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Revisión bibliográfica
ENDODONCIA • Volumen 28 • Número 4 • Octubre-Diciembre 2010
Biofilm. Un nuevo concepto de infección
en Endodoncia
F. Sirvent Encinas1, E. García Barbero2
Profesor Colaborador del Máster de Endodoncia. 2Profesor Titular. Director del Máster de
Endodoncia. Departamento de Odontología Conservadora. Facultad de Odontología. Universidad
Complutense de Madrid.
1
Correspondencia: Prof. Dr. Ernesto García Barbero. Máster de Endodoncia. Departamento de Odontología Conservadora. Facultad de
Odontología. Pza. Ramón y Cajal s/n, 28016 Madrid. Email: [email protected]
RESUMEN
Distintos estudios concluyen que el porcentaje de éxito del tratamiento de conductos en dientes necróticos es menor que en dientes vitales.
Hoy día, se postula que la verdadera causa de fracaso de muchos tratamientos de conductos aparentemente correctos es la entidad infecciosa
conocida como biofilm. Además, se ha mostrado como un tipo de infección muy difícil de eliminar del conducto. Por tanto, se trata de uno de
los retos para la Endodoncia moderna. El objetivo de este artículo de revisión es doble. Por un lado, conocer el papel del biofilm en Endodoncia:
morfología, metabolismo, formación, evolución y localización. Por otro, actualizar los métodos que propone la Endodoncia para controlarlo y
eliminarlo, poniendo especial atención EN la técnica de irrigación, elegida por muchos autores como la clave para su tratamiento.
PALABRAS CLAVE
Biofilm; Periodontitis apical crónica; Irrigantes; Hipoclorito de sodio; Clorhexidina.
ABSTRACT
Different studies have co ncluded that the success rate o f ro o t canal treatm ent in necro tic teeth is lo wer than in vital teeth. No wadays, the real cause o f
failure in many root canal treatments that have apparently been correctly carried out is considered to be the infectious matter known as biofilm. Elimination
from the canal of this type of infection has proved to be very difficult and has becom e one of the great challenges in m odern endodontics. The aim of this
review article is two fo ld: firstly, to understand the ro le o f bio film in endo do ntics, with respect to its m o rpho lo g y, m etabo lism , fo rm atio n, evo lutio n and
localization, and, secondly, to update endodontic procedures for controlling and elim inating it, paying particular attention to the technique of irrigation
which is the preferred key to treatm ent of m any authors.
KEY WORDS
Biofilm; Chronic apical periodontitis; Irrigants; Sodium hypoclorite; Clorhexidine.
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F. Sirvent, E. García
INTRODUCCIÓN
El tratamiento de conductos pretende prevenir y/o curar
la patología periapical(1-3). La causa más frecuente de esta patología son los microorganismos(4-14). Cuando ya se ha instaurado una necrosis del tejido pulpar, dicho tratamiento pretende eliminar, o al menos, reducir el número de microorganismos presentes en el sistema de conductos mediante la preparación biomecánica y, posteriormente, evitar su reinfección mediante la obturación de dicho sistema(9, 15-24). Hay autores que han evaluado la eficacia del tratamiento de conductos con y sin presencia de infección previa y, en sus resultados, muestran mayor éxito del tratamiento si no existe infección previa(1,3,9,10,13,18,19,25-36).
La esterilización completa del sistema de conductos es uno
de los objetivos del tratamiento endodóntico pero, a día de
hoy, es más un objetivo académico que realista, ya que existen factores que impiden dicha esterilización(37). El objetivo
real debe ser la reducción al mínimo posible de agentes patógenos, ya que se postula que existe una cantidad crítica de
microorganismos capaces de producir patología y, que si se
disminuye por debajo de ese umbral, el tratamiento de conductos surte efecto(8). Además, otros autores afirman que dicha
reducción de microorganismos puede conseguirse por métodos indirectos, no pensando en atacar al agente patógeno directamente sino buscando alterar su entorno, ya que se ha comprobado que un cambio en el medio donde se desarrolla la
infección puede desestabilizar el metabolismo bacteriano,
reduciendo la cantidad de bacterias e incapacitando a las supervivientes a producir patología(10,13,16,37-40). Resumiendo, debe
perseguirse el dejar el conducto en las mejores condiciones
biológicas posibles para ser obturado.
Una de las causas más importantes que dificultan la eliminación de los microorganismos en Endodoncia es la anatomía del sistema de conductos. Las zonas a tratar son variadas y de características diferentes, distinguiendo entre anatomía macroscópica y microscópica. La macroscópica constaría del conducto o conductos principales, conductos laterales o accesorios, ramificaciones o “deltas” apicales y anastomosis entre conductos y/o istmos(9,28,41). Como anatomía
microscópica nos referimos a todos los miles de tubulillos
dentinarios que tapizan todas las paredes de las zonas de
la anatomía macroscópica. En ambas pueden existir agentes patógenos, pero por sus diferentes características, el tratamiento específico de cada una de ellas es decisivo para el
éxito del tratamiento de conductos(39,42-44). Para muchos estu-
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dios, el uso complementario de los instrumentos de endodoncia y del líquido irrigante constituye la base para eliminar la infección intraconducto(8,10,13,21,38,40). Se puede resumir
en que la mayoría de áreas de la anatomía macroscópica se
limpian con las limas y el líquido irrigante es el encargado
de reducir la infección en las áreas microscópicas, ya que
existen estudios que afirman que hay zonas del sistema de
conductos que son inaccesibles para las limas (manuales o
rotatorias) pero no para el irrigante(18,19,32,45-48). Por tanto, este
irrigante debe ser desinfectante para conseguir la máxima
reducción posible de la población de dichos microorganismos, además de cumplir otras funciones.
Una de las grandes preguntas de este campo es por qué
algunos irrigantes con buenos resultados en los ensayos in
vitro convencionales no se comportan de la misma forma en
los estudios in vivo o en estudios in vitro del tipo de modelo
de diente infectado, es decir realizando las pruebas en el interior de conductos de dientes extraídos(49-55). Para Wilson(60),
una de las razones por las que la infección presenta más disposición a ser eliminada in vitro que in vivo proviene de las
mismas bacterias y no del irrigante. En el interior del conducto las bacterias crecen y se desarrollan, en muchas ocasiones, de forma distinta a cómo se han estudiado comúnmente en Endodoncia. Esta forma de vida bacteriana alternativa es el novedoso concepto de biofilm.
El objetivo de este trabajo es revisar lo publicado al respecto del biofilm, para conocer su metabolismo, formación,
localización y evolución. Además, esta revisión pretende actualizar los conocimientos de tratamiento para eliminar el biofilm, poniendo especial interés en la irrigación.
CONCEPTO Y PATOGENIA DEL BIOFILM
El biofilm o biopelícula se puede definir como una estructura asociativa de una o varias estirpes bacterianas, embebidas en una matriz extracelular de polisacáridos autoproducida y que se encuentra adherida a una superficie o sustrato. Según la OMS, el biofilm se puede definir también
como un ecosistema bacteriano proliferante y enzimáticamente activo. Los biofilms se unen a superficies inertes, tanto
biológicas como sintéticas. Dentro de las biológicas optan
preferentemente por tejidos necróticos(56-59, 61-65). La importancia para la Endodoncia de esta forma de vida bacteriana
es que es más resistente a los distintos germicidas conocidos que las bacterias en suspensión y que se postula como
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la causa de fracaso de tratamientos de conductos aparentemente correctos(66). Produce en el paciente signos y/o síntomas clínicos leves o imperceptibles durante su crecimiento,
debido a una baja tasa de división bacteriana, inusual en
los organismos bacterianos individules. Además, dicha capacidad de resistencia es la característica principal del biofilm
y no la virulencia, aunque no carece de ella, por lo que se
trata de cuadros de avance lento y leve, pero de muy difícil
erradicación(8, 58). Para Siqueira y Rôças(37) los casos de infección periapical crónica deben considerarse, a día de hoy,
causadas por infecciones de tipo biofilm.
