Download Apuntes de Laboratorio - Laboratorios Britania

Apuntes de
Laboratorio
2
DIAGNOSTICO MICROBIOLOGICO
DE LAS INFECCIONES
RESPIRATORIAS BACTERIANAS
Horacio Lopardo
Claudia Hernández
Rolando Soloaga
1999
LABORATORIOS BRITANIA s.a.
Los Patos 2175 C.P. (1283)
Buenos Aires - Argentina
Fax 0054-11-4304-1623
Tel.Fax 0054-11-4306-0041
email: [email protected]
Comité Editor
Carlos Bantar
Carlos A. Guardiano
Horacio Lopardo
Editor Responsable
Ronaldo J. L. Meda
Propietario Lab. Britania s.a.
Diagramación y Diseño
Top Laser S.R.L.
Todos los derechos reservados.
Prohibida la reproducción total o parcial
sin autorización previa del editor.
Registro de la Propiedad Intelectual Nº 744.351
DIAGNOSTICO MICROBIOLOGICO DE LAS INFECCIONES
RESPIRATORIAS BACTERIANAS
Horacio Lopardo: Doctor en Ciencias Bioquímicas. Bioquímico Principal del Laboratorio de Microbiología.
Hospital de Pediatría SAMIC " Prof Dr J. P. Garrahan", Buenos Aires. Profesor Titular de Bacteriología Clínica. Facultad de Ciencias Exactas. Universidad Nacional de La Plata
Claudia Hernández, Bioquímica. Bioquímica Asistente del Laboratorio de Microbiología. Hospital de Pediatría
SAMIC " Prof Dr J. P. Garrahan", Buenos Aires
Rolando Soloaga, Bioquímico. Microbiólogo de la Fundación Favaloro, Profesor Pro-titular de la Maestría en
Microbiología Clínica, Universidad Católica Argentina. Profesor Asociado de la Cátedra de Microbiología.
Carrera de Medicina. Universidad del Salvador
INTRODUCCION GENERAL
Dentro de las infecciones que afectan al género humano, las que ocurren en el tracto respiratorio son las más frecuentes y por ende, las que
originan el mayor número de consultas médicas.
Aún haciendo abstracción de las de origen viral,
que escapan al alcance de esta publicación, las
infecciones respiratorias (IR) constituyen un motivo de frecuente preocupación dentro del equipo
de salud. En especial, las complicaciones y gastos generados por las IR altas y la elevada morbimortalidad de las localizadas en el tracto respiratorio inferior,son objeto de numerosas publicaciones en revistas de la especialidad. En este fascículo trataremos de describir críticamente los
métodos empleados para realizar el diagnóstico
microbiológico de las IR. Las dificultades , como se sabe, derivan de que las vías aéreas superiores, al ser un punto de contacto entre el ser humano y el ambiente exterior, están fuertemente
colonizadas con una flora conformada por más
de 200 especies. Esto conspira contra una toma
de muestra libre de agentes contaminantes, más
aún teniendo en cuenta que algunos de los colonizantes, en ciertas oportunidades podrían transformarse en agentes etiológicos de algunas de
estas infecciones. De esta manera, los métodos
empleados no dan resultados de certeza, sino que
casi siempre arrojan datos indicadores de mayor
o menor probabilidad de que el o los microorganismos aislados sean los verdaderos causantes de
las IR.
INFECCIONES
RESPIRAT ORIAS ALTAS
El tracto respiratorio superior está conformado por la naso y la orofaringe, las que se encuen-
tran conectadas a los senos paranasales y el oído
medio. De este modo, en esta sección consideraremos el diagnóstico microbiológico de las faringitis, otitis y sinusitis.
FARINGITIS
Aproximadamente un 70-80% de las faringoamigdalitis (sindrome inflamatorio faríngeo)
son de etiología viral y por su carácter autolimitado no requieren normalmente del estudio microbiológico. El 20-30% restante es de origen
bacteriano y en su gran mayoría son producidas
por S. pyogenes. También éstas generalmente
curan sin necesidad de tratamiento. Sin embargo,
debido a las posibles complicaciones supurativas
y no supurativas es esencial su diagnóstico preciso y su tratamiento. Lamentablemente, excepto
en algunos casos típicos de escarlatina, el diagnóstico basado sólo en parámetros clínicos no es
confiable y debe recurrirse al estudio microbiológico. Habitualmente el objetivo del cultivo de
un exudado de fauces es la búsqueda de estreptococos ß-hemolíticos del grupo A. No obstante,
los pertenecientes a los grupos C y G de Lancefield (colonia grande) son capaces de producir
cuadros similares y algunas de las complicaciones que origina S. pyogenes. Si bien es aún controvertido su rol en la faringitis, la tendencia actual es identificarlos para diferenciarlos de cepas
ß-hemolíticas de estreptococos del grupo "milleri". Estas pueden aglutinar con antisueros C y G
aunque más frecuentemente lo hacen con antisueros F. Constituyen además la mayoría de las
cepas no serotipificables dentro de los estreptococos ß-hemolíticos y se han detectado muy pocas cepas que pueden dar aglutinación cruzada
con estreptococos del grupo A. Los estreptococos ß-hemolíticos del grupo "milleri" pertenecen
BRITANIA
1
a la flora habitual de las vías aéreas superiores y
hasta el momento no ha sido demostrada su participación en las faringoamigdalitis.
Otros agentes etiológicos de faringitis poco
frecuentes en nuestros tiempos son Arcanobacterium haemolyticum, Corynebacteriun diphteriae, Neisseria gonorrhoeae, hongos levaduriformes y la asociación fusoespirilar responsable
de la angina de Vincent. En este fascículo sólo
consideraremos al primero de ellos pues los
otros microorganismos son responsables de entidades clínicas claramente definidas por síntomas
y signos y/o por pautas epidemiológicas. De este modo la solicitud del estudio queda claramente dirigida y representa un abordaje diferente al
rutinario por parte del microbiólogo.
No obstante ellos son considerados en los algoritmos de trabajo. Para mayores precisiones
sugerimos dirigirse a la bibliografía citada.
ficie de 3 x 2 cm , cercana al borde de la placa.
Con el ansa se disemina en forma de tres o cuatro estrías cruzadas y se realizan otras estrías en
profundidad en la zona cercana al punto de
siembra.
c) EXAMEN MICROSCOPICO DIRECTO:
Sólo se justifica en casos de diagnóstico presuntivo de candidiasis orofaríngea, Angina de Vincent o difteria. La coloración de Gram en forma
rutinaria no debe realizarse pues puede llevar a
confusiones.
d) INCUBACION: La incubación debe realizarse a 35°C en atmósfera normal. Aparentemente una incubación en atmósfera enriquecida
en CO2 no aportaría demasiado ni resultaría perjudicial. La incubación debe prolongarse 48 horas en caso de que a las 24 no hubiera desarrollo
de estreptococos ß-hemolíticos
1) FARINGITIS ESTREPTOCOCICA
a) TOMA DE MUESTRA: Se coloca la cabeza del paciente en hiperextensión y se iluminan
las fauces en forma conveniente. Con hisopo estéril se frotan ambas amígdalas (o ambos pilares
en pacientes amigdalectomizados) . Si existiera
un exudado visible se debería tratar de tocarlo
con la punta del hisopo. En cualquier caso se deberá evitar el contacto del hisopo con el paladar
o la lengua, es por ello que resulta imprescindible ayudarse con un bajalenguas. El hisopo se
deberá colocar en un tubo con gotas de solución
fisiológica estéril o con medio de transporte
(Cary Blair , Stuart o similar). Como alternativa
recomendada sólo ante una emergencia se puede conservar seco en un tubo de ensayo estéril.
El hisopo seco puede conservar la viabilidad de
los estreptococos ß-hemolíticos en un alto porcentaje de casos. La conservación de estas muestras se deberá efectuar a temperatura ambiente
durante el menor tiempo posible.
b) SIEMBRA: Se utiliza una placa entera de
agar tripteína de soya o agar Columbia adicionada de 5% de sangre ovina. Si la siembra se realiza con cuidado, puede utilizarse media placa para cada muestra. Se frota el hisopo en una super-
e) RESULTADOS: El diagnóstico etiológico
de la faringitis estreptocócica depende fundamentalmente de la observación de hemólisis en
agar sangre de oveja. Las colonias ß-hemolíticas
se estudian independientemente del número de
ellas presentes en la placa. Las faringitis ya sea
sintomáticas o subclínicas con frecuencia producen cultivos con recuentos muy altos de estreptococos ß-hemolíticos. Lo contrario sucede en
cultivos faríngeos de portadores sanos. Sin embargo, estas apreciaciones no son consistentes,
de modo que la cuantificación no permite discriminar en forma confiable la portación de la infección. Se deberá informar entonces sólo la
presencia o la ausencia de estreptococos
ß-hemolíticos.
f) IDENTIFICACION DE LOS ESTREPTOCOCOS AISLADOS: Las colonias beta-hemolíticas deben ser identificadas según técnicas
convencionales: coloración de Gram, pruebas de
catalasa, bacitracina y PYR. Eventualmente y
ante casos dudosos (ver esquema) o para trabajos
epidemiológicos se puede completar la identificación con pruebas serológicas (látex, coaglutinación) , Voges-Proskauer, glucuronidasa y fermentación de azúcares. (ver tablas 1 y 2).
BRITANIA
2
TABLA 1
IDENTIFICACION DE ESTREPTOCOCOS BETA-HEMOLITICOS
SEROGRUPO
ESPECIE
BAC
PYR
VP
GLU
A
S. pyogenes
S. grupo milleri
S
R (s)
+
-
+
+
B
S. agalactiae
R
-
-
-
C
S. dysgalactiae ss. equisimilis
S. equi ss. equi
S. equi ss. zooepidemicus
S. grupo milleri
R (s)
R (s)
R (s)
R (s)
-
+
+
G
S. dysgalactiae ss. equisimilis
S. grupo milleri
R (s)
R (s)
-
+
+
F
S. grupo milleri
R (s)
-
+
+
No agrupables
S. grupo milleri
R (s)
-
+
+
BAC= bacitracina, PYR= pirrolidonilarilamidasa, VP= Voges-Proskauer, GLU= Glucuronidasa
TABLA 2
IDENTIFICACION DE LOS ESTREPTOCOCOS DEL GRUPO C (COLONIA GRANDE)
ESPECIE
THEHALOSA
SORBITOL
S. dysgalactiae ss. equisimilis
S. equi ss. equi
S. equi ss. zooepidemicus
+
-
+
BRITANIA
3
Algoritmo del procesamiento del exudado de fauces.
EVALUACIÓN CLÍNICO/EPIDEMIOLÓGICA
A
B
C
Sospecha de
Angina de Vincent*
Sospecha de
Candidiasis orofaríngea*
Sospecha de
Difteria**
Hisopado de la úlcera
Hisopado de los
exudados blanquecinos
Toma de muestra: tomar parte de la
seudomembrana con pinza o instrumento
"ad hoc". Si no se pudiera arrancar la
seudomembrana, tomar un hisopado
faríngeo y otro nasofaríngeo.
Transporte: en solución fisiológica.
Extendidos
Coloraciones de Gram
y azul de metileno (30 seg.)
Observar la presencia
de asociación fusoespirilar
Exámen en fresco
con o sin el agregado
de HOK al 20%
Cultivo
Hisopado o muestra de seudomembrana
Agar Sabouraud
con o sin antibióticos
Observar la presencia
de células levaduriformes
con o sin seudomicelios
Desarrollo de
hongos levaduriformes
Identificación a nivel
de especie (ver tratado
de especialidad)
Coloración
de Gram
Coloración de azul
de metileno
Bacilos gram +
difteromorfos dispuestos
en V, letras chinas
y/o empalizada
Observación de
gránulos
metacromáticos
Cultivo
A/sangre
(procesar
como en D)
Agar sangre
con cistina
y telurito
(ASCT)
Medio de
Loeffler
2 hs
(sin valor diagnóstico)
***
GRUPO
VOGES-PROSKAUER
A
-
Repetir PYR y BAC
A
+
S. milleri (colonia chica)(no significativo)
G
-
S. dysgalactiae ss. equisimilis (col.grande)
G
+
S. milleri (col. chica) (no significativo)
C
-
S. dysgalactiae ss. equi o
S. dysgalactiae ss. zooepidemicus
S. dysgalactiae ss. equisimilis (col.grande)
C
+
S. milleri (col. chica) (no significativo)
B
-
S. agalactiae (no significativo)
F
+
S. milleri (col. chica) (no significativo)
No aglutinable
+
S. milleri (col. chica) (no significativo)
No aglutinable
-
Enviar a centro de referencia
18 hs
Extendidos
pase a
ASCT
Gram y
Azul de
metileno
RESULTADO
BRITANIA
4
Incubar
24-48 hs
Informe
preliminar
Colonias
negro-grisáceas
Gram: bacilos gram + pleomórficos
catalasa positivos
Coloración de
azul de metileno
Pruebas
bioquímicas
Prueba de
toxigenicidad
(enviar a centro
de referencia)
D
E
Faringoamigdalitis
con o sin rash cutáneo
Sospecha de faringitis
gonocócica **
Cultivo
Coloración de Gram
D1 A/S de oveja
(búsqueda de estreptococos
betahemolíticos)
D2 A/S humana
(búsqueda de Arcanobacterium
haemolyticum)
Incubar 48 hs a 35 Cº al aire
(1º lectura a las 18-24 hs)
Incubar 72 hs a 35ºC en 5-10% de CO2
(lecturas periódicas cada 24 hs)
Observar la presencia
de diplococos gram
negativos intra o extracelulares
(no tiene valor diagnóstico)
ß-hemólisis
No ß-hemólisis
ß-hemólisis
No ß-hemólisis
Gram
Flora orofaríngea
habitual
catalasa
Flora crofaríngea
habitual
Cultivo
A/choc.
TM #
o similar
72 hs en jarra
c/vela o estufa con
10% de CO2
Coloración de gram
de las colonias
diplococos gram(-)
Oxidasa
Cocos gram +
catalasa -
Bacilos Gram +
difteromorfos
continuar como
en C o D2 según el caso
+-+
+
Cocos Gram
positivos
Bacitracina
PYR
++ Informar
S. pyógenes
Coloración de Gram
-• Aglutinar
• Voges-Proskauer
***
Bacilos Gram positivos
difteromorfos
Se descarta
Pruebas de oxidación
de azúcares en medio base
CTA, Nitratos (-) y DNAsa (-)
(ver tratados de la especialidad)
Glu+ Mal- Sac- Lac-
Camp invertida +
Arcanobacterium haemolyticum
(confirmar con pruebas bioquímicas;
ver tratados de la especialidad)
Repetir
++
+-+
--
#
TM=
Thayer Martin.
*
No se recomienda efectuar esta búsqueda en forma rutinaria
dado que al tratarse de microorganismos que son parte de la
flora habitual orofaríngea, se corre el riesgo de
sobrediagnosticar estas enfermedades.
** No se recomienda efectuar esta búsqueda en forma rutinaria
por no ser costo-efectiva al tratarse de microorganismos
excepcionalemente encontrados en pacientes sin factores de
riesgo o clínica compatible.
BRITANIA
5
PRUEBA DE LA BACITRACINA
Con las colonias aisladas en el primocultivo
se efectúan estrías superpuestas en tres sentidos,
cubriendo una superficie aproximada de un cuarto de una placa de agar sangre. En el centro de
esta superficie se coloca un disco de 0,04 U de
bacitracina . Se deja incubar 18-24 horas a 35°C
y se observa la formación o no de un halo de inhibición alrededor del disco.
PRUEBA POSITIVA: producción de un halo de inhibición de cualquier diámetro
PRUEBA NEGATIVA: ausencia de halo de
inhibición
PRECAUCIONES:
i) Verificar que la cepa produzca beta-hemólisis en sangre ovina.
ii) Verificar que se trate de un aislamiento puro.
iii) Verificar que los discos contengan 0,04U
pues hay discos con otras concentraciones .
iv) Verificar que se logre un desarrollo confluente pues el uso de inóculos bajos puede dar
lugar a la producción de resultados falsamente
positivos.
