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Puntos críticos a ser considerados en el uso de enzimas para aves
Gilson Alexandre Gomes
Gerente Técnico
AB Vista Feed Ingredients
(Distribuidor Exclusivo para Ecuador: ADITMAQ CIA.LTDA)
Introducción
El alimento representa como 70% del costo de producción y la competición con
biocombustibles tiene causado un incremento aún mayor en los costos de las materias
primas, especialmente en los costos de maíz y soya. Estrategias nutricionales en la
búsqueda de mejorar la conversión alimenticia pueden compensar los incrementos en
los costos de producción. Por ejemplo, la digestibilidad puede ser incrementada a
través de la disminución/eliminación de factores anti-nutricionales, como el fitato o los
polisacáridos no amiláceos (PNA).
El objetivo de este trabajo es el de dilucidar el modo de acción de las fitasassobre la
proteína de la dieta (llamado efecto extra fosfórico) y brindar también con algunos
datos acerca de los beneficios de la utilización de xilanasas en alimentos para aves.
Fitato y sus efectos anti-nutricionales
De acuerdo con Santos (2012) el fitato (mio-inositol 1,2,3,4,5,6-hexa fosfato
deshidrogenado) además de ser una importante de fósforo (P) para nutrición animal,
es también la fuente de reserva de fósforo en los granos, y más recientemente han
demostrado que actúa como un anti-oxidante en las semillasa través de la quelación
de minerales como hierro, calcio y zinc, previniendo el estrese oxidativo y así evitando
la muerte del embrión.
Santos (2012) aún ha mencionado que la afinidad del fitato a los cationes en el trato
gastrointestinal cambia de acuerdo con el pH, y estárelacionadoa su constante de
disociación (pKa), o que significa que fitato puede estar livianamente negativamente
cargado (en pH bajo) o fuertemente cargadonegativamente. De esta manera la
afinidad del fitato a los cationes de la dieta cambia de acuerdo con el pH (Figura 1).
Figura 1 – Solubilidad del fitato en pH 2.0 hasta 7.0 en la presencia de Ca en
concentración similar al encontrado en el trato gastrointestinal de los animales
Tamim y Angel (2003) demostrarán que la baja digestibilidad del P fiticodel fitato no es
debido al fato que aves y cerdos no tienen una enzima capaz de hidrolizar el fitato. De
acuerdo con los investigadores esto ocurre debido al fato que algunos minerales
reaccionan con el fitato insolubilizando lo mismo y de esta manera imposibilitando la
asimilación de P del fitato, así como el mineral que esta quelado al fitato. Taminet al.
(2004) han demostrado que el desaparecimiento del P fítico en dietas sin carbonato de
calcio fue alrededor de 69%, en cuanto que con solamente 0.5% de CaCO3 se bajó
para 25%. En este mismo estudio se demostró que fitasas son eficientes en
incrementar la absorción no solo de P pero también de Ca.
A pesar del fitato presentar más afinidad a Cu y Zn (Selle y Ravindran, 2007) en dietas
de aves existe una alta concentración de Ca, y por eso la formación de complejos CaFitato es inevitable. Nelson (1984) ha demostrado que los requerimientos de Ca
incrementan de acuerdo con la cantidad de fitato en la dieta, y Lutrell (1993) demostró
que la afinidad del éster IP4 (fitato con 4 grupos fosfatos) al Ca es 70% menor que en
un éster IP6 (Figura 2 y 3).
Requerimiento de Ca (%)
1,1
1
0,9
0,8
0,7
0,6
0,5
0
0,1
0,2
0,3
0,4
P-fítico (%)
Figura 2 – Requerimiento de Ca total en pollos hasta 21 d alimentados con dietas
sintéticas y recibiendo niveles crecientes de P fítico (adaptado de Nelson, 1984)
y = 5,116x2 - 15,88x + 11,00
R² = 1
Afinidad relativa de quelación con el Ca (% do IP6)
100
90
80
70
60
50
40
30
20
10
0
1
2
3
4
Grado de defosforilación
5
6
Figura 3–Afinidad de diferentes esteres de fitato por el Ca (adaptado de Lutrell, 1993)
Cowieson et al. (2004) elucidarán en parte el efecto anti-nutricional del fitato cuando
en sus estudios percibirán que existía un incremento en la producción de mucina, y de
excreción de sodio y otros minerales cuando pollos recibían dietas con fitato (Tabla 1).
De acuerdo con los autores esto ocurre porque el organismo secreta más HCl, para la
activación de la pepsina, ya que el fitato disminuí la hidrolice de las proteínas y los
animales intentan a compensar estas pérdidas de digestibilidad.
