sonicación o
vórtex.
Interpretación de los resultados:
• Uno o más pares de hemocultivos y el cultivo de la punta de catéter son positivos
para el mismo microorganismo: Probable CRBSI,
• Uno o más pares de hemocultivos son positivos y la punta de catéter negativa:
Este hallazgo puede representar una CRBSI, si se aísla el S. aureus o Candida
spp., en ausencia de otra fuente de infección. Para documentar esa CRBSI, se
deben
obtener
hemocultivos
positivos
adicionales,
para
el
mismo
microorganismos en ausencia de otra fuente de infección,
• Los hemocultivos son negativos y la punta del catéter es positiva: Indicativo de
colonización del catéter,
• Los hemocultivos y la punta del catéter negativos: Improbable CRBSI.
El primer método puede ser más apropiado en las circunstancias en las que se
desea mantener el catéter en el paciente. Si la decisión es quitar el catéter, el segundo
método es más adecuado.
Consideraciones especiales
Endocarditis infecciosa
66
El resultado del hemocultivo es crítico para el diagnóstico y manejo de un paciente
con endocarditis infecciosa, por lo tanto, es imperativo que sean utilizados
procedimientos óptimos. Si se utilizan técnicas óptimas para cultivos, se obtendrán
hemocultivos positivos en más del 90% de los casos.
Existen algunas recomendaciones que se aplican específicamente para el diagnóstico
de endocarditis infecciosa.
a) Cuando se obtienen los cultivos: La primera cuestión a tener en cuenta en la
valoración de un paciente con sospecha de endocarditis infecciosa es determinar
el momento de obtener los cultivos. Como esa situación presenta bacteriemia
continua, el intervalo entre las recogidas no tiene mucha importancia.
b) Endocarditis infecciosa aguda: En casos de sospecha de endocarditis por
patógenos altamente virulentos como Staphylococcus aureus, se deben recoger
hemocultivos inmediatamente para evitar retrasos en el inicio del tratamiento. La
recomendación es recoger los hemocultivos dentro de un período de 30 minutos
antes de la administración de tratamiento antibacteriano empírico.
c) Endocarditis infecciosa subaguda: No hay necesidad de recogida urgente de
hemocultivo antes del inicio del tratamiento empírico. Para esas infecciones es
mucho más importante intentar establecer el diagnóstico microbiológico. En ese
caso, se recomienda obtener los hemocultivos en intervalos de 30 minutos a 1
hora. Tal procedimiento puede ayudar a documentar bacteriemia continua, que
puede ser de gran valor clínico, especialmente cuando el ecocardiograma es
negativo o equivocado.
En la recogida es fundamental que se realice la antisepsia adecuada de la piel y se
obtengan cultivos de punciones venosas de zonas diferentes. No recoger sangre del
catéter para hemocultivo.
El número ideal de recogidas puede variar, aunque, recoger sólo un par es un
procedimiento inadecuado, recoger múltiples pares de hemocultivos ayudará en la
diferenciación entre falsos positivos, debido a la contaminación de la piel de positivos
verdaderos. Otra razón para recoger varios pares de hemocultivos es el volumen de
sangre.
Cuanto
mayor
más
oportunidades
de
aislar
al
microorganismo.
La
recomendación del CLSI es obtener inicialmente tres pares de hemocultivo de pacientes
con sospecha de endocarditis infecciosa. Si esos pares fueran negativos en 24 horas,
recoger dos pares más de hemocultivos.
Procedimiento para recoger hemocultivos
Antisepsia
67
La mayoría de las muestras obtenidas para el hemocultivo es extracción por
punción venosa y para minimizar el riesgo de contaminación con la microbiota de la piel,
es necesario realizar la antisepsia de la zona de punción. Varios antisépticos han sido
utilizados clínicamente hace muchos años, incluyendo alcohol al 70%, tintura de yodo,
povidona y clorhexidina. Aunque, los estudios muestran que la tintura de yodo y la
clorhexidina poseen actividades antisépticas superiores a los demás.
En general, preparados que contienen tintura de yodo o clorhexidina requieren un
tiempo para actuar, normalmente 30 segundos. La clorhexidina posee la ventaja de no
estar asociada a reacciones alérgicas y no requerir remoción de la piel después de la
punción venosa, siendo recomendada como antiséptico para niños (con más de 2 meses
de edad) y adultos.
Las muestras de sangre para hemocultivo deben ser recogidas siguiendo las
precauciones del patrón de seguridad biológica, la sangre debe ser extraída por punción
venosa (Aronson et al., 1987; Weinstein et al., 1996; Reller et al., 1982), la extracción de
sangre arterial no se recomienda (Reller et al., 1982).
Hemocultivos obtenidos por catéteres intravasculares son asociados con tasas de
contaminación más elevadas que las de las muestras obtenidas por punción venosa. En
algunas situaciones, existe la necesidad de recogida de hemocultivo por catéter y, en
esos casos, se debe realizar la recogida pareada (catéter y punción venosa).
Si los hemocultivos para bacterias o hongos se recogen por catéter intravenoso, no
es necesario descartar el volumen inicial de sangre o lavar con salina para eliminar
residuos de heparina u otros anticoagulantes, pues la actividad antimicrobiana de la
heparina se elimina de forma efectiva en medios de cultivo ricos en proteína (CLSI,
2007).
Recogida cerrada de hemocultivo paso a paso
La recogida cerrada de hemocultivo, utilizándose palomilla y adaptador para
extracción de sangre por vacío, este procedimiento se vuelve más seguro, disminuyendo
los riesgos de accidente con punzantes.
Protocolo para la recogida cerrada de hemocultivo
Se deben seguir precauciones universales en la manipulación de todos los elementos
contaminados con la sangre u otros fluidos corporales.
Antes de la recogida del hemocultivo
• Inspeccionar todas las botellas y descartar aquellas que presenten prueba de
contaminación, daños o deterioro.
68
Preparar la zona de punción
• Realizar la antisepsia adecuada (alcohol al 70% seguido de PVPI, clorhexidina u
otra fase con alcohol al 70% en pacientes alérgicos), con movimientos circulares,
del centro hacia la periferia.
• Esperar a que se seque de forma natural.
• No tocar la zona.
• No palpar.
• No frotar.
• No soplar.
Preparar las botellas
• Quitar las tapas de las botellas.
• Limpiar las tapas de plástico de las botellas con alcohol al 70% y permitir que se
seque de forma natural (imagen 57).
• Marcar en la etiqueta el nivel de relleno de sangre (imagen 58).
Extraer la sangre
• Preparar el equipo de extracción de sangre (imagen 59).
• Abrir el embalaje y quitar la palomilla.
• Enroscar la palomilla al adaptador.
• Asegurarse de que todos los ajustes están seguros.
• Quitar el plástico que cubre la aguja.
69
• Realizar una punción asegurando la palomilla (imagen 60).
• Seleccionar una botella aeróbica en primer lugar.
• Mantener la botella en posición vertical.
• Ajustar y presionar el adaptador sobre la tapa de goma de la botella para
perforarla (imagen 61).
• Recoger el volumen necesario de sangre.
• Monitorizar el volumen y el flujo de sangre.
• Quitar el adaptador de la botella.
• Ajustar y presionar el adaptador en la segunda botella inmediatamente.
• Recoger el volumen de sangre deseado en la segunda botella.
• Quitar el adaptador de la botella.
• Cuando el último frasco o tubo se llene, retirar la aguja del brazo del paciente.
70
• Cubrir la zona de punción con gasa y presionar levemente.
• Activar el dispositivo de seguridad de la palomilla (imagen 62).
Identificación de los frascos
• Identificar todas las botellas con la información del paciente (imagen 63).
• No escribir o pegar etiquetas sobre el código de barras que se utiliza como
instrumento para identificar la botella.
• No pegar etiquetas en la botella.
Destrucción
• Destruir el equipo de recogida con seguridad, de acuerdo con la regulación local
(imagen 64).
71
• Cultivos adicionales se pueden recoger del mismo modo.
• Se deben utilizar zonas de punción diferentes para cada hemocultivo recogido.
4.15
Extracción de sangre para pruebas funcionales
Las pruebas funcionales son aquellas en las que el organismo del paciente es
estimulado o suprimido de alguna forma antes de la extracción de la prueba por medio
de ingestión de medicamentos o sustancias, ejercicios o, incluso, permaneciendo por un
tiempo en reposo, etc.
Se recomienda que esas pruebas se realicen por un médico y que el laboratorio
disponga de un local preparado para su realización.
Debido a la particularidad de hacer la extracción en serie de la sangre para las
pruebas funcionales, el uso de palomilla en este caso es lo más indicado, así se
punciona una sola vez a ese paciente (imagen 65).
Técnica de utilización de la palomilla para curvas glicémicas,
hormonas y otras pruebas funcionales
Materiales utilizados
• Jeringa desechable de 10,0 ml.
• Heparina (conforme al protocolo del laboratorio u hospital).
72
• Solución fisiológica (ampolla de 10,0 ml).
• Jeringas estériles rellenas con solución de cloruro de sodio 0,9% o heparina, pues
evitan la contaminación del paciente y garantizan la esterilidad de la solución
(imagen 66).
• Tubo para la extracción de sangre por vacío (tapa roja), siliconizado, de 10,0 ml o
un tubo de descarte.
• Tubos específicos para realizar las pruebas.
• Palomilla para extracción múltiple de sangre al vacío, o catéter.
• Vendaje oclusivo.
En la recogida de pruebas funcionales es necesario mantener el acceso
venoso del paciente viable para las recogidas en serie. Eso se puede realizar por medio
de la inyección de una solución de heparina o salina en la palomilla, conforme al
protocolo del hospital o laboratorio, para evitar la formación de coágulos en el tubo de
vinilo de la palomilla.
Extracción paso a paso
• Prepara el material a utilizar con el paciente.
• Informar al paciente del procedimiento.
• Limpiarse las manos (ver apartado 4.4.1).
• Colocarse los guantes (véase apartado 4.4.2).
• Colocar el brazo del paciente, inclinándolo hacia abajo, a la altura del hombro.
• Si se utilizó el torniquete para seleccionar la vena de forma preliminar, pedir al paciente
que abra y cierre la mano, a continuación, aflojar el torniquete y esperar 2 minutos para
utilizarlo nuevamente.
• Realizar la antisepsia (véase apartado 4.4.3).
• Aplicar el torniquete al brazo del paciente (véase apartado 4.3).
• Retirar el embalaje de la palomilla para extracción múltiple de sangre por vacío y
enroscarla al adaptador.
• Realizar la punción con el bisel de la aguja hacia arriba, si es necesario, para ver mejor la
vena, estirar la piel con la otra mano (lejos de la zona donde se realizó la antisepsia).
Colocar un esparadrapo o similar para fijar la palomilla al brazo del paciente.
• En general, solicitar reposo de 30 minutos antes de la recogida basal y de la
administración de medicamento de estímulo o supresión (inicio de la prueba funcional).
73
• Insertar el tubo para la recogida de la primera muestra de la prueba y recoger a
continuación las pruebas basales.
• Quitar el torniquete del brazo del paciente.
• Conectar la jeringa de 10,0 ml al adaptador, de forma que el pico de la jeringa empuje la
goma de la aguja, inyectar cuidadosamente la solución preparada hasta que la extensión
de la palomilla se presente limpia (1,0 a 2,0 ml), tener precaución para no inyectar la
solución en la vena del paciente.
• Desconectar y reservar la jeringa.
• Administrar la medicación o sustancia específica para la prueba del paciente y marcar el
tiempo.
• En la siguiente recogida, introducir el tubo siliconizado (o tubo de descarte, véase
apartado 4.7) y aspirar de 1,0 ml a 2,0 ml de sangre, con el objeto de limpiar la
extensión de la palomilla.
• Insertar el tubo para la extracción de la 2ª muestra de la prueba.
• Nuevamente, inyectar cuidadosamente la solución preparada hasta que la
extensión de la palomilla esté limpia (1,0 a 2,0 ml). Tener precaución para no
inyectar la solución en la vena del paciente, proceda así hasta el final de la
prueba.
• Tanto la jeringa como el tubo siliconizado (o descarte) se deben identificar y
separar en una cuba o recipiente similar, y tirarlos al final de la prueba.
4.16
Extracción de sangre en pediatría y geriatría
Como el acceso venoso en pacientes pediátricos y geriátricos es difícil, dado
que poseen venas de menor calibre, el éxito de una extracción en estos pacientes
requiere agujas de menor calibre, palomillas y tubos de menor volumen (imagen 67).
4.17
Extracción de sangre en pacientes con quemaduras
Dependiendo del estado del paciente quemado, se debe mantener una vía de
acceso preservada para la infusión. En el caso de la extracción de sangre, se
74
recomienda buscar una vena íntegra. Además, esta extracción también requiere agujas
de menor calibre, palomillas y tubos de menor volumen.
Si no existe ninguna vía además del acceso del catéter, se recomienda
contactar con el médico responsable. Esa extracción la debe realizar un profesional
cualificado.
En algunos casos, se puede extraer la sangre por punción capilar, con
lancetas y microtubos.
4.18
Gasometría
La extracción de sangre arterial o venosa para el análisis de los gases sanguíneos
exige precauciones al escoger el material adecuado para utilizar en la extracción, en la
conservación de la muestra y en el transporte inmediato al laboratorio. El análisis de los
gases en la sangre arterial es fundamental en el tratamiento de pacientes críticos,
siendo, en general, necesaria cuando la muestra venosa no permite la medición de
todos los parámetros requeridos por el asistente médico. Así, en este apartado, se
tratará la recogida de muestras arteriales y venosas.
Identificación del paciente
La correcta identificación del paciente junto con otra información complementaria son
esenciales para que el laboratorio pueda valorar correctamente los resultados obtenidos
después del análisis de la muestra. Los datos más relevantes son:
• Nombre completo del paciente, edad y sexo,
• Número/registro del paciente,
• Identificación del médico solicitante,
• Localización del paciente: Piso, habitación y cama,
• Fecha y hora de obtención de la muestra,
• Fracción de oxígeno inspirado (FIO2),
• Temperatura del paciente,
• Frecuencia respiratoria,
• Modo de ventilación: Respiración espontánea o ventilación asistida/controlada,
• Zona de la punción,
• Posición o actividad: En reposo o después de practicar ejercicio,
• Identificación de la persona que extrae la sangre.
Evaluación del paciente
• Si el paciente está consciente, es importante que se le informe sobre el
procedimiento al que se le va a someter.
