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Puntos críticos a ser considerados en el uso de enzimas para aves Gilson Alexandre Gomes Gerente Técnico AB Vista Feed Ingredients (Distribuidor Exclusivo para Ecuador: ADITMAQ CIA.LTDA) Introducción El alimento representa como 70% del costo de producción y la competición con biocombustibles tiene causado un incremento aún mayor en los costos de las materias primas, especialmente en los costos de maíz y soya. Estrategias nutricionales en la búsqueda de mejorar la conversión alimenticia pueden compensar los incrementos en los costos de producción. Por ejemplo, la digestibilidad puede ser incrementada a través de la disminución/eliminación de factores anti-nutricionales, como el fitato o los polisacáridos no amiláceos (PNA). El objetivo de este trabajo es el de dilucidar el modo de acción de las fitasassobre la proteína de la dieta (llamado efecto extra fosfórico) y brindar también con algunos datos acerca de los beneficios de la utilización de xilanasas en alimentos para aves. Fitato y sus efectos anti-nutricionales De acuerdo con Santos (2012) el fitato (mio-inositol 1,2,3,4,5,6-hexa fosfato deshidrogenado) además de ser una importante de fósforo (P) para nutrición animal, es también la fuente de reserva de fósforo en los granos, y más recientemente han demostrado que actúa como un anti-oxidante en las semillasa través de la quelación de minerales como hierro, calcio y zinc, previniendo el estrese oxidativo y así evitando la muerte del embrión. Santos (2012) aún ha mencionado que la afinidad del fitato a los cationes en el trato gastrointestinal cambia de acuerdo con el pH, y estárelacionadoa su constante de disociación (pKa), o que significa que fitato puede estar livianamente negativamente cargado (en pH bajo) o fuertemente cargadonegativamente. De esta manera la afinidad del fitato a los cationes de la dieta cambia de acuerdo con el pH (Figura 1). Figura 1 – Solubilidad del fitato en pH 2.0 hasta 7.0 en la presencia de Ca en concentración similar al encontrado en el trato gastrointestinal de los animales Tamim y Angel (2003) demostrarán que la baja digestibilidad del P fiticodel fitato no es debido al fato que aves y cerdos no tienen una enzima capaz de hidrolizar el fitato. De acuerdo con los investigadores esto ocurre debido al fato que algunos minerales reaccionan con el fitato insolubilizando lo mismo y de esta manera imposibilitando la asimilación de P del fitato, así como el mineral que esta quelado al fitato. Taminet al. (2004) han demostrado que el desaparecimiento del P fítico en dietas sin carbonato de calcio fue alrededor de 69%, en cuanto que con solamente 0.5% de CaCO3 se bajó para 25%. En este mismo estudio se demostró que fitasas son eficientes en incrementar la absorción no solo de P pero también de Ca. A pesar del fitato presentar más afinidad a Cu y Zn (Selle y Ravindran, 2007) en dietas de aves existe una alta concentración de Ca, y por eso la formación de complejos CaFitato es inevitable. Nelson (1984) ha demostrado que los requerimientos de Ca incrementan de acuerdo con la cantidad de fitato en la dieta, y Lutrell (1993) demostró que la afinidad del éster IP4 (fitato con 4 grupos fosfatos) al Ca es 70% menor que en un éster IP6 (Figura 2 y 3). Requerimiento de Ca (%) 1,1 1 0,9 0,8 0,7 0,6 0,5 0 0,1 0,2 0,3 0,4 P-fítico (%) Figura 2 – Requerimiento de Ca total en pollos hasta 21 d alimentados con dietas sintéticas y recibiendo niveles crecientes de P fítico (adaptado de Nelson, 1984) y = 5,116x2 - 15,88x + 11,00 R² = 1 Afinidad relativa de quelación con el Ca (% do IP6) 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0 1 2 3 4 Grado de defosforilación 5 6 Figura 3–Afinidad de diferentes esteres de fitato por el Ca (adaptado de Lutrell, 1993) Cowieson et al. (2004) elucidarán en parte el efecto anti-nutricional del fitato cuando en sus estudios percibirán que existía un incremento en la producción de mucina, y de excreción de sodio y otros minerales cuando pollos recibían dietas con fitato (Tabla 1). De acuerdo con los autores esto ocurre porque el organismo