Tabla 1– Efecto del ácido fítico y la fitasa en la excreción de minerales endógenos y
del ácido siálico (mg/ave/48h) en pollos de engorde (Adaptado de Cowiesonet
al.,2004)
Glucosa + 1000
Glucosa + 1 g
Glucosa + 1 g
Glucosa
FTU
IP6
IP6 + 1000 FTU
Calcio
72.5±17.0a
70.0±13.2a
122.5±14.7b
73.8±13.1a
Hierro
5.2±0.62a
4.3±0.64a
6.8±1.04b
6.6±0.79b
a
a
c
Sodio
38.7±15.7
45.0±12.4
155±26.3
86.2±15.5b
a
a
b
Azufre
66.8±4.6
67.5±5.1
98.1±13.0
80.3±10.0ab
Ác. siálico
1.87±0.19a
2.23±0.16ab
5.33±0.39c
2.46±0.37b
Los superíndices de las medias (± desviación estándar) con letras diferentes en el renglón y para la misma variable,
difieren por la prueba de Tukey (p <0.05).
Kieset al. (2006) en ensayos in vitro mostrarán que la solubilidad de diferentes
proteínas puede ser influenciada por la concentración de fitato, y la proteína de peor
solubilidad en pH 2 fue de cascarilla de arroz, materia prima esa que ya tiene un alto
contenido de fitatoe que causaría una auto-insolubilización. Más recientemente
(Cowieson y Cowieson, 2011) se ha propuesto que fitato en verdad actúa por también
disminuir la solubilidad de las proteínas, ya que atrae agua en su rededor y dejando
los otros nutrientes de la digesta menos solubles.
Análisis de fitato en materias-primas
Como mencionado arriba, el fitatode los granos desempeña un fuerte efecto antinutricional para aves, y de esta manera es crucial el conocimiento de la cantidad de
fitato en los ingredientes y alimentos acabados, y con esto intentar a optimizar la
utilización de las fitasas, empleando dosis adecuadas a la cantidad de sustrato.
Sin embargo, existe muchas metodologías para la determinación de la cantidad de P
fítico (precipitación por hierro, HPLC y metodología enzimática), y el mayor limitante de
la análisis de fitato son los altos costos de la análisis. Una alternativa para la reducción
de los costos seria la implementación del análisis de fitato por NIRS (NearInfraredReflectanceSpectroscopy).
Además, se sabe que la acción de cualquier enzima depende de la presencia del
sustrato en solución. A pesar del aumento de concentración de sustrato no ocasionar
un incremento indefinido en la actividad enzimática, la baja presencia del sustrato
pode disminuir su actividad, ya que el contacto físico entre enzima y sustrato es
necesario.
En las Tablas Brasileñas para Aves y Cerdos (Rostagnoet al., 2011) se puede mirar
algunos valores de referencia para el contenido de P fítico en materias primas
brasileras. Todavía, Wadtet al. (2010) han demostrado que la cantidad de P fítico en
muestras de maíces brasileros presentaran un valor mínimo de 0.10% y máximo de
0.26% (n=94), y concluyeran que esta variación puede estar correlacionada a la
fertilización hecha en el suelo, así como por las diferencias regionales de ambiente y
también por la genética de maíz. En un estudio con genéticas de frijoles
(Phaseolusvulgaris) Coelho et al. (2002) verificaran que la fertilización por P y la
genética influyen en la biosíntesis de fitato por la planta.
Fitasas
De acuerdo con Krabbe (2012) para que la utilización de las enzimas sea bien
sucedida algunas condiciones son esenciales: presencia del sustrato; presencia de la
enzima específica para aquel sustrato; relación adecuada entre actividad enzimática y
cantidad de sustrato; ambiente adecuado para la enzima (temperatura, pH y tiempo).
Entretanto, muchas veces las condiciones en el aparato intestinal de las aves no son
ideales para la actividad enzimática. Onyangoet al. (2005), estudiando la actividad
residual de dos diferentes fitasas (bacteriana de Escherichiacoli, y fúngica de
Peniophoralycii) verificaran que la fitasa de E. coli presentaba actividad mucho mayor
en todos los segmentos del trato gastrointestinal de pollos cuando comparadas a fitasa
de P. lycii. Los resultados encontrados por Onyango et al (2005) pueden ser
explicados por los resultados de la investigación de Igbasanet al. (2000), que
expusieran diferentes fitasas de hongos y bacterias en un ambiente gástrico
(simulando las condiciones de un estómago/proventrículo – pH 2 + pepsina y
pancreatina) y concluyeran que las E.colifitasas resistían grandemente a las proteasas
endógenas y a pH’s bajos.
La cinética de actuación de las fitasas también es otro punto de extrema relevancia.
Prataet al. (2007) compararan una fitasaE.coli genéticamente modificada con otras dos
fitasas fúngicas, testando la velocidad de hidrolisis de fitato (IP6, IP5, IP4, IP3, IP2) en
dos diferentes pH’s (2.5 y 3.5), y concluyeran que la E.colifitasa genéticamente
modificada fue mucho más rápida en la hidrolisis del sustrato, principalmente en los
esteres IP6 y IP5.