Se ha postulado que la asociación de bacterias en forma
de biofilm no es más que un mecanismo de adaptación de
estos microbios a un entorno nuevo, generalmente hostil(55,67,68).
Chávez de Paz y cols.(63) opinan que el biofilm no es raro ni
infrecuente en el conducto necrótico sino que es la forma de
vida bacteriana más habitual, y que es incorrecto pensar que
son entidades excepcionales sólo porque sea reciente su conocimiento y estudio en Endodoncia. Dicha asociación puede
ser entre bacterias de la misma o de distinta especie. La primera de ellas se denominada autoagregación y la segunda
coagregación. La coagregación esta considerada una forma
de biofilm más compleja y difícil de eliminar, ya que bacterias de distinta especie pueden compartir distintos mecanismos de defensa en pos del mantenimiento de la comunidad
asociada en biofilm(55,64,65). Otro estudio concluye que las bacterias endémicas de la flora bucal tienen mayor tendencia a
formar biofilms mediante coagregación, por lo que su erradicación podría ser más complicada(69).
La primera noción sobre biofilm que, sin saberlo, tenemos los dentistas es la relativa a la profilaxis de la endocarditis bacteriana. Recordemos que esta profilaxis se administra a pacientes portadores de prótesis valvulares y/o articulares, previa a la realización de procedimientos odontológicos que involucren sangrado y, por tanto, posible bacteriemia. La profilaxis pretende eliminar las bacterias que
podrían pasar al torrente sanguíneo durante el tratamiento
y anidar en superficies inertes, como las de esas prótesis.
Por esto, la administración de antibiótico se recomienda de
manera profiláctica, ya que la eliminación de las bacterias
recién ingresadas en el torrente sanguíneo (bacterias en suspensión) es más fácil y predecible que si se les da la oportunidad de formar biofilm en alguna superficie apta(58). Asimismo, en Odontología se estudia el biofilm desde otros
muchos puntos de vista, como la Cariología, la Periodoncia, la Prostodoncia o la Implantología(58,61,65,70-72).
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MORFOLOGÍA DEL BIOFILM
Las formas de biofilm se han descrito muy variadas, desde
pequeñas formaciones hasta cadenas de biofilm(8), pero la formación más característica encontrada es la de biofilm en forma
de champiñón (mushroom-shape)(61). Estas colonias se observan al microscopio como estructuras unitarias de la forma
señalada, separadas de otras por canales de agua, todo dentro de la matriz de polisacárido. Se piensa que estos canales
permiten la distribución de los nutrientes y la eliminación
de los residuos de las colonias, así como la atenuación de los
agentes biocidas externos, tales como antibióticos, irrigantes
y medicaciones intraconducto(58, 61). Se postula que este tipo
de organización bacteriana se trata de biofilm con un alto nivel
de organización y se asemeja a un prototejido, con un primitivo sistema circulatorio (los canales de agua). Además, en
los estudios consultados, estas formaciones sólo se originaron en biofilm de larga evolución y no en los casos de colonias jóvenes e inmaduras(8,10,37,56,58,61,70).
FORMACIÓN Y EVOLUCIÓN DEL BIOFILM
El conocimiento de esta forma de vida bacteriana no ha sido
evidente hasta hace relativamente pocos años, debido a los métodos de estudio microbiológico, cuyo objetivo no era las bacterias en biofilm, sino bacterias de estirpes únicas y en suspensión, fundamentalmente. Hasta la fecha, la estrategia de estudio de las bacterias en Endodoncia puede considerarse reduccionista, es decir, a partir de hallazgos de pocas estirpes o colonias bacterianas se explicaba una infección mayor. En cambio,
y a tenor de la complejidad del biofilm y de su estudio, diversos autores promueven trabajos de tipo holístico, es decir, no
sólo estudiar individuos sino sus interacciones en la comunidad para obtener datos más reales acerca del biofilm y proponer tratamientos más específicos(37). Además, la incubación de
estas entidades necesita de sistemas más complejos que los tradicionales en Microbiología(73). Las técnicas más novedosas que
pretenden analizar específicamente el biofilm se pueden resumir en análisis metagenómicos de ADN, transcriptivos de ARN
y proteico-metabólicos, pero su empleo en el estudio de biofilm en Endodoncia es muy precoz(37).
El proceso de formación del biofilm en el conducto radicular es aún muy desconocido. La teoría más aceptada consta de
cuatro fases y fue descrita por Svensäter y Bergenholtz(74), aunque, por novedosa, no deja de ser modificada por otras, debi-
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do al poco conocimiento que se dispone actualmente sobre el
tema(59, 64). En la primera fase se forma una película adhesiva
sobre la dentina promovida por el depósito de proteínas y otros
compuestos derivados de las bacterias en suspensión, del proceso necrosis y/o inflamación, etc. En la segunda, sobre esa
película pegajosa, se fijan algunas bacterias específicas con capacidad de adhesión, de todas las que están en suspensión. En la
tercera, la primera capa de bacterias ya adherida, segrega mediadores que, por un lado van fijando más y más bacterias, de esa
estirpe o de otras, y por otro, va formando la matriz extracelular de polisacárido, primera barrera defensiva característica
del biofilm. En la cuarta y última, el biofilm va madurando y
creando sistemas de defensa más complejos. Al mismo tiempo, arroja bacterias al exterior que cronifican la respuesta inflamatoria del huésped. Siqueira y Rôças(37) exponen que en esta
etapa el conjunto del biofilm puede consistir en 15% de bacterias y 85% de matriz de polisacáridos, además de contar con
más de 300 capas de bacterias superpuestas.
La evolución del biofilm es aún un misterio y no se conocen los mecanismos por los cuales las bacterias se asocian en
biofilm. Lo que sí se conoce es que la madurez del biofilm es
directamente proporcional a su capacidad de defensa y a su
resistencia a ser eliminado, por lo que, a día de hoy, la desinfección prematura del mismo o de las bacterias en suspensión
que lo promueven parece ser un factor clave en el tratamiento.
Hay que recordar que no se puede saber clínicamente cuando
se está tratando un biofilm, pero sí se debe sospechar su existencia en dientes con necrosis de larga evolución o retratamientos. Por tanto, en estos casos, el tratamiento precoz será primordial para mejorar el pronóstico del caso, ya que el biofilm
o no se habrá formado aún o estará en un estadio tan inicial
que su capacidad de defensa es mínima(10,23,54,64,65). La teoría más
aceptada hasta el momento respecto a la supervivencia del biofilm admite que no es más resistente el biofilm compuesto por
bacterias resistentes en solitario, sino que es más resistente cuanto mayor número de bacterias con capacidad de autoagregarse
y, sobre todo, de coagregarse lo integren. A más tiempo de evolución, más tiempo para mejorar y sofisticar los sistemas de
defensa del biofilm por parte de diferentes estirpes bacterianas(73). Incluso, a día de hoy, se considera por los microbiólogos como un factor de virulencia más de las bacterias la capacidad de asociarse en biofilms, es decir, entre dos estirpes bacterianas distintas que presenten parámetros similares de tasas
de división, permanencia en tejido vivo, capacidad de liberar
endotoxinas, etc., se considera una estirpe más peligrosa aquella que haya mostrado más capacidad para iniciar un biofilm(37).
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Otra característica importante de la evolución biofilm es
que puede aislarse del hábitat que le rodea si éste se vuelve
exageradamente hostil y se han descrito formaciones en estado inerte en medios extremos(58). El biofilm puede mantener
dicho status por un tiempo, a la espera de que la situación
del medio mejore, antes de perecer. Si el medio cambia a mejor,
el biofilm abandona el estado de latencia y sigue desarrollándose. Si el ambiente extremo se mantiene tiempo suficiente, puede hacer inviable la existencia del biofilm. Por ello,
los estudios enfocan el tratamiento hacia la eliminación directa o indirecta del biofilm. La eliminación directa consiste en
la remoción y/o lisis de la entidad mediante la instrumentación y, sobre todo, la irrigación. La eliminación indirecta consistiría en alterar el hábitat lo suficiente como para hacerlo
hostil al biofilm, en un primer paso y mediante la irrigación.