PRUEBA DE LA PIRROLIDONILARILAMIDASA (PYR)
Sobre un portaobjetos o sobre la tapa de una
placa de Petri se coloca un disco de PYR comercial. Se lo humedece y se lo frota con un palillo cargado con varias colonias del microorganismo a ensayar.
Se le agrega una gota del reactivo revelador,
se deja unos 5 minutos y se efectúa la lectura.
PRUEBA NEGATIVA: disco incoloro
PRUEBA POSITIVA: disco rojo
Otras alternativas pueden encontrarse en la
bibliografía o en los prospectos de los reactivos
comerciales.
g) METODOS RAPIDOS DE DIAGNOSTICO DE FARINGITIS POR ESTREPTOCOCOS BETA-HEMOLITICOS DEL GRUPO A
Existen más de 40 productos comerciales
destinados al diagnóstico rápido de la faringitis
estreptocócica. Estos equipos emplean técnicas
de extracción del antígeno específico de grupo y
el posterior revelado por coaglutinación, aglutinación con partículas de látex o enzimoinmunoensayo. Los detalles de técnica deberán tomarse de los prospectos de cada uno de los equipos.
La secuencia de operaciones es:
1) Toma de muestra para cultivo de exudado
de fauces.
2) Repetir la toma utilizando uno de los hisopos provistos por el equipo. Si el equipo no incluyera hisopos deberá disponerse de un hisopo
de dacrón pues libera mejor los antígenos al medio durante la extracción.
3) Extracción del antígeno (habitualmente
por método enzimático).
4) Reacción de aglutinación o enzimoinmunoensayo.
Si el resultado es positivo: informar
Si el resultado es negativo: efectuar un cultivo convencional con el primer hisopo e informar
de acuerdo a éste.
NOTA: estos métodos resultan de utilidad
cuando su sensibilidad es de alrededor del 90% y
la comunicación médico-microbiólogo puede
realizarse rápidamente
h) PRUEBAS DE SENSIBILIDAD A LOS
ANTIBIOTICOS PARA ESTREPTOCOCOS BETA-HEMOLITICOS AISLADOS DE FAUCES
Aún no ha sido detectada la resistencia a penicilina o cefalosporinas de tercera generación
en S. pyogenes por lo que no se considera necesario efectuar rutinariamente ningún tipo de ensayo que involucre a estas drogas. De todos modos, los puntos de corte para establecer su sensibilidad o resistencia fueron contemplados por la
NCCLS tanto para difusión como para dilución.
Por el contrario, el conocimiento de la sensibilidad a eritromicina y clindamicina ya es necesario dado que en muchos países y algunas regiones de la Argentina los niveles de resistencia a
macrólidos se han elevado en forma considerable. Por otra parte el uso de nuevos macrólidos
ha sufrido también un aumento importante. Por
ello, para el caso de exudados de fauces se recomienda efectuar una prueba de sensibilidad de
difusión en agar Mueller Hinton con sangre ovina al 5% utilizando discos de clindamicina y eritromicina separados 20 mm. De este modo se podrá apreciar el achatamiento del halo de clindamicina (mecanismo MLS inducible) o no (mecanismo de eflujo) cuando la cepa es de sensibilidad intermedia o resistente a eritromicina y sensible a clindamicina. En el primer caso se deberá informar como clindamicina resistente y en el
segundo como clindamicina sensible.
BRITANIA
6
2) BUSQUEDA DE ARCANOBACTERIUM
HAEMOLYTICUM
Esta bacteria es un agente reconocido de faringitis y se la aisla frecuentemente de exudados
de fauces de adolescentes sintomáticos. Frecuentemente se acompaña de rash escarlatiniforme.
Es sensible in vitro a la penicilina, pero este antibiótico suele fracasar en los tratamientos probablemente debido a la localización intracelular
de estos microorganismos . Por ello el antibiótico de elección es la eritromicina u otro macrólido. Esta diferencia respecto de S. pyogenes aumenta el interés de su búsqueda en los exudados
de fauces.
Se trata de cocobacilos gram positivos que
pueden aparecer arracimados, en V o con ramificaciones rudimentarias. Desarrollan producien-
do hemólisis en sangre humana pero no tan evidente en sangre ovina. Su crecimiento se produce entre las 24 y 72 horas por lo que se sugiere
incubar las placas hasta 3 días a 35°C en atmósfera con 5-10% de CO2 .
Su identificación se basa en las siguientes
pautas: dan negativas las pruebas de catalasa,
movilidad, gelatinasa, ureasa, xilosa, manitol y
esculina; dan positivas las pruebas de fermentación de glucosa y maltosa y las pruebas de reducción de nitratos y fermentación de sacarosa
son variables. La prueba de CAMP se realiza del
mismo modo como se efectúa para Streptococcus agalatiae. A diferencia de esta bacteria, en
lugar de reforzar la hemólisis producida por la
cepa ATCC 25923 de S. aureus, la anula.
BIBLIOGRAFIA
- Baron EJ, Peterson LR, Finegold SM. Bayley & Scott’s Diagnostic Microbiology. 9th ed.
Mosby, St.Louis, EEUU, 1994.
- Gerber MA. Diagnosis of group A streptococcal pharyngitis. Pediatr.Ann. 27: 269-273,
1998.
- Gubbay L, Ellis A, Lopez Holtmann G, Galanternik L. Streptococcal pharyngitis in Argentina. Resumen XIIIth Lancefield Symposium on
Streptococcus and Infectious Diseases , París, setiembre de 1996.
- Horaud T, Bouvet A, Leclercq R, de Montclos H, Sicard M. Streptococci and the host. Plenum Press, New York, 1997.
- Isenberg HD. Essential procedures for Clinical Microbiology. p.73-80 . ASM Press, Washington D.C., 1998.
- Johnson DR, Kaplan EL, Sramek J, Bicova
R, Havlicek J, Havlickova H, Motlova J, Kriz P.
Laboratory diagnosis of group A streptococcal infections. World Health Organization, Geneva, 1996.
- Kellog J. Suitability of throat cultures procedures for detection of group A streptococci and as
reference standards for evaluation of streptococcal
antigen detection kits. J.Clin.Microbiol. 28: 165169, 1992.
- Lopardo HA, Hernández C, Morales G.
Diagnóstico Microbiológico de infecciones respiratorias altas. Módulo del curso a distancia sobre
Microbiología . Asociación Argentina de Microbiología y Colegio Bioquímico de Entre Ríos. 1998
- Mandell GL, Bennett JE, Dolin R. Principles and practice of infectious diseases. Churchill
Livingstone, New York, 4th ed. 1995
- Romero J, Betriu C. Faringitis estreptocócica. Enferm.Infecc.Microbiol.Clín. 13: 611-627,
1995.
- Ruoff K L. Streptococcus. En: Murray PR,
Baron EJ, Pfaller MA, Tenover FC., Yolken RH
(ed) Manual of Clinical Microbiology. p. 299-307,
ASM Presss, Washington DC, 6th ed., 1995.
BRITANIA
7
OTITIS MEDIA AGUDA
La otitis media aguda ( OMA ) se define como un proceso inflamatorio de la mucosa de revestimiento de las cavidades que constituyen el oído
medio, caja del tímpano, celdas mastoideas y
membrana timpánica.
La patogenia de la OMA es compleja y multifactorial. Las bacterias responsables de la OMA
colonizan primero el epitelio nasofaríngeo y llegan
luego al oído medio a través de las trompas de Eustaquio por aspiración o inyección directa al soplar,
estornudar o bostezar. La infección ocurre cuando
el inóculo alcanzado es grande o cuando los mecanismos de defensa específicos e inespecíficos están alterados.
Diagnóstico microbiológico
1 ) Toma de muestra
La única muestra válida para el estudio microbiológico es la punción del contenido del oído
medio por tímpanocentesis. En este procedimiento
se realiza una punción aspiración, con aguja, de la
membrana timpánica para obtener material retenido en el oído medio. Es realizado por un otorrinolaringólogo o pediatra entrenado. Las indicaciones
de tímpanocentesis son:
a- OMA con retención de exudado en niños seriamente enfermos o con signos y síntomas tóxicos.
b- Respuesta insatisfactoria al tratamiento
antibiótico y persistencia del exudado.
c- Otitis media con exudado en pacientes con
síndrome meníngeo.
d- Otitis media con exudado con complicaciones supurativas intrapetrosas o endocraneales.
e- Otitis media con exudado en menores de
tres meses, en huéspedes inmunocomprometidos y
en cualquier caso que se sospeche de un microorganismo causal inusual.
Técnica de la tímpanocentesis: el procedimiento puede ser realizado sin anestesia general,
con adecuada inmovilización del paciente, bajo visión con otomicroscopio binocular. El instrumental utilizado ( cánulas de aspiración, espéculos óticos , etc. ) debe ser estéril.
1- La piel del conducto auditivo externo presenta microorganismos saprófitos como S. aureus
y P. aeruginosa, por tal motivo es indispensable la
limpieza del mismo con alcohol al 70 % boricado
a saturación por más de un minuto (el alcohol crea
un medio desfavorable para la proliferación bacteriana y el ácido bórico es bacteriostático para
Pseudomonas). Se elimina el mismo mediante
succión.
2- Punción timpánica con aguja Butterfly n°
19 a 23, sin alas, adosada a una jeringa de 5 cc. cargada con 1 cc. de solución fisiológica estéril. La
punción de la membrana se realiza en el cuadrante
posteroinferior ya que es la zona que presenta más
declive y de esta manera se asegura el drenaje
completo de la caja.
3- Aspiración de la efusión del oído medio.
4- Colocación del material en frascos de
transporte adecuado para el cultivo.
5- Se envía inmediatamente al laboratorio de
Microbiología.
Posteriormente se indican los cuidados locales de todo tímpano que presenta perforación espontánea o provocada para evitar contaminación
por gérmenes presentes en la piel del conducto.
Esto consiste en a ) impedir la entrada de agua con
tapón de algodón seco con una capa de vaselina
sólida por fuera del mismo para impermeabilizarlo; b ) instilación de alcohol al 70 % boricado a saturación varias veces por día para limpieza de las
cavidades del oído medio a través de la perforación
y de la piel del conducto.
2 ) Medio de transporte
El material puede ser enviado al laboratorio
en la jeringa del procedimiento, en tubo seco o
en frascos con atmósfera apropiada como el TAB
(transporte anaeróbico) (Laboratorios Britania,
Buenos Aires). Los dos primeros tienen el inconveniente de una mala preservación de los anaerobios, lo cual es importante en las OMA supuradas y en las OMC (otitis media crónica). El envío del material en la jeringa no cumple además
con las normas de bioseguridad requeridas para
el manipuleo de materiales biológicos. Por ésto,
el medio de transporte ideal para este material es
el frasco TAB.
3 ) Procesamiento
Al material se le efectúa una coloración de
Gram y se siembra en agar sangre , agar chocolate
y caldo tioglicolato. Se incuba 48 hs. en atmósfera
con un 5 % de CO2 (sistema de jarra y vela).
BRITANIA
8
En el caso de OMA supurada y OMC se debe agregar medios de cultivo para el aislamiento de
anaerobios como placas de agar sangre con vitamina K y caldo sellado con parafina . En el caso de
pacientes HIV ( + ) con OMC se deben agregar
medios para el estudio micológico como un tubo
de agar Sabouraud.
Si bien el tratamiento antibiótico previo inmediato o simultáneo disminuye la recuperación
de los cultivos, el porcentaje de positividad en estos pacientes justifica su siembra.
Pacientes con ATB.
______________________________
Positivos
71.7 %
______________________________
Negativos
28,3 %
Positividad de los cultivos: La recuperación
de microorganismos a partir de muestras obtenidas
por timpanocentesis varía según la población incluída ( con o sin antibiótico, distintas edades, tipo
de otitis: aguda, aguda supurada o crónica, tipo de
huésped ) pero en general se encuentran entre un
60 – 85 %.
En el Hospital Garrahan en el año 1998 se estudiaron 539 punciones de OMA provenientes de
444 pacientes y se obtuvieron los siguientes resultados
Pacientes sin ATB.
______________________________
Positivos
87.6 %
______________________________
Negativos
12.4 %
4 ) Identificación bioquímica
Pacientes
444
______________________________
Los principales agentes etiológicos de las
OMA son S. pneumoniae, H. influenzae, S. aureus,
M. catarrhalis y estreptococos ß-hemolíticos del
grupo A.
Positivos
342
77 %
______________________________
Negativos
102
23 %
Microorganismos aislados
de OMA ( huésped normal )
Cultivos
539
______________________________
Positivos
476
70 %
______________________________
Negativos
163
N° DE CEPAS
30 %
En caso de tratarse de una otitis bilateral se
debe cultivar el material obtenido de ambos oídos,
ya que sólo el 64 % tendrán el mismo microorganismo. Por ejemplo, en el año 1998 se estudiaron
195 pacientes con OMA bilateral.
CULTIVOS
______________________________
Pacientes
195
______________________________
Iguales
64,6%
______________________________
Positivo/Negativo
12,8%
______________________________
Positivo/Positivo+otro
15,9%
______________________________
Distinto
6,7%
BRITANIA
9
%
______________________________
S. pneumoniae
141
35.4
______________________________
H. influenzae
194
48.6
______________________________
M. catarrhalis
25
6.3
______________________________
S. aureus
24
6
______________________________
S. ß hemolítico
(grupos A , C y G ) 8
2
______________________________
P. aeruginosa
5
1.2
______________________________
Candida sp.
2
0.5
______________________________
Totales
399
100
A ) Streptococcus pneumoniae
Los neumococos son diplococos gram positivos que pueden presentar cápsula o estar desprovistos de ella. Su forma más característica es lanceolada aunque también pueden formar cadenas
cortas o estar aislados. En medios líquidos, la mayor parte de las cepas capsuladas presentan un crecimiento difuso, mientras que las no capsuladas
muestran un crecimiento granular En agar sangre
crecen presentando α hemólisis. Las cápsulas se
observan cuando las colonias son tratadas con el
anticuerpo específico de tipo, el cual, al combinarse con el polisacárido capsular, lo vuelven refráctil
(reacción de Quellung). Los neumococos son gérmenes exigentes que generalmente requieren un
medio enriquecido y una atmósfera de 5 % de CO2
para crecer. Se han diferenciado más de 75 tipos
serológicos de neumococos, por la existencia de
polisacáridos inmunológicamente diferentes en
sus cápsulas.
ta prueba controla la capacidad de las células bacterianas de producir lisis en presencia de sales biliares, en un tiempo y a una temperatura específica. Las sales biliares utilizadas son el desoxicolato
de sodio o el taurocolato de sodio. Las sales biliares hacen descender la tensión superficial en la interfase medio-membrana, provocan una descomposición de la membrana celular y aceleran el proceso autolítico natural del neumococo activando
las enzimas por combinación de las sales biliares
con el neumococo.
Método: Se prepara 1 ml de una suspensión
densa en solución fisiológica de un cultivo puro.
Se divide en dos partes iguales en tubos separados.
A uno de ellos se le agregan 0,5 ml de una solución
de desoxicolato de sodio al 10 % y al otro 0,5 ml
de solución fisiológica. Se incuba hasta 3 hs y se
observa cada 15 minutos.
Interpretación: Positiva cuando se observa
un aclaramiento del tubo con desoxicolato respecto al de solución fisiológica. Negativo, cuando no
hay diferencia de turbidez entre ambos tubos.
Diagnóstico de laboratorio:
B ) Haemophilus influenzae
I – Prueba de la optoquina: se usa el disco
de optoquina para diferenciar entre S. pneumoniae
(sensibles) y otras especies de estreptococos
α hemolíticos (resistentes). La sensibilidad a la optoquina es una medida de la fragilidad de la membrana celular bacteriana. La optoquina, que es el
clorhidrato de etilhidrocupreína, se utiliza en una
dilución acuosa de 1 / 4000 para impregnar los discos, quedando en éstos 5 µg de la droga.
Método: se toma una suspensión de colonias
puras en caldo Mueller Hinton o tioglicolato y con
un hisopo se estría una placa de agar sangre de carnero al 5 %. Sobre la estría se coloca el disco de
optoquina. Se incuba con atmósfera de CO2 al 5 %
( jarra con vela ). durante 24 hs. a 35° C.