Como mencionado arriba el contenido de sustrato ejerce un efecto importante sobre la
actividad de la fitasa. El Km de la enzima describe la habilidad que la enzima tiene
para mantener su actividad cuando la cantidad de sustrato en solución es limitante. En
estudios realizados internamente por AB Vista, se detectó que las E.colifitasas,
especialmente las fitasas Quantum® y Quantum® Blue,demuestran una mayor
afinidad por el sustrato que las fitasas de hongos.
Otro punto de grande relevancia es la termo-estabilidad. De acuerdo con Ushasree
(2011) la fitasa ideal es aquella que es intrínsecamente termo tolerante, y la ingeniaría
genética de las enzimas está ayudando cada vez más en alcanzar la fitasa ideal (del
punto de vista de termo tolerancia y eficiencia catalítica).
Tomándose en cuenta todos los factores arriba expuestos es de si suponer que las
fitasas tengan liberaciones de P distintas. Selle y Ravindran (2007), en un artículo de
revisión sobre fitasas, han demostrado que hay mucha variación en la liberación de P
por las fitasas, y esto puede estar correlacionado con la metodología de evaluación
empleada en la investigación. En estudios hechos por AB Vista se ha demostrado que
las E.colifitasas tienen la capacidad de liberar más P del fitato que las fitasas de
hongos (Figura 4).
Por todo el efecto dañoso que fitato ejerce sobre la digestibilidad de nutrientes en aves
se están realizando investigaciones alrededor del mundo con dosis de fitasas mayores
que los 500FTU, que generalmente es la dosis convencional de fitasas en alimentos
para pollos. Selle y Ravindran (2007) mencionan que estratégias deben ser adotadas
para disminuir el contenido de fitato ingerido por los animales, sea por desfitinización
de los constituyentes de los alimentos (principalmente las pastas proteicas),
disminución del contenido de fitato de las semillas vegetales por ingeniaría genética, o
por utilización de fitasas más eficientes. Recientemente Cowieson et al. (2011) ha
publicado un artículo abordando el tema de dosis más altas de fitasas, especialmente
fitasas de Aspergillusniger y Escherichiacoli, y concluyen que hay oportunidades
buenísimas de mejoría de conversión alimenticia y ganancia de peso en aves y
cerdos, incluso con posibilidad de mejorar el rendimiento de carne de los animales.
P disponible (g/kg de dieta)
3,5
3,0
2,5
2,0
1,5
E. coli mejorada
1,0
E. coli
Aspergillus niger
0,5
Peniophora lycii
0,0
0
2000
4000
6000
8000
10000
12000
Dosis de fitasa (FTU/kg)
Figura 4– Efecto de la respuesta a la dosis sobre la disponibilidad de fósforo en las
dietas que reciben la inclusión de fitasas diferentes
Contenido de PNA’s en las materias primas y el papel de las carbohidrasas
Celulosa y hemicelulosa son los principales carbohidratos estructurales de las plantas,
presentándose como una fuente importante de energía para animales herbívoros.
Todavía, animales no-rumiantes son incapaces de aprovechar los nutrientes de estos
carbohidratos ya que no poseen enzimas específicas para hidrolizar estos
polisacáridos complejos. Los arabinoxilanos solubles ejercen, reconocidamente, una
fuerte influencia sobre la digestibilidad de los nutrientes (Danickeet al., 1995;
Pasquieret al., 1996), dificultando la difusión de los nutrientes en el tracto
gastrointestinal y la actuación de las enzimas endógenas. Los arabinoxilanos solubles
son encontrados largamente en cereales invernales (trigo, avena, centeno, cebada),
que también tienen alto contenido de arabinoxilanos insolubles (están más
relacionados a las paredes de las células vegetales). Mismo el maíz y el sorgo tienen
un alto contenido de arabinoxilanos insolubles, como se puede observar en la Tabla 2.
Desafortunadamente la análisis del contenido de PNA’s no es algo que se hace como
rutina, y generalmente solo analizamos en contenido de fibra cruda de los
ingredientes, y que tiene una serie de limitaciones en su interpretación (p.ej. fibra
cruda determina celulosa, hemicelulosa y lignina, entretanto, ninguna de estas fibras
es determinada de manera precisa en esta metodología, ocurriendo muchas
pérdidas/errores). Hay otras metodologías para determinación de las fracciones de las
fibras, pero son más complejas y por eso poco utilizadas en nutrición animal.
De acuerdo con Krabbe (2012), las carbohidrasas tienen tres funciones importantes: 1.
Disminuir de la viscosidad del TGI; 2. Optimizar la acción de las enzimas endógenas;
3. Liberar los nutrientes enclaustrados por las fibras.
Varios trabajos demuestran que la adición de xilanasas y glucanasas en dietas de
aves y cerdos mejora no solamente la metabolizabilidad de la energía, pero también
incrementa la digestibilidad de los aminoácidos. Cowieson y Bedford (2009) han hecho
una meta-análisis de 19 trabajos donde se utilizó xilanasa en las dietas para aves, y
concluyeran que la digestibilidad de los aminoácidos fue mayor, en promedio, como
4.8% (Tabla 3). Los mismos autores citan que la efectividad de la enzima está
condicionada al tipo y calidad de las materias primas utilizadas en los alimentos.