En un segundo paso, la obturación de la zona, mantendría
ese hábitat sin llegada de nutrientes nuevos el tiempo suficiente como para que el biofilm, finalmente, pereciera por
inanición(37). Por tanto, en el momento actual, la mayoría de
autores consideran que para el tratamiento del biofilm en Endodoncia todas las fases son importantes, pero la irrigación resulta un elemento clave(8,10,35,55,58,68,73).
MECANISMOS DE DEFENSA DEL BIOFILM
El biofilm se caracteriza, fundamentalmente, por una gran
capacidad de resistencia. Esta capacidad se ve aún más aumentada en el interior del sistema de conductos ya que, como se
ha explicado anteriormente, su anatomía proporciona zonas
de difícil acceso a los agentes desinfectantes. Los sistemas de
defensa conocidos hasta el momento con los que cuenta esta
entidad infecciosa se resumen a continuación. La matriz de
polisacáridos supone una barrera física y química, evitando
la penetración de agentes externos indeseables, cambios de
pH, etc., manteniendo un ambiente interior adecuado para
la supervivencia y es considerado uno de los mecanismos
más importantes(51,55,58,73,75,76). Un aspecto interesante que se
apunta es que este aislamiento del exterior pero con vías de
comunicación interna fomenta el intercambio de material genético entre las bacterias que lo forman, favoreciendo las resistencias y, por tanto, aumentando la capacidad de defensa del
biofilm(37). Las enzimas producidas por el biofilm, promueven la adhesión a otros sustratos o de otras bacterias y también actúan inactivando agente químicos antiinfecciosos(51,55,58,60).
El biofilm puede ir desprendiendo bacterias sobrantes de su
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interior de forma paulatina para “distraer” la atención de los
mecanismos de defensa del huésped, cronificando el proceso y ocasionando en el paciente picos de signos y/o síntomas puntuales que remiten tras la administración de antibióticos pero sin curar el “nido de origen”(51,55,58,59). El metabolismo interno presenta una tasa de actividad muy inferior
al de las bacterias en suspensión (las estudiadas comúnmente), ralentizando el gasto de nutrientes, por lo que éstos, se
economizan. Además, la tasa de división de las bacterias del
biofilm es baja, por lo que también se ahorran nutrientes y el
efecto de los antimicrobianos que inciden en esa división (como
los antibióticos bacteriostáticos) se reduce(51,55,60). Otros autores afirman que las bacterias están organizadas dentro del
biofilm de tal manera que su situación favorezca al propio
biofilm(37). Por último, se cree que en el biofilm existe una estirpe bacteriana primordial, con muy baja tasa de división y
gran capacidad de supervivencia, que se encuentra en fase
inactiva o durmiente la práctica totalidad de la vida del biofilm pero que se activa cuando el medio externo se vuelve
más hostil, para producir nuevas estirpes bacterianas que
perpetúen el biofilm(51,58-60).
En resumen, el biofilm tiene mayor capacidad de defensa
que las bacterias en suspensión porque interacciona menos
con el medio donde vive y depende menos de él, además de
que su tasa de mitosis es mucho menor(51,56-59). Las bacterias
asociadas en biofilm no fomentan infecciones agudas, sino
crónicas, debido al tipo de metabolismo del mismo y sus características. Siqueira y Rôças(37) llegan a originalizar este concepto y lo bautizan como “biofilm lifestyle”.
TIPOS BACTERIANOS QUE FORMAN EL BIOFILM
Los tipos bacterianos observados en el biofilm de origen
endodóntico son, fundamentalmente, cocos, bacilos y filamentos, aunque ocasionalmente se han detectado espiroquetas(8,55,65). Las especies del género Prevotella son muy frecuentes debido a su capacidad de autoagregarse y coagregarse(55).
Otros autores opinan que el Fuso b ac terium nuc leatum es el
componente central de muchos de los biofilms en infecciones odontogénicas, gracias a su enorme capacidad de coagregación y de resistencia a biocidas e incluso algunos consideran el F. nucleatum la bacteria clave o “puente” para el desarrollo del biofilm(65,77,78). Ozok y cols.(77) encuentran sinergismo en la asociación en forma de biofilm de Pepto strepto co ccus m icro s y F. nucleatum . Metzger y cols.(79-81) comprobaron
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en varios estudios la importancia del F. nucleatum para iniciar biofilms y la afinidad con la Porphyrom onas gingivalis.
Respecto al estudio del Enterococcus faecalis en relación al
biofilm, se ha postulado que la resistencia de esta bacteria a ser
eliminada del interior del conducto, ya sea con instrumentación, irrigación y/o con medicación intraconducto, se debe a
que puede asociarse en forma de biofilm(10,13,82,83). George y cols.(68)
analizaron la ultraestructura del biofilm de E. faecalis combinando medios ricos y pobres en nutrientes con medios aeróbicos y anaeróbicos en dientes extraídos. En sus resultados, exponen que el biofilm más desarrollado en madurez y organización es el que se da en medio rico y anaeróbico, advirtiendo
incluso las estructuras en forma de champiñón y canales de
agua descritas por Distel y cols.(61). En cambio, el medio rico y
aeróbico formaba más cantidad de biofilm pero de menor organización, aunque era el más proclive a invadir los tubulillos
dentinarios en profundidad. Postulan que esto quizás se deba
a que al aumentar la cantidad de microbios, éstos buscan nuevas zonas de colonización, huyendo de la masificación, como
ya expresaron Peters y cols.(16). Llama la atención que los biofilms que crecen en medios pobres en nutrientes, aunque presentan un número de bacterias significativamente menor que
los de medios ricos, aumentan el ratio calcio/fósforo en suspensión y degradan más la dentina que les rodean, por lo que
se cree que, en esas circunstancias de supervivencia compleja,
estos biofilms tienden a calcificarse para aumentar sus defensas y ser aún más resistentes(68,84). Estos hallazgos se podrían
resumir en que las bacterias inmersas en ambientes ricos están
más predispuestas a procrear e invadir y las de ambientes pobres
a defenderse y resistir(23, 84).
Otra de las bacterias que se han descrito como formadoras de biofilm en Endodoncia es el Strepc to c o c c us interm edius. Se trata de una bacteria anaerobia facultativa Gram-positiva, como el E. faecalis. Tarsi y cols.(85) opinan que es una de
las más importantes en la formación de biofilm, ya que descubrieron que tiene una gran capacidad adhesiva y postulan
que incluso puede ser una de las especies primarias, generadoras de biofilm. Además, se trata de una bacteria que se aísla
comúnmente en infecciones endodónticas y presenta cierta
resistencia a la remoción(50).
Khemaleelakul y cols.(55) identifican más de 15 tipos distintos de especies capaces de formar biofilm, sobre todo
mediante coagregación. Otros estudios identifican hasta nueve
especies bacterianas que pueden formar biofilm sobre conos
de gutapercha extruídos al espacio periapical, pero remarcan la capacidad de las anaerobias facultativas Gram-positi-
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vas sobre las demás(86). Yamane y cols.(87) descubren una bacteria aeróbica Gram positiva (Bacillus subtilis) en biofilms provenientes de pacientes con periodontitis apical crónica.
LOCALIZACIÓN DEL BIOFILM Y SU RELEVANCIA EN
EL ÉXITO DEL TRATAMIENTO
Se han descrito formaciones de biofilm tanto en el interior del conducto radicular como en la superficie externa de
la raíz. Dicha localización determinará el tipo de tratamiento, ya que no se enfocará de igual manera si se trata de biofilm intrarradicular o extrarradicular(71, 88).