75
• El consentimiento se debe obtener antes de la extracción.
• Se deben verificar y documentar las circunstancias de la extracción.
• Se debe prestar especial atención a los pacientes en tratamiento con
anticoagulantes.
• Observar el estado del paciente en relación con su temperatura, al patrón
respiratorio y la concentración de oxígeno inhalado.
• El paciente debe estar en situación respiratoria estable durante 20 a 30 minutos
antes de la extracción aproximadamente, si la respiración es espontánea. Los
otros pacientes (por ejemplo, con ventilación mecánica, con máscaras de oxígeno,
etc.) necesitan 30 minutos o más para alcanzar el equilibrio después de la
alteración en los patrones respiratorios.
Tipos de jeringas
El documento del CLSI C46-A – Blood Gas and pH Analysis Related Measurements;
Approved Guideline recomienda el uso de jeringas plásticas preparadas con
anticoagulante apropiado, preferiblemente, la heparina liofilizada. La jeringa se puede
mantener a temperatura ambiente, durante, como máximo, 30 minutos después de la
extracción. En la extracción con jeringa de plástico, no se indica el mantenimiento de la
muestra en ambiente refrigerado.
Las situaciones en las que hubiera posibilidad de retrasos significativos en el análisis
(más de 30 minutos), se recomienda la extracción en jeringas de vidrio y la conservación
en hielo y agua.
Anticoagulantes
La mejor opción es utilizar una jeringa previamente preparada con heparina de litio
liofilizada en la pared balanceada con calcio. Este tipo de material se obtiene fácilmente
en el mercado y tiene una relación calidad/precio satisfactoria. De acuerdo con la
International Federation of Clinical Chemistry and Laboratory Medicine (IFCC), la jeringa
de gasometría debe contener 50 Ul de heparina de litio balanceada con calcio por ml de
sangre total.
El uso de jeringa, de preparación «casera», utilizando heparina líquida con «baja
concentración» de sodio también es aceptable, aunque aumenta la posibilidad de
interferencia en la dosis de calcio iónico, pues existe la posibilidad de que la heparina de
enlace químicamente al calcio, dando lugar a valores falsamente más bajos de los
reales.
La introducción del calcio en concentración balanceada en las jeringas destinadas
específicamente para la recogida de gasometría y electrolitos tiene como finalidad
76
minimizar los efectos de la caída de este ión en la muestra. La heparina líquida, en
exceso, puede también causar dilución de la muestra, dando lugar a valores
incompatibles con la situación clínica del paciente. Las jeringas específicas para el
análisis de gases sanguíneos, además de eliminar el riesgo de dilución de la muestra,
aseguran la proporción exacta entre volumen de sangre y anticoagulante, evitando, de
este modo, la formación de microcoágulos que pueden producir resultados erróneos, así
como obstruir los equipos analizadores de gases sanguíneos.
La heparina utilizada para fines terapéuticos para la anticoagulación sistémica no se
debe utilizar como agente anticoagulante en el análisis de gases sanguíneos. La
elevada concentración de heparina por ml puede alterar el pH de la muestra y el
resultado de calcio ionizado.
Recogida de gasometría
Las zonas habituales para la realización de la punción arterial son las arterias radial,
braquial o femoral. En situaciones especiales, como, por ejemplo, recién nacidos, se
puede optar por las arterias del cuero cabelludo o las arterias umbilicales durante las
primeras 24 a 48 horas de vida. Después de la obtención de la muestra arterial o
venosa, se desprende la aguja, se agota el aire residual, se venda la punta de la jeringa
con el dispositivo oclusor y se homogeniza suavemente, girándola entre las manos
(imagen 68). El material tiene que ser llevado inmediatamente al laboratorio, lo ideal es
que el plazo no exceda de 15 minutos.
4.19 Pruebas de coagulación
Para este tipo de extracción, algunos datos ofrecidos son importantes durante la
interpretación del análisis de consistencia de los resultados, como, por ejemplo: nombre
del medicamento en uso, horario de la última ingesta de la medicación, horario de la
extracción y nombre de la persona que extrajo la sangre.
Estas recomendaciones se sustentan en el documento CLSI H21-A5 – Collection,
Transport, and Processing of Blood Specimens for Testing Plasma-Based Coagulation
Assays and Molecular Hemostasis Assays; Approved Guideline – 5th ed. Vol.28, Nº5.
Comentarios sobre la extracción
77
• La extracción con jeringa se puede utilizar, pero se debe utilizar una jeringa con
material cuya superficie no sea activadora (polipropileno) y de pequeño volumen,
para que no se formen microcoágulos.
• Se debe tomar mayores precauciones en la transferencia del material de la jeringa
a un tubo de extracción. Se debe mantener un flujo continuo durante el proceso de
transferencia, particularmente evitando agitar la sangre.
• Se recomienda que el proceso de homogeneización de la sangre con el
anticoagulante citrato tenga lugar en un intervalo inferior a 1 minuto después de la
extracción.
• Atender a las especificaciones relativas a la extracción de sangre en pacientes
catéterizados, mencionadas en el apartado 4.13.1 del presente documento.
• Según la literatura, los resultados de tiempo de protrombina (TP) y el cálculo del
International Normalized Ratio (INR) obtenidos de pacientes normales, pacientes
sometidos a tratamiento de anticoagulación oral con warfarina y pacientes con
tiempo de tromboplastina parcial activado (TTPA) normal, no se verían afectados,
si se realizan en el primer tubo extraído sin el tubo de descarte. No obstante, toda
vez que las otras pruebas de coagulación se pueden ver afectadas, en esa
situación es aconsejable realizar la extracción de un segundo tubo para las otras
pruebas de coagulación, o realizar el procedimiento de extracción del tubo de
descarte (véase apartado 4.9.).
Causas de rechazo de muestras
Para las pruebas de coagulación, se deben rechazar las muestras que tengan una o más
de las siguientes características:
• Material coagulado,
• Extracción efectuada con anticoagulante incorrecto,
• Tubos extraídos sin respetar la proporción adecuada entre sangre y anticoagulante,
de más o de menos. El CLSI considera seguro y aceptable una variación de hasta el
10% en esta proporción,
• Tubos que contengan muestras identificadas erróneamente,
• Tubos sin identificación de la muestra,
• Material extraído o almacenado en tubos que tengan una superficie activadoras del
coágulo,
• Fuerte hemólisis,
• Muestras de sangre total congeladas antes de ser procesadas,
78
• Muestras de sangre total o plasma para la prueba de TP que fueran almacenadas en
refrigeración previamente.
• Muestras de sangre total para pruebas de factor de Von Willebrand o factor VIII que
fueran almacenadas en refrigeración antes del ensayo.
Transporte de las muestras
• Después de la extracción las muestras se deben transportar a temperatura ambiente,
de acuerdo con la política institucional y las medidas de seguridad biológica.
• El transportista debe estar cualificado para este tipo de transporte.
• Para cada muestra, se recomienda registrar la fecha de envío, la fecha y la
temperatura aproximada de recepción del material en el laboratorio.
• Para pruebas de hemostasis utilizando plasma, no se recomienda el uso de hielo en
el transporte, debido a la activación del factor VII por el frío, pérdida del factor de von
Willebrand al romperse las plaquetas.
• Se deben evitar alteraciones bruscas de temperatura durante el transporte de este
material.
• El tiempo ideal para este transporte es de una hora después de la extracción.
Dependiendo del tipo de pruebas solicitado, se definirá el plazo de aceptación de la
muestra que va a ser procesada.
• Por ejemplo, para el ensayo del TP, se puede aceptar el material hasta 24 horas
después de su extracción.
• En la monitorización del tratamiento con heparina, debida a la potencial neutralización
por el factor IV plaquetario, la demora en la centrifugación no debe exceder de una
hora para muestras recogidas con citrato de sodio, o 4 horas, a temperatura
ambiente, para muestras recogidas en CTDA (citrato con contenido de teofilina,
adenosina y dipiridamol).
• En el uso de sistemas neumáticos para el transporte de las muestras, los tubos se
deben proteger de las vibraciones y el choque, para evitar la desnaturalización
proteica y la activación plaquetaria, a través de la formación de espuma en las
muestras.
• Para resultados más precisos en algunas pruebas de coagulación, algunas muestras
requieren una manipulación especial, como por ejemplo: Enfriamiento lento y
transporte a temperatura corporal (aproximadamente 37ºC).
Almacenamiento
• Las muestras para los ensayos de tiempo de protrombina se pueden mantener
centrifugadas o no con el plasma y sus componentes celulares, en tubo aún
cerrado a temperatura ambiente durante 24 horas, a partir del momento de la
79
extracción.
Esta
integridad
aumenta
si
la
centrifugación
tiene
lugar
inmediatamente después de la extracción de sangre. No se recomienda el
enfriado o congelación de estas muestras.
• Las muestras para la rutina de TTPA para pacientes no heparinizados se pueden
mantener sin centrifugar o centrifugadas con los componentes celulares en tubo
cerrado a temperatura ambiente hasta 4 horas después de la extracción.
• Las muestras para la rutina de TTPA para pacientes heparinizados se deben
mantener a temperatura ambiente, siendo centrifugadas dentro de la hora
siguiente después de la extracción, y el plasma se debe dosificar en hasta 4
horas, a partir de la hora de la extracción.
• Las muestras para otros ensayos (antifactor Xa, tiempo de trombina, proteína C,
factor V) se deben conservar a temperatura ambiente, centrifugadas, con
separación del plasma y dosificadas en hasta 4 horas después de la extracción.
• Las muestras almacenadas con sangre total y refrigeradas o congeladas son
inaceptables para las pruebas siguientes: TP, TTPA, factor de von Willenbrand y
factor VIII.
4.20
Extracción para dosificación de calcio ionizado
El calcio ionizado es reconocido como el mejor indicador de evaluación fisiológica del
calcio en sangre. La solicitud de su dosificación en la sangre se vincula en la práctica
clínica a:
• Monitorización de pacientes en situaciones críticas,
• Rutina diagnóstica,
• Investigación.
El calcio ionizado, iónico o libre, corresponde a la porción de iones de calcio en la
parte acuosa del plasma, que no están enlazados a proteínas u otras moléculas.
Variables pre-extracción
• Actividad física Ejercicios moderados pueden elevar los resultados, debido a la
disminución del pH y del bicarbonato, además del aumento del lactato, albúmina y
calcio total durante los ejercicios.
• Postura y reposo en la cama: El cambio de postura afecta a la concentración de
las proteínas y de las moléculas a ellas vinculadas, así como la concentración de
iones de bajo peso molecular. Esa alteración tiene lugar por la salida del líquido
de los vasos, por el aumento del tono muscular y de la presión hidrostática. Al
retornar a la postura original, esto se revierte. Pacientes encamados pueden tener
una elevación de hasta el 8% del calcio ionizado, sin alteración del calcio total.
80
• Comidas: Después de la ingesta, hay informes, en la literatura, de una reducción
temporal de cerca del 5% del calcio ionizado. Varias causas pueden ser las
responsables de esto: Aumento del pH, de la concentración proteica, de la
concentración de bicarbonato y fosfato. Todos estos factores contribuyen a
aumentar la formación de complejos de calcio con albúmina y otros iones.
• La tasa de ventilación: La alcalosis respiratoria, inducida por la hiperventilación en
voluntarios, puede disminuir la concentración de calcio ionizado en 0,05 mmol/l,
por cada 0,1 unidades de aumento en el pH.
• Fluctuación circadiana: El calcio ionizado varía a lo largo del día del 4 al 10% Eso
puede ocurrir debido a los siguientes factores: Efecto de las comidas, de la
variación diaria del equilibrio ácido-base y del sueño. Datos de la literatura
apuntan a que variaciones hormonales también pueden tener alguna influencia en
esta oscilación.
Recomendaciones para la recogida del calcio ionizado
Se recomienda para la extracción de sangre para la dosificación de calcio ionizado
que:
• El paciente esté relajado y con frecuencia respiratoria normalizada, durante, por lo
menos, 10 minutos,
• Mantenga la estabilidad postural durante, al menos, 5 minutos antes de la
extracción sentado o de pie,
• Esté en ayunas durante, al menos, 4 horas.
Selección de la muestra
El estado clínico del paciente debe influir en la selección del tipo de muestra para las
dosificaciones de calcio ionizado.
La sangre total heparinizada puede ser la más apropiada para el paciente en estado
crítico que requiere resultados inmediatos. La recogida de suero anaeróbicamente
puede ser la mejor opción para la rutina diagnóstica y las aplicaciones en las
investigaciones.
Sangre total heparinizada
Mientras la mayoría de anticoagulantes se unen al calcio, la heparina es aceptada
habitualmente para medir el calcio ionizado, debido al bajo grado de vinculación con el
calcio, lo cual se puede controlar utilizando concentraciones de heparina o heparina
equilibrada con calcio o zinc.
Ventajas del uso de sangre total heparinizada:
81
• Utilización del volumen total de la muestra,
• Muestras disponibles inmediatamente para los análisis,
• La rapidez en los análisis minimiza los efectos del metabolismo celular en la
muestra. Otros analitos, tales como los gases sanguíneos, sodio y potasio, se
pueden dosificar concomitantemente en la misma muestra y en el mismo
analizador.
Desventajas del uso de sangre total heparinizada:
•
La heparina se une a los iones de calcio en la proporción de su concentración,
reduciendo, posiblemente, su dosificación,
•
Las muestras de sangre total no se almacenan tan bien como el suero,
•
La hemólisis en la sangre total no es detectable rápidamente y puede disminuir la
medida del calcio ionizado artificialmente,
•
La homogeneización inadecuada de la muestra puede generar microcoágulos
que interfieren en el desempeño de los analistas.
Suero
El suero recogido en situaciones anaeróbicas es el tipo de muestra más estable para
medir el calcio ionizado. Mientras, los tubos incompletamente rellenados pueden sufrir
alteraciones en el pH y en la concentración del calcio ionizado.
En las muestras recogidas correctamente, el calcio ionizado se mantiene estable hasta 4
horas. Hay que recordar que el calcio ionizado tiende a disminuir cuando las muestras
son expuestas al aire ambiental.
Ventajas del uso del suero
•
La muestra se puede utilizar para varios tipos distintos de analitos.
•
Estabilidad de la muestra durante 24 horas en situaciones anaeróbicas a
temperatura de 4ºC.