Interpretación: Sensible, cuando hay inhibición alrededor del disco. Se considera como punto
de corte 16 mm. (discos de 10 mm) o 14 mm (discos de 6 mm). Resistente, cuando el crecimiento
no es inhibido alrededor del disco. Los casos de
halos intermedios deben resolverse por acumulación de pruebas a favor o en contra.
II – Prueba de la solubilidad en bilis: Se utiliza esta prueba para diferenciar entre S. pneumoniae, soluble, en bilis y otras especies de estreptococos alfa hemolíticos, “ insolubles ” en bilis. Es-
Son bacilos pequeños gram negativos, inmóviles, no esporulados y pleomórficos, anaerobios
facultativos que producen la energía ya sea por
oxidación o por fermentación. Su crecimiento óptimo se obtiene incubando las placas en atmósfera
de 5 % de CO2 a 35 – 37 ° C. Son bacterias fastidiosas y crecen solamente en medios enriquecidos
(agar chocolate o agar chocolate suplementado) o
con una fuente exógena de los nutrientes esenciales (satelitismo alrededor de una estría de S. aureus). Estos nutrientes esenciales son el factor V
(NAD) y el factor X (hemina). Forman colonias
pequeñas, translúcidas y ciertos biotipos presentan
un olor característico por producción de indol a
partir de triptofano. Estas bacterias pueden poseer
cápsula (cepas serotipificables a, b, c, d, e, f) o no
(cepas no serotipificables).
Diagnóstico de laboratorio
I – Requerimiento de los factores V y X: se
basa en la necesidad de H. influenzae de requerir
ambos factores para su crecimiento.
Método: con ansa, se prepara una suspensión
de las colonias aisladas en solución fisiológica. Se
hisopa una placa de agar tripticasa soja y se colo-
BRITANIA
10
can tres discos. Uno impregnado en factor V, otro
en factor X y el tercero con los dos factores . Se incuba a 35-37° C en atmósfera de CO2
Se observa crecimiento alrededor de los
discos.
firinas. Eso indica que el microorganismo no requiere factor X. A las 24 hs. puede revelarse con
reactivo de Kovacs ( rojo en fase acuosa = positivo
presencia de porfirinas) .
C ) Moraxella catarrhalis
Identificación de Haemophilus spp..
ESPECIE
PRUEBA
________________________________________
DEPENDENCIA
DE FACTORES
X
V HEMÓLISIS LACTOSA MANOSA
_____________________________________________________
H.influenzae
H.haemolyticus
H.parainfluenzae
H.parahaemolyticus
H.aphrophilus
H.paraphrophilus
H.segnis
H.ducreyi
+
+
+
+
+
+
+
+
+
-
+
+
-
+
+
-
+
+
+
-
II ) Prueba de las porfirinas: el ácido delta
amino levulínico es convertido enzimáticamente a
porfirinas produciendo una fluorescencia roja. Mide la independencia del factor X. La reacción bioquímica es la siguiente:
Porfobilinógeno
sintetasa
δ amino levulínico---------------porfobilinógeno
uroporfirinógeno
uroporfirinógeno
sintetasa I
decarboxilasa
-------------------uroporfirinógeno------------------coproporfirinógeno
oxidasa
-coproporfirinógeno-----------protoporfirina IX
ferroquelatasa
----------------------hemina
Fe++
Método: se prepara una suspensión bien cargada en un buffer fosfato 0.1 M ( pH 6.9 ) que
contenga 2 mM de ácido δ aminolevulínico y 0.8
mM de MgSO4 . Se incuba 4 horas a 37° C. El tubo se ilumina con luz ultravioleta observando una
fluorescencia roja (presencia de porfobilinógeno).
Interpretación: la fluorescencia roja indica
una conversión del ácido δ-aminolevulínico a por-
Son diplococos gram negativos, oxidasa y
catalasa positivas, inmóviles y no producen esporos . Son aeróbicos y su temperatura óptima de crecimiento es de 35 a 37 ° C , aunque crece también
a menores temperaturas. (28° C). Crecen bien en
agar sangre y en agar chocolate, como así también
en medios líquidos. No producen oxidación de
azúcares en medio CTA y dan positivas las pruebas
de reducción de nitratos y DNAsa
Diágnostico de laboratorio
I ) Producción de ácido a partir de carbohidratos: determina la capacidad de producir ácido a
partir de un hidrato de carbono específico incorporado a un medio base. Utilizando un indicador de
pH puede determinarse si la bacteria ha degradado
el hidrato de carbono en varios productos terminales observando un cambio de color.
Los azúcares estudiados son glucosa, maltosa, sacarosa y lactosa.
Método: El medio base utilizado es el CTA.
Se evalúa con una concentración del 1% del carbohidrato en el medio base. Se inoculan los tubos y
se incuban a 37 ° C.
Interpretación: Una reacción positiva es
aquella en la cual se produce un cambio de color
(amarillo). Una reacción negativa es aquella en la
que el medio permanece rojo rosado .
II ) Reducción de nitratos: determina la capacidad del microorganismo de reducir el nitrato
en nitritos.
Método: Se utiliza caldo nitrato que es caldo
infusión cerebro corazón (BHI) al 2.5 % y NO3K
al 0.1 %. A las 24 hs. de incubación a 37 ° C los
caldos inoculados se revelan con 3 gotas del reactivo A (ácido sulfanílico (0.8 g), ácido acético glaciar (30 ml) y agua destilada (100 ml) y 3 gotas del
reactivo B ( dimetil α naftilamina (0.5 g) , ácido
acético glaciar ( 30 ml ) y agua destilada (100 ml).
Interpretación: la aparición de un color rojo
fuerte vinoso indica una prueba positiva. Si no hay
desarrollo de color, es negativa.
BRITANIA
11
III ) Prueba de la DNAsa: determina la presencia de una enzima capaz de clivar el ADN incorporado al medio.
Método: se utiliza el medio comercial. Se
realiza una estría y se incuba 24 hs. a 37 ° C. Se revela con el agregado de ClH 1 N.
Interpretación: es positiva cuando aparece
un halo transparente alrededor del crecimiento
bacteriano. En ausencia de halo se interpreta como
negativa.
Características diferenciales de Neisseria y
Moraxella
___________________ D N
G M
S
L
_______________________________________
ESPECIE
Método: con un ansa recoger una colonia de
un cultivo puro de 24 hs. y colocarla sobre un portaobjetos. Agregar una gota de H2O2 al 30 %. Observar la formación inmediata de burbujas.
Interpretación: una prueba positiva corresponde a la formación de burbujas bien visibles
(formación de O2 ) .
II ) Prueba de la coagulasa: comprueba la
facultad de un microorganismo de coagular el
plasma por acción de la coagulasa.
coagulasa
Plasma-------------------cóagulo de fibrina
FORMACIÓN DE ÁCIDO
N.gonorrhoeae +
- N.meningitidis
+
+
- N.lactamica
+
+
+
- N.cinerea
- N.subflava
+
+
v
- N.sicca
+
+
+
- N.mucosa
+
+
+
- +
M.catarrhalis
+ +
________________________________________
Método: incubar 0.5 ml de cultivo puro con
igual volumen de plasma de conejo o humano. Observar a las 4 horas. Si al cabo de ese tiempo no
hay coágulo visible, dejar incubando 24 horas.
Interpretación: prueba positiva, se forman
coágulos o filamentos de fibrina bien visibles. La
coagulación puede ser completa o parcial. La prueba es negativa si no hay formación de coágulos y
la suspensión se mantiene homogénea .
D= DNasa. N= NITRATOS.
G= Glucosa. M= Maltosa. S= Sacarosa L= Lactosa
III ) Prueba de la DNAsa :
Ver Moraxella catarrhalis .
F ) Otros patógenos
D ) Estreptococo ß hemolítico grupo “A”
Ver sección anterior: exudado de fauces
E ) Staphylococcus aureus
Son cocos gram positivos que se disponen en
pares, tetradas o racimos. Son microorganismos
inmóviles que no forman esporos. Son catalasa positivos y la mayor parte de las cepas fermentan el
manitol, producen pigmento amarillo en medios
con sangre, hemolisina y coagulasa.
Diagnóstico de laboratorio
I ) Prueba de la catalasa: determina la presencia de la enzima catalasa. Esta enzima descompone el peróxido de hidrógeno que se forma como
producto terminal oxidativo de la descomposición
aeróbica de los azúcares.
Otros patógenos como Chlamydia pneumoniae, Mycoplasma pneumoniae u hongos son excepcionales como causa de OMA, Sin embargo, en
un estudio reciente Block y colaboradores recuperaron un 8 % de clamidias de 101 muestras de tímpanocentesis de pacientes con OMA utilizando
técnicas de PCR y cultivo.
Los agentes más controvertidos son los virus.
Por lo general, se los acepta como agentes predisponentes de la infección bacteriana más que como
agentes etiológicos. Las bacterias anaerobias se
consideran que pueden ser flora de contaminación
y no agentes causales de la OMA. En el Hospital
Garrahan no se aislaron anaerobios de 371 muestras de OMA con tímpano conservado en 1996.
Estas bacterias tienen importancia en las OMA supuradas y en OMC.
BRITANIA
12
5 ) Pruebas de sensibilidad a los antibióticos
A ) Streptococcus pneumoniae
Se determina la sensibilidad a la penicilina ,
cefotaxima (o ceftriaxona), eritromicina, co-trimoxazol y opcionalmente a vancomicina, aunque no
estén descriptas cepas resistentes a este antibiótico.
& Penicilina
a ) por difusión: I- se utiliza un método de
“screening” que emplea discos de oxacilina de 1
µg. Se hisopa una placa de agar Mueller Hinton
suplementado con 5 % de sangre de carnero. Se
coloca el disco de oxacilina y se incuba 24 horas
en atmósfera con 5 % de CO2. Interpretación: Halos > ó = a 20 mm ⇒ sensible < ó = a 19 mm
⇒ resistente o intermedio
II- E–test: sobre una placa de las mismas características que en el caso anterior, se coloca una
tira reactiva que está impregnada de concentraciones crecientes de penicilina. Luego de la incubación se observa la zona de inhibición que tiene forma elíptica y se determina la CIM leyendo la línea
en donde esa zona de inhibición intercepta la tira
reactiva .
b ) por dilución: se siguen las normas para
micro o macrodilución. Las cepas sensibles tienen
una CIM < ó = a 0.06 µg / ml, las intermedias entre 0.12 y 1 µg / ml y las resistentes > ó = a 2 µg /
ml.
& Cefotaxima. ceftriaxona y cefuroxima: se
determina solamente por el método de dilución en
las condiciones antes descriptas para penicilina.
(ver normas de NCCLS ). Pueden emplearse también las tiras de E-test en las mismas placas utilizadas para penicilina.
& Eritromicina, co-trimoxazol. cloranfenicol y vancomicina: su sensibilidad está normatizada para los métodos de difusión y de dilución en
las condiciones antes descriptas para penicilina. La
sensibilidad y resistencia a azitromicina y claritromicina pueden ser extrapoladas de los resultados
observados con eritromicina.
B ) Haemophilus influenzae
Se debe determinar la sensibilidad a ampicilina, ampicilina – sulbactam , cloranfenicol, co-trimoxazol, cefuroxima y cefaclor.
No se han detectado aislamientos resistentes
a cefotaxima, cefixima, ceftibuten, ceftriaxona , ciprofloxacina ni azitromicina.
La sensibilidad a los distintos antimicrobianos puede determinarse por difusión o por dilución
siguiendo las normas de la NCCLS.
& Ampicilina: además del método de difusión se debe realizar una prueba rápida para detectar las ß lactamasas. Existen tres pruebas rápidas:
La acidimétrica , la iodométrica y la cromogénica.
Las dos primeras utilizan un indicador colorimétrico para detectar la presencia del ácido peniciloico
producido como consecuencia de la hidrólisis de la
penicilina por las ß lactamasas. El método acidimétrico usa como sustrato penicilina en un buffer
citratado con rojo de fenol como indicador. Una
disminución del pH debido a la presencia de ácido
peniciloico da como resultado un cambio de color
del rojo al amarillo. El sustrato en el método iodométrico es penicilina en un buffer fosfatado con el
agregado de yodo y almidón. El ácido peniciloico
reduce al yodo e impide que éste se una al almidón
(reacción negativa , incolora). Si no se produce la
hidrólisis de la penicilina el yodo y el almidón forman un complejo violáceo. (reacción positiva) . El
tercer método usa nitrocefin que es una cefalosporina cromogénica que exhibe un rápido cambio de
color del amarillo al rojo cuando el enlace amida
del anillo beta lactámico es hidrolizado por una beta lactamasa. Método: añadir una gota de nitrocefin a un portaobjetos limpio. Utilizando un ansa estéril, tomar una colonia de la placa y emulsionarla
en la gota de nitrocefin. El resultado es positivo si
se produce el cambio de color a los 30 minutos
(hay que proteger el portaobjetos de la desecación
durante el período de espera). También se pueden
usar discos comerciales.
& Cloranfenicol: la resistencia a cloranfenicol puede ser mediada por una enzima, la cloranfenicol acetil transferasa. Para detectarla se hisopa
media placa de agar chocolate con una suspensión
de H. influenzae. Se hacen dos estrías, una sobre la
media placa hisopada y otra sobre la media placa
BRITANIA
13
no hisopada, con una cepa patrón de S. aureus
ATCC 25923. En la mitad de dichas estrías se coloca un disco de cloranfenicol. Se incuba a 37 ° C
durante 24 horas y se miden los halos de inhibición
del crecimiento de la cepa de S. aureus alrededor
de los discos. Una disminución de dicha zona, en
la mitad de la placa hisopada con el aislamiento de
H. influenzae, indica destrucción enzimática del
antibiótico.
Una prueba similar puede servir para determinar por método microbiológico la presencia de
ß lactamasa. Para ese fin se usa la misma cepa patrón de S. aureus y un disco de ampicilina
C ) Moraxella catarrhalis
Para determinar la sensibilidad a penicilina,
ampicilina y amoxicilina es suficiente la realización de una prueba de detección de beta lactamasa, pero sólo es aceptable el método del nitocefin.
M. catarrhalis es sensible a cefalosporinas, ampicilina / sulbactam, amoxicilina / clavulánico, imipenem y eritromicina. Se han detectado cepas resistentes a cotrimoxazol por lo que su sensibilidad
deberá determinarse por pruebas de difusión con
discos. Se usa agar Mueller Hinton y se incuba a
35 ° C siguiendo las normas del NCCLS .
D ) Streptococcus pyogenes
Ver sección de exudados de fauces
(CLDE) y anaerobios (placas con vitamina K y
caldo anaerobio). En el caso de OMC se deberá
agregar también medios para el aislamiento de
hongos como agar Sabouraud.
En un estudio realizado en el Hospital Garrahan en el año 1996, se cultivaron 67 materiales
provenientes de oídos con otitis media crónica de
huéspesdes normales. El 97 % de los mismos fueron positivos y un 41.5 % de ellos correspondieron
a flora polimicrobiana. Los principales microorganismos fueron Pseudomonas aeruginosa (20.2 %),
Proteus spp. (15 %), Staphylococcus aureus
(8 %), anaerobios (24 %), otros bacilos gram negativos fermentadores y no fermentadores, Haemophilus influenzae (12 %), y en menor proporción
S.pneumoniae y M.catarrhalis. Dentro de los
anaerobios, en nuestra experiencia, los más frecuentes fueron las especies de Bacteroides del grupo “fragilis” y los cocos gram positivos (aproximadamente 30 % de cada uno). Les siguieron los
bacilos gram negativos pigmentados (especialmente Porphyromonas spp. (13 %), Fusobacterium spp. (10 %), Veillonella spp. (9 %), Clostridium spp. (8 %), bacilos gram positivos no esporulados (7 %) y otros bacilos gram negativos (5 %).
