Download INTRODUCCIÓN A LA BOTÁNICA

INTRODUCCIÓN A
LA BOTÁNICA
Guía de Trabajos Prácticos
1er. cuatrimestre 2016
Selección y compilación:
Irene Baroli y María Cecilia Rodríguez
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DOCENTES del 1er. CUATRIMESTRE 2016
Profesora a cargo
Dra. Irene Baroli
Jefes de Trabajos Prácticos
Dra. Alicia Burghardt
Dr. Carlos Guillermo Vélez
Dra. María del Carmen Zamaloa
Ayudantes Primeros
Dra. Liliana Navarro
Dr. Agustín Sanguinetti
Dra. Alicia Vinocur
Ayudantes Segundos
Julieta Antoni
Gustavo Aponte
Juan Pablo Basualdo
Lic. José María Chain
Guillermina García Facal
Rodrigo Martín
Laura María Olivero
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PROGRAMA ANALÍTICO VIGENTE
1. Principales grupos de plantas. Biodiversidad. Principios evolutivos
2. La célula vegetal. Célula procariota. Aparición de la fotosíntesis. Aparición de las células eucariotas.
3. Célula eucariótica. Estructura. Pared celular, estructura y modelo de síntesis, membranas, vacuola,
organelas, plasmodesmos. Relación entre estructura y función. Cloroplastos y fotosíntesis. Mitocondrias
y respiración. Núcleo, control celular.
4. División Cyanophyta o Cyanobacteria. Distribución. Morfología y citología. Reproducción. Diversidad.
Clasificación. Importancia económica. Origen evolutivo. Relaciones filogenéticas.
5. Los procesos metabólicos en relación con la estructura y el ambiente. Fijación de la energía.
Fotosíntesis. Plantas C3, C4 y CAM. Obtención de la energía. Respiración. Factores limitantes. Punto de
compensación. Cociente respiratorio.
6. Reproducción sexual y asexual. Ciclos de vida. Alternancia de generaciones. Estructuras.
7. La célula eucariótica. Niveles de organización. Reino Protista: Protistas fotoautótrofos. División
Chlorophyta. Distribución. Estructura. Cloroplastos y sustancias de reserva. Reproducción. Diversidad.
Clasificación. Importancia económica. Relaciones filogenéticas.
8. División Ochrophyta. Distribución. Morfología y citología. Reproducción. Diversidad. Clasificación.
Importancia económica. Relaciones filogenéticas.
9. División Rhodophyta. Distribución. Estructura. Ciclos de vida. Diversidad. Clasificación. Importancia
económica. Relaciones filogenéticas.
10. El ciclo de la materia. Metabolismo del nitrógeno. Ciclo del nitrógeno. Relaciones fotosíntesisrespiración-metabolismo del nitrógeno.
11.Reino Fungi. Clasificación. División Chytridiomycota. Características. División Zygomycota. Distribución.
Diversidad morfológica. Ciclos de vida. División Ascomycota. Distribución. Diversidad morfológica. Ciclos
de vida. Diversidad. Clasificación. Importancia económica. Relaciones filogenéticas. División
Basidiomycota. Distribución. Estructuras. Diversidad. Clasificación. Importancia económica. Formas
imperfectas. Diversidad. Simbiosis. Líquenes. Fisiología y bioquímica. Reproducción.
12.La evolución vegetativa. El paso del agua a la tierra. Cambios evolutivos. Formas terrestres.
Adaptaciones. Reino Plantae. División Bryophyta. Clases Anthocerotopsida, Hepaticopsida, Bryopsida.
Distribución. Morfología. Ciclo biológico. Diversidad. Relaciones filogenéticas.
13.Organización del vegetal superior. Tejidos. Sistemas de tejidos. Meristemas. Diferenciación.
14.La evolución del cuerpo vegetal. Órganos. Raíz. Origen, estructura y función. Regiones de la raíz. Pelos
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radiculares. Estructura primaria y secundaria. Adaptaciones.
15.Agua, solutos y membranas. Difusión y energía libre. Ósmosis. Magnitudes osmóticas. Determinación.
16.El suelo. Estructura y textura. Arcillas e intercambio iónico. Materia orgánica del suelo. Exudados de la
raíz y rizosfera. Interacción con microorganismos del suelo. Agua del suelo. Nutrición mineral.
Elementos esenciales.
17.La evolución del cuerpo vegetal. Órganos. El vástago. Evolución de las estructuras internas. Estructura
primaria y secundaria. Concepto de estela. Evolución de las estructuras externas. Hojas. Estructura.
Morfología y función. Ontogenia. Adaptaciones.
18.Absorción de agua. Absorción de sales. Circulación del agua. Presión radicular. Teoría tenso-cohesotranspiratoria. Transpiración. Apertura y cierre de estomas.
19.Circulación por el floema. Características del transporte. Teoría del flujo de presión.
20.Crecimiento y desarrollo de las plantas. Regulación del crecimiento. Hormonas. Factores externos.
21.La evolución vegetativa. Aparición del sistema vascular. Plantas vasculares. Aparición de los microfilos.
División Psilophyta. Distribución. Esporofito. Gametofito. Estructura y reproducción. Ciclo biológico.
Relaciones filogenéticas.
22.La evolución vegetativa. Aparición de la raíz. División Lycophyta. Estructura. Isosporia. Heterosporia.
Ciclo de vida. Distribución. División Sphenophyta. Distribución. Fósiles. Estructura. Ciclos de vida.
Importancia económica. Relaciones filogenéticas.
23.La evolución reproductiva. Aparición de la semilla. Gimnospermas. División Cycadophyta. División
Ginkgophyta. Esporofito. Gametofito. Estructuras reproductivas. Adquisiciones evolutivas importantes.
División Coniferophyta. División Gnetophyta. Importancia económica. Relaciones evolutivas.
24.La evolución reproductiva. División Anthophyta (Angiospermas). La flor. Morfología y estructura.
Desarrollo del micro y megasporangio. Inflorescencias. Polinización. Fecundación. Singamia y triple
fusión. Desarrollo del embrión y endosperma. Partenogénesis.
25.La semilla. Estructura. Frutos. Desarrollo del fruto. Mecanismos de dispersión.
26.Evolución de la flor. Caracteres primitivos y evolucionados. Importancia de la flor en la clasificación.
Principios taxonómicos. Clase Dicotyledoneae. Clase Monocotyledoneae. Genes homeóticos.
27.Fotomorfogénesis. Percepción de la señal lumínica. Fitocromos. Floración. Germinación. Hormonas.
Reloj biológico.
28.Biotecnología vegetal. Cultivo de tejidos. Transformación genética de plantas.
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Bibliografía básica recomendada (disponible en la Biblioteca Central)
Nabors MW, 2006. Introducción a la Botánica. Pearson Educación (también disponible online -alquileren: http://conten.pearson.es)
Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, 1992. Biología de las Plantas. Reverté, Tomos I y II.
Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, 2005. Biology of plants. WH Freeman & Co.
Valla JJ, 1979. Botánica: Morfología de las plantas superiores. Hemisferio Sur
Otros textos:
Alexopoulos CJ et al. 1996. Introductory Micology. Ed Wiley.
Azcón-Bieto J y Talón M. 2000. Fundamentos de Fisiología Vegetal. Mc Graw Hill Interamericana
Bold, HC et al. 1980. Morphology of Plants and Fungi. Harper & Row.
Bold, HC y Wynne MJ. 1978. Introduction to the Algae. Structure and Reproduction. Prentice Hall, Inc.
Clegg CJ y Cox G. 1978. Anatomy and activities of plants: A guide to the study of flowering plants. Ed.
John Murray. (Disponible en pdf; consultar con los docentes)
Evert RF. 2006. Esau Anatomía Vegetal. 3ra. edición. Ed. Omega. (Disponible en pdf; consultar con los
docentes)
Evert, RF y SE Eichhorn. 2013. Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co. (Disponible en pdf;
consultar con los docentes).
Font Quer, P. 2000. Diccionario de Botánica. Ed. Península. (Disponible en pdf; consultar con los
docentes)
Graham LE, Graham J y Wilcox, LW. 2009. Algae. (2nd Ed.). Benjamin Cummings (Pearson).
Jones R et al. 2013. The Molecular Life of Plants, Wiley-Blackwell. (Disponible en pdf; consultar con los
docentes)
Judd WS et al. 2002. Plant Systematics: A phylogenetic approach. Ed. Sinauer.
Lee, RE. 2008. Phycology (4th Ed.). Cambridge University Press.
Rushforth SR et al. A Photographic Atlas for the Botany Laboratory. 6ta. Edición. Norton Publishing
(Disponible en pdf, consultar con los docentes)
Simpson MG. 2006. Plant Systematics. Elsevier Academic Press.
Taiz L y Zeiger E. 2006. Plant Physiology. Ed. Sinauer Assoc. (Disponible en pdf; consultar con los
docentes)
Webster J y Weber R. 2007. Introduction to Fungi. Cambridge University Press. (Disponible en pdf;
consultar con los docentes)
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Sitios Web recomendados
www.biologia.edu.ar/botanica/index.html: Cubre los temas morfológicos y anatómicos, muy completo,
interactivo, con animaciones
www.aulados.net/Botanica/Curso_Botanica/Curso_Botanica.htm: Buenas introducciones a los
diferentes tópicos del programa
http://virtualplant.ru.ac.za/Main/Virtualintro.htm: Excelente sitio interactivo sobre anatomía vegetal
botweb.uwsp.edu/Anatomy/Default.htm: Atlas fotográfico de anatomía vegetal
www.sbs.utexas.edu/mauseth/weblab/: Histología animal y vegetal, muy buenas micrografías con texto
explicativo
webs.uvigo.es/mmegias/inicio.html: Atlas de histología animal y vegetal.
www.biologia.edu.ar/reproduccion/sexual.htm: Sobre reproducción y ciclos de vida
www.britannica.com/EBchecked/topic/458172/photosynthesis: Excelente sitio interactivo sobre
fotosíntesis (Enciclopedia Británica)
http://www.life.illinois.edu/plantbio/digitalflowers/: Excelente sitio interactivo sobre taxonomía de
Angiospermas
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CONDICIONES PARA APROBAR LA MATERIA:
Aprobar LABORATORIO/TRABAJOS PRÁCTICOS/FINAL (O PROMOCIÓN)
Para aprobar los TRABAJOS PRÁCTICOS se requiere:
1)
tener aprobado el LABORATORIO y
2)
obtener al menos el 50% de la nota en cada uno de los dos parciales teóricos. El
segundo parcial es integratorio respecto del primero. Habrá dos recuperatorios
uno para cada parcial
Para aprobar el LABORATORIO se requiere:
1)
el 80 % de los trabajos prácticos aprobados como mínimo. La inasistencia a un
trabajo práctico se considerará como TP no aprobado.
2)
Aprobación de un trabajo especial.
Para aprobar la MATERIA por promoción se requiere:
1)
tener aprobado el LABORATORIO y
2)
los dos parciales aprobados en primera instancia con 70% de la nota o más en
cada uno.
Los requisitos para acceder al examen final son:
Tener aprobados los TRABAJOS PRÁCTICOS. Nota: quienes hayan promocionado no
pierden el derecho de rendir final.
ELEMENTOS NECESARIOS PARA LOS TRABAJOS PRÁCTICOS
Guardapolvo y calzado cerrado
Esta Guía de TPs
Lápiz negro y goma blanda
Bisturí u hojas de afeitar (PERSONAL)
Una pinza de punta fina
Dos agujas de disección (PERSONALES)
Carpeta con hojas lisas tamaño A4
Diez portaobjetos por lo menos
Cincuenta cubreobjetos por lo menos
Gamuza o papel de arroz para limpiar
objetivos
Marcador de vidrio indeleble
Tijera
Repasador o papel absorbente
Rollo de cinta adhesiva para rotular
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CONFECCIÓN DE INFORMES (su presentación es obligatoria para la
aprobación de los TPs):
Cada alumno deberá presentar, para cada Trabajo Práctico (TP), un informe escrito individual que
incluya:
 El nombre y apellido del alumno y el turno de TP al que asiste.
 Los esquemas o dibujos requeridos en esta Guía, en lápiz negro, correctamente
rotulados, indicando, según sea apropiado, el nombre de la especie o género que se
observó, el tipo de corte y el aumento de lupa o microscopio que se usó para la
observación.
 Las respuestas a las preguntas y ejercicios formulados en esta Guía. Algunas de las
preguntas pueden ser contestadas directamente en las hojas de la Guía y otras
requerirán hojas adicionales.
En el caso de TPs que involucran un trabajo experimental, el informe deberá contar con:
 Una breve introducción al tema, indicando además los objetivos
 Los resultados, presentados en un formato adecuado, por ejemplo una tabla y/o un
gráfico cartesiano, con los ejes debidamente rotulados, con los nombres y las unidades
de las variables medidas
 Una breve discusión de los resultados, en general comparando lo obtenido con lo
esperado y en caso de haber discrepancias, explicando a qué pudieran deberse y/o
cómo podrían solucionarse
 Las respuestas a las preguntas formuladas en esta Guía
Los informes se entregarán para su corrección, sin excepción, a la semana de haber concurrido al TP
correspondiente, caso contrario se contará el TP como ausente.
En caso de haber realizado el TP en forma grupal, los alumnos consultarán con sus docentes para
determinar si el informe se presentará de manera individual o grupal.
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DESCRIPCIÓN Y FUNCIONAMIENTO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO
Un microscopio óptico (Fig. 1) posee dos lentes; la lente objetivo, que se encuentra cerca
del objeto que se observa, y la lente ocular, colocada cerca del ojo. El aumento primario del
objeto se produce por la lente objetivo, y la imagen que así se origina se transmite a la lente
ocular, donde ocurre el aumento final (Fig. 2).
La amplificación total de un microscopio es el producto de las amplificaciones de sus
lentes objetivo y ocular. Por ejemplo, con un objetivo 40 X y un ocular 10 X, el total de la
amplificación es 400 X.
Una propiedad importante de un microscopio es su poder de resolución, que es la
capacidad para mostrar dos puntos como distintos y separados. La resolución de un
microscopio depende de la longitud de onda de la luz empleada y de una propiedad óptica
de las lentes objetivo conocida como apertura numérica. La fórmula para calcular el poder
de resolución es:
R=1/2 longitud de onda de la luz / apertura numérica del objetivo
Dado que la longitud de onda de la luz empleada es en general constante, en la práctica
la resolución de un objeto es función de la apertura numérica; a mayor apertura numérica
será posible resolver objetos más pequeños. Existe una correspondencia preliminar entre la
amplificación de un lente objetivo y su apertura numérica. Los lentes con una mayor
amplificación por lo general poseen apertura numéricas mayores. Por otra parte, el medio
por el cual se transmite la luz afecta también a la apertura numérica. Mientras el objetivo
esté separado del objeto por aire, su apertura numérica nunca será mayor a 1. Para alcanzar
aperturas numéricas mayores, el objetivo debe estar inmerso en un medio que posea un
índice de refracción de la luz mayor que el del aire. Se emplean aceites de inmersión de
varios tipos, cuyo índice de refracción es igual al del vidrio, y las lentes objetivos diseñadas
para utilizarse con este tipo de aceites se denominan lentes de inmersión. La apertura
numérica de una lente de este tipo de buena calidad oscila entre 1,2 y 1,4.
Muchos microscopios utilizados en biología poseen oculares que amplifican cerca de 10
10
veces (10 X) y objetivos de 10 X, 40 X, y 90 ó 100 X (lente de inmersión). El objetivo de 10 X
se utiliza para localizar y seleccionar los objetos de interés; el de 40 X y los restantes
permiten la visualización de los detalles de los objetos.
El sistema de iluminación de un microscopio es de considerable importancia, en especial
cuando se emplean altas amplificaciones. La luz que entra en el sistema debe enfocarse
sobre el objeto, y para esto se utiliza un sistema de lentes denominado condensador. Al
bajar o subir el condensador se modifica el plano de foco de la luz, y de esta manera puede
elegirse una posición que origine un foco preciso. El sistema condensador también posee un
diafragma que controla el diámetro del haz de luz que sale de la lente condensadora. La
finalidad de la utilización del diafragma no es la de controlar la intensidad de la luz que
incide sobre el objeto, sino asegurar que la luz que sale del sistema condensador llene
exactamente la lente objetivo. Si la apertura del diafragma es demasiado grande, parte de la
luz no pasará al objetivo sino alrededor de él y originará brillos, por lo que reducirá la calidad
de la imagen. Para regular la intensidad de la luz se utilizan filtros de densidad neutra o se
disminuye el voltaje de la lámpara de iluminación, sin alterar la posición del condensador o
del diafragma. Los objetos a observar varían en su grado de contraste, y la luz debe ajustarse
con cuidado a cada objeto que se examina.
Otros factores relacionados con el sistema de la lente objetivo utilizado son la
profundidad del campo y el área del campo. La profundidad del campo es el espesor del
objeto en foco en cualquier momento, y es más grande cuanto menor es el poder de
resolución. En inmersión, la profundidad de campo es muy superficial, por lo general menor
de 1 µm. El área de campo está representada por el diámetro del objeto que está a la vista.
Esta es mayor a menor poder de resolución. Por lo tanto, los lentes objetivo de baja
amplificación son útiles para recorrer el preparado.
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Figura 1: Diagrama de un microscopio compuesto
OJO
LENTE OCULAR
LENTE OCULAR
LENTE OBJETIVO
LENTE OBJETIVO
ESPÉCIMEN
PLATINA
DIAFRAGMA
LENTE CONDENSADOR
CONDENSADOR
CONDENSADOR
MACROMÉTRICO
Y
MICROMÉTRICO
LUZ
BASE
LUZ
Figura 2: Esquema de las vías de luz en un
microscopio compuesto de campo
brillante.
Unidades de longitud usadas en microscopía
1 centímetro (cm) = 1/100 metros
1 milímetro (mm) = 1/1.000 metros = 1/10 cm
1 micrómetro (m) = 1/1.000.000 metros = 1/10.000 cm
1 nanómetro (nm) = 1/1.000.000.000 metros = 1/10.000.000 cm
1 angstrom (Å) = 1/10.000.000.000 metros = 1/100.000.000 cm
ó 1 m = 102 cm = 103 mm = 106 m =109 nm= 1010 Å
Exploración en la Web:
http://www.biologia.edu.ar/microscopia/microscopia1.htm: con información general sobre todos los
tipos de microscopía y numerosos enlaces a otros sitios especializados
http://micro.magnet.fsu.edu/primer/index.html: un sitio excelente con información de alta calidad,
videos y tutoriales sobre todos los tipos de microscopía
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CLASIFICACIÓN DE LOS ORGANISMOS INCLUIDOS EN EL CURSO
El siguiente cuadro sinóptico comprende únicamente los grupos que se tratan en el curso,
encuadrados en el esquema de dominios de Woese et al. El cuadro está construido siguiendo un
criterio filogenético; la categoría taxonómica de cada grupo (es decir, si se trata de una División,
Clase, etc.) varía de acuerdo a la bibliografía consultada.
Bacteria
Cyanobacteria
Eukarya
Opistocontos: Fungi
Chytridiomycota
Glomeromycota
Zygomycota
Ascomycota
Basidiomycota
Alveolados: Dinophyta (dinoflagelados)
Heterocontos:
Incoloros: Oomycota
Fotosintéticos: Phaeophyceae (algas pardas)
Bacillariophyceae (diatomeas)
Chrysophyceae (crisofitas)
Plantae (Archeplastidia):
Rhodophyta (algas rojas)
Viridiplantae (Chlorobionta)
Chlorophyta (algas verdes)
Streptophyta
Charophyceae (también como parte de algas verdes)
Embriophyta (plantas terrestres)
Bryophyta
Hepatophyta
Anthocerophyta
Musci (musgos)
Tracheophyta (plantas vasculares)
Lycopodiophyta
Lycopodiales
Selaginellales
Isoetales
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Euphyllophyta
Monilophyta
Psilotales
Sphenophyta (Equisetophyta)
Polypodiales
Spermatophyta (plantas con semilla)
Gymnospermae (plantas con semilla desnuda)
Cycadophyta
Coniferophyta
Ginkgophyta
Gnetophyta
Angiospermae (Antophyta, plantas con flor y fruto)
Angiospermas basales
Magnolidae
Eudicotiledoneae
Monocotileoneae
Bibliografía
Adl SM et al. 2012. The revised classification of eukaryotes. Journal of Eukaryotic Microbiology 59:
429-514.
Doyle JA. 1998. Phylogeny of Vascular Plants. Annual Review of Ecology and Systematics 29: 567-599.
Judd WS et al. 2002. Plant Systematics: A phylogenetic approach. Ed. Sinauer. Capítulo 7: An
overview of Green Plant Phylogeny.
Leliaert F et al. 2012. Phylogeny and Molecular Evolution of the Green Algae. Critical Reviews in Plant
Sciences 31: 1-46.
Simpson MG. 2006. Plant Systematics. Elsevier Academic Press
Woese CR et al. 1990. Towards a natural system of organisms: proposal for the domains Archaea,
Bacteria, and Eucarya. Proceedings of the National Academy of Sciences 87: 4576-4579.
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La clasificación moderna de los organismos eucariontes
(Adl et al., 2012)
Nombre del alumno/a:
Turno:
TRABAJO PRÁCTICO ESPECIAL: ESTUDIO Y DESCRIPCIÓN DE UNA
ESPECIE VEGETAL (*)
Objetivo: Aplicar los conocimientos morfológicos, anatómicos y fisiológicos adquiridos a
lo largo del curso a un caso concreto. Organizar la información en forma clara utilizando
el vocabulario botánico con precisión. Exponer el resultado del trabajo en forma
ordenada y concisa tanto oral como escrita
1. Materiales
Dentro del predio de Ciudad Universitaria crecen especies de plantas nativas e introducidas, tanto
herbáceas como arbustivas y arbóreas, así como trepadoras y rastreras, terrestres y acuáticas; una
de ellas será elegida para este trabajo, para que los estudiantes investiguen sobre sus características
morfológicas, reproductivas, de desarrollo o fenología y cualquier otro aspecto que consideren
pertinente para su descripción en el ámbito de la Botánica.
Se utilizará bibliografía provista por los docentes y podrán realizarse búsquedas de información
mediante la web.
2. Desarrollo
El trabajo se realizará por grupos a lo largo de la segunda mitad del cuatrimestre, eligiendo al azar la
especie a estudiar (varias especies por turno de TPs). Al final del cuatrimestre se hará una
presentación oral de la información adquirida.
Se realizará una primera observación de campo para ubicar el/los ejemplares y tomar datos, entre
ellos: hábito de crecimiento, características vegetativas (tipo de tallo, porte, diámetro, características
de la corteza, tipo de hojas, su permanencia en la planta, filotaxis, etc.), características reproductivas
de flores, frutos y semillas (según la fenología de la especie en cada caso).
Se tomaran muestras de los distintos órganos, se herborizarán y/o preservarán en alcohol 70% para
su observación en el laboratorio.
Se realizarán tomas fotográficas para registrar las características y ayudar a su descripción.
El proyecto se completará con la descripción del/los ejemplares estudiados según el siguiente
esquema orientativo:

Título

Integrantes del grupo

Ubicación taxonómica del/los ejemplares

Aspectos generales: aquí se incluirán datos tales como hábito de crecimiento,
distribución geográfica, requerimientos ecológicos, etc.

Descripción de las partes vegetativas

Descripción de las partes reproductivas

Información adicional: por ejemplo usos y aplicaciones, propiedades, datos curiosos o
de interés surgidos de la bibliografía consultada.