secreta más HCl, para la activación de la pepsina, ya que el fitato disminuí la hidrolice de las proteínas y los animales intentan a compensar estas pérdidas de digestibilidad. Tabla 1– Efecto del ácido fítico y la fitasa en la excreción de minerales endógenos y del ácido siálico (mg/ave/48h) en pollos de engorde (Adaptado de Cowiesonet al.,2004) Glucosa + 1000 Glucosa + 1 g Glucosa + 1 g Glucosa FTU IP6 IP6 + 1000 FTU Calcio 72.5±17.0a 70.0±13.2a 122.5±14.7b 73.8±13.1a Hierro 5.2±0.62a 4.3±0.64a 6.8±1.04b 6.6±0.79b a a c Sodio 38.7±15.7 45.0±12.4 155±26.3 86.2±15.5b a a b Azufre 66.8±4.6 67.5±5.1 98.1±13.0 80.3±10.0ab Ác. siálico 1.87±0.19a 2.23±0.16ab 5.33±0.39c 2.46±0.37b Los superíndices de las medias (± desviación estándar) con letras diferentes en el renglón y para la misma variable, difieren por la prueba de Tukey (p <0.05). Kieset al. (2006) en ensayos in vitro mostrarán que la solubilidad de diferentes proteínas puede ser influenciada por la concentración de fitato, y la proteína de peor solubilidad en pH 2 fue de cascarilla de arroz, materia prima esa que ya tiene un alto contenido de fitatoe que causaría una auto-insolubilización. Más recientemente (Cowieson y Cowieson, 2011) se ha propuesto que fitato en verdad actúa por también disminuir la solubilidad de las proteínas, ya que atrae agua en su rededor y dejando los otros nutrientes de la digesta menos solubles. Análisis de fitato en materias-primas Como mencionado arriba, el fitatode los granos desempeña un fuerte efecto antinutricional para aves, y de esta manera es crucial el conocimiento de la cantidad de fitato en los ingredientes y alimentos acabados, y con esto intentar a optimizar la utilización de las fitasas, empleando dosis adecuadas a la cantidad de sustrato. Sin embargo, existe muchas metodologías para la determinación de la cantidad de P fítico (precipitación por hierro, HPLC y metodología enzimática), y el mayor limitante de la análisis de fitato son los altos costos de la análisis. Una alternativa para la reducción de los costos seria la implementación del análisis de fitato por NIRS (NearInfraredReflectanceSpectroscopy). Además, se sabe que la acción de cualquier enzima depende de la presencia del sustrato en solución. A pesar del aumento de concentración de sustrato no ocasionar un incremento indefinido en la actividad enzimática, la baja presencia del sustrato pode disminuir su actividad, ya que el contacto físico entre enzima y sustrato es necesario. En las Tablas Brasileñas para Aves y Cerdos (Rostagnoet al., 2011) se puede mirar algunos valores de referencia para el contenido de P fítico en materias primas brasileras. Todavía, Wadtet al. (2010) han demostrado que la cantidad de P fítico en muestras de maíces brasileros presentaran un valor mínimo de 0.10% y máximo de 0.26% (n=94), y concluyeran que esta variación puede estar correlacionada a la fertilización hecha en el suelo, así como por las diferencias regionales de ambiente y también por la genética de maíz. En un estudio con genéticas de frijoles (Phaseolusvulgaris) Coelho et al. (2002) verificaran que la fertilización por P y la genética influyen en la biosíntesis de fitato por la planta. Fitasas De acuerdo con Krabbe (2012) para que la utilización de las enzimas sea bien sucedida algunas condiciones son esenciales: presencia del sustrato; presencia de la enzima específica para aquel sustrato; relación adecuada entre actividad enzimática y cantidad de sustrato; ambiente adecuado para la enzima (temperatura, pH y tiempo). Entretanto, muchas veces las condiciones en el aparato intestinal de las aves no son ideales para la actividad enzimática. Onyangoet al. (2005), estudiando la actividad residual de dos diferentes fitasas (bacteriana de Escherichiacoli, y fúngica de Peniophoralycii) verificaran que la fitasa de E. coli presentaba actividad mucho mayor en todos los segmentos del trato gastrointestinal de pollos cuando comparadas a fitasa de P. lycii. Los resultados encontrados por Onyango et al (2005) pueden ser explicados por los resultados de la investigación de Igbasanet al. (2000), que expusieran