El más frecuente es el biofilm intrarradicular, alojado en
zonas de difícil acceso, mientras que las bacterias en suspensión se reparten por todo el sistema de conductos. Las zonas
accesibles a las limas no necesitan de más ayuda para la eliminación de ambos tipos de presentación bacteriana, pero
muchas zonas de este sistema no están al alcance de las limas,
por lo que no pueden contactar con la infección y eliminarla.
El irrigante es el único que puede penetrar en ciertas zonas
del sistema y contactar con la infección, no sin ciertas dificultades y mediante una técnica depurada. Aún así, el irrigante puede dejar zonas sin desinfectar, fundamentalmente
por problemas de acceso. Si ha esto le sumamos el factor, antes
explicado, de que las bacterias tienden a asociarse y formar
biofilm en caso de crecer en un hábitat extremo, para sobrevivir, es más probable que ese hábitat se de en zonas de acceso compleja dentro del sistema de conductos(8, 89).
Resumiendo, tenemos la entidad infecciosa más resistente
(el biofilm) residiendo en el área de más difícil acceso y, por
tanto, de tratamiento. Es posible que una buena obturación
termine por englobar y sepultar bacterias no eliminadas primeramente, disminuyendo su espacio vital y cortando las comunicaciones y el aporte de nutrientes desde el medio bucal y/o
periapical, haciendo que éstas perezcan por inanición. Pero si
no es así, es fácil que puedan sobrevivir a la totalidad del tratamiento de conductos, desarrollándose y haciendo fracasar
dicho tratamiento. Por tanto, un irrigante debe demostrar capacidad de penetración antes que capacidad de desinfección, ya
que si no hay contacto con la infección, ni el mejor desinfectante podrá desinfectar. Además, la posibilidad de que la obturación pueda “asfixiar” al biofilm es menor si el irrigante no
ha abierto camino previo hasta él, porque si un producto más
fluido (el irrigante) que cualquier material de obturación (gutapercha y/o sellador), no es capaz de contactar con los micro-
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organismos, es mucho menos probable que lo haga la obturación, por razones físicas obvias(8, 37). Dentro del conducto radicular, el biofilm se puede encontrar a lo largo de todo su recorrido y entramado, pero es el tercio apical la zona más predispuesta a su anidamiento. En ella, se dan los factores adecuados para la formación de biofilm: anatomía más compleja,
menor acción de los irrigantes y medicamentos, baja tensión
de oxígeno y cierto acceso a nutrientes, provenientes de los
tejidos pulpares y/o periapicales. Por tanto, en los casos de
necrosis de larga evolución, el biofilm encuentra un hábitat
adecuado para desarrollarse y perpetuarse a lo largo del tiempo, con sus consiguientes repercusiones(73). Nair y cols.(8) encontraron conductos en los cuales permanecían istmos inalterados por la preparación biomecánica, después de haber empleado tanto limas manuales como rotatorias, complementadas
con irrigantes. En dichos istmos, no sólo persistía el biofilm
sino que dicha infección estaba asociada a tejido necrótico fibrodentinario. Argumentan que, de haber llegado los instrumentos, o al menos el irrigante, dicho tejido debía haberse desecho y haber desaparecido, poniendo en peligro la evolución
del biofilm e, incluso, provocar su muerte por inanición. La
respuesta del biofilm al contacto con el irrigante es un enigma, y no se puede saber si hubiese sido disuelto, pero deduce
que el contacto entre irrigante e interior del istmo no se produjo por la presencia de ese tejido asociado.
Según la literatura disponible hoy en día, el biofilm es una
de las razones por las cuales fracasan endodoncias (aparentemente correctas) y que no sufren otro tipo de patología concomitante como fisuras o patología periodontal. Del mismo
modo, los casos fracasados tras un (aparentemente) correcto
retratamiento no quirúrgico y/o quirúrgico, se imputan a la
posibilidad de existencia de biofilm extrarradicular, aunque
se ha descrito en menos casos que el intrarradicular. Leonardo y cols.(62) realizaron un estudio con microscopía electrónica sobre dientes extraídos donde observaron formaciones de
biofilm en la superficie externa de la raíz. Esas formaciones
de biofilm se advirtieron, fundamentalmente, en microrreabsorciones de la superficie externa radicular y constatan la
heterogeneidad de las bacterias que lo forman. Los autores
dudan si esas reabsorciones son creadas primariamente por
el conjunto de procesos de tipo ácido propios de la periodontitis apical crónica y aprovechadas por el biofilm o creadas
por él mismo para asegurarse un asentamiento más propicio
a la defensa de ataques externos. En su discusión, enfatizan
el hecho de que la mayor parte estudios publicados al respecto de microorganismos encontrados en la superficie exterEndo do ncia 2010; 28 (Nº 4):241-256
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na de la raíz, se dan en dientes con periodontitis apical crónica y refractaria ante uno o varios tratamientos conservadores. Ricucci y cols.(88) publican dos casos clínicos donde observan biofilm depositado en cálculos que se encuentran en la
superficie externa de la raíz. Postulan que ese cálculo puede
provenir del mismo biofilm aprovechando los minerales del
propio cemento y/o dentina de la raíz, como teorizaban George y cols.(68) o captar los iones calcio y fósforo del entorno óseo
e incluso de la saliva a través de las fístulas existentes en estos
casos. Concluyen que hay posibilidades de que algunos casos
no se curen incluso si el tratamiento/retratamiento conservador es correcto. Por tanto, en los caso de sospecha de biofilm, no sólo hay que realizar un tratamiento (o retratamiento no quirúrgico) de conductos enfocado a la eliminación de
esas bacterias, sino alertar al paciente que es posible necesitar de fase quirúrgica posterior para asegurar el pronóstico,
por el posible biofilm extrarradicular(62,68,72).
TRATAMIENTO ANTIBIÓTICO DEL BIOFILM
Ante cualquier infección que asiente en el organismo, la
prescripción de antibióticos es una de las primeras acciones
indicadas para su eliminación. En cambio, en casos de biofilm, la antibioterapia se ha mostrado menos efectiva, e incluso inocua, y únicamente han disminuido los signos y síntomas clínicos del paciente en la mayoría de los casos(51,58,61,65,9092). Las cifras de eficacia de los antibióticos ante bacterias en
suspensión o ante biofilm son del orden de entre 100 y 1500
veces menos eficaces ante biofilm que ante bacterias en suspensión, dependiendo del tipo de fármaco. Los antibióticos
que menor eficacia presentan frente al biofilm son los de tipo
bacteriostático, como las tetraciclinas. Esto se debe en gran
medida a la matriz de polisacárido, las enzimas y la baja tasa
de división de las bacterias del biofilm(51,55,57,58,60,75,91,92). Noiri
y cols.(93) examinaron al microscopio electrónico 11 dientes
con periodontitis apical crónica cuyos tratamientos de conductos fracasaron. Los tratamientos fueron realizados por
dentistas generalistas, con administración de antibiótico coadyuvante previo y posterior al tratamiento. En sus resultados,
todos los dientes presentaron formaciones polimicrobianas
de biofilm, tanto en ápices, en superficie externa radicular y
en conos de gutapercha extruídos al periápice. La utilización
de sistemas de cultivo microbiológico-clínico pueden determinar el antibiótico más adecuado a la hora de complementar el ataque local de limas e irrigantes, mejorando nuestra
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estrategia terapéutica. Asimismo, estos estudios microbiológicos pueden ofrecer datos epidemiológicos muy interesantes para estudios posteriores. López-Piriz y cols.(65) recomiendan altas dosis de amoxicilina/ácido clavulánico (875/125
mg cada 8 horas o 2000/125 mg cada 12 horas). Como alternativa a betalactámicos recomiendan clindamicina también
a altas dosis (600 mg. cada 8 horas).