——————————
________________________________________
________________________________________
HUESPED NORMAL
OMA
E ) Staphylococcus aureus
La sensibilidad a los distintos antimicrobianos se determina por el método de difusión siguiendo las normas de NCCLS
OTITIS MEDIA AGUDA SUPURADA
Y OTITIS MEDIA CRÓNICA
Diagnóstico microbiológico
Se debe cultivar el material obtenido por
punción aspiración del mismo previa limpieza y
desinfección del conducto auditivo externo con alcohol boricado al 70 %. El material se coloca en
medio de transporte TAB. Además de los medios
utilizados para el material proveniente de OMA,
en el caso de OMA supurada se debe agregar medios para el aislamiento de bacilos gram negativos
OMA supurada
OMC
Material de tímpanocentesis ( punción )
TAB
________________________________________
OMA
OMA
OMC
supurada
________________________________________
Gram
+
+
+
________________________________________
Agar sangre
+
+
+
________________________________________
Agar chocolate +
+
+
________________________________________
BHI
+
+
+
________________________________________
CLDE
+
+
________________________________________
Vitamina K
+
+
________________________________________
Caldo anaerobio +
+
________________________________________
Agar Sabouraud +
BRITANIA
14
Otitis externa
SINUSITIS AGUDA
Es la infección del conducto auditivo externo. Puede ser localizada, difusa, crónica o maligna. Los gérmenes colonizantes de la piel como
Staphylococcus epidermidis, Staphylococcus aureus, Corynebacterium spp y en menor proporción, anaerobios como Propionibacterium acnes y
bacilos gram negativos, principalmente Pseudomonas aeruginosa, en determinadas ocasiones de
gran humedad y temperatura pueden invadir la piel
y producir inflamación y / o supuración.
Otitis externa localizada: se presenta como
pústula o forúnculo asociada a folículo piloso. Los
gérmenes responsables son Staphylococcus aureus
y Streptococcus pyogenes. El tratamiento es local,
drenaje y antibióticos sistémicos.
Cultivo: sólo tiene valor el cultivo del material obtenido por punción del absceso.
Otitis externa difusa: ocurre en ambientes
húmedos y calurosos. La piel del conducto auditivo externo se edematiza e inflama. Pseudomonas
aeruginosa y otros bacilos gram negativos pueden
tener un papel patógeno. El tratamiento consiste en
una limpieza de la zona con alcohol boricado a
70%.
Cultivo: no se cultivan
Otitis externa crónica: es debida a irritación
local producida por el material purulento proveniente del oído medio en una otitis crónica supurada. El tratamiento está dirigido a curar la otitis media.
Cultivo: sólo se debe cultivar el material obtenido de oído medio por aspiración transtimpánica.
Otitis externa maligna: es una infección del
conducto auditivo externo que se disemina a partes
blandas adyacentes, vasos sanguíneos y hueso.
Pseudomonas aeruginosa es el patógeno responsable. El tratamiento consiste en limpieza del tejido , instilación de gotas con esteroides y antibióticos antipseudomonas locales y sistémicos.
Cultivo: se debe cultivar la secreción y realizar hemocultivos .
La sinusitis es una afección frecuente que
complica el 5 % al 10 % de las infecciones del
tracto respiratorio superior , y a la cual ningún grupo de edad es inmune. Resuelve espontáneamente
en más del 40 % de los casos.
El revestimiento mucoso de los senos paranasales es similar al de la nariz, con el cual se continúa. El epitelio es de tipo cilíndrico con células
caliciformes , y tiene una cubierta de moco , que es
barrido por las cilias hacia el ostium de cada seno
paranasal, y luego a la nasofaringe .La disquinesia
ciliar, el edema de la mucosa y las alteraciones en
la calidad y cantidad de las secreciones son las
causas fundamentales de la alteración de la función normal de los senos paranasales. La infección
viral y la inflamación alérgica de la mucosa son las
causas más frecuentes de la obstrucción fisiológica del ostium. La presión negativa intrasinusal que
sucede a la obstrucción del ostium permite la invasión bacteriana.
En adultos y adolescentes, los síntomas de sinusitis incluyen obstrucción nasal, rinorrea, dolor
facial, cefalea y fiebre. En los niños pequeños los
síntomas son menos específicos y se superponen
con los del resfrío común.
En los pacientes con infección de las vías aéreas superiores debe sospecharse sinusitis cuando
los síntomas perduran por más de 10 días.
Diagnóstico clínico
El exámen otorrinolaringológico incluye la
rinoscopía anterior y la nasofibroscopía, que permite visualizar el origen de la rinorrea y descartar
cuerpos extraños, alteraciones anatómicas endonasales y presencia de masas tumorales.
El método convencional para el diagnóstico
de sinusitis utiliza radiografías planas de los senos
paranasales, en planos anteroposterior, lateral, submento - vértice y de Water. La presencia de nivel
hidroaéreo o la opacificación total de un seno se
correlaciona con identificación de bacterias en el
64 % al 70 %. El engrosamiento de la mucosa debe correlacionarse con la clínica para diferenciar
sinusitis aguda de crónica.
La tomografía computada se indica en aquellos casos que presentan complicaciones, cuando
se sospecha patología tumoral o infecciones específicas y en los pacientes en los cuales se contem-
BRITANIA
15
pla la posibilidad de cirugía.
Los hallazgos radiológicos y tomográficos
deben ser siempre correlacionados con la clínica
antes de tomar decisiones.
Diagnóstico microbiológico
Las características bacteriológicas de las sinusitis agudas en niños son similares a las descriptas en adultos. Los patógenos de los senos paranasales son similares en tipo y frecuencia a los hallados en otitis media aguda. La mayoría de las infecciones son causadas por Strptococcus pneumoniae
y Haemophilus influenzae y en menor número por
Staphylococcus aureus, Streptococcus pyogenes y
Moraxella catarrhalis. Son escasos los trabajos
que muestran la frecuencia de los distintos agentes
etiológicos de la sinusitis aguda. Yousimies-Somer
y cols. en 1988, describieron 339 aislamientos bacteriológicos de senos paranasales obtenidos por
punción. Los patógenos más frecuentes entre los
aerobios son los enunciados más arriba. Entre los
anaerobios (2 % del total), los más frecuentemente aislados fueron Propionibacterium acnes (de
dudoso significado clínico), Peptostreptococcus
spp. y Prevotella spp.
El aislamiento de virus es bajo y no está claro si la infección viral precede a la bacteriana o si
es una invasión simultánea de ambos organismos.
Entre los virus los más frecuentes están Rhinovirus, Influenza, Parainfluenza y Adenovirus .
El rol de Chlamydia pneumoniae como
agente etiológico de sinusitis aguda no está bien
documentado aunque se ha aislado de pacientes
con esta patología.
En el caso de sinusitis intrahospitalarias, por
ejemplo las sinusitis asociadas a respirador, tienen
importancia los bacilos gram negativos y anaerobios. En pacientes inmunosuprimidos se debe investigar la presencia de hongos.
Toma de muestra
El estudio microbiológico debe ser realizado
con material obtenido por punción aspiración del
contenido del seno. Los cultivos obtenidos de las
fosas nasales y nasofaringe no poseen valor predictivo en las sinusitis.
En los casos que se sospeche micosis debe
obtenerse, ya sea por vía endoscópica o a cielo
abierto, muestra de la mucosa del seno para su
estudio.
Punción antral: indicaciones y técnica
En los niños es extremadamente rara la necesidad de indicación de punción de los senos paranasales. Al no haberse completado el desarrollo,
los ostium de drenaje no son tan estrechos como en
el adulto y evolucionan favorablemente con el tratamiento aún en los casos que presentan complicaciones. Por este motivo se indica punción en adultos y niños sólo cuando no hay respuesta al tratamiento médico.
El seno afectado con mayor frecuencia es el
maxilar en el adulto y el etmoidal en el niño.
La punción del seno maxilar se realiza con
aguja gruesa o trocar “ad hoc” ya en el meato inferior de la fosa nasal, donde la pared interna del seno es más delgada o en la pared anterior del mismo, por arriba de la arcada dentaria.
En las punciones de senos etmoidales y senos frontales se utiliza la vía externa, previa incisión de piel. También pueden obtenerse muestras
para el estudio bacteriológico por vía endoscópica
siempre y cuando pueda asegurarse la obtención
del material del interior del seno involucrado, habiendo sorteado el ostium.
Medio de transporte y procesamiento
El material obtenido es colocado en frascos
TAB y remitido al laboratorio.
La siembra y el procesamiento es igual que el
proveniente de oído medio.
BRITANIA
16
BIBLIOGRAFIA
-Antila J, Suonpa J, Lehtonen O. Bacteriological Evaluation of 194 Adult Patients with
Acute Frontal Sinusitis and Findings of Simultaneous Maxillary Sinusitis. Acta Otolaryngol,
Suppl 529: 162 – 164, 1997.
- Baron EJ, LR Peterson, SM Finegold.
Bayley & Scott ¨s Diagnostic Microbiology. 9
th.ed. Mosby, St.Louis, EEUU, 1994.
- Block CM. Current methods of laboratory
diagnosis of Chlamydia trachomatis infections .
Clin. Microbiol.Rev. 10 : 160 – 184, 1997.
- Block S., M.Hammerschlag, J. Hedrich,
R.Tyler, A.Smith, P.Roblin, Ch., D.Pham, T.
Quinn, R. Palmer, J. Mocarty. Chlamydia pneumoniae in acute otitis media. Pediat. Infect. Dis. J.
16 : 858 – 862, 1997
- Davis, Dulbecco, Eisen, Ginsberg, Wood.
Tratado de Microbiología, 1979.
- Glasier L CM, GB Mallory Jr, RW Steele. Significance of opacificatio of the maxillary
and ethmoid sinuses in infants. J Pediatr. 114: 45 –
50, 1989.
- Gwaltney, JM JR, A Syndor JR, MA
Sande. Etiology and Antimicrobial Treatment of
Acute Sinusitis. Ann. Otol. Rhinol Laryngol, 90 :
68 – 71, 1981.
- Isaacson G. Sinusitis in Childhood. Pediatr
Otolaryngol 6: 1297- 1317, 1996.
- Iwen P, Rupp P, Hinrichs S. Invasive
Mold Sinusitis: 17 Cases in Inmunocompromised
Patients and Review of the Literature. Clin Infect
Dis. 24: 1178 – 1184, 1997.
- Jousimies – Somer HR, S Savolainen, JS
Ylikoski. B Bacteriological findings of acute maxillary sinusitis in young adults. J Clin Microbiol
26 : 1919 – 1925.
- Keiko I, Yatsuji I, Keisuke M, Haruko O,
Tomoo S, Hildeo M, Naoki T, Kunitomo W, Kasue U. State of theart “otitis media”. Clin Infect
Dis . 20 ( suppl 2 : S214 – S219), 1995.
- Klein J C. Bacteriology of chronic otitis
media, chronic sinusitis and paranasal mucopyocele. Clin Infec Dis 19: 823 –833, 1994.
- Lopardo H, Hernández C, Morales G.
Módulo del curso a distancia sobre: Microbiología
clínica. Infecciones de las vías respiratorias superiores, AAM – Colegio de Bioquímicos de Entre
Ríos, 1998.
- Mac Faddin, Ed. Panamericana Bs. As.
Pruebas bioquímicas para la identificación de bacterias de importancia clínica, 1980.
- Mandell GL, JE Bennett, R Dolin ( ed )
Principles and Practice of Infectious Diseases.
Churchill Livingstone, New York, 4 th ed., 1995.
- Paradise J, H Rockette, K Colborn, B
Bernard, C Smith, M Kurslasky, J Janosky.
Otitis media in 2253 Pittsburgh Area Infants:
Prevalence and Risk Factors during the first two
years of life. Pediatrics 99: 318 – 333, 1997.
- Pichichero M, Pichichero C. Persistent
acute otitis media: I.Causative pathogens. Pediatr
Infect Dis J 14: 178 – 183, 1995.
- Rossi A. Módulo del curso a distancia
sobre. Microbiología clínica. Antimicrobianos
AAM – Colegio de Bioquímicos de Entre Ríos,
1997.
- Westergreen V, Lundblat L, Hellquint H,
Forsum U. Ventilator – Associated Sinusitis : A
Review. Clin Infect Dis 27 : 851 – 864, 1998.
BRITANIA
17
INFECCIONES
RESPIRAT ORIAS BAJAS
NEUMONIA EXTRAHOSPITALARIA
Es la sexta causa mas común de muerte en
USA y la causa mas frecuente de mortalidad relacionada con infección.
El desarrollo de infección pulmonar aguda indica un defecto en las defensas del huésped, ingreso de gérmenes particularmente virulentos o
inóculos elevados.
Los agentes infecciosos acceden al tracto respiratorio inferior a través de la aspiración de la
flora residente de vías aéreas superiores (S.pneumoniae, H.influenzae, M.catarrhalis, S.aureus,
anaerobios, bacilos gram negativos y S.pyogenes), inhalación de micropartículas (M. tuberculosis, H.capsulatum, P.brasiliensis, C.immitis,
C.neoformans, Aspergillus spp, Brucella spp,
L.pneumophila, C.psittaci, B.anthracis); con
menor frecuencia puede producirse una siembra
hematógena a partir de un foco a distancia (Candida spp, S. aureus) o por contiguidad (ej: absceso subdiafragmático).
Los factores que interfieren con las defensas
normales del huésped son alteración de la conciencia, humo de cigarrillo, hipoxemia, acidosis,
alcoholismo, inhalaciones tóxicas, edema de pulmón, desnutrición, infecciones virales previas,
uremia, obstrucción mecánica, utilización de
agentes inmunosupresores (corticoides y drogas
citotóxicas), edad avanzada. También puede asociarse con enfermedades de base como diabetes,
fibrosis quística, enfermedad pulmonar obstructiva crónica, enfermedad cardíaca congestiva y
enfermedades inmunosupresoras como el SIDA.
Estos datos son fundamentales para orientar
al laboratorio de microbiología hacia la búsqueda de determinados agentes, por ejemplo:
Fibrosis quística: P. aeruginosa, S. aureus,
H. influenzae y en menor medida B. cepacia y
otros bacilos gram negativos.
Infecciones virales previas: S.aureus
Contacto con aves: C. psittaci.
Viajes a áreas endémicas: C. immitis, P. brasiliensis, L. pneumophila, F. tularensis.
Riesgo ocupacional y/o contacto con animales: C. burnetti, B. anthracis, Brucella spp, Y. pestis.
Antecedente de macroaspiración: anaerobios
Epidemias de influenza: Influenza, S.pneumoniae, S.aureus, S.pyogenes, H.influenzae.
Condiciones socioeconómicas pobres:
M. tuberculosis.
Alcoholismo: S. pneumoniae, anaerobios,
bacilos Gram negativos.
Pacientes infectados con HIV: P. carinii,
M. tuberculosis, S. pneumoniae, H. influenzae.
EPOC/fumadores: S. pneumoniae, H. influenzae, M. catarrhalis, Legionella spp.
Exposición a murciélagos o materia fecal
de los mismos: H. capsulatum.
Exposición a conejos: F. tularensis.
También resulta crítico conocer si la neumonía es de adquisición intrahospitalaria o ambulatoria, como así también si el huésped es inmunocompetente o no.
PRESENTACION CLINICA.
CLASIFICACION
Si bien sirve como orientación tiene ciertas limitaciones y no se puede aplicar en los extremos
de la vida ni a pacientes inmunocomprometidos
A) Aguda:
I) Típica: S.pneumoniae, H.influenzae, M.catarrhalis, bacilos gram negativos, S. aureus,
S. pyogenes.
II) Atípica:
IIa) Sin eosinofilia: viral, M.pneumoniae,
C.burnetti, Legionella spp, Chlamydia spp
IIb) Con eosinofilia: parasitaria: Ascaris
lumbricoides, Strongyloides stercoralis, Toxoplasma gondii, Paragonimus westermani; drogas; idiopática.
B) Crónica: M. tuberculosis y otras micobacterias, Nocardia spp, P. pseudomallei, anaerobios,
Actinomyces spp, H. capsulatum, P. brasiliensis,
C. immitis, B. dermatitidis, Sporothrix schenckii,
C. neoformans, E. hystolítica, parásitos y causas
no infecciosas (neoplasias, sarcoidosis, vasculitis, granulomatosis linfomatoidea, sustancias
químicas, radiación, neumoconiosis, neumonitis
por hipersensibilidad, etc.).
