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UNIVERSIDAD ESTATAL DE BOLÍVAR
Facultad de Ciencias Agropecuarias
Recursos Naturales y del Ambiente
Escuela de Ingeniería Forestal
TEMA:
EVALUACIÓN DE TRES CEPAS Trichoderma sp, CON DOS MÉTODOS DE
SIEMBRA, PARA CONTROLAR Damping Off EN BALSA (Ochroma
pyramidale), RECINTO ORONGUILLO-ECHEANDIA.
Proyecto de Investigación previo a la obtención del título de Ingeniero
Forestal otorgado por la Universidad Estatal de Bolívar a través de la
Facultad de Ciencias Agropecuarias, Recursos Naturales y del Ambiente,
Carrera de Ingeniería Forestal.
AUTOR:
Washington Rubén Vargas Montesdeoca
DIRECTOR:
Ing. Moisés Arreguín Sámano Ph.D.
Guaranda - Ecuador
2017
CERTIFICACIÓN DE APROBACIÓN
Los miembros del Tribunal de Grado aprueban el trabajo de investigación
titulado: EVALUACIÓN DE TRES CEPAS Trichoderma sp, CON DOS
MÉTODOS DE SIEMBRA, PARA CONTROLAR DAMPING OFF EN
BALSA (Ochroma pyramidale), RECINTO ORONGUILLO-ECHEANDIA.
REVISADO Y APROBADO POR:
-----------------------------------------------Dr. Moisés Arreguín Sámano Ph. D.
DIRECTOR:
-----------------------------------------------Ing. Víctor Danilo Montero Silva Mg.
BIOMETRISTA:
-----------------------------------------------Ing. Marcelo Remigio Rojas Arellano M. Sc.
REDACCIÓN TÉCNICA:
II
CERTIFICACIÓN DE AUTORIA
Yo, Washingtón Rubén Vargas Montesdeoca con CI. # 171817430- 1 declaro que
el trabajo y los resultados presentados en este proyecto, no ha sido previamente
presentado para ningún grado o calificación profesional; y, que las referencias
bibliográficas que se incluyen han sido resultadas y citadas con su respectivo
autor(es).
La Universidad Estatal de Bolívar, puede hacer uso de los derechos de publicación
correspondientes a este trabajo, según lo establecido por la Ley de Propiedad
Intelectual, su Reglamentación y la Normati va Institucional Vigente.
-----------------------------------------------Washingtón Rubén Vargas Montesdeoca.
CI. 1718174301
-----------------------------------------------Ing. Moisés Arreguín Sámano Ph.D.
CI. 175429240-5
-----------------------------------------------Ing. Marcelo Remigio Rojas Arellano M. Sc.
CI. 0200892164
III
DEDICATORIA
El presente proyecto investigativo va dirigido a todas aquellas personas que
luchan por un mejor porvenir y quieren aportar para que los demás, se superen y
tengan un mañana de emprendimiento así como aporte a la ciencia.
Principalmente a Dios quien a pesar de tantos obstáculos me ha permitido sentirlo
como un viento empujándome hacia adelante, así como también a la memoria de
mi Padre y a mi madre quienes han sido un ejemplo de sacrificio.
A mis hijos, esposa y hermanos quienes me brindaron esa mano amiga que se
necesita para cumplir una meta.
IV
AGRADECIMIENTO
Al alma mater de la Universidad Estatal de Bolívar, especialmente a la Escuela de
Ingeniería Forestal; por haberme acogido durante los años de formación
A mi director del proyecto Ing. Moisés Arreguín Sámano Ph.D. por compartir su
conocimiento aportando a esta investigación, por su exigencia y concejos que sin
duda alguna han sido satisfactorios para conseguir exitosamente esta
investigación.
A los miembros del Tribunal de Calificación del Proyecto en las personas del Ing.
Danilo Montero en el área de Biometría e Ing. Marcelo Rojas en el área de
Redacción Técnica, por formar parte de esta investigación, por su apoyo brindado
y conocimiento compartido en la planificación y ejecución de este trabajo.
V
INDICE DE CONTENIDOS
DENOMINACION
Pág.
CERTIFICADO DE APROBACIÓN .............................................................. II
CERTIFICACIÓN DE AUTORIA .................................................................III
DEDICATORIA ............................................................................................ IV
AGRADECIMIENTO ..................................................................................... V
INDICE DE CONTENIDOS ......................................................................... VI
INDICE DE CUADROS .............................................................................. VIII
INDICE DE ANEXOS ..................................................................................... X
RESUMEN .......................................................................................................1
SUMMARY .....................................................................................................2
I INTRODUCCIÓN ........................................................................................3
II PROBLEMA ...............................................................................................5
III MARCO TEÓRICO..................................................................................6
3.1 Balsa (Ochroma pyramidale) ..................................................................6
3.1.1 Taxonomía................................................................................................7
3.2 Cultivo ......................................................................................................8
3.2.1 Manejo del cultivo y cuidados culturales .................................................9
3.2.2 Manejo de vivero....................................................................................10
3.2.3 Plagas y enfermedades ...........................................................................12
3.3 Características de Trichoderma sp. .......................................................13
3.3.1 Taxonomía..............................................................................................13
3.3.2 Generalidades del Trichoderma sp. .......................................................14
3.4 Ecología..................................................................................................16
3.4.1 Mecanismo de acción .............................................................................16
3.4.2 Descripción de la enfermedad (Damping-off) .......................................21
3.4.3 Descripción de los agentes causales de (Damping-off) .........................23
3.5 Vivero.....................................................................................................29
3.6 Riego ......................................................................................................29
3.7 Control de malezas .................................................................................30
3.8 Fertilización............................................................................................31
3.9 Control de plagas y enfermedades .........................................................31
IV MARCO METODOLÓGICO ................................................................32
4.1 Materiales ...............................................................................................32
4.1.1 Ubicación de la investigación ...............................................................32
4.1.2 Situación geográfica y climática ............................................................32
4.1.3 Zona de vida ...........................................................................................33
4.1.4 Material experimental ............................................................................33
4.1.5 Material de campo ..................................................................................33
4.1.6 Material de oficina .................................................................................33
VI
4.2 Métodos ..................................................................................................33
4.2.1 Factores en estudio .................................................................................33
4.2.2 Tratamientos ...........................................................................................34
4.2.3 Procedimiento ........................................................................................35
4.2.4 Tipo de Análisis .....................................................................................35
4.3 Métodos de evaluación y datos tomados ................................................37
V RESULTADOS ..........................................................................................40
VI DISCUSION .............................................................................................59
VII COMPROBACION DE HIPOTESIS ..................................................62
VIII CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES .................................64
8.1 Conclusiones ..........................................................................................64
8.2 Recomendaciones ...................................................................................67
IX BIBLIOGRAFÍA .....................................................................................69
X ANEXOS ....................................................................................................74
VII
ÍNDICE DE CUADROS
CUADRO N°
DESCRIPCIÓN
Pág.
Variable Porcentaje de Germinación de plántulas:
1.
2.
3.
4.
5.
6.
7.
8.
9.
Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD) ......................41
Prueba de Scheffé (Minimun Significant Difference: MSD)...................41
Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD) ......................41
Prueba de Scheffé (Minimun Significant Difference: MSD)...................42
Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD) ......................42
Prueba de Scheffé (Minimun Significant Difference: MSD)...................42
Promedio de interacción doble AB Porcentaje de germinación ..............43
Promedio de interacción doble AC Porcentaje de germinación ..............43
Promedio de interacción doble BC Porcentaje de germinación ...............43
Variable Porcentaje de Sobrevivencia de plántulas:
10. Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD) ......................44
11. Prueba de Scheffé (Minimun Significant Difference: MSD)...................44
12. Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD) ......................45
13. Prueba de Scheffé (Minimun Significant Difference: MSD)...................45
Variable Diámetro de Tallo (mm) de plántulas:
14. Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD) ......................47
15. Prueba de Scheffé (Minimun Significant Difference: MSD)...................47
Variable Número de Hojas de plántulas:
16. Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD) ......................49
17. Prueba de Scheffé (Minimun Significant Difference: MSD)...................49
18. Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD) ......................49
19. Prueba de Scheffé (Minimun Significant Difference: MSD)...................50
20. Promedio de interacción doble AB Número de hojas ..........................50
21. Promedio de interacción doble AC Número de hojas ..........................50
22. Promedio de interacción doble BC Número de hojas ..........................51
23. Promedio de interacción triple ABC Número de hojas .......................51
VIII
Variable Altura de Planta (cm) de plántulas:
24. Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD) ......................53
25. Prueba de Scheffé (Minimun Significant Difference: MSD)...................53
26. Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD) ......................53
27. Prueba de Scheffé (Minimun Significant Difference: MSD)...................54
28. Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD) ......................54
29. Promedio de interacción doble AB Altura de la planta .........................54
Variable Volúmen radicular (cm3) de plántulas:
30. Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD) ......................56
31. Prueba de Scheffé (Minimun Significant Difference: MSD)...................56
32. Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD) ......................56
33. Prueba de Scheffé (Minimun Significant Difference: MSD)...................57
34. Promedio de interacción doble BC Volúmen radicular ...........................57
35. Análisis Económico de Presupuesto Parcial ............................................58
IX
ÍNDICE DE ANEXOS
ANEXOS N°
1.
2.
3.
4.
5.
6.
DESCRIPCIÓN
Pág.
Resultado de Análisis de Sustrato ................................................................
Mapa ubicación de la investigación .............................................................
Croquis del ensayo .......................................................................................
Base de datos obtenidos del Diseño Experimental en el Campo .................
Ilustración del proceso de investigación .....................................................
Glosario de términos técnicos ......................................................................
X
RESUMEN
Balsa (Ochroma Pyramidale) es una especie forestal maderable que posee gran
demanda internacional debido a sus características maderables y precio (2.30
USD/m3). Ecuador posee más de 20.000 Ha de plantaciones entre bosques
naturales y reforestados con esta especie, específicamente en las Provincias del
Guayas, El Oro, Los Ríos, Pichincha y Bolívar. Su propagación en viveros y
trasplantes es recomendado realizar controles preventivos durante los primeros
años, pues son atacadas por enfermedades fúngicas como “Damping off”,
provocado por hongos Fito patógenos de géneros Rhizotocnia, Fusarium,
Pythium y Botrytis. En consecuencia, el objetivo general de esta investigación es
evalúar la mejor cepa de Trichoderma sp endémica de la Provincia Bolívar para
controlar Damping off en plántulas de balsa, con el fin de incrementar su índice
de sobrevivencia en viveros, plantaciones e incentivar a productores forestales a
usarlas. Basado en resultados obtenidos en variables Porcentaje de severidad,
Porcentaje de germinación, Porcentaje de sobrevivencia, Diámetro de tallo (mm),
Altura de planta (cm),Volúmen radicular (cm3), Número de hojas, Pruebas de
comparaciones múltiples, medidas de tratamientos Tukey, Scheffé, Contrastes
Ortogonales, modelos matemáticos Cuadrático, Exponencial y con un nivel de
confiabilidad estadístico promedio del 99.9 % en esta investigación, se concluye
que los mejores componentes en controlar Damping off en el área de estudio son
especie endémica Trichoderma sp, Puruguay -UEB-(B2) por su fácil aislamiento,
adaptabilidad a cambios climáticos y esporulación rápida, dosis 100 (UFC, C3)
debido a la concentración de un gran número de esporas y método de siembra
Fundas (A1) por su capacidad de retención de humedad.
Palabras claves: Balsa, Damping off, Métodos de siembra, Cepas endémicas
Trichoderma sp, Dósis aplicativas, B/C, I.B.
1
SUMMARY
Balsa (Ochroma Pyramidale) is a species forestry timber that has great demand
international due to its features timber and price (2.30 USD/m3). Ecuador has
more than 20,000 Ha plantations between natural and reforested woods with this
species, specifically in the Provinces Guayas, El Oro, Los Rios, Pichincha and
Bolivar. Its propagation in nurseries and transplants is preferred perform controls
preventive during first years, as are attacked by diseases fungal as "Damping off",
caused by fungi Fito pathogens of genera Rhizotocnia, Fusarium, Pythium and
Botrytis. Accordingly, the objective general of this research is evaluate the best
endemic strain of Trichoderma sp of Province Bolívar for control Damping off in
seedlings of raft, to increase its index of survival in forest nurseries, plantations
and incentives to forest producers use them.. With base in results obtained in
variable Percentage of Germination, Percentage of Survival, Diameter of Stem
(mm), Height of Plant (cm), Volume Root (cm3), Number of Leaves, multiple
comparisons tests of means Tukey, Scheffé, Orthogonal Contrasts, models
mathematical Quadratic, Exponential and with a level of reliability statistics
average of the 99.9 % in this research, it is concluded that best components in
control Damping off in the study area are endemic species Trichoderma sp
Puruguay - UEB- (B2) by its easy isolation, adaptability to climate change and
quick sporulation, doses 100 (CFU, C3) due to the concentration of a large number
of spores and method of planting perforated Polyethylene Bags (A1) by its
capacity of moisture retention.
Key Words: Raft, Damping off, Planting methods, Endemic strains Trichoderma
sp, Application doses, B/C, I.B.
2
I.
INTRODUCCIÓN
Según Moral, J. (2013), la balsa (Ochroma Pyramidale) es una especie forestal
maderable que posee gran demanda en el mercado internacional debido a las
características de su madera, equivalente a $2,477.06 USD/Ha por concepto de
exportaciones (Balsa pro, 2016). Actualmente, los productos demandados de esta
especie forestal son láminas para aeromodelismo, core, fabricación de pisos de
madera, enchapados de madera, muebles, artesanías, materia prima en paneles
solares y celulosa (Agenda para la Transformación Productiva Territorial de
Provincia Bolívar, 2012).
Ecuador posee más de 20,000 Ha de plantaciones de balsa, entre bosques
naturales y reforestados (Moral, J. 2013). Esto se debe a las condiciones
geográficas y climáticas de la Cuenca baja del rio guayas favorecen a un mayor
desarrollo y calidad de la balsa ecuatoriana, en particular las Provincias del
Guayas, El Oro, Los Ríos, Pichincha y Bolívar (Moral, J. 2013). A pesar de esto
Burbano, M. (2014), recomienda realizar controles preventivos, con aplicaciones
de insecticidas y fungicidas, durante los dos primeros años de las plantaciones
comerciales de balsa, sobre todo en almácigos, viveros y trasplantes. Según
modificado de Zanón, M. (2015), existen enfermedades fúngicas como son el
“mal de talluelo”, “mal de semillero”, “pudrición de raíces”, “chupadera”,
“amarillamiento”, “necrosis de la plántula”, “destrucción del embrión”,
“debilidad”, “marchitamiento” o “Damping off” provocados por hongos Fito
patógenos de los géneros Rhizotocnia, Fusarium, Pythium, Phytophor,
cylimdrocladium o Botrytis.
De acuerdo con Acosta, S. (2016), la forma de evitar un daño monetario mayor y
una disminución de rentabilidad es conocer la biología, comportamiento y una
forma adecuada de combatir los hongos Fito patógenos, pues tienen excelentes
propiedades en control biológico, como disminuir la incidencia de enfermedades
en más del 60 % en aplicación al suelo en pre-siembra, siembra y post emergencia
temprana. Según Sacerio, C. (2012), Trichoderma sp es un hongo antagonista
usado en el combate de hongos Fito patógenos y aunado a esto, las cepas nativas
3
de un lugar son más efectivas que las importadas (Martínez, A. 2013). Basado en
lo anterior, el objetivo general de la presente investigación es evaluar la mejor
cepa Trichoderma sp, de tres endémicas en la Provincia Bolívar, para controlar
Damping off en plántulas de balsa (Ochroma pyramidale) con el fin de
incrementar el índice de sobrevivencia de plántulas de balsa mediante el uso de
cepas endémicas e incentivar a productores forestales a usarlas. En consecuencia
los objetivos específicos de esta investigación son: Calcular el índice de
sobrevivencia en plántulas de balsa tratadas con tres cepas de Trichoderma sp en
dos métodos de siembra, Evaluar la mejor dosis de tres cepas de Trichoderma sp
para controlar Damping off en plántulas de balsa según Porcentaje de severidad
Basado en variables: Porcentaje de germinación, Porcentaje de sobrevivencia,
Altura de planta(cm), Diámetro del tallo(mm), Número de hojas y Volúmen
radicular(cm3 ) y Analizar económicamente mediante Presupuesto Parcial B/C,
I.B de la producción de plántulas de balsa tratadas con tres cepas de Trichoderma
sp.
4
II.
PROBLEMA
Como todo cultivo, la producción y mantenimiento de las plantaciones está sujeta
a muchos factores del medio ambiente como temperatura, luz, humedad, agua y
los nutrientes del suelo donde se desarrollen. Depende también la protección que
tenga contra el ataque de plagas y enfermedades tanto del suelo como del aire
donde se desarrollan las plantas. Dependiendo así de los factores antes
mencionados para obtener un producto maderero competitivo (FAO, 2015).
El incremento del cultivo de balsa, ha desencadenado una proliferación de
enfermedades Fitopatógenas. Una de ellas es el complejo Damping off,
enfermedad polífaga que ataca a varios cultivos en la zona, también conocida
como mal de almacigo, causada por varios hongos (Chimbo, D. 20161).
En la actualidad no existen investigaciones alternativas menos toxicas para el
control de enfermedades en balsa para esta zona. Los controles para este tipo de
enfermedad son diversos y, muchas veces, los agricultores no toman en cuenta esa
diversidad de estrategias eligiendo un determinado producto para el control de
esta enfermedad durante el ciclo del cultivo. Probablemente, esto ha conllevado a
generar cepas más resistentes de hongos fitopatógenos (Tapia, M. 20162).
La presente investigación está orientada a obtener un paquete tecnológico con
base en dos métodos de siembra para el control de Damping off en balsa, tres
cepas Trichoderma sp y tres dosis de aplicación de Unidades Formadoras de
Colinas (UFC). Las cepas de Trichoderma sp son recomendadas como
controladores de numerosos hongos fitopatógenos y estimuladores del crecimiento
de las plantas debido a la secreción de fitohormonas. En consecuencia, esta
investigación ofrecerá nuevas alternativas para el manejo de enfermedades del
suelo y del follaje en plantas, protegiendo de esta manera la biodiversidad de los
microorganismos.
1
Con. Pers. Chimbo, David. Febrero 2016. Riobamba Ing. Agrónomo Especialista en Hongos
fitopatógenos. E-mail: [email protected]
2
Con. Pers. Tapia, Z. Mónica, V. Abril, 2016. Quevedo. Catedrática de UNESUM, Jipijapa. Ing.
Forestal y M. Sc. E-mail: [email protected]
5
III. MARCO TEÓRICO
3.1. Balsa.
Caracterizado por estar siempre verde, el árbol de Balsa es integrante de la familia
Bombacácea, recibe el nombre científico Ochroma pyramidale y es nativo de
América Tropical. Se le ubica en terrenos arcillosos, margosos e ígneos de
bosques húmedos secundarios con buena exposición a la luz solar, de baja altura o
a lo largo de los ríos, en terrenos explotados forestalmente y en rangos de
temperatura entre 22 a 27 grados. Tiene una altura promedio de 20 a 30 metros de
alto, un diámetro de 30 a 90 cm, con fuste recto, cilíndrico, corteza lisa color
grisáceo o café, copa amplia, ramas dispersas, sus semillas son oscuras, aceitosas
y de apariencia lanosa. Es una especie forestal apreciada por su rápido
crecimiento, fácil regeneración, susceptible de corta alrededor de 4 a 5 años que la
distinguible de otras por su resistencia, ligereza, excelentes propiedades acústicas,
térmicas de su madera y, por sus cualidades ecológicas, favorece la conservación
del medio ambiente (Francis, J. 2012).
Según Melo, O. (2012), Ochroma pyramidale tiene capacidad regenerativa de
terrenos degradados por acciones de roza-tumba-quema, crece en regiones-sitios
estratégicos para medios de producción y conserva afluentes de agua y/o sistemas
agroforestales. Está extensamente distribuido a lo largo de la línea Ecuatorial,
principalmente en América Central y del Sur. Además, Ecuador ha sido la
principal área balsera, pues entre bosques naturales y reforestados tiene más de 20
mil hectáreas de plantaciones.
Según Revista Protección Forestal (2013), la plantación de Balsa (Ochroma
Pyramidale) posee características ecológicas que evitan el deterioro y la erosión
del suelo. Su madera se usa para modelos, artesanías y juguetes, como chapa de
interiores en construcciones en capas con material sintético, aluminio - madera,
donde se necesite fortaleza y propiedades aislantes. Se usa como material aislante
masivo y libre de fuerzas electrostáticas en barcos para transporte criogénico y a
pesar de poseer fibras cortas, como la mayoría de otras especies de madera dura,
esta madera se usa de manera limitada para la producción de pulpa y papel.
6
3.1.1 Taxonomía (Samaniego, C. y Prado, L. 2012):
Reino:
Plantae
División:
Plantae
Clase:
Magnoliopsida
Subclase:
Dilleniidae
Orden:
Malvales
Familia:
Malvaceae
Subfamilia:
Bombacoideae
Género:
Ochroma
Especie:
pyramidale
Nombre científico: Ochroma pyramidale.
3.1.1.1.Características botánicas:
Según Bordero, V. (2012), la balsa es un árbol con altura mediana y grande,
pudiendo alcanzar de 20 a 40 metros, dependiendo de la zona en la que se
encuentra, su diámetro puede alcanzar hasta 120 centímetros en árboles viejos. Su
sistema radicular es tubular, pequeñas raicillas y de crecimiento rápido. Tiene
pocas ramas gruesas, dispuestas en forma de paraguas (extendidas) y cubren un
amplio espacio.
Sus hojas son grandes y acorazonadas alternas de un tamaño que va de 20 a 40
cm., con 7 a 9 nervios principales, que nacen desde su base y tienen peciolos
largos. Generalmente, el haz de las hojas es de color verde y el envés tiene una
coloración verde amarillenta, con vellosidades en forma de estrella. Las flores
tienen de 7 a 10 cm de ancho, ligeramente carnosas, el cáliz es grueso de color
café verdusco y una conformación de campanas, con lóbulos grandes, posee 5
pétalos blancuzcos, redondeados en el ápice y angosto en la base. Las cápsulas
(frutos) tienen diez ángulos, divididos en su interior en 5 partes y dejan expuesta
una masa pardusca de 3 milímetros de largo (Valverde, O. 2012).
7
3.2.Cultivo.
Requerimientos ecológicos. La zona de vida o formación ecológica adecuada para
cultivos comerciales de la balsa es el bosque húmedo tropical; aunque, se cultiva
en zonas de mayor o menor humedad (Solano, M. 2012).
Características climáticas. De acuerdo con Forestal (2012), la adaptabilidad de la
balsa se encuentra en altitudes de 0 a 1000 msnm, siendo su mejor desarrollo del
nivel del mar a 1200 msnm, precipitación de 1500- 3000 mm, pudiendo soportar
500 mm, las temperaturas óptimas para su desarrollo fisiológico y productivo se
encuentran en rangos de 22 a 27 grados centígrados, existe buena aireación con
suelos arenosos levemente arcillosos y los niveles de precipitación requeridos
oscilan entre 2000 a 4000 mm por año, distribuidos uniformemente durante el
año. Asimismo, la balsa crece en zonas de mayor precipitación, pero su calidad no
es requerida por los mercados (FAO, 2015).
Según modificado de Salinger, J. (2013), las características edáficas para su
producción son:

Los suelos con buen drenaje, buena disponibilidad de humedad, textura
franca, franco arenosos o franco limosos; aunque, esta planta cuando esta
asilvestrada crece en cualquier tipo de suelo.

El contenido de materia orgánica debe ser sobre el 3 % con el fin de
mantener la humedad, temperatura y disponibilidad de nutrientes en el
suelo.

El pH del suelo ligeramente ácido, con rangos preferible de 5.5 a 6.5.

La pendiente de los terrenos es ligeramente plano (3-10 %), a fin de
mecanizar las labores agrícolas, como deshierbe, riego, fertilización,
abonamiento y otras.

La profundidad efectiva del suelo será superior a 100 centímetros, a fin de
facilitar el desarrollo radicular de la planta
8
Identificación de zonas. Las zonas aptas para desarrollar el cultivo de balsa se
encuentran en el litoral ecuatoriano. Forman una faja que se inicia en San
Lorenzo, Quinindé, la Concordia, el Carmen, Santo Domingo de los Tsáchilas,
Buena Fe, la Maná, Quevedo, el Empalme, Ventanas, Catarama, Juan Montalvo,
Bucay, Guayaquil, la troncal, Naranjal y el Guabo (Valverde, O. 2012).
3.2.1. Manejo del cultivo y cuidados culturales:
Sistema de propagación. Según modificación de Osorio, P. (2015), el sistema de
propagación de balsa es solo sexual (semillas), pues es el único método conocido
y recomendado para plantaciones comerciales. El 98.84 % de los productores
evaluados realizan propagación sexual, siendo que en Ecuador utilizan semillas
nativas para establecer este cultivo, 53.50 % compran las plántulas en viveros
locales y el resto son productores.
Propagación sexual. De acuerdo con Ordoñez, I. (2012), de un kilo de semillas se
puede obtener como mínimo 35,000 plantas. Como tratamiento pre germinativo se
recomienda sumergir las semillas en agua hirviendo por 2 minutos o escarificar
con lija hasta que se muestre un aspecto poroso, luego dejarlas en agua por 24
horas, una vez secas las semillas se realizan un control de calidad, dejando para su
propagación solo aquellas que no presenten contaminación y tengan un tamaño
adecuado
Formación de vivero. Se prepara la tierra, con arena gruesa, compost y fertilizante
químico, en porciones iguales, mientras puede ir en dosis de 1 kilo (10-30-10) por
metro cúbico. Una vez preparado la tierra, se fumiga con cualquiera de los
siguientes productos: captan, bromuro de metilo, ditrapex o cloropicrina y se
cubre con polietileno para que surta efecto a la aplicación (Samaniego, C. y Prado,
L. 2012).
De acuerdo con Francis, J. (2012), la siembra de la semilla se puede realizar
empleando dos medios: en fundas con tierra y en camas directas al suelo
preparadas para el efecto. La germinación se produce entre los 15 y 30 días de
sembrado depende de la temperatura, humedad y variedad.
9
En fundas. Una vez que esta lista la tierra se procede a su enfundado, en bolsas
(unidades) de plástico perforadas (6 perforaciones por funda) de color negro, con
dimensiones 20 cm de largo por 16 centímetros de diámetro y 2 milésimas de
espesor. El llenado se realiza hasta 18 cm. de altura de la funda, con el fin que se
acumule y absorba lentamente el agua hacia el interior (Salinger, J. 2013). Cuando
las fundas de tierra están listas, se procede a colocar estas en un área sombreada,
formando bloques de un metro de ancho por diez de largo, dispuestas en filas o
hileras, a fin de facilitar las labores de deshierbas, fertilización, riego y conteo
(Salinger, J. 2013). La siembra se realiza colocando dos semillas en el centro de la
funda a 1 cm. de profundidad, quedando tapada totalmente con tierra (Valverde,
O. 2012).
En bancos o camas. Este sistema de vivero consiste en hacer bancos o camas de
propagación que sobresalgan aproximadamente a 20 centímetros del suelo con un
metro de ancho por diez o más de largo. La cama de este semillero estará
preparada de igual forma que la tierra para enfundado. En la cama se hacen tres
hileras de 3 cm. de profundidad, a 20 cm. de distancia entre si, las semillas se
colocan a 4 cm. de separación, son cubiertas con tierra y, finalmente, se apisonan
ligeramente (Paredes, R. 20163). Cuando las plántulas alcanzan 10 cm., es
recomendable trasplantar a fundas individuales, preparadas con anticipación y
humedeciendo la cama a fin de facilitar la extracción sin que se rompan las raíces.
Después, el trasplante definitivo se realiza, cuando las plantas han alcanzado 40 o
50 centímetros de altura (Tapia, M 20164).
3.2.2. Manejo del vivero.
De acuerdo con Francis, J. (2012), mientras permanece la planta en el vivero es
necesario realizar varias prácticas:
3
Con. Pers. Paredes, Ricardo. Marzo, 2016.Quevedo Ing. Agrónomo
Director de viveros
Plantabal. E-mail: [email protected]. Teléfono: 0997066170.
4
Con. Pers. Tapia, Z. Mónica, V. Abril, 2016.Quevedo Catedrática de UNESUM, Jipijapa. Ing.
Forestal y M. Sc. E-mail: [email protected]
10

Riego: Se hace con el fin de mantener el suelo húmedo para una buena
germinación, desarrollo de las plantas y se efectúa cuando sea necesario
(probablemente cada 4 días).

Deshierbas se realizan antes de controles fitosanitarios y fertilizaciones.
Generalmente, se realiza cada tres semanas a fin de evitar la competencia
de malas hierbas por nutrientes y luz.

Controles fitosanitarios preventivos y fertilizaciones foliares: las
aplicaciones se realizan con regularidad, la primera aplicación se da
cuando la planta tiene las dos primeras hojas, la siguiente un mes después
y, sucesivamente, mientras permanezca la planta en el vivero. La
aplicación se compone de un insecticida, un fungicida y abono foliar
completo.

Para que la germinación se realice adecuadamente (Francis, J. 2012)
recomienda colocar una cubierta de malla plástica sobre los bloques. Se
colocara a 1.70 M. del nivel del suelo y no permitirá el paso de todos los
rayos solares al mismo tiempo, manteniendo un ambiente fresco. Esta
malla se retirará a los dos meses de edad, con el fin de las plantas se
acostumbren a la exposición solar y no tenga un stress durante el
trasplante.
García W. (20165) considera importante los siguientes puntos:

Tener protección contra los vientos, animales, malla metálica y de
polietileno.

Los semilleros deben estar completamente nivelados y en una parte alta
para evitar se empoce el agua o inundaciones generales.

5
Haber acceso al riego permanente.
Con. Pers. García, Wilson. Febrero, 2016. Ing. Agrónomo encargado de MAGAP - Echeandia. .
Teléfono: 0991961980.
11

El suelo debe tener buen drenaje.

Aplicar un calendario de controles fitosanitarios preventivos.

La ubicación del vivero debe estar cerca de un lugar de control y
seguimiento oportuno.

La orientación del vivero debe ir de norte a sur, a fin de que las plantas
tengan iluminación adecuada permanente (García, W. 20166).
3.2.3. Plagas y enfermedades.
Se recomienda realizar controles preventivos durante los dos primeros años de
establecimiento de la plantación; posteriormente, revisiones periódicas y solo dar
tratamientos curativos en caso del aparecimiento. Las dos o tres aplicaciones
preventivas por año son de, en dos primeros años, insecticidas y fungicidas
(Saunders, J. 2012).
3.2.3.1.Consideraciones para el manejo fitosanitario.
El logro de este objetivo se consigue con una adecuada programación del cultivo y
los siguientes puntos (Alvin, P. 2012):

Con base en los requerimientos del establecimiento de plantaciones,
determinar las zonas ecológicas más aptas.

Empleo de variedades más resistentes a plagas y enfermedades de la zona.

Emplear material de propagación certificado o procedente de plantaciones
sanas.

Densidades de siembra acordes a las condiciones climáticas y edáficas,
mayor densidad en zonas secas y viceversa.

6
Realizar la desinfección de semilla.
Con. Pers. García, Wilson. Febrero, 2016. Ing. Agrónomo encargado de MAGAP - Echeandia.
Teléfono: 0991961980.
12

Fertilizar el suelo con base en sus resultados de análisis de fertilidad para
micro y macro elementos, con el fin de tener plantaciones sanas y
vigorosas a un menor costo

Preparar el suelo adecuadamente a fin de que este se encuentre suelto y
con buen drenaje.

Realizar deshierbas y raleos cada que sea necesario con el objeto de
reducir competencia por los nutrientes, luz solar y el peligro que las malas
hierbas sean hospederos de plagas y/o enfermedades que contagien a la
balsa.

Desinfectar las herramientas agrícolas antes de su utilización.

Evitar o disminuir daños mecánicos en las plantas de balsa, con el objeto
de reducir la acción de enfermedades.

El uso de agroquímicos en
cultivos se debe realizar siguiendo las
especificaciones de cada producto, con el propósito de no emplear
sobredosis y causar intoxicación en plantas.
La práctica de estos puntos permitirá mantener un cultivo más sano y con mayores
rendimientos por hectárea
3.3.Características de Trichoderma sp:
Trichoderma sp es un hongo mico-parasito y según las condiciones del sitio en
donde se esté reproduciendo, crece y se ramifica con típicas hifas que pueden
oscilar entre 3 y 12 m de diámetro. La esporulación asexual ocurre en conidios
unicelulares de color verde que generalmente tienen 3 a 6 m de diámetro (FAO,
2015).
3.3.1. Taxonomía Según Livas D. (2013), la clasificación taxonómica de este
micro- organismo es:
Súper Reino:
Eucariota
13
Reino:
Fungi
División:
Ascomycota
Subdivisión:
Pezizomycotina
Clase:
Sordariomycetes
Orden:
Hypocreales
Familia:
Hypocreaceae
Género:
Trichoderma sp.
3.3.2. Generalidades del Trichoderma sp. Según MAGAP (2014), son:

El género Trichoderma sp fue identificado en 1871 y ha sido ampliamente
estudiado; es un hongo anaerobio facultativo microscópico, que se
encuentra de manera natural en un número importante de suelos agrícolas
y otros tipos de medios

De este microorganismo existen más de 30 especies, todas con efecto
benéfico para la agricultura y otras ramas. La especie más utilizada en la
agricultura es Trichoderma harzianum.

Otras especies reportadas como Fito benéficas son hamatum, lignorum,
virens, viride y koningii.
Su desarrollo se ve favorecido por la presencia de altas densidades de raíces,
colonizadas rápidamente por estos micro-organismos. Uno de los mecanismos
interesantes de Trichoderma sp es tomar los nutrientes de hongos que degrada y
de materiales orgánicos ayudando a su descomposición; por lo que las
incorporaciones de materia orgánica y compostaje lo favorecen; también, requiere
de humedad para poder germinar Báez, F. (20167). Además, la velocidad de
crecimiento de este microorganismo es bastante alta, siendo capaz de establecerse
en el suelo y controlar enfermedades; probablemente, sea el hongo beneficioso
más versátil y polifacético que abunda en los suelos (Fernández, O. 2013).
7
Con. Pers. Báez, Francisco. Marzo, 2016.Quito Ing. Agrónomo Director del departamento de
Investigación INIAP. Teléfono: 0994049748.
14
Trichoderma sp como agente de control biológico. El control biológico puede ser
definitivo como reducción del inoculo o la actividad de un patógeno mediante la
acción natural de uno o más microorganismos a través de la manipulación del
ambiente, del hospedero, del antagonista o por una introducción masiva de uno o
más microorganismos (Estrella, A. 2012). Esta forma de control ha tomado
importancia en los últimos años, fundamentándose principalmente en la selección
de organismos del suelo con propiedades antagónicas sobre organismos que
generan enfermedades en las plantas. El uso de Trichoderma sp como agente de
control biológico se da por la identificación precisa, adecuada formulación y
estudios acerca de los efectos sinérgicos de sus mecanismos de Biocontrol.
Además, ésta presenta otras características como ubicuidad, facilidad para su
aislamiento y cultivo, rápido crecimiento en un gran número de sustratos y no
afecta a las plantas superiores (Aguledo, P. 2012).
Según estudios realizados por Harman, E. (2012), en que empleó cepas de
Trichoderma sp frente al Fitopatógeno Fusarium oxysporum, se observó que el
porcentaje de protección en pre-emergencias de las semillas de tomate
(Lycopersicon sculentum) fue el equivalente al 66.94 % contra este tipo de
Fitopatógeno al compararse con el control. Asimismo, estudios de investigación
en post emergencia de tomate demostraron eficiencia de esta cepa como agente
biocontrolador frente a fitopatógenos de Rhizoctonia solani y Fusarium
oxysporum.
La descripción del hongo Trichoderma sp es la siguiente:

Colonias: Forma colonias flojas o compactas, pudiendo presentarse
numerosas variaciones entre estos dos extremos; pueden presentarse estas
características sobre una misma colonia; la compactación de colonias está
relacionada con la estructura de los conidióforos (Kubicek, C. 2012).