diferentes fitasas de hongos y bacterias en un ambiente gástrico (simulando las condiciones de un estómago/proventrículo – pH 2 + pepsina y pancreatina) y concluyeran que las E.colifitasas resistían grandemente a las proteasas endógenas y a pH’s bajos. La cinética de actuación de las fitasas también es otro punto de extrema relevancia. Prataet al. (2007) compararan una fitasaE.coli genéticamente modificada con otras dos fitasas fúngicas, testando la velocidad de hidrolisis de fitato (IP6, IP5, IP4, IP3, IP2) en dos diferentes pH’s (2.5 y 3.5), y concluyeran que la E.colifitasa genéticamente modificada fue mucho más rápida en la hidrolisis del sustrato, principalmente en los esteres IP6 y IP5. Como mencionado arriba el contenido de sustrato ejerce un efecto importante sobre la actividad de la fitasa. El Km de la enzima describe la habilidad que la enzima tiene para mantener su actividad cuando la cantidad de sustrato en solución es limitante. En estudios realizados internamente por AB Vista, se detectó que las E.colifitasas, especialmente las fitasas Quantum® y Quantum® Blue,demuestran una mayor afinidad por el sustrato que las fitasas de hongos. Otro punto de grande relevancia es la termo-estabilidad. De acuerdo con Ushasree (2011) la fitasa ideal es aquella que es intrínsecamente termo tolerante, y la ingeniaría genética de las enzimas está ayudando cada vez más en alcanzar la fitasa ideal (del punto de vista de termo tolerancia y eficiencia catalítica). Tomándose en cuenta todos los factores arriba expuestos es de si suponer que las fitasas tengan liberaciones de P distintas. Selle y Ravindran (2007), en un artículo de revisión sobre fitasas, han demostrado que hay mucha variación en la liberación de P por las fitasas, y esto puede estar correlacionado con la metodología de evaluación empleada en la investigación. En estudios hechos por AB Vista se ha demostrado que las E.colifitasas tienen la capacidad de liberar más P del fitato que las fitasas de hongos (Figura 4). Por todo el efecto dañoso que fitato ejerce sobre la digestibilidad de nutrientes en aves se están realizando investigaciones alrededor del mundo con dosis de fitasas mayores que los 500FTU, que generalmente es la dosis convencional de fitasas en alimentos para pollos. Selle y Ravindran (2007) mencionan que estratégias deben ser adotadas para disminuir el contenido de fitato ingerido por los animales, sea por desfitinización de los constituyentes de los alimentos (principalmente las pastas proteicas), disminución del contenido de fitato de las semillas vegetales por ingeniaría genética, o por utilización de fitasas más eficientes. Recientemente Cowieson et al. (2011) ha publicado un artículo abordando el tema de dosis más altas de fitasas, especialmente fitasas de Aspergillusniger y Escherichiacoli, y concluyen que hay oportunidades buenísimas de mejoría de conversión alimenticia y ganancia de peso en aves y cerdos, incluso con posibilidad de mejorar el rendimiento de carne de los animales. P disponible (g/kg de dieta) 3,5 3,0 2,5 2,0 1,5 E. coli mejorada 1,0 E. coli Aspergillus niger 0,5 Peniophora lycii 0,0 0 2000 4000 6000 8000 10000 12000 Dosis de fitasa (FTU/kg) Figura 4– Efecto de la respuesta a la dosis sobre la disponibilidad de fósforo en las dietas que reciben la inclusión de fitasas diferentes Contenido de PNA’s en las materias primas y el papel de las carbohidrasas Celulosa y hemicelulosa son los principales carbohidratos estructurales de las plantas, presentándose como una fuente importante de energía para animales herbívoros. Todavía, animales no-rumiantes son incapaces de aprovechar los nutrientes de estos carbohidratos ya que no poseen enzimas específicas para hidrolizar estos polisacáridos complejos. Los arabinoxilanos solubles ejercen, reconocidamente, una fuerte influencia sobre la digestibilidad de los nutrientes (Danickeet al., 1995; Pasquieret al., 1996), dificultando la difusión de los nutrientes en el tracto gastrointestinal y la actuación de las enzimas endógenas. Los arabinoxilanos solubles son encontrados largamente en cereales invernales (trigo, avena, centeno, cebada), que también tienen alto contenido de arabinoxilanos insolubles (están más relacionados a las paredes de las células vegetales). Mismo el maíz y el sorgo tienen un alto contenido de arabinoxilanos insolubles, como se puede observar en la Tabla 2. Desafortunadamente la análisis del contenido de PNA’s no es algo que se hace como rutina, y generalmente solo analizamos en contenido de fibra cruda de los ingredientes, y que tiene una serie de limitaciones en su interpretación (p.ej. fibra cruda determina celulosa, hemicelulosa y lignina, entretanto, ninguna de estas fibras es determinada de manera precisa en esta metodología, ocurriendo muchas pérdidas/errores). Hay otras metodologías para determinación de las fracciones de las fibras, pero son más complejas y por eso poco utilizadas en nutrición animal. De acuerdo con Krabbe (2012), las carbohidrasas tienen tres funciones importantes: 1. Disminuir de la viscosidad del TGI; 2. Optimizar la acción de las enzimas endógenas; 3. Liberar los nutrientes enclaustrados por las fibras. Varios trabajos demuestran que la adición de xilanasas y glucanasas en dietas de aves y cerdos mejora no solamente la metabolizabilidad de la energía, pero también incrementa la digestibilidad de los aminoácidos. Cowieson y Bedford (2009) han hecho una meta-análisis de 19 trabajos donde se utilizó xilanasa en las dietas para aves, y concluyeran que la digestibilidad de los aminoácidos fue mayor, en promedio, como 4.8% (Tabla 3). Los mismos autores citan que la efectividad de la enzima está condicionada al tipo y calidad de las materias primas utilizadas en los alimentos. Tabla 2 – Composición de polisacáridos no amiláceos (adaptado de Sorbara, 2008) Cereal Trigo Soluble Insoluble Total Centeno Soluble Insoluble Total Cebada Soluble Insoluble Total Maíz Soluble Insoluble Total Sorgo Soluble Insoluble Total Celulosa Arabinoxilanos β-Glucanos 2.0 1.8 6.3 8.1 0.4 0.4 0.8 1.5 3.4 5.5 8.9 0.9 1.1 2.0 3.9 0.8 7.1 7.9 3.6 0.7 4.3 Mananos 0.1 5.1 2.0 0.1 2.0 2.1 2.2 0.1 0.1 0.2 Galactanos Ácido Urônico Total 0.2 0.1 0.3 0.2 0.2 2.4 9.0 11.4 0.1 0.2 0.3 0.1 0.2 0.3 0.1 0.1 0.2 4.6 8.6 13.2 0.2 0.2 0.1 0.1 0.2 0.2 0.2 4.5 12.2 16.7 0.2 0.2 0.6 0.6 0.1 7.9 2.8 0.1 0.1 0.2 0.2 0.2 4.6 4.8 Tabla 3 – Efecto de las carboidrasas sobre el coeficiente de digestibilidad ileal aparente (CDIA) de aminoácidos para aves y cerdos (Adaptado de Cowieson y Bedford, 2009) Aminoácido Ala Arg Asp Glu Cys Phe Gly His Ile Leu Lys Met Pro Ser Thr Tyr Val CDIA Control CDIA Xilanasa Respuesta (%) Fracción Indigerible % Mejoría sobre la fracción indigerible 0.765 0.845 0.744 0.848 0.713 0.802 0.720 0.784 0.788 0.807 0.785 0.863 0.770 0.777 0.731 0.791 0.781 0.798 0.870 0.787 0.869 0.754 0.836 0.760 0.823 0.821 0.835 0.821 0.882 0.811 0.811 0.771 0.824 0.814 5.27 3.39 6.31 3.03 6.97 4.56 7.10 6.28 4.80 3.85 5.02 2.90 6.07 4.74 6.34 4.44 4.66 0.233 0.155 0.257 0.151 0.291 0.198 0.276 0.216 0.210 0.193 0.215 0.141 0.231 0.222 0.271 0.205 0.220 14.93 16.70 16.26 16.14 13.77 17.06 13.34 18.04 16.85 14.97 15.62 19.08 15.74 15.31 15.58 16.95 15.77 El uso de una enzima en las dietas interfiere con la microbiota normal del tracto intestinal reduciendo la cantidad de substrato para la fermentación, mientras aumenta la digestibilidad de los nutrientes, proveyendo fragmentos de fibra que pueden ser usados como substrato de las bacterias benéficas. La presencia de xilooligosacáridos (productos de la reacción impulsada por la xilanasa) en el intestino favorecen la colonización del intestino con bacterias benéficas (Courtinet al., 2008) e incrementan la resistencia a la colonización por Salmonella (Eeckhautet al., 2008). McCracken et al.