Tabla 2 – Composición de polisacáridos no amiláceos (adaptado de Sorbara, 2008)
Cereal
Trigo
Soluble
Insoluble
Total
Centeno
Soluble
Insoluble
Total
Cebada
Soluble
Insoluble
Total
Maíz
Soluble
Insoluble
Total
Sorgo
Soluble
Insoluble
Total
Celulosa
Arabinoxilanos
β-Glucanos
2.0
1.8
6.3
8.1
0.4
0.4
0.8
1.5
3.4
5.5
8.9
0.9
1.1
2.0
3.9
0.8
7.1
7.9
3.6
0.7
4.3
Mananos
0.1
5.1
2.0
0.1
2.0
2.1
2.2
0.1
0.1
0.2
Galactanos
Ácido Urônico
Total
0.2
0.1
0.3
0.2
0.2
2.4
9.0
11.4
0.1
0.2
0.3
0.1
0.2
0.3
0.1
0.1
0.2
4.6
8.6
13.2
0.2
0.2
0.1
0.1
0.2
0.2
0.2
4.5
12.2
16.7
0.2
0.2
0.6
0.6
0.1
7.9
2.8
0.1
0.1
0.2
0.2
0.2
4.6
4.8
Tabla 3 – Efecto de las carboidrasas sobre el coeficiente de digestibilidad ileal
aparente (CDIA) de aminoácidos para aves y cerdos (Adaptado de Cowieson y
Bedford, 2009)
Aminoácido
Ala
Arg
Asp
Glu
Cys
Phe
Gly
His
Ile
Leu
Lys
Met
Pro
Ser
Thr
Tyr
Val
CDIA Control
CDIA
Xilanasa
Respuesta
(%)
Fracción
Indigerible
% Mejoría sobre la
fracción indigerible
0.765
0.845
0.744
0.848
0.713
0.802
0.720
0.784
0.788
0.807
0.785
0.863
0.770
0.777
0.731
0.791
0.781
0.798
0.870
0.787
0.869
0.754
0.836
0.760
0.823
0.821
0.835
0.821
0.882
0.811
0.811
0.771
0.824
0.814
5.27
3.39
6.31
3.03
6.97
4.56
7.10
6.28
4.80
3.85
5.02
2.90
6.07
4.74
6.34
4.44
4.66
0.233
0.155
0.257
0.151
0.291
0.198
0.276
0.216
0.210
0.193
0.215
0.141
0.231
0.222
0.271
0.205
0.220
14.93
16.70
16.26
16.14
13.77
17.06
13.34
18.04
16.85
14.97
15.62
19.08
15.74
15.31
15.58
16.95
15.77
El uso de una enzima en las dietas interfiere con la microbiota normal del tracto
intestinal reduciendo la cantidad de substrato para la fermentación, mientras aumenta
la digestibilidad de los nutrientes, proveyendo fragmentos de fibra que pueden ser
usados como substrato de las bacterias benéficas. La presencia de xilooligosacáridos
(productos de la reacción impulsada por la xilanasa) en el intestino favorecen la
colonización del intestino con bacterias benéficas (Courtinet al., 2008) e incrementan
la resistencia a la colonización por Salmonella (Eeckhautet al., 2008). McCracken et
al.(2006) demostró que la inclusión de enzimas en la dieta cambia el perfil de la
microbiota cecal en el intestino, aumentando la cantidad de bacterias en aves de alto
rendimiento.
De esta manera acreditase que parte de la mejoría de digestibilidad es mediada por la
producción de ácidos grasos volátiles a partir de los xilanos que fueran quebrados por
la xilanase, y este efecto ocurre no solamente por la energía de estos AGV generan
cuando absorbidos pero también por un efecto indirecto en la regulación hormonal e
intestinal causada por estos AGV’s (Masey O’Neillet al., 2012), y este mecanismo
parece ser más desarrollado en aves adultas que en aves jóvenes.