ASPECTOS ACTUALES DE LA IRRIGACIÓN
EN EL TRATAMIENTO DEL BIOFILM
Desde el punto de vista de la irrigación, como se va ir explicando a continuación, los factores clave en el tratamiento del
biofilm son la anatomía del sistema de conductos, la madurez del biofilm y la estrategia de irrigación. Ya se ha explicado que la posibilidad de que las bacterias se asocien en biofilm, aumenta con el tiempo, así como aumenta también la
organización, complejidad y sistemas de defensa del mismo,
disminuyendo la eficacia de los agentes biocidas. Kara y cols.(94)
afirman que biofilms maduros necesitan concentraciones de
antisépticos cien veces más potentes que biofilms jóvenes y
más tiempo de contacto entre biofilm y antiséptico. Por tanto,
un paciente con necrosis de larga evolución presenta peor
pronóstico a la curación con tratamiento endodóntico convencional que otro con menor tiempo de evolución o que no
la presente. Por ello, el objetivo del tratamiento de conductos en casos de sospecha de biofilm debe ser el de eliminarlo
o, al menos, cambiar el ambiente de hostil a completamente
nocivo para esas bacterias de la forma más precoz y rápida
posible(10,35,37,55,58,68). Tras el tratamiento de conductos, se elimina la mayor cantidad de biofilm, pero se ha descubierto
que aún puede verificarse en conductos laterales, deltas apicales, tubulillos dentinarios, istmos y los microespacios producidos por la falta de ajuste entre la pared dentinaria y el
material de obturación(13,33,49,50). Nair y cols.(8) opinan que la
clave en la eliminación del biofilm está en la interrelación
irrigante-anatomía, y que la complejidad del sistema de conductos no permite al líquido llegar a contactar con el biofilm
de forma eficaz y destruirlo. Williamson y cols.(95) opinan que
los estudios más valiosos son los que se basan en modelos
de diente infectado, ya que simulan mejor las condiciones
reales en las que se produce el contacto irrigante-biofilm.
El estudio clásico de los irrigantes se ha modernizado y
enfocado hacia la eliminación del biofilm. El efecto antibacteriano de los irrigantes es amplio y han demostrado capaci-
247
F. Sirvent, E. García
dad para eliminar bacterias, esporas, hongos y virus(96-99). En
general, los distintos resultados (en ocasiones, contradictorios) de los diferentes estudios se imputan a diferencias de
metodología y evaluación, por lo que sacar conclusiones generales y extrapolar los datos a la clínica supone un ejercicio
dudoso. Los estudios con biofilm monomicrobiano no se ajustan a la realidad, ya que generalmente en el conducto infectado se encuentran polimicrobianos y su metabolismo y mecanismos de defensa son más complejos y, por extensión, entidades más difíciles de erradicar. Aún así, el estudio de biofilm monomicrobiano inicia la cadena de investigación y de
desarrollo de nuevos tratamientos y enfoques(37,58,61,68,77,82). Algunos autores opinan que, hasta el desarrollo de más estudios
al respecto, el tratamiento del biofilm en Endodoncia es más
empírico que específico, pero no debe enfocarse sólo a la eliminación del mismo sino también a la alteración del medio
en el que vive para empobrecerlo(37).
Spratt y cols.(33) cultivaron varias cepas bacterianas formando biofilms y las pusieron en contacto con hipoclorito de sodio
al 2,25%, clorhexidina al 0,2% y povidona yodada al 10% (Betadine®). Aunque en su estudio no lo emplean, defiende el realizar este tipo de estudios en los llamados modelos de diente
infectado, es decir, inocular el agente patógeno en un conducto real pero in vitro ya que opinan que el contacto entre biofilm e irrigante es crucial para la eficacia y que la complejidad
anatómica real del sistema de conductos es una factor clave
para valorar el contacto irrigante-biofilm. En sus resultados,
describen que los irrigantes empleados pueden ser eficaces
según tiempo de actuación (15 o 60 minutos) y según agente
patógeno al que se enfrentan. Así, encontraron que el E. faecalis sólo era destruido por completo por hipoclorito de sodio al
2,25% y en tan sólo 15 minutos de contacto. En cambio, el F.
nucleatum era destruido por cualquiera de los tres irrigantes
pero necesitaban 60 minutos. Su estudio concluye con la recomendación de alternar irrigantes durante tiempo suficiente.
Sena y cols.(10) estudiaron la capacidad de diferentes agentes irrigantes, con y sin agitación del mismo, sobre varios biofilms monomicrobianos. Los resultados muestran que el hipoclorito de sodio al 5,25% es el más eficaz, aún sin agitar, y el
gel de clorhexidina al 2% el menos, aún con agitación. Este
dato está en consonancia con Gomes y cols.(32) y lo mostrado
en su estudio. La clorhexidina al 2%, en fase líquida, también consigue buenos resultados pero sólo con agitación. Una
de las especies más resistentes fue el E. faecalis. En sus conclusiones, los autores remarcan la importancia de conseguir
el mayor contacto posible entre irrigante-biofilm, además de
248
complementar al irrigante con un sistema mecánico que
aumente la distribución del mismo dentro del conducto.
Siguiendo con estudios para la erradicación del E. faecalis,
Abdullah y cols.(82) evaluaron distintos irrigantes ante dicha
bacteria, tanto en suspensión como en biofilm. Los resultados mostraron que el hipoclorito de sodio al 3% fue el mejor
irrigante, ya que conseguía erradicar el 100% de infección
tanto en suspensión como en biofilm en 1 y 2 minutos, respectivamente, coincidiendo con los datos de Spratt y cols(33).
La clorhexidina al 0,2% llega a conseguir altos índices de desinfección pero nunca del 100%. Aún así, los autores opinan que
los resultados obtenidos son muy buenos porque no emplean conductos infectados sino placas de laboratorio, pero remarcan, al igual que Ferraz y cols.(100) y Buck y cols.(101,102), que es
importante usar un irrigante que disuelva tejido orgánico,
como el hipoclorito de sodio, al mismo tiempo que se combina con otro que elimine el barrillo dentinario, como el EDTA,
para asegurar el contacto irrigante-biofilm.
Dunavant y cols.(54) intentaron asemejar las condiciones
reales del periápice mediante un modelo de flujo y evaluar
la resistencia de biofilms de E. faecalis ante la irrigación con
hipoclorito de sodio al 1% y 6%, clorhexidina al 2%, MTAD
(siglas de Mixture of Tetracyclin, Acid and Detergent, cuyo
nombre comercial es BioPure®) y quelantes como SmearClear® y REDTA®. El modelo de flujo intenta imitar las condiciones en las que viven los biofilms intraconducto, donde los
nutrientes se encuentran sometidos al flujo de fluidos periapicales. En sus resultados muestran que el hipoclorito de sodio
al 6% es el único capaz de eliminar la totalidad del biofilm,
con significación estadística. Además, aseguran que uno de
los factores clave es la edad del biofilm y, por tanto, los biofilms de larga evolución presentan más capacidad de defensa. Los quelantes no mostraron apenas capacidad antibacteriana y el MTAD, producto que contiene un antibiótico bacteriostático (doxiciclina) no tuvo casi acción sobre el biofilm.
Williamson y cols.(95) expusieron in vitro monocultivos de
E. faecalis ante varios hipocloritos de sodio al 6% y clorhexidinas al 2%, de diferentes marcas comerciales, y obtuvieron
mejores resultados estadísticamente significativos con los
hipocloritos que con las clorhexidinas, aunque éstas mostraban cierta capacidad desinfectante. No mostraron diferencias entre distintas marcas comerciales ni de hipoclorito ni
de clorhexidina. Arias-Moliz y cols.(103) también expusieron
in vitro biofilms de E. faecalis a hipoclorito y clorhexidina, con
resultados similares a los anteriores. El EDTA, ácido cítrico
y fosfórico no mostraron capacidad alguna frente al biofilm.
Endo do ncia 2010; 28 (Nº 4):241-256
Biofilm. Un nuevo concepto de infección en Endodoncia
Resulta muy interesante el estudio publicado por Clegg y
cols.(51) ya que recogen bacterias provenientes de conductos necróticos de 10 pacientes con periodontitis apical sin ningún tratamiento previo, ni siquiera antibiótico. Estas bacterias se inoculan en otros dientes extraídos y se favorece su crecimiento en
forma de biofilm. Tras corroborar la existencia del biofilm, se
irriga con hipoclorito de sodio al 1%, 3% y 6%, MTAD y clorhexidina al 2%, sin instrumentación mecánica complementaria, durante 15 minutos, pero sin ofrecer datos de temperatura.