Bibliografía utilizada
16
Nombre del alumno/a:
Turno:
3. Presentación
La información se presentarán en un informe escrito de no más 2 páginas (excluyendo las fotografías
o dibujos si los hubiera) y presentación oral en forma de poster o power point.
Bibliografía (se sugiere además consultar con sus docentes)
Lahitte, H. et al. Plantas de la Costa, Biota rioplatense I. Editorial L.O.L.A.
Lahitte, H. et al. Árboles urbanos, Biota rioplatense IV. Editorial L.O.L.A.
Lahitte, H. et al. Árboles urbanos 2, Biota rioplatense VI. Editorial L.O.L.A.
Parodi, LR. Enciclopedia Argentina de Agricultura y Jardinería (editado por última vez en 1977, varias
versiones anteriores)
Algunas páginas web de interés:
http://www.phytoimages.siu.edu/
http://www.botany.hawaii.edu/faculty/carr/pfamilies.htm
http://collections.nmnh.si.edu/search/botany/?ti=6
http://idtools.org/id/appw/Aquarium_&_Pond_Plants_of_the_World/key/Aquarium_&_Pond_Plants
/Media/Html/Other/Home.html
http://www.buenosaires.gob.ar/areas/med_ambiente/Arbolado/index.php?tipo=car&marca=listo&E
species=194&NOMBRE_COMUN: Buscador de árboles urbanos C.A.B.A.
(*)
En colaboración con María del Carmen Zamaloa
17
Nombre del alumno/a:
Turno:
TRABAJO PRÁCTICO Nº 1: MORFOLOGÍA DE LAS PLANTAS
VASCULARES (*)
Objetivo: Familiarizarse con aspectos generales de la morfología de los órganos vegetativos: la
raíz, el tallo y las hojas. Observación de algunas de las modificaciones y adaptaciones de estos
órganos a distintos ambientes y funciones
1. Introducción
El ciclo de vida de una planta embriofita involucra la generación de un nuevo individuo, la cigota, en
el momento de la fecundación, la formación de un embrión y su desarrollo en una planta adulta,
hasta la producción de nuevas estructuras reproductivas que darán origen a la generación siguiente.
En este proceso de desarrollo pueden distinguirse tres etapas:
a) Embriogénesis: Es el proceso por el cual la cigota se transforma en una entidad multicelular,
el embrión. El embrión exhibe en forma rudimentaria la organización típica de una planta,
con un eje de crecimiento vertical y una marcada polaridad. Así, luego de la germinación el
ápice caulinar del embrión dará origen al vástago o parte aérea de la planta y la radícula
originará el sistema radical.
b) Desarrollo vegetativo: Es la transición entre la plántula, resultado de la germinación, y la
planta adulta, con la aparición de nuevos órganos vegetativos, generados a partir de
ramificaciones del vástago y de la raíz. En general es la etapa más larga del ciclo vegetal.
c) Desarrollo reproductivo: Implica la transición a un estadio reproductivo con la generación de
estructuras relacionadas con la reproducción sexual, como por ejemplo, en el caso de las
angiospermas, el desarrollo de yemas florales.
En plantas de ciclo de vida anual (plantas anuales), estas tres etapas ocurren en una o varias
estaciones a lo largo de un solo año. Las plantas perennes, en cambio, en general presentan
alternancias estacionales entre periodos de desarrollo vegetativo y de reproducción sexual a lo largo
de períodos plurianuales.
Ejercicio 1: Rotule los siguientes esquemas observando el material vivo provisto en el laboratorio.
a) Plántula
18
Nombre del alumno/a:
Turno:
b) Planta adulta
Figuras modificadas a partir de: Valla, JJ. 1979. Botánica. Morfología de las plantas superiores. Hemisferio Sur, Buenos Aires.
2. La raíz
Ejercicio 2: Observe las plántulas provistas y complete la siguiente tabla.
Especie
Origen de la raíz
(embrionario/adventicio)
Tipo de sistema radicular
(homorrizo/alorrizo)
3. El vástago
Dado su origen común, tallo, hojas y estructuras reproductivas (en el caso de las angiospermas, las
flores) se consideran como formando parte de una unidad que constituye el vástago.
El tallo es el eje que sostiene las hojas. Las hojas se insertan en los nudos y la porción del tallo
comprendida entre dos nudos sucesivos recibe el nombre de entrenudo (Ejercicio 1).
El tallo es el sostén de órganos de asimilación (hojas) y de los órganos reproductivos, transporta
nutrientes y productos de la fotosíntesis entre las raíces con las hojas y puede almacenar sustancias de
19
Nombre del alumno/a:
Turno:
reserva y agua. Además puede actuar como órgano asimilador en el caso de plantas sin hojas
fotosintetizadoras (por ejemplo, los cactus).
Ejercicio 3: ¿Qué órganos son: la papa, la caña de azúcar, el jengibre? ¿Por qué?
Ramificación del tallo
El tallo crece longitudinalmente a partir del desarrollo de un meristema apical que se encuentra en una
yema apical, ubicada en una posición terminal del tallo. A medida que el tallo crece longitudinalmente
la yema apical deja consecutivamente tras de sí nudos donde se insertan las hojas. Inmediatamente por
encima del punto de inserción de la hoja al tallo se encuentra la yema axilar. El desarrollo de esta yema
axilar dará lugar a una ramificación del tallo original, repitiendo el patrón de desarrollo (esa nueva rama
tendrá una yema apical y yemas laterales).
Ejercicio 4: Establezca una cronología del crecimiento de la rama provista por el docente y usando esa
información rotule el siguiente dibujo.
20
Nombre del alumno/a:
Turno:
Sistemas de ramificación del vástago
1. Ramificación dicotómica: No existen yemas axilares. El meristema apical se divide en dos nuevos
meristemas que darán lugar a dos nuevos tallos. Muy poco frecuente en plantas con semilla. Ejemplos:
musgos, Psilotum, Lycopodium y algunas cactáceas.
2. Ramificación lateral
2.a. Sistema monopodial: el ápice del eje principal permanece indefinidamente; los ejes
laterales poseen un vigor menor que el eje principal y quedan subordinados a él.
Ejemplos: coníferas, sorgo de Alepo
2.b. Sistema simpodial: Las ramas se desarrollan más que el eje principal. El eje principal
puede incluso interrumpir por completo su crecimiento porque la yema apical entra en
reposo, se transforma en una flor o muere. Entonces una o varias yemas axilares,
generalmente las superiores, se encargan de continuar el crecimiento y de formar nuevos
brotes laterales.
Ejercicio 5: Indique el tipo de ramificación que presenta el material provisto por los docentes.
Represente cada sistema de ramificación en forma de esquema, indicando el eje principal y las ramas
laterales.
Tipo de ramificación
Esquema
Especie
La hoja
La hoja consta de tres partes: base foliar, pecíolo y lámina, que pueden presentar muy variada
morfología. Las láminas pueden ser simples o compuestas.
Ejercicio 6. Rotule los siguientes esquemas
21
Nombre del alumno/a:
Turno:
Filotaxis
Las hojas se insertan en los nudos del tallo. El conjunto de hojas inserto en cada nudo constituye un
verticilo foliar. La filotaxis es la disposición espacial de las hojas en el tallo. Existen dos tipos básicos de
filotaxix: alterna y verticilada.
1. FILOTAXIS ALTERNA: en cada nudo se inserta una sola hoja, en dos maneras posibles
dística: las hojas se insertan sobre el tallo a largo de dos líneas opuestas
helicoidal: las hojas están esparcidas sobre el tallo, ordenadas regularmente sobre una espiral
2. FILOTAXIS VERTICILADA: dos o más hojas se insertan simultáneamente en cada nudo del tallo. De
acuerdo al número de hojas por nudo la filotaxis se denomina:
decusada u opuesta: dos hojas por nudo
verticilada: tres hojas o más en cada nudo
Algunas características utilizadas para describir la morfología de las hojas
No es necesario memorizar todos estos términos, sino tener noción de que existe todo un lenguaje
descriptivo que permite dar cuenta de la diversidad morfológica/funcional de las hojas.
Duración: Efímeras, deciduas o caducifolias, perennes
Tipo de lámina: Simple o, compuesta (pinnada, foliolada, palmada, digitada, etc.)
Textura: Membranosa, papirácea, coriácea, carnosa, etc.
Características de la base foliar: Ensanchada, envainadora, con/sin pulvínulo, con/sin estípulas. Las
estípulas pueden ser: foliosas, escamosas, con zarcillos, espinescentes, glandulares
Características del pecíolo: Pecioladas o sésiles. Pecíolo cilíndrico o plano. Inserción basal, peltada
22
Nombre del alumno/a:
Turno:
Forma de la lámina: Ovada, lanceolada, triangular, cordada, lobada, acicular, circular, escamosa, etc
Características del margen o borde foliar: Entero, ondulado, lobulado, aserrado, etc.
Tipo de venación: Paralelinervada, retinervada
Características del indumento: Glabra, pubescente, cerosa
Ejercicio 7: Describa morfológicamente las hojas de las siguientes especies observando el material
provisto:
Especie
Filotaxis
Duración
Tipo de lámina
Textura
Forma de la
lámina
Borde foliar
Venación
Indumento
Base foliar
Pecíolo
Diferenciación
adaxial/abaxial
Bibliografía sugerida
Nabors, M.W. Introducción a la Botánica. Pearson Education, Madrid, 2006.
Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, 1992. Biología de las Plantas. Reverté, Tomos I y II.
Valla, JJ. 1979. Botánica. Morfología de las plantas superiores. Hemisferio Sur, Buenos Aires.
Exploración en la Web
http://www.biologia.edu.ar/botanica/tema1/index1.htm: La organización del cuerpo de las plantas
http://www.biologia.edu.ar/botanica/tema3/index3.htm: Adaptaciones morfológicas a distintos
ambientes.
http://www.fca.unl.edu.ar/MorfVeg/adaptaciones.htm: Descripciones de algunas adaptaciones
(*)
Con la colaboración de Agustín Sanguinetti
23
Nombre del alumno/a:
Turno:
TRABAJO PRÁCTICO Nº 2: LA CÉLULA VEGETAL
Objetivo: Reconocer los principales componentes de la célula vegetal, relacionando su
estructura y su localización con su función
1. Introducción
Las células de las plantas, a semejanza de las células animales y de las fúngicas, son eucarióticas, es
decir, presentan organelas diferenciadas y un núcleo, el cual contiene el material genético y está
delimitado por membranas, las que forman un continuo con el sistema celular de endomembranas y la
membrana plasmática.
Además de las organelas comunes a todos los eucariontes, como las mitocondrias, las células vegetales
poseen vacuolas, peroxisomas y plástidos. Las vacuolas son de tamaño variable, dependiendo del tejido
pueden alcanzar hasta un 90% del contenido celular. Las vacuolas están rodeadas de una membrana
simple denominada tonoplasto y pueden contener agua y solutos, proteínas o lípidos. Sus funciones
son el mantenimiento de la turgencia celular y la acumulación de sustancias de reserva, de defensa y
pigmentos. Los peroxisomas son organelas esféricas rodeadas de una membrana simple, participan en
el metabolismo de los lípidos y en la fotorrespiración. Los plástidos son estructuras membranosas que
contienen su propio material genético (ADN), están especializados en la fotosíntesis (cloroplastos) o en
la acumulación de sustancias de reserva (amiloplastos, proteinoplastos) o de pigmentos liposolubles
(cromoplastos).
Las células vegetales también se diferencian de las animales por poseer una pared celular semi-rígida,
exterior a la membrana plasmática y compuesta principalmente por celulosa, además de otros
polisacáridos y proteínas. Las características químicas y la disposición de las paredes celulares
determinan la forma de las células vegetales y las propiedades de los tejidos que componen a las
plantas.
El citoplasma de las células vegetales está siempre en movimiento, las organelas y macromoléculas
están acopladas al endoesqueleto, cuya acción resulta en un movimiento, denominado ciclosis, que
favorece el transporte de materiales dentro de la célula. Al microscopio óptico la ciclosis se evidencia
como el movimiento ordenado de los cloroplastos en una corriente citoplasmática.
Cuando se estudian las células con el microscopio óptico, a menudo se utilizan colorantes, sustancias
químicas que reaccionan con grupos de moléculas celulares específicas y permiten identificarlas, o
simplemente facilitan la observación al aumentan el contraste en los preparados microscópicos,
revelando detalles que no se apreciarían de otra manera. Por ejemplo, el reactivo lugol (I2 y KI)
reacciona específicamente con el almidón. Otros colorantes, como el carmín propiónico o la
hematoxilina, al ser catiónicos o básicos tiñen estructuras ácidas como los núcleos celulares.
2. La célula vegetal vista al microscopio electrónico
Ejercicio 1. Rotule la siguiente imagen de una célula del tejido fotosintético de una hoja de maíz (Zea
mays) obtenida con un microscopio electrónico de transmisión.
24
Nombre del alumno/a:
Turno:
3µm
3. Observación al microscopio óptico de materiales seleccionados
Ejercicio 2: Para cada material indicado, monte entre porta y cubreobjetos, en una gota de agua, un
trozo de muestra de tamaño y grosor adecuado. Según el caso, coloree con el colorante indicado y
observe al microscopio utilizando un aumento que le permita visualizar correctamente las estructuras
celulares. Informe sus observaciones mediante dibujos en lápiz negro, claros y correctamente
rotulados. En cada dibujo indique el origen del material y el aumento del microscopio que utilizó para la
observación.
a. Célula vegetal vacuolada vista sin tinciones: Pelo estaminal de Tripogandra sp. o Tradescantia sp.
Observe y dibuje células con pared celular primaria, vacuolas conteniendo pigmentos
(antocianinas), núcleo (visible por contraste), hebras citoplasmáticas. Es posible que pueda
observar también plasmodesmos (conexiones entre células).
b. Célula vegetal con tinción para núcleos: Epidermis externa de la base foliar de Allium cepa (cebolla).
Material fijado en etanol 70%. Coloree con Carmín propiónico. Observe y dibuje células con pared
celular primaria, núcleo y nucléolos.
c. Células con cloroplastos (tejido fotosintético): Hoja de la planta acuática Elodea sp. Observe y
dibuje células con pared celular primaria y cloroplastos. Observe el número y distribución
25
Nombre del alumno/a:
Turno:
intracelular de los cloroplastos y su movimiento ¿Se mueven por propulsión propia? Indique en su
dibujo con una línea de puntos el lugar que ocupa la vacuola.
d. Células con amiloplastos (tejido de reserva): Usando un bisturí corte una lámina delgada de tejido
parenquimático de tubérculo de Solanum tuberosum (papa) y monte en una gota de agua entre
porta y cubreobjetos, aplaste para disgregar el material. Observe primero al microscopio sin colorear
y luego coloree con Lugol. Dibuje células con pared celular primaria y amiloplastos. Dibuje un detalle
de un amiloplasto.
e. Células con pared secundaria engrosada: Monte en una gota de agua, entre porta y cubreobjetos,
un trozo delgado de pulpa de pera (Pyrus communis). Observe y dibuje células con pared secundaria
engrosada (esclereidas). Indique el lumen y las puntuaciones.
¿En qué se diferencian estas células del resto de las células que las rodean? ¿Contienen protoplasma?
Al observar tipos celulares que son funcionales cuando han perdido sus componentes (lo que llamamos
células “muertas a la madurez”), recuerde que los diferentes tamaños y formas celulares y las
características particulares de las paredes se deben a la actividad del protoplasto durante el desarrollo
de esas células, es decir, cuando estaban “vivas”.
Bibliografía sugerida
Evert, RF y SE Eichhorn. 2013. Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co.
Nabors, M.W. Introducción a la Botánica. Pearson Educación, Madrid, 2006.
Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, 1992. Biología de las Plantas. Reverté.
Exploración en la Web
www.illuminatedcell.com (The Illuminated Plant Cell): Excelentes imágenes y videos, actualización
sobre diferentes tópicos de biología celular vegetal.
www.cellsalive.com: Películas e ilustraciones animadas sobre los procesos celulares
26
Nombre del alumno/a:
Turno:
27
Nombre del alumno/a:
Turno:
TRABAJO PRÁCTICO Nº 3: CICLO CELULAR Y MITOSIS
Objetivo: Observación de las distintas fases del ciclo celular en células de tejido meristemático del
ápice de raíz de Allium cepa
1. Introducción
El ciclo celular es un proceso continuo que lleva a la replicación de una célula madre somática en dos
células idénticas, que contienen el mismo número de cromosomas que la célula que las originó.
El ciclo celular puede ser dividido en cuatro fases, cada una caracterizada por diferentes eventos (Fig.
1). El contenido de ADN celular se duplica durante la fase S (llamada así por Síntesis) y el proceso de
división ocurre en la fase M, que comprende la mitosis y la citocinesis. Las fases S y M están separadas
por las fases de crecimiento G1 y G2 (llamadas así por Gap) durante las que se produce un incremento
de las estructuras citoplasmáticas y del número de organelas. Las fases G1, S y G2 se agrupan en la
llamada interfase, caracterizada por el estado descondensado del ADN, no se observan cromosomas y
la membrana nuclear está presente.
Figura 1: Fases del ciclo celular
La mitosis es el proceso por el cual el ADN ya duplicado y condensado en cromosomas se separa en
partes iguales, con activa participación del citoesqueleto. Aunque es un proceso continuo, puede
separarse en varias etapas, caracterizadas por la estructura y disposición de los cromosomas y del
citoesqueleto, a saber:
Profase: Migración del núcleo al centro de la célula, formación de la banda profásica de
microtúbulos en el ecuador celular, condensación de la cromatina en cromosomas bien
definidos, cada uno consistiendo de dos cromátides hermanas (idénticas), unidas por el
centrómero. Formación del huso cromático. Desintegración de la membrana nuclear.
Metafase: Migración de los cromosomas al centro de la célula por acción de los microtúbulos del
huso cromático.
Anafase: Separación de las cromátides hermanas y migración a los polos opuestos del huso
cromático
Telofase: Formación de una nueva membrana nuclear alrededor de cada nuevo grupo de
28
Nombre del alumno/a:
Turno:
cromosomas ya separados. Formación de la placa celular y el fragmoplasto.
La mitosis es seguida por la citocinesis, que implica la separación de las dos células hijas por formación
de nueva pared celular, en la zona delimitada por el fragmoplasto.
En los organismos unicelulares, como algunas algas y las levaduras (un tipo de hongos), la mitosis es un
mecanismo de reproducción asexual. En los organismos pluricelulares, la mitosis y la expansión celular
dan como resultado el crecimiento. En las células vegetales, la mitosis y la citocinesis sólo ocurren en
zonas específicas llamadas meristemas, el resto de las células vivas de la planta están arrestadas en las
fases G1 o G2 del ciclo celular.
2. Observación al microscopio óptico de las fases de la mitosis
Ejercicio 1: Se le proveerán extremos apicales de raíces de cebolla (Allium cepa) fijadas en etanol 70% y
tratadas por 20 minutos en HCl 1%. Este procedimiento hidroliza la laminilla media que separa las
células entre sí, permitiendo la disgregación de los tejidos y su mejor visualización.
a) Coloque los fragmentos de raíz sobre un portaobjetos y corte los ápices blancos opacos
(aproximadamente 2mm del extremo), desechando el resto. Aplaste con la hoja del bisturí para
disgregar los tejidos y facilitar la penetración del colorante, y agregue rápidamente una gotita
de Orceína.
b) Deje actuar al colorante por 3-5 min. Evite que el material se seque.
c) Coloque el cubreobjetos, cubra con un papel absorbente y aplaste con los dedos para disgregar
aún más el tejido.
d) Observe al microscopio. Identifique, esquematice y rotule células en interfase y en las distintas
fases de la mitosis.
Ejercicio 2: Duración de las fases del ciclo celular. Vaya al sitio web webs.uvigo.es/mmegias/7-microvirtual/flash/inicio-flash-raiz-cebolla.html. Allí verá un corte longitudinal de ápice de raíz de cebolla,
teñido para visualizar cromatina. Dentro del área delimitada por líneas negras, delimite Ud. mismo un
rectángulo que contenga aproximadamente 10 células de alto por 10 células de ancho y usando el
amplificador zoom provisto en la página (“toolbar” en el menú de la izquierda), cuente el número de
células que ve en interfase y en cada etapa de la mitosis. Complete la siguiente tabla. Suponiendo que
el ciclo celular tiene una duración total de 72 h, calcule el tiempo que dura cada fase como t =
(porcentaje/100) x 72 h.
etapa
número de células
porcentaje
duración (t)
interfase
profase
metafase
anafase
telofase
total
100 %
72 h
Responda: ¿Qué puede hipotetizar sobre la duración relativa de cada una de las fases a partir de
29
Nombre del alumno/a:
Turno:
sus datos de conteo? ¿Cuánto dura la fase más larga del ciclo, de acuerdo con sus datos? ¿Cuál
cree que sería la razón por la que ésa es la fase más larga?
¿Hay alguna fase que no encontró? En ese caso ¿a qué puede deberse su ausencia en este
preparado para microscopio? ¿Qué debería hacer para observarla?
Bibliografía sugerida
Evert, RF y SE Eichhorn. 2013. Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co.
Nabors, M.W. Introducción a la Botánica. Pearson Educación, Madrid, 2006.
Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, 1992. Biología de las Plantas. Reverté.
Exploración en la Web
www.biologia.edu.ar/botanica/tema9/9-2mitosis.htm
http://www.biologia.edu.ar/animaciones/in-ciclocelular.htm: animaciones del ciclo celular, mitosis y
meiosis
www.biologia.arizona.edu/cell/act/onion/onion.html
www.youtube.com/watch?v=E8d4pI9g5g8: video de las fases de la mitosis, la segunda parte muestra
claramente las figuras mitóticas que se ven en el ápice de raíz de cebolla.
30
Nombre del alumno/a:
Turno:
31
Nombre del alumno/a:
Turno:
TRABAJO PRÁCTICO Nº 4: TEJIDOS VEGETALES
Objetivo: Analizar las características morfológicas y funcionales de los principales tejidos
vegetales
1. Introducción
Los órganos de las plantas vasculares están compuestos por tres sistemas de tejidos originados en el
embrión: los sistemas dérmico, fundamental y vascular, que tienen una disposición característica de
cada órgano (Fig. 1).
El sistema dérmico se compone de la epidermis, que rodea todo el vegetal y funciona como una capa
protectora. Los tejidos del sistema fundamental son los mayoritarios, en el parénquima se llevan a cabo
la mayoría de las funciones metabólicas de la planta mientras que el colénquima y el esclerénquima
cumplen funciones de sostén. Los tejidos vasculares se especializan en el transporte a larga distancia de
agua y minerales (xilema) y de los productos de la fotosíntesis, como sacarosa u otros azúcares y
nutrientes orgánicos (floema).
Según su composición, los tejidos vegetales pueden clasificarse en simples: formados por un único tipo
de células (parénquima, colénquima, esclerénquima) y compuestos: formados dos o más tipos de
células de diferente morfología y función (epidermis, xilema, floema).
sistema tisular
tejido
dérmico
epidermis
células epidérmicas o de
pavimento, células
oclusivas, tricomas
parénquima
células parenquimáticas
colénquima
células colenquimáticas
fundamental
esclerénquima
tipos celulares
fibras, esclereidas
xilema
células parenquimáticas,
traqueidas, elementos de
vaso, fibras
floema
células parenquimáticas,
elementos de tubo
criboso, células
acompañantes
vascular
Figura 1. Organización de los sistemas de
tejidos en los órganos de una planta
vascular
32
Nombre del alumno/a:
Turno:
2. Observación de los tejidos vegetales al microscopio óptico
Epidermis
Ejercicio 1: Vista superficial de epidermis de hoja. Haga un pequeño corte con un bisturí en la cara
abaxial de la hoja que le proveyó su docente. Usando una pinza, arranque suavemente un trozo de la
epidermis a partir de la zona de corte y móntelo en una gota de agua entre porta y cubreobjetos.
Observe al microscopio, identifique y dibuje los distintos tipos celulares que conforman la epidermis.
¿Existen espacios entre las células? ¿En qué células observa cloroplastos?
Ejercicio 2: Epidermis de órgano aéreo en corte transversal. Observe al microscopio y dibuje la
epidermis como aparece en corte transversal de hoja. ¿Qué es la cutícula y qué función cumple? De la
información obtenida en este ejercicio y el anterior, ¿qué puede decir sobre la pared celular de las
células oclusivas?
Ejercicio 3: Epidermis de raíz. Rotule la siguiente fotografía de una sección de raíz en corte longitudinal.
¿Qué diferencias observa con respecto a lo observado en el ejercicio anterior?
Tejidos fundamentales
Ejercicio 4: Parénquima, colénquima y esclerénquima en corte transversal de tallo primario. Observe,
dibuje y rotule algunas células de cada uno de los tres tejidos, de manera que se distingan los diferentes
tamaños de las células y grosor de su pared para cada tejido. Indique en qué caso las células presentan
protoplasma y en cuál las células están muertas y vacías a la madurez.
Ejercicio 5: Diferenciaciones del parénquima. Complete la tabla siguiente:
Clorénquima
Aerénquima
Parénquima reservante
Ubicación (órgano y
topografía)
Particularidades del
tejido
Función
33
Nombre del alumno/a:
Turno:
Tejidos vasculares
El xilema el tejido especializado en transporte de agua y minerales desde la raíz al resto de la planta,
mientras que el floema cumple la función de transportar azúcares y nutrientes orgánicos desde los
órganos asimiladores fotosintéticos que los producen (generalmente, las hojas) o desde los tejidos de
reserva, al resto de la planta.
Ejercicio 6: Xilema y floema en corte transversal de tallo primario. Observe, dibuje y rotule un haz
vascular, diferenciando protoxilema, metaxilema y floema con elementos de tubo criboso y células
acompañantes. Indique qué características le permiten distinguir proto- y metaxilema.
Ejercicio 7: Tipos celulares que componen el xilema, vistos en macerados de leño. Observe, dibuje y
rotule al menos una célula de cada uno de los tipos celulares que componen este tejido complejo, de
manera que se distingan los diferentes tamaños de las células y el grosor de su pared celular. Indique en
qué caso las células presentan protoplasma y en cuál las células están muertas y vacías a la madurez.
Ejercicio 8: Identifique los tipos celulares que componen el xilema en la siguiente fotografía de un corte
longitudinal de tallo:
Ejercicio 9: Complete el siguiente cuadro comparativo entre los tipos celulares que componen el xilema
Fibras
Traqueidas
Elementos
de vaso
Células
parenquimáticas
Tipo de pared
Tipo de puntuaciones
Forma de las células
Forma de los extremos
Perforación de lo extremos
Céls. funcionales vivas/muertas
34
Nombre del alumno/a:
Turno:
Ejercicio 10: Xilema y floema en corte longitudinal. En la siguiente fotografía de una sección
longitudinal de tallo de Cucurbita (Bold et al. Morphology of Plants and Fungi, 1980), identifique y
rotule un vaso, un elemento de vaso, una traqueida, un elemento de tubo criboso y una placa cribosa.
Durante el desarrollo de la planta, el sentido de la maduración de los tejidos vasculares primarios (los
derivados del procambium) no es igual en las raíces y los tallos. Mientras que en las raíces la
maduración progresa en forma centrípeta, en los tallos lo hace en forma centrífuga. Es decir que en las
raíces, el protoxilema está ubicado hacia afuera y el metaxilema hacia adentro y a la inversa en los
tallos. En las raíces se dice que el protoxilema es exarco (ex=exterior y arco=antiguo) mientras que en
los tallos es endarco.
Bibliografía sugerida
Evert RF. 2006. Esau Anatomía Vegetal. 3ra. edición. Ed. Omega.
Evert, RF y SE Eichhorn. 2013. Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co. Disponible en
Nabors MW, 2006. Introducción a la Botánica. Pearson Educación (también disponible online
Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, 1992. Biología de las Plantas. Reverté, Tomos I y II.
Exploración en la Web
botweb.uwsp.edu/Anatomy/Default.htm: Excelente atlas fotográfico de anatomía vegetal
www.sbs.utexas.edu/mauseth/weblab/: Histología y anatomía vegetal, muy buenas micrografías con texto
explicativo
webs.uvigo.es/mmegias/1-vegetal/guiada_v_inicio.php: descripción y fotos de los tejidos vegetales
www.biologia.edu.ar/botanica/index.html: Muy completo, entrar en la sección Histología y seguir los enlaces.
35
Nombre del alumno/a:
Turno:
TRABAJO PRÁCTICO Nº 5: ANATOMÍA VEGETAL PRIMARIA
Objetivo: Analizar las características morfológicas y funcionales de los órganos vegetativos
primarios de las plantas vasculares
1. Introducción
Anatomía de la raíz primaria
Las funciones básicas de la raíz son las de proveer anclaje al sustrato y absorber de nutrientes y
transportarlos hacia la parte aérea de la planta.
Todos los tejidos de la raíz primaria se originan en la zona meristemática, que está cubierta por un tejido
protector llamado cofia o caliptra. En un corte transversal de la raíz primaria se observa una disposición
característica de los tejidos vasculares y fundamentales. El xilema es un cilindro macizo central con
bordes en forma de estrella entre cuyos brazos (de distinto número según la especie) se encuentra el
floema. Esta disposición del cilindro vascular es un tipo de protostela que se denomina actinostela (Fig 4).
El cilindro vascular está delimitado por una capa de células de tipo parenquimático denominada periciclo.
El periciclo contiene células con capacidad meristemática, interviene en la formación de las raíces
laterales y de los meristemas laterales responsables del crecimiento en grosor de la raíz: el cambium y el
felógeno. Además el periciclo cumple un papel muy importante en el proceso de absorción de sales
desde el suelo, ya que junto con el parénquima vascular concentran sales para mantener el flujo de agua
continuo desde el suelo al tejido vascular.
La capa siguiente hacia el exterior corresponde a la capa más interna de la corteza y se la denomina
endodermis (Fig. 1). En esta capa, las células presentan engrosamientos en la pared, conocidos como
bandas de Caspary, formados por deposición de un polímero hidrofóbico, la suberina. Muchas veces
existe una deposición adicional o engrosamientos en U en muchas células de la endodermis, pero
habitualmente se distinguen células de paso, sin los espesamientos en U, a la altura de los polos
protoxilemáticos. La endodermis actúa como barrera de control que obliga a la solución acuosa del suelo
a entrar en el continuo citoplasmático (simplasto) de la planta.
A
B
C
Figura 1. Detalles de la endodermis. A) Endodermis con engrosamientos en U, vista en corte transversal de raíz; la
célula que no presenta engrosamientos en U se denomina célula de paso. B) Endodermis con banda de Caspary. C)
Representación tridimensional de la banda de Caspary.
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Nombre del alumno/a:
Turno:
La corteza ocupa la mayor parte del volumen total de la raíz y en algunas especies el parénquima cortical
actúa como tejido de reserva. En general presenta numerosos espacios aéreos, necesarios para la
aireación de las raíces, en algunos casos se desarrolla un verdadero aerénquima.
La capa más externa de la raíz es la epidermis, que no está cubierta por cutícula y no presenta estomas.
En la zona de absorción de la raíz las células epidérmicas presentan prolongaciones llamadas pelos
radicales que aumentan la superficie de absorción.
Ejercicio 1: Morfología externa de la raíz de una plántula de leguminosa. Observe a la lupa el material
provisto e identifique las partes de una raíz primaria: la cofia, la zona meristemática, la zona de absorción,
la zona de ramificación y la zona de crecimiento primario.
Ejercicio 2: Anatomía de la raíz primaria en corte longitudinal (ver Fig. 2 sobre tipos de corte). Observe
al microscopio, esquematice y rotule la caliptra, la zona meristemática, la protodermis, el meristema
fundamental y el procambium. Represente los distintos tejidos mediante los símbolos de Metcalfe y
Chalk (ver Fig. 3).
Ejercicio 3: Anatomía de la raíz primaria en corte transversal. Observe al microscopio, esquematice y
rotule los distintos tejidos que componen la raíz primaria ya diferenciada. Observe epidermis, corteza y
cilindro vascular. Identifique el periciclo y la endodermis. Represente los distintos tejidos mediante los
símbolos de Metcalfe y Chalk (ver Fig. 3).
Figura 2. Planos de corte utilizados en Anatomía Vegetal
Figura 3. Simbología utilizada en Anatomía Vegetal
37
Nombre del alumno/a:
Turno:
Ejercicio 4. Rotule los siguientes esquemas, correlacionando el corte longitudinal de la izquierda con el
transversal correspondiente de la derecha e indicando la posición del metaxilema y el protoxilema en el
corte transversal.
Corte longitudinal
Corte transversal
Anatomía del tallo primario
Las principales funciones del tallo primario son transportar agua y nutrientes y proveer apoyo para las
hojas.
El meristema del vástago es una estructura dinámica que además de agregar nuevas células al cuerpo
de la planta genera nuevas hojas y yemas, siguiendo un patrón espacial definido (filotaxis). Esto resulta
en una sucesión de unidades repetitivas llamadas fitómeros. A diferencia de las raíces, el meristema del
vástago no está protegido por una caliptra, pero está rodeado y protegido por los primordios foliares
que origina.
En la mayoría de los tallos la epidermis es una capa simple de células, con cutícula y un número
mucho menor de estomas que en las hojas. Los tallos de las plantas que producen semilla
(gimnospermas y angiospermas) no presentan un cilindro vascular central único y macizo como las
raíces sino que forman varios cordones discretos denominados haces vasculares, separados por
tejido fundamental (parénquima). Estos haces vasculares se continúan en la nervadura central de las
38
Nombre del alumno/a:
Turno:
hojas. En las plantas que producen semillas, existen dos patrones básicos de organización de los
haces vasculares en el tallo:
a) Eustela: los haces vasculares se disponen en un anillo ordenado cercano a la periferia del tallo,
alrededor de una médula parenquimática central. Presente en las plantas dicotiledóneas y en
las gimnospermas. La corteza en general es delgada e incluye los tejidos situados entre la
epidermis y el sistema vascular, puede también presentar tejidos de sostén (colénquima y/o
esclerénqima).
b) Atactostela: consta de un gran número de haces vasculares repartidos irregularmente, en
varios ciclos, desde la periferia casi hasta el centro del tallo; no es posible distinguir los límites
entre corteza, cilindro vascular y médula. Presente en las plantas monocotiledóneas.
Ejercicio 5: Observe al microscopio un corte longitudinal de ápice de tallo de dicotiledónea. Rotule el
siguiente esquema de un corte longitudinal del tallo primario (A), y las secciones transversales B y C.
Ejercicio 6: Observe al microscopio un corte transversal de tallo de dicotiledónea herbácea.
Esquematice la anatomía observada, represente los tejidos mediante los símbolos de Metcalfe y Chalk
(ver Fig. 3): la epidermis, el clorénquima, el colénquima, el parénquima cortical y el parénquima
medular y los tejidos vasculares. Indique el tipo de estela.
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Nombre del alumno/a:
Turno:
Ejercicio 7: Observe al microscopio un corte transversal de tallo de monocotiledónea. Esquematice la
anatomía observada, represente los tejidos mediante los símbolos de Metcalfe y Chalk (ver Fig. 3): la
epidermis, el clorénquima, el colénquima, el parénquima cortical y el parénquima medular y los tejidos
vasculares. Indique el tipo de estela
Ejercicio 8: Complete el siguiente cuadro comparativo de la anatomía primaria de raíz y tallo
raíz
tallo
posición del meristema apical
cilindro vascular central o haces vasculares
tipo de estela
maduración de xilema y floema
presencia de periciclo
presencia de endodermis
presencia de médula parenquimática
origen de las ramificaciones
Anatomía de la hoja
En la hoja encontramos los mismos sistemas de tejidos que en la raíz y el tallo, es decir los sistemas
dérmico, fundamental y vascular, dispuestos de la siguiente manera:
Sistema dérmico: comprende la epidermis adaxial y abaxial de la hoja.
Sistema fundamental: El tejido parenquimático de la hoja se denomina mesófilo. En la hoja típica
de dicotiledónea, el mesófilo suele presentar cierta dorsiventralidad, distinguiéndose un mesófilo
en empalizada hacia la cara adaxial y un mesófilo esponjoso hacia la cara abaxial. Esta
dorsiventralidad en el mesófilo suele estar acompañada de diferencias en la epidermis abaxial y
adaxial, respecto de la densidad de estomas por superficie, grosor de cutícula y abundancia de
tricomas.
Sistema vascular: El tejido vascular de la hoja se dispone en forma de nervaduras o nervios. El haz
vascular, además de la función propia de conducción, contribuye a la resistencia mecánica de la
hoja. Los haces vasculares suelen estar rodeados por tejido envolvente, que puede ser
parénquima, colénquima o esclerénquima y que ayuda a evitar su colapso ante movimientos de la
hoja.
Ejercicio 9: Observe al microscopio, esquematice y rotule un corte transversal de hoja de dicotiledónea.
Represente los tejidos mediante los símbolos de Metcalfe y Chalk (ver Fig. 3). Indique cara abaxial y
adaxial. ¿Qué tipo de venación tiene esta hoja?
Ejercicio 10: Responda:
a) ¿Qué tejido compone el mesófilo en empalizada y el esponjoso? ¿Cuál es su función? ¿Qué
ventaja adaptativa puede conferir esta diferenciación anatómica?
40
Nombre del alumno/a:
Turno:
b) ¿Qué tipo de dorsiventralidad es frecuente respecto de la densidad de estomas, grosor de cutícula
y abundancia de tricomas? ¿Cómo inciden los factores ambientales en la anatomía foliar? Dé
algunos ejemplos.
c) Suponga que un histólogo vegetal descuidado realiza cortes transversales de una hoja y olvida
orientarlos. ¿Cómo podría determinar cuáles son la cara abaxial y adaxial si la hoja no presenta
ningún tipo de dorsiventralidad respecto del mesófilo?
Ejercicio 11: Observe al microscopio, esquematice y rotule un corte transversal de hoja de
monocotiledónea. Represente los tejidos mediante los símbolos de Metcalfe y Chalk (ver Fig. 3). Indique
cara abaxial y adaxial. ¿Qué tipo de venación tiene esta hoja? ¿Qué función cumplen las células
buliformes?
Figura 4. Tipos de estela (disposición axial del tejido vascular).
Bibliografía sugerida
Evert RF. 2006. Esau Anatomía Vegetal. 3ra. edición. Ed. Omega.
Evert, RF y SE Eichhorn. 2013. Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co.
Nabors, MW. 2006. Introducción a la Botánica. Pearson Educación.
Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, 1992. Biología de las Plantas. Reverté, Tomo II.
Valla, JJ. 1979. Botánica. Morfología de las plantas superiores. Hemisferio Sur.
41
Nombre del alumno/a:
Turno:
Exploración en la Web
www.sbs.utexas.edu/mauseth/weblab/: Histología y anatomía vegetal, muy buenas micrografías con texto
explicativo
http://virtualplant.ru.ac.za/Main/Virtualintro.htm: Sitio interactivo con fotos y esquemas, sobre anatomía
vegetal
botweb.uwsp.edu/Anatomy/Default.htm: Atlas fotográfico de anatomía vegetal
webs.uvigo.es/mmegias/1-vegetal/guiada_v_inicio.php: descripción y fotos de los tejidos vegetales
www.biologia.edu.ar/botanica/index.html: entrar en la sección Anatomía y seguir los enlaces.
42
Nombre del alumno/a:
Turno:
43
Nombre del alumno/a:
Turno:
TRABAJO PRÁCTICO Nº 6: ANATOMÍA VEGETAL SECUNDARIA
Objetivo: Identificar los meristemas laterales y los tejidos generados por ellos en las plantas
leñosas. Familiarizarse con la anatomía de las plantas leñosas y la estructura de la madera
1. Introducción
La mayoría de las plantas vasculares sin semilla y las monocotiledóneas conservan la estructura
primaria de tallo durante toda su vida. En cambio las gimnospermas y dicotiledóneas leñosas
desarrollan estructura secundaria, es decir que se generan nuevos tejidos vasculares y protectores
adicionales en el tallo y la raíz y en algunos casos en los pecíolos de las hojas. Este tipo de desarrollo se
denomina crecimiento secundario, se define como el aumento en perímetro o grosor de estos órganos
y se debe a la división celular que ocurre en los meristemas laterales. El crecimiento secundario se da
en las partes de la planta en las que ya ha cesado la expansión celular, aunque es importante recordar
que al mismo tiempo habrá partes de la planta que conserven la capacidad de crecimiento primario o
apical.
Los meristemas laterales presentan una estructura cilíndrica. En ellos, como producto de un patrón
específico de divisiones celulares, se forman nuevas células hacia el centro (hacia la porción interna) y
otras hacia la periferia (hacia el exterior) del órgano, que, como consecuencia, aumenta su diámetro.
Se distinguen dos tipos de meristemas laterales:
a) Cambium vascular: Es el tejido meristemático que dará origen a los tejidos vasculares (xilema y
floema) secundarios. Se forma a partir de células procambiales que retienen su capacidad de
división celular. En las raíces, las células procambiales están ubicadas entre el xilema y floema
primarios y también, a la altura de los polos protoxilemáticos, en la capa denominada periciclo.
Dada la anatomía primaria propia de la raíz, el cambium vascular inicialmente tiene una forma
lobulada. En el tallo, el cambium vascular se forma dentro de los hacecillos vasculares a partir
de células procambiales ubicadas entre xilema y floema primario y entre los hacecillos a partir
de células del parénquima cortical interfascicular. En este caso, el cambium vascular adopta
desde el comienzo una forma cilíndrica. Tanto en tallo como en raíz, las células del cambium
generan xilema secundario hacia el interior y floema secundario hacia el exterior.
b) Felógeno o cambium suberógeno: Es el tejido meristemático que dará origen al tejido de
protección secundario o corteza secundaria que sustituye a la epidermis y corteza primaria.
Ejercicio 1. Esquematice un árbol con tronco, raíces y ramas. En dicho esquema indique en qué partes
espera encontrar crecimiento primario (apical) y en cuáles crecimiento secundario (en grosor).
El cambium vascular
Células iniciales: El cambium vascular está formado por dos tipos de células meristemáticas, que se
diferencian por su morfología y los productos que originan (Fig. 1A):
a) células iniciales fusiformes: son alargadas, en forma de huso. Se dividen en sentido periclinal y
anticlinal, con lo que contribuyen a aumentar el grosor del órgano secundario. (Fig 1 B). Las
divisiones en sentido anticlinal incrementan el diámetro del propio cambium vascular. Las células
iniciales fusiformes forman, hacia adentro, elementos de vaso, traqueidas, fibras y parénquima
44
Nombre del alumno/a:
Turno:
(todos elementos constitutivos del xilema), mientras que hacia afuera originan elementos de tubo
criboso, fibras floemáticas y parénquima (elementos constitutivos del floema). Al dividirse, una de
las células hijas siempre queda dentro de la banda del cambium como célula inicial meristemática
(con capacidad de volver a dividirse) y la otra célula hija es la que se diferencia (Fig. 2).
b) células iniciales radiales: son isodiamétricas y relativamente pequeñas. Originan las células
parenquimáticas de los radios, que componen el sistema horizontal del xilema y el floema.
Por lo tanto, las células parenquimáticas del xilema y floema secundarios se pueden originar tanto a
partir de células iniciales fusiformes como de radiales. Sin embargo, se pueden distinguir ambos
sistemas parenquimáticos por su disposición característica al hacer cortes transversales, longitudinales
radiales y longitudinales tangenciales (ver Fig. 3 TP Anatomía primaria).
Figura 1. Planos de división celular en el cambium vascular
Figura 2: Las células fusiformes del cambium vascular (a) se dividen alternativamente para formar
xilema secundario (b) hacia el interior y floema secundario (c) hacia el exterior del órgano con
crecimiento secundario. La producción de xilema es más abundante que la de floema.
El cambium vascular produce mucho más xilema que floema. A medida que el tallo o raíz aumentan de
diámetro, tanto el xilema como el floema primario son desplazados, el primero hacia adentro y el
segundo hacia fuera. El xilema secundario es lo que conocemos como madera o leño.
El cambium genera hacia el interior nuevo tejido xilemático, el tallo aumenta de diámetro y el floema
más viejo es empujado hacia la periferia, con lo que suele romperse, por ser un tejido de paredes
delicadas. No ocurre lo mismo con el xilema, que constituye una columna central lignificada que da
resistencia mecánica al tronco. Sin embargo, no todo el xilema es funcional. Los vasos más viejos
(ubicados hacia el centro) no son funcionales y son los vasos periféricos los que intervienen en el
45
Nombre del alumno/a:
Turno:
transporte de agua y sales. Los vasos más antiguos, no funcionales, constituyen el duramen mientras
que los más jóvenes, periféricos y funcionales constituyen la albura (Fig. 3).
Por otro lado, en árboles de climas templados, con estaciones marcadas, el cambium cesa su actividad
en el invierno y la retoma en la primavera, formando nuevos vasos en primavera que tienen un
diámetro mayor que los formados hacia finales del verano, dado que al inicio de la temporada de
crecimiento los días son más largos y hay mayor demanda de agua que hacia el final. Al hacer un corte
transversal de estos árboles se pueden observar claramente anillos de crecimiento, cada uno
correspondiente a un año.
Figura 3: Corteza interna y externa, duramen y albura en el tronco de un árbol
El cambium suberoso o felógeno
El felógeno forma súber, (sinónimos: corcho, felema) hacia fuera y felodermis hacia adentro. La
aparición del felógeno coincide aproximadamente con la aparición del cambium vascular, pero a
diferencia de éste último no crece diametralmente. Cada año, se forma un nuevo cambium suberoso
dentro del antiguo, generando una nueva capa de peridermis por dentro de la capa anterior.
En las raíces, el felógeno se origina a partir del periciclo; en los tallos de las células parenquimáticas más
externas de la corteza primaria
La corteza en un órgano secundario está formada por todos los tejidos que quedan hacia fuera del
cambium vascular (Fig. 3). La corteza interna consiste en el floema secundario y la felodermis
producida por el felógeno o cambium suberoso más reciente. La corteza externa está formada por el
floema secundario muerto, la peridermis del cambium suberoso más temprano, ahora inactivo y súber
o corcho producido por el cambium suberoso actual.
46
Nombre del alumno/a:
Turno:
Ejercicio 2: Los esquemas siguientes corresponden a cortes transversales de raíz y de tallo de
dicotiledónea. Identifique a qué órgano pertenece cada esquema. Complete los esquemas con los
símbolos de Metcalfe y Chalk y rotule los distintos tejidos que los componen. Luego, mediante una línea
de color rojo, indique la zona de formación del cambium vascular.
Ejercicio 3: Raíz con crecimiento secundario en corte transversal. Observe al microscopio un corte
transversal de raíz secundaria. Esquematice la anatomía que observa, indicando los distintos tejidos
presentes. Reconozca peridermis, xilema y floema primario y secundario y marque la ubicación de los
meristemas laterales. ¿Qué ocurre con la corteza de la raíz durante el crecimiento secundario?
Ejercicio 4: Tallo con crecimiento secundario en corte transversal. Observe al microscopio un corte
transversal de tallo de una dicotiledónea leñosa. Esquematice la anatomía que observa, indicando los
distintos tejidos presentes. Reconozca peridermis, xilema y floema primario y secundario y marque la
ubicación de los meristemas laterales.
Ejercicio 5: Con una línea verde, indique en los diagramas del Ejercicio 2 la ubicación del felógeno en la
raíz y en el tallo.
47
Nombre del alumno/a:
Turno:
Ejercicio 6: La siguiente es una representación tridimensional de un leño secundario. Indique qué cara
corresponde al corte transversal, al longitudinal radial y al longitudinal transversal y rotule los distintos
elementos del xilema: vasos, traqueidas, fibras, y radio medular (parénquima axial).
¿Se trata de una gimnosperma o una angiosperma? ¿Por qué?
48
Nombre del alumno/a:
Turno:
Figura 4: Esquema de las relaciones de desarrollo entre los tejidos en el crecimiento secundario
de las plantas vasculares. A) raíz secundaria y B) tallo leñoso. Nota: los meristemas secundarios se
muestran en recuadros.
Bibliografía sugerida
Evert RF. 2006. Esau Anatomía Vegetal. 3ra. edición. Ed. Omega.
Evert, RF y SE Eichhorn. 2013. Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co.
Nabors, M.W. Introducción a la Botánica. Pearson Education, Madrid, 2006.
Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, 1992. Biología de las Plantas. Reverté, Tomo II.
Valla, JJ. 1979. Botánica. Morfología de las plantas superiores. Hemisferio Sur, Buenos Aires.
Exploración en la Web
www.biologia.edu.ar/botanica/index.html: entrar en la sección Anatomía y seguir los enlaces.
www.sbs.utexas.edu/mauseth/weblab/: Histología y anatomía vegetal, muy buenas micrografías con texto
explicativo
botweb.uwsp.edu/Anatomy/Default.htm: Atlas fotográfico de anatomía vegetal
webs.uvigo.es/mmegias/1-vegetal/guiada_v_inicio.php: descripción y fotos de los tejidos vegetales
49
Nombre del alumno/a:
Turno:
TRABAJO PRÁCTICO Nº 7: FOTOSÍNTESIS TOTAL Y NETA PUNTO DE COMPENSACIÓN LUMÍNICO
Objetivo: Determinar el punto de compensación lumínico de hojas de Ricinus communis (ricino)
en base al análisis del intercambio de gases producto de la fotosíntesis y la respiración, definiendo
también la fotosíntesis total y la neta.
1. Introducción
La fotosíntesis es el proceso por el cual la energía solar entra en la biósfera, al ser utilizada por las
plantas, algas y cianobacterias para la transformación de dióxido de carbono y agua en hidratos de
carbono, los cuales sirven como alimento y como unidades estructurales en la síntesis de lípidos,
proteínas y ácidos nucleicos. Además, la fotosíntesis es la fuente de prácticamente todo el oxígeno
presente en la atmósfera. En las plantas y las algas, la fotosíntesis tiene lugar en los cloroplastos.
Aunque es un proceso de ocurre en varias etapas, la reacción química global de la fotosíntesis puede
resumirse como:
luz
6 CO2 + 6 H2O  C6H12O6 + 6 O2
(reacción 1: fotosíntesis)
Al mismo tiempo que ocurre la fotosíntesis, con su concomitante consumo de CO2, también ocurre el
proceso de respiración, que libera CO2 y consume oxígeno. La respiración es independiente de la luz
pero requiere los productos de la fotosíntesis, hidratos de carbono y oxígeno, para generar energía
química. La respiración también es un proceso de varias etapas y se lleva a cabo con la participación del
citoplasma y las mitocondrias. La reacción global de la respiración es opuesta a la de la fotosíntesis:
C6H12O6 + 6 O2  6 CO2 + 6 H2O
(reacción 2: respiración)
Fotosíntesis total y neta
En los tejidos de la hoja, en presencia de luz, la fotosíntesis y la respiración ocurren simultáneamente.
Al tener en cuenta las dos reacciones vemos que el consumo neto de CO2, que llamamos fotosíntesis
neta, dependerá de las tasas relativas de fotosíntesis (proceso que consume CO2) y de respiración
(proceso que libera CO2). Es decir, si en un sistema cerrado que contenga una hoja o una planta se mide
en cualquier momento la concentración de CO2 en el ambiente, ésta dependerá del balance entre la
cantidad de CO2 consumido por la fotosíntesis y la cantidad de CO2 liberado por la respiración.
Como la fotosíntesis depende de la luz, su velocidad es igual a cero en la oscuridad. Por eso, la tasa de
respiración puede ser medida como la liberación CO2 producida por la hoja en la oscuridad (en ausencia
de fotosíntesis). En general esta tasa de respiración se mantiene constante a distintas intensidades de
luz, esto permite determinar, a cualquier intensidad de luz, la tasa de fotosíntesis total (Ft), como la
suma de la tasa de fotosíntesis neta (Fn) más la tasa de respiración (R, que tiene signo negativo).
Ft = Fn + R
(ecuación 1)
50
Nombre del alumno/a:
Turno:
Punto de compensación lumínico
En ecofisiología vegetal se llama punto de compensación al valor de una dada variable ambiental
(intensidad de luz, concentración de CO2, temperatura, etc.) en que las tasas de respiración y de
fotosíntesis total se equilibran (el consumo neto de CO2 es igual a cero).
PC:
CO2 consumido por fotosíntesis = CO2 liberado por respiración
(ecuación 2)
es decir,
PC = Fn = 0 → Ft = R
(ecuación 2)
Determinar el punto de compensación de un organismo fotosintético permite definir su estado
fisiológico. Según sus características y el tipo de ambiente al que están adaptadas, las plantas
presentan distintos puntos de compensación lumínicos. Por ejemplo, las plantas que crecen en
sotobosque, donde la intensidad de luz es un factor limitante de la fotosíntesis, tienden a presentar
una alta eficiencia en la captación de la luz, con puntos de compensación lumínicos más bajos que las
plantas de pradera. Algunas especies de plantas y de algas son capaces de modificar notablemente el
número de cloroplastos por célula o el número de moléculas de clorofila y de pigmentos accesorios
que rodean a los fotosistemas para aclimatarse al ambiente lumínico en el que se desarrollan.
Muchas plantas además modifican las características anatómicas y morfológicas de las hojas, como el
tamaño de la lámina o el grosor del mesófilo, de manera de mantener una alta eficiencia
fotosintética en respuesta al ambiente lumínico.
2. Determinación de las tasas de respiración, de las tasas de fotosíntesis total
y neta y del punto de compensación lumínico
En este trabajo práctico determinaremos la tasa de fotosíntesis y de respiración midiendo el
consumo o la liberación de CO2 de una manera indirecta. Usaremos indicadores colorimétricos de pH
para determinar la cantidad de CO2 presente en un medio líquido en equilibrio con segmentos de
hoja. La intensidad de luz será la variable experimental ambiental y se mantendrá constante la
temperatura.
En las hojas en la naturaleza, el intercambio de CO2 se produce en la forma gaseosa de este
compuesto. En nuestro ensayo, la hoja estará en un sistema cerrado, en presencia de una solución
indicadora para facilitar la detección del CO2. Cuando el CO2 gaseoso se disuelve en agua, se llega a
una situación de equilibrio de concentraciones:
CO2 + H2O ↔ H2CO3 ↔ HCO3- + H+
(reacción 3)
Note que la reacción 3 es bi-direccional. El pH de la solución resultante dependerá de la cantidad de
CO2 que se disolvió en ella. A mayor cantidad de CO2 disuelto, habrá una mayor acidificación del
medio (pH más bajo). Si, en cambio, hay un consumo neto de CO2, habrá un aumento del pH del
medio, porque la reacción neta consume protones.
51
Nombre del alumno/a:
Turno:
Los indicadores de pH Azul de Timol y Rojo Cresol, cuando están disueltos juntos, producen un color
que es púrpura a pHs alcalinos y vira al amarillo al acidificarse la solución. De esta manera, el color de
la solución, una vez alcanzado el equilibrio, dará una indicación de la cantidad de CO2 disuelto en ella
(en valores relativos a un valor testigo) para cada intensidad de luz ensayada. La comparación de los
colores permitirá deducir si hubo liberación neta o consumo neto de CO2 y las velocidades relativas
para cada intensidad de luz.
Materiales