La gran mayoría de las xilanasas son incorporadas en los alimentos remplazando
aceite/grasa y una holo-análisis reciente hay demostrado que el nivel de grasa (total
y/o añadida) en las dietas son cruciales para la respuesta de la enzima (Masey
O’Neillet al., 2011), principalmente en animales jóvenes. En un estudio recientemente
publicado por Cowieson et al. (2010) fue demostrado que cuando se retiró 110Kcal/Kg
de una dieta inicial (1-21d) para pollos sacándose aceite de soya de la formulación, la
digestibilidad de aminoácidos y la digestibilidad ileal de energía fueran negativamente
afectadas. La adición de xilanasa no fue capaz de mejorar el desempeño de los
animales. Sin embargo, animales recibiendo xilanasa de 22-42d de edad demostraran
una digestibilidad mejor que la del control positivo y no se observó ningún efecto
negativo de la retirada de grasa/aceite de la formulación. Créese que
xilooligosacáridos y grasa están relacionados con la mejor o peor digestibilidad, en un
proceso que retrasa el vaciamiento gástrico y la tasa de pasaje del alimento. En
animales jóvenes solo el mecanismo asociado a grasa está completamente activo,
esto ocurriría probablemente porque la producción de xilooligosacáridos es menor en
animales jóvenes y la microflora intestinal no está completamente desarrollada y
también el tamaño del intestino es menor que de un animal adulto. Como resultado,
remplazar aceite/grasa en dietas de aves jóvenes no es compensada por la
producción de algunos xilooligosacáridos en aves jóvenes, en cuanto que en aves
adultas la producción de xilooligosacáridos puede remplazar el mecanismo ejercido
por la grasa en modular la tasa de pasaje y digestibilidad de los nutrientes.
Otros factores fueran enumerados en la holo-análisis publicada por Masey O’Neillet al.
(2011) y dos parecen ser de grande relevancia. El primero es la utilización de
carbonato de Ca en las dietas, donde la utilización mayor de carbonato podría
comprometer la eficacia de la xilanasa. Acreditase que esto sea debido al prejuicio
causado por carbonato en la digestibilidad general de los nutrientes, ya que es una
fuente de Ca de baja solubilidad y esto por consecuencia causaría un aumento del pH
en buche y posiblemente un comprometimiento de la digestibilidad de los aminoácidos.
Otro factor de real importancia práctica son los niveles de aminoácidos digestibles
utilizados en la formulación, y claramente se observa que niveles mayores de
aminoácidos digestibles son favorables para la respuesta de xilanasa.
Cowieson y Bedford (2009) demostraran que el efecto de una carbohidrasa en el
coeficiente de digestibilidad ileal aparente de aminoácidos es dependiente de la parte
indigestible de la dieta (Figuras 5 y 6), y por lo tanto, a mayor parte indigerible de la
dieta, mayor la cantidad de nutrientes liberados por la enzima, mientras se mantenga
la misma ración. El mismo autor también demostró que el porcentaje mejorado de
aminoácidos indigestibles era el mismo para trigo y maíz (cerca del 15%).
La variación en la composición nutricional del maíz, usualmente es descuidada (Lima,
2010), no necesariamente porque el sector industrial lo considere irrelevante, sino por
la dificultad en el control de calidad de dicho ingrediente al momento de utilizar
cantidades tan grandes y está claro que parte de la variabilidad en el desarrollo de la
población animal, vista desde la producción comercial, puede relacionarse a la
fluctuación del valor nutricional del cereal utilizado.
% improvement in IAAD with xylanase
60
50
40
30
20
10
0
0.3
0.4
0.5
0.6
0.7
0.8
0.9
1
-10
Control IAAD
Figura3 –Efectode la xilanasa en el coeficiente de digestibilidad ileal de aminoácidos
(IAAD) en 19 artículos analizados publicados entre 1998 y 2009 (Adapatado de
Cowieson y Bedford, 2009).
Figura4 – Efectode xilanasa exógena en la digestibilidad de aminoácidos ileal
expresada como proporción de la fracción indigerible (Adapatado de Cowieson y Bedford,
2009).
La fracción indigerible tiene un rango que va desde 12% para metionina a 28% para cisteína pero la xilanasa
proporciona alrededor de 15-16% de esta fracción pase lo que pase.
El Índice de Solubilidad de la Proteína (ISP) es un indicador de la severidad del
proceso de secado en las muestras de maíz, y tiene una correlación alta con la
extracción de almidón (Malumba, 2008). Nuestra base de datos muestra una buena
relación entre el Índice de Solubilidad de la Proteína (ISP) y el desarrollo de aves
alimentadas con maíz con análisis proximales parecidos (Tabla 4), encontrándose que
el contenido del nutriente, por sí solo, no puede explicar el valor nutritivo del maíz para
el ave. Esta herramienta es de esencial importancia ya que el maíz representa cerca
de 65% de las dietas y conociendo el maíz conseguiríamos conocer o predecir mejor
la digestibilidad de la dieta y con esto también predecir la respuesta de la xilanasa.
Uno de los temas de bastante duda son las evaluaciones de actividad in vitro de
diferentes xilanasas y la relevancia de esto para evaluaciones in vivo. Por ejemplo,
recomendase en mínimo una actividad de xilanasa de 16,000BXU’s/Kg de
Econase®XT en alimentos para pollos. BXU significa “BirchXyloseUnit” que es el
sustrato utilizado para la análisis de Econase (que consiste en medir la cantidad de
azucares reductores de este sustrato), y tal sustrato tiene gran cantidad de xilanos
insolubles (como en maíz). Otro competidor recomienda 15,000EPU’s/Kg de alimento,
y en la análisis se utiliza como sustrato xilano de espelta de avena (xilanos solubles)
donde también se mide la liberación de azucares reductores de este sustrato.