Los resultados reflejan que el hipoclorito de sodio al 6% es el
único capaz de eliminar todas las cepas de biofilm. Estos datos
concuerdan con lo publicado por Dunavant y cols.(54). Los demás
irrigantes producen desde alteración del biofilm hasta eliminaciones del 90%, pero sin llegar a la contundencia del hipoclorito al 6%. En su discusión creen que esta gran habilidad para la
desinfección se debe a la capacidad de diluir el material y, desde
un mecanismo de acción estrictamente químico, producir un
efecto similar al mecánico y lo proponen como el más aconsejable ya que diluye el biofilm. La clorhexidina sólo se mostró
tan eficaz como éste para bacterias en suspensión y los autores
opinan que, si se complementa a la clorhexidina con algún sistema físico de disrupción del biofilm, los resultados podrían
ser parejos a los del hipoclorito. Esta opinión surge de un estudio piloto previo de los autores con clorhexidina al 12% donde
los resultados fueron similares que al 2%. El MTAD sólo altera
el biofilm, sin eliminarlo, y los autores creen que esto ni siquiera se debe al MTAD sino a la acción del hipoclorito al 1% que
se aplica siempre previo al MTAD, coincidiendo con Khemaleelakul y cols.(55).
A este respecto, recientemente, Giardino y cols.(104) compararon la eliminación de biofilm de E. faecalis con hipoclorito al 5,25%, MTAD y Tetraclean®. El Tetraclean® es un compuesto idéntico al MTAD, salvo que con menor concentración de doxiciclina. Sus resultados muestran que el hipoclorito de sodio al 5,25% elimina más biofilm y más rápido que
los otros dos. Hems y cols.(105) estudiaron el poder antibacteriano del ozono sobre E. faecalis en comparación con hipoclorito al 0,05%. La efectividad de ambos, frente a bacterias en
suspensión, fue similar. Sin embargo, sobre biofilms, el ozono
fue considerablemente peor que el hipoclorito de sodio. Bryce
y cols.(106) comprobaron que el hipoclorito de sodio fue el mejor
irrigante ante varios biofilms, todos compuestos por distintas estirpes bacterianas.
Respecto a la clorhexidina, Lima y cols.(107) estudiaron su
eficacia ante biofilms de E. faecalis y encontraron que la concentración más efectiva era la del 2%, aunque se realizó en plaEndo do ncia 2010; 28 (Nº 4):241-256
cas de laboratorio y no se comparó con hipoclorito, lo que quizá
reste validez al estudio. Varios autores publican que las dificultades por las que la clorhexidina no elimina tan bien el biofilm como otros se debe a que diversos agentes como el colágeno de la dentina, los exudados inflamatorios y las bacterias
muertas sobrenadantes la inactivan parcialmente(108, 109).
Con la base de la literatura expuesta, el hipoclorito de sodio
tiende a ser el mejor irrigante, aunque tenga que usarse a concentraciones mayores y durante más tiempo que frente a bacterias en suspensión. Siqueira y Rôças(37) alaban este producto porque no sólo elimina biofilm, sino que su capacidad de
degradar el tejido vivo produce que los restos pulpares o biológicos que sirven de nutrientes al biofilm desaparezcan, por
lo que empobrece el medio de donde se nutre.
Aún así, en nuestra opinión personal y con los escasos estudios publicados al respecto, no creemos recomendable usar
concentraciones de hipoclorito al 6%, por la potencial peligrosidad de la dosis, aún en casos sospechosos de biofilm.
Por ello, debe estudiarse más acerca de la repercusión de estas
altas concentraciones, no sólo en lo referente a posibles extrusiones hacia el tejido periapical, sino también la posible alteración del tejido dentinario. Creemos que una concentración
más acreditada, como es el 5,25%, junto a estrategias de complemento de la acción del irrigante como aumento del tiempo de actuación, aumento de la temperatura, combinación
con irrigantes quelantes, etc. que ya han sido descritas como
potenciadoras del efecto del irrigante(14,110,111), pueden favorecer la eliminación del biofilm, sin mayor perjuicio para el
paciente. Puede que los hallazgos científicos nos hagan cambiar de opinión en el futuro, pero por el momento nos parece la opción más adecuada.
RELEVANCIA DE LAS LIMAS Y OTROS SISTEMAS
DE LIMPIEZA EN LA ELIMINACIÓN DEL BIOFILM
Respecto a la eficacia de la técnica de instrumentación en
la eliminación del biofilm, Nair y cols.(8) encuentran 88% de
conductos con biofilm tras instrumentar in vivo raíces mesiales de molares inferiores con limas manuales y rotatorias, sin
diferencias estadísticamente significativas entre ambas. Irrigan en ambas situaciones con hipoclorito de sodio al 5,25% y
EDTA al 17%, aunque no aportan datos sobre temperatura,
tiempo de actuación del irrigante ni estrategia de irrigación.
El empleo de ultrasonidos como elemento coadyuvante a
la irrigación ha presentado buenos resultados frente a bio-
249
F. Sirvent, E. García
film(112). Recordemos que la acción del ultrasonido mejora ciertas características de algunos irrigantes, sobre todo el hipoclorito de sodio, por lo que resulta más eficaz. En los estudios donde se comparó con la técnica de introducir la aguja
hasta el tercio apical, el ultrasonido presentó mejores resultados, aunque la combinación de ambas eliminó más biofilm
que por separado(113, 114). Gutarts y cols.(115) compararon la irrigación ultrasónica y las agujas intraconducto con el mismo
irrigante (hipoclorito al 6%) frente a biofilm en un ensayo in
vivo. Las agujas eran introducidas en el conducto sin trabar
y con ligeros movimientos corono-apicales y, al mismo tiempo, activadas por medio de ultrasonidos. Los resultados reflejaron una limpieza de istmos estadísticamente significativa
mejor empleando los ultrasonidos.
En cuanto al empleo de láser, la metodología clásica aplicada a la irrigación no ha obtenido mejores resultados al evaluar la eficacia de eliminación de biofilm que estudios anteriores(116). Pero en los últimos años, en Endodoncia se ha trabajado sobre la teoría conocida como Terapia Fotodinámica, Fotosensibilización Letal, o Desinfección Fotoactivada. Ésta consiste en que un agente fotosensibilizante sea absorbido selectivamente por el organismo responsable de la infección, siendo
inocuo mientras permanece inactivo. Cuando este agente recibe la luz del láser, se activa y produce una serie de reacciones
de oxidación-reducción en el interior de microorganismo que
finaliza con la muerte del mismo. El láser más empleado es el
de Helio y Neón (He-Ne) y el agente fotosensibilizante más
común en los estudios es el azul de toluidina O(50, 117-121). En el
estudio de Seal y cols.(50) se comparó esta teoría a la acción del
hipoclorito de sodio para eliminar Strepctococcus intermedius
en forma de biofilm del interior del conducto radicular in vitro.
El láser empleado fue el de He-Ne a 35 mW con Azul de Toluidina O como fotosensibilizante e hipoclorito de sodio al 3%
durante 10 minutos a temperatura ambiente. Los resultados
muestran que el láser elimina gran cantidad de biofilm pero
no tanto como el hipoclorito, admitiendo que aún es una técnica en ciernes aunque con mucho porvenir por delante. En
cambio Bonsor y cols.(117, 118), que encontraron en sus estudios
resultados parecidos a los anteriores, también con hipoclorito
de sodio pero al 2,25%, concluyen que supone una alternativa
real de desinfección intraconducto. Soukos y cols.(122) discrepan de esta afirmación y concluyen su estudio recomendando
más trabajos de investigación al respecto al considerar la terapia sólo prometedora, pero no a la altura de los irrigantes actuales, ya que no es posible asegurar aún el contacto entre el fotosensibilizante y los microorganismos o el biofilm. Otros inves-
250
tigadores apuestan por combinar la Terapia Fotodinámica con
la terapia endodóntica convencional para mejorar la desinfección intraconducto(119).