BRITANIA
18
ETIOLOGÍA
En general la incidencia de S. pneumoniae se
encuentra en el rango del 15-47%, H. influenzae
6-10%, S. aureus 3-22%, M. catarrhalis 5-6%,
P. aeruginosa 3-5%, otros bacilos gram negativos 4-25%, M. pneumoniae <1-6%, Legionella
spp 12-23%, M. tuberculosis 4-11%, P. carinii
3-8%, virus 3-4%, anaerobios 3-8%, estreptococos del grupo viridans y beta hemolíticos 1-2% y
causas desconocidas en 33-49%.
Si bien S. pneumoniae es uno de los principales agentes etiológicos en la neumonía de la comunidad, puede haber ciertas variaciones de
acuerdo a la población y el área geográfica consideradas.
Actualmente otras causas poco frecuentes de
neumonía en nuestro país son B. anthracis (exposición a animales o cueros, lanas), Pseudomonas pseudomallei (viajes al Asia, Australia),
Francisella tularensis (exposición a animales infectados o a picaduras de artrópodos en áreas endémicas), Brucella spp (exposición a animales o
aerosoles), Yersinia pestis (exposición a animales infectados especialmente gatos), Coxiella
burnetti (exposición a ganado ovino, bovino, caprino y sus secreciones), Leptospira spp, (exposición a aguas contaminadas o animales infectados) y Hantavirus (exposición a roedores o por
contagio interhumano).
Los pacientes inmunocomprometidos como
aquéllos con tumores sólidos y oncohematológicos que reciben quimioterapia, los que reciben
tratamiento con corticoides y los que tienen inmunodeficiencias adquiridas (como por ejemplo
SIDA) o congénitas, están mas predispuestos a
infecciones respiratorias que los inmunocompetentes.
En estos pacientes la importancia relativa de
cada tipo de microorganismo depende del tipo de
inmunosupresión y del grado de la misma.
RELACION ENTRE TIPO DE
INMUNOSUPRESION Y AGENTES
ETIOLOGICOS
- Neutropenia:
Bacilos gram negativos: Pseudomonas aeruginosa, Klebsiella pneumoniae, Escherichia coli,
Enterobacter spp.
Cocos gram positivos: S.aureus, S.epidermidis, Enterococcus spp, estreptococos del grupo
viridans.
Bacilos gram positivos: Bacillus spp, Clostridium spp.
Hongos: Aspergillus spp, Fusarium spp, Zygomycetes, Trichosporon beigelii, Candida spp,
Torulopsis glabrata.
- Alteración en los linfocitos T
Bacterias: Mycobacterium spp, Nocardia asteroides, Listeria monocytogenes, Salmonella
spp, Legionella spp.
Virus: citomegalovirus, varicela zoster, herpes simplex, Epstein Barr.
Protozoos: Pneumocystis carinii, Toxoplasma
gondii.
Hongos: Cryptococcus neoformans, Histoplasma capsulatum, Coccidioides immitis.
Helmintos: Strongyloides stercoralis.
- Alteración en los linfocitos B
Bacterias: S.pneumoniae, H.influenzae
- Alteración en el "clearence" traqueobronquial o ruptura mecánica de las barreras
epiteliales
Bacterias y hongos que colonizan el tracto
respiratorio.
BRITANIA
19
Tabla 1
MUESTRAS PARA EL DIAGNOSTICO DE NEUMONIA EXTRAHOSPITALARIA
Examen directo y
cultivo
Esputo;
Lavado bronquial
Cultivo
Detección de
antígenos
Hemocultivo
Suero, orina y líquido pleural
para detección de antígeno
capsular de S. pneumoniae y
H. influenzae.
Orina para detección de
antígeno de Legionella
pneumophila serogrupo 1
Detección de
anticuerpos
Suero para
Chlamydia spp,
Mycoplasma spp,
C. burnetti,
Legionella pneumophila
Líquido pleural
Punción transtraqueal y
punción pulmonar
percutánea
Cepillo protegido y/o
lavado broncoalveolar
Biopsia de pulmón
Diagnóstico presuntivo
CRITERIOS DE JERARQUIZACIÓN DE
MUESTRAS RESPIRATORIAS
Diagnóstico definitivo:
- Aislamiento de un patógeno bacteriano de
hemocultivo, líquido pleural o biopsia de pulmón en el contexto de un cuadro clínico compatible con neumonía.
- Aislamiento y/o detección de M. tuberculosis, P. carinii, H. capsulatum, C. immitis, P. brasiliensis, C.pneumoniae, L.pneumophila, C. psittaci B. dermatitidis, S. stercoralis, T. gondii,
virus de influenza virus sincicial respiratorio,
Hantavirus, Parainfluenzae, Coxsackievirus y
Adenovirus de muestras respiratorias.
- PCR positiva para C. pneumoniae, M. pneumoniae, L. pneumophila.
- Aumento de 4 veces el título de anticuerpos
para M. pneumoniae (Fijación de complemento),
L. pneumophila (Inmunofluorescencia indirecta), influenza A, B, parainfluenza I, II, III, adenovirus, C. burnetti.
- Diagnóstico histopatológico compatible,
por ej. con citomegalovirus.
- Coloración de Gram y crecimiento predominante de S. pneumoniae, H. influenzae, M. catarrhalis, S. aureus, S. pyogenes, bacilos gram
negativos, en una muestra de esputo o de lavado
bronquial de pacientes sin tratamiento antibiótico previo y clínica compatible con neumonía.
- Título individual >1/256, antígeno urinario
positivo o coloración fluorescente para L. pneumophila.
Factores asociados al bajo diagnóstico microbiológico en neumonías extrahospitalarias
- Antibióticos previos.
- Muestras de esputo no representativas
(>50%).
- Bajo rendimiento del hemocultivo (20-30%
en neumonías del adulto por S. pneumoniae y
12-15% en pediatría).
- Valor nulo del esputo para aislamiento de
anaerobios en la neumonía aspirativa.
- Detección de antígenos capsulares es inespecífica en muestras de esputo de pacientes con
BRITANIA
20
EPOC, bronquitis crónica altamente colonizados.
- Baja sensibilidad de coloraciones fluorescentes en esputo para Legionella spp.
- Muestras invasivas exponen al paciente a
riesgos adicionales y no estan disponibles en todos los hospitales.
ESPUTO Y LAVADO BRONQUIAL
Utilidad del cultivo de esputo y del lavado
bronquial
- Neumonía extrahospitalaria.
- Adultos o niños mayores que pueden expectorar.
- Pacientes sin tratamiento antibiótico previo
- Pacientes con fibrosis quística.
- Pacientes con exacerbaciones agudas de la
bronquitis crónica.
- Búsqueda de M. tuberculosis, Legionella
spp, H. capsulatum, C. immitis, P. brasiliensis,
C. pneumoniae (patógenos indudables).
- Aislamiento de S. pneumoniae, M. catarrhalis, H. influenzae, S. aureus, S. pyogenes, bacilos
gram negativos, M. pneumoniae deben ser analizados en el contexto de los datos clínicos, radiología, exámen citológico y predominio de flora.
Rendimiento del cultivo de esputo
Aproximadamente 60-70% en personas con
neumonía y sin tratamiento antibiótico previo y
30-40% en personas con tratamiento antibiótico
previo.
- Coloración de Gram: recuento de neutrófilos, células epiteliales escamosas, predominio de
bacterias indicativo de:
diplococos gram positivos lanceolados:
S. pneumoniae.
cocobacilos gram negativos pleomórficos:
H. influenzae.
diplococos gram negativos: M. catarrhalis.
- Coloración de Ziehl Neelsen o de Kinyoun:
visualización de bacilos ácido alcoholresistentes
o ácidoresistentes. (micobacterias, Nocardia spp)
- Coloración de Giemsa: celularidad, elementos micóticos.
- Azul de o-toluidina, metenamina plata,
Gram Weigert, coloración fluorescente con anticuerpos monoclonales: P. carinii.
Cultivo
a) Cultivo para gérmenes comunes
- Sembrar en 4 estrías en agar sangre y agar
chocolate (5-10% de CO2), McConkey o CLDE
(aerobiosis)
b) En pacientes fibroquísticos adicionar manitol salado (aumenta la recuperación de S. aureus)
y OFB (medio selectivo con polimixina B para
B. cepacia).
c) Ante sospecha clínica o epidemiológica y
en pacientes inmunocomprometidos
Mycobacterium spp: Lowestein Jensen y Stonebrink (previa homogeneización)
Hongos: Agar Sabouraud con antibióticos y
agar cerebro corazón con antibióticos.
Interpretación del esputo y lavado bronquial
Procesamiento del esputo
Exámen directo
Debe procesarse dentro de los 30’-2 horas de
recogido o conservarse a 4ºC para evitar el sobrecrecimiento de la flora acompañante.
Es conveniente seleccionar las porciones purulentas, evitando tocar las partes salivosas, Para
facilitar ésto puede volcarse la muestra en una
placa de Petri vacía.
Exámen directo
- Muestra representativa: <10 Células escamosas, >25 leucocitos (10x), germen predominante. Este criterio de restricción no es válido
para M. tuberculosis ni para hongos de micosis
sistémicas.
- Muestras no representativas:
>10 células escamosas y/o <25 leucocitos en
campo de 10x
Flora polimicrobiana.
- Fresco: Observación de filamentos (Aspergillus spp, Mucorales), levaduras multibrotadas
(P. brasiliensis), esférulas (C. immitis).
BRITANIA
21
Cultivo
Jerarquizar el crecimiento de gérmenes que
llegan hasta la 3-4 estría en forma desplazante,
con este fin es útil aplicar los criterios de Bartlett
que se presentan en la tabla 2.
Creemos conveniente jerarquizar los
microorganismos que llegan puros hasta la 3º
estría (++++) o los predominantes que llegan
hasta la 4º estría aunque presenten flora
polimicrobiana en las primeras.
Tabla 2. Criterios utilizados para jerarquizar el desarrollo de los gérmenes en muestras de esputo
Gram
1º Estría
2º Estría
3º Estría
+
++
+++
++++
<10
>10
>10
>10
<5
<5
>5
>5
<5
>5
Tabla 3
CRITERIOS DE INFORME PARA EL ESPUTO.
Coloración de Gram
CEECs
(10x)
PMN
(10x)
Germen
Predominante
(1000x)
>10
<10
<25
>25
<10
>10
>10
>25
>25
>25
X
>10
<10
<10
>25
<25
<25
X
FPM
(1000x)
Cultivo
Predominante
X
Cultivo:
FPM
Informe
XXX
FPM
Género y especie
Antibiograma
FPM o (1)
FPM
Género y especie
Antibiograma
FPM o (1)
FPM
Género y especie
X
X
X
X
X
X
X
X
XXX
X
X
X
Tabla 3
(1) Tratar de aislar el morfotipo predominante visto en la coloración de Gram, tipificar y realizar pruebas de sensibilidad correspondientes; sugerir confirmación con nueva muestra Si no se puede reaislar el germen predomiante informar el exámen directo haciendo hincapié en el predominio e informar flora polimicrobiana
(2) La única utilidad sería como cultivo de vigilancia para estudio de colonización. Sugerir nueva muestra
CEECs: células epiteliales escamosas
PMN: neutrófilos
XXX: No se aconseja el cultivo, en caso de realizarse informar FPM.
FPM: FLORA POLIMICROBIANA
BRITANIA
22
LIQUIDOS DE PUNCION:
LIQUIDO PLEURAL (PL), PUNCION
TRANSTRAQUEAL(PTT) Y PUNCION
PULMONAR PERCUTANEA (PPT)
Se las utiliza cuando no se ha podido llegar al
diagnóstico a través del esputo, no hay respuesta
al tratamiento empírico, se sospecha la presencia
de anaerobios y/o existe derrame pleural (PL).
La PTT y la PPT estan contraindicadas cuando el paciente esta intubado, tiene hemoptisis y/o
hipoxemia severa, no coopera con el procedimiento o esta bajo tratamiento antibiótico, y
cuando existen transtornos de la coagulación.
Se han descripto falsos positivos para la PPT
en 2-20%, principalmente contaminantes de piel.
Los falsos negativos pueden llegar al 20%.
En la PTT la incidencia de falsos negativos es
del 1%, pero son frecuentes los falsos positivos
por contaminanación de piel o de la flora orofaríngea en pacientes con EPOC, neoplasias bron-
cogénicas o aspiración crónica.
En pacientes con neumonía y empiema pleural, los agentes más frecuentes son S. aureus,
S. pneumoniae y S. pyogenes. Se ha documentado un aumento en la incidencia de anaerobios
debido a la utilización de técnicas microbiológicas adecuadas. Barlettt y col aislaron bacterias
aerobias en 24% de los casos, anaerobios en 35%
y flora mixta en 41% de 83 pacientes del servicio médico, que no habían recibido previamente
tratamiento antibiótico.
El empiema secundario a enfermedad subdiafragmática con frecuencia es de causa polimicrobiana y anaerobia.
En empiemas de origen postraumático u hospitalario hay una elevada frecuencia de S. aureus
y bacilos gram negativos. Los receptores de
transplantes de órganos y los pacientes con SIDA pueden padecer reactivaciones de focos
pleurales de infecciones micobacterianas y fúngicas previas.
Tabla 4
PROCESAMIENTO DE LIQUIDOS DE PUNCION
EXAMEN DIRECTO
CULTIVO
BUSQUEDA DE ANTIGENOS
CAPSULARES
Fresco
Agar sangre y chocolate (5-10% de
CO2), CLDE (aerobiosis), agar anaerobio (anaerobiosis), caldo tioglicolato o
botellas de BACTEC o Bact-Alert anae
róbicas.
CIEF
Coaglutinación
Látex
ELISA
Coloración de Gram
Lowenstein Jensen + Stonebrink
Medios líquidos de métodos automatizados como BACTEC o BACT-ALERT.
Coloración de Giemsa
Agar Sabouraud y agar cerebro corazón
con antibióticos.
Coloración de Ziehl Neelsen
CIEF: contrainmuno electroforesis
INFORME
OTRAS MUESTRAS
Debe comunicarse el aislamiento de cualquier microorganismo, aunque deben tomarse
con precaución los desarrollos de germenes de
piel que sólo crecen en medios líquidos puesto
que probablemente representan contaminación.
Los especímenes obtenidos por fibrobroncoscopía (lavado broncoalveolar y cepillo protegido) se reservan en general para pacientes con
neumonía severa que requieren internación en
terapia intensiva, para pacientes que no respon-
BRITANIA
23
den a la terapia antibiótica, inmunocomprometidos, neumonías asociadas con cuerpos extraños,
búsqueda de P. carinii y en aquéllos con sospecha de tuberculosis pero que no tienen esputo
productivo. Estos serán discutidos en detalle en
neumonías intrahospitalarias.
La biopsia de pulmón a cielo abierto se utiliza en contados casos y tambien sera discutida
más adelante.
NEUMONIA NOSOCOMIAL (NP)
La neumonía nosocomial representa la segunda o tercer causa más frecuente de infección intrahospitalaria y se da comunmente en pacientes
que requieren ventilación mecánica (ARM) en
unidades de cuidados intensivos. Algunos autores documentan incidencias del 20% en estas
unidades pero los valores pueden ser superiores
en pacientes con Síndrome de Distress Respiratorio (SDRA). El riesgo de desarrollar neumonía
asociada a ventilador aumenta linealmente, cerca
de 1% por día, y en la mayoría de los casos, en
los primeros 8 días de intubación.
La mortalidad cruda se encuentra en el orden
de 30-50% y la mortalidad atribuible entre el
20-30%; estos valores se incrementan en el caso
de P. aeruginosa y Acinetobacter spp. La morbilidad es también un factor importante a considerar puesto que en pacientes intubados incrementa la duración de la ventilación mecánica en 1822 días y el tiempo total de internación en 10-13
días.