Tabla 4 – Digestibilidad ileal aparente de nutrientes en muestras de maíz
seleccionadas que varían en su calidad y que tienen una variación mínima en su
composición.
Nitrógeno, Grasacruda, Almidón,
Energía,
Muestra
ISP, %
IDE*
%
%
%
%
8
49.2
77.15
63.12
91.32
76.76
3408
2
46.6
75.87
69.38
93.56
76.91
3358
10
39.4
75.06
66.23
91.93
75.75
3316
7
33.4
75.04
67.54
90.51
75.00
3322
1
26.9
74.09
63.62
92.28
73.98
3248
3
25.7
74.04
64.09
91.48
74.72
3287
* Digestibilidad Ileal Aparente de la Energía
Implicaciones para la combinación de enzimas:
Mientras los precios de los cereales, harinas proteicas, grasas y las fuentes de fósforo
inorgánico continúen incrementándose, el uso de aditivos que “ahorran” nutrientes
será más atractivo. Sin embargo, los valores de la matriz para fitasas y xilanasas, por
ejemplo, son generalmente establecidos proporcionando dietas que contienen estas
enzimas independientes de otros aditivos y midiendo criterios de respuesta como
ganancia de peso, conversión, cenizas en hueso, digestibilidad (tracto total o ileal).
Como resultado existen algunos datos que dan una clara indicación de los descuentos
que deben aplicarse a cada valor de la matriz cuando dos o más aditivos son incluidos
en combinación.
Una ilustración práctica de esta aplicación de matrices de aminoácidos para enzimas
combinadas en alimentos balanceados. Tomando lisina como ejemplo y aplicando los
valores publicados de liberación para varios productos comerciales disponibles usados
en una dieta para pollo de engorda maíz-harina de soya:
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
Lisina total = 1.23%
Lisina Digestible = 1.15%
Lisina indigestible = 0.08%
Fitasa: 0.017%
Xilanasa: 0.024%
Proteasa: 0.048%
Incluyendo fitasa, xilanasa y proteasa en combinación = mejora en lisina digestible
0.089% (i.e. de 1.15% a 1.24%).
En el ejemplo anterior, la combinación de las recomendaciones de varios aditivos
resulta en una dieta que contiene más lisina digestible que la lisina total. Claramente
esto no es posible y el error consta en asumir una adición de los valores de las
matrices en todos los aditivos. La realidad solamente el primer aditivo proporcionará la
matriz completa y los productos subsecuentes tendrán efectos parciales como
consecuencia de las mejoras conferidas por los productos titulares. Así, es más
apropiado asignar matrices nutricionales como proporción de la fracción indigestible ya
que esto automáticamente cuenta cualquier reducción en la fracción indigestible
asociada con el uso de otros aditivos alimenticios. Corrigiendo el ejemplo anterior:
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
Lisina total = 1.23%
Lisina digestible = 1.15%
Lisina indigestible = 0.08%
Fitasa:0.017%
Nueva lisina indigestible = 0.063%
Nuevoefecto de xilanasa: (16% de 0.063%) = 0.010
Nueva lisina indigestible = 0.053%
Nuevo efecto de proteasa: (max 30% de la fracción indigestible remanente) =
0.016%
9. Usando fitasa, xilanasa y proteasa en combinación= 0.043% mejora en lisina
digestible (i.e. de 1.15% a 1.19%).
En este segundo ejemplo un cierto reconocimiento de la digestibilidad mejorada de las
dietas se obtiene cuando se considera el efecto presente en el siguiente aditivo. Esto
no solamente es un proceso más lógico sino también asegura que se omitan los
errores significantes y costosos.
El orden en el cual los productos son adicionados a la dieta dictaminará su valor (el
primer producto es más valioso que los subsecuentes). Este acercamiento reduce la
probabilidad de sobrevalorar las combinaciones de los aditivos que han obtenido su
contribución en forma independiente unos de otros pero que sus efectos combinados
son menores que la suma de varias de sus partes.
Datos recientes de la Universidad de Arkansas sugieren un efecto sinérgico potencial
cuando dietas con altos niveles de fitasa en combinación con xilanasa son empleados
en la alimentación de pollos. Esta investigación demostró que la adición de doses
crecientes de fitasa (Quantum®2500) en dietas deficientes en fósforo mejoraran la
conversión alimenticia y ganancia de peso (Tabla 5). Con 1500FTU de fitasa en
alimento parecía que el efecto benéfico en desempeño había alcanzado una meseta.