Respecto a la electrofulguración y a las técnicas no instrumentales, no existen datos a día de hoy sobre su eficacia a la
hora de eliminar biofilm, quizá debido a que los resultados
obtenidos frente a bacterias convencionales han sido mediocres(123-126). Huth y cols.(127) compararon la eficacia del ozono y
del hipoclorito de sodio sobre monoespecies de biofilm y sus
resultados mostraron que sólo altas concentraciones de ozono
lograban las mismas tasas de desinfección que el hipoclorito.
TRATAMIENTO DEL BIOFILM EXTRARRADICULAR
Para el tratamiento del biofilm de la superficie externa de
la raíz, se necesita de terapia específica de la zona, fundamentalmente a base de legrado y curetaje en un procedimiento
quirúrgico. Hasta el momento, la fase de legrado del periápice remanente tras una apicectomía, se consideraba una
maniobra secundaria, ya que el sellado era el objetivo fundamental(128-131). El sellado retrógrado es imprescindible para el
tratamiento del biofilm intraconducto pero no tiene efecto
alguno sobre el que anida en la superficie externa de la raíz.
La remoción mecánica de esas estructuras constituiría un tratamiento eficaz, por lo que la apicectomía y el legrado de la
zona son claves para el tratamiento del biofilm extraconducto. Aún así, para Lopez Piriz y cols.(65) el factor mecánico debe
complementarse con agentes químicos. Recientemente, Araki
y cols.(132) publicaron un estudio donde exponían ápices con
nichos de biofilm en la superficie externa al láser Er:YAG,
como alternativa al legrado y curetaje mecánico de la zona.
Los resultados arrojaban datos acerca de la eliminación total
del biofilm junto a ligeras alteraciones del cemento radicular. En su discusión, apoyan el uso del láser con este fin ya
que el clínico, en el transcurso de la intervención quirúrgica,
no tiene manera de comprobar si el legrado ha eliminado la
totalidad del biofilm, y el láser permite aumentar las posibilidades de eliminación del mismo.
OTROS FACTORES RELACIONADOS CON EL BIOFILM
El sellado coronal tras la realización del tratamiento de
conductos se ha mostrado como un factor más a la hora de
valorar el pronóstico del mismo y como elemento fundamental
Endo do ncia 2010; 28 (Nº 4):241-256
Biofilm. Un nuevo concepto de infección en Endodoncia
para evitar la reinfección(36, 133). Barrieshi y cols.(134) observaron formaciones de biofilm de F. nucleatum y Cam pilo bacter
rec tus en un estudio sobre filtración coronal y preparación
de postes intrarradiculares, concluyendo que la filtración
coronal puede desarrollar biofilm posterior al tratamiento
de conductos, por lo que recomiendan buenas obturaciones
provisionales.
Uno de los eternos debates en Endodoncia es la conveniencia de realizar el tratamiento de conductos en una o varias
citas. Desde luego, la aparición del biofilm no ha hecho más
que ampliar el debate hasta este concepto y actualizar la discusión. El hidróxido de calcio ha sido uno de los productos
más empleados hasta el momento para asegurar o mejorar la
limpieza y desinfección del sistema de conductos. El mecanismo de acción de este compuesto se basa en crear un ambiente eminentemente alcalino y, por tanto, más hostil para el crecimiento de la mayoría de bacterias. Además, tiene efecto antibacteriano químico sobre el metabolismo celular y capacidad para disolver tejido orgánico cuando se encuentra en íntimo contacto con él(37,135,136). Distel y cols.(61) estudiaron la repercusión del hidróxido de calcio sobre biofilms de E. faecalis en
el interior de conducto radiculares in vitro. Observaron que
el biofilm se forma aún en presencia de hidróxido de calcio,
en la mayoría de los casos, pero que el medicamento ayuda
a disminuir las bacterias en el conducto y, por tanto, ralentizar la formación de biofilm. Además, una vez establecido el
biofilm, el hidróxido de calcio atenúa su nivel de organización, impidiendo las formaciones de tipo champiñón, pero
no lo elimina. Kayaoglu y cols.(137) publicaron que el E. faecalis es más resistente al hidróxido de calcio cuando sus biofilms se asocian a colágeno extraído de la matriz de la dentina. Siqueira y Rôças(37) recomiendan la medicación intraconducto como imprescindible y la equiparan en importancia a
una adecuada instrumentación biomecánica.
CONCLUSIONES FINALES
Tras una lectura pausada y crítica de lo publicado al respecto hasta el momento, no es posible sacar conclusiones claras e inequívocas. La distinta metodología empleada en los
sistemas de cultivo del biofilm, en los métodos de evaluación del mismo, en el uso (o no) de modelos del tipo diente
infectado y en la aplicación de diferentes irrigantes (a distintas concentraciones, temperaturas, tiempos de contacto, etc.)
no permiten emitir juicios definitivos. El proceso investigaEndo do ncia 2010; 28 (Nº 4):241-256
dor debe continuar analizando el biofilm, para conseguir conocimientos basados en la evidencia científica que nos permitan tratar con más rigor y certeza estos casos en la clínica.
Para sacar alguna conclusión práctica de esta revisión, podemos resumir la información en estos diez puntos:
1. No es posible conocer que casos albergan biofilm, pero
se debe sospechar en casos de necrosis de larga evolución, retratamientos y/o periodontitis apicales crónicas.
El tratamiento de dientes con biofilm inmaduro mejora
el pronóstico de curación, ya que a mayor tiempo de evolución del biofilm, aumenta su capacidad de defensa ante
tratamientos desinfectantes.
2. La anatomía del sistema de conductos es un factor clave.
A mayor complejidad anatómica, menor eficacia del tratamiento de conductos, aumentando la posibilidad de albergar biofilm o bacterias que lo formen, haciendo fracasar
dicho tratamiento, e incluso retratamientos posteriores.
Por tanto, se debe prestar atención a las zona de mayor
complejidad anatómica y en especial al tercio apical.
3. La matriz de polisacáridos que embebe al biofilm, permite a las bacterias crear un hábitat interior más favorable que el externo y evitar la entrada de agentes externos
indeseables para el mantenimiento de toda la comunidad. Por tanto uno de los objetivos debe ser empobrecer
al máximo posible el medio externo del biofilm.
4. Las enzimas que puede producir el biofilm, tanto las que
promueven la adhesión a otras bacterias o a sustratos como
las que actúan contra los agente químicos que atacan biofilm son parte de los mecanismos de defensa conocidos
del biofilm.
5. Las bacterias asociadas en biofilm presentan tasas de
crecimiento y división muy inferiores a las bacterias en
suspensión. Por lo tanto, los agentes antisépticos que
selectivamente atacan esa multiplicación, fundamentalmente antibióticos bacteriostáticos, muestran evidencias científicas de tener menor efecto que ante bacterias
en suspensión.
6. Según esas bajas tasas de división, los biofilms pueden
permanecer inertes en entornos con baja cantidad de
nutrientes pero pueden reactivarse al llegar nuevos nutrientes y/o bacterias. Por tanto, además de un tratamiento
de conductos correcto, hay que procurar un sellado estanco y tridimensional del sistema de conductos, así como
proporcionar un adecuado sellado coronal, para mantener la tasa de desinfección y el medio hostil obtenidos
durante el tratamiento.
251
F. Sirvent, E. García
7. La mayoría de estudios actuales remarcan el hecho de que
la instrumentación ideal es aquella en la que los instrumentos y el irrigante se complementan y enfatizan la
importancia del irrigante como el arma terapéutica más
eficaz contra el biofilm. Fomentar el contacto biofilm-irrigante, aumenta las posibilidades de eliminación del mismo.