Se entiende por neumonía nosocomial aquélla que desarrolla después de las 48 horas de internación .Las principales manifestaciones clínicas son la fiebre y la leucocitosis a nivel sistémico y secreciones traqueobronquiales purulentas e
infiltrados pulmonares a nivel local. Dichos hallazgos en personas previamente sanas casi siempre indican neumonía. En pacientes que estan
en ARM existen causas alternativas de infiltrados como ser injuria pulmonar, atelectasias, embolia de pulmón, derrame pleural, insuficiencia
cardíaca, aspiración de sangre o contenido
gástrico, infiltrados neoplásicos, fibroproliferación, etc. Además la fiebre puede ser debida a
otras causas infecciosas como infección de catéteres, de heridas quirúrgicas, de úlceras por decúbito, intraabdominales, sinusitis e infecciones
urinarias; o bien puede relacionarse a causas no
infecciosas como ser pancreatitis, fase proliferativa del SDRA, émbolos pulmonares, fiebre asociada a drogas, hipertermia maligna, reacción a
transfusiones, tromboflebitis venosa, infarto de
miocardio, postquirúrgica, etc.
Las secreciones traqueales purulentas casi
siempre están presentes en pacientes ventilados,
pero pueden originarse tanto en el tracto respiratorio superior como inferior . En estos pacientes
la porción de la tráquea superior entre el extremo
distal del tubo endotraqueal y las cuerdas vocales actúa como reservorio de secreciones originadas en orofaringe, senos paranasales y estómago . Mínimas manipulaciones de este tubo hacen
que las secreciones se introduzcan en la tráquea
. Como consecuencia de ésto, el cultivo de secreciones traqueales, que si bien posee una sensibilidad aceptable, presenta una especificidad muy
baja del orden del 30% cuando se compara con
la biopsia de pulmón. Esto se debe a la colonización orofaríngea con flora hospitalaria gram
negativa que se produce tempranamente en la
mayoría de los pacientes internados.
Todo lo anteriormente mencionado explica
por qué los criterios clínicos y radiológicos utilizados para definir neumonía en este grupo particular son poco precisos .El lavado broncoalveolar y/o el cepillo protegido broncoscópicos o no,
sembrados en forma cuantitativa, son las muestras de elección para ser analizadas junto con un
score clínico y radiológico , De esta forma se
puede realizar un uso racional de antibióticos,
evitando sobretratamientos, acortando la duración de la terapia empírica, minimizando la
emergencia de cepas resistentes y disminuyendo
la morbi-mortalidad asociada .
Dentro de los agentes etiológicos más frecuentes se encuentran los bacilos gram negativos, aproximadamente un 70% con respecto al
total, principalmente Pseudomonas aeruginosa,
seguida por Klebsiella pneumoniae, Acinetobacter baumannii, Enterobacter spp, Serratia marcescens, con un orden de frecuencia que depende de cada hospital. Staphylococcus aureus es
otro importante microorganismo que se aísla entre el 10-20% de los casos. En la primer semana
de internación tambien puede encontrarse aunque con menor frecuencia Streptococcus pneumoniae, Haemophilus influenzae y Moraxella
BRITANIA
24
catarrhalis. Las bacterias anaeróbicas, micobacterias y hongos, en tanto, se recuperan en un porcentaje muy bajo en pacientes con neumonía
asociada a respirador.
Se han documentado también infecciones
epidémicas por Legionella spp, virus sincicial
respiratorio y parainfluenza A . Los dos últimos
pueden causar hasta un 20% de los casos en unidades pediátricas.
En la Fundación Favaloro sobre 241 episodios de NP diagnosticados entre 1992 y 1995, se
aisló P. aeruginosa en 26% de los casos,
K. pneumoniae en 12,6% y S. aureus en 10%
dentro de los más importantes agentes. La presentación fué monomicrobiana en el 75% de los
pacientes.
En pacientes inmunocomprometidos hospitalizados deben considerarse una serie de gérmenes adicionales como Nocardia spp, Mycobacterium spp, P. carinii, T. gondii, estreptococos del
grupo.viridans, R. equi, citomegalovirus, Herpes
simplex, etc.
cesivo retraso en el transporte podría resultar en
el sobrecrecimiento de microorganismos contaminantes o colonizantes o en la disminución del
recuento de patógenos "fastidiosos" como
S. pneumoniae o H. influenzae.
Excepcionalmente pueden conservarse a 4ºC
durante 24-48 horas.
C) Procesamiento
SECRECIONES TRAQUEALES
Coloración de Gram:
Realizar en primer lugar un recuento de neutrófilos y células epiteliales escamosas, considerándose representativa una muestra con > 25
PMN y < 10 células epiteliales (10x).
Búsqueda de bacterias intra y extracelulares.
Diversos estudios avalan el criterio de rechazo de
esta muestra en el caso de no visualizarse microorganismos.
Siembra
Semicuantitativa: Similar a lo descripto para
esputo en lo que hace a siembra e interpretación.
Diagnóstico bacteriológico
A) Muestras de primera elección
1) Muestras tomadas por fibrobroncoscopía:
lavado broncoalveolar (BAL), cepillo protegido
(CEP).
Muestras alternativas de segunda elección
2) BAL y CEP no broncoscópicos, tomados a
través de distintos sistemas de doble catéter
3) Secreciones traqueales para cultivo cuantitativo.
Muestras adicionales
4) Líquido pleural (en caso de derrames
pleurales)
5) Biopsia de pulmón a cielo abierto, biopsia
transbronquial o punción pulmonar percutánea
6) Hemocultivos
7) Muestras complementarias para excluir
otros focos: catéteres, punción de senos maxilares, de heridas quirúrgicas, urocultivos, etc.
B) Transporte de las muestras
Deben procesarse dentro de los 30 minutos
y no más allá de las 2 horas de obtenidas. Un ex-
Cuantitativa: mezclar partes iguales de
secreciones y de N-acetil cisteína al 1%, dejar
actuar durante un minuto, luego realizar una
dilución 1/100 (0,1 en 9,9 ml de solución
fisiológica estéril) y sembrar 100 µl (dilución
final 1/1000) en los medio citados en el punto
anterior. Es conveniente el agregado de al menos
2 diluciones más: 1/10.000 y 1/100.000. Se debe
considerar como representativo un punto de
corte de 106 ufc/ml.
En este caso la especificidad mejora considerablemente con respecto al procesamiento semicuantitativo pero se mantiene aún por debajo de
los correspondientes valores de BAL o CEP.
Procedimientos adicionales: tienen por objetivo aumentar la especificidad del cultivo de secreciones traqueales y ayudar a la jerarquización
del microorganismo aislado.
Determinación de fibras de elastina: se mezcla una ansada de secreciones traqueales con 2-3
gotas de KOH al 40%, se calienta suavemente y
se observa con 10x buscando ovillados de fibras
BRITANIA
25
con puntas deflecadas. Estas fibras se producen
en los pacientes con neumonía necrotizante y su
determinación si bien tiene una especificidad
cercana al 100% (excepto en personas con Síndrome de Distress Respiratorio del Adulto), presenta una sensibilidad del 50%.
Determinación de anticuerpos ligados a
bacterias: los valores de sensibilidad y especificidad son comparables a la técnica anterior pero
la determinación es mucho menos práctica para
realizarla diariamente.
MUESTRAS TOMADAS POR
FIBROBRONCOSCOPÍA
Debe evitarse la succión de secreciones de la
vía aérea proximal a medida que avanza el fibrobroncoscopio, como así también la introducción
de lidocaína a través del canal de succión.
CEPILLO PROTEGIDO (CEP)
Esta muestra fué desarrollada por Wimberley
en 1979,. Consiste de un cepillo dentro de una
doble cánula, interna y externa, con un tapón de
carbowax en el extremo distal de esta última para evitar la contaminación con secreciones orofaríngeas a medida que avanza el dispositivo a través del canal de succión del fibrobroncoscopio.
Una vez ubicado éste en el sitio elegido se avanza la cánula interna y por último el cepillo y se
toma la muestra, luego de lo cual se invierte el
proceso retrotrayendo primero el cepillo dentro
de la cánula interna, después ésta dentro de la externa y por último se retira todo el dispositivo.
Se recomienda que en pacientes con injuria pulmonar difusa se realice el cepillado en el sector
reconocido endoscopicamente con drenaje de secreciones francamente purulentas o bien se tomen cepillados en dos o más zonas del pulmón
y/o bilateralmente.
Por otra parte cuando se toman BAL y CEP
conviene obtener primero este último; Meduri y
col. encontraron que cuando se tomaba primero
el BAL, el porcentaje de falsos positivos del CEP
era de 50%, en tanto que cuando se invertía el orden el porcentaje caía al 17%. Los falsos positivos también pueden producirse en pacientes con
anormalidades anatómicas.
Procesamiento: la muestra puede llegar al la-
boratorio de Bacteriología dentro de la doble cánula o bien en 1 ml de solución fisiológica. En el
primer caso, antes de extraer el cepillo debe desinfectarse la cánula externa por fuera con alcohol etílico de 70º, luego se extrae y se corta el cepillo y se coloca en 1 ml de caldo BHI (la solución fisiológica puede disminuir los recuentos de
S. pneumoniae y H. influenzae e inhibir el crecimiento de L. pneumophila) y se agita con vortex
durante 1 minuto. Se siembra esta dilución y una
dilución 1/1000 en agar sangre, agar chocolate,
CLDE o similar y agar anaerobio; este último
tiene mayor importancia en el caso de pacientes
en los que se produjo una franca aspiración de
contenido orofaríngeo. Las placas deben ser incubadas durante 72 horas.
La coloración de Gram puede realizarse del
centrifugado del líquido en que se agita el cepillo o bien directamente de un segundo cepillo.
La cantidad de muestra tomada por este procedimiento es muy pequeña, alrededor de 0,01 a
0,001 ml de secreciones respiratorias, lo cual indica que un recuento de 103 ufc/ml corresponde
a recuentos de 105 o 106 ufc/ml en la secreción.
El punto de corte de 103 ufc/ml ha sido validado por comparación con cultivos de biopsia de
pulmón a cielo abierto.
La sensibilidad de esta técnica se encuentra
en el orden de 80% (rango 64-100%) y la especificidad en 92% (rango 69-100%).
Cuando se toman dos muestras en el mismo
momento, pueden haber variaciones en 1 unidad
logarítmica en 13-16% de los pacientes, ésto hace que se deban analizar muy cuidadosamente
los recuentos "borderline" e idealmente se repita
el procedimiento dentro de las siguientes 48 horas. Como fuera demostrado por Dreyfuss y col.,
sólo en 35% de estos casos, la segunda muestra
tenía el mismo aislamiento, con recuentos >103
ufc/ml, y fueron confirmados clínica e histológicamente como neumonías. Esta variabilidad puede deberse al pequeño volumen de muestra tomado o a la irregular distribución de gérmenes
en la secreción. También debe considerarse cautelosamente un recuento de 100 ufc/ml en pacientes que están recibiendo antibióticos.
Debido a la escasa cantidad de muestra obtenida, (0.01-0.001 ml) este procedimiento no es
de elección para la búsqueda de M. tuberculosis,
H. capsulatum, C. immitis, P. brasiliensis y C.
neoformans.
BRITANIA
26
LAVADO BRONCOALVEOLAR (BAL)
Consiste en la instilación y aspiración secuencial de solución fisiológica a través del
broncoscopio enclavado en un subsegmento pulmonar. La infusión de al menos 100-120 ml (5
alícuotas de 20 ml) es utilizada para un adecuado estudio en adultos . En pacientes pediátricos,
en cambio el volumen final no supera los 10 ml
(miniBAL).
En los pacientes con neumonía asociada a
respirador el CEP y BAL se obtienen generalmente del subsegmento afectado del pulmón,
aunque la necesidad de seleccionar un subsegmento determinado ha sido cuestionada.
En el caso de neumonía en pacientes no intubados, podrían obtenerse ambas muestras BAL y
CEP, reservando la biopsia transbronquial para
excluir causas no infecciosas.
Por otra parte, el BAL bilateral en pacientes
inmunocomprometidos podría incrementar la
sensibilidad para detectar algunos patógenos como P. carinii y citomegalovirus.
Una variante descripta por Meduri y col., utiliza un catéter balón protegido trans-broncoscopio que se insufla cuando el dispositivo está enclavado en el lugar elegido y de esta forma ocluye la vía aérea impidiendo la contaminación con
secreciones de vías respiratorias superiores, aumentando la especificidad de esta muestra a valores comparables a los del CEP.
Es importante que se envíen por separado las
distintas fracciones que se recuperan, ya que la
primera es la mas contaminada y si bien se puede utilizar para cultivo de micobacterias, Legionella spp y micosis sistémicas, tiene el mismo
valor que las secreciones traqueales para los gérmenes habituales. En este último caso la segunda o tercera porción son las ideales para realizar
cultivos cuantitativos . Debe remitirse una porción al laboratorio de anatomía patológica para
estudios histopatológicos.
Procesamiento: Se presenta en la figura 1
(pág. 32).
Interpretación
Con respecto al exámen directo es fundamental que el porcentaje de células epiteliales escamosas sea < 1%, contando por lo menos 200-300
elementos entre macrófagos, células epiteliales
escamosas y neutrófilos; si este porcentaje se supera se estaría en presencia de una muestra contaminada con secreciones respiratorias de vías
superiores, por lo tanto si bien se puede utilizar
para diagnóstico de tuberculosis y micosis sistémicas, sería de pobre utilidad para el cultivo
cuantitativo bacteriano.
La presencia de células ciliadas bronquiales
podría tambien ser tomada de acuerdo a algunos
autores como otro marcador de contaminación.
La observación de macrófagos es normal, si los
mismos no se visualizan, en ausencia de neutrófilos, indicaría que es una muestra muy diluída o
con bajo contenido de secreciones respiratorias.
Los neutrófilos por otra parte constituyen la
respuesta del huésped a la infección. El hecho de
no observarlos hace que la neumonía sea un proceso improbable en ese momento (en pacientes
no neutropénicos) o por lo menos en el lugar
donde se tomó la muestra. Por otra parte la presencia de los mismos no es específica de neumonía puesto que como se mencionó anteriormente
podrían existir otras múltiples causas que
expliquen su presencia.
También es de utilidad evidenciar la presencia de bacterias intracelulares puesto que tienen
una alta correlación con infección (especificidad
95-100%, sensibilidad 75%), aunque no esta claro cual es el porcentaje de células fagocíticas con
bacterias intracelulares que indican esta condición (rango 2-25%). Debemos recordar sin embargo que las bacterias capsuladas (Ej: S. pneumoniae) son habitualmente extracelulares.
Si bien existe consenso internacional para
considerar a 104 ufc/ml como punto de corte, algunos autores han tomado los valores de 103 o de
105 cfu/ml.
En la Fundación Favaloro sobre 241 episodios de neumonía intrahospitalaria, 86% de los
casos cursaban con recuentos mayores a 104
ufc/ml, en tanto que en el grupo control solo
18% superaba este valor (p<0,001).
En la tabla 5 se presenta la sensibilidad, especificidad, valor predictivo positivo y negativo
e Indice de Youden para los distintos puntos de
corte en el trabajo mencionado.
BRITANIA
27
Tabla 5. Datos sobre 241 episodios de neumonía intrahospitalaria (Fundación Favaloro).
Punto de corte
(ufc/ml)
Sensibilidad
Especificidad
V.Predictivo
(+)
V.Predictivo
(-)
Y. Youden
≥ 103
≥ 104
≥ 105
100
86
40
63
82
92
17
58
73
100
91
74
0.63
0.68
0.32
La mayor sensibilidad se encontró con el punto de corte de 103 ufc/ml, pero su especificidad y
valor predictivo positivo fueron muy bajos. La
mayor especificidad fué para el punto de corte de
105 ufc/ml pero la sensibilidad resultó muy baja.
Si se analizan ambos parámetros con el Indice de
Youden {(Sensibilidad + Especificidad) - 1} podemos ver que coincidiendo con el consenso internacional el mejor punto de corte fué 104 ufc/ml.