Entretanto, cuando la xilanasa (Econase®XT) fue añadida a las dietas con 1500FTU de
fitasa la conversión alimenticia fue incrementada en más 6 puntos do que la dieta con
1500FTU de fitasa solamente. Aparentemente existe un beneficio mutuo de la
utilización de xilanasa con “Superdosis” de Quantum®Fitasa.
Tabla 5 – Impacto de la combinación de xilanasa y fitasa en el peso vivo y conversión
alimenticia de pollos machos de 1-42d de edad (Coon et al., datos no publicados)
Tratamiento
Peso Vivo, Kg
CA
CA Corregida
P disp 0.40%
3.07
1.730
1.714
P disp 0.20%
1.80
1.850
2.290
0.2%Pd + QP 500
2.96
1.700
1.715
0.2%Pd + QP 500 + Ec
2.93
1.690
1.716
0.2%Pd + QP1000
3.02
1.696
1.689
0.2%Pd + QP1000 + Ec
3.05
1.666
1.648
0.2%Pd + QP1500
3.05
1.703
1.685
0.2%Pd + QP 1500 + Ec
3.12
1.675
1.631
Conclusiones:
Persiste una confusión sustancial en cuanto a la aditividad de los valores de la matriz
para aditivos para alimentos balanceados. Mientras exista el principio del retorno a la
inversión por la adición incremental de cada nuevo aditivo, es esencial calcular la
fracción indigestible de la dieta al nivel del íleon terminal y asegurar que valores
realistas sean considerados sobre el incremento de la digestibilidad para cada aditivo
en presencia de otros. El lograr digestibilidades de 100% ileales de almidón, proteína o
grasa es realmente improbable y la literatura recomendará que un máximo de 30% de
la fracción indigestible pueda ser atacada por enzimas aplicadas exógenamente. Con
estas bases en mente es posible asignar matrices nutricionales de enzimas que son
dinámicas y consideren ambas la ventaja incremental del sub-aditivo para cada nuevo
aditivo así como la cantidad de sustrato remanente. Futuros desarrollos son una
garantía para explorar ejemplos menos tangibles de la ingestión de enzimas tal como
efectos microbiológicos e inmunológicos así como cambios en las funciones
secretorias y absorbentes, efectos que pueden influenciar más la partición de energía
para mantenimiento y producción en lugar de digestibilidad per se. Dichos efectos
influenciarán el crecimiento animal y la eficiencia pero difícilmente contarán para la
energía metabólica digestible, sistemas que hemos enfocado en este documento.
Referencias:
Coelho, C.M.M.; Santos, J.C.P.; Tsai, S.M.; Vitorello, V.A. (2002) Seed phytate content and
phosphorus uptake and distribution in dry bean genotypes.Brazilian Journal of Plant
Physiology, 14: 51-58.
Courtin, C.M.; Broekaert, W.F.; Swennen, K.; Lescroart, O.; Onagbesan, O.; Buyse, J.;
Decuypere, E.; Van de Wiele, T.; Marzorati, M; Verstraete, W.; Huyghebaert, G; Delcour, J.A.
(2008) Dietary inclusion of wheat bran arabinoxylooligosaccharides induces beneficial
nutritional effects in chickens. Cereal Chemistry 85: 607-613.
Cowieson, A. J.; Bedford, M. R.; Ravindran, V. (2010) Interactions between xylanase and
glucanase in maize-soy based diets for broilers.British Poultry Science 51:246-245.
Cowieson, A. J.; Bedford, M.R. (2009) The effect of phytase and carbohydrase on ileal amino
acid digestibility in monogastricdiets:complementary mode of action? Worlds Poultry Science
Journal, 65:609-624.
Cowieson, A.J.; Acamovic, T.; Bedford, M.R. (2004) The effects of phytase and phytic acid on
the loss of endogenous amino acids and minerals from broiler chickens. British Poultry
Science, 45:101–108.
Cowieson, A.J.; Cowieson, N.P. (2011) Phytate and the thermodynamics of water.Proceedings
of the Australian Poultry Science Symposium, 22:22-25.
Cowieson, A.J.; Wilcock, P.; Bedford, M.R. (2011) Super-dosing effects of phytase in poultry
and other monogastrics.World’s Poultry Science Journal, 67: 225-236.
Danicke,S.; Simon, O; Jeroch, H.; Bedford, M.R. (1995) Effect of fat source and xylanase
supplementation on the performance and intestinal viscosity in rye fed birds. Proceedings of
2nd European Symposium on Feed Enzymes.Noordwijkwhout, Netherlands, p.25-27.
Eeckaut, V., Van Immerseel, F.; Dewulf, J.; Pasmans, F.; Haesebrouck; F.; Ducatelle, R.;
Courtin, C.M.; Delcour, J.A.; Broekaert, W.F. (2008) Arabinoxylooligosaccharides from wheat
bran inhibit Salmonella colonization in broiler chickens, Poultry Science 87:2329-2334.
Igbasan, F.A.; Männer, K; Miksch, G.; Borriss; R.; Farouk, A.; Simone, O. (2000) Comparative
studies on the in vitro properties of phytases from various microbial origins,
ArchivfürTierernaehrung, 53:353-373.