Desventajas del uso del suero
•
Retraso en el procesamiento debido al tiempo necesario para la retracción del
coágulo (30 a 45 minutos).
•
El metabolismo celular continúa durante la centrifugación, afectando al calcio
ionizado presente en la muestra.
•
El volumen de suero obtenido corresponde a la mitad de la sangre extraída.
•
El calcio ionizado y el pH se ven afectados por la elevación de la temperatura
durante la centrifugación, generando la disminución de la dosificación,
dependiendo de la temperatura de centrifugación.
Plasma
82
El plasma no presenta ventaja analítica sobre el suero o la sangre total heparinizada.
Al igual que en la sangre total, la vinculación con el calcio, la adecuada
homogeneización y la temperatura de almacenamiento se deben tener en cuenta.
De la misma forma que el suero, solamente la mitad del volumen de la muestra
recogida se utiliza para el análisis, y el tiempo y la temperatura de centrifugación
también alteran el resultado final.
Recomendaciones
Al usar sangre total heparinizada:
•
Utilizar preparados de heparina equilibrada,
•
Homogeneizar correctamente la muestra, pues minimiza la formación de
microcoágulos,
•
Analizar la muestra hasta 30 minutos después de la extracción o colocar la
muestra en un baño de agua helada para evitar alteraciones metabólicas,
•
Coger la muestra anaeróbicamente,
•
Las muestras con heparina de fuente desconocida o de concentración no
informada se deben rechazar o ser registrada dicha situación en el informe final.
Al utilizar suero
•
Rellenar correctamente el tubo con la muestra.
•
Manipular la muestra anaeróbicamente.
•
Observar si hay presencia o no de hemólisis.
•
Las muestras de sangre extraídas de capilares se pueden utilizar para la
dosificación de calcio ionizado, siempre que se utilicen capilares heparinizados,
conteniendo heparina titulada.
Recomendaciones para las técnicas de extracción
•
No utilizar el torniquete durante un tiempo excesivo durante la extracción.
•
En la extracción con jeringa, utilizar heparina equilibrada para minimizar los
efectos de la dosificación de calcio ionizado.
•
Rellenar las jeringas en su volumen nominal.
•
Si se utiliza una serie de tubos, destinar el primero a la dosificación de calcio
ionizado.
•
Si la muestra fuera de sangre capilar, utilizar capilar heparinizado.
Recomendaciones para el transporte de las muestras
Sangre total:
•
Transportar las muestras a 4ºC,
83
•
Evitar que las muestras se calienten por encima de la temperatura ambiente,
•
En las jeringas, las muestras de sangre total no deben permanecer más de 4
horas a 4ºC.
Suero:
•
Centrifugar el material dentro de las primeras 4 horas después de la recogida,
•
Mantener la temperatura durante la centrifugación (+/- 2,5ºC),??
•
El material recogido en un tubo con gel separador, después de la centrifugación,
se puede almacenar durante hasta 70 horas a 4ºC,
•
El hielo seco no se debe utilizar para el envío de muestras a larga distancia, pues
puede inducir la saturación del CO2 en la muestra, dando lugar a la caída del pH
y al aumento del calcio ionizado,
•
No abrir el tubo antes de la centrifugación para mantener las condiciones
anaeróbicas antes de la dosificación,
•
Después de la dosificación, mantener el tubo cerrado.
Estas recomendaciones se basan en el documento del CLSI H31-A2 – Ionized
Calcium Determinations. Precollection Variables, Specimen Choice, Collection, and
Handling; Approved Guideline, Second Edition. Vol.21, Nº 10 (replaces H31-A Vol.15, Nº
20).
4.21
Extracción y transporte de muestras de sangre para pruebas
moleculares
Las precauciones con la recogida de muestras de sangre para pruebas moleculares
deben obedecer a los mismos criterios que para la extracción de sangre para otras
pruebas. El uso de guantes es primordial para prevenir la transmisión de agentes
patógenos de la sangre al colector. Además, debido a la elevada sensibilidad de las
pruebas moleculares, el uso de guantes también previene la contaminación de la propia
muestra por células exfoliadas de la persona que está manipulando la muestra.
Se recomienda también el uso de tubos exclusivos para las pruebas moleculares, es
decir, evitar dividir la muestra para otras pruebas, que no sean moleculares, o abrir el
tubo fuera del laboratorio de diagnóstico molecular.
Los anticoagulantes EDTA y el citrato de sodio son los recomendados para pruebas
que requieren sangre total o plasma. Diversos estudios han demostrado que la heparina
y el hem (principal componente de la hemoglobina) inhiben fuertemente la reacción de la
reacción en cadena de la polimerasa (PCR), principal método molecular utilizado
actualmente. De este modo, se debe evitar tanto el uso de este tipo de anticoagulante
84
como la hemólisis del material, impidiendo prácticas en la recogida que ocasionen rotura
de los hematocritos, como el contacto directo con el hielo.
Aunque el EDTA sea un anticoagulante escogido cuando se debe utilizar sangre total o
plasma en pruebas moleculares, éste puede interferir en ensayos downstream. De esta
manera, cada laboratorio debe seguir las instrucciones del fabricante o del laboratorio de
apoyo, de acuerdo con cada prueba a realizar, así como las orientaciones de transporte y
almacenamiento. Cuando se utiliza el EDTA, la sangre total se puede recoger en un tubo
con o sin gel separador.
Para pruebas que tienen la amplificación de la RNA como objeto, como, por ejemplo, la
carga viral del HIV y HCV, la sangre total se debe centrifugar y, en caso de no ser utilizado
el gel separador, el plasma se debe quitar y meter en un tubo secundario, en hasta 4 horas
después de la extracción. El plasma ya separado en un tubo con gel se debe transportar en
el mismo tubo, sin ser abierto, hasta llegar al laboratorio de diagnóstico molecular. Esas
muestras son estables hasta 5 días, entre 2 y 8ºC, o hasta 30 días, si se congelan a -20ºC o
a temperatura inferior. Así, cada laboratorio debe validar, para cada prueba, los efectos
analíticos resultantes de la congelación del plasma en tubos con gel separador y los ciclos
de congelación/descongelación en tubos secundarios.
La sangre total para el análisis de DNA puede ser almacenada a temperatura ambiente
hasta 24 horas o entre 2 y 8ºC hasta 72 horas antes de las extracción de DNA. La sangre a
utilizar para el análisis de RNA celular se debe recoger en un tubo que contenga un aditivo
estabilizador de RNA, y la sangre a utilizar para el análisis de DNA debe ser recogido en
tubo conteniendo el aditivo estabilizador del DNA. El almacenamiento de la sangre total no
estabilizada no es recomendable para el análisis de trascripción génica, debido a la
inducción génica de artefactos y a la degeneración del RNA.
El suero se debe transportar congelado en hielo seco, tanto para estudios de DNA como
de RNA. El plasma se debe transportar entre 2 y 8ºC y almacenado a -20ºC.
Para estudios de RNA, la extracción se debe iniciar dentro de 4 horas. Si no fuera
posible, la muestra se deberá congelar necesariamente. Para el almacenamiento durante
largos períodos, el suero o el plasma deben ser almacenados a -20ºC o temperatura inferior.
Neveras sin escarcha no se deben utilizar para almacenar las muestras para el
diagnóstico molecular. La temperatura sufre alteraciones varias veces al día en este tipo de
nevera, causando la degradación de los ácidos nucleicos. La carga viral de HIV, HBV y HCV
sufren alteraciones dependiendo del tipo de anticoagulante utilizado, manipulación y
almacenamiento. Por tanto, es importante establecer una normalización para la recogida de
la muestra y el procesamiento para estos tipos de pruebas.
5. Garantía de calidad
85
Los resultados de pruebas de laboratorios apropiados (exactos y precisos)
dependen, en gran parte, de que la persona que extrae la sangre sea la adecuada, con
la que se obtengan muestras de calidad. De esta manera, las distintas variables
preanalíticas se deben controlar para preservar la representatividad y la integridad de las
muestras.
Estas recomendaciones para garantizar la calidad en la fase preanalítica se
fundamentan en los programas de acreditación de laboratorios clínicos de la Sociedad
Brasileña de Patología Clínica/Medicina Laboratorial (SBPC/ML) y el Colégio Americano
de Patologistas (CAP).
5.1 Calificación de los proveedores y materiales
La gestión de dotaciones de la medicina de laboratorio incorpora algunos requisitos
del sistema de gestión de la calidad para que se concreten las buenas prácticas en
laboratorios clínicos. Algunas de estas características se recomiendan a continuación:
•
Especificaciones para la adquisición de materias primas y materiales, en función
del impacto sobre la calidad buscada,
•
Competencia de los proveedores de materiales considerándose los productos
especificados y otras características importantes para la organización. Se
recomienda la valoración periódica de los proveedores, sobre la base de
indicadores de desempeño,
•
Valoración de la capacidad de tener disponibles las dotaciones, para mantener la
ejecución ininterrumpida de sus actividades,
•
Sistema de inventario y control de dotaciones a lo largo de todo el proceso de
adquisición y abastecimiento de materias primas,
•
Garantía de trazabilidad de los datos relativos al uso y validez de las dotaciones,
•
Monitorización continua de la calidad de las materias primas, de los materiales y
del desempeño de los respectivos proveedores,
•
Registros de posibles irregularidades referentes a las materias primas, materiales
y efectos generados, incluyendo las acciones correctivas resultantes,
•
Los análisis críticos de los proveedores, de las materias primas, de los materiales
adquiridos y de su desempeño, desde el punto de vista de la adecuación,
eficiencia y eficacia.
Se recomienda que el laboratorio evalúe de forma crítica, preferiblemente antes de
su adquisición, los materiales de recogida, principalmente los recipientes, para
establecer normas del uso de materiales, lo que garantiza la no interferencia de esos
elementos en los análisis a realizar. Eso se puede llevar a cabo mediante una
86
combinación de estrategias, como pruebas directas, revisión de la literatura y evaluación
de la información obtenida de los fabricantes (trabajos científicos desarrollados por el
fabricante en instituciones médicas de referencia nacional y mundial, comprobando la
funcionalidad de sus productos) y de los proveedores. No es necesario realizar pruebas
locales exhaustivas, con todo, no hay forma de garantizar que los recipientes de
recogida y transferencia de los más variados fabricantes se comporten de forma
absolutamente inerte, toda vez que los materiales utilizados en su fabricación pueden
llevar a resultados erróneos, influyendo, incluso, en las prescripciones médicas.
Asimismo, rellenar de forma excesiva o insuficiente los tubos de recogida al vacío puede
conducir a errores.
5.2 Especificación de los materiales para la extracción de sangre por vacío
5.2.1
Agujas de extracción múltiple de sangre al vacío
Las agujas para la extracción de sangre al vacío tienen dos puntas: Una mayor
(proximal), que se insertará en el brazo del paciente, y otra menor (distal), recubierta por
un manguito de goma, que perfora el tubo al vacío en el momento de la extracción. En
medio de la aguja hay una parte plástica, donde se enrosca el adaptador para la
extracción de sangre por vacío.
Algunas agujas están siliconizadas y tienen el bisel en corte trifacetado con láser,
con la intención de facilitar y que la punción sea menos dolorosa. Algunas también
poseen dispositivos de seguridad, permitiendo una extracción segura a la persona que
extrae la sangre.
Agujas para la extracción múltiple y calibres:
•
25 x 8 mm (22G1), en general, negra: Habitualmente indicada para pacientes
geriátricos, pediátricos y con accesos venosos difíciles,
•
25 x 8 mm (21G1), en general, verde: Habitualmente indicada en pacientes con buen
acceso venoso. Es la aguja de extracción múltiple se sangre al vacío más utilizada.
5.2.2
Adaptadores para la extracción de sangre al vacío
El adaptador es una pieza plástica que, una vez enroscada a la aguja de extracción
múltiple de sangre al vacío posibilita a la persona que extrae la sangre una mejor
empuñadura y seguridad a la hora de extraer sangre venosa. Cada fabricante produce el
adaptador adecuado a su sistema de extracción de sangre al vacío (adaptador, aguja,
tubo al vacío). El laboratorio puede especificar, al realizar la compra, el adaptador
compatible con los tubos de vacío y agujas para la extracción múltiple que utiliza,
obteniendo, de esta manera, las facilidades del sistema al vacío y evitando la pérdida de
materiales por incompatibilidad entre ellos.
87
5.2.3
Palomillas para la extracción múltiple de sangre al vacío
Las palomillas para la extracción de sangre por vacío son similares a las palomillas
de infusión, con la diferencia de que en el luer, parte final del tubo de vinilo, existe una
pieza acoplada donde el adaptador se enrosca con una aguja recubierta por una manga
de goma. Algunas palomillas tienen dispositivos de seguridad que, al acabar la punción,
recubren o recogen la aguja, protegiendo a la persona que realiza la extracción de una
contaminación por accidente con material punzante.
Las palomillas para la extracción de sangre al vacío y calibres:
•
21G (calibre 8), en general, verde: Habitualmente se utiliza en pacientes con buen
acceso venoso,
•
23G (calibre 6), en general, azul claro: es el más utilizado en neonatos, pacientes
geriátricos, pediátricos y en tratamientos con quimioterapia, pues poseen accesos
venosos difíciles,
•
25G (calibre 5), en general, azul oscuro: Habitualmente utilizado en el mismo perfil
de pacientes descrito con anterioridad, aunque con accesos venosos aún más difíciles.
La persona que extrae la sangre debe escoger el producto que mejor se adapte al
acceso venoso de su paciente.
5.2.4
Tubos para la extracción de sangre por vacío
Los tubos para extracción de sangre por vacío son de un solo uso, deben tener el
interior estéril y poseer vacío calibrado y el volumen/cantidad de anticoagulante
proporcional al volumen de sangre que se tiene que recoger en su etiqueta.
En el mercado hay tubos de diversos volúmenes de vacío y características físicas, de
esta forma, lo que se debe verificar es si el producto está debidamente registrado en la
Agência Nacional de Vigilância Sanitária (ANVISA), y si es fabricado de acuerdo con los
patrones de Boas Práticas de Fabricação (buenas prácticas de fabricación) establecidas
por ANVISA y otros patrones internacionales como ISO 6710.2, CLSI, Food and Drug
Administration (FDA) y la Comunidad Europea (CE).
También es importante verificar si el fabricante comprueba la funcionalidad de los
tubos, preferiblemente, por medio de documentación científica. Otro punto relevante es
la compatibilidad de esos tubos con los equipos utilizados en el laboratorio. Por último,
cuando se cambie de proveedor, es importante solicitar esta información al fabricante.