Debido al mayor volumen del especimen, este
procedimiento muestrea 1 millón de alveólos (1%
de la superficie pulmonar) y a la dilución con solución fisiológica, los recuentos se ven menos
afectados que en el caso de CEP por tratamientos
antibióticos previos.
El problema con tratamientos antibióticos recientes,dentro de las 48 horas de la fibrobroncoscopía, es de mayor magnitud que un curso prolongado donde hay más chances de seleccionar bacterias resistentes. Se demostró que el 93% de los
cultivos de CEP y BAL han sido estériles cuando
se repetían 48 horas después de iniciado el tratamiento antibiótico en pacientes en los que previamente se diagnosticó neumonía con cultivos
cuantitativos. La relación del tratamiento antibiótico con falsos positivos no es tan clara aunque
podría relacionarse con una propagación distal de
colonizantes de tráquea más resistentes que el
germen causal.
Por otra parte en una revisión realizada por
Meduri y Chastre, estos autores encontraban que
en pacientes que estaban recibiendo antibióticos
se observaba un 54% de aislamientos vs 76% en
los que no lo recibían. Los falsos positivos iban de
41-60% para el CEP en el primer grupo vs 24%
en el segundo.
Aproximadamente un 25% de las neumonías
en pacientes ventilados son polimicrobianas; Johanson y col. trabajando con mandriles intubados
establecieron un Indice Bacteriano ( IB ) que se
obtenía de aplicar logaritmo decimal a cada recuento individual y luego sumarlos; 77% de los
lóbulos que histologicamente tenían neumonía
daban un IB >6, en tanto que tan solo 7% de los
que no tenían esta infección superaban dicho valor. En el mencionado estudio de la Fundación
Favaloro sobre 241 episodios de neumonía intrahospitalaria, 25% eran polimicrobianas y todas
superaban el valor de 6.
La sensibilidad del BAL se encuentra en el
rango de 72-100% y la especificidad en el rango
de 69-100%. Para el BAL protegido los valores de
sensibilidad están en el rango de 82-92% y los de
especificidad en 83-97%.
En el caso de hongos filamentosos, en pacientes inmuncomprometidos, el mayor problema es
la baja sensibilidad (0-50%).La biopsia de pulmón generalmente es la muestra más importante
para el diagnóstico . La colonización orofaríngea
es poco frecuente y probablemente representa un
factor de riesgo para infecciones invasivas en neutropénicos. En el caso de Candida spp, en cambio
el principal problema es la carencia de especificidad debido a la frecuente colonización, dependiendo el diagnóstico final de la demostración de
las levaduras en tejidos. No se deben aplicar puntos de corte a los cultivos para hongos.
BRITANIA
28
Tabla 6
Causas de falsos positivos y negativos para BAL y CEP
FALSOS NEGATIVOS
FALSOS POSITIVOS
Terapia antibiótica
Succión de secreciones purulentas a medida
que el fibrobroncoscopio avanza
Incorrecta localización del fibrobroncoscopio
Instilación de lidocaína a través del canal
interno del fibrobroncoscopio
Estadíos tempranos de la infección
Terapia antibiótica
Pobre retorno del BAL en pacientes con vías
colapsables (enfisema) o en lóbulos inferiores
Anormalidades anatómicas
Retardo en el procesamiento
Pacientes con EPOC
Errores metodológicos al realizar diluciones
o procedimientos inapropiados.
Alta presión en las vías aéreas
Figura 1. Procesamiento esquemático de BAL y CEP
Centrifugar 10 ml, 1500-2000
rpm, 10-15’
1 ml de caldo
Sedimento
BAL
Fresco, Gram, Giemsa
CEP
Vortex 60 segundos
Sembrar 0,1 ml en AS, ACH,
CLDE, Agar anaerobio
(CEP). Dilución final 1/10.
0,1 ml en 9,9 de solución
fisiológica (1/100)
Adicionales: Ziehl Neelsen*,
*Kinyoun, *azul de o-toluidina
*coloración fluorescente p/Legionella
Sembrar 0,1 ml en AS, ACH, CLDE,
Agar anaerobio (CEP). Dilución final
1/1000.
BRITANIA
29
Referencias de Fig. 1
Casos especiales:
AS:
ACH:
CLDE:
Agar anaerobio:
Tiempo de incubación:
Atmósfera de incubación:
(sospecha epidemiológica o en pacientes inmunocomprometidas)
Adicionar coloraciones y medios para micobacterias, Nocardia spp,
P. carinii, hongos. Utilizar el sedimento de la 1ºfracción.
agar sangre
agar chocolate
cistina lactosa deficiente en electrolitos
Agar sangre lacada suplementada con vitamina K y hermina.
72 horas
AS y ACH en 5-10% de CO2; CLDE en aerobiosis, Agar anaerobio en
anaerobiosis. Puede realizarse examen directo del CEP centrifugando el
líquido donde se agitó el mismo o bien a partir de una segunda muestra.
CRITERIOS DE INFORME PARA EL BAL
Y CEP. DISTINTAS SITUACIONES
1) Recuentos por arriba del punto de corte
(104 o 103 ufc/ml respectivamente) y respuesta
inflamatoria importante (>10 neutrófilos/1000x)
con /sin bacterias en el examen directo
A) Unico microorganismo: tipificación
y antibiograma
B) Dos o tres microorganismos: tipificación y antibiograma de cada uno, informe del recuento individual y del Indice
Bacteriano.
2) Recuentos "Borderline" (103 y 102 ufc/ml
respectivamente)
A) Con respuesta inflamatoria: tipificación y antibiograma del o los microorganismos.
B) Sin respuesta inflamatoria: probable
contaminación (quedan excluídos de esta
consideración los pacientes neutropénicos)
Evaluar factores que afectan los recuentos
bacterianos, especialmente el tratamiento antibiótico instaurado dentro de las 24 horas de realizada la fibrobroncoscopía.
Sugerir nueva muestra dentro de las 48 horas.
LAVADO BRONQUIAL
Tiene las mismas limitaciones que el cultivo
de secreciones traqueales para gérmenes comunes, por lo tanto su principal utilidad en pacientes intubados reside en la búsqueda de micobacterias, micosis sistémicas, Nocardia spp y Rhodococcus equi.
BIOPSIA TRANSBRONQUIAL
Se obtiene con forceps que se pasan a través
del canal de trabajo del broncoscopio y se toma
muestra de alveólo y/o de tejido peribronquial.
Es importante para la realización de técnicas histopatológicas en el diagnóstico de neoplasias,
sarcoidosis. Tambien en pacientes con SIDA para el diagnóstico de P. carinii y tuberculosis.
Permite observar invasión de tejidos por hongos
y herpes virus. Debido al problema potencial de
contaminación con secreciones respiratorias superiores, la especificidad para el cultivo de gérmenes comunes puede ser baja, como así tambien la sensibilidad debido al pequeño tamaño de
la muestra.
El procesamiento se discutirá junto con el de
biopsia de pulmón a cielo abierto.
3) Recuentos bajos (102 y <10 ufc/ml respectivamente), con o sin respuesta inflamatoria.
A) Cultivo negativo
BRITANIA
30
Tabla 7
Comparación entre distintas técnicas fibrobroncoscopicas.
Muestra broncoscópica
Sitio anatómico
Cantidad de muestra
Dilución
Punto de corte (ufc/ml)
Lavado bronquial
Bronquios
10-20 ml
1/10-1/100
Cepillo protegido
Bronquiolos
0,01-0,001 ml
1/1000
103
Lavado broncoalveolar
Alveólos
10-100 ml
1/10-1/100
104
Biopsia transbronquial
Parénquima pulmonar
0,1 g
Tabla 8
Utilidad de distintas técnicas broncoscópicas para el aislamiento de distintos gérmenes. Escala de 0-3
Microorganismos
Lavado bronquial
CEP
BAL
Biopsia transbronquial
P. carinii
2
1
3
3
M. Tuberculosis
3
0
2
3
Bacterias “habituales”
0
3
3-2
0
Legionella spp
1
1
2
1
Nocardia spp
3
ND
2
1
Candida spp
0
0
1
2
Aspergillus spp
0
0
1
2
Micosis sistémicas
2
1
2
1
Ventajas del BAL sobre el CEP
• Menor costo.
• Menos afectado por el uso previo de
antibióticos.
• La muestra es de mayor volumen lo que permite la realización de diferentes técnicas diagnósticas.
• Es una muestra válida para la búsqueda de
micobacterias y hongos de micosis sistémicas,
no así para anaerobios a menos que se utilize la
técnica protegida descripta por Meduri.
• El exámen directo provee información inmediata para el manejo del paciente con
neumonía nosocomial.
En pacientes intubados con sospecha clínica
de neumonía, la real utilidad de la broncoscopía
es excluir neumonía o bien documentar , en el
caso de pacientes con esta infección, un germen
distinto al aislado en las secreciones traqueales.
La elección de un tratamiento antibiótico adecuado es tan crítica como establecer la verdadera presencia de neumonía puesto que tratamientos erróneos constituyen un importante factor de
riesgo en la mortalidad atribuible a estas infecciones.
Dentro de las principales complicaciones de
la fibrobroncoscopía se encuentran hipoxemia,
sangrado, arritmias y neumotórax .La frecuencia
de presentación de las mismas depende del tipo
de procedimiento y de la enfermedad de base del
paciente.
BRITANIA
31
El procesamiento de estas muestras es idéntico al de las muestras broncoscópicas, como así
tambien los puntos de corte considerados. Sin
embargo solo el CombiCath ha sido
convenientemente evaluado contra un “gold
standard” como la biopsia de pulmón.
La sensibilidad se encuentra en el rango de
60-100% y la especificidad en el orden de 69100%.
También se ha descripto una técnica de aspirado con catéter protegido telescópico; en este
caso se inserta un catéter con un tapón de carbowax en el árbol bronquial, a ciegas, hasta que el
dispositivo no avanza más, luego se retrotrae
1cm, se expulsa el tapón y se aspira aproximadamente 0,01 ml de secreción. Se corta y envía la
punta del catéter que se procesa en forma similar
al CEP, siendo el punto de corte 103 ufc/ml. La
sensibilidad se encuentra en el orden del 60-70%
y la especificidad en 84-100%.
MUESTRAS NO BRONCOSCÓPICAS
Existe una variedad de estas técnicas que poseen las ventajas potenciales de ser menos invasiva, de tener un costo inicial menor al de la
broncoscopía, menor compromiso del paciente
con respecto al intercambio de gases, posibilidad
de realizarlas en pacientes con tubos endotraqueales pequeños, realización por cualquier médico sin necesidad de recurrir al neumonólogo,
independizarse de la habilidad o capacidad del
operador. Dentro de las desventajas está la posibilidad de error en la toma de muestra debido a
que se realiza a ciegas y a que se instila un volumen de solución fisiológica mucho menor, (aproximadamente 10 ml.).
Se han realizado CEP no broncoscópicos utilizando distintos tipos de catéteres como Metras,
catéteres 15-Fr, nasotraqueales, etc; También se
ha realizado BAL a través de distintos sistemas
de doble catéter.
Tabla 9
Comparación de técnicas no broncoscopicas
TIPO
DIRIGIDO
VOLUMEN (ml)
COMPARACION
CULTIVO
CUANTITATIVO
COMBICATH
NO
20
H/PMC
SI (>103 UFC/ml)
CATETER PARA
DUODENOGRAFIAS
NO
100-150
CLINICA
SI (>104 UFC/ml)
BAL-Cath
SI
25-100
CEP-BAL
SI (>104 UFC/ml)
SWANZ-GANZ
NO
150
H
NO
CATETERES DE
SUCCION
NO
20
CLINICA
SI
H/PMC Diagnóstico histológico post morten.
MUESTRAS ADICIONALES
BIOPSIA DE PULMÓN A CIELO ABIERTO
Si bien se considera el "gold standard", cuando esta muestra es demasiado pequeña puede tener falsos negativos en aproximadamente un
25% de los casos si se compara con el pulmón
entero. Proporciona un diagnóstico definitivo y
exacto, pese a esto raramente se indica en el manejo de pacientes ventilados puesto que ha sido
relegado a un segundo lugar por las técnicas
broncoscópicas; se la utiliza para aquéllos pacientes que no evolucionan de acuerdo a lo esperado y/o en los que no se ha podido llegar al
diagnóstico por métodos menos invasivos. Los
resultados de este procedimiento han sido superiores a los de la biopsia transbronquial y a los de
BRITANIA
32
la punción pulmonar percutánea, debido a que en
general se puede tomar una muestra de tamaño
suficiente y bajo visualización directa.
El procesamiento microbiológico de rutina,
previa homogeneización con mortero o Stomacher, debería contemplar la mayor cantidad de
posibilidades (gérmenes comunes, anaerobios,
micobacterias, nocardia, Legionella, hongos y
P.carinii) y también debería remitirse una porción de la muestra para estudios histopatológicos.
En pacientes sin tratamiento antibiótico se
deben jerarquizar recuentos superiores a 104
ufc/g de tejido.
Tabla 10
Procesamiento rutinario de biopsias de pulmón
CULTIVO
• CULTIVO CUANTITATIVO EN AGAR SANGRE Y
EXAMEN DIRECTO
• EXAMEN EN FRESCO
COLORACIONES DE:
• GRAM
• GIEMSA
• ZIEHL NEELSEN
• KINYOUN
• COLORACION FLUORESCENTE CON
ANTICUERPOS POLICLONALES PARA
LEGIONELLA
• AZUL DE O-TOLUIDINA
AGAR CHOCOLATE EN 5-10% DE CO2
• CLDE EN AEROBIOSIS
• AGAR BHI SUPLEMENTADO CON VITAMINA K,
HEMINA Y SANGRE LACADA, EN ANAEROBIOSIS
• LOWENSTEIN- JENSEN Y STONEBRINK Y/O
SIEMBRA EN FRASCOS DE BACTEC O BACTALERT PARA MICOBACTERIAS
• AGAR SABOURAUD Y AGAR BHI CON
ANTIBIOTICOS
HEMOCULTIVOS
Aproximadamente un 10% de los pacientes
con neumonía asociada a respirador tienen hemocultivos positivos relacionados a este foco. En
este grupo de riesgo la especificidad de esta
muestra es baja, puesto que 60-70% de los hemocultivos positivos se producen a partir de un
foco distinto al pulmonar.
De todas formas es una muestra complementaria importante, sobre todo cuando se analiza en
conjunto con el cultivo cuantitativo de BAL o
CEP y puede ayudar a clarificar la interpretación
de recuentos "borderline" en estas muestras.
Tambien es necesario analizar en paralelo el cultivo de otros potenciales focos como ser urocultivo, catéteres, punción de heridas quirúrgicas,
de senos paranasales , muestras intraabdominales, etc.
Situaciones especiales
Legionella spp
Se aisló en 2-6% de los casos de neumonía de
la comunidad en USA. La población en riesgo,
está constituído por personas expuestas a fuentes
contaminadas, gerontes, fumadores, y huespedes
comprometidos en la inmunidad celular
(transplantados).
Se han identificado 15 serogrupos de L. pneumophila y 33 especies adicionales. El serogrupo
1 es responsable de cerca del 80% de las infecciones causadas por L. pneumophila. El resto de
los casos corresponde a los serogrupos 4 y 6.
Otras especies como L. micdadei, L. longbeache,
L. durmoffii y L. bozemanii producen menos del
20% de los casos.
Las indicaciones para su búsqueda son
enfermedades severas que requieren internación
en UCI, evidencias de adquisición en áreas
endémicas o epidémicas, falta de respuesta al
tratamiento con beta lactámicos, neumonía en
inmunocomprometidos y sospecha clínica en
base a fiebre alta, hiponatremia, manifestaciones
a nivel de SNC, niveles de LDH mayores a 700
U/ml y enfermedad severa.
Las muestras que presentan mejor rendimiento para su aislamiento son el BAL y la biopsia de
pulmón, aunque también se ha recuperado de esputo, líquido pleural, secreciones traqueales, la-
BRITANIA
33
vado bronquial, hemocultivo y otros materiales.