Hojas de ricino
7 tubos de ensayo con tapones de goma y su gradilla
Pipetas de 10 ml
Solución de NaHCO3 (pH = 8,1) con indicadores Rojo Cresol y Azul de Timol (a pH
alcalino es púrpura y vira al amarillo al acidificarse)
Tijera
Hilo y aguja
Fuente de luz
Pecera con agua
Procedimiento
a) Rotule los tubos con las letras “a” hasta “e”, otro como “oscuridad” y el último como
“testigo”.
b) Coloque 3 ml de la solución indicadora por tubo, tapándolos inmediatamente. ¿Por qué es
importante no exponer la solución al ambiente?
c) Prepare el tubo testigo. ¿Cómo lo haría y qué importancia tiene?
d) Corte cuidadosamente trozos de 1 x 7 cm de la lámina de hoja, tratando de evitar las
nervaduras principales y de que los trozos sean lo más uniformes posible.
e) Introduzca en los tubos los de hoja, sosteniéndolos con un hilo ajustado con el tapón
como muestra la siguiente figura, y cuidando que no se doblen o toquen el líquido
(¿por qué?).
f) Los cinco tubos rotulados como “a-e” serán expuestos a distintas intensidades de luz
como muestra la siguiente figura, teniendo especial cuidado de que la cara adaxial de
la hoja sea la expuesta a la luz incidente en todos los casos. ¿Qué función cumple la
pecera llena de agua? Mientras tanto mantenga el tubo rotulado como “oscuridad” en
oscuridad completa. ¿Con qué fin?
52
Nombre del alumno/a:
Turno:
Fuente de luz

a
Distancia desde la fuente
lumínica (cm)
Intensidad de luz
(mol fotones.m-2.s-1)
40
55
70
86
103
175
105
65
35
20
e
g) Al cabo de 2 hs. retire los trozos de lámina y vuelva a tapar inmediatamente.
Análisis de los resultados
Observe los diferentes colores en los tubos. Ordene los tubos de acuerdo a su color en comparación
con el testigo, al que le dará un valor igual a “0”. Use valores relativos negativos (-1, -2, etc.) para los
tubos que viraron al amarillo y positivos (1, 2, etc.) para los que viraron al púrpura. ¿Qué proceso
ocurrió en el tubo en condiciones de oscuridad? ¿Y en los expuestos a la luz?
Presente los valores en un gráfico cartesiano donde en el eje X estarán indicadas las intensidades
lumínicas ensayadas. Identifique en el gráfico: el valor de la respiración, la fotosíntesis real y la
fotosíntesis neta para la máxima intensidad lumínica que usó y el punto de compensación (respiración =
fotosíntesis). ¿A qué intensidad lumínica se encuentra el punto de compensación?
Suponga que Ud. realiza el mismo experimento con una planta de ricino que estaba aclimatada a una
intensidad lumínica dos veces menor ¿A qué intensidad de luz esperaría encontrar el punto de
compensación en este caso y por qué?
Un amigo le regala una planta muy saludable que tenía en el balcón, expuesta al noroeste. Usted la
ubica en una habitación donde solo entra luz de costado por la mañana y la planta deja de producir
hojas nuevas ¿Qué puede estar ocurriendo? Discuta la situación en términos de punto de
compensación y productividad.
Bibliografía sugerida
Evert, RF y SE Eichhorn. 2013. Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co.
Nabors, MW. 2006. Introducción a la Botánica. Pearson Educación.
Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, 1992. Biología de las Plantas. Reverté.
53
Nombre del alumno/a:
Turno:
Exploración en la Web (sobre fotosíntesis en general):
www.biologia.edu.ar/animaciones/in-ciclocelular.htm: Ver enlace Generación de energía. Con
animaciones muy claras sobre el proceso fotosintético.
www.biologia.edu.ar/plantas/fotosint.htm: con texto y esquemas
www.bioenergy.asu.edu/photosyn/education.html: con numerosos enlaces
www.bioenergy.asu.edu/photosyn/photoweb/: con numerosos enlaces
www.britannica.com/EBchecked/topic/458172/photosynthesis: Excelente sitio interactivo sobre
fotosíntesis (Enciclopedia Británica)
54
Nombre del alumno/a:
Turno:
55
Nombre del alumno/a:
Turno:
TRABAJO PRÁCTICO Nº 8: BACTERIAS FIJADORAS DE NITRÓGENO
Objetivo: 1) Familiarizarse con técnicas de aislamiento de bacterias de suelo utilizando
características de su metabolismo como método de selección. 2) Observar las características
morfológicas de la bacteria simbionte Rhizobium cuando se encuentra colonizando una raíz de
planta leguminosa y su efecto en la morfología de la raíz.
1. Introducción
El nitrógeno es un elemento esencial para los seres vivos, ya que forma parte de ácidos nucleicos,
proteínas, algunos azúcares y numerosas moléculas de señalización. Es también uno de los elementos
más abundantes en la naturaleza: el 80% de la atmósfera está formado por N2 (nitrógeno molecular).
No obstante, el N2, al ser casi inerte, no está disponible para ser incorporado a los organismos o a los
suelos. En este sentido, la actividad de microorganismos capaces de convertir el N2 en un compuesto
asimilable es esencial para la vida en la tierra. Esta habilidad para tomar N2 y reducirlo a nitrógeno
orgánico se denomina fijación biológica de nitrógeno y es una reacción que requiere grandes
cantidades de energía (en forma de ATP), así como una fuente de electrones:
N2 + 8H++ 8e−+ 16 ATP → 2NH3 + H2 + 16 ADP + 16 Pi
Esta reacción está catalizada por la enzima nitrogenasa. Tres grupos de microorganismos, todos ellos
bacterias, contienen nitrogenasa y pueden llevar a cabo la fijación biológica de N2:
a) Bacterias Gram-negativas de vida libre que habitan el suelo, como los géneros Azotobacter y
Klebsiella.
b) Bacterias simbiontes de algunas plantas, las que generalmente se desarrollan dentro de
nódulos, localizados principalmente en las raíces. Por ejemplo, las plantas leguminosas
establecen simbiosis específicas con bacterias del género Rhizobium, de manera que cada
especie de leguminosa alberga una especie de bacteria.
c) Cianobacterias de vida libre o simbionte. Las cianobacterias son bacterias fotosintéticas que
generan oxigeno y tienen la capacidad de fijar N2. Las cianobacterias de vida libre son muy
abundantes en el plancton marino y son los principales fijadores de N2 en el mar. Además hay
casos de simbiosis de cianobacterias con plantas vasculares, como el de Anabaena en cavidades
subestomáticas de helechos acuáticos, o con briofitas.
2. Aislamiento de bacterias fijadoras de nitrógeno presentes en suelo de
jardín
La comunidad bacteriana de un suelo puede ser muy variada en cuanto al número de especies. En
general, los suelos fértiles contienen, además de muchos otros microorganismos, bacterias de vida
libre fijadoras de nitrógeno.
56
Nombre del alumno/a:
Turno:
Para su mejor estudio, es común aislar una especie o grupo particular de bacterias de una comunidad
compleja, para lo que se utiliza en general alguna característica que la distinga. Las bacterias fijadoras
de nitrógeno pueden ser asiladas del resto precisamente por su habilidad de usar N2 como fuente de
nitrógeno. El método se basa en que, al exponer una comunidad bacteriana a un medio de cultivo
rico en nutrientes pero que carece de una forma asimilable del nitrógeno, solamente sobrevivirán y
se multiplicarán aquellas especies que sean capaces de realizar la reducción del N2 a amonio.
Las bacterias se pueden separar en dos grandes grupos de acuerdo a la estructura de su pared celular.
Las bacterias Gram-negativas presentan una pared celular delgada, mucho más fácilmente
hidrolizable con agentes alcalinos que la de bacterias Gram-positivas. La lisis de la pared celular
permite la liberación al medio circundante de los ácidos nucleicos, lo que se observa como una
sustancia de consistencia mucosa que rodea la masa de células hidrolizadas. La formación de esta
sustancia mucosa es una indicación de que la bacteria en cuestión es Gram-negativa.
Materiales para el aislamiento:
 Tierra de jardín
 1 erlenmeyer conteniendo 20 ml de medio Fred y Waksman (con sales minerales,
azúcares y sin fuente de nitrógeno) líquido y estéril
 Espátula
 Ansa
 Mechero
 1 caja de Petri con medio Fred y Waksman agarizado, estéril
Materiales para la caracterización (Gram-positiva vs. Gram-negativa):
 Portaobjetos.
 KOH 3%.
 Escarbadientes
Procedimiento:
Enriquecimiento en bacterias fijadoras de N2: Inocule con tierra de jardín el erlenmeyer con medio
Fred y Waksman líquido y estéril (¿por qué estéril?). Para ello debe agregar, con la ayuda de una
espátula, una muy pequeña cantidad de tierra. Mantenga siempre las reglas de esterilidad que se
le indiquen. Incube a 28°C por lo menos dos días.
Aislamiento de colonias de bacterias fijadoras de N2: Prepare medio de cultivo sólido fundiendo el
medio Fred y Waksman agarizado en baño María y volcándolo en cajas de Petri. Deje enfriar.
Usando un ansa previamente esterilizada (¿por qué?) tome una muestra de su cultivo en medio
líquido y realice estrías en las cajas de Petri que contienen medio agarizado. Incube a 28°C por lo
menos dos días. Después de 2 días observe los cultivos en medio agarizado. ¿Cuántos tipos de
colonias observa? ¿Cuáles son sus características de acuerdo a la forma, tamaño consistencia y
color?
Caracterización de bacterias fijadoras de N2: Realice el siguiente test para detectar si las bacterias
obtenidas son Gram-positivas o Gram-negativas: Limpie profundamente un portaobjetos con
agua y jabón y deje secar. Una vez seco, limpie con un algodón con acetona. Sobre el
portaobjetos ubique una gota de KOH 3%. Tome con un escarbadientes previamente esterilizado
una pequeña cantidad del cultivo bacteriano que aisló en el medio agarizado. Agite rápidamente
57
Nombre del alumno/a:
Turno:
durante 5 a 10 segundos y luego con cuidado levante el escabadientes. Certifique la lisis de la
pared a través de la observación de una consistencia mucosa en la suspensión celular.
Análisis de los resultados: Responda
¿Cuál fue el resultado de su aislamiento?
¿Obtuvo el resultado esperado de acuerdo con el fundamento del método de aislamiento?
¿El resultado obtenido con el test de KOH le permite identificar la especie fijadora como Azotobacter sp.
inequívocamente?
¿Cuál es el papel de bacterias como Azotobacter sp. en la naturaleza?
3. Observación de nódulos radicales producidos por bacterias simbiontes
fijadoras de nitrógeno. Observación de bacteroides en el interior de los
nódulos
Algunas especies vegetales permiten la colonización de sus tejidos por bacterias beneficiosas. Tal es
el caso de las plantas leguminosas con las bacterias fijadoras de nitrógeno. La planta proporciona a la
bacteria un entorno protegido y compuestos de carbono como fuente de energía y a su vez la
bacteria proporciona a la planta nitrógeno en una forma asimilable. Estas bacterias son fijadores
obligados, es decir, aunque pueden reproducirse en vida libre, sólo son capaces de la reacción de
fijación en situación de simbiosis.
Las bacterias del género Rhizobium penetran a la raíz de plantas leguminosas por degradación de la
pared celular de los pelos radicales, en la zona de la raíz en activo desarrollo. Una vez dentro de
corteza de la raíz, el simbionte induce la proliferación de las células del parénquima cortical,
formando nódulos radicales visibles a simple vista. Las células corticales de los nódulos activos
adquieren un gran tamaño y contienen numerosos bacteroides (células bacterianas que carecen de
pared celular). En los nódulos se producen compuestos nitrogenados como el aminoácido
asparagina, que luego son transportados por el floema al resto de la planta.
Ejercicio 1: Observe y dibuje una raíz de planta leguminosa con nódulos.
Ejercicio 2: Elija un nódulo sano y vigoroso y sepárelo de la raíz. Dispóngalo sobre un portaobjetos
con una gota de agua. Corte el nódulo por la mitad con el bisturí y frote la superficie de corte contra
el portaobjetos para obtener una suspensión de bacteroides. Coloque un cubreobjetos y observe al
microscopio. Dibuje y caracterice los bacteroides de acuerdo a su tamaño, color y forma.
Ejercicio 3: Explique brevemente el proceso de simbiosis Rhizobium-leguminosa, acompañando su
explicación de esquemas ilustrativos
Bibliografía sugerida
Evert, RF y SE Eichhorn. 2013. Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co.
Nabors, MW. 2006. Introducción a la Botánica. Pearson Educación.
Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, 1992. Biología de las Plantas. Reverté.
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Nombre del alumno/a:
Turno:
59
Nombre del alumno/a:
Turno:
TRABAJO PRÁCTICO Nº 9: POTENCIAL OSMÓTICO DE UN TEJIDO
VEGETAL
Objetivo: Determinación del potencial osmótico de tejido epidérmico de Allium cepa (cebolla).
1. Introducción
Al analizar el movimiento del agua desde el medio circundante hacia el interior de una célula, a través
de membranas con permeabilidad selectiva, tales como la membrana plasmática o el tonoplasto, vemos
que en la dirección y la magnitud de ese movimiento influyen diferentes factores. Principalmente, el
agua se mueve a través de membranas biológicas por simple difusión a favor del gradiente de su
concentración, desde zonas donde está más concentrada, es decir soluciones con solutos más diluidos,
a zonas donde está más diluida (donde los solutos están más concentrados). Además existen en las
membranas biológicas proteínas, llamadas acuaporinas, que actúan como verdaderos poros para el
pasaje de agua. Este pasaje de agua a través de una membrana semipermeable por difusión más por la
acción de las acuaporinas es un proceso pasivo, que no requiere de energía externa, y se denomina
ósmosis.
Al ser la ósmosis un proceso espontáneo, su dirección y velocidad estarán dados por el gradiente de
energía potencial entre los dos estados o soluciones. Esa energía potencial, que impulsa el movimiento
de moléculas de agua de una región a otra, se denomina potencial agua o potencial hídrico (Ψa o Ψh,
se abrevia con la letra griega psi), y tiene unidades de MPa (megapascales) en el Sistema Internacional
de Medidas. El valor de referencia del Ψa es cero para el agua pura a presión atmosférica, con lo que el
Ψa de tejidos, células y soluciones es siempre negativo.
Dos factores fundamentales, con efecto aditivo, influyen en el valor del Ψa: el potencial osmótico (Ψo)
y la presión hidrostática o potencial de presión (Ψp), tal que:
Ψa = Ψo + Ψp
El potencial osmótico de una solución depende directamente de la temperatura y la concentración de
solutos, tal que:
Ψo = -i. C . R . T
(ecuación de Van´t Hoff)
Donde:
i = constante de ionización (número de iones por molécula de soluto)
C = concentración de soluto expresada en molalidad (mol soluto/kg solución)
R = constante de los gases (0,00831 kg . MPa . mol-1 . K-1)
T = Temperatura absoluta (T(K) = T en grados C + 273).
El signo negativo indica que el potencial hídrico de la solución disminuye de manera proporcional a la
concentración de solutos. En una solución compleja, C es la suma de las molalidades de cada uno de los
componentes.
El potencial de presión puede influir en el valor del potencial agua de maneras diferentes. Si al sistema
se le aplica una presión hidrostática, el agua tiende a moverse desde zonas de mayor a zonas de menor
presión. Eso significa que una presión aplicada aumenta el gradiente de potencial hídrico. En las células
con pared celular semi-rígida, ésta ofrece una presión en el sentido opuesto al de entrada de agua, que
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Nombre del alumno/a:
Turno:
frena el movimiento del agua hacia el interior celular. A esta presión la llamamos presión de turgencia
(Ψp = ΨT).
En las plantas existen también presiones negativas (tensión), que disminuyen el Ψa (lo hacen más
negativo). Esta tensión es causada por la transpiración y es importante para impulsar el movimiento del
agua en el xilema desde la raíz a las hojas.
2. Determinación del potencial osmótico de epidermis de cebolla
Entonces, a una misma presión hidrostática ambiente y en ausencia de tensión, el potencial hídrico de
una célula o tejido está relacionado con la concentración de solutos y con las características de las
paredes celulares por la fórmula:
Ψa = Ψo + ΨT (notar que el potencial osmótico lleva signo negativo y la presión de turgencia
signo positivo)
Si una célula se expone a soluciones con mayor Ψa que el de su citoplasma el agua se moverá hacia el
interior de la célula, produciendo una expansión del volumen celular, que podría llegar a la ruptura de
la membrana plasmática. En las células con pared esto no ocurre debido al efecto contrarrestante de la
presión de turgencia.
Si la célula se expone a soluciones con menor Ψa que el de su citoplasma, el agua se moverá desde el
interior de la célula hacia el medio circundante, con la consecuente disminución del volumen celular. En
las células con una pared celular semi-rígida, esa pérdida de volumen celular se observa como una
separación física entre el protoplasto y la pared, fenómeno que llamamos plasmólisis.
Si la célula se expone a soluciones con igual Ψa que el de su citoplasma, no habrá movimiento neto de
agua entre la célula y su medio circundante. Ésta es la condición de equilibrio osmótico (notar que se
trata de un equilibrio dinámico).
En este trabajo práctico estimaremos el valor del potencial osmótico de tejido epidérmico de catáfilas
de cebolla. Expondremos trozos equivalentes de tejido a soluciones de sacarosa de distinta osmolaridad
y los dejaremos llegar al equilibrio osmótico. El agua se moverá hacia adentro o hacia afuera de las
células de acuerdo con el valor inicial de Ψa del tejido con respecto al Ψa de la solución externa
(diferencia de Ψa). Cuando entre agua, aumentará la turgencia de las células; cuando salga agua, se
contraerán la vacuola y el citoplasma y las células se plasmolizarán. El punto en que el 50% de las
células se vean plasmolizadas se llama punto de plasmólisis incipiente. En ese punto la presión de
turgencia es cero.
Ψa tejido = Ψo + ΨT
y en plasmólisis incipiente
ΨT = 0
Entonces Ψa tejido = Ψo tejido
Como el tejido está en equilibrio con la solución externa:
Ψa tejido = Ψa solución
Ψa solución = Ψo solución = -CsolRT
entonces
Ψo tejido = -CsolRT (de la solución que lleva a la plasmólisis incipiente)
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Turno:
Materiales