Micelio: Se encuentra constituido por hifas hialinas, sentadas de paredes
lisas y con abundante ramificación (Kubicek, C. 2012).
15

Clamidosporas: Están presentes en muchas especies, siendo intercalares u
ocasionalmente terminales o se desarrollan sobre una ramificación lateral
de una hifa corta, globosa o elipsoidal, incolora y de pared lisa (Papavisa,
G. 2014).

Conidióforos: Son cónicos o piramidales que poseen una estructura
compleja, caracterizada por una abundante ramificación lateral corta,
individualmente o en grupos de tres, otros se colocan hacia afuera,
alejados de las ramificaciones laterales (Acevedo, R. 2012).

Esporas: Son fialosporas producidas individualmente o sucesivamente
acumuladas en el ápice de las fialides, conformando una cabeza de esporas
cuyo diámetro es inferior a 15 m, raramente pueden estar en cadenas
cortas; pueden ser lisas o de pared rugosa, hialinas o verde amarillentas a
verde oscuras; a veces con apariencia angular, ocasionalmente truncada en
su base (Acevedo, R. 2012).

Fialides: Son largas y delgadas y tienen la forma de una botella en
verticilos de tres a cuatro pareadas y forman estructuras piramidales
(MAGAP, 2014).
3.4. Ecología.
Según Butler, E. (2013), el género Trichoderma sp está compuesto por hongos
que se encuentran presentes en forma natural en casi todos los suelos y otros
hábitats del planeta. Los hongos de géneros Aspergillus, Chaetomium,
Curvularia, Fusarium, Memnoniela, Phoma, Thielariopsis y Trichoderma sp
son los principales causantes de la degradación de la celulosa en suelos húmedos.
3.4.1. Mecanismo de acción.
Sumado a su facilidad para colonizar las raíces de las plantas, Trichoderma sp ha
desarrollado mecanismos para atacar y parasitar a otros hongos. Según Rodríguez,
I. (2012), varios mecanismos con que actúa Trichoderma sp han
sido
demostrados como biocontrolador y colonizador de raíces:
16

Micoparasitismo.

Antibiosis.

Competición por nutrientes y espacio.

Tolerancia al estrés por parte de la planta, al ayudar al desarrollo del
sistema radicular.

Solubilización y absorción de nutrientes inorgánicos.

Resistencia inducida.

Desactivación de las enzimas de los patógenos.
El mecanismo exacto de bio-control que utiliza el hongo está todavía por
investigarse, pero el resultado de numerosas investigaciones realizadas con cepas
de este género indican, según Butler, E. (2013), lo siguiente:

El mico parasitismo se considera como un atributo de todas las especies de
Trichoderma sp y el mejor mecanismo de control biológico de distintas
enfermedades fúngicas.

En el proceso de destrucción de patógenos por el microorganismo hongo
Trichoderma sp, intervienen una gran cantidad de enzimas que son
capaces de segregar sustancias antibióticas.

El mecanismo de “competencia” que poseen algunas cepas de
Trichoderma sp se considera esencial para la prevención de enfermedades,
pues la zona colonizada no podrá ser ocupada por ningún patógeno.

Debido al aumento de crecimiento de raíces que se genera por la secreción
de fitohormonas, existe una mejora en la tolerancia al estrés hídrico.

En algunos casos se especula la capacidad de Solubilización de algunos
nutrientes minerales como zinc o fósforo, escasamente solubles o
insolubles (Sacerio, C. 2012).

Se ha descubierto recientemente que algunas cepas pueden inducir a la
planta para que "enciendan" su mecanismo nativo de defensa, esto hace
17
pensar que se podrían controlar a otros patógenos a parte de los hongos
(Butler, E. 2013).

Es efectivo como tratamiento de semillas en cultivos hortícolas, extensivos
y ornamentales. Aunque, no hay que crearse falsas expectativas a la hora
de compararse con el nivel de erradicación de enfermedad que posee un
fungicida químico, el hongo Trichoderma sp coloniza las raíces, aumenta
la salud, masa radicular y, consecuentemente, se obtienen mayores
rendimientos, cosa que no se consigue con un fungicida convencional
(Elorza, P. 2013).

Es efectivo empleado como aditivo a turbas empleadas en semilleros, o
aplicada directamente en trasplantes, plantas de maceta o invernaderos:
Puede reducir el uso de plaguicidas limitando el ataque de enfermedades
de raíz y ofrecer protección a largo plazo para los trasplantes en el campo
(Elorza, P. 2013).
Taxonomía y genética. Según Livas, D. (2013), la mayoría de cepas de
Trichoderma sp no poseen etapa sexual, por lo que producen únicamente esporas
asexuales. Sin embargo, se conoce la etapa sexual de unas pocas cepas, pero no
han sido consideradas para propósitos de biocontrol. La etapa sexual se encuentra
bajo los hongos, cuando está presente, Ascomycetes en el género Hypocrea. De
manera general, las especies de Trichoderma sp crecen rápidamente, producen
conidios abundantes y tienen amplia gama de enzimas, que les permite habitar en
casi todos los suelos agrícolas y en otros ambientes, demostrando gran plasticidad
ecológica. Como su hábitat es el suelo, se le enmarcó como control biológico de
patógenos presentes en el mismo. No obstante, se demostró que tiene acción
contra hongos causantes de enfermedades foliares. Las características como
agente de control dependen más de las cepas de Trichoderma que de la especie,
pues pueden presentar diferencias en sus modos de acción, aun perteneciendo a
una misma especie. Esto refuerza la necesidad de efectuar una correcta selección
de, según Revista Protección Forestal (2013), aislamientos respecto a sus dianas y
ambientes para obtener resultados consistentes en condiciones de campo.
18
Rango de hospederos. La capacidad de producir diversos metabolitos, adaptación
a diversas condiciones ambientales y sustratos confiere a Trichoderma sp la
posibilidad de ser utilizado en la industria biotecnológica (Revista Protección
Forestal, 2013). El estudio de modos de acción en el proceso de selección de
aislamientos de Trichoderma sp como controlador biológico de determinada
plaga aún no se aborda profundamente como elemento clave en el manejo de la
misma. Aspecto que repercute en la eficacia y perdurabilidad de los aislamientos
seleccionados en los sistemas productivos (Revista Protección Forestal, 2013).
Ciclo de vida. El organismo crece y se ramifica desarrollando típicas hifas
fúnjales de 5 a 10 μm de diámetro. La esporulación asexual ocurre en conidios
unicelulares (3 a 5 μm de diámetro), usualmente de color verde liberados en
grandes cantidades. También, se forman clamidosporas de descanso y
unicelulares, que pueden fusionarse entre dos o más (Harman, E. 2012).
Susceptibilidad a los pesticidas. Según Revista Protección Forestal (2013), la
presencia de Trichoderma sp en suelos agrícolas y naturales en todo el mundo es
una evidencia de ser un excelente competidor por espacio, recursos nutricionales y
su plasticidad ecológica. La competencia por nutrientes de Trichoderma sp es
principalmente por carbono, nitrato y hierro.
De forma general, entre las características que favorecen la competencia de este
antagonista se encuentra la alta velocidad de crecimiento que posee gran parte de
sus aislamientos y la secreción de metabolitos de diferente naturaleza, que frenan
o eliminan a los competidores en el microambiente. Este modo de acción influye
en «bloquear el paso» al patógeno y resulta importante para la diseminación del
antagonista (Revista Protección Forestal, 2013).
Trichoderma sp tolera muchos fungicidas como bromuro de metilo, Captan y
maneb. Donde, el agente de bio-control puede tener una relativa ventaja para
sobrevivir en campos agrícolas. Sin embargo, los pesticidas mancozeb y thiram no
deben emplearse el mismo día con el biopreparado Trichoderma sp debido a que
puede ser de moderada a ligeramente tóxico (Kubicek, C. 2012).
19
Zona de vida. Según Revista Protección Forestal (2013), las especies de
Trichoderma sp no son exigentes con relación al pH del sustrato. Pueden crecer
en suelos con pH desde 5.5 a 8.5 aunque los valores óptimos se encuentran entre
5.5-6.5; es decir, en un ambiente ligeramente ácido. El desarrollo de Trichoderma
sp se activa con la presencia de humedad, con óptimo de 60 % de la capacidad de
retención de humedad del suelo. A porcentajes mayores de saturación, la
colonización y sobrevivencia disminuyen por baja disponibilidad de oxígeno. Los
aislamientos de Trichoderma sp ayudan a la descomposición de materia orgánica
y, además, de hongos que degradan. Se encuentran en suelos con abundante
materia orgánica y, por su relación con esta, es ubicado en el grupo de hongos
hipogeos y predadores (Revista Protección Forestal, 2013).
Dosis. La presentación líquida se usa en dosis de 40 l de solución final en 400
L/Ha. Cuando Trichoderma sp es utilizado para el control de hongos del suelo
puede mezclarse con materia orgánica u otras enmiendas utilizadas como
fertilizantes, como se hace con inoculantes bacterianos usados como fertilizantes
biológicos (Butler, E., 2013). De acuerdo con Rodríguez, I. (2012), la dosis
recomendadas son 1 % en riego por inundación (24 L/Ha) y 2 L/Ha en anegada833 m². En cultivos hortícolas se hacer mínimo dos aplicaciones una al inicio
(óptimo 5-3 días antes de sembrar) y otra a los 15 días. Se recomienda fumigar
sobre suelo húmedo y si el cultivo anterior presento alguna enfermedad por
hongos radiculares, se recomienda la primera aplicación al 2 % y de 7 a 3 días
antes de sembrar o trasplantar.
Beneficios. Trichoderma sp es un hongo antagonista de patógenos vegetales,
presente en la mayoría de los suelos. Su crecimiento se ve favorecido por la
presencia de raíces de plantas, a las que coloniza rápidamente. Según Sacerio, C.
(2012), algunas cepas son capaces de colonizar y crecer en las raíces a medida que
éstas se desarrollan. Una vez formulado el producto, su aplicación es fácil, pues
puede añadirse directamente a las semillas o al suelo, semilleros, trasplantes,
bandejas y plantas de maceta, empleando cualquier método convencional
20
De acuerdo con Velázquez, J. (2014), Trichoderma sp tiene excelentes
propiedades para el control biológico:

Protege raíces de enfermedades causadas por Pythium, Rhizoctonia,
Fusarium, permite el crecimiento de raíces más fuertes y sistemas
radiculares más sano.

Aumenta capacidad de captura de nutrientes y humedad, así como mejora
rendimientos en condiciones de estrés hídrico.

No requiere equipamiento especial para su aplicación.

Compatible con inoculantes de leguminosas y posibilidad de aplicar a
semillas que han sufrido un tratamiento fungicida químico.

Disminuyen y, en algunos casos, eliminan la necesidad de tratar con
fungicidas químicos, reduciendo costos y uso de fertilizantes, pues las
plantas tienen más raíces y las utilizan mejor.
De acuerdo con Papavisa, G. (2014), la estimulación de crecimiento de la plantas
por Trichoderma sp puede atribuirse al control de fitopatógenos menores,
producción de hormonas, vitaminas y conversión de nutrientes del suelo zinc,
magnesio y potasio de una forma no asimilable a una, mediante Trichoderma sp,
asimilable para la planta.
3.4.2. Descripción de la enfermedad (Damping-off).
En los viveros se puede presentar el ataque de un complejo de hongos del suelo
que produce un daño conocido como “mal de talluelo”, “mal de semillero”,
“pudrición de raíces”, “chupadera” o “Damping off” que induce síntomas de
clorosis, volcamiento de plántulas, estrangulamiento del tallo y pudrición de las
raíces. En la mayoría de caso, esto es provocado por hongos como Rhizoctonia
solani, Fusarium sp, Pythium sp, Phytophora sp, Cylindrocladium sp, o Botrytis
cinérea (Zanón, M. 2015).
Según Noel, O. (2012), el ahogamiento de las plántulas es una enfermedad que se
encuentra ampliamente distribuida por todo el mundo. Aparece en valles, suelos
forestales, en climas tropicales, templados, e invernaderos. Esta enfermedad afecta
semillas, plántulas y plantas adultas de casi todos los tipos de hortalizas, cereales,
21
muchos árboles frutales y forestales. En cualquiera de los casos, los daños más
importantes son las que sufren las semillas y las raíces de las plántulas durante su
germinación, sea antes o después de que emerjan del suelo. Las pérdidas debidas a
esta enfermedad varían considerablemente según la temperatura, humedad del
suelo y otros factores. Con mucha frecuencia, las plántulas de los almácigos son
completamente destruidas por la enfermedad del ahogamiento o bien mueren poco
después de que han sido trasplantadas (Noel, O. 2012).
Algunos hongos relacionados con esta enfermedad pueden infectar la plántula
semanas después de germinar y atacan el tejido leñoso de raíces. Las partes aéreas
presentan clorosis del follaje o marchitez de la parte superior del tallo, síntomas
producto de la pudrición del sistema radicular (Rogg, H. 2013).
Aparición de Damping off en diferentes etapas:
En preemergencia. Los microorganismos atacan semillas y plántulas antes de que
emerjan del sustrato, manifestándose por la necrosis del hipocótilo y de
cotiledones. Este tipo de infección es difícil de diagnosticar porque no hay
sintomatología visible, puede sospecharse su presencia cuando los porcentajes de
germinación son más bajos que los obtenidos corrientemente (Benítez, R. 2012).
Es la ausencia total de germinación debida a la excesiva contaminación por
hongos patógenos que destruyen el embrión o bien, como consecuencia de ataques
primarios a jóvenes radiculares, no permitiendo que la plántula alcance el
suficiente desarrollo para atravesar la superficie del suelo (Noel, O. 2012).
En pos emergencia. Según Estrella, A. (2012), es la penetración de hongos
fitopatógenos en tejidos tiernos, todavía no lignificados de raíces y eje del
hipocótilo, así como la muerte de la planta después de la emergencia se observa
un anillo de color café rojizo alrededor del talluelo en la línea con el suelo, que
causa estrangulamiento e impide el transporte de elementos nutritivos para la
planta, ocasionando la caída de la plántula generalmente antes de que se presenten
las hojas verdaderas.
22
3.4.3. Descripción de los agentes causales de Damping off:
Rhizoctonia solani. Este es un hongo ampliamente distribuido en todo el mundo,
tanto en suelos cultivados como no cultivados, que pueden actuar como saprofito
o ser un patógeno de las plantas. Morfológicamente se caracteriza por presentar un
micelio de color pardusco (en medio artificial), filamentoso, ramificado en ángulo
recto y con una ligera constricción en los septos cerca del punto de ramificación
(Espinoza, R. 2012).
No produce esporas en condiciones naturales ni en medio de cultivo, por lo que
las características del micelio son básicas para su identificación. Estos producen
esclerocios de 0.2 a 2 mm de diámetro, que constituyen su principal medio de
supervivencia (Valverde, O. 2012). Durante el desarrollo de la plántula, las hifas
rodean los tejidos del hospedero y luego lo penetran; el micelio avanza inter e
intracelularmente y mata la planta por anillamiento profundo del talluelo,
generalmente cerca del nivel del suelo. La diseminación ocurre por fragmentación
del micelio producida por el movimiento de partículas del suelo, que portan
fragmentos de hifa con esclerocios, por efecto de las prácticas culturales, el riego
o la lluvia. La sobrevivencia ocurre sobre tejidos en descomposición, en forma de
micelio o esclerocios (Salinger, J. 2013).
Fusarium sp. Es un parásito facultativo que habita normalmente en el suelo. Entre
las especies que ejercen su acción patogénica en los viveros, con mayor frecuencia
son Fusarium centricosum, Fusarium moniliforme, Fusarium oxysporum y
Fusarium solani. Este hongo se encuentra distribuido por todo el mundo y tiene
una amplia gama de hospederos, entre los que se destaca la teca, balsa y otras
especies forestales (Arriagada, V. 2012)
Según Rogg, H. (2013), el hongo produce un crecimiento algodonoso blanco
sobre los tejidos afectados, compuesto por micelio septado, con clamidosporas,
una multitud de macro y micro conidios. En los medios de cultivo se observan
colonias de color blanco; en algunas, dependiendo de la especie, se produce un
pigmento rojizo o morado bajo la colonia. La temperatura óptima para su
desarrollo está entre los 25 y los 30 ºC. Los síntomas de Fusarium se diferencian
23
de otros patógenos porque, con escasas excepciones, se observa una coloración
rojiza en los tejidos dañados o el oscurecimiento de tejidos internos del tallo, unos
pocos centímetros por encima del sitio de la lesión. La sobrevivencia ocurre sobre
tejidos en descomposición, en forma de micelio o Clamidosporas (Samaniego, C.
y Prado, L. 2012).
Pythium sp. De acuerdo con Saunders, J. (2012), es un hongo que habita en el
suelo y actúa como parásito facultativo. Tiene vida saprofítica y ocasionalmente
puede atacar a las plantas, sobre todo durante las primeras semanas del
crecimiento, cuando se desarrollan en condiciones de alta humedad. Asociado con
Rhyzoctonia y Fusarium produce el “mal del talluelo”, que parece ser el agente
más importante cuando la enfermedad se produce en pre y post-emergencia.
Produce un micelio blanco y filamentoso sobre el material infectado, muy
ramificado y de rápido crecimiento. La infección se efectúa por medio de micelio
proveniente de residuos de cosecha, que avanza internamente y produce
esporangios, que luego libera en el suelo. Si la temperatura es superior a 18 ºC, los
esporangios germinan y forman una nueva hifa. Si la temperatura está entre 18 y
10 ºC, el esporangio germina, liberando zoosporas que nadan y se enquistan para,
después de cierto tiempo de latencia, germinar y reiniciar el proceso de infección
(Alvin, P. 2012).
Al comienzo, el síntoma apenas se percibe por debajo del nivel del suelo,
dependiendo de humedad y profundidad de siembra. El micelio consume el
contenido celular y destruye la pared celular. Por el contrario, en plantas más
desarrolladas, la lesión crece durante cierto tiempo bajo el nivel del suelo hasta
que logra sobrepasarlo. Ahí la lesión es mayor y limita la translocación del agua,
por lo que la planta muere. En etapas de mayor madurez, el hongo se limita al
punto de infección, pues las gruesas paredes y la lignificación de tejidos impiden
la formación de una lesión de mayor tamaño (Ordoñez, I. 2012).
Phytophthora sp. Según Revista Protección Forestal (2013), hay varias especies
de Phytophthora que causan pudrición de raíces. Las plántulas pueden morir en
pocos días o en algunas semanas; en las plantas adultas, la pudrición de raíces
24
puede ser lenta o rápida, dependiendo del inóculo y de las condiciones
ambientales. El ataque del patógeno destruye el sistema radical completo,
traduciéndose en la muerte más o menos rápida de toda la planta. Las especies
más afectadas son los pinos.
El hongo sobrevive en forma de oosporas, clamidosporas o micelio en las raíces
infectadas o en el suelo. Las oosporas pueden germinar, en tanto que el micelio
produce esporangios que luego germinan e infectan. Al igual que Pythium, en
temperaturas comprendidas entre 10 y 12 ºC, Phytophthora libera zoosporas del
esporangio que también pueden infectar una vez que hayan germinado. El ataque
es más severo en los viveros, donde se mantiene alta humedad y temperaturas de
entre 15 y 23 ºC (Rogg, H. 2013).
Sclerotium sp. Este tipo de enfermedad se manifiesta en cualquier etapa de
desarrollo, los síntomas más comunes son amarillamiento general de las plantas,
seguido por la muerte descendente de hojas más externas, las plantas afectadas
retardan su crecimiento y, posteriormente, mueren. Sclerotium sp forma una
especie de micelio blanquecino en la base del tallo, esclerocios negros esféricos
situados en la superficie o en el interior de los tejidos (Saunders, J. 2012).
Tizón, añúblo (Ascochyta pisi). Este tipo de hogo produce lesiones en hojas, tallos
y vainas. En hojas y vainas provoca lesiones circulares que van de 2 a 8 mm, de
color café claro con anillos concéntricos. Las lesiones por lo general se presentan
en el tercio inferior de la planta, en ocasiones pueden llegar a afectar severamente
al tercio medio dentro la misma. En los tallos las lesiones son alargadas de color
castaño claro con el centro grisáceo y puntuaciones oscuras donde se encuentran
las formas reproductivas del hongo (Alvin, P. 2012).
Quemazón de las hojas (Mycosphaerella pinoides). Según Arnold, F. (2013), los
primeros síntomas de Mycosphaerella pinoides son el cambio de coloración en
tallos y raíces; posteriormente, se producen manchas pardo rojizas en hojas y
vainas, si el tiempo es húmedo estas manchas tienden a incrementar de diámetro
generando grandes pérdidas económicas
25
Antracnosis (Colletotrichum pisi). Se caracteriza por manchas necróticas
pardogrisáseas rodeadas por un borde purpura, las nervaduras aledañas a la lesión
se necrosan de igual manera, siendo este el síntoma más típico para reconocer la
enfermedad (Arriagada, V. 2012).
Mildeo velloso (Peronospora pisi). Este tipo de enfermedad se presenta cuando la
humedad relativa aumenta y se manifiesta en el haz de hojas con una ligera
clorosis, en envés de hojas se forma una lana gris, que si no es controlada a
tiempo puede ocasionar daños muy severos (Bordero, V. 2012).
Cenicilla, oídio, mildeo polvoso (Erysiphe pisi). Se manifiesta con manchas
cloróticas, difusas y en foliolos de hojas basales. Posteriormente, se cubre de un
moho ceniciento, que si no es controlado avanza hacia los tallos y vainas
generando lesiones rectangulares oscuras (Rogg, H. 2013).
Moho gris, botrytis (Botrytis cinérea). Este tipo de enfermedad ataca las partes
más jugosas en plantas, los segmentos afectados adquieren un color azul o gris
característico del patógeno, con el paso de los días las lesiones se secan y se
rompen (Samaniego, C. y Prado, L. 2012).
Sustratos. Los sustratos son una mezcla o compuestos de materiales activados o
inertes. Son usados como medios de propagación en algunas especies vegetales.
Los sustratos están formados por fragmentos de diferentes materiales, resultando
en un complejo de partículas de materiales rocosos y minerales característicos.
También, los sustratos pueden estar constituidos por ciertos organismos vivientes
o muertos. De la selección de sustrato apropiado dependerá la rapidez de
germinación de semilla de la especie (Ansorena, J. 2012).
Funciones del sustrato. De acuerdo con Chimbo, D. (20168), las funciones
primordiales del sustrato son:
1.
8
Suministrar anclaje a las plántulas.
Con. Pers. Chimbo, David. Febrero 2016.Riobamba Ing. Agrónomo Especialista en Hongos
fitopatógenos: [email protected].
26
2.
Abastecer agua y sustentos que solicita.
El sustrato inmejorable se reformará en función de la especie destinada a
germinar. Asimismo, el aumento y tamaño de poros, la capacidad de retención de
agua, sustentos, pH, la salinidad, etcétera permitirán distinguir entre tipos de
sustratos.
Características del sustrato ideal. Se evalúa medios de cultivo dependiendo la
cantidad de factores, como tiempo de material vegetal con el que se trabaja
(semillas, plantas, estacas, etcétera), especie vegetal, condiciones climáticas,
sistemas, esquemas de riego, fertilización, aspectos económicos, etcétera. Para
obtener buenos resultados durante germinación, enraizamiento y crecimiento de
plantas, se requieren las siguientes características del medio de cultivo (Tapia M.
20169):
a) Propiedades físicas (Uribe, M. et, al. 2012):