5.3 Comentarios sobre la ISO 6710.2 – Single-use Containers for Human
Venous Blood Specimen Collection
La norma ISO 6710.2 es una normativa internacional que especifica, principalmente
al fabricante, los requisitos y metodología para pruebas de tubos de un solo uso para la
88
extracción de sangre, por vacío o no. No especifica, sin embargo, los requisitos para las
agujas y adaptadores utilizados en la extracción de sangre.
Los fabricantes deben basarse en estas especificaciones para la fabricación de sus
tubos para la extracción de sangre por vacío o no (tabla 9).
La norma específica para la fabricación de tubos recomienda que el tubo sea
fabricado con un material que permita una clara visión del contenido cuando se someta
a una inspección visual, e, incluso, que la superficie interna del tubo de vidrio para
pruebas de coagulación evite la activación del coágulo.
Si el tubo se recomienda para análisis específicos de ciertas sustancias, el nivel
máximo de contaminación interior de este tubo con esta sustancia y su método analítico
aplicado deben estar contenidos en la literatura que lo acompaña, en su etiqueta o en su
embalaje. Para mediciones de metales y otras sustancias específicas, la formulación del
material de la tapa deber ser tal que no interfiera en los resultados de los análisis.
Es importante tener en cuenta que para mediciones de alta sensibilidad analítica (ej.:
Fluorimetría), los límites de interferencia habitualmente testados pueden no ser
adecuados,
recomendándose
consultar
al
fabricante
respecto
a
potenciales
interferencias.
Los tubos que contengan anticoagulantes, que se sepa que pueden actuar como
potenciales medios de cultivo (ej. citrato y ácido cítrico ACD, citrato y dextrosa), deben
ser estériles. La esterilidad es obligatoria también cuando durante la extracción de
sangre, existe la posibilidad de contacto directo entre el interior del tubo y el flujo
sanguíneo del paciente, por lo tanto, el fabricante debe garantizar que el interior de sus
tubos sea estéril.
La norma especifica también los aspectos relativos a la capacidad de los tubos y las
pruebas previstas para la evaluación de la alteración de la capacidad permitida. Para
tubos con aditivos, hay especificación de espacio suficiente para que pueda ser
efectuada una homogeneización mecánica o manual. Los tubos también deben ser
proyectados para presentar sólo una variación de aspiración del volumen nominal de ±
el 10%.
Adicionalmente, la norma especifica la tapa del tubo, para que no se desprenda
durante la homogeneización, habiendo una prueba de vacío recomendada para
asegurarlo. La tapa del tubo también debe ser desarrollada con un diseño que permita
su remoción manual o por métodos mecánicos, y que evite la contaminación del usuario
por la muestra (protegiéndolo del efecto aerosol).
89
Hay métodos específicos para probar la resistencia del tubo que contiene la muestra,
que debe resistir a una aceleración de 3.000 g en un eje longitudinal.
Tabla 9 ‐ Códigos alfa y de colores recomendados para identificar los aditivos* Aditivos Código Alfa Código de colores Pruebas más comunes 5 a 10 segundos, retardo Lila K2 E EDTA1 sal dipotásica Hemograma Lila K3 E sal tripotásica Plaquetas Lila N2E sal disódica EDTA sal dipotásica K2 E Blanco translúcido Biología molecular con gel separador Citrato trisódico 9:1² 9NC Pruebas de coagulación Azul claro Citrato trisódico 4:1² 4NC Negro Fluoruro/oxalato FX Gris Velocidad de hemosedimentación Glucosa Fluoruro/EDTA FE Gris Glucosa Fluoruro/heparina FH Verde Glucosa Heparina de litio LH Verde Heparina de sodio NH Verde Pruebas bioquímicas en general, gasometría (solamente en jeringa preheparinizada) Pruebas bioquímicas en general 90
Citrato, fosfato, dextrosa, adenina CPDA Amarillo Z Rojo Activador de coágulo Amarillo Siliconizado Activador Conservación de las células Pruebas serológicas y bioquímicas en general Pruebas serológicas y gel separador de coágulo, pruebas bioquímicas en general, drogas terapéuticas y hormonas 1. EDTA es la abreviatura de ácido etilenodiaminotetracético 2. Muestra el radio entre el volumen de sangre deseado y el volumen de anticoagulante (ej. 9 partes de sangre por 1 parte de anticoagulante citrato de sodio). 3. Se recomienda que los tubos que no contengan activador de coágulo se codifiquen con la letra Z y tengan color rojo, así como la descripción del reactor. *Cuadro adaptado relacionando las áreas donde se utilizarán los tubos. Fuente: ISO 6710.2 – Single‐Use Containers for Human Venous Blood Specimen Collection. Las normas del CLSI recomiendan el uso de algunos tipos de anticoagulantes que
preservan mejor la calidad de las muestras, como, por ejemplo:
•
EDTA K2 es el anticoagulante recomendado para la hematología por preservar
mejor la integridad de las células sanguíneas. Este anticoagulante también lo
recomienda el International Council for Standardization in Haematology (ICSH),
•
Citrato de sodio tamponado 0,109 mol/l (3,2%) en la proporción de 9:1, es decir,
9 partes de sangre por 1 de citrato, es el anticoagulante recomendado para
pruebas de coagulación.
La ISO 6710.2 recomienda que las etiquetas no rodeen completamente los tubos, y
que el pegamento utilizado proporcione una adherencia adecuada a las condiciones de
temperatura y humedad del uso del tubo, durante un tiempo adecuado. El fabricante es
responsable de informar de las condiciones de resistencia de la etiqueta.
5.3.1
Informaciones que el tubo por vacío debe presentar en su rótulo o en el
tubo
•
Marca del fabricante/proveedor o marca registrada.
•
Número de lote.
•
Código del aditivo o descripción del contenido.
•
Fecha de caducidad.
•
Volumen nominal.
•
Línea de llenado, cuando sea necesario (para tubos sin vacío).
91
•
La palabra «estéril», si el fabricante garantiza que el interior del tubo, antes de
ser abierto es estéril.
•
Las palabras «producto de un solo uso» o un símbolo gráfico de acuerdo con la
ISO 7000-1051.
•
Si se utilizase glicerol en la fabricación del producto, esto debe constar en el
rótulo y en el embalaje.
Hasta el momento, no existe un acuerdo internacional de codificación por colores,
pero la mayoría de los fabricantes siguen unas normas de colores de tapones, ayudando
a evitar la posibilidad de errores preanalíticos en la recogida de laboratorio.
5.3.2
Concentración y volumen de los anticoagulantes
La norma ISO 6710.2 especifica las concentraciones de los anticoagulantes,
molaridad y proporción en relación con la cantidad de sangre aspirada por los tubos.
Ácido etilendiaminotetraacético (EDTA) [CH2N(CH2COOH2)]2
Las concentraciones de las sales de los ácidos dipotásico y disódico deben estar
dentro del intervalo de 1,2 mg a 2,0 mg de EDTA anhidro por 1,0 ml de sangre.
Citrato trisódico (Na3C6H5O7.2H2O)
Las concentraciones de solución de citrato trisódico deben estar dentro del intervalo
de 0,1 mol/l a 0,136 mol/l, con una tolerancia permitida de ± el 10%. Algunos estudios
revelan que el tubo de citrato no debe tener un volumen de vacío parcial para evitar la
agregación plaquetaria activada por el espacio libre del tubo.
El tubo de citrato debe ser producido para que aspire una solución de 9:1, es decir, 9
partes de sangre adicionadas a 1 parte de solución de citrato.
El tubo para VHS (velocidad de hemosedimentación), por el método Westergreen,
debe aspirar 4 partes de sangre adicionadas a 1 parte de citrato trisódico.
Fluoruro/Oxalato
Las concentraciones de oxalato de potasio monohidratado deben estar dentro del
intervalo de 1,0 mg a 3,0 mg, y de 2,0 mg a 4,0 mg de fluoruro de sodio por ml de
sangre.
Fluoruro/EDTA
Las concentraciones de EDTA deben estar dentro del intervalo de 1,2 a 2,0 mg de
EDTA, y de 2,0 a 4,0 mg de fluoruro de sodio por ml de sangre.
Fluoruro/Heparina
92
Las concentraciones de heparina deben estar dentro del intervalo de 12 a 30 Ul
(unidad internacional) de heparina, y de 2,0 a 4,0 mg de fluoruro de sodio por ml de
sangre.
Heparina de sodio y heparina de lítio
Las concentraciones de los anticoagulantes indicados deben estar dentro de un
intervalo de 12 a 30 UI (unidad internacional) por ml de sangre.
Citrato (C)/Fosfatasa (P)/Dextrosa (D) /Adenosina (A) - (CPDA)
La formulación de este aditivo debe ser:
Ácido cítrico anhidro
2,99 g
Citrato trisódico (deshidratado)
26,3 g
Fosfato de sodio monobásico (monohidratado) [NaH2PO4H2O]
2,22 g
Dextrosa (monohidratada)
31,9 g
Adenina [C5H5N5]
0,275 g
Agua en cantidad suficiente para formar
1.000 mL
Se deben adicionar 6 partes de sangre por 1 parte de CPDA, con una tolerancia de ±
el 10%.
Nota: Los aditivos pueden presentarse físicamente en varios formatos, como: solución,
solución de spray seco, liofilizado o polvo. Los intervalos de concentración permiten
diferentes radios de solubilidad y difusión de esos formatos, específicamente para el EDTA.
5.4 Exigencia de pruebas
Todas las muestras deben ir acompañadas de la solicitud formal adecuada, en
consonancia con una política de identificación y registro consistentemente aplicable y,
siempre que sea oportuno, se recomienda que haya información adicional, de
conformidad con el tipo de prueba solicitada, tales como: medicamento en uso, datos del
ciclo menstrual e indicación clínica.
Caga paciente debe ser registrado de forma que su identificación sea rigurosamente
fidedigna.
Se considera en este documento, a efectos de aclaración, como muestra primaria
aquella obtenida durante el proceso de extracción de sangre.
5.5 Identificación y trazabilidad
La identificación de la muestra primaria comienza con la identificación del paciente
hospitalario o ambulatorio.
Esta etapa es, por tanto, crucial. A partir de ese momento, se debe buscar la forma
de establecer un vínculo seguro e indisociable entre el paciente, la muestra recogida, la
93
persona que la extrae y los materiales, para que al final del proceso se garantice la
trazabilidad.
Cada laboratorio tiene autonomía para establecer su propio sistema para identificar
correctamente las muestras de los pacientes, desde el lugar de recogida hasta su
eliminación, pasando por todas las fases y etapas de los procesos analíticos. Ha de
resaltarse la importancia de esos esfuerzos, sobre todo en situaciones en las que el
laboratorio recibe el material ya recogido de otras unidades o de otros laboratorios.
5.6 Documentación
Se recomienda disponer de instrucciones escritas para la extracción de sangre
venosa y que estén disponibles para las personas que llevan a cabo las extracciones en
todos los lugares necesarios de forma permanente.
Es recomendable que el manual de extracción/procesamiento de las muestras sea
revisado cuando sea necesario o periódicamente, para garantizar la actualización de su
contenido. Todas las variaciones se deben analizar de forma crítica antes de su
implantación, para garantizar que el contenido corresponda a las prácticas reales y
actuales. Todas las emisiones, variaciones y revisiones de este documento se deben
aprobar, manteniendo los registros correspondientes a estas actividades. El responsable
técnico del laboratorio es quien responde de la documentación y su revisión, pero estas
funciones pueden ser formalmente delegadas en una persona habilitada.
Para muestras que se envíen a laboratorios de apoyo o de referencia, se recomienda
que estén disponibles las instrucciones preanalíticas provenientes de los respectivos
laboratorios, actualizadas y fieles.
Se recomienda, como contenido mínimo del manual de extracción, los siguientes
aspectos:
• Lista de análisis de laboratorio disponibles,
• Información, para los usuarios de los servicios, relativa a las indicaciones y a la
selección de los procedimientos de laboratorio,
• Instrucciones para rellenar las solicitudes (en papel o en formato electrónico),
• Procedimiento para la identificación positiva y detallada del cliente en el momento
de la extracción,
• Información clínica, cuando sea necesaria (ej.: Clasificación maternofetal de
defecto del tubo neural, monitorización de drogas terapéuticas),
94
• Instrucciones para la preparación del paciente,
• Cronología para la recogida de la muestra, cuando sea apropiado,
• Necesidad de cronometraje especial para la recogida (p.ej.: depuración de la
creatinina),
• Tipos y cantidades de aditivos (anticoagulantes y conservantes) a utilizar,
• Tipo de muestra a recoger,
• Condiciones especiales para el procesamiento de la muestra, desde la recogida
hasta su recepción en la respectiva área técnica (p.ej.: refrigeración, entrega
inmediata, calentamiento, etc.),
• Identificación y rotulación adecuadas de las muestras primarias,
• Registro de la identidad de la persona que recoge la muestra primaria,
• Destrucción segura de los materiales de recogida,
• Almacenamiento de las muestras.
5.7 Transporte y conservación de las muestras
Se recomienda que haya documentación sobre el transporte y conservación de las
muestras recogidas o recibidas, asegurándose de su integridad, estabilidad y seguridad
pública.
Los documentos deben establecer el plazo, condiciones de temperatura y patrón
técnico para garantizar la integridad y la estabilidad de las muestras y de los materiales.
Además, el transporte de las muestras en zonas comunes a otros servicios o de
circulación de personas se deben realizar en condiciones de seguridad para los
transportistas y para el público en general.
Se recomienda además, que haya una inspección del material biológico al recibir las
muestras recogidas por parte del personal competente para esta tarea de seguimiento.
Por tanto, es necesario establecer criterios de aceptación, rechazo o aceptación de
muestras con restricciones. En las situaciones en que la aceptación esté sujeta a
restricciones, se recomienda que haya registros de identificación del responsable para
su liberación.
5.8 Capacitación y formación del personal
Todo el personal que realiza extracciones de sangre, incluso aquel que actúa en
unidades captadoras de análisis de laboratorio, a instancia de la unidad procesadora de
análisis de laboratorio, debe recibir formación en las técnicas de extracción, selección y
uso de los equipos y materiales adecuados, con el registro de esa actividad.
Se recomienda una sistemática que permita que las personas que recogen las
muestras reciban información sobre la calidad de las muestras que recojan.