(2006) demostró que la inclusión de enzimas en la dieta cambia el perfil de la microbiota cecal en el intestino, aumentando la cantidad de bacterias en aves de alto rendimiento. De esta manera acreditase que parte de la mejoría de digestibilidad es mediada por la producción de ácidos grasos volátiles a partir de los xilanos que fueran quebrados por la xilanase, y este efecto ocurre no solamente por la energía de estos AGV generan cuando absorbidos pero también por un efecto indirecto en la regulación hormonal e intestinal causada por estos AGV’s (Masey O’Neillet al., 2012), y este mecanismo parece ser más desarrollado en aves adultas que en aves jóvenes. La gran mayoría de las xilanasas son incorporadas en los alimentos remplazando aceite/grasa y una holo-análisis reciente hay demostrado que el nivel de grasa (total y/o añadida) en las dietas son cruciales para la respuesta de la enzima (Masey O’Neillet al., 2011), principalmente en animales jóvenes. En un estudio recientemente publicado por Cowieson et al. (2010) fue demostrado que cuando se retiró 110Kcal/Kg de una dieta inicial (1-21d) para pollos sacándose aceite de soya de la formulación, la digestibilidad de aminoácidos y la digestibilidad ileal de energía fueran negativamente afectadas. La adición de xilanasa no fue capaz de mejorar el desempeño de los animales. Sin embargo, animales recibiendo xilanasa de 22-42d de edad demostraran una digestibilidad mejor que la del control positivo y no se observó ningún efecto negativo de la retirada de grasa/aceite de la formulación. Créese que xilooligosacáridos y grasa están relacionados con la mejor o peor digestibilidad, en un proceso que retrasa el vaciamiento gástrico y la tasa de pasaje del alimento. En animales jóvenes solo el mecanismo asociado a grasa está completamente activo, esto ocurriría probablemente porque la producción de xilooligosacáridos es menor en animales jóvenes y la microflora intestinal no está completamente desarrollada y también el tamaño del intestino es menor que de un animal adulto. Como resultado, remplazar aceite/grasa en dietas de aves jóvenes no es compensada por la producción de algunos xilooligosacáridos en aves jóvenes, en cuanto que en aves adultas la producción de xilooligosacáridos puede remplazar el mecanismo ejercido por la grasa en modular la tasa de pasaje y digestibilidad de los nutrientes. Otros factores fueran enumerados en la holo-análisis publicada por Masey O’Neillet al. (2011) y dos parecen ser de grande relevancia. El primero es la utilización de carbonato de Ca en las dietas, donde la utilización mayor de carbonato podría comprometer la eficacia de la xilanasa. Acreditase que esto sea debido al prejuicio causado por carbonato en la digestibilidad general de los nutrientes, ya que es una fuente de Ca de baja solubilidad y esto por consecuencia causaría un aumento del pH en buche y posiblemente un comprometimiento de la digestibilidad de los aminoácidos. Otro factor de real importancia práctica son los niveles de aminoácidos digestibles utilizados en la formulación, y claramente se observa que niveles mayores de aminoácidos digestibles son favorables para la respuesta de xilanasa. Cowieson y Bedford (2009) demostraran que el efecto de una carbohidrasa en el coeficiente de digestibilidad ileal aparente de aminoácidos es dependiente de la parte indigestible de la dieta (Figuras 5 y 6), y por lo tanto, a mayor parte indigerible de la dieta, mayor la cantidad de nutrientes liberados por la enzima, mientras se mantenga la misma ración. El mismo autor también demostró que el porcentaje mejorado de aminoácidos indigestibles era el mismo para trigo y maíz (cerca del 15%). La variación en la composición nutricional del maíz, usualmente es descuidada (Lima, 2010), no necesariamente porque el sector industrial lo considere irrelevante, sino por la dificultad en el control de calidad de dicho ingrediente al momento de utilizar cantidades tan grandes y está claro que parte de la variabilidad en el desarrollo de la población animal, vista desde la producción comercial, puede relacionarse a la fluctuación del valor nutricional del cereal utilizado. % improvement in IAAD with xylanase 60 50 40 30 20 10 0 0.3 0.4 0.5 0.6 0.7 0.8 0.9 1 -10 Control IAAD Figura3 –Efectode la xilanasa en el coeficiente de digestibilidad ileal de aminoácidos (IAAD) en 19 artículos analizados publicados entre 1998 y 2009 (Adapatado de Cowieson y Bedford, 2009). Figura4 – Efectode xilanasa exógena en la digestibilidad de aminoácidos ileal expresada