Elevada capacidad de retención de agua, fácilmente disponible.

Suficiente suministro de aire.

Distribución del tamaño de partículas que mantenga las condiciones
anteriores.

Baja densidad aparente.

Elevada porosidad.
b) Propiedades químicas (Muñoz, V. 2012):

Baja o apreciable capacidad de intercambio catiónico, dependiendo de que
fertirrigación se aplique permanentemente o de modo intermitente,
respectivamente.

Suficiente nivel de nutrientes asimilables.

Baja salinidad.

Elevada capacidad catiónica y capacidad para mantener constante el pH.

Mínima velocidad de descomposición.
9
Con. Pers. Tapia, Z. Mónica, V. Abril, 2016.Quevedo Catedrática de UNESUM, Jipijapa. Ing.
Forestal y M. Sc. E-mail: [email protected].
27
c) Otras propiedades (Revista Protección Forestal, 2013):

Independiente de semillas de malas hierbas, nematodos y otras nocivas
sustancias Fito tóxicas.

Reproductividad y disponibilidad de medio de cultivo.

Costo económico.

Fácil de mezclar.

Fácil de desinfectar y estabilidad frente a la desinfección.

Tenacidad a permutaciones, extremas físicas, químicas y ambientales.
Descripción general de algunos sustratos. Según Restrepo, I. (2013), son
elementos de origen natural, síntesis o residual, mineral u orgánico, que en forma
pura o en mezcla colocado en un contenedor permite el anclaje del sistema
radicular de la planta y desempeña un papel de soporte para la planta
Tamo de arroz. El tamo de arroz o cascarilla en la industria molinera descrita
como un subproducto, es obtenido de zonas arroceras en abundancia en varios
países y tiene propiedades para preparar sustrato, sea cruda o ligeramente
carbonizada. Su principal función de esta mezcla es favorecer la oxigenación del
sustrato y es recomendable hacer un proceso de desinfección química o anaerobia,
con el fin de eliminar partículas pequeñas, hongos, larvas de insectos u otro
microorganismo (Restrepo, I. 2013).
Tierra de guabo (Inga eolulis). Este material puede ser utilizado como sustrato,
con el objeto de ayudar a la germinación y formación de nuevas plantas. La tierra
de guabo posee moderada capacidad de retención de agua y aire debido a la
estructura esponjosa que posee (Ansorena, J. 2012).
Tamo de café (Coffe arábiga). Según lo modificado de Mogrovejo, M. (2014),
uno de los subproductos de café presenta alternativas laboriosas para una reciclada
total; ejemplo, su transformación en humus de lombrices, abonos orgánicos
fermentados tipo bocashi y su participación en
elaboración de aboneras
(composteras).
28
Humus de lombriz. Actualmente, este sustrato es uno de los mejores. Su aporte en
nutrientes disponibles es excepcional; además, mejora la estructura del sustrato y
su composición química (Tápia, M. 201610).
3.5.
Vivero.
Es el lugar donde se realiza la producción de plantas. Se producen plántulas de
calidad y en cantidad necesaria para la plantación en el sitio definitivo. Los
viveros pueden ser establecidos dentro de fincas o lugares que reúnan las
condiciones favorables. En un vivero debe haber suficiente agua para el riego,
terrenos con buen drenaje para evitar encharcamientos y cercanos a la plantación
para facilitar el transporte de plantas (Pinzón, R. 2013).
- Construcción del vivero. Se estima que para producir de 1000 a 1,200 plantas, se
requiere un área de 20 m² (50 a 60 fundas por m²) que incluya espacios o calles
para facilitar las labores de manejo y mantenimiento. El tamaño del vivero estará
en función del
tamaño de las fundas a utilizar. De la misma manera, la
protección de plántulas de rayos solares requiere Sarán, cade u hojas de plátano
(Rodríguez, J. 2012).
- Labores culturales en el vivero. De acuerdo con Tapia (201611), son cuidados
indispensables para el buen desarrollo de las actividades del vivero.
3.6. Riego.
En la etapa de germinación es de primera necesidad. Es importante mencionar que
uno de los factores para el estímulo del desarrollo de las plantas es la humedad
adecuada. El riego se dosifica por lo menos dos veces al día, a primera hora de la
mañana y al caer la tarde, pudiendo variar de acuerdo a las condiciones climáticas
10 11
,
Con. Pers. Tapia, Z. Mónica, V. Abril, 2016.Quevedo Catedrática de UNESUM, Jipijapa.
Ing. Forestal y M. Sc. E-mail: [email protected].
29
de la zona. En general, las plantas deben permanecer húmedas, pero sin excesos
de agua que puedan fomentar enfermedades (Salazar, J. 2012).
3.7. Control de malezas.
Según García, W. (201612), las malezas o hierbas indeseables requieren de un
especial seguimiento y control en todas las etapas de producción del vivero. Sus
desventajas son:

Competir con plántulas del vivero por luz y nutrientes del sustrato.

Pueden ser hospederas de insectos, hongos o bacterias causantes de
enfermedades.

Dan aspecto antiestético y desaseo general.

Las malezas se pueden controlar de dos maneras: por métodos manuales
y/o químicos.
Métodos manuales. De acuerdo con Lara G. (2016), son preferibles sobre los
métodos químicos por su bajo costo y ningún riesgo de afectar la producción del
vivero y debe realizarse cuando las malezas estén pequeñas, mínimo cada 15 días
o una vez por mes, hasta que la planta se desarrolle, evitando el desarrollo de
malezas.
Métodos químicos. Existe una variada gama de herbicidas utilizados, según
indicaciones del productor. Existen varias formas de presentación, prevaleciendo
la líquida (MAGAP, 2014).
12
Con. Pers. García, Wilson. Febrero, 2016. Ing. Agrónomo encargado de MAGAP - Echeandía.
Teléfono: 0991961980.
30
3.8. Fertilización.
Los programas de fertilización se proyectan con base en 3 macro nutrientes
principales (N, P, K); los niveles de fertilización deben ajustarse a cada una de las
tres etapas de desarrollo de la plántula en vivero. Los elementos anotados NPK
son los más importantes y deben tenerse en cuenta en todos los programas de
fertilización. Además, los otros elementos llamados menores, como Boro (B),
Calcio (Ca), Magnesio (Mg), etcétera. Finalmente, de acuerdo con Rodríguez, J.
(2012), se deben tomar en cuenta los fertilizantes orgánicos y químicos.
3.9. Control de plagas y enfermedades.
Según Saunders, J. (2012), los principales organismos que causan problemas
sanitarios afectando la
productividad en el vivero contemplan tres grupos:
invertebrados (insectos, ácaros y babosas), microorganismos (hongos, bacterias y
virus), nematodos y vertebrados (aves y roedores). Las plántulas deben salir al
campo libre de insectos y/o enfermedades o daños ocasionados por ellos, el
adecuado manejo del vivero, la prevención y las técnicas de control
adecuadamente realizadas permiten el crecimiento y desarrollo de plántulas sanas.
31
IV MARCO METODOLÓGICO
4.1 Materiales
4.1.1 Ubicación de la Investigación
El presente trabajo investigativo, se realizó en:
4.1.2
Provincia
Bolívar
Cantón
Echeandía
Parroquia
Central
Sitio
Comunidad Oronguillo
Finca
Señor Ángel Chimborazo
Cultivos aledaños
Cacao, cítricos, musáceas y maíz
Situación geográfica y climática
Parámetros
Altitud
360 msnm
Latitud
01º24’06’’ S
Longitud
79º 8’48’’ W
Temperatura máxima
25°C
Temperatura mínima
22°C
Temperatura media anual
19 °C
Precipitación media anual
2000 mm
Humedad relativa (%)
92
Heliofania
12 h luz
Fuente: Plan de Desarrollo y Ordenamiento Territorial (2015)
32
4.1.3
Zona de vida.
Según Modificado de Holdrigde (2016), la zona de vida donde se realizó la
investigación corresponde al piso bosque húmedo subtrópico (bh-ST), con
vegetación de cítricos, especies forestales, arbustivas y musáceas.
4.1.4
Material experimental:

Tres cepas de Trichoderma sp. en estado líquido.

Dos métodos de siembra (fundas de polietileno perforadas y camellones).

Semillas de balsa (Ochroma pyramidale).
4.1.5
Materiales de campo:
Libreta de campo, lápiz, manguera, regadera manual, azadón, rastrillo, pala,
machete, rótulos, carretilla, bomba mochila, zaranda, sacos, semillas de balsa,
sustratos, Trichoderma sp, cámara fotográfica, calibrador vernier, flexómetro,
cinta métrica, piola y fundas perforadas de polietileno con una medida 7*11
Pulgadas.
4.1.6
Materiales de oficina.
Computadora, internet, impresora, hojas de papel boom, flash memory,
calculadora, lápiz, borrador, libreta de campo.
4.2
Métodos:
4.2.1

Factores en estudio:
Factor A: Métodos de siembra.
A1 = Fundas de polietileno perforadas de 7*11 Pulgadas.
A2 = Camellones
33

Factor B: Cepas Trichoderma sp.
B1 = Trichoderma harzianum J13 –ESPOCHB2 = Trichoderma sp Puruguay –UEB
B3 = Trichoderma harzianum Guanujo –ESPOCH-

Factor C: Dosis de Trichoderma sp.
C 1 = 50 UFC.
C 2 = 75 UFC.
C3 = 100UFC.
4.2.2
Tratamientos.
Se basan en un Diseño Experimental Combinación de factores (A * B * C+1) tal
con arreglo factorial con 3 repeticiones, según lo siguiente:
N° Trat.
Código
Detalle
T1
A1B1C1 50 UFC de Trichoderma sp + siembra en fundas de polietileno
T2
A1B2C2 50 UFC de Trichoderma sp + siembra en camellones
T3
A1B3C3 50 UFC de Trichoderma sp + siembra en fundas de polietileno
T4
A2B1C1 75 UFC de Trichoderma sp + siembra en camellones
T5
A2B2C2 75 UFC de Trichoderma sp + siembra en fundas de polietileno
T6
A2B3C3 75 UFC de Trichoderma sp + siembra en camellones
T7
A3B1C1 100 UFC de Trichoderma sp + siembra en fundas de Polietileno
T8
A3B2C2 100 UFC de Trichoderma sp + siembra en camellones
T9
A3B3C3 100 UFC de Trichoderma sp + siembra en fundas de Polietileno
4.2.3 Procedimiento:
Tipo de diseño:
DBCA en arreglo factorial 2*3*3+1