95
6. Aspectos de seguridad en la fase de recogida
Las medidas de seguridad tienen como finalidad salvaguardar a la persona que
recoge la muestra de cualquier posibilidad de contaminación, así como evitar daños al
paciente al realizar la recogida.
6.1 Seguridad del paciente
Corresponde al funcionario tranquilizar al paciente antes de la recogida para que se
realice de forma satisfactoria. Si el paciente está preocupado por la intensidad del dolor
derivado del procedimiento, se debe actuar con honestidad, explicándole que la
sensación dolorosa producirá una incomodidad leve, aunque de corta duración.
Se recomienda que la recogida se realice con el paciente lo más cómodo posible,
sentado o tumbado, orientándolo sobre la importancia del mantenimiento del miembro
superior inmóvil durante toda la extracción. En las extracciones infantiles y en casos de
personas con situaciones especiales, se recomienda orientar también a los
acompañantes.
No existe un procedimiento que facilite, con eficacia, una extracción infantil, aunque
pueden ser de gran ayuda artificios relativamente sencillos en este tipo de extracciones.
Al lidiar con niños, se puede solicitar su colaboración, invitándoles a participar
activamente del proceso de extracción, por ejemplo, sujetando el algodón, gasa o el
parche adhesivo. El uso de parches con dibujos y temas infantiles también ayuda,
transmitiendo una impresión positiva de la extracción de sangre.
6.2 Riesgos y complicaciones de la extracción
Se recomienda que el equipo de extracción del laboratorio establezca medidas de
seguridad para que los riesgos y complicaciones derivados de esa actividad sean
mínimos para los pacientes. Ciertamente, normalizar conductas y la formación frecuente
de los funcionarios involucrados contribuye a que la meta de reducción de los riesgos y
complicaciones se alcance y, de este modo, el servicio sea reconocido como seguro y
de confianza.
6.3 Formación de hematoma
La formación de hematoma es la complicación más común de la venopunción. El
hematoma se origina por el desbordamiento de la sangre en el tejido, durante o después
de la punción, siendo visualizado en forma de protuberancia. El dolor es el síntoma de
mayor incomodidad para el paciente, y, eventualmente, puede tener lugar la compresión
de algún nervio. Si la formación del hematoma se identifica durante la punción, se debe
retirar inmediatamente el torniquete y la aguja, y después, realizar una compresión local
96
durante al menos dos minutos. El uso de compresas frías puede ayudar a atenuar el
dolor local.
Las situaciones que pueden precipitar la formación de un hematoma son:
• Existencia de vena frágil o muy pequeña en relación con el calibre de la aguja,
• Cuando una aguja traspasa la pared posterior de la vena punzada,
• Cuando la aguja perfora parcialmente la vena, no penetrándola por completo,
• Realización de diversos intentos de punción sin éxito,
• La aguja se extrae sin retirar previamente el torniquete,
• Aplicación de presión inadecuada en la zona de la punción.
6.4 Punción accidental de una arteria
La probabilidad de punzar accidentalmente una arteria es relativamente rara,
recordándose que la elección adecuada de la zona de punción es primordial para evitar
este tipo de accidente. Siempre que tenga lugar está asociado al intento de una punción
venosa profunda. Se produce con más frecuencia, cuando se intenta punzar la vena
basílica, que se encuentra muy próxima a la arteria braquial. La punción accidental de
una arteria se puede identificar por el «rojo vivo» de la sangre y por el drenaje de la
sangre a chorro, o por el rimo pulsátil de la sangre hacia el interior del tubo. Si tiene
lugar una punción inadvertida de una arteria, es importante realizar una presión local,
durante, al menos, 5 minutos, además de una oclusión más eficaz de la zona de la
punción.
6.5 Anemia yatrógena
El volumen de sangre extraído normalmente de pacientes sanos, para la realización
de análisis de laboratorio, no produce ningún tipo de perjuicio al organismo.
En los laboratorios hospitalarios, hay necesidad de adecuarse al volumen de sangre
evitando repetición de pruebas y extracciones indebidas, principalmente en los pacientes
con algún grado de anemia. En ese caso, se debe prestar especial atención a las
extracciones pediátricas, recomendándose la utilización de dispositivos específicos para
extracciones infantiles disponibles en el mercado.
Una buena práctica de laboratorio clínico es el establecimiento del volumen mínimo
necesario para la realización de los parámetros de laboratorio. La integración entre el
cuerpo clínico (médicos y equipo de enfermería) y el laboratorio es fundamental para
prevenir la pérdida yatrogéna de sangre.
6.6 Infección
La posibilidad de desarrollar un proceso infeccioso en la zona de la venopunción,
aunque rara, no se debe descartar. La antisepsia del punto de punción debe ser bien
97
ejecutada y la zona preparada para la punción no se debe tocar después de este
proceso. De este modo, las medidas de antisepsia también deben ser objeto de
discusión, normalización y optimización en las actividades de buenas prácticas.
Entre las medidas recomendadas se encuentran: el uso de algodón hidrófilo mojado
en alcohol etílico comercial, alcohol yodado o antisépticos basados en yodo, disponibles
comercialmente. El intervalo entre la retirada del protector de la aguja y la venopunción
debe ser el mínimo posible. El parche adhesivo debe ser abierto únicamente en el
momento de la aplicación en la piel del paciente y mantenido por lo menos 15 minutos
después de la extracción.
6.7 Lesión nerviosa
Para prevenir la lesión de algún nervio, se recomienda evitar la inserción muy rápida
o profunda de la aguja. No se debe realizar la punción de una vena por medio de
múltiples intentos de redireccionamiento de la aguja insertada de forma aleatoria. Si no
se tiene éxito en el primer intento de punción, se retirará la aguja y se realizará una
segunda punción, preferiblemente en otra zona. Se debe indicar al paciente que no
realice movimientos bruscos durante la extracción.
6.8 Dolor
El dolor después de la punción es de baja intensidad y soportable, aunque
tranquilizar al paciente antes de la extracción ayuda sobremanera en su relajación,
haciendo el procedimiento menos doloroso.
La zona de punción debe estar seca, si se ha utilizado alcohol para la antisepsia, lo
que disminuye la sensación dolorosa.
El dolor intenso, parestesias, irradiación del dolor por el brazo, presentadas durante
o después de la venopunción, indican que se ha visto afectado un nervio y requieren de
medidas específicas ya mencionadas.
6.9 Seguridad de la persona que realiza la extracción
La principal forma de transmisión de agentes infecciosos en la extracción se produce
por contacto. El contacto puede ser directo (salpicaduras de materiales biológicos que
alcanzan la piel y la mucosa, accidentes por pinchazo, etc.), o indirecto (contacto de la
piel con superficies contaminadas, contacto de la mano contaminada con mucosas o piel
que no esté intacta). La otra forma de transmisión posible es la inhalación de aerosoles.
La formación de aerosoles también puede ocurrir durante la preparación de las
muestras.
La Norma Regulamentadora Brasileña n. 32 ou NR-32 (Segurança e Saúde no
Trabalho em Serviços de Saúde), de 11 de noviembre de 2005, establece las directrices
98
para las medidas de protección y salud de los trabajadores de los servicios de salud, así
como de aquellos que ejercen actividades de promoción y asistencia a la salud en
general.
Respecto a la seguridad de la persona que realiza la extracción, la norma describe
que no se debe volver a tapar ni desconectar de forma manual las agujas (apartado
32.2.4.15). Se debe asegurar el uso de materiales punzantes con dispositivo de
seguridad (apartado 32.2.4.16), conforme al cronograma que se establecerá por la
Comissão Tripartite Permanente Nacional de la NR-32 (CTPN).
En lo que respecta al esquema de vacunación, la norma describe que, a todo
trabajador de los servicios de salud, se le debe proporcionar de forma gratuita una
vacuna contra el tétanos, difteria, hepatitis B y los establecidos en el Programa de
Controle Médico de Saúde Ocupacional – PCMSO, también conocido como NR-7
(apartado 32.2.4.17.1).
6.10
Buenas prácticas individuales
La norma ABTN 14785:2001 establece los requisitos de seguridad en el laboratorio
clínico aplicables a todo el territorio brasileño. Con base en ella, se recomiendan las
siguientes precauciones universales:
• Prohibir alimentos, bebidas o humo en él área técnica del laboratorio,
• Almacenar alimentos exclusivamente en áreas de alimentación, en lugares
adecuados, prohibiéndose alimentos o bebidas en los armarios, cajones,
refrigeradores y neveras utilizados para el almacenamiento de reactivos, muestras
biológicas, materiales y materias primas para la extracción,
• No introducir en la boca ningún material u objeto utilizado en el ámbito de trabajo,
tales como bolígrafos, lápices, etiquetas, sellos y sobres,
• Nunca realizar la introducción de sustancias en pipetas con la boca, debiéndose
utilizar pipetas automáticas, siempre que sea necesario,
• No aplicarse cosméticos y maquillaje en la zona de extracción,
• Evitar la manipulación de lentes de contacto en el área de extracción del
laboratorio,
• Recoger/proteger los cabellos y barbas durante la jornada de trabajo en el
laboratorio, con el fin de evitar el contacto con materiales y superficies
contaminados. Estos deben mantenerse distantes de equipos como centrífugas y
quemadores de Bunsen. Se pueden utilizar tocas desechables con esa finalidad,
• Limpiar y cortar las uñas, si se utilizan esmaltes son preferibles los de color claro,
99
• Evitar el uso de colgantes largos en el cuello, pendientes grandes o pulseras
sueltas,
• Lavar las manos después de manipular cualquier material biológico.
6.11
•
Equipos de protección individual (EPI)
Utilizar el uniforme recomendado por la empresa en la zona de extracción, cubriendo
adecuadamente las partes del cuerpo. En ausencia de un uniforme estándar, se
recomienda colocar encima de la ropa un delantal de tejido lavable o desechable, largo y
de mangas largas, que llegue a las rodillas. Las buenas prácticas de seguridad
recomiendan que este delantal siempre se retire al salir de la zona de extracción de
laboratorio, no siendo correcto su uso en las áreas de alimentación y descanso.
• No se recomienda el uso de equipos de protección individual fuera del perímetro
donde su uso está indicado.
• Se recomienda que la persona que realiza la extracción siempre utilice guantes
durante la extracción. Los cambios se tienen que efectuar cuando se produzca
contaminación con material biológico.
• Lavarse las manos, siempre que sea necesario, y después colocarse los guantes.
• No manipular objetos de uso común (teléfono, pomos, vasos, tazas, etc.) cuando
se estén utilizando guantes.
• No tirar los guantes en las papeleras de uso administrativo.
• Utilizar las máscaras cuando la recogida de material biológico suponga riesgo de
contaminación por la formación de gotículas o aerosoles.
• Utilizar zapatos cómodos con suela antideslizante y de tacón no muy alto, para
minimizar los riesgos de accidentes. En el área de extracción no se recomienda
el uso de sandalias, chanclas u otros calzados abiertos.
6.12
Precauciones en la sala de extracción
• Desinfectar inmediatamente las zonas contaminadas.
• Comunicar al superior inmediato los accidentes con material infeccioso.
• La sala se debe utilizar exclusivamente para la extracción y sólo el paciente y la
persona que extrae la sangre deben permanecer en el local. Sólo se podrán hacer
excepciones a esa regla en situaciones en las que sea precisa la presencia de un
acompañante para ayudar en la ejecución del procedimiento.
6.13
Eliminación segura de residuos
La gerencia de Resíduos de Serviços de Saúde (RSS), donde se incluyen los
generados en los laboratorios, se constituye en un conjunto de procedimientos de
gestión, planificados e implantados a partir de bases científicas y técnicas, normativas y
100
leyes, con el objetivo de minimizar la producción de residuos y proporcionar la
eliminación segura y eficiente, procurando la protección de los trabajadores, la
conservación de la salud pública, de los recursos naturales y del medio ambiente.
La gestión debe comprender todas las etapas de planificación de los recursos físicos,
materiales y capacitación de los recursos humanos involucrados en el manejo de los
RSS. Esa eliminación segura de residuos tiene como objetivo cumplir con la CONAMA
283, de 12 de julio de 2001, y las normas que regulan la obligatoriedad del PGRSS.
Es recomendable que el laboratorio atienda las indicaciones y regulaciones
provinciales, municipales o federales, en lo relativo a la gestión de residuos de servicios
de salud. De este modo, antes de implantar e implementar el Programa de
Gerenciamento de Resíduos de Saúde (programa de gestión de residuos sanitarios), se
han de tener en conocimiento algunas características, en su ciudad, de vertedero
sanitario, del sistema de tratamiento de aguas residuales, de las empresas
especializadas en el transporte de residuos especiales, del lugar de recogida de la
basura, etc.
6.13.1
Clasificación de los residuos sanitarios
La RDC ANVISA n. 306 de 7 de diciembre de 2004 en su apéndice I, clasifica los
residuos sanitarios como se describe a continuación:
GRUPO A:
Residuos con posible presencia de agentes biológicos que por sus
características pueden presentar riesgo de infección,
GRUPO B:
Residuos que contienen sustancias químicas y que pueden presentar
riesgos para la salud pública o para el medio ambiente, dependiendo de
sus características de inflamabilidad, corrosividad, reactividad y toxicidad,
GRUPO C:
Cualquier material derivado de actividades humanas que contenga
radionúclidos en cantidades superiores a los límites de exención
especificados en las normas del CNEN y para los cuales la reutilización es
inadecuada o no está prevista,
GRUPO D:
Residuos que no presenten riesgos biológicos, químicos o radiológicos
para la salud o el medio ambiente, pudiendo ser equiparados a los
residuos de los hogares,
GRUPO E:
Materiales punzantes o escorificantes, tales como: Láminas de afeitar,
agujas, palomillas, ampollas de vidrio, brocas, limas endodónticas, puntas
adiamantas, láminas de bisturí, lancetas, tubos capilares, micropipetas,
láminas y lamínulas de vidrio, espátulas, todos los utensilios de vidrio
101
rotos en el laboratorio (pipetas, tubos de extracción sanguínea y placas de
Petri) y otros similares.
El porcentaje medio de la composición de los residuos generados en los
establecimientos sanitarios de los grupos A, B y C varía del 10 al 25%, y del 75 al 90%
del grupo D. El sector de extracción del laboratorio puede generar residuos clasificados
en los cuatro grupos descritos.