Trozos de epidermis adaxial de base foliar (catáfila) de cebolla
Solución madre de sacarosa 0,5 M.
Agua destilada
Colorante (consulte con su docente)
6 tubos de ensayo
Pipetas
Bisturí y pinza de disección
Procedimiento
a) Prepare en cada tubo, correctamente rotulado, 5 ml de las siguientes soluciones por dilución de
la solución madre: 0,5; 0,4; 0,3; 0,2 y 0,1 M. Agregue primero el agua destilada correspondiente,
para no contaminar las pipetas con solución de sacarosa. En el último tubo agregue solamente
5 ml de agua destilada (sacarosa 0 M). Agregue una gota de colorante en cada tubo y mezcle
bien.
b) Extraiga la epidermis interna de la tercera hoja del bulbo de cebolla y corte seis cuadraditos de
4-5 mm de lado.
c) Introduzca un fragmento de epidermis en cada una de las soluciones de sacarosa, cuidando que
queden bien cubiertos. Incube 1 hora a temperatura ambiente.
d) Retire de cada tubo la muestra y haga un preparado para el microscopio, montando el material
en la misma solución en la que fue incubado ¿Por qué?
e) Observe al microscopio y cuente las células plasmolizadas y las no plasmolizadas para cada una
de las soluciones. Cuente al menos 20 células en total para cada solución.
Análisis de los resultados
Construya una tabla con el porcentaje de células plasmolizadas para cada concentración de sacarosa.
Grafique el porcentaje de plasmólisis en función de la concentración de sacarosa. A partir del gráfico
intrapole la concentración de sacarosa en la cual el 50% de las células estaría plasmolizada. Calcule el
potencial osmótico del tejido epidérmico usando la concentración de la solución en la cual el 50% de las
células está plasmolizada. Discuta sus resultados comparando los valores obtenidos con los esperados.
Responda:
1. ¿Qué concentración de cloruro de sodio (NaCl, que se disuelve en iones Na+ y Cl- en partes
iguales) cree que habría resultado en un 50% de plasmólisis en este experimento si hubiese
mantenido todas las otras condiciones iguales? ¿Por qué?
2. De acuerdo a lo observado en este TP ¿por qué es aconsejable no agregar sal a la ensalada
hasta el momento de servirla?
Bibliografía sugerida
Evert, RF y SE Eichhorn. 2013. Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co.
Nabors, MW. 2006. Introducción a la Botánica. Pearson Educación.
Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, 1992. Biología de las Plantas. Reverté.
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Nombre del alumno/a:
Turno:
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TRABAJO PRÁCTICO N° 10: DESARROLLO TEMPRANO Y
FOTOMORFOGÉNESIS
Objetivo: Familiarizarse con el efecto de la luz en el desarrollo vegetal. Comparar los
mecanismos de germinación y la morfología de las plántulas de mono y
eudicotiledóneas
1. Modalidades de germinación
Durante la germinación lo primero que emerge es la radícula, que se va extendiendo formando la raíz
primaria, la que, en las eudicotiledóneas y gimnospermas, se ramifica formando raíces laterales. En
las monocotiledóneas la raíz primaria degenera y es reemplazada por raíces adventicias.
La manera en que el ápice del vástago emerge varía en los disitintos grupos de plantas (ver Figuras 1
y 2). En las eudicotiledóneas con germinación epígea, el hipocótile se elonga y lleva consigo, hacia la
superficie, al ápice del vástago, protegido por los cotiledones y las primeras hojas verdaderas, que en
conjunto forman el gancho apical, el cual se endereza al llegar a la superficie. Las reservas de los
cotiledones se consumen en el proceso, hasta que la plántula está establecida. En muchos casos de
germinación epígea los cotiledones son fotosintéticos, aunque tienen vida corta. En la germinación
hipógea es el epicótile el que se alarga y lleva hacia arriba el gancho apical, con lo que los cotiledones
quedan sumergidos bajo tierra.
Figura 1: Modalidades de germinación en las plantas eudicotiledóneas
En las monocotiledóneas con germinación epígea, la elongación del cotiledón lleva hacia arriba el
gancho cotiledonal, junto con el endosperma y la cubierta seminal. La plántula recibe sus nutrientes
del endosperma a través del cotiledón, que además puede ser fotosintético. Las gramíneas (el grupo
de monocotiledóneas que incluye los pastos y los cereales), con germinación hipógea, presentan un
embrión más complejo, envuelto en una especie de vaina, que en la zona basal protege a la radícula
y se denomina coleorriza, mientras que la zona que protege al ápice del vástago se denomina
coleoptile. El coleoptile, llevando la plúmula, emerge debido a la elongación del primer entrenudo
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Turno:
del tallo, llamado mesocótile. El coleoptile deja de elongarse al alcanzar la superficie, y se rompe por
elongación y emergencia de la plúmula.
Figura 2: Modalidades de germinación en las plantas monocotiledóneas
El período entre la germinación y el establecimiento definitivo de la plántula es el más crucial en el
ciclo de vida de las plantas, ya que la plántula es altamente vulnerable a la falta de nutrientes y las
malas condiciones ambientales, así como al ataque de patógenos y herbívoros.
2. Fotomorfogénesis
El papel de la luz en la morfogénesis de la planta es fundamental. La germinación ocurre en la
oscuridad y en las angiospermas los pigmentos fotosintéticos no son sintetizados hasta que los
tejidos no hayan sido expuestos a la luz, por lo que una plántula mantenida desde la germinación en
la oscuridad no contendrá clorofila. Mientras la plántula se desarrolla bajo tierra, el tallo (epicótile,
hipocótile o mesocótile, dependiendo de modo de germinación) va elongándose hacia la superficie.
Mientras tanto no hay expansión de las hojas, que recién ocurre con exposición a la luz. Estas
plántulas con tallos alargados, amarillentas por la falta de clorofila y con hojas no expandidas se
denominan etioladas. Cuando la plántula emerge a la luz, el gancho apical se endereza, los
entrenudos comienzan a elongarse más lentamente y las hojas comienzan a expandirse, mientras se
acumulan los prigmentos fotosintéticos. Este proceso, denominado fotomorfogénesis (o deetiolación), está controlado por un fotoreceptor, llamado fitocromo, que absorbe luz en la zona roja
del espectro. Se piensa que este mecanismo de etiolación en la oscuridad tiene valor adaptativo
porque conserva las reservas de la semilla hasta que la plántula alcance la luz.
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Turno:
Ejercicio 1: Comparación del desarrollo de plántulas mantenidas en luz y en oscuridad
Materiales
 semillas de poroto y maíz previamente esterilizadas con hipoclorito de sodio
 bandejas de telgopor
 algodón
 papel absorbente
 film plástico
 rociador
Procedimiento:
a) Prepare 4 bandejas con una capa de algodón previamente humedecido a saturación, cubierta
por papel absorbente. Coloque en dos bandejas 5 semillas de poroto sobre cada una y en las
otras 2 bandejas, semillas de maíz.
b) Humedezca las semillas con el rociador. Cubra las bandejas con film plástico.
c) Coloque, en posición vertical, una bandeja con porotos y una con maíz a la luz y las otras dos
en oscuridad absoluta (dentro de un gabinete bajo la mesada).
d) Riegue periódicamente, minimizando la exposición a la luz de las bandejas de oscuridad
e) Después de dos semanas:
 Compare la morfología de las plántulas de poroto y de maíz que se mantuvieron a la
luz. Dibuje y rotule las estructuras características de cada una y enumere las
diferencias. ¿A qué grupo taxonómico pertenece cada una?
 Para cada especie, compare las plántulas sometidas a oscuridad con las sometidas a la
luz. Elabore un cuadro comparativo que describa las diferencias entre: gancho apical,
hipocótile, epicótile, raíces, cotiledones, grado de expansión de las hojas,
pigmentación.
Ejercicio 2: Responda: ¿Qué fotorreceptor está relacionado con la fotomorfogénesis? ¿Qué longitud
de onda lo activa? ¿Qué ventaja representa para la plántula durante el proceso de germinación en la
naturaleza este tipo de respuesta a la luz?
Bibliografía sugerida
Evert, RF y SE Eichhorn. 2013. Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co.
Nabors, M.W. Introducción a la Botánica. Pearson Educación, Madrid, 2006.
Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, 1992. Biología de las Plantas. Reverté
Exploración en la Web
http://plantsinmotion.bio.indiana.edu/plantmotion/starthere.html: Creada por uno de los expertos
en fotorreceptores, con enlaces a films cortos sobre varios temas de fotomorfogénesis y movimiento
en plantas. Se recomienda ver los de Germinación y de Fotomorfogénesis
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Nombre del alumno/a:
Turno:
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TRABAJO PRÁCTICO N° 11: HORMONAS VEGETALES - AUXINAS Y
DOMINANCIA APICAL
Objetivo: Familiarizarse con el efecto de las auxinas en el desarrollo vegetal, en especial
explorar su participación en el fenómeno de dominancia apical
1. Introducción
En muchas plantas, mientras el meristema apical del tallo está activo, las yemas axilares (laterales)
no se desarrollan, sino que se mantienen en estado latente. Este control del desarrollo de las
ramificaciones del tallo por el meristema apical se denomina dominancia apical. Todas las plantas
con semilla presentan cierto grado de dominancia apical, lo que determina la forma final de la planta.
La dominancia apical se explica, en parte, por la producción de auxinas (cuya principal forma en la
planta es el ácido indol acético, AIA) en el ápice del tallo y su transporte basípeto (hacia la base del
tallo). La acción inhibitoria de las auxinas sobre el desarrollo de las yemas axilares no es directa; se
cree que la salida de la latencia de las yemas axilares es un proceso coordinado en el que actúan
también otras hormonas estimuladoras del desarrollo, como las citocininas. El resultado final estaría
dado por el balance entre las formas activas de todas las hormonas involucradas.
2. Dominancia apical
En este trabajo práctico se utilizarán plantas intactas de especies que presentan fuerte dominancia
apical y se investigará en ellas el efecto de la remoción de la yema terminal sobre la salida de la
dormición de las yemas axilares y la formación de ramificaciones. Para evaluar la participación del
AIA en el fenómeno de dominancia apical, se aplicará una fuente artificial de AIA a una parte de las
plantas “decapitadas”.
Materiales:
Plantas intactas de poroto (Phaseouls vulgaris) de 3 semanas de edad, en maceta
Solución 1% (p/p) de ácido naftalenacético (ANA, auxina sintética) en lanolina
Lanolina pura
Tijera, bisturí u hoja de afeitar
Escarbadientes para usar como aplicadores
Regla pequeña
Procedimiento:
Se prepararán tres grupos de plantas, rotulando adecuadamente las macetas que las contienen:
1. Plantas intactas
2. Plantas decapitadas tratadas con lanolina pura
3. Plantas decapitadas tratadas con ANA disuelto en lanolina
Para decapitar las plantas, corte el ápice del tallo principal muy cuidadosamente con una tijera
pequeña (o un bisturí u hoja de afeitar, usando una planchuela de goma EVA como soporte).
Descarte el ápice cortado. Lo más rápido posible, coloque sobre la superficie de corte de la planta la
lanolina pura o la lanolina+ ANA. Lleve las plantas a un espacio de cultivo con luz adecuada para el
crecimiento y determine a lo largo de dos semanas, para cada tratamiento, el número de
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Nombre del alumno/a:
Turno:
ramificaciones laterales y su longitud. Mida la longitud de las ramificaciones con una regla tratando
de no dañar la planta. Puede hacerlo tomando una fotografía de la planta y de la regla en el mismo
marco.
Análisis de los resultados:
Al cabo de dos semanas, vuelque los datos obtenidos en una tabla comparando los tres tratamientos.
Discuta los resultados obtenidos y cómo se comparan con sus expectativas. Si observó algo
inesperado, discuta las posibles causas de esa discrepancia.
Responda:
1.
¿Por qué una alta concentración de auxina en la yema terminal favorece su desarrollo y en
las yemas laterales lo inhibe?
2.
En sus resultados ¿qué yemas axilares se desarrollaron primero, las más cercanas al ápice o
las más cercanas a la base del tallo? ¿A qué puede deberse este resultado?
Bibliografía sugerida
Azcón-Bieto J y Talón M. 2000. Fundamentos de Fisiología Vegetal. Mc Graw Hill Interamericana.
Evert, RF y SE Eichhorn. 2013. Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co.
Nabors, M.W. Introducción a la Botánica. Pearson Educación, Madrid, 2006.
Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, 1992. Biología de las Plantas. Reverté
Exploración en la Web
http://www.biologia.edu.ar/plantas/hormona.htm: Sobre hormonas vegetales en general.
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Nombre del alumno/a:
Turno:
Ejercitación previa al estudio de la biodiversidad
Los ciclos biológicos en las plantas, las algas y los hongos
1.
Introducción
En el TP Nro. 3 estudiamos las fases de la mitosis, el proceso de división celular por el cual una célula
eucariota produce dos células hijas genéticamente idénticas a sí misma, con el mismo número de
cromosomas. La mitosis es el proceso por el cual los organismos multicelulares crecen en tamaño y los
organismos unicelulares se reproducen asexualmente.
Como producto de la mitosis una célula madre diploide (con el número 2N de cromosomas)
o haploide (con el número N de cromosomas) genera dos células genéticamente idénticas
a sí misma.
El ciclo vital de los eucariotas por lo general incluye un paso de reproducción sexual, con formación de
gametas de sexo opuesto y su fusión durante la fecundación para generar un nuevo organismo,
genéticamente diferente de cada uno de los progenitores. En los animales y algunas algas, con ciclo de
vida diplonte, las gametas se producen mediante la meiosis, un tipo de división celular que asegura que
cada una de ellas contenga la mitad del material genético de la célula madre.
La meiosis incluye un paso de recombinación génica. Durante la primera fase de la meiosis se aparean
cromosomas homólogos que intercambian material genético en un proceso conocido como “crossing
over”. La posterior separación de los cromosomas homólogos y luego de las cromátides hermanas hace
que los cuatro productos de la meiosis contengan la mitad del número de cromosomas de la célula
madre y que además porten nuevas combinaciones de alelos, no presentes en los progenitores.
Como producto de la meiosis una célula madre diploide (con el número 2N de cromosomas)
genera cuatro células haploides (con el número N de cromosomas) genéticamente diferentes
entre sí.
Las plantas, así como muchas algas y hongos, también sufren meiosis, pero la meiosis y la formación de
gametas están separadas en el tiempo por la presencia de una generación haploide, que en algunos
casos puede tener vida independiente. Este tipo de ciclo de vida, con alternancia de una generación
haploide y otra diploide, se denomina haplodiplonte. La generación diploide produce esporas haploides
por meiosis. Las esporas germinan para producir individuos multicelulares haploides, que producirán las
gametas haploides por mitosis. La fusión de las gametas, que origina una cigota, regenera un individuo
diploide que porta una nueva combinación de genes.
Para hacer las cosas más complicadas aún, algunas algas y hongos producen gametas por mitosis, y su
momento de recombinación génica ocurre durante la primera división celular de la cigota, cuando
ocurre la meiosis, que da lugar a cuatro células que son genéticamente diferentes de los progenitores y
de la misma cigota. Este tipo de ciclo de vida se denomina haplonte. En un ciclo haplonte la única fase
diploide es la cigota.
2.
Comparación entre mitosis y meiosis
Ejercicio 1. Mitosis y meiosis
Revea lo estudiado en el TP Nro. 4 (Mitosis). Complete el siguiente cuadro comparativo entre mitosis y
meiosis:
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Nombre del alumno/a:
Turno:
mitosis
meiosis
Complemento cromosómico de las células
hijas (N, 2N, igual al de la célula madre)
Número de núcleos hijos
Apareamiento de cromosomas homólogos
(sí/no)
Entrecruzamiento frecuente (si/no)
Separación de cromosomas homólogos
(si/no y etapa)
Separación de cromátides hermanas (si/no
y etapa)
Ejercicio 2. Ciclos biológicos
Confeccione tres diagramas representando los ciclos haplonte, diplonte y haplodiplonte. En dichos
diagramas, utilice cuadrados para representar a los individuos adultos, círculos para las gametas y
esporas y círculos con doble línea para la cigota. Indique en cada ciclo el momento en que se producen
la meiosis y la fecundación. Indique también el complemento cromosómico de todas las estructuras
esquematizadas.
Bibliografía sugerida
Evert, RF y SE Eichhorn. 2013. Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co.
Nabors, MW. 2006. Introducción a la Botánica. Pearson Educación.
Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, 1992. Biología de las Plantas. Reverté.
Exploración en la Web
www.biologia.edu.ar/animaciones/in-ciclocelular.htm: Animaciones sobre el ciclo celular, mitosis y
meiosis.
www.vcbio.science.ru.nl/en/virtuallessons/meiostage/: sobre meiosis
www.sbs.utexas.edu/levin/bio213/genetics/celldiv.html: comparación entre mitosis y meiosis
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Nombre del alumno/a:
Turno:
TRABAJO PRÁCTICO N° 12: CIANOBACTERIAS Y ALGAS
Objetivo: Familiarizarse con los diferentes hábitos de las cianobacterias y de los grupos más
preponderantes de algas continentales, relacionando estructura con función adaptativa.
Identificar características particulares de los grandes grupos de algas
1. Introducción
Las algas y cianobacterias tienen en común las características de habitar ambientes acuáticos y ser
capaces de fotosíntesis oxigénica (producen O2), por eso en algunos textos se las agrupa, aunque es
importante destacar que las cianobacterias son procariotas, carecen de de organelas y de
reproducción sexual, y aunque pueden ser multicelulares, tienen poca diferenciación estructural. Por
el contrario, las algas son organismos fotosintéticos eucariotas.
Cianobacterias (Div. Cyanophyta)
También se las llama algas verde-azules, debido a que los pigmentos fotosintéticos accesorios que
las caracterizan les brindan un color azulado. Son muy importantes como productores primarios y se
encuentran en prácticamente todos los ambientes, en el suelo y en todo tipo de cuerpos de agua,
desde océanos a glaciares, estanques y aguas termales. Muchas forman láminas o masas gelatinosas.
Algas
Las algas son eucariotas fotosintéticos que no presentan vascularización ni forman embriones y se
agrupan tradicionalmente dentro del Reino Protista.
El cuerpo del alga se denomina talo y puede mostrar cierta diferenciación entre partes pero nunca
raíces, tallos ni hojas. El tamaño de las algas puede abarcar desde lo microscópico a varias decenas
de metros. La morfología del talo de las algas, lo que llamamos su hábito, puede ser unicelular
(flagelada, cocoide o ameboide) o pluricelular y en este caso el hábito puede ser filamentoso, laminar
o parenquimatoso.
Las algas como un todo no forman un grupo natural, monofilético, sino un grupo polifilético. Se
clasifican en diferentes Divisiones o Phyla de acuerdo a características morfológicas, bioquímicas y de
su ciclo vital. En particular, cada División presenta un conjunto característico de pigmentos
fotosintéticos accesorios (además de clorofila a, presente en todas las algas) y sustancias de reserva,
así como una dada estructura y morfología del/los cloroplasto(s) y una dada composición de la pared
celular.
La mayoría de las algas viven en cuerpos de agua dulce o salada, ya sea permanentes o temporarios.
Las algas unicelulares y las coloniales pequeñas pueden estar en suspensión, conformando el
fitoplancton, que lleva a cabo la mitad de la fotosíntesis mundial y es la base de la cadena trófica de
los oceános. Las algas uni- o pluricelulares que crecen sobre sustratos sumergidos forman parte del
perifiton. Si crecen en el fondo de un cuerpo de agua, pertenecen al bentos. Algunas algas marinas,
como las pertenecientes a la Div. Phaeophyta, forman verdaderos bosques subacuáticos y además de
generar oxígeno y alimento, prestan refugio a numerosos animales marinos.
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Nombre del alumno/a:
Turno:
Las algas presentan adaptaciones que les permiten sobrevivir en el ambiente acuático. Una variable
ambiental que determina la tasa de crecimiento algal es la intensidad de luz fotosintéticamente
activa que penetra la masa de agua, que para mantener la productividad debe ser siempre superior
al punto de compensación fotosintético. La variada composición de pigmentos accesorios de los
distintos grupos de algas les permite adaptarse a los diferentes ambientes lumínicos dados por su
posición en el cuerpo de agua. Además de las adaptaciones al ambiente lumínico, las algas presentan
otras características relacionadas con la resistencia al oleaje y a movimientos turbulentos del agua, a
los cambios bruscos de salinidad, a la desecación periódica del cuerpo de agua, a la herbivoría, etc.,
como así también características que permiten la flotabilidad y el aprovechamiento de nutrientes.
Ejercicio 1: Observación de la morfología de representantes de los diferentes grupos de algas. Para
cada muestra que reciba, observe al microscopio, lupa u ojo desnudo según se requiera. Dibuje el
aspecto general de las algas que observa y rotule las estructuras principales. Para cada organismo
indique:
 División de algas (o si es Div. Cyanophyta) a la que pertenece, nombre del género
 Origen de la muestra: lugar(marina, lago, etc.) y hábitat
 Nivel de organización del talo (hábito): unicelular cocoide o monadoide, filamento simple o
ramificado, laminar, parenquimatoso (masivo), etc.
 Forma, color y disposición de los cloroplastos
 Tipo de sustancia de reserva y su localización celular
 Presencia de características particulares: vainas, aerocistos, ornamentaciones, etc.
 Observación de estructuras relacionadas con el movimiento: presencia o no de flagelos,
estigmas, rafe en diatomeas.
 Estructuras reproductivas asexuales
 Estructuras reproductivas sexuales. Relacionarlas con el ciclo de vida.
¿Reconoce alguna adaptación al hábitat particular en las algas observadas?
Ejercicio 2: Responda:
Según la teoría de la endosimbiosis ¿cuál es el origen del cloroplasto en las algas verdes?
¿Qué características tiene dicho cloroplasto? ¿Cuáles son los pigmentos fotosintéticos?
¿Cuál es la sustancia de reserva? ¿Dónde se acumula?
Ejercicio 3: En el siguiente esquema que representa el ciclo de vida de la clorofita Ulva sp. rotule las
siguientes estructuras: gametofito femenino, gametofito masculino, gametas femeninas, gametas
masculinas, cigota, esporofito, meiosporas flageladas.
Indique: Nombre y complemento cromosómico de cada etapa. Momento en que ocurren la meiosis y la
fecundación. Tipo de ciclo de vida. ¿Cómo haría para diferenciar el gametofito del gametofito en el
laboratorio?
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Nombre del alumno/a:
Turno:
Ejercicio 4: Charales. Observe las estructuras vegetativas y reproductivas de Nitella sp. Rotule el
siguiente ciclo de vida generalizado de las Charales, identificando: talo vegetativo con nudos,
entrenudos y rizoides; estructuras reproductivas: núcula, oósfera, glóbulo, anterozoides. Note la capa
de células estériles que recubre núcula y glóbulo. Indique en qué paso ocurre la meiosis.
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Nombre del alumno/a:
Turno:
Bibliografía sugerida
Graham LE, Graham J y Wilcox, LW. 2009. Algae. (2nd Ed.). Benjamin Cummings (Pearson).
Lee, RE. 2008. Phycology (4th Ed.). Cambridge University Press.
Bold, HC y Wynne MJ. 1978. Introduction to the Algae. Structure and Reproduction. Prentice Hall, Inc.
Exploración en la web
www.plantasyhongos.es/algas/algas.htm: información general sobre ls grupos de algas
www.unp.edu.ar/museovirtual/Algasmarinas/mar.htm: algas marinas de la Patagonia
www.vcbio.science.ru.nl/en/virtuallessons/lifecycle/: contiene ciclos de vida de varios grupos de algas,
con buenas fotografías
www.botany.si.edu/projects/algae/classification.htm
www.ucmp.berkeley.edu/help/taxaform.html: Con enlaces a páginas sobre todos los grupos de
protistas
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Nombre del alumno/a:
Turno:
TRABAJO PRÁCTICO N° 13: BRYOPHYTA
Objetivo: Familiarizarse con las características particulares de distintos grupos de Briofitas.
Relacionar filogenéticamente las Briofitas con el resto de las plantas terrestres y las algas verdes.
1. Introducción
Origen de las plantas terrestres
El avance de los estudios ultraestructurales y moleculares, particularmente en lo relacionado a la
estructura del cloroplasto, ha permitido establecer que las plantas terrestres surgieron a partir de un
ancestro relacionado a las Charophyceae, una clase dentro de las algas verdes (Chlorophyta). Las algas
verdes, las algas rojas (Rhodophyta) y las plantas terrestres (briofitas y plantas vasculares), poseen
cloroplastos originados mediante un evento de endosimbiosis primaria. Estos grupos, entonces,
constituyen el clado de las “Plantas” (Plantae), dentro del cual las algas verdes, junto con las plantas
terrestres, conforman el clado de las “Plantas Verdes” o “Viridiplantae” o “Viridophyta”. Las algas
verdes y las plantas terrestres comparten la presencia de clorofila b y de almidón como sustancia de
reserva (características ausentes en las algas rojas). La Figura 1 presenta en un cladograma estas
relaciones filogenéticas. En los cladogramas, las ramas representan divergencias a partir de un ancestro
común, que está representado por un nodo o punto de ramificación. Las barras laterales que “cortan”
las ramas indican la aparición de novedades evolutivas, compartidas por todos los miembros del clado.
Figura 1. Relaciones filogenéticas entre las plantas verdes y el resto de los organismos. La flecha
horizontal representa el evento endosimbiótico primario que dio origen a los cloroplastos.
2. Morfología y diversidad de briofitas
76
Nombre del alumno/a:
Turno:
Las plantas terrestres presentan la característica de desarrollar un embrión (planta rudimentaria) luego
de la formación de la cigota, por lo que se las agrupa en un clado denominado Embriophyta.
Las plantas que llamamos comúnmente Briofitas incluyen tres linajes diferenciados, cuyas relaciones
filogenéticas están aún debate, y que probablemente no formen un grupo monofilético. Por practicidad
estos linajes pueden ser considerados con el rango taxonómico de División, a saber:



Div. Hepatophyta (hepáticas)
Div. Anthocerophyta
Div. Bryophyta (musgos, también llamada Div. Musci)
Figura 2. El clado de las briofitas y su relación filogenética con las plantas vasculares
(Polysporangiophyta). Traducido de Raven Biology of Plants, 2013.
El ciclo de vida de las briofitas, al igual que en todas las otras plantas terrestres (embriofitas), es
haplodiplonte. La diferencia fundamental con el resto de las plantas terrestres radica en que en las
briofitas la generación dominante es el gametofito (n), mientras que el esporofito (2n) es dependiente
del gametofito para su nutrición y anclaje. Los gametofitos presentan gamentangios multicelulares
(arquegonios femeninos y anteridios masculinos) donde las gametas están cubiertas por una capa de
células estériles de protección. Como ocurre en todas las plantas terrestres la cigota de las briofitas se
desarrolla en un embrión retenido en la planta madre (siempre en la generación gametofítica).
Los gametofitos de las Briofitas pueden ser talosos (láminas más o menos planas, con simetría
dorsiventral, como en muchas Hepatophyta y en Anthocerophyta) o foliosos (con “hojuelas”
denominadas filidios, como en algunas hepáticas y en los musgos). Los gametofitos presentan rizoides
que les sirven principalmente de anclaje al sustrato, ya que la absorción de agua la realizan a través de
todas las células de la planta.
Los esporofitos son efímeros y viven unidos al gametofito femenino, dependiendo de él para su
nutrición. Son morfológicamente sencillos y tienen crecimiento limitado. Contienen un esporangio
donde se producen las esporas por meiosis. El esporangio puede presentar mecanismos para favorecer
la dispersión de las esporas.
77
Nombre del alumno/a:
Turno:
Las Briofitas se diferencian de todas las otras plantas terrestres en que carecen de vasculatura
desarrollada (son no vasculares o atraqueofitas), aunque algunos musgos presentan tejidos de
conducción rudimentarios.
Ejercicio 1: Provea una definición para los siguientes términos:
Gametofito
Ovocélula u oósfera
Espora
Gametangio
Anterozoide
Arquegonio
Esporofito
Anteridio
Esporangio
3. Div. Hepatophyta
Sus gametofitos pueden ser talosos con apariencia de láminas o foliosos con hileras de filidios planos.
Carecen de estomas, aunque en algunos casos pueden presentar poros epidérmicos. Un ejemplo típico
es el género Marchantia, que presenta un gametofito taloso, con rizoides unicelulares, con anteridios y
arquegonios portados en estructuras denominadas anteridóforos y arquegonióforos. La cigota, que se
desarrolla en el arquegonio, forma un embrión que origina un esporofito pequeño, no fotosintético,
que permanece unido al gametofito femenino, en la cara ventral del arquegonióforo. El esporofito
consiste en un pie, una seda corta y un esporangio terminal que se abre por cuatro valvas al momento
de liberar las esporas.
Además de su ciclo sexual, las hepáticas se reproducen asexualmente por fragmentación o por
formación de propágulos, agrupados en conceptáculos.
Ejercicio 2: Observe, dibuje y rotule el aspecto general, en vista dorsal y ventral, del gametofito de una
hepática, indicando las estructuras de reproducción sexual y asexual observadas.
Ejercicio 3: Observe al microscopio, dibuje y rotule el corte transversal de gametofito de Marchantia.
¿Observa alguna diferenciación tisular? Explique.
Ejercicio 4: El siguiente esquema representa el ciclo de vida de la hepática Marchantia. Rotule las
estructuras indicadas en los recuadros con flechas e indique el complemento cromosómico
correspondiente. Identifique el momento en que ocurren la fecundación y la meiosis. Indique el tipo de
ciclo de vida. ¿Cuál es la generación dominante?
78
Nombre del alumno/a:
Turno:
4. Div. Anthocerophyta
Sus gametofitos son talosos, con rizoides unicelulares. Los esporofitos son cilíndricos, crecen desde la
base gracias a un meristema ubicado encima del pie, y si bien dependen del gametofito para la
absorción de nutrientes y el anclaje, son fotosintéticos. Al igual que el esporofito de los musgos, el de
las Anthocerophyta posee cutícula y estomas con células oclusivas, que están ausentes en Hepatophyta.
Las esporas se producen en toda la longitud del esporofito y para su liberación el esporangio se separa
longitudinalmente en dos valvas. La dispersión de las esporas es asistida por pseudoelaterios, células
alargadas que se expanden y retraen según el contenido de agua debido a la presencia de
engrosamientos higroscópicos de la pared celular.
Ejercicio 5: Observe, dibuje y rotule el aspecto general, en vista dorsal y ventral, del gametofito de
Anthoceros, y el esporofito asociado al gametofito.
Ejercicio 6: En el siguiente esquema que representa el ciclo de vida de Anthoceros indique: De qué tipo
de ciclo se trata. Nombre y complemento cromosómico de cada etapa. Tipo de división celular que da
origen a cada etapa.
79
Nombre del alumno/a:
Turno:
5. Div. Bryophyta (Musgos)
Los musgos son las briofitas que nos resultan más familiares y comprenden un grupo muy diverso, con
más de 15000 especies.
En los musgos, las esporas germinan formando un protonema filamentoso, del que se van originando
varios gametofitos foliosos, erectos o rastreros, con caulidios, filidios y rizoides pluricelulares. El
gametofito produce ovocélulas y anterozoides en sus arquegonios y anteridios. Luego de la fecundación,
la cigota origina un embrión dentro del arquegonio, el cual finalmente originará un esporofito que
permanecerá unido al gametofito. El esporofito consta de un pie, una seda y un esporangio terminal,
llamado cápsula. Es común que el esporangio posea mecanismos para favorecer la dispersión de las
esporas, que son liberadas por caída de un opérculo ubicado en el extremo del esporangio (esta caída
responde al desecamiento de un anillo de células de la base del opérculo). Al caer el opérculo, quedan
expuestos los dientes del peristoma, que se abren o cierran en respuesta a la humedad, ayudando a
dispersar las esporas.
Ejercicio 7: Observe, dibuje y rotule el aspecto general del gametofito y esporofito de un musgo. Haga
un preparado aplastando entre porta y cubreobjetos un esporofito maduro en una gota de agua,
observe el peristoma y las esporas al microscopio, dibuje y rotule
Ejercicio 8: En el siguiente esquema que representa el ciclo de vida de un musgo rotule las estructuras
señaladas e indique: De qué tipo de ciclo se trata. Nombre y complemento cromosómico de cada etapa.
En qué momento ocurren la fecundación y la meiosis.
80
Nombre del alumno/a:
Turno:
Ejercicio 9: Confeccione un cuadro que le permita comparar similitudes y diferencias entre los
gametofitos y entre los esporofitos de los diferentes grupos de briofitas.
Bibliografía sugerida
Bold, HC et al. 1980. Morphology of Plants and Fungi. Harper & Row.
Evert, RF y SE Eichhorn. 2013. Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co.
Nabors, M.W. Introducción a la Botánica. Pearson Educación, Madrid, 2006.
Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, 1992. Biología de las Plantas. Reverté.
Exploración en la Web
http://www.tolweb.org/Embryophytes/20582 El cladograma de las Embriofitas, con enlaces
http://www.bio.miami.edu/dana/226/226F09_18.html: Muy buena información con fotos sobre
briofitas en general
http://www.tolweb.org/Bryophyta/20599: Filogenia de briofitas
http://www.abls.org/: El sitio oficial de la American Bryological and Lichenological Society
http://ucjeps.berkeley.edu/CA_moss_eflora/moss_beginner.html: Información sobre musgos con
enlaces a fichas de numerosos géneros
http://www.ucmp.berkeley.edu/plants/anthocerotophyta.html Información general sobre Anthoceros
81
Nombre del alumno/a:
Turno:
TRABAJO PRÁCTICO N° 14: PLANTAS VASCULARES SIN SEMILLA. I
RHYNIOPHYTA Y LYCOPHYTA
Objetivo: Familiarizarse con las características particulares de los grupos de plantas vasculares
más primitivas. Relacionar filogenéticamente estos grupos con el resto de las plantas terrestres y
las algas verdes.
1. Introducción: Origen de las plantas vasculares
La conquista del ambiente terrestre por parte de las plantas impuso desafíos que llevaron a la selección
de una mayor complejidad estructural y reproductiva con respecto a las formas ancestrales. Entre los
cambios anatómico-estructurales que se perpetúan en los distintos linajes evolutivamente exitosos que
van surgiendo aparecen caracteres relacionados con la economía hídrica: una cutícula impermeable
recubriendo todos los órganos aéreos y estomas para regular la pérdida de agua y el intercambio
gaseoso. Al mismo tiempo, las funciones de absorción de agua y nutrientes y la de asimilación
fotosintética se separan en órganos especializados como raíces y tallos/hojas. La ganancia en altura de
las plantas y el mantenimiento de una postura erecta es posible gracias al desarrollo de tejido de
sostén lignificado y un sistema conductor de agua eficiente. Por otro lado, la eficiencia de captación de
radiación solar aumenta conforme los órganos fotosintéticos se elevan del sustrato. A nivel
reproductivo el ambiente terrestre impuso la necesidad de mecanismos de reproducción sexual cada
vez más independientes del agua para la fecundación y para la dispersión de las nuevas generaciones.
En la evolución de las plantas terrestres, se pueden señalar tres saltos evolutivos cruciales:
a) la aparición del embrión en la transición a la tierra, que distingue a las Embryophyta
b) la aparición del tejido vascular lignificado, que distingue a las Tracheophyta (plantas vasculares) y
c) la aparición de las semillas, que segrega a las plantas con semilla o Spermatophyta dentro de las
plantas vasculares.
En los estadíos tempranos de la conquista del ambiente terrestre aparecen las Protracheophyta,
embriofitas sencillas con vascularización primitiva, que presentaban células de conducción
morfológicamente similares a las traqueidas, pero sin lignificación. Estas plantas, extintas en la
actualidad, alcanzaban como máximo los 15 cm de altura. Se cree que tenían un ciclo de vida
haplodiplonte, y que el esporofito y el gametofito eran similares en cuanto a morfología y nutrición.
En las Tracheophyta la generación dominante es el esporofito, que está bien adaptado a la vida
terrestre y se caracteriza por la presencia de un sistema vascular desarrollado y de epidermis con
cutícula y estomas. Las Tracheophyta se dividen en dos clados principales, de acuerdo con la
anatomía y morfología de los apéndices fotosintéticos:
a) Las Lycopodiophyta, que presentan microfilos
b) Las Euphyllophyta, que presentan hojas verdaderas o megafilos. Este taxón agrupa a las
Monilophyta (helechos y afines) que son Euphyllophyta con gametofitos de vida independiente
del esporofito y que no producen semillas, y a las Lignophyta, que son Euphyllophytas con
gametofito dependiente del esporofito y que producen semillas.
Ejercicio 1: Represente el siguiente relato filogenético en forma de: a) un diagrama de conjuntos y b) en
un árbol filogenético usando como taxones los términos subrayados.
82
Nombre del alumno/a:
Turno:
“Según la teoría de la endosimbiosis, tanto en las algas verdes (Chlorophyta) como en las algas rojas
(Rhodophyta) y en las plantas terrestres, los cloroplastos se habrían originado por un único evento de
endosimbiosis primaria. Estos grupos constituyen el clado Plantae o Archaeplastida, dentro del cual las
algas verdes junto con las plantas terrestres conforman el clado de las plantas verdes o Viridiplantae (la
nomenclatura y rango taxonómico varía según los autores). Caracteres como la adquisición de
flavonoides y esporopolenina, citocinesis por fragmoplasto, plasmodesmos y retención de la cigota
sobre la planta madre segregan a las Streptophyta dentro de las Viridiplantae. Dentro de las
Streptophyta, la aparición del embrión separa a las Embriophyta. Todas las Embriophyta presentan ciclo
de vida haplodiplonte, pero mientras que en las Briophyta la generación haploide (gametofito) es la de
vida independiente, en el resto de las plantas terrestres la generación diploide (esporofito) va ganando
predominancia. La aparición del tejido vascular con traqueidas marcará el origen de las Tracheophyta.”
2. Protracheophyta: Rhyniophyta
En 1917, durante un reconocimiento geológico al NE de Escocia, William Mackie descubrió un
yacimiento cercano al pueblo de Rhynie, que reveló numerosos fósiles de plantas vasculares primitivas
en un estado de preservación sin precedentes, donde se pueden ver hasta células individuales. Estas
primeras plantas vasculares, cuyos representantes se distinguen en géneros como Cooksonia,
Aglaophyton y Horneophyton (Fig. 1), crecían en zonas pantanosas o de humedales en los márgenes de
surgentes de agua termal rica en sílice (de allí su excelente preservación).
Estas plantas, ahora extintas, fueron dominantes entre el Devónico medio y el Silúrico medio (hace 425370 ma). Formaban un tapiz ralo, de pocos centímetros de altura. Su morfología era simple: constaban
de un eje con ramificación dicotómica, en parte rastrero (como un rizoma) y en parte erecto,
fotosintético, cubierto por epidermis con cutícula y estomas, con vasculatura rudimentaria, dispuesta
en una protostela, en la parte rastrera sin verdaderas raíces, sólo rizoides, y en la parte erecta sin hojas
verdaderas, en algunos grupos con microfilos. En los fósiles se pueden distinguir esporangios terminales,
que podían estar agrupados en estróbilos y producían esporas de un único tipo (isosporas).
Figura 1: Reconstrucción de las primeras plantas vasculares. Imagen de Nabors (2006)
Ejercicio 2: Observe el material fósil de Rhynia provisto. Esquematice el tipo de estela, rotulando los
tejidos correspondientes.
83
Nombre del alumno/a:
Turno:
3. Lycophyta
Las Lycophyta aparecieron en el Devónico (hace 400 ma) y llegaron a ser dominantes durante el
Carbonífero, dando origen a los depósitos de carbón. Muchas de las Lycophyta fósiles eran leñosas (es
decir, presentaban crecimiento secundario) y algunas (como Lepidodendron) alcanzaron alturas de
hasta 35m. Presentaban tallos con ramificación dicotómica, cubiertos por largos microfilos con filotaxis
espiralada. Las Lycophyta arbóreas se extinguieron al final de la era Paleozoica (hace 250 ma). En la
actualidad, las Lycophyta son todas plantas herbáceas de porte pequeño, aunque las del género Isoetes
presentan algo de crecimiento secundario.
Los esporofitos de las Lycophyta presentan un cilindro vascular central dispuesto en protostela tanto en
el tallo como en la raíz. Los esporangios son laterales, situados en la axila o en la cara adaxial de
microfilos especializados llamados esporofilos. En las Lycophyta se da tanto la isosporía, con
gametofitos talosos fotosintéticos o micorrícicos, como la heterosporía, con producción de gametofitos
endospóricos.
Microfilos y protostelas
Los microfilos son apéndices fotosintéticos que aparecen en las plantas vasculares primitivas. Pueden
presentar una nervadura o rastro foliar, cuya unión con el cilindro vascular del tallo no produce ninguna
interrupción, con lo que, anatómicamente, el cilindro vascular permanece macizo, característica
distintiva de las protostelas. Las hojas verdaderas o megafilos, tienen venación ramificada y en la zona
de unión de la nervadura principal del megafilo con la vasculatura del tallo se produce una interrupción
en el tejido vascular del tallo denominada laguna foliar (ver Figura 3).
Figura 3: Comparación entre microfilos y megafilos
Ejercicio 4: Usted vio anteriormente un ejemplo de protostela en un órgano vegetal, ¿cuál? ¿Qué tipo
de protostela?
El origen de los microfilos
Dos teorías contrastantes proveen sendas explicaciones sobre el origen de los microfilos:
1. Teoría de la enación: los microfilos se habrían originado a partir de proyecciones de células
epidérmicas de los tallos. Estas proyecciones permitieron el incremento de la superficie para el
intercambio gaseoso y la captación de luz para la fotosíntesis. Como respuesta a ello, el tejido vascular
se habría extendido dentro de las enaciones para conectar estas áreas de asimilación con el resto del
vástago formando la traza foliar dentro de microfilo (Figura 7)
84
Nombre del alumno/a:
Turno:
Figura 4: Una enación a partir de células epidérmicas y de la corteza origina el microfilo. La
conexión vascular al cilindro central es posterior a la formación de la enación.
2. Teoría del teloma: Los microfilos se habrían originado por pérdida (reducción) de ramas (telomas)
pre-existentes. La conexión vascular al cilindro central existía antes de la formación del microfilo. El
rastro foliar correspondería al cilindro vascular de los ejes caulinares reducidos (Figura 5).
Figura 5: El acortamiento y reducción de los ejes laterales lleva a la formación de los microfilos.
La vascularización del microfilo proviene del cilindro vascular del eje caulinar reducido.
Diversidad de las Lycopodiophyta
Existen tres órdenes de Lycopodiophyta extantes: Lycopodiales, Selaginellales e Isoetales. En los
Trabajos Prácticos estudiaremos en detalle los géneros Lycopodium y Selaginella.
Lycopodium sp. Esporofito de hábitat terrestre o epífito, con tallo con ramificación dicotómica cubierto
totalmente por microfilos con filotaxis espiralada. Plectostela en tallo y raíz. Esporofilos agrupados en
estróbilos. Homosporía. Gametofito monoico (hermafrodita), taloso, no fotosintético (micorrícico).
Ejercicio 5. Observación de esporofito de Lycopodium sp.: Observe el material provisto y rotule el
siguiente diagrama del ciclo de vida de Lycopodium. Indique cuáles son las fases haploides y diploides y
cuándo ocurren la meiosis y la fecundación.
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Nombre del alumno/a:
Turno:
Selaginella sp. Esporofito de hábitat terrestre o epífito, con tallo con ramificación dicotómica cubierto
totalmente por microfilos con filotaxis espiralada. Plectostela en tallo y raíz. Esporofilos agrupados en
estróbilos. Heterosporía (formación de micro- y megasporas). Gametofitos endospóricos (se generan
dentro de la pared celular de la espora) no fotosintéticos.
Ejercicio 6: Observación de esporofito de Selaginella sp. Observe, dibuje y rotule el aspecto general y
los estróbilos con microsporas y megasporas.
Ejercicio 7: Rotule el diagrama del ciclo de vida de Selaginella. Indique cuáles son las fases haploides y
diploides y cuándo ocurren la meiosis y la fecundación. ¿Dónde se forman los arquegonios en
Selaginella? ¿Dónde los anteridios?
86
Nombre del alumno/a:
Turno:
Bibliografía sugerida
Bold, HC et al. 1980. Morphology of Plants and Fungi. Harper & Row.
Evert, RF y SE Eichhorn. 2013. Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co.
Nabors, M.W. Introducción a la Botánica. Pearson Educación, Madrid, 2006.
Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, 1992. Biología de las Plantas. Reverté.
Exploración en la Web
www.abdn.ac.uk/rhynie/intro.htm: Con excelente información sobre los hallazgos del yacimiento de
Rhynie en Escocia
http://www.uni-muenster.de/GeoPalaeontologie/Palaeo/Palbot/erhynie.html Más sobre la flora del
yacimiento de Rhynie, muy buen sitio.
http://www.ucmp.berkeley.edu/IB181/HpageIB181.html. (Virtual Paleobotany Lab): Sobre evolución de
las plantas, relaciona información del registro fósil con datos de plantas actuales.
87
Nombre del alumno/a:
Turno:
TRABAJO PRÁCTICO N° 15: PLANTAS VASCULARES SIN SEMILLA. II
MONILOPHYTA (EUPHYLLOPHYTA)
Objetivo: Familiarizarse con las características particulares de los grupos que comprenden las
Monilophyta. Relacionar filogenéticamente estos grupos con el resto de las plantas terrestres y
las algas verdes.
1. Introducción
Las Monilophyta se originaron hace 360 ma y junto con las Lycopodiophyta contribuyeron a la
formación de los depósitos de carbón del Carbonífero. Tradicionalmente las plantas vasculares que no
forman semilla, sino que presentan gametofitos de vida libre, eran agrupadas en la División
Pteridophyta, un grupo que actualmente es considerado polifilético. En la actualidad, en base a
características tanto morfológicas como moleculares, las plantas vasculares con megafilos y sin semillas
se agrupan en el clado Monilophyta, que comprende a los comúnmente llamados helechos
(Ophioglossaceae, Marattiales y Polypodiales), los equisetos (Equisetophyta o Sphenophyta) y las
Psilotales (Fig. 1). Éstas últimas, con esporofito con ramificación dicotómica y carente de raíces, eran
consideradas como más primitivas que las Lycopodiophyta; sin embargo, las filogenias propuestas en
base a datos recientes las ubican firmemente entre las Monilophyta. De todas maneras la posición
filogenética de algunas ramas dentro del clado aún está en discusión.
Figura 1: Árbol filogenético de las Tracheophyta, incluyendo la nomenclatura tradicional de
“Pteridophyta”. El círculo indica los diferentes grupos incluidos dentro de los helechos.
2. Un evento clave: la aparición del megafilo u hoja verdadera
88
Nombre del alumno/a:
Turno:
La aparición del megafilo ocurrió hacia finales del Devónico (360 millones de años) y alteró
profundamente la evolución de la vida vegetal Y animal. Los ciclos biogeoquímicos de la materia fueron
profundamente modificados, en especial el del carbono. La entrada de energía solar al ecosistema se
tornó mucho más eficiente y permitió sustentar una cadena de consumidores primarios de mayor masa
y diversidad. Según la teoría del teloma del paleobotánico alemán Walter Zimmermann, la
transformación de un sistema de ramificación lateral o de telomas a la formación de la lámina de un
megafilo ocurrió siguiendo tres etapas: la culminación, la planación y la concrescencia (Fig.2).
Figura 2: El origen de los megafilos según la teoría del teloma (De Beerling y Fleming, 2007)
En las primeras Rhyniophyta los ejes caulinares (telomas) tenían ramificación dicotómica. Una de las
ramas o telomas de estas dicotomías habría crecido más que la otra (culminación) llevando a una
diferenciación entre ejes principales y ejes laterales. Posteriormente, las ramas laterales habrían
tendido a disponerse en un solo plano (planación). Finalmente, los espacios entre los telomas laterales
se habrían completado por proliferación de tejidos (concrescencia).
Así como la presencia de microfilos está ligada a estelas del tipo protostela, la de los megafilos está
relacionada a estelas del tipo sifonostela (Fig. 3). Es decir, estelas con médula parenquimática.
Recuerde que las lagunas foliares son áreas de tejido parenquimático.
89
Nombre del alumno/a:
Turno:
Figura 3: Distintos tipos de sifonostelas. Nótese en todos la presencia de médula (M), lagunas
foliares (L) y rastros foliares (R).
En representación tridimensional observamos cómo en la eustela el sistema vascular consiste de haces
discretos alrededor de una médula parenquimática, mientras que en las sifonostelas, las interrupciones
del haz dependen del número de lagunas foliares por nudo (Figura 4). Dichas interrupciones no existen
en las protostelas, donde hay microfilos o enaciones.
Figura 4: Representación tridimensional de los diferentes tipos de estela. El tono más oscuro
indica los tejidos vasculares (xilema y floema) y el blanco indica tejido parenquimático.
3. Diversidad de las Monilophyta
Psilotales
Las Psilotales, tradicionalmente consideradas descendientes de las Rhyniophyta, han sido agrupadas
con las Monilophyta en base a datos moleculares y a la ultraestructura de las gametas masculinas. Este
Orden incluye dos géneros extantes, Psilotum y Tmesipteris. Los esporofitos de Psilotum sp. Son
terrestres o epífitos, presentan un tallo erecto, con ramificación dicotómica, cubierto por pequeñas
enaciones no vascularizasas y rizomas sin raíces verdaderas, con rizoides. Los tejidos vasculares del tallo
y rizoma se disponen en una actinostela (protostela). Los esporangios son laterales, fusionados de a 2 ó
3 en sinangios, producen isosporas. Los gametofitos son talosos y subterráneos (no fotosintéticos).
90
Nombre del alumno/a:
Turno:
Ejercicio 1: Observe, dibuje y rotule el aspecto general del esporofito de Psilotum sp.
Equisetophyta (Sphenophyta)
Las Equisetophyta son un grupo monofilético que divergió tempranamente en la evolución de las
plantas vasculares. Algunas formas abundantes en el Carbonífero alcanzaron porte arbóreo. En la
actualidad existe un solo género, Equisetum. Los esporofitos de las Equisetophyta presentan una
morfología característica, con tallos erectos, carenados, con nudos macizos y entrenudos huecos, con
ramificaciones y filotaxis verticiladas y megafilos reducidos y soldados formando una vaina. La parte
subterránea está constituida por rizomas Los esporangios están portados por esporangióforos peltados,
agrupados en estróbilos terminales. Las Equisetophyta son isosporadas. El gametofito es taloso y
fotosintético.
Ejercicio 2: Observe, dibuje y rotule el aspecto general del esporofito de Equisetum sp. Observe a la
lupa, dibuje y rotule el estróbilo esporangiado en corte transversal, dibujando en detalle un
esporangióforo peltado. Haga un preparado de un trozo de esporangio en una gota de agua entre
porta y cubreobjetos, observe al microscopio y dibuje las esporas con elaterios.
Ejercicio 3: Rotule el siguiente esquema del ciclo de vida de Equisetum sp. Indique en qué momento
ocurren la fecundación y la meiosis.
91
Nombre del alumno/a:
Turno:
Helechos leptosporangiados (Polypodiales)
Las Polypodiales son el grupo más diverso de Monilophyta, con más de 11.000 especies, mayormente
terrestres, algunas epífitas y acuáticas. Los esporofitos en general consisten de un rizoma generalmente
subterráneo o arborescente. Megafilos (frondes) simples o compuestos, con prefoliación circinada.
Producen leptosporangios, que generalmente se agrupan en soros en la superficie abaxial de los
megafilos. Los soros pueden estar o no cubiertos por un indusio, dependiendo de la especie. Las
Polypodiales son isosporadas. El gametofito es de vida libre, pequeño, constituido por una lámina de
células fotosintéticas, y rizoides.
Ejercicio 3. Observe y dibuje el aspecto general de un esporofito de helecho. Note las características
del fronde y la agrupación de esporangios. Haga un preparado de esporangios en una gota de agua
entre porta y cubreobjetos, observe al microscopio y dibuje el esporangio con pie, anillo y esporas.
Ejercicio 4: Las láminas de las frondes de los helechos tienen morfología variada y suelen estar muy
divididas. Observe, esquematice y rotule el material provisto por los docentes.
Ejercicio 5: Rotule el siguiente ciclo de vida generalizado de un helecho leptosporangiado. Indique en
qué momento ocurren la meiosis y la fecundación.
92
Nombre del alumno/a:
Turno:
Bibliografía sugerida
Bold, HC et al. 1980. Morphology of Plants and Fungi. Harper & Row.
Evert, RF y SE Eichhorn. 2013. Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co.
Nabors, M.W. Introducción a la Botánica. Pearson Educación, Madrid, 2006.
Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, 1992. Biología de las Plantas. Reverté.
Exploración en la Web
http://www.ucmp.berkeley.edu/plants/sphenophyta/sphenophyta.html: Sobre Equisetum y géneros
fósiles afines
http://www.bio.miami.edu/dana/226/226F09_19.html : Un buen resumen de todas las plantas
vasculares sin semilla, con muy buenas fotos
http://nickrentlab.siu.edu/PLB304/Lecture06Pterid/Ferns.html: Resumen de monilofitas
http://www.ucmp.berkeley.edu/plants/pterophyta/psilotales.html Información general sobre Psilotales
http://www.uwgb.edu/biodiversity/herbarium/pteridophytes/pteridophytes_of_wisconsin01.htm Algo
de información general de helechos, con énfasis en los del estado de Wisconsin, EE. UU.
93
Nombre del alumno/a:
Turno:
Ejercitación de estudio e integración
Plantas vasculares sin semilla
A través de estudios de registros fósiles y de representantes actuales, se ha podido trazar la posible
evolución de las estructuras vegetativas y reproductivas en las plantas vasculares.
Rasgos vegetativos en los que se observa mayor diversificación:
 Tipo de ramificación (dicotómica, monopódica, pseudominopódica, simpódica)
 Sistema vascular con modificaciones en:
 Las células del xilema (traqueidas, vasos) y del floema (células cribosas, tubos
cribosos)
 En la disposición del sistema vascular en el tallo (tipos de estelas: protostelas,
sifonostelas, eustelas)
 Tipo de hojas: microfilos o megafilos
Rasgos reproductivos en los que se observa mayor diversificación:
 Esporangios

Tipo: Eusporangios (desarrollo a partir de varias células iniciales superficiales del
esporofilo u hoja portadora de esporangios), leptospotrangios (desarrollo a partir de
una única célula inicial del esporofilo)

Posición: terminal, lateral, adaxial, abaxial

Agrupación: libres, agrupados en soros, soldados en sinangios, en estróbilos o conos

Producción de esporas: Iguales o diferenciados en megasporangios (producen
megasporas) y microsporangios (producen microsporas)
 Esporas

Función: homospora (un solo tipo), heterospora (megasporas que originan
gametofito femenino y microsporas que originan gametofito masculino)

Desarrollo del gametofito: endospórico (en el interior de la pared de la espora),
exospórico (en el exterior de la pared de la espora
Principales caracteres que diferencian los distintos grupos de plantas vasculares sin semillas:
 Ramificación del tallo
 Tipo de estelas
 Tipo de hojas
 Origen, tipo y posición de los esporangios
 Tipo y forma de las esporas
 Desarrollo y diferenciación sexual de los gametofitos
Cuáles son los rasgos característicos de las plantas vasculares sin semillas que las relaciona y/o
diferencia de las Briofitas (no vasculares) y de Gimnospermas o Angiospermas (vasculares con
semilla)?
 Ciclo de vida (tener en cuenta generaciones dominantes y dependientes, tipo de esporas y
desarrollo y diferenciación sexual de gametofitos)……………………….
94
Nombre del alumno/a:
Turno:
 Caracteres del esporofito (tener en cuenta tipo de ramificación, estelas, tipo de
hojas)…………………………….
 Caracteres del gametofito …………………….
 Tipo de fecundación ………………………
Las primeras plantas vasculares se diversificaron y separaron en dos línea evolutivas: ¿Cuáles? ¿Qué
caracteres se utilizan para establecer dicha diferencia?
¿Qué diferencia hay entre un microfilo y un megafilo? ¿Cómo podría reconocerlos mediante cortes
transversales?
Complete el siguiente cuadro comparativo:
Género
Rhynia
Lycopodium
Selaginella
Psilotum
Equisetum
Nephrolepis
(“helecho serrucho”)
Órgano fotosintético
Tipo de espora
Tipo de estela
95
Nombre del alumno/a:
Turno:
TRABAJO PRÁCTICO N° 16: GIMNOSPERMAE - LAS PLANTAS CON
SEMILLA DESNUDA
Objetivo: Familiarizarse con las características particulares de los grupos que comprenden las
Gimnospermas. Relacionar filogenéticamente estos grupos con el resto de las plantas terrestres
y las algas verdes.
1. Introducción
El origen de las plantas con semilla
Hacia fines del Devónico (hace 365 ma) surge el más complejo y exitoso método de reproducción sexual
y dispersión en las plantas vasculares: la semilla. Las plantas con semilla (Spermatophyta) comprenden
dos grandes grupos: las Gimnospermae o gimnospermas, plantas con semilla desnuda (no encerrada en
un fruto), con unas 800 especies actuales, y las Angiospermae o angiospermas, el grupo de plantas más
diverso, con unas 250 000 especies actuales. Las Gimnospermas fueron dominantes en el Cretácico y el
Jurásico, la era de los dinousaurios.
Las Spermatophyta presentan varias características cruciales para su exitosa adaptación al ambiente
terrestre:
a) retención de las megasporas dentro de los megasporangios, de manera que los gametofitos
femeninos (endospóricos y muy reducidos en tamaño) permanecen protegidos dentro del
megaesporangio de la planta madre hasta después de la fecundación
b) la fecundación se vuelve independiente de la presencia de una película de agua externa a la
planta: el gametofito masculino, el grano de polen, es llevado hasta la cercanía de la gameta
femenina por medio del viento u otros agentes polinizadores
c) aparece un nuevo agente de dispersión, la semilla, que contiene al embrión de la nueva
generación, con una cubierta protectora y tejido nutritivo para la fase inicial del desarrollo de la
nueva planta
Todas las Spermatophyta son heterosporadas, es decir, producen megasporas y microsporas en
esporangios separados. La heterosporía existe también en algunas plantas sin semilla y se cree que es
una característica que apareció varias veces de manera independiente durante la evolución. El registro
fósil permitió establecer que la heterosporia y la producción de leño secundario (cambium) antecedió a
la aparición de la semilla. El clado de plantas con leño secundario que contiene a las plantas con semilla
y a Progimnospermae que no formaban semilla recibe el nombre de Lygnophyta. Las plantas que
agrupamos como gimnospermas no constituyen un grupo monofilético, sino que en realidad
pertenecen a cuatro linajes independientes, que se diversificaron a partir de protogimnospermas
ancestrales hacia fines de la era Paleozoica (Fig. 1). Estos cuatro linajes aparecen con diferente rango
taxonómico según diferentes autores, en este curso los consideraremos como Divisiones:

Cycadophyta

Ginkgophyta

Coniferophyta

Gnetophyta
96
Nombre del alumno/a:
Turno:
Figura 1: Filogenia de las plantas con semilla (Spermatophyta). Modificado a partir de Linkies et al.
(2010). Las estrellas indican los linajes de “Gimnospermas” con representantes actuales.
El origen del óvulo y la semilla
Podemos definir al óvulo como el megasporangio rodeado de tegumentos. La Figura 2 resume los
pasos hipotéticos que condujeron a la aparición del óvulo, estructura que luego de la fecundación se
transforma en la semilla.
A partir de un ancestro homospórico, se diferencian descendientes heterospóricos, es decir existe
diferenciación entre un esporangio que produce numerosas microsporas (microsporangio) y otro que
produce menor número de megasporas (megasporangio). Se reduce el número de megasporas a una
única megaspora funcional. La división mitótica de dicha megaspora produce el desarrollo del
megagametofito, dentro de las paredes del esporangio (condición endospórica). Al mismo tiempo, el
megasporangio o nucelo es envuelto por tejidos estériles del esporofito que se sueldan a sus paredes
dando origen al tegumento. Dicha soldadura deja un extremo libre o abierto (la micrópila).
97
Nombre del alumno/a:
Turno:
Figura 2: Pasos evolutivos hipotéticos que condujeron a la aparición del óvulo (De Judd et al.
2002).
Ejercicio 1: Complete las siguientes frases:
En las plantas con semilla, el megasporangio (tejido materno diploide) recibe el nombre de ………………
La estructura denominada óvulo consiste de …………………. rodeado por un ……………………….. en
gimnospermas y por dos…………………….. n angiospermas.
Luego de la fecundación el óvulo se desarrolla en la ……………………..
Dentro del megasporangio o ……………… se diferencian las ………………… luego de una división ……………..
La posterior división …………….. de la megaspora origina el …………………….
Ejercicio 2: Rotule la figura siguiente e indique en cada diagrama de qué tipo de óvulo se trata. Según
el número de tegumentos representados ¿A qué grupo de plantas pertenecerían los óvulos
esquematizados?
…………………………..
……………………………..
………………………………
2. Biodiversidad actual de las plantas vasculares con semilla desnuda.
División Cycadophyta (“Cicas”), principales características:
Plantas de regiones tropicales o subtropicales.
Hojas semejantes a las palmeras
Con crecimiento secundario por cambium
Xilema con traqueidas
98
Nombre del alumno/a:
Turno:
Plantas dioicas
Conos ovulíferos y microsporangiados simples
Óvulos con un tegumento
Tubo polínico haustorial, que no actúa como verdadero transporatador de gametas
Gametas masculinas móviles
Géneros: Cycas, Zamia, Encephalartos
Ejercicio 3: Observe, dibuje y rotule el aspecto general del material provisto de la especie Cycas
revoluta, incluyendo megafilos, megasesporofilos con óvulos ortótropos, cono microesporangiado
portando microesporofilos con tubos polínicos.
Ejercicio 4: La siguiente figura representa el ciclo de vida de Cycas sp. Rotule observando con cuidado
el material provisto en clase. Indique la ploidía en las estructuras representadas y demarque cuáles
corresponden a la generación esporofítica y cuáles a la gametofítica.
99
Nombre del alumno/a:
Turno:
División Ginkgophyta, principales características:
Árboles
Hojas en forma de abanico, algunas bilobadas caducas, en braquiblastos. Paralelinervadas.
Presencia de traqueidas
Plantas dioicas
Óvulos de a pares, recubiertos por un tegumento
Gameta masculina móvil
Tubo polínico que no actúa como verdadero transporatador de gametas
Semilla con un único tegumento que sufre una diferenciación en tres capas, de las cuales la más
externa es carnosa y de olor desagradable.
Único género y especie: Ginkgo biloba
Ejercicio 5: Observe, dibuje y rotule el aspecto general del material provisto de la especie Ginkgo biloba,
incluyendo macroblastos y braquiblastos, megafilos con venación dicotómica, óvulos ortótropos y
estróbilos microesporangiados portando microesporofilos con tubos polínicos.
División Coniferophyta, principales características:
Árboles o arbustos
Hojas: la mayoría con forma de aguja (aciculares) o escamiformes. La mayoría de las coníferas son
perennifolias.
Presencia de traqueidas
Plantas monoicas
Conos ovulíferos compuestos (“piñas”)
Óvulos con un tegumento
Microesporangios en estróbilos o conos. Granos de polen generalmente aladas (anemofilia)
Tubo polínico que actúa como verdadero transportador de gametas
Gameta masculina no flagelada
Géneros: Pinus, Cupressus, Taxodium, Araucaria, Picea, Podocarpus, Austrocedrus, Sequoia
Ejercicio 6: Observe, dibuje y rotule el aspecto general del material provisto del género Pinus,
incluyendo macroblastos y braquiblastos, hojas escamosas y hojas aciculares, cono megasporangiado
compuesto, estróbilos microesporangiados portando microesporofilos con tubos polínicos y semillas.
Ejercicio 7: La siguiente figura representa el ciclo de vida de Pinus sp. Rotule observando con cuidado el
material provisto en clase. Indique la ploidía en las estructuras representadas y demarque cuales
corresponden a la generación esporofítica y cuáles a la gametofítica.
100
Nombre del alumno/a:
Turno:
Ejercicio 8: Desarrollo del cono megasporangiado compuesto (“piña”). Rotule los siguientes esquemas
apoyándose en las observaciones del material provisto.
101
Nombre del alumno/a:
Turno:
División Gnetophyta, principales características:
Hojas siempre opuestas. En Ephedra: escamiformes; en Welwitschia, 2 enormes hojas con
crecimiento basal; en Gnetum, anchas y coriáceas.
Presencia de traqueidas y vasos
Generalmente dioicas, salvo algunas especies de Ephedra
Conos ovulíferos y microsporangios compuestos
Esperma móvil
Tubo polínico que actúa como verdadero transportador del esperma
Óvulos con dos tegumentos
Doble fecundación, pero sin desarrollo de endosperma 3 n.
Géneros: Gnetum, Ephedra, Welwitschia
Ejercicio 9: Observe el material provisto de Ephedra sp. ¿Qué tipo de hábito tiene la planta? Describa
brevemente su morfología, indicando tipo de ramificación y filotaxis.
102
Nombre del alumno/a:
Turno:
Ejercicio 10: Complete el siguiente cuadro comparativo indicando presencia de los caracteres con SI o
ausencia con NO
caracteres
Xilema con traqueidas y vasos
Cambium vascular
Megafilos
Ciclo de vida haplodiplonte
Heterosporia
Tipo de cono masculino
Saco polínico (anteridio)
Anterozoides flagelados
Cono femenino compuesto
Óvulo con un solo tegumento
Arquegonio
Nucelo
Embrión
Semilla protalada
Cycadophyta
Ginkgophyta
Coniferophyta
Gnetophyta
Bibliografía sugerida
Bold, HC et al. 1980. Morphology of Plants and Fungi. Harper & Row.
Evert, RF y SE Eichhorn. 2013. Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co.
Judd W., Campbell C., Kellog E., StevensP., Donoghue M. 2007. Plant Systematics. Tercera Edición.
Sinauer Associates Inc., Massachusetts.
Linkies, A., Graeber, K., Knight, C. y Leubner-Metzger, G. 2010. The Evolution of seeds. New Phytologist
186: 817-831.
Nabors, M.W. Introducción a la Botánica. Pearson Educación, Madrid, 2006.
Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, 1992. Biología de las Plantas. Reverté.
Exploración en la Web
http://nickrentlab.siu.edu/PLB304/Lecture07Gymnos/Gymnos.html: Buen resumen de gimnospermas
con enlaces a imágenes
http://www.biologia.edu.ar/botanica/animaciones/ciclos/pino/indexpi.htm: Ciclo de vida de pino,
animado.
103
Nombre del alumno/a:
Turno:
TRABAJO PRÁCTICO N° 17: ANGIOSPERMAE - LAS PLANTAS CON
SEMILLA CUBIERTA I – Morfología floral
Objetivo: Familiarizarse con la diversidad de morfología de las inflorescencias y de las
flores.
1. Introducción: Las angiospermas
Las angiospermas (Angiospermae o también Anthophyta) forman un grupo monofilético hermano con
los cuatro grupos de gimnospermas (TP 16). Contienen alrededor de 300.000 especies, que significa el
95% de todas las especies de plantas terrestres, lo que las convierte en el grupo de plantas más diverso,
numeroso y exitoso del planeta. Con la excepción de los bosques de coníferas, las angiospermas son
dominantes en todos los ambientes terrestres. Las angiospermas aparecen y se diversifican
rápidamente en el Cretácico. Los fósiles más antiguos de angiospermas son granos de polen de
hace140 ma, mientras que las primeras estructuras que pueden ser reconocidas como flores se pueden
ver en el fósil Archaefructus, que data de hace 130 ma. Tradicionalmente las angiospermas se dividían
en dos grupos con características morfológicas distintivas, las dicotiledóneas, con dos cotiledones
(hojas embrionarias), hojas retinervadas, raíces pivotantes y polen tricolpado; y las monocotiledóneas,
con un solo cotiledón, hojas paralelinervadas, raíces fibrosas y ausencia de leño. Esta división es
artificial y no es apoyada por las filogenias modernas, que utilizan una combinación de caracteres
morfológicos y moleculares. De todas maneras, el árbol filogenético de las angiospermas (Fig. 1) aún
está en construcción.
Las angiospermas basales (0.5% del total de especies) incluyen los linajes que más tempranamente
divergieron del ancestro común de las angiospermas; son tres grupos y se caracterizan por una
morfología floral primitiva, con esporofilos no totalmente fusionados. Las magnólidas presentan ciclos
flores con numerosas piezas dispuestas en espiral. Las monocotiledóneas forman un clado monofilético,
lo mismo que las eudicotiledóneas, cada grupo con sus características distintivas ya mencionadas.
Figura 1: Relaciones filogenéticas de los principales grupos de angiospermas
104
Nombre del alumno/a:
Turno:
Las características que definen el clado Angiospermae son:
a) presencia de flor, en general asociada a un perianto
b) carpelo, con formación de fruto
c) estambres con dos tecas laterales, cada una compuesta por dos microsporangios (sacos
polínicos)
d) gametofito masculino reducido, con tres núcleos y dos células
e) óvulos con dos tegumentos
f) gametofito femenino reducido, con siete células y ocho núcleos
g) doble fecundación con generación de endosperma
h) xilema con vasos
2. Morfología floral
La flor es un braquiblasto (tallo de crecimiento definido, con entrenudos muy cortos) en el que se
insertan hojas modificadas, los antófilos u hojas florales. En la flor tienen lugar los pasos esenciales de
la reproducción sexual: la meiosis y la fecundación. La flor está unida al tallo por un eje, el pedúnculo
floral, que se ensancha en su parte superior para formar el receptáculo en el que se insertan las piezas
de los verticilos florales. Desde el exterior hacia el interior de una flor completa se distinguen los
siguientes verticilos:
a) cáliz formado por los sépalos.
b) corola formada por los pétalos.
c) androceo formado por los estambres (microsporofilos), donde se forma el polen.
d) gineceo o pistilo formado por los carpelos (megasporofilos), que albergan los óvulos.
Los dos primeros verticilos constituyen el perianto, conjunto de piezas estériles. Los dos últimos están
formados por piezas fértiles.
Figura 2: Esquema de un corte longitudinal de flor mostrando sus partes.
Cuando los sépalos no se diferencian morfológicamente de los pétalos, reciben el nombre de tépalos y
el conjunto constituye el perigonio. Si dicho conjunto es poco vistoso, recibe el nombre de perigonio
calicino (ejemplo, abrojo); si es muy vistoso, el de perigonio corolino (ejemplo, tulipán).
Las piezas florales que forman cada verticilo pueden estar soldadas entre sí, entonces se antepone el
prefijo gamo- (gamosépalo, gamopétalo, gamocarpelar). Si las piezas están libres, se usa el prefijo diali(dialisépalo, dialipétalo, dialicarpelar).
105
Nombre del alumno/a:
Turno:
Simetría: Según el número de planos de simetría que se puedan definir en una flor decimos que las
flores son:
a) asimétricas: ningún plano de simetría
b) zigomorfas: sólo un plano de simetría
c) actinomorfas: más de un plano de simetría
Número de ciclos florales: Según la especie, en la flor pueden estar presentes todos los ciclos o faltar
alguno de ellos. Si todos los ciclos están presentes se dice que la flor es completa. Si falta alguno de
ellos se dice que es incompleta. Si falta alguno de los ciclos productores de esporas o esporofilos (ciclos
fértiles, estambres o carpelos) se dice que la flor es imperfecta. Si ambos ciclos de esporofilos están
presentes se dice que la flor es perfecta, aún si carece de alguno de los ciclos estériles (cáliz o corola).
Separación en individuos: Si el desarrollo del megasporangio (y del megagametofito) y del
microsporangio (y del microgametofito) ocurre sobre individuos (esporofitos) diferentes decimos que
dichas plantas son dioicas (“dos casas” o “casas separadas”). Si ocurren sobre el mismo esporofito
decimos que la planta es monoica (“una casa” o “casa única”). Si la planta es monoica puede ocurrir
que posea flores perfectas o imperfectas. Si posee flores perfectas decimos que es monoclina monoica.
Si posee flores imperfectas decimos que es diclino monoica. Si la planta es dioica sus flores serán, por
supuesto, imperfectas.
Ejercicio 1: En el ombú (Phytolacca dioica) hay un pie (árbol) con flores estaminadas y otro con flores
pistiladas. Estas flores serán ………….. y la especie es …………………. En el maíz (Zea mays), las flores
estaminadas se ubican en una inflorescencia apical mientras que las pistiladas lo hacen en
inflorescencias axilares sobre el mismo pie (individuo adulto). Estas flores serán ………… y la especie
es ………….
Posición del ovario: El receptáculo puede ser más o menos ensanchado y plano, en cuyo caso, cáliz y
corola parecen nacer debajo del gineceo (Figura 3A). En ese caso se dice que el ovario es súpero. Si el
receptáculo es cóncavo y el ovario se encuentra dentro, pero no soldado, a él, y las piezas florales
parecen nacer por encima del gineceo, se dice que el ovario es medio (Fig 3B). Si el receptáculo es
cóncavo y el ovario se encuentra dentro y soldado a sus paredes y las piezas florales parecen nacer por
encima del gineceo, se dice que el ovario es ínfero (Fig 3C).
Figura 3. Posición del ovario
Placentación: El tejido de la cara interna del carpelo sobre el cual se forman los óvulos se denomina
placenta. Cada carpelo tiene dos placentas, generalmente ubicadas sobre los márgenes. La
placentación es la disposición de placentas y óvulos en la cavidad ovárica y refleja el plegamiento de los
carpelos. Existen tres tipos básicos de placentación: central, parietal y axilar (Fig. 4).
106
Nombre del alumno/a:
Turno:
Figura 4: Tipos de placentación (disposición de los óvulos en el ovario)
Fórmula y diagrama floral: La clasificación tradicional de las plantas se basa en la morfología de las
estructuras reproductivas, es decir de la flor, que caracteriza a las distintas familias de angiospermas.
Para visualizar rápidamente el tipo de flor, se utiliza una nomenclatura resumida y universal, la fórmula
floral. El ejemplo que sigue corresponde a la familia de las Crasuláceas (plantas carnosas con fijación de
CO2 de tipo CAM).
Número de óvulos por lóculo
*
K5 C(5) A5+5 G (3) 
Simbología
Tipo de simetría:
Número de carpelos en el ovario
* = actinomorfa
↑ = zigomorfa
A = asimétrica
Flor perfecta o imperfecta:
♀ imperfecta pistilada
♂ imperfecta estaminada
perfecta
K = cáliz; C = corola; A = androceo; G = gineceo
Los subíndices indican el número de piezas en cada verticilo y los paréntesis ( ) la soldadura de piezas.
La posición del gineceo se indica con una raya debajo de la G si es súpero o por encima si es ínfero.
: numerosos (más de 15)
El diagrama floral no es otra cosa que una representación de un corte de la flor visto desde arriba (lo
que un arquitecto llamaría una representación en planta). El diagrama floral correspondiente a la
fórmula floral de las crasuláceas, resulta:
Figura 5. Diagrama floral correspondiente a la familia de las Crasuláceas
107
Nombre del alumno/a:
Turno:
Ejercicio 2: Morfología floral. Observe, dibuje y rotule las flores provistas, en su aspecto general,
ubicando todos sus ciclos. Disecte la flor e indique las características del gineceo. Provea la fórmula y
diagrama florar para las flores observadas.
3. Inflorescencias
Las flores pueden aparecer solitarias o agruparse en inflorescencias. Se denomina inflorescencia a
aquellos sistemas de ramas de los espermatofitos que están destinados a la formación de flores y
que suelen encontrarse más o menos claramente delimitados respecto del área vegetativa. Según la
dirección de maduración de las inflorescencias se clasifican en:
Abiertas o racimosas: el eje tiene crecimiento indefinido y la maduración de las flores progresa en
forma acrópeta o centrípeta, es decir las flores más maduras las encontraremos en la base o en la
periferia de la inflorescencia y las más nuevas en el ápice.
Cerradas o cimosas: el eje tiene crecimiento definido y remata en una flor. La maduración de las
flores progresa en dirección basípeta o centrífuga, es decir las flores más maduras las encontraremos
en el ápice o en el centro de la inflorescencia.
Según la morfología, se describen varios tipos de inflorescencia, algunos de los cuales se muestran en
las figuras 5 y 6.
Figura 5. Distintos tipos de inflorescencias racimosas
Figura 6. Distintos tipos de inflorescencias cimosas
Ejercicio 4: Observe y esquematice los distintos tipos de inflorescencia provistos e indique el sentido
de maduración de las flores. ¿Qué ventaja adaptativa puede proporcionar la agrupación de flores en
inflorescencias? Discuta mediante ejemplos.
Bibliografía sugerida
Bold, HC et al. 1980. Morphology of Plants and Fungi. Harper & Row.
Evert, RF y SE Eichhorn. 2013. Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co.
Nabors, M.W. Introducción a la Botánica. Pearson Educación, Madrid, 2006.
Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, 1992. Biología de las Plantas. Reverté.
Valla JJ. 1979. Botánica. Morfología de las plantas superiores. Hemisferio Sur, Buenos Aires.
108
Nombre del alumno/a:
Turno:
Exploración en la Web
http://www.biologia.edu.ar/botanica/tema4/4index.htm Excelente descripción de la morfología floral
http://www.biologia.edu.ar/botanica/tema22/tema22-1perianto.htm Excelente descripción de la
anatomía floral
http://www.biologia.edu.ar/botanica/tema5/index5.htm Excelente descripción de los tipos de
inflorescencia
109
Nombre del alumno/a:
Turno:
110
Nombre del alumno/a:
Turno:
111
Nombre del alumno/a:
Turno:
TRABAJO PRÁCTICO N° 18: ANGIOSPERMAE - LAS PLANTAS CON
SEMILLA CUBIERTA II - Ciclo de vida
Objetivo: Familiarizarse con el ciclo de vida de las angiospermas, relacionándolo con el
de los otros grupos de plantas vasculares.
1. Introducción
Las angiospermas son plantas heterosporadas y presentan un ciclo de vida haplodiplonte. Al igual que
en las gimnospermas, tanto el micro como el megagametofito son no fotosintéticos. En el caso de las
angiospermas, ambos gametofitos alcanzan un grado de reducción en complejidad notable, que incluye
la disminución del número de células componentes, la desaparición de arquegonios y anteridios y de
células flageladas. Las angiospermas no dependen del agua para la fecundación.
2. El desarrollo del megagametofito en las angiospermas
(megagametogénesis)
El megagametofito (gametofito “femenino”) de las angiospermas recibe el nombre de saco
embrionario y consiste de siete células, una de las cuales es binucleada. En la formación del saco
embrionario, la megaspora (generada por meiosis de una célula madre) se divide mitóticamente tres
veces sucesivas, lo que resultan en ocho núcleos, que están distribuidos en siete células (Figura 1). De
estas siete células, dos grupos de tres células se ubican en cada extremo o polo. El grupo que se ubica
en el polo micropilar está formado por: la ovocélula u oosfera (gameta femenina) y dos sinérgidas
laterales. Las sinérgidas son células de transferencia y presentan en el ápice el aparato filar, una pared
con una serie de protuberancias internas de apariencia fibrosa. Su función es la de atraer y recibir al
tubo polínico. El grupo de células que se ubica hacia el polo calazal del saco embrionario son las
antípodas. Estas células participan en la nutrición del saco embrionario. Los dos núcleos restantes,
denominados núcleos polares, se ubican en la célula central, y frecuentemente se fusionan antes de la
penetración del tubo polínico, constituyendo el núcleo polar secundario 2n
Figura 1 El megagametofito de angiospermas (saco embrionario)
Ejercicio 1: Rotule el siguiente esquema, indicando el tipo de división celular que tuvo lugar entre cada
una de las etapas diagramadas y responda: ¿Observa la formación de un arquegonio? ¿De cuántas
112
Nombre del alumno/a:
Turno:
células consta el megagametofito maduro? ¿De cuántos núcleos? ¿Qué ploidía tienen? ¿Qué nombre
recibe la gameta femenina?
3. El desarrollo del microgametofito en las angiospermas
(microgametogénesis)
En las anteras, dentro de los sacos polínicos, varias células madre de las microsporas se dividen por
meiosis y originan numerosas microsporas o granos de polen jóvenes (en estado uninucleado). Cada
uno de los granos de polen está rodeado de una pared gruesa formada por dos capas: una interna, la
intina y otra externa, la exina. La exina suele presentar ornamentaciones o puede tener expansiones en
forma de alas o cámaras aéreas que ayudan a la dispersión del polen. La exina posee esporopolenina,
polímero altamente resistente a la degradación. Como consecuencia, los granos de polen suelen tener
una zona prefijada o poro germinativo por la que asomará el tubo polínico (Fig. 2).
Figura 2: Diagrama de un grano de polen
Dentro de cada microspora se sucederán dos divisiones mitóticas. La primera originará la célula
vegetativa y la célula generativa. En este estado bicelular, el grano de polen suele abandonar la antera.
El desarrollo del microgametofito, que dependiendo de la especie puede finalizar una vez que ocurre la
llegada a la superficie estigmática y el crecimiento del tubo polínico, consiste en la división del núcleo
de la célula generativa para dar dos gametas masculinas o células espermáticas. Es decir que al
culminar su desarrollo, el microgametofito consta de dos células espermáticas (que participarán en la
fecundación) y una célula vegetativa ( que dará origen al tubo polínico).
113
Nombre del alumno/a:
Turno:
Ejercicio 2: Rotule el siguiente esquema, indicando el tipo de divisiones celulares que ocurren entre
cada etapa y responda: ¿Dónde ocurren las divisiones celulares? ¿De cuántas células consta el
gametofito masculino maduro? ¿Cuántas gametas masculinas produce cada gametofito?
¿Observa células protaliales?
Ejercicio 3: Corte transversal de ovario y de estambre. Observe al microscopio, dibuje y rotule el ovario
en CT, indicando óvulos, carpelos y tipo de placentación. En el CT de estambre a nivel de las tecas,
observe, dibuje y rotule las tecas, los sacos polínicos, el tapete y las microsporas.
4. La doble fecundación
Cuando el grano de polen llega a la superficie receptora del estigma compatible comienza el desarrollo
del tubo polínico. El citoplasma y el núcleo de la célula vegetativa y las gametas masculinas se ubican en
la porción apical del tubo polínico. Por encima de ellos, hay una gran vacuola que aumenta su tamaño
por incorporación de agua a medida que el tubo polínico crece a lo largo del estilo. Al mismo tiempo, se
incorpora nuevo material al ápice de la su pared celular del tubo. Finalmente, el tubo polínico hace
contacto con el saco embrionario en el aparato filar de la sinérgida y lo atraviesa. A través de un poro
que se abre en el extremo del tubo polínico, se descarga su contenido (que incluye a las células
espermáticas) en el citoplasma de la sinérgida. El núcleo del tubo se desorganiza. Uno de las gametas
penetra en la ovocélula, y se fusiona con ella para constituir la célula huevo o cigota 2n (recuerde que
la pared entre la ovocélula y una de las sinérgidas suele ser incompleta). El otro núcleo espermático
penetra en la célula central y se fusiona con el núcleo secundario formado por la fusión de los dos
núcleos polares, constituyendo el núcleo del endosperma, generalmente triploide (3n). Este proceso,
llamado doble fecundación, es característico de las angiospermas (ver Fig. 3). Desde la polinización
(llegada del polen a la superficie estigmática) hasta la fecundación (fusión de gametas) frecuentemente
transcurren 12-48 horas. La cigota (2n) se dividirá por mitosis para originar el embrión. El endosperma
alimentará al embrión durante su desarrollo.
114
Nombre del alumno/a:
Turno:
Figura 3: Esquema descriptivo de la doble fecundación en angiospermas
Ejercicio 4: ¿Cuál es la homología de las estructuras listadas en la columna de las angiospermas con las
estructuras presentes en un ciclo de vida haplodiplonte general, tales como gametofito masculino o
femenino, microsporangio, microspora, megaspora, etc.? En el caso de nuevas estructuras, no
presentes en otros grupos, indique por qué estructuras generalizadas están formadas.
ANGIOSPERMAE
Grano de polen joven
Homología con CV generalizado
Estambre
Saco polínico
Grano de polen germinado
Carpelo
Nucelo
Óvulo
Saco embrionario
Embrión
Endosperma
Semilla
Ejercicio 4: Rotule el siguiente esquema del ciclo de vida de las plantas con flores y semilla
(angiospermas)
115
Nombre del alumno/a:
Turno:
Bibliografía sugerida
Bold, HC et al. 1980. Morphology of Plants and Fungi. Harper & Row.
Evert, RF y SE Eichhorn. 2013. Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co.
Nabors, M.W. Introducción a la Botánica. Pearson Educación, Madrid, 2006.
Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, 1992. Biología de las Plantas. Reverté.
Valla JJ. 1979. Botánica. Morfología de las plantas superiores. Hemisferio Sur, Buenos Aires.
116
Nombre del alumno/a:
Turno:
Exploración en la Web
http://www.biologia.edu.ar/botanica/tema23/poliniza.htm sobre reproducción y polinización,
comparando gimnospermas y angiospermas
http://www.biologia.edu.ar/botanica/animaciones/index.htm Ciclos de vida animados, de pino
(gimnosperma), paraíso (dicotiledónea) y arroz (monocotiledónea). RECOMENDADO
http://www.biology.iastate.edu/Courses/212L/New%20Site/27AngioReprod/Plantrepro.htm Buen
resumen fotográfico de reproducción en angiospermas
117
Nombre del alumno/a:
Turno:
TRABAJO PRÁCTICO N° 19: ANGIOSPERMAE - LAS PLANTAS CON
SEMILLA CUBIERTA III - Diversidad floral y tipos de polinización
Objetivo: Relacionar la morfología floral con el método de polinización
1. Introducción
Las plantas son sésiles y dependen de agentes externos para lograr la fusión de las gametas. Las
gametas masculinas se forman dentro de los granos de polen que deben ser transportadas hasta el
estigma (en las Angiospermas) o hasta la micrópila de los óvulos (en las gimnospermas), sitio en el que
se encuentra el megagametofito con la gameta femenina (oósfera). Este proceso de transferencia del
grano de polen hasta la superficie receptiva del estigma (o del óvulo) recibe el nombre de polinización.
La polinización puede ocurrir sobre el mismo individuo (autopolinización) o entre individuos diferentes
(polinización cruzada). La principal ventaja de la polinización cruzada es la de garantizar la permanencia
de la variabilidad genética, indispensable para la adaptación. Las plantas presentan diversas estrategias
que garantizan la fecundación cruzada, que se basan en impedir la autopolinización. La más sencilla es
la separación de flores pistiladas y estaminadas (imperfectas) en condición dioica. Si las flores son
perfectas, la maduración a diferentes tiempos de los estambres y los pistilos conduce a una separación
temporal. De forma similar, la disposición o longitud de los estambres y de los carpelos puede impedir
la autopolinización (por ejemplo, estilos muy largos y estambres cortos). También existen alelos de
autoincompatibilidad que impiden que una flor completa produzca cigotas con su propio polen.
Una vez impedida la autopolinización, ¿cómo hacen las plantas para lograr que los granos de polen
lleguen a estigmas compatibles? La polinización cruzada ocurre a través de diversos agentes
polinizadores: el viento, el agua (menos frecuente) y la acción de animales. La morfología y la fisiología
floral están relacionadas con el agente que interviene en la polinización. Esta relación puede ser muy
estrecha y en el caso de la polinización por animales (polinización zoófila) ha dado lugar a varios
ejemplos de co-evolución de planta y polinizador, llegando a una adaptación mutua. Las características
florales como forma y color, posición en la planta, fragancia, momento de la floración, producción de
recompensa (por ej., néctar) constituyen la base de los síndromes de polinización, que se resumen en
la Tabla 1. Es importante notar que la inmensa diversidad floral de las angiospermas se debe
principalmente a asegurar el éxito reproductivo y la variabilidad genética.
Tabla1: Síndromes florales de polinización
polinizador
morfología y
simetría floral
color de la flor
características
del polen
fragancia
horario de
apertura
tipo de
recompensa
viento
perianto pequeño
o ausente
anteras péndulas
estigmas
ramificados o
plumulados
estigmas de gran
superficie
sin color
(verde), polen
liso
gran cantidad
superficie lisa
ausente
indistinto
sin néctar
indistinto
elongado,
filiforme
ausente
indistinto
no hay
agua
118
Nombre del alumno/a:
abejas/avispas
Turno:
zigomorfa con
plataforma
aterrizaje o guías
de néctar
con plataforma
aterrizaje,
nectarios
tubulares
con plataforma
aterrizaje,
nectarios
azul, amarillo,
violeta
superficie
ornamentada
fresca e intensa
día
néctar y/o
polen
brillante, muy
común el rojo
superficie
ornamentada
fresca y suave
día
néctar
blanco o pálido
superficie
ornamentada
dulce e intensa
noche o
atardecer
néctar
moscas 1
radial, aplanada
pálido
superficie
ornamentada
suave
día
moscas 2
puede formar
estructura
cerrada (trampa)
marrón,
violáceo
superficie
ornamentada
a podrido
día y noche
escarabajos
puede formar
estructura
cerrada (trampa)
verde o blanco
superficie
ornamentada
variada, fuerte
día y noche
ninguna, la
mosca
intenta
depositar
huevos
ninguna, la
mosca
intenta
depositar
huevos
néctar y/o
polen
aves
tubular, péndula
brillante, muy
común el rojo
superficie
ornamentada
sin fragancia
día
néctar
murciélagos
muy visible,
grande
blanco o pálido
superficie
ornamentada
dulce, fuerte
noche
néctar y/o
polen (muy
abundante)
mariposas
polillas
Ejercicio 1: Determinación del síndrome de polinización. Observe las características morfológicas de
cada flor provista. Complete con los datos obtenidos el siguiente cuadro (para el ítem “tamaño”, analice
comparativamente los distintos ejemplos provistos). Con el conjunto de características que observó,
proponga un agente polinizador para cada flor.
flor
1
2
3
especie
tamaño de la flor
simetría
presencia de perianto
consistencia del
perianto
presencia de
plataforma de
aterrizaje
119
Nombre del alumno/a:
Turno:
color del cáliz
color de la corola
guías de néctar
nectarios
fragancia
(presencia,
intensidad, tipo)
exposición de los
estambres
cantidad de polen
ornamentación de la
exina
morfología del
estigma
exposición del
estigma
otras características
agente polinizador
Ejercicio 2: En base sus conocimientos, a) proponga una razón por la que las plantas con polinización
anemófila son más comunes en las regiones templadas que en los bosques tropicales; b) proponga una
razón por la que la selección natural puede haber favorecido que las plantas con polinización anemófila
se distribuyan en grupos, mientras que las de polinización por animales voladores están más aisladas
entre sí.
Ejercicio 3: En la restauración de ecosistemas, a menudo se propone la re-introducción de especies
vegetales que han desaparecido o disminuido marcadamente en su número. Es suficiente con reintroducir (plantar o sembrar) solamente la especie vegetal para garantizar su expansión en el
ecosistema? ¿Por qué?
Bibliografía sugerida
Bold, HC et al. 1980. Morphology of Plants and Fungi. Harper & Row.
Evert, RF y SE Eichhorn. 2013. Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co.
Nabors, M.W. Introducción a la Botánica. Pearson Educación, Madrid, 2006.
Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, 1992. Biología de las Plantas. Reverté.
Valla JJ. 1979. Botánica. Morfología de las plantas superiores. Hemisferio Sur, Buenos Aires.
Exploración en la Web
http://www.britannica.com/EBchecked/topic/467948/pollination: Sitio interactivo de la Enciclopedia
Británica
http://www.fws.gov/pollinators/Index.html Sobre polinización en orquídeas
120
Nombre del alumno/a:
Turno:
http://nativeplants.msu.edu/about/pollination Sobre la importancia de mantener los polinizadores en
ecosistemas naturales y agrícolas. Referido principalmente al estado de Michigan, EE UU, pero con
materialy ejemplos útiles.
Sobre este tema se recomienda especialmente la serie de documentales de la BBC “The Private Life of
Plants” de David Attenborough (capítulos referidos a floración, polinización y dispersión). Consulte con
su docente.
121
Nombre del alumno/a:
Turno:
TRABAJO PRÁCTICO N° 20: ANGIOSPERMAE - LAS PLANTAS CON
SEMILLA CUBIERTA IV - Fruto y semilla
Objetivo: Analizar la morfología y el mecanismo de dispersión de distintos tipos de
frutos. Comparar la morfología de semillas endospermadas y exendopermadas
1. El fruto
Luego de la fecundación, mientras los óvulos van madurando en semillas que contienen al embrión, el
ovario se transforma en fruto. Es decir, el fruto es el ovario modificado luego del proceso de
fecundación. El fruto contiene y protege las semillas y contribuye a su dispersión. El o los carpelos de la