Tratamientos
6

Repeticiones
3
34

Número de unidades investigativas
18

Área total del ensayo
80 m2

Área neta del ensayo
48 m2

Número de fundas por unidad investigativa
54

Número total de fundas
486

Número de camellones por repetición
9

Número total de camellones
27

Número de fundas por repetición
9

Número total de fundas
27
4.2.4
Tipos de análisis.
Estadístico R. Según Santana, S. (2014), el estadístico R es un lenguaje de
programación, un sistema de distribución libre, bajo licencia GNU, con lenguaje
didáctico, cuenta con varios paquetes gráficos especializados mejores que la
mayoría de los paquetes estadísticos, con capacidad de adaptaciones a densidades
específicas de programación amigable para ser usado en análisis estadísticos. Fue
creado en 1992 en Nueva Zelanda por Ross Ihaka y Robert Gentleman con el
propósito de tener un software libre con lenguaje didáctico adoptando la sintaxis
del lenguaje S desarrollado por Bell Laboratoris (Santana, S. 2014). Con base en
lo anterior, no existen estudios previos de un DBCA factorial de 3 tratamientos
por 3 dosis por 3 repeticiones por 2 métodos de siembra más un testigo, el
Análisis de varianza (ANOVA, ADEVA, ANDEVa o ANVA), pruebas múltiples
de medias Tukey, Secheffé, Contrastes Ortogonales al 5 % para medias de
tratamientos con estadístico R y análisis económico relación beneficio–costo
(B/C).
Prueba de Tukey (Diferencia Honestamente Significativa). Es una prueba
conservadora que se suele utilizar cuando se quiere comparar cada grupo con
todos los demás y el número de grupos es alto (Padrón, E. 2006).
Prueba de Scheffé (Diferencia Mínima Significativa). Hace todas las
comparaciones posibles (Padrón, E. 2006).
35
Prueba de Contrastes Ortogonales. Hace todas las comparaciones posibles
(Padrón, E. 2006).
ANOVA, ANVA, ADEVA O ANDEVA. Análisis de Varianza es una técnica
estadística que sirve para determinar si las diferencias que existen entre las
medidas de tres o más grupos son estadísticamente significativos. Es decir
ANOVA, ANVA, ADEVA ó ANDEVA mide la variabilidad de datos de
variables experimentales (Padrón, E. 2006).
Análisis Económico de Presupuesto parcial (AEPP).Según CIMMYT. (2012), es
el valor obtenido por cada inversión mínima, entre los que están:
Beneficio costo (B/C). Para conocer la rentabilidad del proyecto, si los beneficios
superan los costos.
Ingreso total o ingreso bruto (I.B) de una inversión para lucro familiar o
económico descritos con las fórmulas (Diccionario de Finanzas e Inversiones,
2015, Monar, C. 201713 y Carvajal H. 201714).
SUMA COSTO (INCLUIDO EL % DE DESCUENTO) +INVERSIÓN
BC=
SUMA DEL INGRESO (INCLUIDO EL % DE DESCUENTO)
I.B = COSTO + MARGEN DE UTILIDAD * UNIDADES PRODUCIDAS.
En otras palabras, es el ingreso real neto total del desarrollo de un proyecto o
actividad económica.
Los criterios interpretativos de la relación beneficio costo son:
 Si R B/C > 1 supera el punto de equilibrio, en que no se gana ni se pierde
dinero y se obtienen ganancias monetarias a partir de este punto.
 Si R B/C = 1 se obtiene punto de equilibrio.
13
Con. Pers. Monar, Carlos. Febrero, 2017. Catedrático de UEB, Guaranda. Ing. Agrónomo M. Sc.
Email: [email protected]
14
Con. Pers. Carvajal, Hipatia. Marzo, 2017. Ing. Auditora, Echeandía. Teléfono
0997647750. www.gestiopolis.com/calculo-de-la-relacion-beneficio-coste/.
36