Para el diagnóstico se puede recurrir a coloraciones fluorescentes con anticuerpos monoclonales, cultivos en medios selectivos suplementados con carbón, extracto de levadura y alfa ceto-
glutarato (BCYE), detección de antígeno urinario para L. pneumophila serotipo 1 por RIA o
ELISA, serología por inmunofluorescencia indirecta y PCR. (Tabla 11)
Tabla 11
Sensibilidad y especificidad para las distintas metodologías de diagnóstico para Legionella spp.
Metodo
Cultivo
Muestra
Sensibilidad
Especificidad
Esputo, BAL
75-90
100
Biopsia de pulmón
90-99
100
Hemocultivo
10-30
100
Serología
(IFI)
Suero
75
Coloración
fluorescente
con anticuerpos
monoclonales
Esputo, BAL
Biopsia de
pulmón
Antígeno
urinario
PCR
Tiempo
Observaciones
2-7 días
SF utilizada en
el BAL puede
inhibir el
desarrollo.
95-99
6-9 semanas
Se requiere
suero agudo y
convalesciente.
25-75
95-99
1 día
Detecta
serogrupo1.
No es sensible
para otras
especies.
Reacciones
cruzadas con
B.pertussis.
Orina
80-90
99
1 día
Específica para
serogrupo 1
Puede ser
positivo, meses
despues del
tratamiento.
Esputo, BAL,
Hisopados
nasofaríngeos
>90
>90
2 días
No disponible
comercialmente.
Mycoplasma spp y Chlamydia spp
En un estudio sobre neumonía de la comunidad realizado en el Hospital de Clínicas de Bs.
As. se documentó durante el año 1997, una incidencia de M. pneumoniae del 8% y C. pneumoniae de 6.8%.
El diagnóstico de estos agentes se basa principalmente en demostrar la seroconversión.
Ambos microorganismos pueden ser cultivados de muestras respiratorias como esputo, hisopado o aspirados nasofaríngeos, BAL, etc, pero
esto es dificultoso y escapa a las posibilidades de
la mayoría de los laboratorios clínicos.
El diagnóstico utilizando PCR constituirá en
el futuro una importante herramienta.
C. pneumoniae es un importante agente etiológico de neumonía en la población general y en
pacientes inmunocomprometidos, C. psittaci
produce neumonía en pacientes que tuvieron
contacto con aves y C. trachomatis en recién nacidos que adquieren el microorganismo de madres con infección genital.
BRITANIA
34
Tabla 12
Diagnóstico de laboratorio de M.pneumoniae. Comparación de técnicas
Método
Muestra
Sensibilidad
Especificidad
Tiempo
Observación
Cultivo
Esputo, BAL
>90
50-90
7-10 días
Serología
F.de C*
Suero
75-80
80-90
4-9 semanas
Se requiere suero
agudo y
convalesciente.
Si solo se dispone
del último
considerar: >1/64
33-75
<50
2-6 semanas
Inespecífico
95
95-99
2 días
No se dispone
comercialmente.
Crioaglutinac.
PCR
Esputo, BAL,
aspirado o
hisopado
nasofaríngeo
F. de C.: Fijación de complemento.
Tabla 13
Diagnóstico de laboratorio de C. pneumoniae. Comparación de técnicas
Método
Muestra
Sensibilidad
Cultivo
Hisopado
nasofaríngeo
50-90
SerologíaMIF
Suero
50-90
Especificidad
Desconocido
Tiempo
6 días
Se requiere
medios de
transporte
especiales y
líneas celulares
HL o Hep-2
4-6 semanas
Incremento en
el el título de 4
veces o título
individual de
IgM>1/16 o
IgG>1/512
F de C*
Suero
30-40
<50
4-6 semanas
PCR
Hisopado
nasofaríngeo,
BAL
80-90
>85
2 días
Rhodococcus equi
Este microorganismo inicialmente fue aislado
de caballos, pero recientemente empezó a adquirir relevancia en huéspedes inmunocomprometidos, principalmente en pacientes infectados con
Observaciones
Reacciones
cruzadas con
C.psittaci y
C.trachomatis
No
disponible
comercialmente
el virus del HIV, enfermedades malignas y tratamiento inmunosupresor. El cuadro clínico
incluye fiebre, tos y neumonía necrotizante, frecuentemente acompañada de bacteriemia . Debe
realizarse el diagnóstico diferencial con M. tuberculosis, Nocardia spp y hongos.
BRITANIA
35
Se han realizado aislamientos de muestras como esputo, lavado bronquial, líquido pleural,
biopsia de pulmón, hemocultivos, abscesos cerebrales, pelvianos, subcutáneos, paraespinales,
muestras óseas, senos paranasales, LCR, etc.
Se presenta como cocobacilos gram positivos
y puede observarse en los cultivos frescos una
débil ácido resistencia con la coloración de Kinyoun. Esta propiedad se pierde con el envejecimiento de los mismos.
Si bien las colonias presentan característicamente un pigmento rosa salmón, algunos aislamientos pueden ser de color crema o amarillentos.
Debe realizarse la diferenciación bioquímica
con los géneros Gordona, Tsukamurella y otros
difteroides; para ello se recurre a la hidrólisis de
la caseína, hipoxantina, tirosina, xantina, gelatina, urea y a la reducción del nitrato a nitrito.
Nocardia spp
Las infecciones por este germen son generalmente oportunistas y ocurren en pacientes con
condiciones predisponentes como neoplasias,
desórdenes pulmonares crónicos y en personas
bajo tratamiento inmunosupresor. Otros grupos
de riesgo son los pacientes con disgamaglobulinemia, enfermedad granulomatosa crónica,
transplante renal y cardíaco.
El sitio primario de infección suele ser el pulmón y de allí puede producirse la diseminación a
otros focos.
Las especies más frecuentemente aisladas en
el ser humano son N. asteroides, N. brasiliensis
y N. otitidis caviarum.
Las mejores muestras para su aislamiento son el
BAL, lavado bronquial, biopsia de pulmón. Es rara su recuperación a partir de muestras de esputo.
En el exámen directo, la coloración de Kinyoun permite poner en evidencia a los bacilos o
cocobacilos ácido resistentes. Los medios con
carbón y extracto de levadura son útiles para su
aislamiento, aunque tambien puede recuperarse
de Lowenstein Jensen y agar Sabouraud
Micobacterias
Para su detección, el esputo sigue siendo la
muestra de primera elección, pero en pacientes
que no expectoran puede recurrirse al lavado
gástrico, esputo inducido o bien a muestras tomadas por fibrobroncoscopía (BAL, lavado
bronquial o biopsia transbronquial).
Se recomienda tomar tres muestras sucesivas
de esputo , preferentemente las primeras de la
mañana, dada la liberación intermitente del bacilo.
Algunos autores documentan una mejor sensibilidad con el lavado bronquial que con BAL,
pero estas muestras pueden ser complementarias. También puede obtenerse esputo post broncoscopía.
Para el exámen directo puede recurrirse a la
coloración de Ziehl Neelsen o a la de auraminarodamina, con sensibilidad y especificad comparables.
En el caso del cultivo puede recurrirse a técnicas de precipitación o de centrifugación, utilizando agentes decontaminantes como el NaOH
al 4% o N- acetilcisteína con NaOH al 2%, luego se siembra en Lowenstein Jensen y medio de
Stonebrink y/o en medios 7H9, 7H10, 7H11. El
tiempo de aislamiento se encuentra entre 4-8 semanas.
Los métodos de cultivo radiométricos (BACTEC) permiten disminuir el tiempo de detección
en forma considerable . En la actualidad se encuentran en evaluación medios no radiopmétricos tanto para el sistema BACTEC como para el
Bact-Alert. Estas técnicas pueden combinarse
con sondas de DNA.
Otras metodologías empleadas son PCR y
ELISA.
Las micobacterias atípicas producen enfermedad en pacientes inmunocomprometidos, y
también en menor proporción en personas inmunocompetentes. Para jerarquizar su aislamiento
se debe considerar evidencia clínica, radiológica
e histopatológica; aislamiento repetido con alto
número de colonias o de muestras "estériles" y
ausencia de otras causas de enfermedad.
Anaerobios
Se los aisla en 85-95% de los abscesos de pulmón, 62-100% de las neumonías aspirativas, y
en 22-33% de las neumonías de la comunidad.
En los pacientes con asistencia respiratoria mecánica que desarrollan neumonía se recuperan
con poca frecuencia, menos del 10%.
Las muestras válidas para cultivo son la pun-
BRITANIA
36
ción transtraqueal, punción pulmonar percutánea, biopsia de pulmón a cielo abierto, cepillo
protegido (punto de corte de >103 ufc/ml) y BAL
protegido (punto de corte de > 104 ufc/ml).
Los especímenes deben ser sembrados en
agar sangre lacada suplementada con vitamina K
y hemina, con y sin antibióticos (aminoglucósidos) y caldo cerebro corazón suplementado , Los
medios sólidos se incuban por 48 horas como
mínimo y los caldos por 7 días, ambos en atmósfera de anaerobiosis.
P. carinii
Las mejores muestras para su detección son
el BAL y la biopsia transbronquial, (sensibilidad
>90%)aunque la sensibilidad del esputo induci-
do con solución hipertónica se encuentra en el
rango de 50-90%.
En los pacientes que reciben pentamidina aerolizada como profilaxis, la sensibilidad del
BAL y del esputo inducido se ve afectada, debiendo realizarse múltiples lavados que incluyan
a los lóbulos medios y superiores o recurrir a la
biopsia transbronquial.
El diagnóstico se realiza a través de coloraciones dirigidas a la pared del quiste como azul
de o-toluidina y metenamina plata o bien aquéllas dirigidas contra trofozoítos o esporozoítos
intraquísticos como las de Giemsa y Diff Quik.
También puede realizarse inmunofluorescencia
directa con anticuerpos monoclonales. Recientemente se ha aplicado la metodología de PCR con
excelentes resultados.
BIBLIOGRAFIA
-Baselski, V. Microbiologic diagnosis ventilator-associated pneumonia. Infectious Disease
Clinics of North America. 7 :331-357. 1993.
-Baselski, V; Wunderink, R. Bronchoscopic
diagnosis of pneumonia. Clin Microbiol
Rev.7:533-557. 1994.
-Baselski, V. Practical Laboratory guidelines
for performing respiratory cultures on patients with ventilator-associated pneumonia. Clin Microbio. Newsletter. 9:65-69. 1994.
-Barlett, J; Breiman, R; Mandell, L; File, T.
Comunity-acquired pneumonia in adults: Guidelines for management. Clin Infect Dis.26:811838, 1998.
-Barlett, J.; y col..Laboratory diagnosis of
lower respiratory tract infection. Cumitech 7A.
In Washington JA (ed. Washington DC American
Society for Microbiology), 1-18.1987.
-Baughman, R. Use of bronchoscopy in the
diagnosis of infection in the immunocompromised host.Thorax.49:3-7.1994.
-Coalson, J. The pathology of nosocomial
pneumonia. Clinics in Chest Medicine.1:13-29.,
1995.
-Dreyfuss, D; y col.Clinical significance of
borderline quantitative protected brush specimen
culture results. Am Rev Resp Dis. 147:946951.,1993.
- Fagon, J; y col.Evaluation of clinical judgment in the identification and treatment of nosocomial pneumonia in ventilated patients.
Chest.103:547-553. 1993.
- Famiglietti, A.; y col. Etiología de la
neumonía adquirida en la comunidad en
pacientes adultos. Utilidad de los métodos
diagnósticos de laboratorio. Libro de Resúmenes
VIII Congreso Argentino de Microbiología.
Bs. As. 1998.
- Finegold, S.; y col..Aspiration pneumonia.
Rev Infect Dis.13(Suppl 9):S37-S42.1991.
-Forceville, X.; y col..Reliability of quantitative cultures of PSB and BAL conserved at 4ºC
during 48 hours. Libro de Resúmenes (J114) del
35th ICAAC Meeting. 1995.
-George, D. Epidemiology of nosocomial
pneumonia in the intensive care unit. Clinics in
Chest Medicine.1:29-45.1995.
-Johanson,W; y col. Bacteriologic diagnosis
of nosocomial pneumonia following a prolonged
mechanic ventilation. Am Rev Respir Dis.
137:259-264. 1988.
- Kim, J.; y col..Nocardial infection as a
complication of AIDS: report of six cases and review. Rev Inf Dis.13:624-629.1991.
BRITANIA
37
-Meduri, U. Diagnosis and differential diagnosis of ventilator-associated pneumonia. Clinics in Chest Medicine.1:61-93.,1995.
-Meduri, U. Protected bronchoalveolar lavage. Am Rev Respir Dis.143:855-864,1991.
-Meduri, U; Chastre, J. The standarization
of bronchoscopic techniques for ventilator-associated pneumonia. Chest. 102(suppl 1):S 557- S
564.,1992.
-Morris, A.; y col..Rejection criteria for endotracheal aspirates from adults. J. Clin. Microbiol.31:1027-1029.1993.
- Mundy, P.; y col. Community-acquired
pneumonia: impact of immune status. Am J Respir Crit Care Med. 152:1309-1315.1995.
- Pham, L.; y col. Diagnosis of nosocomial
pneumonia in mechanically ventilated patients.
Comparison of a plugged telescoping catheter
with the protected specimen brush. Am Rev Respir Dis .143:1055-1061.1991.
-Salata, R.; y col. Diagnosis of nosocomial
pneumonia in intubated intensive care unit patients. Am Rev Respir Dis.135:126-132.1987.
- Scott, M.; y col. Rhodococcus equi-An increasingly recognized opportunistic pathogen.
Am J Clin Pathol.103:649-655.1995.
- Scott, M.; y col. Rhodococcus equi. An increasingly recognized opportunistic pathogen.
AJCP.Nº5,1995.
- Sepkowitz, K.; y col..Tuberculosis in the
AIDS era. Clin.Microbiol Rev.!80-199. ,1995.
-Shelhamer, J.; y col. The laboratory evaluation of opportunistic pulmonary infections. Ann
Inter Med.Nº 6:585-599.1996.
- Shelhamer, J.; y col.. Respiratory disease
in the immunosuppressed patient. Ann Intern
Med 415-431.,1992.
-Soloaga, R.; y col. Quantitative cultures of
lower respiratory secretions by bronchoalveolar
lavage and protected specimen brush techniques:
role in the diagnosis of nosocomial pneumonia.
Libro de Resúmenes del 37th ICAAC Meeting,
Toronto, Canada. 1997.
-Soloaga, R.; y col.Neumonía nosocomial:
diagnóstico bacteriológico. Infect, Microb, Clín.
6:144-161.,1995.
- Souweine, B.; y col..Impact of prior antibiotic treatment on quantitative cultures of pretected specimen brush in patients with ventilatorassociated pneumonia. Libro de Resúmenes
(J114) del35th ICAAC Meeting, 1995.
-Tokumoto, M.; y col. ¿Es posible la
conservación del lavado broncoalveolar a 4ºC?
Informe preliminar Libro de Resúmenes del I
Congreso Internacional de Infectología y
Microbiología Clínica (SADI-SADEBAC)
Bs. As. Argentina. 1997.
-Wimberley, N; y col.Use of a bronchoscopic protected catheter brush for the diagnosis of
pulmonary infections. Chest. 81:556-562.1982.
-Winterbauer,R; y col. The use of quantitative cultures and antibody coating of bacteria to
diagnose bacterial pneumonia by fiberoptic
bronchoscopy. Am Rev Respir Dis.128:95103.,1983.
- Wunderink, R.; The diagnosis of
nosocomial pneumonía. Pulmonary and Critical
Care Update. 2:1-10-1994.
- Yungbluth, M.; The laboratory diagnosis of
pneumonia. Clinics in Laboratory Medicine. Nº
2.1995.
-Zaidi, A.; y col.. Rejection criteria for endotracheal aspirates from pediatric patients. J Clin
Microbiol.34::352-354.1996.
BRITANIA
38
M E D I O S
D E
T R A N S P O R T E
LABORATORIOS BRITANIA s.a. Los Patos 2175 (1283) Buenos Aires - Argentina
Tel: 0054-11- 4306-0041 Fax: 0054-11- 4304-1623
Use nuestro nuevo servicio, consulte por Fax al 0-800-333-HEMO (0-800-333-4366).
email: [email protected]