como proporción de la fracción indigerible (Adapatado de Cowieson y Bedford, 2009). La fracción indigerible tiene un rango que va desde 12% para metionina a 28% para cisteína pero la xilanasa proporciona alrededor de 15-16% de esta fracción pase lo que pase. El Índice de Solubilidad de la Proteína (ISP) es un indicador de la severidad del proceso de secado en las muestras de maíz, y tiene una correlación alta con la extracción de almidón (Malumba, 2008). Nuestra base de datos muestra una buena relación entre el Índice de Solubilidad de la Proteína (ISP) y el desarrollo de aves alimentadas con maíz con análisis proximales parecidos (Tabla 4), encontrándose que el contenido del nutriente, por sí solo, no puede explicar el valor nutritivo del maíz para el ave. Esta herramienta es de esencial importancia ya que el maíz representa cerca de 65% de las dietas y conociendo el maíz conseguiríamos conocer o predecir mejor la digestibilidad de la dieta y con esto también predecir la respuesta de la xilanasa. Uno de los temas de bastante duda son las evaluaciones de actividad in vitro de diferentes xilanasas y la relevancia de esto para evaluaciones in vivo. Por ejemplo, recomendase en mínimo una actividad de xilanasa de 16,000BXU’s/Kg de Econase®XT en alimentos para pollos. BXU significa “BirchXyloseUnit” que es el sustrato utilizado para la análisis de Econase (que consiste en medir la cantidad de azucares reductores de este sustrato), y tal sustrato tiene gran cantidad de xilanos insolubles (como en maíz). Otro competidor recomienda 15,000EPU’s/Kg de alimento, y en la análisis se utiliza como sustrato xilano de espelta de avena (xilanos solubles) donde también se mide la liberación de azucares reductores de este sustrato. Tabla 4 – Digestibilidad ileal aparente de nutrientes en muestras de maíz seleccionadas que varían en su calidad y que tienen una variación mínima en su composición. Nitrógeno, Grasacruda, Almidón, Energía, Muestra ISP, % IDE* % % % % 8 49.2 77.15 63.12 91.32 76.76 3408 2 46.6 75.87 69.38 93.56 76.91 3358 10 39.4 75.06 66.23 91.93 75.75 3316 7 33.4 75.04 67.54 90.51 75.00 3322 1 26.9 74.09 63.62 92.28 73.98 3248 3 25.7 74.04 64.09 91.48 74.72 3287 * Digestibilidad Ileal Aparente de la Energía Implicaciones para la combinación de enzimas: Mientras los precios de los cereales, harinas proteicas, grasas y las fuentes de fósforo inorgánico continúen incrementándose, el uso de aditivos que “ahorran” nutrientes será más atractivo. Sin embargo, los valores de la matriz para fitasas y xilanasas, por ejemplo, son generalmente establecidos proporcionando dietas que contienen estas enzimas independientes de otros aditivos y midiendo criterios de respuesta como ganancia de peso, conversión, cenizas en hueso, digestibilidad (tracto total o ileal). Como resultado existen algunos datos que dan una clara indicación de los descuentos que deben aplicarse a cada valor de la matriz cuando dos o más aditivos son incluidos en combinación. Una ilustración práctica de esta aplicación de matrices de aminoácidos para enzimas combinadas en alimentos balanceados. Tomando lisina como ejemplo y aplicando los valores publicados de liberación para varios productos comerciales disponibles usados en una dieta para pollo de engorda maíz-harina de soya: 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. Lisina total = 1.23% Lisina Digestible = 1.15% Lisina indigestible = 0.08% Fitasa: 0.017% Xilanasa: 0.024% Proteasa: 0.048% Incluyendo fitasa, xilanasa y proteasa en combinación = mejora en lisina digestible 0.089% (i.e. de 1.15% a 1.24%). En el ejemplo anterior, la combinación de las recomendaciones de varios aditivos resulta en una dieta que contiene más lisina digestible que la lisina total. Claramente esto no es posible y el error consta en asumir una adición de los valores de las matrices en todos los aditivos. La realidad solamente el primer aditivo proporcionará la matriz completa y los productos subsecuentes tendrán efectos parciales como consecuencia de las mejoras conferidas por los productos titulares. Así, es más apropiado asignar matrices nutricionales