Si R B/C < 1 es inferior al punto de equilibrio, en que no se gana ni se
pierde dinero y se obtienen perdidas monetarias a partir de este punto.
Metodología y explicación presupuesto parcial. Presupuesto parcial toma en
consideración costos asociados con la decisión de usar o no un tratamiento,
diferenciándolo uno de otro denominados “costo que varían” (CIMMYT, 2012).
4.3 Métodos de evaluación y datos tomados (Chimbo, D. 201615):
Días a la Germinación (DG). Variable evaluada contando los días transcurridos
desde el momento de la siembra hasta cuando el 75 % de las semillas germinaron.
Porcentaje de Sobrevivencia (PS). Esta variable se consideró contando las
plántulas prendidas a 30 y 60 días, en cada una de las unidades experimentales.
Altura de la Planta (AP). Se midió con un flexómetro (cm) desde la base del tallo
hasta su ápice terminal o eje central de plántulas al azar, por cada unidad
experimental y esta variable se registró a 30, 60 y 90 días.
Diámetro del Tallo (DT). Dato que se evaluó en (mm) a 30, 60 y 90 días con un
calibrador de Vernier, colocado en un punto inmediato inferior a la inserción de
hojas primarias en plántulas al azar en cada unidad experimental.
Número de Hojas (NH). Esta variable se tomó a 30, 60 y 90 días en 10 plantas de
parcelas, contando directamente el número de hojas por plántulas.
Volumen del Sistema Radicular (VSR). Variable que se evaluó a los 60 y 90 días
para obtener el resultado, se tomó como muestra la plántula más vigorosa de cada
unidad experimental, se colocó en una probeta graduada un volúmen conocido de
agua, se agregó la masa radicular y por diferencia de volúmen se obtuvo el dato en
centímetros cúbicos.
Incidencia de Porcentaje de Severidad (I.D.S). Variable que se calculó para
conocer
15
el
porcentaje,
incidencia
de
plántulas
afectadas
(necrosis)
Con. Pers. Chimbo, David. Febrero 2016. Riobamba Ing. Agrónomo Especialista en Hongos
fitopatógenos: [email protected].
37
comparativamente con las evaluadas dentro del área de ensayo, con formula
(CIMMIT, 2012):
X1*1+…………..…+X4*4
Porcentaje de Severidad = ---------------------------------------------------* 100
A*4
Manejo del experimento (Tapia, M. 201616):
Preparación del lugar de investigación. Definiendo el lugar, se mide el área para
implementar el vivero, eliminando malezas, palos y piedras; para el cerco del área
en estudio se utilizó estacas de caña guadua y se cubriéndolo con sarán.
Obtención del material para sustratos. El material utilizado para el sustrato se
obtuvo de la piladora ubicada en el Recinto Piedra Grande y la tierra recolectada
predio donde se llevó la investigación.
Preparación del sustrato. Los materiales se procedieron a mezclar en porcentajes
de 75 % de tierra común + 25 % de tamo de arroz y se procedió al llenado de
fundas y camellones.
Análisis físico químico de los sustratos. Al inicio y al final de la investigación se
efectuó un análisis físico químico del sustrato. La muestra recogida se identificó
fijando una etiqueta rotulada en la funda de papel e inmediatamente se realizó él
envió de las muestras al laboratorio de Fitopatología de la Escuela Politécnica de
Chimborazo (ESPOCH) para su respectivo análisis.
Llenado de fundas. Se procedió a llenar las fundas perforadas de color negro con
medidas 7*11 Pulgadas con sustrato elaborado, procurando no dejar espacios de
aire y colocándolas una a continuación de otra en cada unidad de investigativa.
Desinfección del sustrato. El sustrato fue contaminado con el hongo patógeno
Damping off para su análisis en laboratorio, por lo que no se procedió a
16
Con. Pers. Tapia, Z. Mónica, V. Abril, 2016. Quevedo. Catedrática de UNESUM, Jipijapa. Ing.
Forestal y M. Sc. E-mail: [email protected].
38
desinfectarlo.
Distribución de las unidades de investigación. La distribución de unidades
investigativas en parcelas se realizó al azar. Se sortearon tratamientos de acuerdo
al diseño experimental establecido y se ubicó rótulos señalando los tratamientos.
Recolección de las semillas. Las semillas se obtuvieron de árboles vigorosos y
sanos de bosques de la comunidad Oronguillo, permitiendo una buena
germinación de plántulas.
Selección de las semillas. Una vez que se obtuvo las semillas se procedió a su
clasificación o selección, tomando en cuenta su tamaño, estado sanitario para
obtener una buena germinación.
Desinfección de las semillas. Las semillas se desinfecto un día antes de la
siembra con Trichoderma sp en dosis de 50, 75 y 100 UFC líquida para evitar
el ataque de hongos y contar con semillas de buena calidad.
Siembra. Se realizó manualmente y con la ayuda de un espeque se hizo un hoyo
en el centro de la funda a una profundidad de 1 cm, depositando dos semillas
por funda en cada tratamiento.
Aplicación de Trichoderma sp. A nivel de dos métodos de siembra establecidos,
se controló de manera preventiva Damping off con tres
aplicaciones de
Trichoderma sp, diluyéndolo en dos litros de agua con las dosis establecidas
para cada tratamiento y con una frecuencia de aplicación de 8 y 15 días
sucesivos posteriores a la siembra.
Control de malezas. El control de malezas se realizó manualmente y en forma
continua, según la presencia de malezas. Se tuvo cuidado de no maltratar las
plántulas en cada unidad experimental.
Riego. A manera de lluvia por la mañana o tarde, el riego se realizó con una
regadera manual, teniendo cuidado que todos los tratamientos recibieran la misma
cantidad de agua.
39
V.RESULTADOS.
Basado en los resultados obtenidos en
esta investigación, se presentan los
resultados siguientes:
1. Índice de severidad
plántulas infectadas
Porcentaje Severidad = plántulas analizadas ∗ 100
Porcentaje Severidad =
12+8+10
162
∗ 100
Porcentaje Severidad = 18,51 %
2. Variable Porcentaje de germinación de plántulas:
Analysis of Variance Table
Response: germinación
Df Sum
Sq Mean Sq F value
Factor.A
1
20.54
20.535
Factor.B
2
594.43 297.217 4243.2647
< 2.2e-16 ***
Factor.C
2
26.12
13.058
186.4214
< 2.2e-16 ***
Factor.A:Factor.B
2
1.49
0.744
10.6202
0.000237 ***
Factor.A:Factor.C
2
0.47
0.234
3.3391
0.046743 *
Factor.B:Factor.C
4
2.64
0.660
9.4259
2.556e-05 ***
Factor.A:Factor.B:Factor.C 4
0.32
2.52
0.081
Pr (>F)
293.1710
1.1580
< 2.2e-16 ***
0.345463
Residuals
36
0.070
Signif. codes:
0 ‘***’ 0.001 ‘**’ 0.01 ‘*’ 0.05 ‘.’ 0.1 ‘’ 1
El Factor A, método de siembra, presenta |Fc (293.1710) | > |Ft (α(0.01)= 7.39) | y
Pr(>F) es < 2.2e-16, el Factor B tiene, tres cepas de Trichoderma sp,
|Fc (4243.2647) | > |Ft (α(0.01)= 5.25) | y Pr(>F) es < 2.2e-16 y el Factor C presenta,
tres dosis de aplicación de Trichoderma sp, |Fc (186.4214) | > |Ft (α(0.01)= 5.25) | y
Pr(>F)
es
<
2.2e-16,
la
interacción
doble
AB
tiene
|Fc (10.6202) | >
40
|Ft (α(0.01)= 5.25) | y Pr(>F) es igual a 0.000237 e interacción doble BC presenta
|Fc (9.4259) | > |Ft (α(0.01)= 3.89) | y Pr(>F) es igual a 2.556e-05. La interacción
doble AC tiene |Fc (3.3391) | > |Ft (α(0.05)= 3.26) | y Pr (>F) es igual a 0.046743.
Finalmente, la interacción triple ABC tiene |Fc (1.1580) | < |Ft (α(0.05)= 2.63) | y Pr
(>F) es equivalente a 0.345463.
Cuadro N° 1. Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD)
Factor A
̅ Porcentaje de
𝐗
Germinación
Métodos de
Std
Min
Max
Alpha
HSD
Groups
0.05
1.897927
a
Siembra
Funda
89.41
3.567625
84
95
Camellón
88.18
3.380178
83
93
Cuadro N° 2. Prueba de Scheffé (Minimum Significant Difference: MSD)
Factor A
̅ Porcentaje de
𝐗
Métodos de
Germinación
Siembra
Std
Min
Max
Funda
89.41
3.567625
84
95
Camellón
88.18
3.380178
83
93
Alpha
MSD
Groups
0.05
1.897927
a
Cuadro N° 3. Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD)
Factor B
̅ Porcentaje de
𝐗
Trichodermas
Germinación
Trichoderma
Puruguay
Trichoderma
harzianum J13
sp
Std
Min
Max
92.88
1.290032
91
95
88.75
0.654622
88
90
84.75
1.043664
83
86
Alpha
HSD
Groups
a
0.05
0.828702
b
Trichoderma
harzianum
c
Guanujo
41
Cuadro N° 4. Prueba de Scheffé (Minimum Significant Difference: MSD)
Factor B
̅ Porcentaje de
𝐗
Trichodermas
Germinación
Trichoderma
Puruguay
Trichoderma
harzianum J13
sp
Std
Min
Max
92.88
1.290032
91
95
88.75
0.654621
88
90
84.75
1.043663
83
86
Alpha
MSD
Groups
a
0.05
0.828701
b
Trichoderma
harzianum
c
Guanujo
Cuadro N° 5. Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD)
Factor
C
UFC
̅ Porcentaje de
𝐗
Germinación
std
Min
Max
100
89.62
3.531724
85
95
75
88.84
3.596440
84
94
50
87.92
3.347387
83
93
Alpha
HSD
0.05
2.811034
Groups
a
Cuadro N° 6. Prueba de Scheffé (Minimum Significant Difference: MSD)
Factor
C
(UFC)
̅ Porcentaje de
𝐗
Germinación
std
Min
Max
100
89.62
3.531724
85
95
75
88.84
3.596440
84
94
50
87.92
3.347387
83
93
Alpha
MSD
Groups
0.05
2.811034
a
42
Cuadro 7. Promedios de interacción Doble AB respecto Porcentaje
Germinación
Factor B (Trichodermas)
Factor A
Métodos de
Trichoderma
Trichoderma sp
Trichoderma harzianum
Siembra
harzianum J13
Puruguay
Guanujo
A1B2 = 93.69
A1B3 = 85.38
A2B2 = 92.07
A2B3 = 84.12
Funda
A1 B1 = 89.16
Camellón
A2 B1 = 88.34
Cuadro 8. Promedios de interacción Doble AC respecto Porcentaje
Germinación
Factor C (UFC)
Factor A
Métodos de Siembra
Funda
Camellón
75
100
A1C2 = 89,46
A1C3 = 90,35
A2C2 = 88,23
A2C3 = 88,88
50
A1 C1 = 88,42
A2 C1 = 87,41
Cuadro 9. Promedios de interacción Doble BC respecto Porcentaje
Germinación
Factor C (UFC)
Factor B
Trichodermas
Trichoderma sp Puruguay
Trichoderma harzianum J13
50
B2 C1 = 91.67
B1 C1 = 88.23
Trichoderma harzianum Guanujo
B3 C1 = 83.85
75
100
B2C2 = 93.08
B2C3 = 93.88
B1C2 = 88.77
B1C3 = 89.25
B3C2 = 84.68
B3C3 = 85.72
43
3. Variable Porcentaje de sobrevivencia de plántulas:
Tabla de Análisis de varianza
Response: Sobrevivencia
Df Sum
Sq Mean
Sq F value Pr (>F)
Factor.A
1
35.48
35.478
8.2397
Factor.B
2
445.86
222.929
51.7749
2.56e-11 ***
Factor.C
2
7.06
3.528
0.8195
0.448718
Factor.A:Factor.B
2
0.817
0.1898
0.827924
Factor.A:Factor.C
2
2.52
1.262
0.2931
0.747738
Factor.B:Factor.C
4
30.30
7.576
1.7594
0.158505
Factor.A:Factor.B:Factor.C
4
0.31
0.077
Residuals
36
155.01 4.306
Signif. codes:
1.63
0.0179
0.006822 **
0.999339
0 ‘***’ 0.001 ‘**’ 0.01 ‘*’ 0.05 ‘.’ 0.1 ‘’ 1
El Factor A, método de siembra, presenta |Fc (8.2397) | > |Ft (α(0.05)= 4.11) | y Pr
(>F) es equivalente a 0.006822, mientras que el Factor B tiene, tres cepas de
Trichoderma sp, |Fc (51.7749) | > |Ft (α(0.01)= 5.25) | y Pr (>F) es < 2.56e-11.
Cuadro N° 10. Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD)
Factor A
Métodos de
siembra
̅ Porcentaje de
𝐗
Sobrevivencia
std
Min
Max
Funda
88.70
3.614638
83
95
Camellón
87.08
3.413689
82
92
Alpha
HSD
Groups
0.05
1.920011
a
Cuadro N° 11. Prueba de Scheffé (Mínimum Significant Difference: MSD)
Factor A
Métodos de
siembra
̅ Porcentaje de
𝐗
std
Min
Max
Alpha
MSD
Groups
0.05
1.920011
a
Sobrevivencia
Funda
88.70
3.614638
83
95
Camellón
87.08
3.413689
82
92
44
Cuadro N° 12. Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD)
Factor B
̅ Porcentaje de
𝐗
Trichodermas
Sobrevivencia
Trichoderma
sp
Puruguay
Trichoderma
harzianum J13
std
Min
Max
91.48
1.440205
88
95
87.77
0.723553
87
89
84.44
3.326804
82
94
Alpha
HSD
Groups
a
0.05
1.717363
b
Trichoderma
harzianum
c
Guanujo
Cuadro N° 13. Prueba de Scheffé (Minimum Significant Difference: MSD)
Factor B
̅ Porcentaje de
𝐗
Trichodermas
Sobrevivencia
Trichoderma
Puruguay
Trichoderma
harzianum J13
sp
std
Min
Max
91.48
1.440215
88
95
87.77
0.723553
87
89
84.44
3.326804
82
94
Alpha
MSD
Groups
a
0.05
1.793804
b
Trichoderma
harzianum
c
Guanujo
45
4. Variable diámetro de tallo (mm) de plántulas:
Tabla de Análisis de varianza
Response: Diámetro Tallo
Df
Sum Sq
Mean Sq F value Pr (>F)
Factor.A
1
0.0004
Factor.B
2
0.0059
0.0030
1.7817 0.1829
Factor.C
2
12.1331
6.0666
3648.0479 <2e-16 ***
Factor.A:Factor.B
2
0.0007
0.0004
0.2183 0.8050
Factor.A:Factor.C
2
0.0002
0.0001
0.0546 0.9470
Factor.B:Factor.C
4
0.0129
0.0032
1.9454 0.1240
Factor.A:Factor.B:Factor.C
4
0.0004
0.0001
Residuals
36
0.0599
0.0017
Signif. codes:
0 ‘***’ 0.001 ‘**’ 0.01 ‘*’ 0.05 ‘.’ 0.1 ‘’ 1
0.0004
0.2183 0.6432
0.0546 0.9942
El Factor C presenta, tres dosis de aplicación de Trichoderma sp,
|Fc (3648.0479) | > |Ft (α(0.01)= 5.25) | y Pr (>F) es <2e-16. Los factores A y B tienen
valores |Fc (0.2183) | < |Ft (α(0.05)= 4.11) | y Pr (>F) es igual 0.6432 y |Fc (1.7817) | <
|Ft (α(0.05)= 3.26) | y Pr (>F) es equivalente a 0.1829, respectivamente. Las
interacciones AB, AC, BC y ABC tienen valores |Fc (0.2183) | > |Ft (α(0.05)= 3.26) | y
Pr (>F) es igual a 0.8050, |Fc (0.0546) | < |Ft (α(0.05)= 3.26) | y Pr (>F) es equivalente
a 0.9470, |Fc (1.9454) | < |Ft (α(0.05)= 2.63) | y Pr (>F) es equivalente a 0.1240 y
|Fc (0.0546) | > |Ft (α(0.05)= 2.63) | y Pr (>F) es igual a 0.9942.
46
Cuadro N° 14. Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD)
Factor C
̅ Diámetro de Tallo
𝐗
(UFC)
(mm)
100
std
Min
Max
2.02
0.064676
2.00
2.20
75
1.99
0.016499
1.93
2.00
50
1.00
0.016499
1.00
1.07
Alpha
HSD
0.05
0.031942
Groups
a
b
Cuadro N° 15. Prueba de Scheffé (Minimum Significant Difference: MSD)
Factor C
̅ Diámetro de Tallo
𝐗
(UFC)
(mm)
100
std
Min
Max
2.02
0.064676
2.00
2.20
75
1.99
0.016499
1.93
2.00
50
1.00
0.016499
1.00
1.07
Alpha
MSD
0.05
0.033364
Groups
a
b
47
5. Variable Número de Hojas de plántulas:
Tabla de Análisis de varianza
Response: Numero de hojas
Df
Sum Sq
Mean Sq
F value
Pr (>F)
Factor.A
1
0.0000
0.0000
0.0002
0.9885
Factor.B
2
0.3058
0.1529
17.5332
4.825e-06 ***
Factor.C
2
8.4006
4.2003
481.6655
< 2.2e-16 ***
Factor.A:Factor.B
2
0.2741
0.1370
15.7137
1.243e-05 ***
Factor.A:Factor.C
2
0.3749
0.1875
21.4965
7.192e-07 ***
Factor.B:Factor.C
0.2897
0.0724
8.3042
7.475e-05 ***
Factor.A:Factor.B:Factor.C 4
0.3763
0.0941
10.7882
7.499e-06 ***
Residuals
0.3139
0.0087
Signif. codes:
4
36
0 ‘***’ 0.001 ‘**’ 0.01 ‘*’ 0.05 ‘.’ 0.1 ‘’ 1
El Factor B, el Factor B tiene, tres cepas de Trichoderma sp,|Fc (17.5332 ) | >
|Ft (α(0.01)= 5.25) | y Pr (>F) es igual 4.825e-06, el Factor C, presenta, tres dosis de
aplicación de Trichoderma sp, |Fc (481.6655) | > |Ft (α(0.01)= 5.25) | y Pr (>F) es <
2.2e-16, la interacción doble AB tiene |Fc (15.7137) | > |Ft (α(0.01)= 5.25) | y Pr (>F)
es igual a 1.243e-05 e interacción doble AC presenta |Fc (21.4965) | >
|Ft (α(0.01)= 3.89) | y Pr(>F) es igual a 7.192e-07. La interacción doble BC tiene
|Fc (8.3042 ) | > |Ft (α(0.01)= 3.89) | y Pr (>F) es igual a 7.475e-05. La interacción
triple ABC tiene |Fc (10.7882) | > |Ft (α(0.01)= 3.89) | y Pr (>F) es equivalente a
7.499e-06 y finalmente el factor A El Factor A, método de siembra, presenta
|Fc (0.0002) | < |Ft (α(0.05)= 4.11) | y Pr (>F) es igual a 0.9885
48
Cuadro N° 16. Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD)
Factor B
̅ Número de
𝐗
Trichodermas
hojas
Trichoderma
sp
Puruguay
Trichoderma
harzianum J13
Trichoderma
Std
Min
Max
2.43
0.503390
1.73
3.13
2.27
0.380929
1.87
3.07
2.41
harzianum Guanujo
0.437561
1.80
Alpha
HSD
Groups
0.05
0.356834
a
3.00
Cuadro N° 17. Prueba de Scheffé (Minimum Significant Difference: MSD)
Factor B
̅ Número
𝐗
Trichodermas
de hojas
Trichoderma
sp
Puruguay
Trichoderma
harzianum J13
Trichoderma
harzianum Guanujo
std
Min
Max
2.43
0.503390
1.73
3.13
2.27
0.380929
1.87
3.07
2.41
0.437561
1.80
3.00
Alpha
MSD
Groups
0.05
0.372717
a
Cuadro N° 18. Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD)
Factor C
̅ Número de hojas
𝐗
Std
Min
Max
100
2.89
0.282972
2.27
3.13
75
2.30
0.160738
2.13
2.67
50
1.93
0.088848
1.73
2.10
(UFC)
Alpha
HSD
Groups
a
0.05
0.156722
b
c
49
Cuadro N° 19. Prueba de Scheffé (Minimum Significant Difference: MSD)
Factor C
̅ 𝐍ú𝐦𝐞𝐫𝐨 𝐝𝐞 𝐇𝐨𝐣𝐚𝐬
𝐗
std
Min
Max
100
2.89
0.282972
2.27
3.13
75
2.30
0.160738
2.13
2.67
50
1.93
0.088848
1.73
2.10
(UFC)
Alpha
MSD
Groups
a
0.05
0.163698
b
c
Cuadro 20. Promedios de interacción Doble AB respecto
̅ 𝐍ú𝐦𝐞𝐫𝐨 𝐝𝐞 𝐇𝐨𝐣𝐚𝐬
𝐗
Factor B
Trichoderma
Factor A
Métodos de
Siembra
Funda
Trichoderma
Trichoderma sp
Trichoderma harzianum
harzianum J13
Puruguay
Guanujo
A1B2 = 2.52
A1B3 = 2.42
A2B2 = 2.35
A2B3 = 2.41
A1 B1 = 2.18
Camellón
A2 B1 = 2.35
Cuadro 21. Promedios de interacción Doble AC respecto
̅ 𝐍ú𝐦𝐞𝐫𝐨 𝐝𝐞 𝐇𝐨𝐣𝐚𝐬
𝐗
Factor C (UFC)
Factor A
Métodos de Siembra
Funda
Camellón
50
75
A1 C1 = 1.97
A1C2 = 2.38
A2 C1 = 1.89
A2C2 = 2.23
100
A1C3 = 2.77
A2C3 = 3.00
50
Cuadro 22. Promedios de interacción Doble BC respecto
̅ 𝐍ú𝐦𝐞𝐫𝐨 𝐝𝐞 𝐇𝐨𝐣𝐚𝐬
𝐗
Factor C (UFC)
Factor B
50
Trichoderma
Trichoderma harzianum J13
Trichoderma sp Puruguay
Trichoderma harzianum Guanujo
100
75
B1 C1 = 1.93
B1 C2 = 2.21
B2 C1 = 1.92
B2C2 = 2.33
B3 C1 = 1.93
B3 C2 = 2.38
B1C3 = 2.36
B2C3 = 3.06
B3 C3 = 2.95
Cuadro 23. Promedios de interacción Triple ABC
̅ 𝐍ú𝐦𝐞𝐫𝐨 𝐝𝐞 𝐇𝐨𝐣𝐚𝐬
respecto 𝐗
Factor B
Factor A
Trichodermas
Métodos de
Trichoderma
Trichoderma sp
Trichoderma harzianum
Siembra
harzianum J13
Puruguay
Guanujo
Factor C =1 (50 UFC)
Funda
A1 B1 = 1.95
A1 B2 = 2.00
A1 B3 = 1.94
Camellón
A2 B2 = 1.91
A2 B2 = 1.84
A2 B3 = 1.91
Factor C =2 (75 UFC)
Funda
A1 B1 = 2.29
A1 B2 = 2.47
A1 B3 = 2.38
Camellón
A2 B2 = 2.13
A2 B2 = 2.18
A2 B3 = 2.37
Factor C =3 (100 UFC)
Funda
A1 B1 = 2.29
A1 B2 = 3.09
A1 B3 = 2.93
51
6. Variable Altura de Planta (cm) de plántulas:
Tabla de análisis de varianza
Response: Altura. Planta
Df
Sum Sq
Mean Sq F value
Pr (>F)
Factor.A
1
4.17
4.167
9.8466
0.003387 **
Factor.B
2
38.71
19.357
45.7434
Factor.C
2
386.22
193.109 456.3510
< 2.2e-16 ***
Factor.A:Factor.B
2
3.27
1.635
3.8634
0.030198 *
Factor.A:Factor.C
2
0.81
0.407
0.9626
0.391525
Factor.B:Factor.C
4
1.46
0.365
0.8623
0.495812
0.34
0.084
0.1987