Kies,A.K.; De Jonge, L.H; Kemme,P.A.; Jongbloed, A.W. (2006) Interaction between Protein,
Phytate, and Microbial Phytase. In Vitro Studies.Journal of Agricultural and Food Chemistry,
54:1753–1758.
Krabbe, E.L. (2012) Perspectivas quanto ao desenvolvimento de enzimas para uso na
Lima, G. (2010) Milho: o grão que vale ouro nas dietas de aves…mas que ainda não recebeu a
devida importância do setor produtivo. Revista do AviSite.
Luttrell, B.M. (1993) The biological relevance of the binding of calcium ions by inositol
phosphates. The Journal of Biological Chemistry, 268: 1521-1524.
Malumba, P. (2008) Influence de la températurelors du séchagesur les propriétiés technofonctionnelles du maïs.PhD Thesis.
Masey O’Neill, H.; Walk, C. L.; Bedford, M.R. (2011) Holoanalysis of the efficacy of a xylanase
in corn based broiler diets:pitfalls and challenges. SPSS Abstract, Atlanta, GA.
Masey O’Neill, H; Bedford, M.R.; Haldar, S. (2012) The role of Peptide YY in the mode of action
of dietary xylanase. SPSS Abstract, Atlanta, GA.
McCracken, K.J., Murphy, T. C.; Bedford, M. R.; Apajalahti, J. (2006) Chicken caecalmicroflora
correlates with ME:GE using wheat-based diets. Proceedings of XII European Poultry
Conference, Verona,Italy.
Nelson, T.S. (1984) Available calcium for poultry.Proceedings of the Florida Nutrition
Conference for Feed Manufacturers, Orlando, Florida, pp. 1-6.
nutrição de aves. Proceedingsof XI Seminário Internacional de Aves e Suínos, São Paulo,
Brazil, CD ROM.
Onyango, E.M.; Bedford, M.R.; Adeola, O. (2005) Phytase activity along the digestive tract ofthe
broiler chick: A comparative study ofanEscherichia coli-derived and Peniophoralyciiphytase.
Canadian Journal of Animal Science, 85: 61-68.
Pasquier, B.; Armand, M.; Guillon, F.; Castelain, C.; Borel, P.; Barry, J.L.; Pieroni, G.; Lairon, D.
(1996) Viscous soluble dietary fibre alter emulsification and lipolysis of triacylglycerols in
duodenal medium in vitro. Journal of Nutritional Biochemistry 7:293-302.
Prata, R.; Batie, C.; Betts, S.; Basu, S.S. (2007) Proceedings
CongresoLatinoamericano de Avicultura, Porto Alegre, Brazil, p.13-15.
of
XX
Rostagno, H.S.; Albino, L.F.T.; Donzele, J.L.; Gomes, P.C.; Oliveira, R.F.M.; Lopes, D.C.;
Ferreira, A.S.; Barreto, S.L.T.; Euclydes, R.F. TablasBrasileñaspara Aves y Cerdos Composicíon de Alimentos y RequerimientosNutricionales. 3. ed. Viscondedo Rio Branco,
MG: Suprema, 2011. v. 01. 259 p.
Santos, T.T. (2012) Phytate: anti-nutrient for poultry and swine. Feedstuffs, 84:1-3.
Selle, P.H.; Ravindran, V. (2007) Microbial phytase in poultry nutrition.Animal Feed Science
and Technology, 135:1-41.
Selle, P.H.; Ravindran, V. (2007) Microbial phytase in poultry nutrition.Animal Feed Science
and Technology, 135: 1-41.
Sorbara, J.O.B. (2008) Carboidrases em programas enzimáticos de rações para frangos de
corte. Tese de Doutorado, Programa de Pós-Graduação em Zootecnia, Universidade Estadual
de Maringá, Maringá-PR, 68p.
Tamim, N.M.; Angel, R. (2003) Phytate phosphorus hydrolysis as influenced by dietary calcium
and micro-mineral source in broiler diets.Journal of Agriculture and Food Chemistry, 51:
4687-4693.
Tamim, N.M.; Angel, R.; Christman, M. (2004) Influence of dietary calcium and phytase on
phytate phosphorus hydrolysis in broiler chickens.Poultry Science, 83:1358–1367.
Ushasree, M.V.; Sumayya, H.B.V.S.; Pandey, A. (2011) Adopting structural elements from
intrinsically stable phytase – a promising strategy towards thermostablephytases.Indian
Journal of Biotechnology, 10:458-467.
Wadt, G.R.; Santos, T.T.; Gomes, G.A.; Cowieson, A.J.; Bedford, M.R. Total and phytic
phosphorus on corn samples from different regions in Brazil. Proceedingsof Congresso
Latino Americano de Nutrição Animal. Estância de São Pedro, 4:7-8.