Los laboratorios clínicos necesitan elaborar un Plano de Gerenciamento de Resíduos
de Serviços de Saúde (PGRSS) – (plan de gestión de residuos de servicios sanitarios),
basado en las características de los residuos generados en su clasificación, estableciendo
las directrices de manejo de los RSS.
El PGRSS obedece a criterios técnicos y a la legislación medioambiental, debiendo ser
compatible con las normas locales de salud, establecidas por los órganos locales
responsables de estas etapas. El responsable técnico del laboratorio puede ser el
coordinador responsable de la elaboración e implantación, pero cuando su formación
profesional no incluya los conocimientos necesarios, podrá ser asesorado por el equipo de
trabajo que tenga las cualificaciones correspondientes o necesarias.
Es importante divulgar este documento y capacitar al equipo de extracción, que se exige
por ley, así como a los prestadores de servicios, tales como empresas de conservación y
limpieza, pues el documento también contempla las acciones a ser adoptadas en
situaciones de emergencia (incendio, falta de energía) y en casos de accidentes (por
ejemplo, por punzantes).
La RDC ANVISA n. 306/2004 apunta que los servicios con sistema propio de tratamiento
de RSS necesitan registrar la información relativa a la monitorización del RSS, en un
documento propio, archivado en lugar seguro durante 5 años.
Es recomendable que, antes de implantar el PGRSS en el laboratorio, se estudien
durante un período de dos a tres meses los diferentes tipos de residuos generados por el
laboratorio, con el fin de verificar el porcentaje de cada uno de los tipos de residuos. Ese
conocimiento permitirá que se establezcan indicadores para la monitorización de la mejora
continua del tratamiento de los residuos, sobre todo, de aquellos que exigen transportes
especiales y que generan gasto para la empresa. Asimismo, realizar auditorías periódicas
del PGRSS permitirá verificar si las metas se están alcanzando y como está el equipo del
laboratorio en el cumplimiento de los protocolos establecidos por el programa.
6.13.2
Identificación de los residuos
Se recomienda identificar las bolsas de acondicionamiento, los recipientes de recogida
interna y externa, los recipientes de transporte interno y externo y los lugares de
almacenamiento. La identificación debe ser clara y de fácil visualización, conforme a NBR
102
7500 – ABNT, 2000, además de cumplir con las exigencias relativas a la identificación del
contenido y del riesgo específico de cada grupo de residuos. El uso de adhesivos está
permitido siempre que se garantice su resistencia a los procesos normales de manipulación
de las bolsas y recipientes.
6.13.3
Manejo de los RSS
El manejo de los RSS se entiende como la acción de gestión de los residuos en sus
aspectos dentro y fuera del laboratorio, desde su generación hasta su eliminación final.
Después del procedimiento de recogida, los materiales punzantes (agujas, lancetas,
láminas de vidrio, etc.) se deben desechar inmediatamente en recipientes propios para
la eliminación de punzantes. Estos recipientes están disponibles comercialmente y son
producidos según las especificaciones técnicas de la ANVISA, CONAMA, ABNT e NR32
en lo que respecta al material y su identificación.
El tratamiento del residuo por el propio laboratorio puede ser realizado utilizando los
siguientes procesos de esterilización:
• Medios físicos: Calor y radiaciones ionizantes,
• Medios químicos: Gases (óxido de etileno y formaldehído) o líquidos microbicidas
(tales como glutaraldehído).
Los residuos de la categoría A (con riesgo biológico), es decir, aquellos con restos
de muestras de laboratorio que contienen sangre o líquidos corporales, recipientes y
materiales derivados del proceso de asistencia sanitaria, con sangre o líquidos
corporales de forma libre, se deben someter a tratamiento antes de su eliminación final,
utilizando un proceso físico u otros procesos que sean válidos para reducir o eliminar la
carga microbiana en un equipo compatible.
Al final, si no hay descaracterización física, es decir, mantenimiento de las
estructuras de los residuos tratados, se deben acondicionar en una bolsa blanca
lechosa, que se debe identificar y sustituir cuando alcance 2/3 de su capacidad o, por lo
menos, una vez cada 24 horas.
Habiendo descaracterizado físicamente las estructuras, las bolsas pueden ser
acondicionadas como residuos del grupo D (residuo común), de acuerdo con las
indicaciones de los servicios locales de limpieza urbana, utilizándose bolsas
impermeables, debidamente identificadas, contenidas en recipientes.
El acondicionamiento para el transporte se debe realizar en un recipiente rígido,
resistente a la punción y derramamiento, con tapa provista de control de cierre, además
de debidamente identificado, para garantizar el transporte seguro hasta la unidad de
tratamiento.
103
Para los residuos del grupo D, destinados al reciclaje o reutilización, la identificación
se debe realizar en los recipientes y en los lugares de custodia de recipientes, usando
un código de colores y sus correspondientes nomenclaturas, basadas en la Resolução
CONAMA n. 275/2001, y símbolos de tipo de material reciclable. I-azul – PAPELES , IIamarillo – METALES, III- verde – VÍDRIOS, IV- rojo – PLÁSTICOS, V- marrón –
RESIDUOS ORGÁNICOS. Para los demás residuos del grupo D, se debe utilizar el color
gris en los recipientes. Si no existe un proceso de separación para el reciclaje, no existe
obligación de establecer una norma con el color de estos recipientes.
Según la RDC ANVISA, n. 306/2004, para el grupo E, que incluye los materiales
punzantes, se recomienda tirarlos separadamente, inmediatamente después de su uso,
en recipientes rígidos, resistentes a la perforación, ruptura y derramamiento, con tapa y
debidamente identificados (norma NBR 13853/97 da ABNT), estando expresamente
prohibido su reutilización. Las agujas desechables no se deben tapar nuevamente.
El volumen de los recipientes de acondicionamiento debe ser compatible con la
generación diaria de este tipo de residuo, siendo desechados cuando su volumen
alcance dos tercios de su capacidad o esté a 5 cm de distancia de la tapa del recipiente.
Además, deben estar identificados con el símbolo internacional de riesgo biológico, y
con la inscripción “PUNZANTE”.
6.13.4
Transporte interno de RSS
Consiste en el traslado de los residuos de los puntos de generación hasta el lugar
destinado a su almacenamiento temporal o almacenamiento externo para su recogida
externa. El transporte interno de residuos se debe realizar atendiendo al itinerario
previamente definido y en horarios no coincidentes con la mayor afluencia de personas o
actividades.
Los recipientes para el transporte interno deben estar realizados con material rígido,
lavable, impermeable, provisto de tapa articulada en el propio cuerpo del equipo, con
cantos y bordes redondeados, e identificados con el símbolo correspondiente al riesgo
de los residuos contenidos en ellos.
6.13.5
Almacenamiento de los residuos sólidos sanitarios
De conformidad con la Resolução da Diretoria Colegiada da Agência Nacional de
Vigilância Sanitária do Brasil (RDC/ANVISA) n. 306/2004, el almacenamiento externo de
los residuos sólidos sanitarios, denominada sala de residuos, debe ser construida en
una zona exclusiva e independiente, conteniendo, al menos, una zona separada para
104
almacenar los recipientes que contengan los residuos del Grupo A (residuo con riesgo
biológico) junto con los del Grupo E (material punzante), además de una zona para el
Grupo D (residuos comunes). La sala debe estar convenientemente identificada y ser de
acceso restringido a los funcionarios responsables de la gestión de residuos, de manera
que tengan fácil acceso a los recipientes de transporte y a los vehículos de recogida.
Los recipientes de transporte interno no pueden circular por la vía pública externa al
edificio.
También según esta norma, la sala de residuos debe tener unas dimensiones
adecuadas para el volumen de residuos generados, la capacidad de almacenamiento
compatible y la periodicidad del sistema de recogida local. El suelo debe estar revestido
de material liso, impermeable, lavable y de fácil limpieza. Es necesaria la existencia de
aberturas para la ventilación de dimensión equivalente, al menos, a una vigésima parte de la
superficie del suelo, con tela de protección contra insectos. La puerta de la sala deberá tener
una anchura que permita la entrada a los recipientes de recogida. Puntos de iluminación,
agua y energía eléctrica se instalarán de acuerdo con la conveniencia y necesidades de la
sala. El drenaje del agua debe conducir a la red de desagüe del establecimiento y el
sumidero sifónico debe tener tapa que permita sellarlo.
Es recomendable que esté ubicado de forma que no se abra directamente hacia la zona
de estancia de las personas y circulación del público, teniendo preferencia las zonas de fácil
acceso para las recogidas externas y próximas a las áreas de almacenamiento del material
de limpieza o expurgo.
El trayecto de transporte de residuos desde su generación hasta el almacenamiento
externo debe permitir el paso libre y seguro de los recipientes colectores, tener un suelo de
revestimiento resistente a la abrasión, con superficie plana y regular, antideslizante y una
rampa, en caso de ser necesario. La información relativa a la inclinación y las características
de esta rampa se encuentran recogidas en la RDC ANVISA n. 5/2002.
Referencias normativas brasileñas consultadas
ASSOCIAÇÃO BRASILEÑA DE NORMAS TÉCNICAS. NBR - 10004 - Resíduos Sólidos Classificação, segunda edición, de 31 de mayo de 2004.
ASSOCIAÇÃO BRASILEÑA DE NORMAS TÉCNICAS. NBR - 7.500 - Símbolos de Risco e
Manuseio para o Transporte e Armazenamento de Material, de marzo de 2000.
ASSOCIAÇÃO BRASILEÑA DE NORMAS TÉCNICAS. NBR - 9191 - Sacos plásticos para
acondicionamento de lixo - Requisitos e métodos de ensaio, de julio de 2000.
ASSOCIAÇÃO BRASILEÑA DE NORMAS TÉCNICAS. NBR 14652 - Coletor-transportador
rodoviário de resíduos de serviços de saúde, de abril de 2001.
ASSOCIAÇÃO BRASILEÑA DE NORMAS TÉCNICAS. NBR 14725 - Ficha de informações
de segurança de produtos químicos – FISPQ, de julio de 2001.
105
ASSOCIAÇÃO BRASILEÑA DE NORMAS TÉCNICAS. Laboratório Clínico – Requisitos de
segurança NBR 14785:2001. Rio de Janeiro, 2001.
ASSOCIAÇÃO BRASILEÑA DE NORMAS TÉCNICAS. Sistema de Gestão da Qualidade –
Requisitos. NBR ISO 9001:2008.Rio de Janeiro, 2008.
BRASIL. Lei nº6.019, de 3 de enero de 1974. Dispõe sobre o Trabalho Temporário nas
Empresas Urbanas, e dá outras Providências (regula el trabajo temporal en las
empresas urbanas, y contiene otras disposiciones). Diário Oficial da União, Brasília, DF,
4 de enero de 1974.
BRASIL. Lei nº 7.102, de 20 de junio de 1983. Dispõe sobre Segurança para
Estabelecimentos Financeiros, Estabelece Normas para Constituição e Funcionamento
das Empresas Particulares que Exploram Serviços de Vigilância e de Transporte de
Valores, e dá outras Providências (sobre la seguridad para establecimientos financieros.
Establece normas para la constitución y funcionamiento de las empresas particulares
que prestan servicios de vigilancia y transporte de valores, y contiene otras
disposiciones). Diário Oficial da União, Brasília, DF, 21 de junio de 1983.
BRASIL. Ministério da Ciência e Tecnologia. Instrução Normativa CTNBio nº7 de 06 de junio
de 1997.
BRASIL. Ministério da Saúde. Agência Nacional de Vigilância Sanitária. RDC ANVISA
nº.50/2002. Disponible en: http://www.anvisa.gov.br/legis/resol/2002/50_ 02rdc.pdf [21
junio 2009].
BRASIL. Ministério da Saúde. Agência Nacional de Vigilância Sanitária, RDC ANVISA nº.
306 07/12/2004. Disponible en: http://e-legis.bvs.br/leisref/public/showAct.php?id=13554
[21 junio 2009].BRASIL. Ministério da Saúde. Diretrizes gerais para o trabalho em
contenção com material biológico (directrices generales para el trabajo de contención
del material biológico), 2004.
BRASIL. Ministério da Saúde. Manual de Apoio aos Gestores do SUS: organização da rede
de laboratórios clínicos. (Manual de apoyo a los gestores del Sístema Único de Salud SUS: organización de la red de laboratorios clínicos. Brasília, 2001.
BRASIL. Ministério da Saúde. Portaria SVS/MS 344 de 12 de mayo de 1998 - Aprova o
Regulamento Técnico sobre substâncias e medicamentos sujeitos a controle especial
(que aprueba el reglamento técnico de sustancias y medicamentos sujetos a control
especial).
BRASIL. Ministério da Saúde. Resolução nº237 de 22 de diciembre de 1997 – Regulamenta
os aspectos de licenciamento ambiental estabelecidos na Política Nacional do Meio
Ambiente (Regula los aspectos relativos a licencias ambientales establecidos en la
política nacional de medioambiente).
BRASIL. Ministério da Saúde. Resolução nº257 de 30 de junio de 1999 - Estabelece que
pilhas e baterias que contenham em suas composições chumbo, cádmio, mercúrio e
seus compostos, tenham os Procedimientos de reutilização, reciclagem, tratamento ou
disposição final ambientalmente adequados (establece que pilas y baterías que
contengan en su composición plomo, cadmio, mercurio y sus compuestos, tengan los
procedimientos de reutilización, reciclaje, tratamiento o eliminación final ambientalmente
adecuados).
BRASIL. Ministério da Saúde. Resolução nº275, de 25 de abril de 2001- Estabelece código
de cores para diferentes tipos de resíduos na coleta seletiva (Establece el código de
colores para los distintos tipos de residuos en la recogida selectiva).
106
BRASIL. Ministério da Saúde. Resolução nº283 de 12 de julio de 2001- Dispõe sobre o
tratamento e a destinação final dos resíduos dos serviços de saúde (dispone el
tratamiento y el destino final de los residuos de los servicios sanitarios).
BRASIL. Ministério da Saúde. Resolução nº5 de 05 de agosto de 1993 - Estabelece
definições, classificação e Procedimientos mínimos para o gerenciamento de resíduos
sólidos oriundos de serviços de saúde, portos e aeroportos, terminais ferroviários e
rodoviários (Establece las definiciones, clasificación y procedimientos mínimos para
gestionar los residuos sólidos de los servicios sanitarios, puertos y aeropuertos,
terminales ferroviarias y de carreteras).