0.937442
Factor.A:Factor.B:Factor.C 4
Residuals
Signif. codes:
36
15.23
1.303e-10 ***
0.423
0 ‘***’ 0.001 ‘**’ 0.01 ‘*’ 0.05 ‘.’ 0.1 ‘’ 1
El Factor B tiene, tres cepas de Trichoderma sp, |Fc (45.7434 ) | > |Ft (α(0.01)= 5.25) |
y Pr(>F) es igual a 1.303e-10, el Factor C presenta, tres dosis de aplicación de
Trichoderma sp, |Fc (456.3510) | > |Ft (α(0.01)= 5.25) | y Pr(>F) es < 2.2e-16, Factor
A, método de siembra, presenta |Fc (9.8466 ) | > |Ft (α(0.01)= 7.39) | y Pr(>F) es
equivalente a 0.003387, y, la interacción doble AB tiene |Fc ( 3.8634) | >
|Ft (α(0.05)= 3.26) | y Pr(>F) es igual a 0.030198 e interacción doble BC presenta
|Fc (0.8623) | < |Ft (α(0.05)= 2.63) | y Pr(>F) es igual a 0.495812. La interacción doble
AC tiene |Fc (0.9626 ) | < |Ft (α(0.05)= 3.26) | y Pr (>F) es igual a 0.391525.
Finalmente, la interacción triple ABC tiene |Fc (0.1987) | < |Ft (α(0.05)= 2.63) | y Pr
(>F) es equivalente a 0.937442.
52
Cuadro N° 24. Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD)
Factor A
̅ Altura de
𝐗
Métodos de
Planta (cm)
Siembra
Std
Min
Max
Funda
6.97
2.946348
2.8
12.47
Camellón
6.41
2.911123
2.8
11.60
Alpha
HSD
Groups
0.05
1.599529
a
Cuadro N° 25. Prueba de Scheffé (Minimum Significant Difference: MSD)
Factor A
̅ Altura de
𝐗
Métodos de
Planta (cm)
Siembra
std
Min
Max
Funda
6.97
2.946348
2.8
12.47
Camellón
6.41
2.911123
2.8
11.60
Alpha
MSD
Groups
0.05
1.599529
a
Cuadro N° 26. Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD)
Factor B
̅ Altura de
𝐗
Trichodermas
Planta (cm)
Trichoderma
Puruguay
Trichoderma
harzianum J13
Trichoderma
harzianum Guanujo
sp
std
Min
Max
7.48
3.028448
4.13
12.47
7.08
2.569612
4.20
11.33
5.52
2.903690
2.80
10.27
Alpha
0.05
HSD
2.28566
Groups
a
53
Cuadro N° 27. Prueba de Scheffé (Minimum Significant Difference: MSD)
Factor B
̅ Altura de
𝐗
Trichodermas
Planta (cm)
Trichoderma
sp
Puruguay
Trichoderma
harzianum J13
Trichoderma
harzianum Guanujo
std
Min
Max
7.48
3.028448
4.13
12.47
7.08
2.569612
4.20
11.33
5.52
2.903690
2.80
10.27
Alpha
MSD
Groups
0.05
2.387397
a
Cuadro N° 28. Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD)
Factor C
̅ Altura de Planta
𝐗
UFC
(cm)
100
std
Min
Max
10.42
1.141829
8.13
12.47
75
5.39
1.165079
3.86
8.26
50
4.27
1.050320
2.80
6.33
Alpha
HSD
Groups
a
0.05
0.901357
b
c
̅ Altura de Planta
Cuadro 29. Promedios de interacción Doble AB respecto 𝐗
(cm)
Factor B
Trichodermas
Factor A
Métodos de
Siembra
Funda
Camellón
Trichoderma
Trichoderma sp
Trichoderma harzianum
harzianum J13
Puruguay
Guanujo
A1B2 = 8.05
A1B3 = 5.49
A2B2 = 6.91
A2B3 = 5.55
A1 B1 =7.37
A2 B1 = 6.78
54
7. Variable Volúmen radicular (cm3) de plántulas:
Tabla de análisis de varianza
Response: Volúmen. radicular
Factor.A
Df
Sum Sq
Mean Sq
1
0.00000474
F value
Pr (>F)
0.00000474
0.9481
0.33669
Factor.B
2
0.00042448
0.00021224
42.4481
Factor.C
2
0.00187381
0.00093691
187.3815 < 2.2e-16 ***
Factor.A:Factor.B
2
0.00002559
0.00001280
2.5593
0.09136.
Factor.A:Factor.C
2
0.00001337
0.00000669
1.3370
0.27535
Factor.B:Factor.C
4
0.00024852
0.00006213
12.4259
1.896e-06 ***
Factor.A:Factor.B:Factor.C 4
Residuals
Signif. codes:
36
0.00002430
0.00018000
0.00000607
3.389e-10 ***
1.2148 0.32154
0.00000500
0 ‘***’ 0.001 ‘**’ 0.01 ‘*’ 0.05 ‘.’ 0.1 ‘’ 1
El Factor B tiene, tres cepas de Trichoderma sp, |Fc (42.4481) | > |Ft (α(0.01)= 5.25) |
y Pr (>F) es 3.389e-10, el Factor C presenta, tres dosis de aplicación de
Trichoderma sp, |Fc (187.3815 ) | > |Ft (α(0.01)= 5.25) | y Pr (>F) es < 2.2e-16 e
interacción doble BC presenta |Fc (12.4259 ) | > |Ft (α(0.01)= 3.89) | y Pr(>F) es igual a
1.896e-06, el Factor A, |Fc (0.9481) | < |Ft (α(0.05)= 4.11) | y Pr (>F) es 0.33669, el y,
la interacción doble AB tiene |Fc (2.5593) | < |Ft (α(0.05)= 3.26) | y Pr (>F) es igual a
0.09136. La interacción doble AC tiene |Fc (1.3370 ) | < |Ft (α(0.05)= 3.26) | y Pr (>F)
es igual a 0.27535. Finalmente, la interacción triple ABC tiene |Fc (1.2148) | <
|Ft (α(0.05)= 2.63) | y Pr (>F) es equivalente a 0.32154.
55
Cuadro N° 30. Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD)
̅ Volúmen
𝐗
Factor B
Trichoderma
std
Min
Max
0.032
0.005326
0.022
0.038
0.031
0.007435
0.018
0.038
0.026
0.007471
0.017
0.038
radicular
Trichodermas
Alpha
HSD
Groups
(cm3)
sp
Puruguay
Trichoderma
harzianum J13
Trichoderma
harzianum Guanujo
ab
0.05
0.005486
a
b
Cuadro N° 31. Prueba de Scheffé (Minimum Significant Difference: MSD)
̅ Volúmen
𝐗
Factor B
Trichoderma
std
Min
Max
0.032
0.005326
0.022
0.038
0.031
0.007432
0.018
0.038
0.026
0.007471
0.017
0.038
radicular
Trichodermas
Alpha
MSD
Groups
(cm3)
sp
Puruguay
Trichoderma
harzianum J13
Trichoderma
harzianum Guanujo
ab
0.05
0.005729
a
b
Cuadro N° 32. Prueba de Tukey (Honestly Significant Difference: HSD)
Factor
C
(UFC)
̅ Volúmen radicular
𝐗
(cm3)
std
Min
Max
Alpha
0.05
100
0.036
0.001974
0.030
0.038
75
0.031
0.005885
0.022
0.038
50
0.022
0.003953
0.017
0.030
HSD
Groups
0.003410
b
56
Cuadro N° 33. Prueba de Scheffé (Minimum Significant Difference: MSD)
Factor
C
(UFC)
̅ Volúmen radicular
𝐗
(cm3)
std
Min
Max
Alpha
MSD
0.05
2.811034
0.05
0.003571
100
0.036
0.001974
0.030
0.038
75
0.031
0.005885
0.022
0.038
50
0.022
0.003953
0.017
0.030
Groups
a
b
̅ Volúmen
Cuadro 34. Promedios de interacción Doble BC respecto 𝐗
radicular (cm3)
Factor C (UFC)
Factor B
Trichodermas
Trichoderma harzianum J13
Trichoderma sp Puruguay
50
B1 C1 =0.022
B2 C1 =0.026
Trichoderma harzianum Guanujo
B3 C1 = 0.019
75
100
B1C2 = 0.035
B1C3 = 0.037
B2C2 = 0.034
B2C3 = 0.037
B3C2 = 0.024
B3C3 = 0.036
57
Análisis económico de la producción de plántulas de balsa tratadas con 100 UFC de Trichoderma sp.
Cuadro N° 35. Producción de 1000 Plántulas en Viveros Familiares de Balsa (Costo Económico De Presupuesto Parcial).
Insumos
Mano de obra (horas)
Fecha
Actividad
Número/unidad
Familias Contratada
H M
02/05/2016
29/05/2016
Preparación de semillero
de balsa
Recolección de tierra
y llenado de fundas
10/06/2016
Transplante de balsa
15/06/2016
Resiembra de balsa
N
H
M N
2
Costos
Descripción/tipo
Origen
Int./ext.
3.00
Arena, tierra,
Tamo
Int.
Unit. $
Total$
1.50
500 fundas
2
4
2
1.50
12.00
Fundas
Ext.
500 plántulas
1
1
1
1.50
4.50
Plántulas
Int.
1.50
1.50
Plántulas
Int.
Ext.
1
28/06/2016
Llenado de fundas
500 fundas
30/06/2016
1er. Control de malezas
500 plántulas
10/06/2016
Transplante de balsa
500 fundas
4
4
2
1.50
15.00
Fundas de
polietileno
2
1.50
3.00
Manual
---
1
1
1
1.50
4.50
plántulas
Int.
3
3
8
1.50
21.00
Agua/riego
Int.
01/07/2016
Riego de plantas
02/07/2016
Aplicación de Trichoderma en
balsa
500 plántulas
1
1
1.50
3.00
Ufc 100 cc
Ext.
15/07/2016
Control de malezas
500 plántulas
2
2
1.50
6.00
Manual
---
20/07/2016
Aplicación de Trichoderma en
balsa
500 plántulas
2
2
1.50
6.00
Ufc 100 cc
Ext.
28/07/2016
2do. Control de malezas
500 plántulas
1
1.50
1.50
Manual
---
Total mano de obra
*H= Hombre M=Mujer N=Niño
C/U
Cost/U
Total
0.75
0.75
500
0.01
5.00
500
0.01
5.00
1L
12.00
12.00
1l
12.00
12.00
34.75
81.00
Total costo variable 81.00 + 34.75=$115.75
B/C = 1.02 USD
I.B = 240 USD
58
VI DISCUCIÓN
Según Sánchez V. (2012) y Alvarez S. & Sivila N. (2013), los fungicidas son la
principal herramienta empleada para el control de hongos fitopatógenos en la
agricultura convencional moderna contra varios hongos fitopatógenos y
nematodos, como producto de la revolución verde, siendo su uso una de las
alternativas más promisorias en control de plagas y enfermedades de plantas. De
acuerdo con García et, al. ( 2016) y Alvarez S. & Sivila N. (2013), las especies del
género Trichoderma sp son los antagonistas más utilizados a nivel mundial
debido a su ubicuidad, facilidad para ser aisladas, cultivadas, crecimiento rápido
en un gran número de sustratos, no son patógenas de plantas, control biológico
(CB) tiene efectos suaves sobre el equilibrio edáfico y no elimina los organismos
que ayudan a tener al patógeno controlado. De acuerdo con García et, al. (2016),
el género Trichoderma tiene cinco especies consideradas como antagonistas:
Trichoderma
koningii,
Trichoderma
longibrachiatum,
Trichoderma
pseudokoningii, Trichoderma viride y Trichoderma harzianum e incluso, según
Sánchez V. (2012), investigadores de diferentes países continúan explorando
nuevos nichos ecológicos para encontrar nuevas especies, como México, Perú y,
recientemente, Ecuador. Basado en lo anterior, de acuerdo a Martínez, A. (2013) y
resultados obtenidos en esta investigación, los mejores componentes en controlar
Damping off en plántulas de balsa (Ochroma pyramidale) son especie endémica
Trichoderma sp, Puruguay -UEB-, dosis de aplicación 100 Unidades Formadoras
de Colonias (UFC), método de siembra Fundas y, como mejores ecuaciones
matemáticas explicativas, modelos cuadráticos en variables
Porcentaje de germinación (Germinación = 72.6178 +
22.3011 cepas. endemicas − 6.0856 cepas. endemicas 2 ,
R2Ajustado 91.12984 %, ρ − Value 5.575087 e−28 y Germinación = 86.917 +
1.0344 dosis. aplicación −
0.0356 dosis. aplicación2 con R2Ajustado 0.6637176 %, ρ − Value 0.3164145).
Porcentaje de sobrevivencia (sobrevivencia = 73.6817 +
19.5178 cepas. endemicas −
59
5.3106 cepas. endemicas 2 con R2Ajustado 64.34904 %, ρ −
Value 1.418469 e−12 )
Diámetro de tallo (mm) (Diámetro. tallo = −0.9544 +
2.4414 dosis. aplicacíon −
0.4831 dosis. aplicación2 con R2Ajustado 99.31618 ρ − Value 2.317448 e−56 ).
Altura de planta (cm) (Altura planta = 4.1194 + 4.1089 cepas. endemicas −
12144 cepas. endemicas 2 con R2Ajustado 4.979876, ρ − Value 0.1019301 )
Altura. planta = 6.9961 + 4.6522 dosis. aplicacíon +
1.9239 dosis. aplicación2 con R2Ajustado 84.84818 ρ − Value 4.741164 e−22 .
Volúmen radicular (cm3) Volúmen. radicular = 0.0221 +
0.0129 cepas. endemicas −
−0.0039 cepas. endemicas 2 con R2Ajustado 11.80269, ρ − Value 0.01524459 )
Volúmen. radicular = 0.0094 + 0.0145 dosis. aplicacíon −
0.0019 dosis. aplicación2 con R2Ajustado 65.39884 ρ − Value 6.619347 e−13 ) y
cuadrático -exponencial en variable.
Número de hojas Número. hojas = 1.7794 + 0.5572cepas. endemicas −
0.115 cepas. endemicas 2 con R2Ajustado 1.344626, ρ −
Value 0.02655118 , Log (Número. hojas) = 0.4586 +
0.1915 dosis. aplicacíon con R2Ajustado 78.26341 ρ − Value4.40224 e−19 ).
De acuerdo con Chimbo D. (201617), esto se explica debido a que las cepas
endémicas tienen mayor adaptabilidad, resistencia a cambios climáticos y a
diferencia de Sánchez V. (2012), quien afirma “las especies Trichoderma.
aggressivum Trichoderma. Pleuroticola, Trichoderma. Pleurotum” tienen la
habilidad de crecer a 40°C, los mejores resultados en control de Damping off por
cepa endémica Trichoderma sp Puruguay- UEB- fue a una temperatura promedio
de 24 0c. De acuerdo con Alvarez S. y Sivila N. (2013), a mayor dosis de
17
Con. Pers. Chimbo, David. Febrero 2016.Riobamba Ing. Agrónomo Especialista en Hongos
fitopatógenos: [email protected]
60
aplicación UFC existe una mejor concentración de esporas, protegiendo,
colonizando el sistema radicular y, en consecuencia, produce un mejor
engrosamiento del tallo e influye en altura de la plántula. De acuerdo con
Pomagually D. (201718), el mejor método de siembra es Fundas de poli etileno,
pues existe una mayor retención de humedad y un aislamiento de organismos
patógenos provenientes del suelo favoreciendo a un mejor nivel de sobrevivencia
de la cepa endémica Trichoderma sp Puruguay- UEB- y, de acuerdo con Gujarati,
D. & Porter, D.(2012) y Portillo, M. (201719), el bajo nivel de explicación de
variables exógenas (Sistemas de siembra, cepas endémicas y dosis de aplicación)
respecto a variables endógenas Porcentaje de germinación, Porcentaje de
sobrevivencia, Altura de plántula (cm), Diámetro de tallo (mm), Número de hojas,
Volúmen radicular (cm3), es explicado debido a que en esta investigación no se
tomaron en cuenta variables exógenas con alto nivel de explicación respecto a
estas últimas, como: tipos de sustrato, temperatura, nivel de insolación solar, flujo
de aire entre otras
18
Con. Pers. Pomagualli, D. Abril, 2017 Guaranda. Director del Departamento de Investigación,
Universidad Estatal de Bolívar. Ing. Agrónomo M. Sc.Tel.0985293511
19
Con. Pers. Portillo, M. Enero 2017 México. Ing. Ph.D. [email protected]
61
VII. COMPROBACIÓN DE HIPÓTESIS
Basado en los objetivos de ésta investigación se plantea la hipótesis Ho e Ha con
sus respectivas interacciones dobles, triples y Contrastes Ortogonales de medias
de tratamientos, respectivamente:
Ho : Efecto A = 0 vs Ha : Efecto A ≠ 0
Ho : Efecto B = 0 vs Ha : Efecto B ≠ 0
Ho : Efecto AB = 0 vs Ha : Efecto AB ≠ 0
Ho : Efecto ABC = 0 vs Ha : Efecto ABC ≠ 0
Ho : 𝑻𝒓𝒊𝒄𝒉𝒐𝒅𝒆𝒓𝒎𝒂 𝒉𝒂𝒓𝒛𝒊𝒂𝒏𝒖𝒎 – ESPOCH − J13 (T1 ) VS 𝑻𝒓𝒊𝒄𝒉𝒐𝒅𝒆𝒓𝒎𝒂 𝒔𝒑 Puruguay – UEB
− (T2 )
𝑻𝒓𝒊𝒄𝒉𝒐𝒅𝒆𝒓𝒎𝒂 𝒉𝒂𝒓𝒛𝒊𝒂𝒏𝒖𝒎 Guanujo – ESPOCH − (T3 ) = 0
Ha : 𝑻𝒓𝒊𝒄𝒉𝒐𝒅𝒆𝒓𝒎𝒂 𝒉𝒂𝒓𝒛𝒊𝒂𝒏𝒖𝒎 – ESPOCH − J13 (T1 ) VS 𝑻𝒓𝒊𝒄𝒉𝒐𝒅𝒆𝒓𝒎𝒂 𝒔𝒑 Puruguay – UEB
− (T2 )
𝑻𝒓𝒊𝒄𝒉𝒐𝒅𝒆𝒓𝒎𝒂 𝒉𝒂𝒓𝒛𝒊𝒂𝒏𝒖𝒎 Guanujo – ESPOCH − (T3 ) ≠ 0
Ho : 𝑻𝒓𝒊𝒄𝒉𝒐𝒅𝒆𝒓𝒎𝒂 𝒔𝒑 Puruguay – UEB − (T2 ) VS
𝑻𝒓𝒊𝒄𝒉𝒐𝒅𝒆𝒓𝒎𝒂 𝒉𝒂𝒓𝒛𝒊𝒂𝒏𝒖𝒎 Guanujo – ESPOCH − (T3 ) = 0
H𝑎 : 𝑻𝒓𝒊𝒄𝒉𝒐𝒅𝒆𝒓𝒎𝒂 𝒔𝒑 Puruguay – UEB − (T2 ) VS
𝑻𝒓𝒊𝒄𝒉𝒐𝒅𝒆𝒓𝒎𝒂 𝒉𝒂𝒓𝒛𝒊𝒂𝒏𝒖𝒎 Guanujo – ESPOCH − (T3 ) ≠ 0
Ho : 50 UFC (D1 ) VS 75 UFC (D2 )
100 UFC (D3 ) = 0
Ha : 50 UFC (D1 ) VS 75 UFC (D2 )
100 UFC (D3 ) ≠ 0
Ho : 75 UFC (D2 ) VS
100 UFC (D3 ) = 0
Ha : 75 UFC (D2 ) VS
100 UFC (D3 ) ≠ 0
62
VIII. CONCLUSIÓNES Y RECOMENDACIONES
8.1 Conclusiones.
1. Basado en resultados de fórmula porcentaje de severidad del área total del
ensayo, el porcentaje de plántulas que no resistió el diseño experimental con
dos métodos de siembra (Factor A: Fundas A1 y Camellones A2), tres cepas
endémicas (Factor B: B1 Trichoderma harzianum J13 –ESPOCH-, B2
Trichoderma sp Puruguay –UEB- y B3 Trichoderma harzianum Guanujo –
ESPOCH) y tres dosis de aplicación (Factor C: C1 50 UFC, C2 75 UFC y C3
100 UFC) fue de 18.51 %.
2. Basado en un nivel de confiabilidad estadística del 99.9 %, 95 %, Pruebas de
Comparación Múltiple de medias con Métodos de Tukey (HSD), Scheffé
(DMS) y Contrastes Ortogonales, el mejor método de siembra es por, valor
media de tratamiento, Fundas (A1 : 89.41), Trichoderma sp Puruguay
(A2 :92.87778), 100 UFC de Trichoderma sp (C3 : 89.61778), interacciones
dobles son métodos de siembra con tres cepas Trichoderma sp (A1 B2 : 93.69),
métodos de siembra con tres dosis de aplicación Trichoderma sp (A1 C3 :
90.35) y tres cepas Trichoderma sp con tres dosis de aplicación Trichoderma
sp (B2 C3 : 93.88) respecto a variable Porcentaje de germinación de plántulas de
balsa. Por lo tanto, no se aceptan sus H0 y no se rechazan sus Ha . No existe
diferencia estadísticamente significativa en interacción triple métodos de
siembra con tres cepas Trichoderma sp y tres dosis de aplicación
Trichoderma sp (ABC). Por lo tanto, no se rechaza su H0 , no se acepta su Ha
y se concluye que la interacción triple ABC no tiene efecto respecto a variable
Porcentaje de germinación de plántulas de balsa.
3. Con un nivel de confiabilidad estadística del 99.9 %, 99 %, Pruebas de
Comparación Múltiple de medias con Métodos de Tukey (HSD), Scheffé
(DMS) y Contrastes Ortogonales, el mejor método de siembra es por, valor
media de tratamiento, Fundas (A1 :88.70) y Trichoderma sp Puruguay –UEB(B2 : 91.48) respecto a variable Porcentaje de sobrevivencia de plántulas de
balsa. Por lo tanto, no se aceptan sus Ho y no se rechazan sus Ha . No existen
63
diferencias estadísticamente significativas en tres dosis de aplicación
Trichoderma sp (Factor C: C1 50 UFC, C2 75 UFC y C3 100 UFC),
interacción dobles métodos de siembra con tres cepas Trichoderma sp (AB),
métodos de siembra con tres dosis de aplicación Trichoderma sp (AC), tres
cepas Trichoderma sp con tres dosis de aplicación Trichoderma sp (BC) e
interacción triple métodos de siembra con tres cepas Trichoderma sp y tres
dosis de aplicación Trichoderma sp (ABC). Por lo tanto, no se rechazan sus
H0 , no se aceptan sus Ha y se concluye que Factor C, interacciones dobles AC,
AC, BC e interacción triple ABC no tienen efecto respecto a variable
Porcentaje de sobrevivencia de plántulas de balsa.
4. Con base en un nivel de confiabilidad estadística del 99.9 %, Pruebas de
Comparación Múltiple de medias con Métodos de Tukey (HSD), Scheffé
(DMS) y Contrastes Ortogonales, la mejor dosis es, por valor medio de
tratamiento, 100 UFC (C3: 2.022) respecto a variable diámetro de tallo (mm)
de plántulas de balsa. Por lo tanto, no se acepta su Ho y no se rechaza su Ha .
No existen diferencias significativas en métodos de siembra (Factor A), tres
cepas Trichoderma sp (Factor B), interacciones dobles métodos de siembra
con tres cepas Trichoderma sp (AB), métodos de siembra con tres dosis de
aplicación Trichoderma sp (AC), tres cepas Trichoderma sp con tres dosis de
aplicación Trichoderma sp (BC) e interacción triple métodos de siembra con
tres cepas Trichoderma sp y tres dosis de aplicación Trichoderma sp (ABC).
Por lo tanto, no se rechazan sus H0 , no se aceptan sus Ha y se concluye que los
factores A, B, interacciones dobles AB, AC, BC e interacción triple ABC no
tienen efecto respecto a la variable diámetro de tallo (mm) de plántulas de
balsa.
5. Con un nivel de confiabilidad estadística del 99.9 %, Pruebas de Comparación
Múltiple de medias con Métodos de Tukey (HSD), Scheffé (DMS) y
Contrastes Ortogonales, los mejores resultados son, por valor medio de
tratamiento,
Trichoderma
sp
Puruguay
(B2 : 2.433889),
100
UFC
(C3 : 2.885556), interacciones dobles método de siembra funda con