como proporción de la fracción indigestible ya que esto automáticamente cuenta cualquier reducción en la fracción indigestible asociada con el uso de otros aditivos alimenticios. Corrigiendo el ejemplo anterior: 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. Lisina total = 1.23% Lisina digestible = 1.15% Lisina indigestible = 0.08% Fitasa:0.017% Nueva lisina indigestible = 0.063% Nuevoefecto de xilanasa: (16% de 0.063%) = 0.010 Nueva lisina indigestible = 0.053% Nuevo efecto de proteasa: (max 30% de la fracción indigestible remanente) = 0.016% 9. Usando fitasa, xilanasa y proteasa en combinación= 0.043% mejora en lisina digestible (i.e. de 1.15% a 1.19%). En este segundo ejemplo un cierto reconocimiento de la digestibilidad mejorada de las dietas se obtiene cuando se considera el efecto presente en el siguiente aditivo. Esto no solamente es un proceso más lógico sino también asegura que se omitan los errores significantes y costosos. El orden en el cual los productos son adicionados a la dieta dictaminará su valor (el primer producto es más valioso que los subsecuentes). Este acercamiento reduce la probabilidad de sobrevalorar las combinaciones de los aditivos que han obtenido su contribución en forma independiente unos de otros pero que sus efectos combinados son menores que la suma de varias de sus partes. Datos recientes de la Universidad de Arkansas sugieren un efecto sinérgico potencial cuando dietas con altos niveles de fitasa en combinación con xilanasa son empleados en la alimentación de pollos. Esta investigación demostró que la adición de doses crecientes de fitasa (Quantum®2500) en dietas deficientes en fósforo mejoraran la conversión alimenticia y ganancia de peso (Tabla 5). Con 1500FTU de fitasa en alimento parecía que el efecto benéfico en desempeño había alcanzado una meseta. Entretanto, cuando la xilanasa (Econase®XT) fue añadida a las dietas con 1500FTU de fitasa la conversión alimenticia fue incrementada en más 6 puntos do que la dieta con 1500FTU de fitasa solamente. Aparentemente existe un beneficio mutuo de la utilización de xilanasa con “Superdosis” de Quantum®Fitasa. Tabla 5 – Impacto de la combinación de xilanasa y fitasa en el peso vivo y conversión alimenticia de pollos machos de 1-42d de edad (Coon et al., datos no publicados) Tratamiento Peso Vivo, Kg CA CA Corregida P disp 0.40% 3.07 1.730 1.714 P disp 0.20% 1.80 1.850 2.290 0.2%Pd + QP 500 2.96 1.700 1.715 0.2%Pd + QP 500 + Ec 2.93 1.690 1.716 0.2%Pd + QP1000 3.02 1.696 1.689 0.2%Pd + QP1000 + Ec 3.05 1.666 1.648 0.2%Pd + QP1500 3.05 1.703 1.685 0.2%Pd + QP 1500 + Ec 3.12 1.675 1.631 Conclusiones: Persiste una confusión sustancial en cuanto a la aditividad de los valores de la matriz para aditivos para alimentos balanceados. Mientras exista el principio del retorno a la inversión por la adición incremental de cada nuevo aditivo, es esencial calcular la fracción indigestible de la dieta al nivel del íleon terminal y asegurar que valores realistas sean considerados sobre el incremento de la digestibilidad para cada aditivo en presencia de otros. El lograr digestibilidades de 100% ileales de almidón, proteína o grasa es realmente improbable y la literatura recomendará que un máximo de 30% de la fracción indigestible pueda ser atacada por enzimas aplicadas exógenamente. Con estas bases en mente es posible asignar matrices nutricionales de enzimas que son dinámicas y consideren ambas la ventaja incremental del sub-aditivo para cada nuevo aditivo así como la cantidad de sustrato remanente. Futuros desarrollos son una garantía para explorar ejemplos menos tangibles de la ingestión de enzimas tal como efectos microbiológicos e inmunológicos así como cambios en las funciones secretorias y absorbentes, efectos que pueden influenciar más la partición de energía para mantenimiento y producción en lugar de digestibilidad per se. Dichos efectos influenciarán el crecimiento animal y la eficiencia pero difícilmente contarán para la energía metabólica digestible, sistemas que hemos enfocado en este documento. 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