BRASIL. Ministério da Saúde. Resolução nº6 de 19 de septiembre de 1991 - Dispõe sobre a
incineração de resíduos sólidos provenientes de estabelecimentos de saúde, portos e
aeroportos ( dispone la incineración de los residuos sólidos provenientes de
establecimientos santarios, puertos y aeropuertos).
BRASIL. Ministério da Saúde. Resolução RDC nº305 de 14 de noviembre de 2002 – Ficam
proibidos, em todo o território nacional, enquanto persistirem as condições que
configurem risco à saúde, o ingresso e a comercialização de matéria-prima e produtos
acabados, semi-elaborados ou a granel para uso em seres humanos, cujo material de
partida seja obtido a partir de tecidos/fluidos de animais ruminantes, relacionados às
classes de medicamentos, cosméticos e produtos para a saúde, conforme discriminado
(prohíbe en todo el territorio brasileño, siempre que persistan las condiciones que
supongan un riesgo para la salud, la introducción y comercialización de materias primas
y productos acabados, semielaborados o a granel para uso en seres humanos, cuyo
material de partida se obtenga a partir de tejidos/fluídos de animales rumiantes,
relacionados con las clases de medicamentos, cosméticos y productos para la salud,
conforme se divide).
BRASIL. Ministério da Saúde. Resolução RDC nº306, de 07 de diciembre de 2004.
Disponible en: http://e-legis.bvs.br/leisref/public/showAct.php?id=13554 [21 junio 2009].
BRASIL. Ministério da Saúde. Resolução RDC nº33, de 25 de febrero de 2003. Disponible
en: http://www.anvisa.gov.br/legis/resol/2003/rdc/33_03rdc.htm [21 junio 2009].
BRASIL. Ministério da Saúde. Resolução RDC nº50, de 21 de febrero de 2002 – Dispõe
sobre o Regulamento Técnico para planejamento, programação, elaboração e avaliação
de projetos físicos de estabelecimentos assistenciais de saúde (sobre el reglamento
técnico para la planificación, programación y evaluación de proyectos físicos de
establecimientos asistenciales sanitarios).
BRASIL. Ministério da Saúde. Resolução RDC no302/2005, de 13 de octubre de 2005 –
Diário Oficial da União de 14 de octubre de 2005. Disponible en: http://elegis.anvisa.gov.br/leisref/public/showAct.php?id=19176&word [21 junio 2009].
BRASIL. Ministério da Saúde. Secretaria Excecutiva. Projeto REFORSUS. Gerenciamento
de resíduos de serviços de saúde. Brasília, Ministério da Saúde, 2001
BRASIL. Ministério do Trabalho. Norma Regulamentadora NR 32 - SEGURANÇA E SAÚDE
NO TRABALHO EM SERVIÇOS DE SAÚDE (norma reguladora de la seguridad y salud
en
el
trabajo
en
los
servicios
sanitarios).
Disponible
en:
http://www.mte.gov.br/legislacao/normas_regulamentadoras/nr_32.pdf [21 junio 2009].
ESTADO DE SÃO PAULO. Centro de Vigilância Sanitária, Coordenação dos Institutos de
Pesquisa da Secretaria de Estado da Saúde. PORTARIA CVS-01, de 18 de enero de
2000. Diário oficial do Estado de São Paulo. Volume 110, Número 35, São Paulo, 19 de
febrero de 2000. Disponible en: http://www.cvs.saude.sp.gov.br [21 junio 2009].
ESTADO DE SÃO PAULO. Centro de Vigilância Sanitária, Coordenação dos Institutos de
Pesquisa da Secretaria de Estado da Saúde. PORTARIA CVS-13, de 04 de noviembre
de 2005. Disponible en http://www.cvs.saude.sp.gov.br [21 junio 2009].
107
Referencias normativas del Clinical and Laboratory Standards
Institute (CLSI/NCCLS)
CLINICAL AND LABORATORY STANDARDS INSTITUTE. (CLSI/NCCLS). Ionized Calcium
Determinations: Precollection Variables, Specimen Choice, Collection, and Handling;
Approved Guideline, Second Edition. CLSI/NCCLS document C31-A2 Vol.21, No.10.
Wayne, PA USA:NCCLS,2001.
CLINICAL AND LABORATORY STANDARDS INSTITUTE(CLSI/ NCCLS). Control of
Preanalytical Variation in Trace Element Determinations; Approved Guideline.
CLSI/NCCLS document C38-A Vol.17 Nº13 (Replaces C38-P Vol.14 Nº23). Wayne, PA
USA:NCCLS,2003.
CLINICAL AND LABORATORY STANDARDS INSTITUTE(CLSI/ NCCLS). Blood Gas and
pH Analysis and Related Measurements; Approved Guideline-Second Edition.
CLSI/NCCLS document C46-A2 Vol.29 Nº8 (Replaces C46-A Vol.21 Nº14). Wayne, PA
USA:NCCLS, 2009.
CLINICAL AND LABORATORY STANDARDS INSTITUTE(CLSI/ NCCLS). Tubes and
Additives for Venous Blood Specimen Collection; Approved Standard-Fifth Edition.
CLSI/NCCLS document H1-A5 Vol.23 Nº33 (Replaces H1-A4 Vol.16 Nº13).Wayne, PA
USA:NCCLS, 2003.
CLINICAL AND LABORATORY STANDARDS INSTITUTE(CLSI/ NCCLS). Procedures for
the Collection of Diagnostic Blood Specimens by Venipuncture; Approved Standard Sixth Edition. CLSI/NCCLS document H3-A6 Vol.27 Nº26 (Replaces H3-A5 Vol.23 32).
Wayne, PA USA:NCCLS, 2008.
CLINICAL AND LABORATORY STANDARDS INSTITUTE(CLSI/ NCCLS).– Procedures for
the Collection of Arterial Blood Specimens; Approved Standard-Fourth Edition.
CLSI/NCCLS document H11-A4 Vol.24 Nº28 (Replaces H11-A3 Vol.19 Nº8).Wayne,PA
USA:NCCLS, 2004.
CLINICAL AND LABORATORY STANDARDS INSTITUTE(CLSI/ NCCLS) – Procedures for
the Handling and Processing of Blood Specimens; Approved Guideline - Third
Edition.CLSI/NCCLS document H18-A3 Vol.24 Nº38 (Replaces H18-A2 Vol.19 Nº21).
Wayne, PA USA:NCCLS, 2004.
CLINICAL AND LABORATORY STANDARDS INSTITUTE(CLSI/ NCCLS). Collection,
Transport,and Processing of Blood Specimens for Testing Plasma-Based Coagulation
Assays and Molecular Hemostasis Assays; Approved Guideline- Fifth Edition.
CLSI/NCCLS document H21-A5 Vol.28 Nº5 (Replaces H21-A4 Vol.23 Nº35). Wayne, PA
USA:NCCLS, 2008.
CLINICAL AND LABORATORY STANDARDS INSTITUTE(CLSI/ NCCLS). Ionized Calcium
Determinations:Precollection Variables,Specimen Choice, Collection,and Handling;
Approved Guideline-Second Edition. CLSI/NCCLS document H31-A2 Vol.21 Nº10
(Replaces H31-A Vol.15 Nº20). Wayne, PA USA:NCCLS, 2008.
CLINICAL AND LABORATORY STANDARDS INSTITUTE. (CLSI/NCCLS). Principles and
Procedures for Blood Cultures; Approved Guideline. CLSI/NCCLS document M47-A
Vol.27 No.17 (Replaces M47-P Vol.26 No.31). Wayne, PA USA:NCCLS, 2007.
CLINICAL AND LABORATORY STANDARDS INSTITUTE. (CLSI/NCCLS). A - Infobase:
Collection, Transport, Preparation and Storage of Specimens for Molecular Methods;
Approved Guideline. CLSI/NCCLS document MM13 Vol.25 No.31. Wayne, PA
USA:NCCLS, 2008.
CLINICAL AND LABORATORY STANDARDS INSTITUTE. (CLSI/NCCLS). Implementing a
Needlestick and Sharps Injury Prevention Program in the clinical Laboratory; A Report.
NCCLS document X3-R. Wayne, PA USA:NCCLS, 2002.
108
Referencias bibliográficas consultadas y recomendadas
ADCOCK, D.M.; KRESSIN, D.C.; MARLAR, R.A.; Are discard tubes necessary in
coagulation studies? Lab Med. 28:530-533,1997.
ADCOCK, D.M.; KRESSIN, D.C.; MARLAR, R.A. The effect of time and temperature
variables on routine coagulation tests. Blood Coag Fibrinolysis. 9:463-470, 1998.
Anticoagulant Citrate Phosphate Dextrose Adenine Solution, p.101-102, The United States
Pharmacopeia, The National Formulary, USP XXII, NF XVII, 1990, United States
Pharmacopeia Convention, Inc., Rockville, MD,USA.
ARONSON, M.D.; BOR, D.H. Blood cultures. Ann Intern Med. 106:246-53,1987.
AWAR, M.A.; SELIM, T.E.; AL-SABBAGH, F.A. Influence of storage time and temperature on
international normalized ratio(INR) levels and plasma activities of vitamin K dependent
clotting factors. Hematol. 9:333-337, 2004.
BAMBERG, R.; COTTLE, J.; WILLIAMS, J. Effect of drawing a discard tube on PT and APTT
results in healthy adults.Clin Lab Sci. 16(1):16-19, 2003.
BARTLETT, J.G.; DICK, J. The controversy regarding routine anaerobic blood cultures. Am J
Med.108(6):505-506, 2000.
BONINI, P.; PLEBANI, M.; CERRIOTI, F. RUBBOLI, F. Errors in laboratory medicine. Clin
Chem. 48(5): 691–698, 2002.
BURTIS, C. A.; ASHWOOD, E. R.; BRUNS, D.E. (Eds) - Tietz Textbook of Clinical Chemistry
and Molecular Diagnostics. 5th edition. Elsevier Saunders, St Louis, 2006.
CALVO, M.; EASTELL, R.; OFFORD, K.P.; BERGSTRALH, E.J.; BURRITT, M.F. Circadian
variation in ionized calcium and intact parathyroid hormone: evidence for sex differences
in calcium homeostasis. J Clin Endocrinol Metabol. 72:69-76,1991.
CARVALHO, P. R. Boas Práticas Químicas em Biossegurança. Rio de Janeiro: Interciência,
1999.
CDC
GUIDELINE
FOR
HAND
HYGIENE
IN
HEALTHCARE
SETTINGS.
RECOMMENDATIONS OF THE HEALTHCARE INFECTION CONTROL PRACTICES
ADVISORY COMMITTEE AND THE HICPAC/SHEA/APIC/IDSA HAND HYGIENE TASK
FORCE. MMWR. 51(RR16):31-34, 2002.
COCKERILL, F.R. III; WILSON, J.W.; VETTER, E.A. Optimal testing parameters for blood
cultures. Clin Infect Dis. 38:1724-1730, 2004.
CHANG, J.; SADLER, M.A.; WITT, D.M. Impact of evacuated collection tube fill volume and
mixing on routine coagulation measures using 2,5 mL pediatric tubes. Chest. 126:12621266, 2004.
College of American Pathologists – Laboratory general CHECKLIST. Disponible
http://www.cap.org [21 junio 2009].
en
CONTANT, G.; GOUAULT-HEILMANN, M.; MARTINOLI, J. Heparin inactivation during blood
storage:its prevention by blood collection in citric acid, theophylline,
adenosine,dipyridamole-C.T.A.D. mixture. Throm Res. 31:365-374,1983.
COSTA, M. A. F.; COSTA, M. F. B.; MELO, N. S. F. O. Biossegurança – Ambientes
Hospitalares e Odontológicos. São Paulo: Livraria Santos Editora Ltda., 2000.
DIVISION OF ENVIRONMENTAL HEALTH AND SAFETY. Photographic Materials: Safety
issues and disposal procedures. Florida: University of Florida. Disponible en:
http://www.ehs.ufl.edu [21 junio 2009].
DUBOWSKI, K.M.; ESSARY, N.A. Contamination of blood specimens for alcohol analysis
during collection. Abst Rev Alchol Driving. 4:3-7, 1983.
109
ERNEST, D. Four indefensible phlebotomy errors. J Healthcare Risk Mgmnt. 18(2):4145,1998.
ERNST, D. J. Controlling blood-culture contamination rates. MLO, marzo 2004.
FIOCRUZ. Biossegurança em Laboratórios de Saúde Pública. Brasília: Ministério da Saúde,
1988.
GOTTFRIED, E.L.; ADACHI, M.M. Prothrombin time and actived partial thromboplastin time
can be performed on the first tube. Am J Clin Pathol. 107:681-683,1997.
GRAVINA, P. Impact of storage conditions on genetic analysis or viral load determination in
clinical specimens. Clin Chem Lab Med. 46(2):280–282, 2008.
GUDER, W. G.; NARAYANAN, S.; WISSER, H.; et al. Samples: From the Patient to the
laboratory. The impact of preanalytical variables on the quality of laboratory results.
Darmstadt, Cit Verlag GMBH, 2nd ed., 2001.
GUIDI, G.C.; SALVAGNO, G.L.; MONTAGNANA, M.; FRANCHINI, M.; LIPPI,G. Venous
blood stasis during venipuncture influences routine hematologic testing. Clin Chem
2006. 52(Suppl):A24-A25.
ISHIDA, M.; SEINO, Y.; YAMAOKA, K.; TANAKA, Y.; SATOMURA, K.; KUROSE, Y.;
YABUNCHI, H. The circadian rhythms of blood ionized calcium in humans. Scand J Clin
Lab Invest. 43(suppl 165):83-86,1983.
HIRATA, M. H.; MANCINI FILHO, J. Manual de Biossegurança. São Paulo: Editora Manole,
2002.
INTERNATIONAL COMMITTEE FOR STANDARDIZATION IN HAEMATOLOGY.
Recommendation for measurement of erythrocyte sedimentation rate of human blood.
Am J Clin Pathol 1977. 68(4):505-507.
INTERNATIONAL ORGANIZATION FOR STANDARDIZATION. ISO 6710.2 / 2002- Singleuse containers for human venous blood specimen collection. [revision of first
edition(6710:1995)].
KALLNER, A; MANELL, P.; JOHANSSON, S. Drugs Interference and Effects in Clinical
Chemistry – 3rd ed., Ab Realtryck, Stockholm, 1984.