Trichoderma sp Puruguay (A1 B2 : 2.5200), método de siembra camellón con
64
100 UFC (A2 C3 : 3.0011), Trichoderma sp Puruguay con 100 UFC (B2 C3 :
3.0550) e interacción triple método de siembra funda con Trichoderma sp
Puruguay y 100 UFC (A1 B2 C3 : 3.0867) respecto a variable número de hojas
de balsa. Por lo tanto, no se aceptan sus Ho y no se rechazan sus Ha . No
existen diferencias significativas en métodos de siembra (Factor A). Por lo
tanto, no se rechaza su Ho , no se acepta su Ha y se concluye que métodos de
siembra no tienen efecto respecto a variable Número de hojas de balsa.
6. Con un nivel de confiabilidad estadística del 99.9 %, 99 %, 95 %, Pruebas de
Comparación Múltiple de medias con Métodos de Tukey (HSD), Scheffé
(DMS) y Contrastes Ortogonales, los mejores resultados son, por valor medio
de tratamiento, Trichoderma sp Puruguay –UEB- (B2 : 7.479444), 100 UFC
(C3 : 10.417222), método funda (A1 : 6.968519) e interacción doble método de
funda con Trichoderma sp Puruguay –UEB- (A1 B2 : 8.051) respecto a variable
Altura de plantas (cm) de balsa. Por lo tanto, no se aceptan sus Ho y no se
rechazan sus Ha . No existen diferencias estadísticamente significativas en
interacciones dobles métodos de siembra con tres dosis de aplicación
Trichoderma sp (AC), tres cepas Trichoderma sp con tres dosis de aplicación
Trichoderma sp (BC) e interacción triple métodos de siembra con tres cepas
Trichoderma sp y tres dosis de aplicación Trichoderma sp (ABC). Por lo
tanto, no se rechazan sus H0 , no se aceptan sus Ha y se concluye que
interacciones dobles AC, BC e interacción triple ABC no tienen efecto
respecto a variable Altura de plantas (cm) de balsa.
7. Con base en un nivel de confiabilidad estadística del 99.9 %, Pruebas de
Comparación Múltiple de medias con Métodos de Tukey (HSD), Scheffé
(DMS) y Contrastes Ortogonales, los mejores resultados son cepa
Trichoderma sp Puruguay (B2 : 0.032), dosis 100 UFC (C3 : 0.036) e
interacción doble Trichoderma sp Puruguay –UEB- con 100 UFC
(B2 C3 : 0.037) respecto a variable Volúmen radicular(cm3). Por lo tanto, no se
aceptan sus Ho y no se rechazan sus Ha . No existen diferencias
estadísticamente significativas
en métodos
de siembra (Factor
A),
interacciones dobles métodos de siembra con tres cepas Trichoderma sp
65
(AB), métodos de siembra con tres dosis de aplicación Trichoderma sp (AC)
e interacción triple métodos de siembra con tres cepas Trichoderma sp y tres
dosis de aplicación Trichoderma sp (ABC). Por lo tanto, no se rechazan sus
H0 , no se aceptan sus Ha y se concluye que el factores A, interacciones dobles
AB, AC e interacción triple ABC no tienen efecto respecto a variable
Volúmen radicular(cm3) de plántulas de balsa.
8. B/C = 1,02 y el I.B = 240 USD señalan, que con producción de 1000 plántulas
de balsa tratadas con 100 UFC de Trichoderma sp en Viveros Familiares,
una rentabilidad económica aceptable debido a que por cada dólar invertido en
el proyecto se obtiene 0.02 USD o, en otras palabras, 240 USD,
respectivamente.
8.2 Recomendaciones.
 Aplicar dosis de 100 UFC de Trichoderma sp. endémica para obtener mayores
estándares en porcentaje de sobrevivencia, nivel de protección contra agentes
patógenos, desarrollo del tallo y crecimiento de plántulas.
 Mantener un rango de humedad con un pH 5.5- 6.5 para una mejor eficacia de
la cepa endémica Trichoderma sp.
 Hacer aplicaciones entre 5-6 días de Trichoderma sp. endémica en
plantaciones atacadas por hongos fitopatógenos, dependiendo los cambios de
temperatura.
 Realizar
combinaciones
de
cepas
endémicas
sectoriales,
incluyendo
Trichoderma sp. Puruguay-UEB, en localidades productivas, con el objetivo
de obtener productos comerciales confiables en control de agentes
fitopatógenos. Por ejemplo: Damping off y cigatoka negra-amarilla.
 La propagación de plántulas de balsa en vivero debe hacerse en fundas por la
retención de agua, conservación de humedad, aislamiento de agentes
contaminantes, facilidad de manejo, mejor desarrollo del sistema radicular y
manejo del área para la implementación de viveros.
66
 Aplicar regresión de Cox ò Análisis de Supervivencia con Análisis
Multivariado (variables exógenas o independientes temperatura, humedad,
análisis de suelo, tipos de sustrato, radiación solar, cobertura vegetal,
precipitación, entre otras) en control de variables sectoriales: Porcentaje de
germinación, Porcentaje de sobrevivencia, Altura de planta (cm), Diámetro de
tallo (mm), Número de hojas, Volúmen radicular (cm3), por parte de cepas
endémicas Trichoderma sp. o sus combinaciones comerciales.
 Identificar cepas endémicas de Trichoderma sp. en laboratorios de
instituciones ecuatorianas oficiales. Por ejemplo: Instituto Nacional de
Investigaciones Agropecuarias (INIAP), Ministerio de Agricultura, Ganadería,
Acuacultura y Pesca (MAGAP), Ministerio del Ambiente (MAE).y
Universidades.
67
IX. BIBLIOGRAFÍA
1.
Acosta, S. 2016. Hongos Fitopatógenos. Análisis y sobrevivencia.
2.
Acevedo, R. 2012. Especificidad de Trichoderma sp., en el control
biológico de Sclerotium cepivorum Berk. Venez. P.56.
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Bolívar, 2012. Productividad de viveros. Provincia Bolívar. 59 P.
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estimulantes de la germinación y crecimiento de Phaseolus vulgaris.
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Medellín. P. 4.
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Alvares, S. δ Sivila, N. 2013. Estudios Fitopatológicos de enfermedades y
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72
73
AnexoN°1.Mapa ubicación de la investigación
74
Anexo N° 2. Croquis del ensayo
a1b2 c1
d1
a2b1 c1
d1
a2b3 c1
d1
a3b2 c1
d1
T1c1 d1
a1b2 c2
d1
a2b1 c2
d1
a2b3 c2
d1
a3b2 c2
d1
T2 c2 d1
a2b2 c1
d2
a3b1c1 d1
a3b3 c1
d2
a1b1 c1
d1
a1b3 c1
d2
a2b2 c1
d1
a3b1 c1
d2
a3b3 c1
d1
a1b1 c1
d2
a2b3 c1
d1
a3b2 c1
d2
a2b3 c3d2
a2b2 c2
d2
a1b3c2 d2
a1b2 c1
d1
a2b2 c1
d2
a2b3c1 d2
a1b1 c2
d1
a3b3 c2
d1
a3b2 c3
d1
a2b3 c3d1
a1b2 c1
d2
T1 c1 d2
a2b2 c2
d1
a2b3 c2
d2
a3b2 c2
d1
T2c2 d2
a1b2 c2
d1
a2b1c2 d2
a3b2 c2
d2
a1b2 c2
d2
a2b2 c2
d1
a3b1 c2
d2
a3b3 c2
d1
a1b1 c2
d2
a1b3 c2
d1
a2b1 c3
d2
a1b1 c3
d1
a3b3 c3
d1
a3b1c3 d2
8.50 m
a2b2 c3d1
a1b3 c3
d2
a1b1 c3
d2
a3b3 c3
d2
a2b2 c3d2
a1b2 c3
d1
a3b2 c3
d2
T3 c3 d1
a1b2 c3
d2
T3 c3 d2
5.50 m
75
ANEXO N0 3 Resultado de Análisis de Sustrato.
76
ANEXO N0 4 BASE DE DATOS OBTENIDOS DEL DISEÑO EXPERIMENTAL EN CAMPO
REPLICA
FACTOR
A
1
FACTOR B
FACTOR C
Porcentaje de
Porcentaje de
Altura de la
Germinación
Sobrevivencia
Planta
(cm)
D. del Tallo
(mm)
Número
Volúmen
de
radicular
Hojas
(cm3)
1
1
88
88
5,4
1
1,93
0,025
1
1
88,7
88,2
4,8
1
2
0,018
1
1
88,7
88,2
5,4
1
1,93
0,026
1
2
89
88
6,33
2
2,33
0,038
1
2
89
88
5,93
2
2,27
0,03
1
2
89,5
88,5
6,4
2
2,27
0,037
1
3
89,5
88
11,33
2
2,33
0,038
1
3
90
89
9,6
2
2,27
0,035
1
3
90
89
11,13
2
2,27
0,038
2
1
92
91,5
6,33
1
2
0,03
2
1
92,2
91,7
5,27
1
2
0,027
2
1
92,8
91,3
4,53
1
2
0,025
2
2
93,6
92
8,26
2
2,67
0,038
2
2
93,6
92
6,87
2
2,53
0,035
2
2
94,3
93
5,47
2
2,22
0,033
2
3
94,7
92
12,47
2
3,13
0,038
2
3
95
93,2
12,06
2
3
0,037
77
REPLICA
FACTOR
A
FACTOR B
FACTOR C
Porcentaje de
Altura de la
Germinación
Sobrevivencia
Planta
(cm)
D. del Tallo
(mm)
Número
Volúmen
de
radicular
Hojas
(cm3)
2
3
95
94,5
11,2
2
3,13
0,038
3
1
84,4
94
3,06
1
1,8
0,02
3
1
84,5
83,3
2,8
1
1,93
0,018
3
1
84,5
83
3,06
1
2,1
0,017
3
2
85
83,2
4,93
2
2,4
0,025
3
2
85,3
84
3,93
2
2,47
0,023
3
2
85,8
84,7
4,33
2
2,27
0,025
3
3
86,12
84,1
8,13
2
2,93
0,03
3
3
86,42
85,12
9
2,2
2,87
0,035
3
3
86,42
86
10,13
2
3
0,035
80
74,07
3
1
1,8
0,015
79
33,03
3,5
2
2
0,02
79
27
4
2
2
0,02
Testigo
2
Porcentaje de
1
1
88
87,8
4,6
1
1,87
0,02
1
1
88
87,8
4,87
1
1,93
0,023
1
1
88
87,5
4,2
1
1,93
0,018
1
2
88,3
87
5,6
2
2,13
0,037
1
2
88,3
87
5,8
2
2,13
0,035
1
2
88,5
87
5,13
2
2,13
0,035
78
REPLICA
FACTOR
A
FACTOR B
FACTOR C
Porcentaje de
Porcentaje de
Altura de la
Germinación
Sobrevivencia
Planta
(cm)
D. del Tallo
(mm)
Número
Volúmen
de
radicular
Hojas
(cm3)
1
3
88,5
87
9,8
2
3
0,037
1
3
88,5
86,8
10,73
2
3,07
0,037
1
3
89
86,7
10,33
2
3
0,035
2
1
91
88
4,97
1
1,8
0,028
2
1
91
90,7
4,13
1
1,73
0,022
2
1
91
90,6
4,2
1
2
0,023
2
2
92
90,5
5,2
2
2,13
0,035
2
2
92,5
90
5,47
2
2,13
0,032
2
2
92,5
91,15
5,6
1,93
2,27
0,033
2
3
92,8
91,2
11,6
2
3,07
0,036
2
3
92,8
91
10,47
2
3
0,037
2
3
93
91
10,53
2
3
0,036
3
1
83
92
3
1
1,93
0,018
3
1
83
82,5
3,4
1
1,93
0,02
3
1
83,7
82
2,8
1
1,87
0,02
3
2
84
82
3,86
2
2,53
0,023
3
2
84
82,5
3,86
2
2,33
0,022
3
2
84
82,5
4
2
2,26
0,023
3
3
85
82
8,6
2
2,87
0,037
79
REPLICA
FACTOR
A
FACTOR B
FACTOR C
Porcentaje de
Porcentaje de
Altura de la
Germinación
Sobrevivencia
Planta
(cm)
D. del Tallo
(mm)
Número
Volúmen
de
radicular
Hojas
(cm3)
3
3
85,18
83
10,27
2
3
0,038
3
3
85,18
81
10,13
2,2
3
0,038
81
80
3
1
1,2
0,015
78,7
55
3,5
1,2
2
0,018
78
22
3,8
2
2
0,02
Testigo
Fuente: Elaboración propia (2017).
80
ANEXO N0 5 ILUSTRACIÓN DEL PROCESO DE INVESTIGACIÓN.
Bienvenida a los miembros del tribunal.
Presentación del tema.
Presentación de actividades de campo.
Reconocimiento de lugar
81
o
Limpieza
o Construcción del vivero
o Colocación del sarán
82
o Puesta de cerca con malla
o Preparación del sustrato
o Identificación de cada parcela
83
o Llenado y ubicación de fundas y camellones
o Siembra
o Recolección de datos
84
o Riego
o
Análisis de suelo
85
Anexo N° 6. Glosario de términos técnicos:
Absorción. Absorción es la operación unitaria que consiste en la separación de
uno o más componentes de una mezcla gaseosa con la ayuda de un solvente
líquido con el cual forma solución (un soluto A, o varios solutos, se absorben de
la fase gaseosa y pasan a la líquida).
Aislante. Cuerpos que no permiten el paso de ciertas cosas.
Añublo. Conocido como roya e Honguillo.
Ápice. El ápice es el extremo superior, es decir la punta de la hoja que puede ser
agudo, obtuso, acuminado, etcétera.
Aunado. Poner cosas distintas de acuerdo o armonizadas con algún fin.
Biodegradable. Es el producto o sustancia que puede descomponerse en los
elementos químicos que lo conforman, debido a la acción de agentes biológicos,
como plantas, animales, microorganismos y hongos, bajo condiciones ambientales
naturales.
Biocontrol. El control biológico es un método de control de plagas, enfermedades
y malezas que consiste en utilizar organismos vivos con objeto de controlar las
poblaciones de otro organismo.
Clamidosporas. Capa de esporas.
Cepas. Es una variante fenotípica de una especie o, incluso, de un taxón inferior,
usualmente propagada clonalmente, debido al interés en la conservación de sus
cualidades definitorias.
Cotiledones. Hojas embrionarias de semilla de planta fanerógama.
Damping off. Es el término usado para un número de diferentes hongos causantes
de debilidad y marchitamiento que puede matar las semillas, las siembras, antes o
después de germinar.
86
Dilucidar o Elucidar. Poner en claro.
Enfermedades. Son las respuestas de las células y tejidos vegetales a los
microorganismos patogénicos o a factores ambientales que determinan un cambio
adverso en la forma, función o integridad de la planta y puedan conducir a una
incapacidad parcial o a la muerte de la planta o de sus partes.
Esporulación. La esporulación es una forma de reproducción asexual que tiene
como medios de reproducción tanto esporas como endosporas. De cada
organismo, la esporulación se puede ver favorecida o desencadenada por
circunstancias medioambientales adversas, como falta de disponibilidad de
nutrientes o de luz; o puede ser parte del ciclo de vida normal4 durante la
reproducción.
Erosión. La erosión es el desgaste de suelos y rocas que producen distintos
procesos en la superficie de la Tierra. La erosión implica movimiento, transporte
del material, en contraste con la alteración y disgregación de las rocas, fenómeno
conocido como meteorización y es uno de los principales factores del ciclo
geográfico.
Fialides. Buen funcionamiento.
Fitopatógeno. Se denomina Fitopatógeno a un organismo, en general
microorganismo, que causa enfermedades en las plantas por medio de disturbios
en el metabolismo celular causado por la secreción de enzimas, toxinas,
fitoreguladores y otras sustancias y, además, por la absorción de nutrientes de la
célula para su propio crecimiento.
Fitohormonas. Las fitohormonas o también llamadas hormonas vegetales son
sustancias producidas por células vegetales en sitios estratégicos de la planta y
estas hormonas vegetales son capaces de regular de manera predominante los
fenómenos fisiológicos de las plantas.
Follaje. Es un término que toman los botánicos para designar al conjunto de las
ramas y de los tallos cargados de hojas abiertas, de flores y de frutos, en cuyo
87
sentido son muy enérgicas y expresivas. Pero también se toman regularmente por
la simple disposición de las hojas en el tallo o en las ramas.
Foliolos. Se llama pinna o foliolo a cada una de las piezas separadas en que a
veces se encuentra dividido el limbo de una hoja. Cuando el limbo foliar está
formado por un solo foliolo, es decir no está dividido, se dice que la hoja es una
hoja simple.
Fungicida. Son sustancias tóxicas que se emplean para impedir el crecimiento o
eliminar los hongos y mohos perjudiciales para las plantas, los animales o el
hombre. Todo fungicida, por más eficaz que sea, si se utiliza en exceso puede
causar daños fisiológicos a la planta.
Hifas. Son elementos filamentosos cilíndricos característicos de la mayoría de los
hongos que conforman su estructura vegetativa. Están constituidos por una fila de
células alargadas envueltas por la pared celular que, reunidas, forman el micelio
(en sentido amplio).
Hipocótilo. Cotiledón inferior.
Hongos. Reino al que pertenecen los organismos sin clorofila, provistos de talo,
generalmente filamentoso y ramificado, mediante el cual absorben los principios
orgánicos nutritivos del medio, de tamaño muy variado y reproducción
preferentemente asexual (por esporas); viven parásitos o sobre materias orgánicas
en descomposición o parásitas de vegetales o animales.
Ígneos. Suelos calientes variables.
Intercambio catiónico. Reciprocidad de intercambios.
Microorganismos. Es un ser vivo, o un sistema biológico, que solo puede
visualizarse con el microscopio. La ciencia que estudia los microorganismos es la
microbiología. Son organismos dotados de individualidad que presentan, a
diferencia de las plantas y los animales, una organización biológica elemental.
88
Micelio. Es la masa de hifas que constituye el cuerpo vegetativo de un hongo,
dependiendo de su crecimiento se clasifican en reproductores (aéreos) o
vegetativos. Los micelios reproductores crecen hacia la superficie externa del
medio y son los encargados de formar los orgánulos reproductores (endosporios)
para la formación de nuevos micelios. Los micelios vegetativos se encargan de la
absorción de nutrientes, crecen hacia abajo, para cumplir su función.
Necrosis-Oosporas. Muerte de esporas.
Pigmento. El término 'pigmento' es utilizado para describir una molécula que
absorbe luz y presenta un color. Las plantas contienen una gran variedad de
pigmentos que dan lugar a los colores que en ellas observamos. Obviamente, las
flores y los frutos contienen muchas moléculas orgánicas que absorben luz. Las
hojas, tallos, y raíces también contienen muchos pigmentos, que incluyen las
antocianinas, flavonoides, flavinas, quinonas y citocromos.
Pudrición. Enfermedad bacteriana producida por Erwinia carotovora subesp.
carotovora, que se presenta en cultivos económicamente importantes. Afecta
principalmente a plantas jóvenes y se manifiesta por la coloración amarilla de la
hoja que comienza en la base del tallo y se extiende por los nervios principales. Es
muy característico el fuerte olor que se produce en las podredumbres surgidas en
la base de los tallos.
Plagas. Se entiende como plaga a parición masiva y repentina de organismos
fitopatógenos que causan graves daños en especies vegetales.
Propagación. Es la acción y efecto de propagar. Este verbo refiere a hacer que
algo llegue a distintos sitios de aquel en que se produce; a extender o dilatar algo;
o a multiplicar algo por generación u otras vías de reproducción.
Saprófito. Microbios sobreviviente en putrefacciones y dan lugar a otras
enfermedades.
Transporte criogénico. Técnica de producir temperaturas bajas.
Trichoderma sp. Es un hongo muy común del suelo, también se encuentra en
troncos caídos y estiércol, pertenece a la subdivisión Deuteromicetes. Es utilizado
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en la agricultura como agente de control biológico debido a sus propiedades como
biopesticida, biofertilizante y bioestimulante.
UFC. Unidades Formadoras de Colonias.
Vegetativo. Órgano que solamente realiza las funciones fisiológicas estrictamente
imprescindibles para continuar vivo.
Vigor. El vigor en una planta es la expresión de todas las características internas y
externas, que se traducen en la presencia de ella en un medio determinado y que
cumplen la función que le corresponde.
Vivero. Es un conjunto de instalaciones agronómicas en el cual se cultivan todo
tipo de plantas hasta que alcanzan el estado adecuado para su distribución y venta.
Zoosporas. Esporas que al ser liberadas emiten uno o más cilios vibrátiles que
permiten moverse en el agua.
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