flor se desarrollan y modifican dando origen al pericarpo del fruto. En algunos casos, especialmente si
el ovario es ínfero, en la formación del fruto también intervienen otras piezas florales, como por
ejemplo el receptáculo en la manzana.
En el pericarpo, normalmente se diferencian tres capas: epicarpo (o exocarpo), mesocarpo y endocarpo.
La proveniencia del fruto, junto con la consistencia del pericarpo, determinan la clasificación de los
frutos en grupos básicos:
1. Frutos monotalámicos: provienen de una sola flor
a) Simples: provienen de un único carpelo o varios carpelos fusionados
 Secos: con pericarpo coriáceo
 Carnosos: con pericarpo carnoso o jugoso
b) Colectivos o agregados: provenientes de varios carpelos no fusionados, pero todos
presentes en la misma flor
2. Frutos politalámicos, múltiples o infrutescencias: provienen de la unión de dos o más flores, toda la
estructura proviene de una inflorescencia
Los frutos secos y los carnosos dispersan las semillas en forma diferente: Los frutos secos,
generalmente, se abren espontáneamente una vez maduros para permitir la salida de las semillas. Se
dice que son dehiscentes. Los frutos carnosos son indehiscentes y deben ser ingeridos por algún animal
o bien degradarse (“podrirse”) para permitir la salida de las semillas. Estas características permiten
agrupar a todos los frutos en dos grandes categorías según su textura: secos o carnosos y definir en
sentido amplio (sensu lato = s.l.) dos tipos de frutos secos y dos tipos de frutos carnosos.
Cápsulas: frutos secos dehiscentes
Aquenios: frutos secos indehiscentes
Drupas: frutos carnosos con endocarpio esclerificado
Bayas: frutos carnosos sin endocarpio esclerificado
Las infrutescencias pueden ser clasificadas como polidrupas, poliaquenios, etc.
Ya dijimos que el fruto protege las semillas que se desarrollan dentro del ovario a partir de los óvulos.
Esas semillas estarán ubicadas dentro del fruto según la placentación del ovario que les dio origen.
Marginal: los óvulos se ubican en los márgenes del carpelo (ej: chaucha).
Parietal: los óvulos se fijan en la pared del ovario (ej: la calabaza).
Central: los óvulos se fijan en una columna inserta en la base de un ovario unicular (ej.: ají).
122
Nombre del alumno/a:
Turno:
Axilar: los carpelos se unen en un ovario pluricular y los óvulos se hallan en los ángulos de
unión (ej: naranja, tomate).
Basal: los óvulos se ubican en la cavidad ovárica.
Apical: los óvulos se ubican en el ápice de la cavidad ovárica.
Ejercicio 1: Observe los frutos provistos y, basándose en el recuadro titulado “Información
complementaria” rotule las figuras y fotografías siguientes proveyendo el nombre del fruto en sentido
estricto (sensu stricto = s.s.). Complete la siguiente Tabla, agregando más columnas si es necesario:
Nombre del fruto
Especie o género
Mono o politalámico
Textura (seca o carnosa)
Dehiscente (si/no)
Clasificación s.l.
Textura epicarpio*
Textura mesocarpio*
Textura de endocarpio*
Tipo de placentación
Clasificación s.s.
……………………………………………………………………
………………………………………………………………..
123
Nombre del alumno/a:
Turno:
…………………………………………………………………..
…………………………………
……………………………………………………………..
……………………………………………
……………………………………………………………..
……………………………………………………………..
124
Nombre del alumno/a:
Turno:
………………………………
……………………………..
……………………………………………………………..
……………………………………………..
…………………………………………
……………………………………………
……………………………………………
……………………………………………
……………………………………………
125
Nombre del alumno/a:
Turno:
Información complementaria: Algunas definiciones de frutos en sentido estricto (sensu stricto, s.s.)
Frutos secos dehiscentes
Folículo: derivado de un ovario unicarpelar, dehiscencia por la unión del carpelo, pluriseminado (Grevillea
sp., roble sedoso)
Polifolículo: deriva de un gineceo dialicarpelar, donde cada uno de los carpelos produce un folículo
(Magnolia, Brachychyton)
Legumbre: deriva de un ovario unicarpelar, 2 líneas de dehiscencia (ventral y dorsal), pluriseminado
(maní, lenteja). A veces indehiscente.
Lomento: legumbre indehiscente que se corta transversalmente en artejos. Ej: mimosa.
Silicua: deriva de un ovario bicarpelar, alargado; dos líneas de dehiscencia. Placentación parietal. Semillas
adheridas al replum. Ej.: Cruciferae (alelí, repollo, brócoli).
Silícula: silicua corta y ancha. Ej: bolsa de pastor.
Cápsula: deriva de ovario pluricarpelar (uni o plurilocular), pluriseminado, dehiscencia variada, por ej.
poricida, loculicida, septicida, loculicida (jacarandá, amapola, eucalipto)
Policápsula: Cada carpelo produce un folículo (Liquidambar)
Frutos secos indehiscentes
Aquenio: pequeño, uniseminado con la semilla adherida al pericarpo por un solo punto, pericarpo
fácilmente separable de la cubierta de la semilla (girasol, Cyperus)
Cariopse: pequeño uniseminado, con el pericarpo soldado a la semilla (maíz, arroz, avena, cebada,
gramíneas en general)
Sámara: aquenio con el pericarpo dilatado formando un ala (tipa, fresno)
Disámara: sámara con el pericarpo bialado. Ej.: arce.
Nuez: fruto uniseminado, con el pericarpo esclerificado unido al receptáculo y semilla grande.
Generalmente con involucro (bellota del roble).
Conocarpo: fruto fromado por un receptáculo convexo que crece y se hace carnoso después de la
fecundación. Los carpelos se transforman en aquenios o bayas (frutilla, mora).
Frutos carnosos
Drupa: deriva de unovario unicarpelar súpero; endocarpio esclerificado y mesocarpio carnoso (durazno,
cereza, ciruela)
Polidrupa: deriva de un ovario dialicarpelar donde cada carpelo produce una drupa (frambuesa,
zarzamora)
Baya s.l.: deriva de ovario súpero o ínfero, uni o pluricarpelar. Meso y endocarpo carnoso o jugoso,
pluriseminado. Generalmente de colores vivos (uva, berenjena, banano, tomate, ají; incluye los tipos
hesperidio y peponide)
Hesperidio: deriva de un ovario súpero pluricarpelar plurilocular con placentación axilar. Epicarpo delgado
y glanduloso, mesocarpo esponjoso y endocarpo membranoso con pelos jugosos (cítricos)
Pepónide: deriva de un ovario ínfero con placentación parietal. Receptáculo grueso esclerificado o
coriáceo (calabaza, sandía, pepino, zapallito)
Pomo: deriva de un ovario ínfero pluricarpelar y participa el receptáculo en su formación. Endocarpo
papiráceo, mesocarpo y epicarpo delgados soldados al receptáculo muy engrosado (manzana, pera,
membrillo)
Frutos politalámicos, casos especiales:
Sorosio: receptáculo común carnoso sobre el cual se asientan bayas (ananá)
Sícono: receptáculo común carnoso en forma de urna con una abertura apical y sobre la pared interior se
disponen pequeños aquenios (higo)
126
Nombre del alumno/a:
Turno:
2. La semilla
Como ya vimos en el TP de Gimnospermas, la semilla es el óvulo transformado y maduro, después de la
fecundación. La semilla está formada por el embrión (nuevo esporofito, 2n), la cubierta seminal,
tegumento o episperma (originado en la planta madre, 2n) y un tejido de reserva (n, 2n, o 3n, ver más
adelante). En el tegumento seminal se distinguen generalmente dos capas de afuera hacia adentro: la
testa, casi siempre más dura y resistente y el tegmen, más delgado. El grosor y dureza de la testa
determinarán si la semilla requiere de una escarificación o ablandamiento del tegumento previo a la
germinación. Los óvulos se unen a la placenta a través del funículo. En la semilla, al desprenderse el
funículo queda una cicatriz en el tegumento denominada hilo. Por otro lado, si el óvulo que dio origen a
la semilla es campilótropo o anátropo, la soldadura del funículo al tegumento deja otra cicatriz
denominada rafe. Durante el proceso de germinación, lo primero que asoma es la radícula del embrión.
Ésta emerge a partir de la micrópila que es la zona que deja libre el tegumento. En algunos casos, la
micrópila está ubicada por debajo de una proliferación de tejido denominada carúncula.
El embrión de las angiospermas consiste de un eje principal cuyos polos opuestos conforman el
meristema apical de la raíz y el del vástago. El eje del embrión porta dos cotiledones u hojas
embrionarias, excepto en las monocotiledóneas, que poseen un solo cotiledón. Los embriones de
dicotiledóneas suelen presentar el meristema apical del vástago cubierto por las primeras hojas
verdaderas, aún no fotosintéticas. Esta estructura se denomina plúmula.
Tipos de semillas: De acuerdo al origen de la sustancia de reserva se distinguen tres tipos de semillas:
a) Semillas albuminadas o endospermadas: la sustancia de reserva se acumula en el endosperma
producto de la doble fecundación. Ejemplos: semilla de ricino, cereales.
b) Semillas exalbuminadas o exendospermadas: en estas semillas el endosperma se consume
durante las primeras etapas de desarrollo del embrión. Las sustancias de reserva que serán
utilizadas por el embrión durante la germinación se acumulan en los cotiledones, que se
vuelven carnosos. Ej: leguminosas en general (arveja, poroto, etc.)
c) Semillas perispermadas: las sustancias de reserva se acumulan en el perisperma, tejido
derivado del nucelo (diploide, de origen esporofito madre). Ej: semillas de amaranto, pimienta,
café.
Ejercicio 2: Observación y disección de semillas con diferente modalidad de reserva
a) Semilla endospermada de Ricinus communis (ricino): Observe la morfología externa. Identifique
el rafe y la carúncula. Observe la morfología interna: abra la semilla por el plano mayor y
observe los tegumentos, el endosperma y el embrión (cotiledones, epicótile e hipocótile).
Rotule el siguiente esquema basándose en sus observaciones.
127
Nombre del alumno/a:
Turno:
b) Semilla exendospermada de Phaseolus sp. (poroto): Observe, dibuje y rotule la morfología
externa. Identifique el hilio, la micrópila y el rafe. Observe, dibuje y rotule la morfología interna:
abra la semilla por el plano que pasa por el hilio y observe el tegumento y el embrión
(cotiledones, plúmula e hipocótile). ¿Qué ocurre con el endosperma durante el desarrollo de
este tipo de semillas?
Ejercicio 3: Responda:
a) ¿Qué sustancias de reserva almacena el endosperma? ¿Y los cotiledones?
b) ¿Qué diferencias encontró entre los cotiledones de Phaseolus sp. y de Ricinus communis?
c) ¿Cómo entra el agua en cada una de estas semillas?
d) ¿Qué parte del embrión aparece primero de la semilla durante la germinación? ¿Qué ventaja
adaptativa representa?
Bibliografía sugerida
Bold, HC et al. 1980. Morphology of Plants and Fungi. Harper & Row.
Evert, RF y SE Eichhorn. 2013. Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co.
Nabors, M.W. Introducción a la Botánica. Pearson Educación, Madrid, 2006.
Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, 1992. Biología de las Plantas. Reverté.
Valla JJ. 1979. Botánica. Morfología de las plantas superiores. Hemisferio Sur, Buenos Aires.
Exploración en la Web
http://www.biologia.edu.ar/botanica/tema6/6_1fruto.htm: Morfología y clasificación de fruto y semilla
http://www.biologia.edu.ar/botanica/tema24/24-6fruto.htm: Anatomía del fruto
http://www.biologia.edu.ar/botanica/tema24/24-5semilla.htm: Anatomía de la semilla
Sobre este tema se recomienda especialmente el documental de la BBC de la Serie “The Private Life of
Plants” de David Attenborough (capítulo sobre dispersión “Travelling”). Consulte con su docente.
128
Nombre del alumno/a:
Turno:
TRABAJO PRÁCTICO N° 21: GERMINACIÓN Y VIABILIDAD DE
SEMILLAS
Objetivo: Determinar la viabilidad de un lote de semillas. Analizar algunos factores que
influyen en la germinación
3. Introducción
El período de tiempo que una semilla puede permanecer viable, es decir con capacidad de germinar
y generar una plántula saludable, depende de la especie, de las condiciones de maduración de la
semilla y de las condiciones de su almacenamiento. El caso más extremo de longevidad es el de las
semillas de Nelumbo nucifera, encontradas en Manchuria con una antigüedad de unos 250 a 400
años. En el extremo opuesto existen semillas que no sobreviven más que algunos días o meses, como
las de los arces (Acer), sauces (Salix) y álamos (Populus) que pierden su viabilidad en unas semanas.
En general, la vida media de una semilla se sitúa entre 5 y 25 años.
Durante la maduración, las semillas pierden casi totalmente su contenido acuoso, lo que lleva a que
el embrión se encuentre en un estado metabólico de reposo. De esta manera, la germinación no es
posible hasta que la semilla se encuentre en las condiciones hídricas necesarias para retomar el
desarrollo. Para que una semilla pueda germinar, en general deben cumplirse tres tipos de
condiciones, que varían según la especie:
a) condiciones relacionadas al estado de la cubierta seminal, que determinan el ingreso de agua
a la semilla
b) condiciones relacionadas al metabolismo del embrión, como la dormición, principalmente
determinada por la concentración de ácido abscísico (ABA)
c) condiciones ambientales propicias para la germinación: temperatura, tensión de oxígeno, luz
(u oscuridad), disponibilidad de agua, disponibilidad de nutrientes, presencia de exudados de
otras plantas.
La germinación está precedida por un período de absorción de agua, denominado imbibición, luego
del cual emerge la radícula para tomar contacto con el suelo. Una vez que ocurrió la imbibición, las
enzimas hidrolíticas de la semilla se activan y comienzan a digerir las sustancias de reserva,
produciendo moléculas más sencillas que son utilizadas para la nutrición y el desarrollo del embrión
hasta que la plántula pueda desarrollar su propia fotosíntesis.
Aún cuando se den las condiciones ambientales adecuadas y la cubierta seminal permita la
imbibición, la germinación puede no ocurrir si el embrión se encuentra en un estado de latencia,
denominado dormición, del que es “liberado” por diferentes estímulos que en general llevan a la
disminución de la concentración de ABA.
Para comprender por qué diferentes especies presentan diferentes condiciones óptimas de
germinación debemos considerar que éstas están han sido seleccionadas durante la evolución por las
características del ambiente y estación del año en que se desarrolla la especie en la naturaleza y por
el método de dispersión de la semilla en sí, ya que la selección natural favorecerá mecanismos de
germinación que aseguren que las condiciones sean óptimas para el establecimiento de la nueva
planta. Por ejemplo, muchas semillas de zonas templadas solamente germinan después de haber
sufrido un período de bajas temperaturas (vernalización) y las semillas de algunas especies arbóreas
que no toleran la sombra, como las sequoias, solamente germinan después de un incendio.
129
Nombre del alumno/a:
Turno:
2. La cubierta seminal y la germinación
En algunos casos, la cubierta o tegumento eminal presenta una barrera impermeable al agua que
impide la imbibición de las semillas (y su germinación) hasta que éstas no hayan sido ingeridas por
animales o dañadas mecánicamente por abrasión. Este fenómeno, la necesidad de una escarificación
del tegumento como paso previo a la germinación, tiene una función adaptativa que asegura la
dispersión efectiva de las semillas. En este Trabajo Práctico, simularemos dos casos de escarificación:
a) química: mediante la acción de un ácido fuerte
b) mecánica: mediante una incisión en el tegumento
Ejercicio 1: Efecto de la escarificación sobre la germinación de semillas de Albizia
Materiales:
 Semillas de Albizia
 Cajas de Petri
 Algodón hidrófilo o papel de filtro
 Bisturí u hoja de sierra
 Pinza de disección
 Agua
 Ácido sulfúrico concentrado
Procedimiento:
a) Tome 30 semillas de Albizia sp. y sepárelas en 3 lotes de 10 semillas cada uno.
b) Coloque en tres caja de Petri sendas capas finas de algodón y humedézcalas con agua
(esto se denomina “cámara húmeda”).
c) Siembre 10 de las semillas sobre el algodón de una de las cajas, cubra y coloque la caja en
estufa a 20°C hasta la próxima clase.
d) Tome el segundo lote de semillas y con un bisturí haga una pequeña incisión en el
tegumento externo de cada una de ellas, cuidando de no dañar el interior de las semillas.
Coloque las semillas en otra de las cajas de Petri y mantenga en las mismas condiciones
que el tratamiento anterior.
e) Tome el tercer lote de semillas y expóngalas a ácido fuerte por 10 minutos, lave tres veces
con agua de la canilla (este procedimiento será realizado por los docentes). Coloque las
semillas en la tercera caja de Petri y mantenga en las mismas condiciones que el
tratamiento anterior.
Análisis de los resultados: Calcule el porcentaje de germinación de las semillas de Albizia en cada
tratamiento. Compare estos resultados ¿Cómo los explica? ¿Cómo se pueden relacionar sus
resultados con la adaptación de Albizia a su ambiente? ¿Qué otros ejemplos conoce?
3. Análisis de viabilidad de semillas
En los cultivos, es de interés comercial la determinación de la viabilidad y el poder germinativo de los
lotes de semillas, por ejemplo para evaluar su posibilidad de almacenamiento o decidir el momento
de la siembra. El test de cloruro de tetrazolio es un test bioquímico, rápido y sencillo de realizar, que
permite determinar el estado metabólico del embrión y así poder estimar la capacidad potencial de
germinación (que se puede predecir que será igual a la capacidad real si las condiciones de
germinación son óptimas). El test consiste en detectar si el embrión está vivo, al evaluar el
funcionamiento de la cadena de transporte de electrones mitocondrial. El cloruro de tetrazolio es un
130
Nombre del alumno/a:
Turno:
compuesto soluble e incoloro, que al captar electrones del flujo respiratorio se reduce para formar
un compuesto insoluble de color rosa. Este compuesto se deposita sobre el tejido que lo ha reducido
(las células embrionarias) con lo que el embrión se tiñe de color rosa. La reacción de reducción es la
siguiente:
y sólo se producirá si el embrión tiene una cadena respiratoria mitocondrial funcional (si está vivo).
Ejercicio 2: Determinación de la viabilidad de semillas usando el test de cloruro de tetrazolio y
comparación con el porcentaje de germinación.
Materiales:
 Granos de cebada previamente remojados
 Cajas de Petri
 Algodón hidrófilo o papel de filtro
 Solución de cloruro de tetrazolio 0,1%
 Bisturí
 Pinza de disección
 Agua
Procedimiento:
f) Tome 20 granos previamente remojados de cebada o similar y pélelos.
g) Prepare una cámara húmeda en una caja de Petri. Siembre 10 de los granos remojados
sobre el algodón, cubra y coloque la caja en estufa a 20°C hasta la próxima clase.
h) Corte longitudinalmente otros 10 granos. De cada grano identifique una mitad donde sea
visible al menos parte del embrión (use la lupa si es necesario), coloque esas 10 mitades
en una caja de Petri conteniendo la solución de cloruro de tetrazolio, cuidando que
queden totalmente sumergidas. Lleve a estufa a 20°C durante 1 hora.
i) Al cabo de ese tiempo observe y registre el número de embriones que se hayan teñido de
rojo.
Análisis de los resultados: Calcule el porcentaje de germinación de las semillas de cebada en cámara
húmeda, y el porcentaje de semillas viables según el método de cloruro de tetrazolio. Compare estos
resultados: ¿Existe una correspondencia entre la capacidad de germinación potencial y la real? Si no
concuerdan, proponga una causa.
Ejercicio 3: Suponga que Ud. puede elegir la temperatura, humedad y tensión de oxígeno del
ambiente ¿en qué condiciones ambientales propondría conservar las semillas de cebada para alargar
más tiempo su viabilidad?
Exploración en la Web
http://www.euita.upv.es/varios/biologia/temas/tema_17.htm: información general sobre viabilidad
de las semillas
131
Nombre del alumno/a:
Turno:
TRABAJO PRÁCTICO N° 22: DIVERSIDAD DE ANGIOSPERMAS
Objetivo: Familiarizarse con la diversidad morfológica de las angiospermas mediante la
observación, el reconocimiento y la identificación de ejemplares recolectados
1. Introducción
Cuando uno está frente a un espécimen vegetal, a menudo es necesario identificarlo o determinarlo
científicamente, es decir, ubicarlo dentro de un grupo taxonómico (familia, género, especie, etc.)
previamente definido. Al evaluar los posibles taxones, se tienen en cuenta ciertas características
diagnósticas del taxón, que son las que lo distinguen del resto. En este Trabajo Práctico,
identificaremos distintos especímenes de angiospermas hasta la categoría de familia, utilizando
principalmente características de las estructuras reproductivas. Una manera efectiva de
identificación involucra el uso de claves dicotómicas, que consisten en guías para ir eligiendo
secuencialmente entre características alternativas hasta que se llega a una sola respuesta posible.
Las claves son dicotómicas porque para cada característica se definen dos estados alternativos,
claramente distinguibles entre sí. Estas claves están confeccionadas para ser prácticas y eficientes en
determinados usos o ambientes fitogeográficos y no necesariamente representan relaciones
filogenéticas entre los taxones.
2. Identificación de especímenes vegetales hasta nivel de familia utilizando
claves dicotómicas
Ejercicio 1: Examine las estructuras reproductivas y vegetativas de las diferentes plantas provistas.
Utilizando las claves dicotómicas de las páginas siguientes determine a qué familia pertenece cada
espécimen. Para cada ejemplo, provea una lista de las características que le ayudaron en su decisión.
Bibliografía sugerida
Parodi, LR. Enciclopedia Argentina de Agricultura y Jardinería (editado por última vez en 1977, varias
versiones anteriores)
Heywood , VH. 1985. Las plantas con flores. Ediciones Reverté, Barcelona.
Exploración en la Web
http://www.botany.hawaii.edu/faculty/carr/pfamilies.htm Con enlaces a descripciones de las
distintas familias de plantas vasculares, accesibles desde los sistemas de clasificación más usados.
http://www.life.illinois.edu/plantbio/digitalflowers/ Excelente sitio interactivo sobre taxonomía de
Angiospermas
132
Nombre del alumno/a:
Turno:
CLAVE PARA DETERMINACIÓN DE MONOCOTILEDÓNEAS
1 . Plantas flotantes, pequeñas (menores de 1,5 cm), sin diferenciación en tallo y hojas. Con o sin
raíces .............................................................................................................LEMNACEAE.
Lemna, Spirodella, etc. Lentejas de agua.
1’. Plantas terrestres, acuáticas o epífitas, con tallos y hojas diferenciados.
2 . Plantas arborescentes con un tronco no ramificado en el ápice (estípite). Hojas grandes,
pinnadas o palmadas, agrupadas en el extremo del estípite. ..................................PALMAE.
Palmeras. Butia yatay, yatay. Euterpe edulis ,palmito.
2’. Plantas herbáceas, o si con un estípite leñoso, con hojas simples, lineales.
3 . Flores pequeñas dispuestas en un seudanto (falsa flor), compuesto por una espiga densa
(espádice) protegida por una bráctea frecuentemente vistosa espata).................ARACEAE.
Zantedeschia, calas
3´. Flores solitarias o agrupadas en inflorescencias sin tales caracteres.
4 . Flores sin perianto o con perianto inconspicuo, verdoso.
5 . Flores pequeñas sin perianto, protegidas por brácteas y agrupadas en espiguillas.
6 . Tallos macizos con nudos solo en la base, triangulares en sección. Vainas foliares
cerradas. Fruto aquenio................................................CYPERACEAE.
Scirpus californicus, junco del Delta.
Cyperus papyrus, papiro.
6’. Tallos generalmente huecos con nudos y entrenudos marcados, de sección
circular. Vainas foliares abiertas. Fruto cariopse.........................GRAMINEAE.
Pastos, cereales, cañas, bambúes, etc. Más de 10000 especies.
5’. Flores con 3+3 tépalos verdosos. Plantas graminiformes. ..........JUNCACEAE.
Juncus, juncos.
4’. Flores con perianto vistoso.
7 . Gineceo con 3 a infinitos carpelos libres entre sí...........ALISMATACEAE.
Sagittaria montevidensis, sagitaria.
7’. Gineceo gamocarpelar, generalmente 3-carpelar.
8 . Estambres, 5. Plantas terrestres, robustas, hasta arborescentes. Flores
cigomorfas o asimétricas, ovario ínfero....................................MUSACEAE.
Musa paradisiaca, bananero.
8’. Estambres 3 o 6. (ver además 8’’)
9 . Flores con cáliz y corola diferentes.
10 . Plantas epífitas o terrestres, generalmente acaules. Hojas arrosetadas,
lineales, coriáceas o crasas, con el margen frecuentemente
espinoso................................................ BROMELIACEAE.Tillandsia, claveles
de aire. Ananas comosus, ananá.
10’. Plantas terrestres, tallos con nudos y entrenudos evidentes. Hojas
distanciadas, más o menos elípticas, herbáceas, no espinosas. ............
.......................................................... COMMELINACEAE.Tradescantia,
Commelina, flor de santa Lucía.
9’. Flores con perigonio corolino de 3+3 tépalos.
11 . Ovario súpero.
12 . Plantas acuáticas, flotantes o palustre…….
……………………PONTEDERIACEAE. Pontederia, Eichornia, camalotes.
133
Nombre del alumno/a:
Turno:
12’. Plantas terrestres, frecuentemente con bulbos o rizomas........
......................................... LILIACEAE.Allium, ajo, cebolla
Lilium, Tulipa, tulipanes
11’. Ovario ínfero.
13 Estambres, 6............................................AMARYLLIDACEAE.
Amaryllis azucenas. Narcissus. Agave, pita.
13’. Estambres, 3.......................................................IRIDACEAE.
Gladiolus. Iris, lirios.
8’’. Estambres 2, 1 o ½ (sólo una teca desarrollada).
14 . Flores asimétricas. Androceo con un solo estambre petaloideo fértil. (Solo
una teca desarrollada). Terrestres robustas, rizomatosas ..............
.............................................................................................CANNACEAE.
Canna, achiras.
14’. Flores cigomorfas. Androceo (1, raro 2 estambres) soldado al pistilo
formando un solo cuerpo (ginostemio). Polen en polinias. Terrestres o
frecuentemente epífitas...................................................ORCHIDACEAE.
Orquídeas, alrededor de 20000 especies.
134
Nombre del alumno/a:
Turno:
CLAVE PARA DETERMINACIÓN DE DICOTILEDÓNEAS (incluye Eudicotiledónes
y Magnólidas)
1 . Perianto ausente o formado por un solo verticilo poco conspicuo y generalmente calicoide.
Frecuentemente flores diclinas.
2 . Plantas con látex.
3 . Gineceo tricarpelar (estilo trífido), trilocular, un óvulo por lóculo. .........................
............................................................................................................EUPHORBIACEAE.Ricinus
communis, ricino.
Manihot utilissima, mandioca.
3’ . Gineceo 1 o 2 carpelar, unilocular, uniovulado. Frutos agregados en infrutescencias
carnosas. ..........................................................................MORACEAE.
Morus, moreras. Ficus carica, higuera.
2’ . Plantas sin látex.
4 . Hojas con ocrea (2 estípulas soldadas forman un tubo membranáceo que rodea al tallo
por encima del pecíolo)................................................. POLYGONACEAE.
Polygonum fagopyrum, trigo sarraceno.
Rumex, lengua de vaca.
4’ . Hojas sin ocrea.
5 . Ovario súpero.
6
.
Fruto
cápsula
con
numerosas
semillas
lanosas.
Árboles
.................................................................................................... SALICACEAE.
Salix, sauces. Populus, álamos.
6’ . Herbáceas hasta arbóreas, con otro tipo de fruto.
7 . Fruto aquenio. Plantas herbáceas o subleñosas, muchas veces con pelos
urticantes ............................................................................... URTICACEAE
Urtica, ortigas.
7’ . Fruto sámara o drupa. Arboles o arbustos. ..........................ULMACEAS
Ulmus, olmos. Celtis, tala.
7’’. Fruto baya, generalmente multiseminada. Hierbas o leñosas
arborescentes.............................................................. PHYTOLACCACEAE
Phytolacca dioica, ombú
5’ . Ovario ínfero ............................................................................ MYRTACEAE
Eucalyptus, eucaliptos.
1’ . Perianto con cáliz y corola, a veces perigonio corolino.
8 . Gineceo con 2 a infinitos carpelos libres.
9 . Plantas herbáceas con hojas carnosas. Carpelos 4 o 5 .................CRASSULACEAE
Crassula. Kalanchoe. (ornamentales)
9’ . Herbáceas o leñosas con hojas membranáceas o coriáceas, no carnosas.
10 . Piezas florales numerosas, de disposición espiralada, o bien en ciclos trímeros.....
...................................................................................................... MAGNOLIACEAE
Magnolia. Liriodendron
10’
.
Flores
espirocíclicas
o
cíclicas,
con
ciclos
pentámeros
(raro
tetrámeros)............................................................................................ROSACEAE
Malus, manzano. Pyrus, peral.
Prunus, ciruelo, durazno, cerezo.
8’ . Gineceo con 1 carpelo o con varios carpelos soldados formando un solo pistilo.
135
Nombre del alumno/a:
Turno:
11 . Flores dialipétalas.
12 . Ovario súpero.
13 . Androceo con 6 estambres, 2 exteriores breves y 4 interiores más largos. Fruto
silicua (cápsula dehiscente por dos valvas y con un falso tabique membranáceo).
........................................................................CRUCIFERAE
Brassica, coles.
13’ . Androceo diferente, con 5; 10; hasta infinitos estambres. Frutos variados, sin
tales caracteres.
14 . Infinitos estambres soldados por sus filamentos, formando un tubo que
rodea al estilo desde 5 a multifido....................................MALVACEAE.
Gossypium, algodonero.
Hybiscus rosa-sinensis, rosa china.
14’ . Androceo con otras características.
15 . Herbáceas de hojas opuestas, enteras, con el tallo frecuentemente
engrosado en los nudos. Placentación central..................................
.................................................. CARYOPHYLLACEAE. Dianthus, clavel,
clavelina.
15’ . Herbáceas o leñosas con hojas generalmente alternas y en muchos
casos pinnatífidas o palmatífidas hasta compuestas. Placentación
marginal, axilar o parietal.
16 . Gineceo unicarpelar; estilo indiviso.
17 . Flores generalmente actinomorfas, con prefloración imbricada
. Fruto folículo, drupa..................... ROSACEAE.
17’ . Flores cigomorfas o actinomorfas, en este último caso la
prefloración
es
valvar.
Fruto
legumbre,
lomento,
sámara....................................... LEGUMINOSAE
Phaseolus, porotos. Pisum, arvejas.
Trifolium, tréboles. Tipuana tipu, tipa.
16’. Gineceo con más de un carpelo; estilo 2-5 fido.
18 . Carpelos y estilos, 3. Plantas generalmente trepadoras, con
zarcillos...............................................PASSIFLORACEAE
Passiflora, pasionarias.
18’ . Carpelos y estilos, 5. Herbáceas (o leñosas) no trepadoras, con
bulbos o rizomas. Hojas compuestas frecuentemente con 3
folíolos
en
forma
de
corazón.....................................................OXALIDACEAE
Oxalis, vinagrillos.
12’. Ovario ínfero
19 . Plantas generalmente áfilas y con tallos suculentos y espinosos. Perianto con
muchas piezas de disposición espiralada. ..........................CACTACEAE
Opuntia, tunas. Cereus, Trichocereus, cardones.
19’ . Plantas no suculentas. Perianto cíclico tetrámero o pentámero.
20 . Estambres, 4 u 8; flores tetrámeras, frecuentemente con hipanto (tubo que
eleva las piezas florales a cierta distancia del ovario). Herbáceas o
leñosas.............................................................................ONAGRACEAE
Fuchsia magellanica, aljaba.
20’ . Estambres, 5. Herbáceas con hojas alternas. Flores agrupadas en
umbelas......................................................................UMBELLIFLORAE
Apium, apio. Daucus carota, zanahoria.
136
Nombre del alumno/a:
Turno:
Anetum graveolens, anís.
20’’. Estambres numerosos (más de 10). Leñosas con hojas opuestas o más
raramente alternas...................................................................... MYRTACEAE
11’ . Flores gamopétalas.
21 . Ovario súpero.
22 . Estambres unidos al pistilo formando un ginostegio. Polen en polinias. Plantas
con látex, frecuentemente volubles. ................ASCLEPIADACEAE
Asclepias curasavica, bandera española.
22’ . Estambres libres entre sí. Polen libre, no en polinias.
23 . Flores actinomorfas (o débilmente cigomorfas) con 5 (raro menos)
estambres.
24 . Numerosos óvulos por carpelo.
25 . Estambres alternando con los pétalos. Ovario bilocular (o
plurilocular). Fruto cápsula o baya. Herbáceas o leñosas.........
.............................................................................. SOLANACEAE
Muchas comestibles: tomate, ají, berenjena.
Nicotiana tabacum. Solanum tuberosum, papa.
25’ . Estambres opuestos a los pétalos. Ovario unilocular. Fruto cápsula.
Hierbas …………..........................PRIMULACEAE.
Primula, primaveras.
24’ . Dos óvulos por carpelo.
26 . Estilo ginobásico (hundido entre 4 lóbulos del ovario). Fruto
drupáceo 4-locular o separándose en 2 o 4 partes (clusas). Flores
agrupadas
en
monocasios
escorpioides
....................
...................................................................BORAGINACEAE.
Heliotropium. Myosotis, nomeolvides.
26’ . Estilo terminal. Fruto cápsula. Frecuentemente hierbas
volubles..................................................CONVOLVULACEAE
Ipomoea, campanillas. Ipomoea batatas, batata.
23’ . Flores cigomorfas con 4 o menos estambres (raro 5).
27 . Ovario bicarpelar, bilocular con numerosos óvulos. Fruto cápsula.
28 . Semillas aladas. Árboles arbustos o lianas con zarcillos, hojas
opuestas, frecuentemente compuestas
.....................................................................BIGNONIACEAE.
Jacaranda mimosifolia, jacarandá. Tabebuia, lapachos.
28’ . Semillas no aladas. Hierbas o arbustos con hojas alternas u
opuestas, simples............................ SCROPHULARIACEAE.
Antirrhinum, conejitos.
Digitalis purpurea, digitalia (digitalina)
27’. Ovario bicarpelar, 2-4 locular con 2-4 óvulos. Fruto drupáceo o
esquizocárpico con 1-4 núculas.