KELLOGG, J.A. Selection of a clinically satisfactory blood culture system: The utility of
anaerobic media. Clin Microbiol News. 17:121-124, 1995.
LAXSON, C.J.; TITLER, M.G. Drawing coagulation studies from arterial lines:an integrative
literature review. Am J Crit Care. 1:16-24,1994.
LANDT, M.; HORTIN, G.L.; SMITH, C.H.; MCCLELLAN, A.; SCOTT, M.G. Interference in
ionized calcium measurements by heparin salts. Clin Chem. 40:565-570, 1994.
LARSON, L; OHMAN, S. Effect of silicone-separator tubes and storage time on ionized
calcium in serum. Clin Chem. 31:169-170,1985.
LEE, G. R.; BITHELL, T. C.; FOERSTER, J. et al. (eds). Wintrobe’s Clinical Hematology. 9th
ed, Lea & Febiger, Philadelphia, 1993.
LEEMING, D.R.; CRAIG, S.; STEVENSON, K.J.; TABERNER, D.A. The determination of INR
in stored whole blood. J Clin Pathol. 51(5):360-363,1998.
LI, J.; PLORDE, J.J.; CARLSON, L.G. Effects of volume and periodicity on blood cultures. J
Clin Microbiol. 32(11):2829-2831,1994.
LIMAOLIVEIRA, G.S.; PICHETH, G.; ASSAN, N.K.; FERREIRA, C.E.S.; MANGUEIRA,
C.L.P.; SUMITA, N.M.; SCARTEZINI, M. The effects of tourniquet application vs.
subcutaneous tissue transilluminator device in blood sample collection on
haematological parameters. Clin Chem. 53(Suplement 6):A123, 2007.
110
LIPPI, G.; BASSI, A.; BROCCO, G.; MONTAGNANA, M.; SALVAGNO, G.L.; GUIDI, G.C.
Preanalytic error tracking in a laboratory medicine department: results of a 1- year
experience. Clin Chem. 52(7):1442-1443, 2006.
LIPPI, G.; MONTAGNANA, M.; SALVAGNO, G.M.; GUIDI, G.C. Interference of blood
celllysis on routine coagulation testing. Arch Pathol Lab Med. 130:181-184, 2006.
MARLAR, R.A.; POTTS, R.M.; MARLAR, A.A. Effects on routine and special coagulation
testing values of citrate anticoagulant adjustment in patients with high hematocrit values.
Am J Clin Pathol. 126:400-405, 2006.
McCALL, R. E.; TANKERSLEY, C. M. Phlebotomy Essentials. Philadelphia, Lippincott
Williams & Wilkins, 3rd ed., 2003.
MCGLASSON, D.L.; MORE, L.; BEST, H.A.; NORRIS, W.L.; DOE, R.H.; RAY, H. Drawing
pecimens for coagulation testing:Is a second tube is necessary? Clin Lab Sci. 12(3):137139,1999.
McPHERSON R. A. and PINCUS, M. R. HENRY’S, Clinical Diagnosis and Management by
Laboratory Methods, Saunders Elservier 21st ed 2007.
MENDES, M.E.; GARTNER, M.T.; SUMITA, N.M.; SÁNCHEZ, P.B. Gestão por processos no
Laboratório Clínico – Uma abordagem prática.1º ed., EPR Editora, São Paulo, SP,
2007.
MENDYKA, B.E.; CLOCHESY, J.M.; WORKMAN, M.L. Latex hypersensitivity:an iatrogenic
and occupational risk. Am J Crit Care. 3:198-201,1994.
MOYER, T.P.; MUSSMAN, G.V.; NIXON, D.E. Blood collection device for trace and ultra
trace metal specimens evaluated. Clin Chem. 37(5):709-714,1991.
NOVIS, D.A.; WALSH, M.K.; DALE, J.C.; HOWANITZ, P.J. Continuous monitoring of stat and
routine outlier turnaround times: two College of American Pathologists QTRACKS
monitors in 291 hospitals. Arch Pathol Lab Med. 128:621-626, 2004.
ONO, T.; KITABUCHI, K.; TAKEHARA, M.; SHIIBA, M.; HAYAMI, K. Serum constituints
analyses: effect of duration and temperture of storage of clotted blood. Clin Chem.
27:35-38,1981.
ORGANIZACIÓN MUNDIAL DE LA SALUD. Departamento de Enfermedades de
Transmisión Vigilancia y Respuesta. Transporte de sustancias infecciosas, 13ª edición,
2004.
OPLUSTIL, C. P.; ZOCCOLI, C. M.; TOBOUTI, N. R.; SINTO, S. I. Procedimientos Básicos
em Microbiologia Clínica, 2ª edição, Ed. Sarvier, 2004.
PETERSON, P.; GOTTFRIED, E.L. The effects of inaccurate blood sample on prothrombin
time (PT) and actived partial thromboplastin time(aPTT). Thromb Haemost. 47:101103,1982.
PLEBANI, M. Errors in Clinical Laboratories or Errors in Laboratory Medicine. Clin Chem Lab
Med. 44(6): 750-759, 2006.
PLEBANI, M. Laboratory network of excellence: enhancing patient safety and service
effectiveness. Clin Chem Lab Med. 44(2):150–160, 2006.
Recommended methodology for using WHO International Reference Preparations for
tromboplastin, 1983, WORLD HEALTH ORGANIZATION, Geneva, Switzerland.
RENOE, B.W.; MCDONALD, J.M.; LANDENSON, J.H. The effects os stasis with and
without exercise on free calcium,various cations, and related parameters. Clin Chim
Acta. 103:91-100,1980.
RELLER, L.B.; MURRAY, P.R.; MAC LOWRY, J.D. Cumitech IA, Blood cultures II.
Coordinating ed., American Society for Microbiology, Washington,D.C. 1982.
111
RILEY, J.A.; HEITER, B.J.; BOURBEAU, P.P. Comparison of recovery of blood culture
isolates from two BacT/ALERT FAN aerobic blood culture bottles with recovery from one
FAN aerobic bottle and one FAN anaerobic bottle. J Clin Microbiol. 41(1):213-217, 2003.
RICHMOND, J. Y.; MCKINNE, R. W. Organizado por Ana Rosa dos Santos, Maria Adelaide
Millington, Mário César Althoff. Biossegurança em laboratórios biomédicos e de
microbiologia - CDC. Brasília. Ministério da Saúde, 2000.
RICHTER, S. S. et al. Minimizing the workup of blood culture contaminants: implementation
and evaluation of a laboratory-based algorithm. J Clin Microbiol. 7:2437- 2444, 2002.
RICO´S, C. Quality indicators and specifications for the extra-analytical phases in Clinical
laboratory management. Clin Chem Lab Med. 42(6):578–582, 2004.
ROTTER, M. L. Arguments for alcoholic hand desinfection. J Hosp Infect. 48 (Supplement
A): S4-S8, 2001.
RUHE, J.; MENON, A.; MUSHATT, D.; DEJACE, P.; HASBUN, R. Non-epidermidis
coagulase-negative staphylococcal bacteremia: clinical predictors of true bacteremia.
Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 23(6):495-498, 2004.
SACHS, C.; RABOUINE, P.; CHANEAC, M.; KINDERMANS, C.; DECHAUX, M.; FALCHCHRISTIANSEN, T. Preanalytical errors in ionized calcium measurements induced by
the use of liquid heparin. Ann Clin Biochem. 28:167-173,1991.
SERIN, E.; BUGDAYEI, G. Effect of tube filling order on specific coagulation parameters in
health subects. Lab Med. 38:556-558, 2007.
SIEGEL, J.E.; SWAMI, V.K.; GLENN, P.; PETERSON, P. Efect (or lack of it) of severe
anemia on PT and APTT results. Am J Clin Pathol.110:106-110,1998.
SIEGMAN-INGRA, Y.; ANGLIN, A.M.; SHAPIRO, D.E.; ADAL, K.A.; STRAIN, B.A.; FARR,
B.M. Diagnosis of vascular catheter-related bloodstream infection: a metaanalysis. J Clin
Microbiol. 35:928-936,1997.
SILBERT, S.; ROSA, D.D.; MATTE, U.; GOLDIM, J.R.; BARCELLOS, S.H.; PRONCIANOY,
R.S. Staphylococcus sp. coagulase-negativa em hemoculturas de pacientes com menos
de sessenta dias de idade: infecção versus contaminação. J Pediatr. 73(3):161165,1997.
SILVA, E.; OTHERO, J.; SOGAYAR, A.C.B. Consenso brasileiro de sepse. Disfunção de
múltiplos órgãos. Disponible en http://www.laadti.unifesp.br/2.pdf [21 junio 2009]
SOCIEDAD BRASILEÑA DE PATOLOGIACLÍNICA/MEDICINALABORATORIAL. Programa
para Acreditação de Laboratórios Clínicos – PALC. Norma PALC Versão 2007.
Disponible en: http://www.sbpc.org.br/upload/conteudo/ 320070815172544.pdf [21 junio
2009].
SOUVENIR, D.; ANDERSON JR, D.E. ; PALPANT, S. ; MROCH, H. ; ASKIN, S. ;
ANDERSON, J.; CLARIDGE, J.; EILAND, J.; MALONE, C.; GARRISON, M.W.;
WATSON, P.; CAMPBELL, D.M. Blood cultures positive for coagulase-negative
Staphylococci: antisepsis, pseudobacteremia, and therapy of patients. J Clin Microbiol.
36(7):1923-1926,1998.
STANLEY, M.; WEINSTEIN, M.P.; REIMER, L.G.; WILSON, M.L.; BARTH RELLER, L.
Relevance of the em umber of positive bottles in determining clinical significance of
coagulase-negative Staphylococci in blood cultures. J Clin Microbiol. 39(9):3279-3281,
2001.
STEINDEL, S.J. Evaluation of a thrombin-containing blood–collection tube. Clin Chem.
26:173-174,1980.
112
STRAND, C.L. Blood Cultures: Consensus recommendations in 1988. Microbiology no. MB
88-1 (MB172). American Society for Clinical Pathologists Check Sample Continuing
Education Program. Chicago: American Society for Clinical Pathologists, 1988.
THE ASSOCIATION FOR PRACTICIONERS IN INFECTION CONTROL, INC.- Position
Paper: Medical Waste (revised). Am J Infect Control 1992. 20(2):73-74. THODE, J.;
FOGH-ANDERSEN, N.; AAS, F.; SIGGAARD-ANDERSEN, O. Sampling and storage of
blood for determination of ionized calcium. Scand J Clin Lab Invest. 45:131-138,1985.
TOFFALETTI, J.; BLOSSER, N.; KIRVAN, K. Effect of storage temperature and time before
centrifugation on ionized calcium in blood collected in plain vacutainer tubes and
silicone-separator (SST) tube. Clin Chem. 30:553-556,1984.
TOFFALETTI, J.; ABRAMS, B. Effects of in vivo and in vitro production of lactic acid on
ionized, protein-bound, and complex-bound calcium in blood. Clin Chem. 35:935938,1989.
TOFALETTI, J. Use of novel preparations of heparin to eliminate interference in ionized
calcium measurements:Have all the problems been solved? Clin Chem. 40(editorial):
508-509,1994.
TOFALETTI, J.; THOMPSON, T. Effects of blended lithium-zinc heparin on ionized calcium
and general clinical chemistry tests. Clin Chem. 41(letter):328-329,1995.
THOMSON, R.B.; EVANS, B.L.; SOUTHEDAND, J.L. Generalist microbiology tech sample
No. G-1 Tech Sample. American Society of Clinical Pathologists, Chicago, 1991.
TRIPODI, A.; ELSECCHI, C.; CHANTARANGKUL, V.; BATTAGLIOLI, T.; MANNUCCI, P.M.
Standardization of actived protein C resistance testing:effects of residual platelets in
frozen plasmas assessed by commercial and home-made methods. Brit J Haematol.
120:825-828, 2003.
VAN
GEEST-DAALDEROP,
J.H.;
MULDER,
A.B.;
BOONMAN-DE
WINTER,
L.J.;HOEKSTRA, M.M.; VAN DEN BESSELAAR, A.M.H.P. Preanalytical variables and
off-site blood collection: influences on the results of the prothrombin time/ international
normalized ratio test and implications for monitoring of oral anticoagulant therapy. Clin
Chem. 51(3):561-568, 2005.
VAN DEN BESSELAAR, A.M.H.P.; MEEUWISSE-BRAUN, J.; JANSEN-GRUTER, R.;
BERTINA, R.M. Monitoring heparin therapy by the actived partial thromboplastin time the effect of pre–analytical conditions. Thromb Haemost. 57:226-231,1987.
WASHINGTON, J.A. Blood Cultures: principles and techniques. Mayo Clin Proced. 50:9195,1975.
WALTZMAN, M.; HARPER, M. Financial and clinical impact of false-positive blood culture
results. Clin Infect Dis. 33:296-299, 2001.
WEINSTEIN, M. P. Blood culture contamination: persisting problems and partial progress. J
Clin Microbiol. 41(6):2275-2278, 2001.
WEINSTEIN, M.P. Current blood culture methods and systems: clinical concepts,
technology, and interpretation of results. Clin Infect Dis. 23:40-46,1996.
WEINSTEIN, M.P.; RELLER, L.B.; MURPHY, J.R.; LICHTENSTEIN, K.A. The clinical
significance of positive blood cultures: a comprehensive analysis of 500 episodes of
bacteremia and fungemia in adults. Laboratory and epidemiologic observations. Clin
Infect Dis. 5(1):35-53,1983.
YAWN, B.; LOGE, C.; DALE, J. Prothrombin time, one tube or two. Am J Clin Pathol.
105:794-797,1996.
113
YOUNG, D. S. (ed) - Effects of Drugs on Clinical Laboratory Tests. 4th edition, AACC Press,
Washington, 1995.
YOUNG, D. S. (ed) - Effects of Preanalytical Variables on Clinical Laboratory Tests. 2nd
edition, AACC Press, Washington, 1997.
YOUNG, D. S.; BERMES, E. W. Specimen collection and processing sources of biological
variation. In: Burtis, C.A.; Ashwood, E.R., ed. Tietz textbook of clinical chemistry.
Philadelphia, W.B. Saunders Company, 3rd. ed., 1999. p. 42-72.
YOUNG, D. S.; FRIEDMAN, R. B. (eds) - Effects of Disease on Clinical Laboratory Tests. 4th
edition, AACC Press, Washington, 2001.
114
115
116
117
118