29 . Ovario 4-lobulado; estilo ginobásico, emergiendo de entre los
lóbulos. Corola notablemente bilabiada. Frecuentemente
aromáticas...............................................................LABIATAE.Salvia.
Mentha. Origanum. Rosmarinus, romero.
29’ . Ovario no lobulado, estilo terminal. Corola apenas
bilabiada.......................................................VERBENACEAE
Verbena, Glandularia. Lantana.
21’ . Ovario ínfero.
137
Nombre del alumno/a:
Turno:
30 . Flores dispuestas en capítulos o espigas compactas con un involucro de brácteas
en la base.
31 . Estambres libres entre sí................................................DIPSACACEAE.
Dipsacus sativus, carda.
31’ . Anteras de los 5 estambres unidas entre sí formando un tubo que rodea el
estilo..................................................................COMPOSITAE.
Helianthus annuus, girasol. Matricaria, manzanilla.
30’ . Flores solitarias, en inflorescencias laxas o si en cabezuelas, éstas sin involucro.
32 . Flores generalmente monoclinas. Plantas sin zarcillos, hojas
opuestas.............................................................................. RUBIACEAE
Coffea arabica, café
Gardenia augusta, jazmín del cabo.
32’. Flores diclinas. Trepadoras con zarcillos, Hojas alternas. Fruto baya o
pepónide...................................................................CUCURBITACEAE
Cucurbita, zapallos, calabazas
Citrullus vulgaris, sandía.
138
Nombre del alumno/a:
Turno:
Ejercitación de estudio e integración
Evolución de las plantas vasculares
Ejercicio 1: Comparación del ciclo de vida haplodiplonte en algunos representantes de los grupos de
plantas estudiados. Complete la siguiente Tabla:
Briofitas
Equisetum
Pino
Maíz
Jacarandá
Clado al que pertenece
Tipo de ciclo de vida
Características del individuo productor
de esporas (esporofito)
Características del individuo productor
de gametas (gametofito)
Individuo fotosintético
Homo/heterosporado
Tipo de desarrollo del gametofito
Fecundación dependiente del agua
Presencia de anterozoides
Presencia de embrión
Presencia de semilla
Doble fecundación
Presencia de fruto
Tejido vascular fuertemente lignificado
Producción de tejido vascular
secundario por desarrollo de cambium
vascular
Megafilos
Microfilos
139
Nombre del alumno/a:
Turno:
Ejercicio 2: Complete el siguiente cuadro comparativo utilizando la bibliografía provista
Angiospermas
basales
Magnólidas
Monodicotiledóneas
Eudicotiledóneas
Ejemplos
Flores
Disposición de
las piezas
Número de
piezas
Soldadura de
carpelos
Estigma
Estambres
Tipo de polen
Semillas
Número de
cotiledones
Hojas
Venación foliar
Tallo
Disposición de
haces
vasculares en
el tallo
Raíces
Tipo de
sistema
radicular
140
Nombre del alumno/a:
Turno:
Ejercicio 3: Las clasificaciones actuales buscan reflejar las relaciones evolutivas y de parentesco
(filogenéticas) entre los organismos. Para ello, se tienen en cuenta una gran variedad de caracteres:
morfológicos, anatómicos, histológicos y citológicos, tanto vegetativos como reproductivos, así como
también bioquímicos y moleculares, y los datos aportados por registro fósil. Analizando estos caracteres
y teniendo en cuenta los caracteres primitivos compartidos y los caracteres derivados compartidos, se
construyen árboles filogenéticos o cladogramas que reflejan las relaciones filogenéticos entre los
organismos considerados.
En base a sus conocimientos sobre morfología y anatomía de los grupos de plantas vistos a lo largo del
curso, construya un árbol filogenético utilizando los caracteres que figuran en la siguiente tabla. Como
primer paso, indique en la tabla presencia (1) o ausencia (0) de dicho carácter. Finalmente, en base a la
información de la tabla, intente construir un cladograma.
carácter
Coníferas Dicotiledóneas Monocotiledóneas Musgos
Helechos Antepasado de
algas verdes
Tejido vascular
Heterosporia
Vasos xilemáticos
Número de
cotiledones
Flores
Retención de cigota y
embrión
Bibliografía sugerida
Bold, HC et al. 1980. Morphology of Plants and Fungi. Harper & Row.
Evert, RF y SE Eichhorn. 2013. Raven Biology of Plants. Ed. WH Freeman & Co.
Nabors, M.W. Introducción a la Botánica. Pearson Educación, Madrid, 2006.
Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, 1992. Biología de las Plantas. Reverté.
Valla JJ. 1979. Botánica. Morfología de las plantas superiores. Hemisferio Sur, Buenos Aires.
141
Nombre del alumno/a:
Turno:
TRABAJO PRÁCTICO N° 23: VISITA AL JARDÍN BOTÁNICO CARLOS
THAYS (C.A.B.A.)(*)
Objetivo: Integrar los conocimientos morfológicos y evolutivos relativos a las plantas
vasculares mediante la observación de material vivo
1. Introducción
El Jardín Botánico Carlos Thays posee una colección de plantas diversa y única que lo convierte en
una herramienta educativa inigualable. Este trabajo práctico se realizará en el predio del Jardín,
situado en el barrio de Palermo de la Ciudad de Buenos Aires. El punto de encuentro será la entrada
del Jardín sobre la Avenida Santa Fe 3951 (**). La jornada consistirá de dos partes:
1. Visita guiada: Al llegar y por espacio de dos horas, los alumnos serán guiados por los docentes del
Jardín en una visita educativa de Biodiversidad y Evolución, que mostrará ejemplares de los
principales grupos de plantas vasculares (desde Lycophytas a monocotiledóneas), haciendo
hincapié en la morfología y forma de reproducción de aquellos grupos cuya aparición representó
un hito importante en la evolución de las plantas. El recorrido incluirá el invernáculo principal, el
invernáculo de plantas xerófitas y el jardín de mariposas (con énfasis en el proceso de
polinización).
2. Identificación de ejemplares: Luego de la visita guiada, los alumnos deberán completar un
recorrido de identificación de once especies incógnita, ubicadas en el predio del Jardín, según el
mapa que se adjunta (ver Apéndice).
Ejercicio 1: Integrando los conocimientos morfológicos adquiridos durante la cursada y con la
ayuda de las claves dicotómicas provistas (extraídas del libro Plantas de la Costa, Biota rioplatense
I, de H. Lahitte et al. Editorial L.O.L.A., ver Apéndice), identifique por el nombre a las especies o
géneros incógnita que aparecen ubicadas según el mapa. Complete la tabla siguiente, indicando
brevemente qué características utilizó para la identificación, siempre utilizando el vocabulario
botánico adecuado.
Planta
No.
Nombre común y nombre
científico
Características usadas en la identificación
1
2
3
142
Nombre del alumno/a:
Turno:
4
5
6
7
8
9
10
11
Bibliografía sugerida
Lahitte, H. et al. Plantas de la Costa, Biota rioplatense I. Editorial L.O.L.A. (en la actualidad agotado)
Parodi, LR. Enciclopedia Argentina de Agricultura y Jardinería (editado por última vez en 1977, varias
versiones anteriores)
Heywood , VH. 1985. Las plantas con flores. Ediciones Reverté, Barcelona.
(*) TP diseñado en colaboración con Adriana Burgos y equipo (Jardín Botánico Carlos Thays)
(**) Cómo llegar al Jardín Botánico
Colectivo: 10, 12, 15, 21, 29, 34, 39, 41, 57, 59, 60, 64, 67, 68, 93, 95, 111, 118, 128, 141, 152, 160, 161,
188 y 194
Subte: Estación Plaza Italia (Línea D y sus combinaciones)
Tren: Estación Palermo (Ferrocarril Metropolitano Gral. San Martín)
Sitio Web del Jardín Botánico:
http://www.buenosaires.gob.ar/espaciopublico/mantenimiento/espaciosverdes/jardinbotanico
143
Nombre del alumno/a:
Turno:
TRABAJO PRÁCTICO N° 24: HONGOS Y LÍQUENES (*)
Objetivo: Familiarizarse con la morfología vegetativa y de las estructuras reproductivas de
los diferentes grupos de hongos
2. Introducción
Los hongos son organismos eucariotas, heterótrofos, que absorben alimento después de
descomponerlo en moléculas pequeñas. Comparten ciertas características, como presencia de pared
celular, con las plantas y ciertas características con los animales, por lo que se justifica su clasificación
en un grupo propio. Los primeros fósiles de hongos datan del Cámbrico (hace 540 ma), pero es
probable que los primeros hongos hayan aparecido hace alrededor de 1500 ma. Las filogenias
moleculares sugieren que los hongos están más relacionados con los animales, con los que
compartirían un ancestro común flagelado heterótrofo, similar a los coanoflagelados (Protista)
actuales. Los Chytridiomycota, actualmente clasificados dentro de los hongos, presentan formas
flageladas que se asemejan a los coanoflagelados.
Aunque hay algunos hongos unicelulares, como las levaduras, la mayoría de los hongos son
pluricelulares y están compuestos por filamentos, denominados hifas, que pueden ser cenocíticos
(multinucleados, sin tabiques transversales) o tabicados. Independientemente del tipo, las hifas
forman un entretejido más o menos denso, denominado micelio.
Los hongos se reproducen sexual y asexualmente por formación de estructuras de dispersión
denominadas esporas, que en todos los grupos, excepto Chytridiomycota, carecen de flagelos.
Diversos grupos de hongos forman asociaciones mutualistas o simbióticas con otros organismos,
como las micorrizas (asociación con las raíces de plantas vasculares) y los líquenes (asociaciones con
algas o cianobacterias).
3. Clasificación
Se han descrito ya más de 100.000 especie de hongos y se calcula que pueden existir muchas más.
Los hongos se clasifican según la morfología de las hifas y los detalles de su ciclo vital. Se distinguen
cinco grandes grupos, con categoría de Divisiones:
División Chytridiomycota: Células esféricas o hifas cenocíticas con rizoides de absorción. Son los
únicos hongos que producen esporas y gametas flageladas. Algunos con ciclo de vida con alternancia
de generaciones. Mohos acuáticos, algunos marinos. Algunos parásitos.
División Glomeromycota: Hongos con micelio cenocítico que forman endomicorrizas en
aproximadamente el 80% de las plantas terrestres. Sólo se conoce su reproducción asexual, por
medio de grandes esporas que se producen de manera subterránea.
División Zygomycota: Micelios cenocíticos. Ciclos de vida con fase sexual y asexual. La reproducción
asexual, que predomina en ambientes favorables, involucra la formación de endosporas. La
reproducción sexual, que se dispara frente a condiciones ambientales desfavorables, involucra la
fusión de gametangios con la formación de esporas de resistencia. No forman gametas flageladas.
Puede ser homo- o heterotálicos.
División Ascomycota: Unicelulares (levaduras) o con micelios tabicados. Ciclo de vida con fase sexual
y asexual. La reproducción sexual implica la fusión de micelios compatibles para formar una fase
dicarionte (n+n). Durante la reproducción sexual forman endosporas (ascosporas) en células con
forma de saco denominadas ascos, que en la mayoría de los grupos se producen en cuerpo
144
Nombre del alumno/a:
Turno:
fructíferos llamados ascocarpos o ascomas. Los Ascomycetes son muy importantes en la industria
alimenticia (levaduras), como fuente de fármacos (penicilina y otros antibióticos) y como agentes de
enfermedades humanas (como la candidiasis) o de las plantas (oidios). Alrededor de la mitad de las
especies descriptas de ascomicetes forman líquenes.
División Basidiomycota: Pluricelulares con micelios tabicados, con células que se dividen formando
fíbulas. La mayoría carece de una fase asexual en el ciclo de vida. La reproducción sexual implica la
fusión de micelios compatibles para formar una fase dicarionte (n+n) extendida en el tiempo. Forman
exosporas (basidiosporas) en células agrandadas denominadas basidios, que se producen en cuerpo
fructíferos llamados basidiocarpos o basidiomas. La morfología de los basidiocarpos es una
característica taxonómica importante. Muchos de los cuerpos fructíferos son comestibles, algunos
son tóxicos. Algunos basidiomicetes (royas y carbones) son importantes patógenos de cultivos.
Deuteromycetes: Es un grupo artificial, también llamado Fungi imperfecti, que comprende a los
hongos de los que se conoce solamente la fase asexual (imperfecta) del ciclo de vida. La mayoría
tienen afinidad con especies conocidas de ascomicetes, algunos pocos con basidiomicetes o
zigomicetes.
Líquenes: Los líquenes son asociaciones simbióticas de hongos con algas. El componente fúngico
(micobionte) de los líquenes es en el 98 % de los casos un ascomicete y en el resto basidiomicetes. El
componente algal (ficobionte) puede ser una cianobacteria, como Nostoc, o algas verdes unicelulares,
y a veces una combinación de las dos. La distribución del fotobionte puede ser uniforme o formando
un estrato interno. La morfología del talo del liquen está determinada por el micobionte. Los
líquenes se reproducen asexualmente por fragmentación y produciendo propágulos vegetativos
(soredios e isidios) que contienen los dos componentes. La reproducción sexual se da solamente en
el micobionte, que formará los ascocarpos o basidiocarpos característicos de su grupo taxonómico.
4. Observación de estructuras características de representantes de las
distintas divisiones de hongos
Ejercicio 1: Chytridiomycetes. En las siguientes fotografías de quitridios típicos, identifique y rotule
talo, rizoides, zoosporas/esporas, zoosporangio/esporangio.
Ejercicio 2: Zygomycetes. Observación de estructuras de reproducción sexual y asexual en un hongo
heterotálico del orden Mucorales (género Absidia). Observe bajo la lupa el aspecto del cultivo sobre
medio agarizado, con la formación de una hilera de zigosporas en el lugar de unión de los micelios (+)
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Nombre del alumno/a:
Turno:
y(-). Tome una porción de esta zona y haga un preparado sobe una gota de agua, separando las hifas
con dos agujas para su mejor visualización. Observe al microscopio, dibuje y rotule las estructuras
vegetativas, los distintos estadios de reproducción sexual y los esporangios asexuales.
Ejercicio 3: Zygomycetes. Rotule el siguiente esquema del ciclo de vida de Absidia, indicando la
ploidía de las estructuras.
Ejercicio 4: Acomycetes unicelulares: Saccharomyces cerevisiae (levadura de cerveza). Haga un
preparado de una muy pequeña porción de un paquete de levadura con una gota de agua entre
porta y cubre objetos, disgregando exhaustivamente el material. Observe, dibuje y rotule las células
vegetativas gemantes.
Ejercicio 5: Ascomycetes que forman apotecios: Género Ascobolus (Discomycetes). Observe a la lupa
el cultivo provisto y ubique los apotecios. Tome un apotecio y aplástelo suavemente entre porta y
cubreobjetos. Observe al microscopio, dibuje y rotule el himenio con ascos, ascosporas y paráfisis.
146
Nombre del alumno/a:
Turno:
Ejercicio 6: Formas conidiógenas (imperfectas) de Ascomycota (“deuteromicetes”). Haga un
preparado entre porta y cubreobjeto con el material que se le entregue, cuidando de disgregar
exhaustivamente el micelio. Observe, dibuje y rotule las hifas, los conidióforos y los conidios.
Ejercicio 7: Ciclo vital de los Ascomycetes. Rotule el siguiente esquema de un ciclo de vida
generalizado de un ascomycete con fase sexual y fase asexual. Indique el momento de la fecundación
y de la meiosis.
Ejercicio 8: Basidiomycetes: Diversidad de basidiocarpos. Observe, dibuje y rotule el aspecto general
de los tres tipos básicos de fructificaciones de Basidiomicetes. Indique la distribución del himenio y
los puntos de fijación al sustrato.
Ejercicio 9: Micelio tabicado de Basidiomycetes: Realice un preparado entre porta y cubreobjeto con
el material que se le entregue, cuidando de disgregar exhaustivamente el micelio. Observe, dibuje y
rotule las hifas con las fíbulas. ¿Cuál es la función de las fíbulas?
147
Nombre del alumno/a:
Turno:
Ejercicio 10: Ciclo vital de los Basidiomycetes. Rotule el siguiente esquema de un ciclo de vida
generalizado de un basidiomycete. Indique el momento de la fecundación y de la meiosis.
Ejercicio 11: Glomeromycetes. Rotule la figura siguiente, identificando: endodermis, epidermis,
parénquima cortical, pelo absorbente, hifa intercelular, hifa externa, arbúsculos, vesícula, esporangio,
esporas, “coils” intracelulares. Indique, en cada rótulo, con una (H) las estructuras que corresponden
al hongo y con una (P) las correspondientes a la raíz del hospedante.
148
Nombre del alumno/a:
Turno:
Ejercicio 12: Hongos liquenizados. Observe y dibuje el aspecto general de distintos talos liquénicos y
compare sus morfologías, indicando si se trata de un talo crustoso, folioso, fruticoso o combinado. En
base a la estructura de reproducción sexual que observa ¿qué micobionte cree que está formando
cada liquen?
Bibliografía sugerida
Alexopoulos CJ, Mins CW y Blackwell M. 1996. Introductory Mycology. Wiley, Nueva York.
Nabors MW. 2006. Introducción a la Botánica. Pearson Education SA, Madrid.
Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, 1992. Biología de las Plantas. Reverté, Tomos I y II.
Raven, PH; RF Evert y SE Eichhorn, 2005. Biology of plants. WH Freeman & Co.
(*)
Con la colaboración de María Eugenia Suárez
149
Nombre del alumno/a:
Turno:
APÉNDICE
1. MATERIALES NECESARIOS PARA LA VISITA AL JARDÍN BOTÁNICO
Plano del Jardín con la ubicación de las plantas incógnita
Clave dicotómica para la identificación de las plantas incógnita (páginas 24-43 del libro Plantas
de la Costa, Biota rioplatense I, de H. Lahitte et al. Editorial L.O.L.A.)
2. REGLAS BÁSICAS DE HIGIENE Y SEGURIDAD EN LABORATORIOS
DE BIOLOGÍA Y QUÍMICA
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REGLAS BÁSICAS DE HIGIENE Y SEGURIDAD EN LABORATORIOS DE QUÍMICA Y BIOLOGÍA –
PAUTAS DE ACTUACION EN CASOS DE EMERGENCIAS
Las prácticas que se realizan en los laboratorios presentan riesgos propios de cada actividad. Las reglas
básicas aquí indicadas son un conjunto de normas destinadas a proteger la salud de los alumnos y a
evitar accidentes y contaminaciones tanto dentro del ámbito de trabajo, como hacia el exterior.
Es un elemento clave en la seguridad la información que permita reconocer y minimizar o evitar los
riesgos presentes en el laboratorio. Será fundamental respetar la metodología de cada técnica, y trabajar
con cuidado y en forma ordenada.
MEDIDAS GENERALES
1. Se deberá conocer la ubicación de los elementos de seguridad en el lugar de trabajo, tales como:
matafuegos, salidas de emergencia, mantas ignífugas, lavaojos, gabinete para contener derrames,
accionamiento de alarmas, etc.
2. No se debe comer, beber, fumar o maquillarse en el laboratorio.
3. No se debe guardar alimentos en heladeras que contengan drogas o preparados.
4. Se debe utilizar vestimenta apropiada para realizar trabajos de laboratorio, guardapolvo abrochado
(preferentemente de algodón y de mangas largas) y zapatos cerrados. Evitar el uso de accesorios
colgantes ( aros, pulseras, collares, etc.). y cabello recogido.
5. Las mesadas de trabajo, deben estar despejadas, sin libros, ni abrigos ni objetos personales. Es
imprescindible mantener el orden y la limpieza. Cada persona es responsable directa de la zona que
le ha sido asignada y de todos los lugares comunes.
6. Las manos deben lavarse cuidadosamente después de cualquier manipulación de laboratorio y antes
de retirarse del mismo.
7. Se deben utilizar guantes apropiados para evitar el contacto con sustancias química o material
biológico. Toda persona cuyos guantes se encuentren contaminados no deberá tocar objetos, ni
superficies, tales como: teléfono, lapiceras, manijas de cajones o puertas, cuadernos, etc.
8. No se permite correr en los laboratorios.
9. No se deben bloquear las rutas de escape o pasillos con bancos, sillas, equipos, máquinas u otros
elementos que entorpezcan la correcta circulación.
10. De aviso inmediato al docente responsable si encuentra instalaciones eléctricas y de gas precarias o
provisorias.
11. No utilice equipos (Ej. Rotavap, columnas de destilación, sonicadores, hornos etc.) sin haber recibido
entrenamiento previo y sin supervisión durante su uso.
12. Toda herida o abrasión, aún los pequeños cortes que puedan producirse durante el trabajo práctico
deben ser informados al Docente. Los laboratorios cuentan con un botiquín de primeros auxilios con
los elementos indispensables para atender casos de emergencia.
13. Respete las señales de advertencia. (ej.: riesgo eléctrico, alta temperatura,
radiaciones, etc.)
14. Todo residuo generado debe colocarse en los recipientes
destinados para tal fin según las indicaciones del docente
(ver Pautas para Gestión de Residuos)
Página 1 de 6 (Reglas básicas de Higiene y Seguridad en laboratorios de Química y Biología – Procedimientos ante Emergencias - 2007)
LABORATORIOS DE QUÍMICA
1. No se permite pipetear con la boca.
2. Siempre que sea necesario proteger los ojos y la cara de salpicaduras o impactos se utilizarán
anteojos de seguridad, viseras o pantallas faciales u otros dispositivos de protección. Cuando se
manipulen productos químicos que emitan vapores o puedan provocar proyecciones, se evitará el uso
de lentes de contacto.
3. No utilice el contenido de un recipiente que no este identificado. Los envases que contengan agentes
químicos deben adecuadamente etiquetados con la denominación del compuesto y el tipo de riesgo (
Ej.: corrosivo, tóxico, inflamable, oxidante, radiactivo, explosivo o nocivo).
4. Cuando sea necesario manipular grandes cantidades de materiales inflamables (más de 5 litros)
deberá tenerse a mano un extintor apropiado para ese material en cuestión.
5. Al almacenar sustancias químicas se debe considerar las incompatibilidades que dan lugar a
reacciones peligrosas. Consultar con el Docente.
6. No almacenar en estantes sobre mesadas sustancias corrosivas y en caso de ácidos o álcalis
concentrados (mayor de 2N) deben ser mantenidos en bandejas de material adecuado.
7. Las prácticas que produzcan gases, vapores, humos o partículas, y que puedan ser riesgosas por
inhalación deben llevarse a cabo bajo campana.
8. Se debe verificar la ausencia de vapores inflamables antes de encender una fuente de ignición.
9. No se debe trabajar con materiales inflamables o solventes sobre llamas directa o cerca de las
mismas. Para calentamiento, sólo se utilizarán resistencias eléctricas o planchas calefactoras
blindadas. Se prestará especial atención al punto de inflamación y de autoignición del producto.
10. Está prohibido descartar líquidos inflamables o tóxicos o corrosivos por los desagües de las piletas,
sanitarios o recipientes comunes para residuos. Se deben seguir las pautas para la gestión de
residuos.
11. Los cilindros de gases comprimidos y licuados deben estar en posición vertical sujetos con correas o
cadenas a la pared en sitios de poca circulación, de ser posible fuera del lugar de trabajo, protegidos
de la humedad y fuentes de calor.
12. El material de vidrio roto no se depositará con los residuos comunes. Será conveniente envolverlo
en papel y ubicarlo en cajas resistentes,
13. Todo recipiente que hubiera contenido agentes químicos puede ser descartado junto a los residuos
comunes vaciado totalmente, enjuagado apropiadamente y sin etiquetas.
14. Está terminantemente prohibido hacer experimentos no autorizados por el Docente. No substituya
nunca, un producto químico por otro en una práctica.
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LABORATORIOS DE BIOLOGIA
1. Leer Reglas Básicas para Laboratorios de Química.
2. Se deben utilizar mascarillas descartables cuando exista riesgo de producción de aerosoles (mezcla
de partículas en medio líquido) o polvos, durante operaciones de pesada de sustancias tóxicas o
biopatógenas, apertura de recipientes con cultivos después de agitación, etc.
3. Está prohibido descartar material biológico por los desagües de las piletas, sanitarios o recientes
comunes para residuos. En cada caso se deberán seguir los procedimientos establecidos para la
gestión de residuos.
4. La superficie de trabajo se deberá descontaminar una vez terminadas las tarea o luego de cada
derrame de material viable, utilizando productos probadamente efectivos contra los agentes con que
se trabaja.
5. El derrame o caída de muestras contaminadas, diluciones y medios sembrados o inoculados será
informada al docente de inmediato. Se procederá a tratar el área afectada con la solución
desinfectante que corresponda, la cual se dejará actuar y se recogerá con papel absorbente que será
luego descartado con los residuos patogénicos.
6. En caso de rotura del recipiente de vidrio que contiene microorganismos, proceder de igual forma
pero no tocar los residuos antes que el desinfectante haya actuado.
7. Cuando proceda a la limpieza de una superficie con alcohol, verifique que no haya mecheros
encendidos.
8. Consulte con el Docente si el material biológico debe ser descontaminado previo a su descarte en
recipiente de residuos patogénicos (bolsa roja).
PAUTAS PARA LA GESTIÓN DE RESIDUOS PELIGROSOS Y PATOGÉNICOS
Peligrosos (ácidos, álcalis, oxidantes, corrosivos, guantes, trapos, etc.):
Los residuos líquidos se deberán acumular en Bidones provistos por el Servicio de Higiene y Seguridad.
Mantenerlos tapado. No mezclar sin consultar al Docente.
Los residuos sólidos se deberán acumular en bolsas negras dentro de cajas provistas por el Servicio de
Higiene y Seguridad. No tirar residuos domésticos.
Patogénicos (tips, guantes, cajas de petri, etc.):
Los residuos biológicos (sangre, tejidos animales o humanos y todo el material que haya estado en
contacto con ellos) se deberán acumular en bolsas rojas dentro de cestos con tapa provistos por el
Servicio de Higiene y Seguridad. Quedan exceptuados los elementos corto-punzantes (agujas, hojas de
bisturíes), que se recogerán en contenedores especiales.
ANTE CUALQUIER DUDA CONSULTE CON EL DOCENTE
La seguridad la disfrutamos todos. Actuemos responsablemente
Página 3 de 6 (Reglas básicas de Higiene y Seguridad en laboratorios de Química y Biología – Procedimientos ante Emergencias - 2007)
PAUTAS DE ACTUACIÓN EN CASO DE EMERGENCIAS
En caso de accidente, avisar inmediatamente al Docente.
EMERGENCIAS MÉDICAS
Si ocurre una emergencia tal como cortes o abrasiones, quemaduras o ingestión accidental de algún
producto químico, tóxico o peligroso, se deberá proceder en la siguiente forma:
1. A los accidentados se les proveerá los primeros auxilios
2. Se da aviso al Departamento de Seguridad y Control (Int. 311 Emergencias)
3. El Docente responsable del turno o una autoridad del Departamento, deberá completar el
Formulario de Incidentes y enviarlo al Servicio de Higiene y Seguridad para su conocimiento y
evaluación.
CENTROS PARA REQUERIR AYUDA MEDICA
S.A.M.E. Teléfono 107
Hospital Pirovano
Av. Monroe 3555 Tel. 4542-5552 / 9279
INTOXICACIONES:
Hospital de Niños. Dr. R. Gutiérrez
Sánchez de Bustamante 1399. Capital Federal. Tel: 4962-6666.
Hospital de Niños. Dr. P. de Elizalde
Av. Montes de Oca 40 Tel. 4307-7491 Toxicología 4300-2115
QUEMADURAS:
Hospital de Quemados
P.Goyena 369 Tel. 4923-4082 / 3022
OFTALMOLOGÍA
Hospital Santa Lucía
San Juan 2021 Tel. 4941-7077
Hospital Dr. P. Lagleyze
Av. Juan B. Justo 4151 Tel. 4581-0645 / 2792
1. Quemaduras.
Las pequeñas quemaduras producidas por material caliente, baños, placas o mantas calefactoras, etc., se
trataran lavando la zona afectada con agua fría durante 10-15 minutos. Las quemaduras más graves
requieren atención médica inmediata. No utilices cremas y pomadas grasas en las quemaduras graves.
2. Cortes.
Los cortes se tienen que lavar bien, con abundante agua corriente, durante 10 minutos como mínimo. Si
son pequeños y dejan de sangrar en poco tiempo, lávalos con agua y jabón y tápalos con una venda o
apósito adecuados. Si son grandes y no paran de sangrar, requiere asistencia médica inmediata.
3. Derrame de productos químicos sobre la piel.
Los productos químicos que se hayan vertido sobre la piel han de ser lavados inmediatamente con agua
corriente abundante, como mínimo durante 15 minutos. Es necesario sacarle toda la ropa contaminada a
la persona afectada lo antes posible. El lavado es muy importante para reducir la gravedad y la
extensión de la herida. Requiere asistencia médica.
4. Actuación en caso de producirse corrosiones en la piel.
Por ácidos. Sacar o cortar lo más rápidamente posible la ropa. Lavar con agua corriente abundante la
zona afectada. Neutralizar la acidez con bicarbonato sódico durante 15-20 minutos. Esperar la asistencia
médica.
Por álcalis. Lavar la zona afectada con agua corriente abundante y luego con una solución saturada de
ácido bórico. Secar y esperar la asistencia médica.
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5. Fuego en el cuerpo.
Si se te incendia la ropa, pide ayuda. El afectado no correrá, tiene que tirarse en el suelo y rodar sobre
si mismo para apagar las llamas. Es tu responsabilidad ayudar a alguien que se esté quemando. Cúbrirlo
con una manta antifuego, condúcirlo hasta la ducha de seguridad, si está cerca. No utilices nunca un
extintor sobre una persona.Una vez apagado el fuego, mantener a la persona tendida, hasta que llegue la
asistencia médica.
6. Actuación en caso de producirse corrosiones en los ojos.
En este caso el tiempo es esencial (menos de 10 segundos). Cuanto antes se lave el ojo, menos grave
será el daño producido. Lavra los dos ojos con agua corriente abundante durante 15 minutos como
mínimo en una ducha de ojos,o con solución fisiológica. Es necesario mantener los ojos abiertos con la
ayuda de los dedos para facilitar el lavado debajo de los párpados. Es necesario recibir asistencia
médica, por pequeña que parezca la lesión.
7. Actuación en caso de ingestión de productos químicos.
Antes de cualquier actuación concreta pide asistencia médica. Si el paciente está inconsciente, ponerlo
en posición inclinada, con la cabeza de lado. Si está consciente, manterlo apoyado. No dejarlo sólo. No
provocar el vómito si el producto ingerido es corrosivo.
8. Actuación en caso de inhalación de productos químicos.
Identificar el vapor tóxico. Si se trata de un gas, utilizar el tipo adecuado de máscara para gases durante
el tiempo que dure el rescate del accidentado. No arriesgarse. Conducir inmediatamente la persona
afectada a un sitio con aire fresco. Requiere asistencia médica lo antes posible. Ante el primer síntoma
de dificultad respiratoria, iniciar la respiración artificial boca a boca.
INCENDIOS
1. Fuego en el laboratorio.
Mantenga la calma.
Informe al docente responsable.
Se dará aviso inmediatamente al Dpto. de Seguridad y Control (Interno 311) informando el lugar y las
características del siniestro
2. Fuegos pequeños
Si el fuego es pequeño y localizado, y sabe utilizar un extintor, trate de apagarlo utilizando un extintor
adecuado, arena, o cubriendo el fuego con un recipiente de tamaño adecuado que lo ahogue.
Retirar los productos químicos inflamables que estén cerca del fuego.
No utilices nunca agua para extinguir un fuego provocado por la inflamación de un solvente.
3. Fuegos grandes
Si el fuego es de consideración, no se arriesgue y manteniendo la calma ponga en marcha el plan de
evacuación. Apague los equipos eléctricos y cierre las llaves de gas y ventanas.
Acate las indicaciones de los brigadistas.
Evacue la zona por la ruta asignada.
No corra, camine rápido, cerrando a su paso la mayor cantidad de puertas. No utilice ascensores.
Descienda siempre que sea posible.
No lleve consigo objetos, pueden entorpecer su salida.
Si pudo salir por ninguna causa vuelva a entrar. Deje que los equipos especializados se encarguen.
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DERRAME MAYORES DE PRODUCTOS QUÍMICOS
− Avise al Departamento de Seguridad y Control (int. 311 Emergencias)
− Atender a cualquier persona que pueda haber sido afectada.
− Notificar a las personas que se encuentren en las áreas cercanas acerca del derrame. Buscar los
elementos en el Gabinete para contener derrames.
− Coloque la cinta de demarcación para advertir el peligro.
− Evacuar a toda persona no esencial del área del derrame.
− Si el derrame es de material inflamable, apagar las fuentes de ignición, y las fuentes de calor.
− Evite respirar los vapores del material derramado, si es necesario utilizar una máscara respiratoria
con filtros apropiados al tipo de derrame.
− Ventilar la zona.
− Utilizar los elementos de protección personal tales como equipos de ropa resistente a ácidos, bases y
solventes orgánicos y guantes.
− Confinar o contener el derrame, evitando que se extienda. Para ello extender los cordones en el
contorno del derrame.
− Luego absorber con los paños sobre el derrame.
− Deje actuar y luego recoger con pala y colocar el residuo en la bolsa roja (patogénicos) o negra
(peligrosos) y ciérrela.
− Si el derrame es de algún elemento muy volátil deje dentro de la campana hasta que lo retire para su
disposición.
− Disponer la bolsa con los residuos (consultar al Servicio de Higiene y Seguridad, int. 275)
− Lave el área del derrame con agua y jabón. Seque bien.
− Cuidadosamente retire y limpie todos los elementos que puedan haber sido salpicados por el derrame.
− Lave los guantes, la máscara y ropa.
Fecha: ..................................................................
Declaro haber leído las REGLAS BÁSICAS DE HIGIENE Y SEGURIDAD EN LABORATORIOS DE
QUÍMICA Y BIOLOGÍA – PROCEDIMIENTOS ANTE EMERGENCIAS que aparecen en la guía de Trabajos
Prácticos de la Materia ................................................................................................
Turno de Laboratorio: ........................................
Firma:...................................................................
Aclaración:............................................................
L.U. Nº: ...............................................................
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