El hipoclorito de sodio a altas concentraciones parece ser
el irrigante más eficaz pero se necesitan más estudios para
asegurar que dichas concentraciones no son perjudiciales para el diente y/o el paciente.
8. La mayoría de los irrigantes aumentan su eficacia al combinarse con algún mecanismo físico que desestructure en
un primer momento el biofilm y permita el paso del irrigante, como una correcta e individualizada secuencia de
instrumentación con limas y la aplicación de ultrasonidos.
9. Existen situaciones donde el biofilm asienta más allá del
sistema de conductos y se ha observado en la superficie
externa de la raíz, haciendo inútil el tratamiento único
de los conductos. Ese biofilm solo puede ser eliminado
con técnicas quirúrgicas y dichos casos, al poder albergar biofilm intra y extrarradicular, deben ser planificados de manera combinada.
10. El conocimiento de la existencia del biofilm es un gran
paso para la Endodoncia actual pero no deja de ser aún
un gran desconocido. La falta de datos sobre su metabolismo y su tratamiento hacen que esta entidad sea uno
de los retos actuales para la Endodoncia y son necesarios
muchos más esfuerzos investigadores para poder abordar con garantías esta cuestión.
Por último, y mostrando actitud optimista de lo explicado
en este trabajo es que, aunque se hayan expuesto algunos factores que dificultan la eliminación del biofilm, también se ha
constatado que es posible eliminarlo o al menos desestabilizar
y empobrecer el medio que lo sustenta, en condiciones propicias. Deberíamos, a la espera de conocer más sobre el biofilm,
favorecer en nuestros tratamientos esas condiciones propicias.
Sospechar durante la fase de diagnóstico la posibilidad de encontrarse frente a un caso de biofilm y proponer una correcta aplicación del tratamiento de conductos, puede mejorar el pronóstico y aumentar el número de casos resueltos.
2. Lin LM, Pascon EA, Skribner J, Gangler P, Langeland K. Clinical,
radiographic, and histologic study of endodontic treatment failures.
Oral Surg Oral Med Oral Pathol 1991;71:603-11.
3. Lin LM, Skribner JE, Gaengler P. Factors associated with endodontic treatment failures. J Endod 1992;18:625-7.
4. Kakehashi S, Stanley HR, Fitzgerald RJ. The effects of surgical exposures of dental pulps in germ-free and conventional laboratory rats.
Oral Surg Oral Med Oral Pathol 1965;20:340-9.
5. Moller AJ, Fabricius L, Dahlen G, Ohman AE, Heyden G. Influence
on periapical tissues of indigenous oral bacteria and necrotic pulp
tissue in monkeys. Scand J Dent Res 1981;89:475-84.
6. Nair PN, Sjogren U, Krey G, Kahnberg KE, Sundqvist G. Intraradicular bacteria and fungi in root-filled, asymptomatic human teeth
with therapy-resistant periapical lesions: a long-term light and electron microscopic follow-up study. J Endod 1990;16:580-8.
7. Nair PN, Sjogren U, Figdor D, Sundqvist G. Persistent periapical
radiolucencies of root-filled human teeth, failed endodontic treatments, and periapical scars. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral
Radiol Endod 1999;87:617-27.
8. Nair PN, Henry S, Cano V, Vera J. Microbial status of apical root
canal system of human mandibular first molars with primary apical
periodontitis after "one-visit" endodontic treatment. Oral Surg Oral
Med Oral Pathol Oral Radiol Endod 2005;99:231-52.
9. Mandel E, Machtou P, Torabinejad M. Clinical diagnosis and treatment of endodontic and periodontal lesions. Quintessence Int
1993;24:135-9.
10. Sena NT, Gomes BP, Vianna ME, Berber VB, Zaia AA, Ferraz CC,
Souza-Filho FJ. In vitro antimicrobial activity of sodium hypochlorite and chlorhexidine against selected single-species biofilms. Int Endod
J 2006;39:878-85.
11. Vianna ME, Conrads G, Gomes BP, Horz HP. Identification and quantification of archaea involved in primary endodontic infections. J
Clin Microbiol 2006;44:1274-82.
12. Vianna ME, Horz HP, Gomes BP, Conrads G. In vivo evaluation of
microbial reduction after chemo-mechanical preparation of human
root canals containing necrotic pulp tissue. Int Endod J 2006;39:484-92.
13. Wu MK, Dummer PM, Wesselink PR. Consequences of and strategies to deal with residual post-treatment root canal infection. Int
Endod J 2006;39:343-56.
14. Zehnder M. Root canal irrigants. J Endod 2006;32:389-98.
15. Ramachandran Nair PN. Light and electron microscopic studies of
root canal flora and periapical lesions. J Endod 1987;13:29-39.
16. Peters LB, Wesselink PR, Moorer WR. The fate and the role of bacteria left in root dentinal tubules. Int Endod J 1995;28:95-9.
17. Peters LB, Wesselink PR, Buijs JF, van Winkelhoff AJ. Viable bacteria in root dentinal tubules of teeth with apical periodontitis. J Endod
2001;27:76-81.
BIBLIOGRAFÍA
18. Gomes BP, Lilley JD, Drucker DB. Associations of endodontic symptoms and signs with particular combinations of specific bacteria. Int
Endod J 1996;29:69-75.
1. Sjogren U, Hagglund B, Sundqvist G, Wing K. Factors affecting the
long-term results of endodontic treatment. J Endod 1990;16:498-504.
19. Gomes BP, Lilley JD, Drucker DB. Variations in the susceptibilities
of components of the endodontic microflora to biomechanical procedures. Int Endod J 1996;29:235-41.
252
Endo do ncia 2010; 28 (Nº 4):241-256
Biofilm. Un nuevo concepto de infección en Endodoncia
20. Siqueira JF Jr, Rocas IN, Santos SR, Lima KC, Magalhaes FA, de Uzeda
M. Efficacy of instrumentation techniques and irrigation regimens
in reducing the bacterial population within root canals. J Endod
2002;28:181-4.
21. Chugal NM, Clive JM, Spangberg LS. Endodontic infection: some
biologic and treatment factors associated with outcome. Oral Surg
Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod 2003;96:81-90.
22. Zehnder M, Schmidlin P, Sener B, Waltimo T. Chelation in root canal
therapy reconsidered. J Endod 2005;31:817-20.
23. Haapasalo M, Qian W, Portenier I, Waltimo T. Effects on dentin on
the antimicrobial properties of endodontic medicaments. J Endod
2007;33:917-25.
24. Kirkevang LL, Vaeth M, Horsted-Bindslev P, Bahrami G, Wenzel A.
Risk factors for developing apical periodontitis in a general population. Int Endod J 2007;40:290-9.
25. Bystrom A, Sundqvist G. Bacteriologic evaluation of the efficacy of
mechanical root canal instrumentation in endodontic therapy. Scand
J Dent Res 1981;89:321-8.
26. Bystrom A, Sundqvist G. The antibactericidal action of sodium hypochlorite and EDTA in 60 cases of endodontic therapy. Int Endod J
1985;18:35-40.
27. Bystrom A, Happonen RP, Sjogren U, Sundqvist G. Healing of periapical lesions of pulpless teeth after endodontic treatment with controlled asepsis. Endod Dent Traumatol 1987;3:58-63.
28. Mandel E, Machtou P, Friedman S. Scanning electron microscope
observation of canal cleanliness. J Endod 1990;16:279-83.
29. Sjögren U, Figdor D, Spangberg L, Sundqvist G. The antimicrobial
effect of calcium hydroxide as a short-term intracanal dressing. Int
Endod J 1991;24:119-25.
30. Sjogren U, Figdor D, Persson S, Sundqvist G. Influence of infection
at the time of root filling on the outcome of endodontic treatment of
teeth with apical periodontitis. Int Endod J 1997;30:297-306. Erratum in: Int Endod J 1998;31:148.
31. Molander A, Reit C, Dahlen G, Kvist T. Microbiological status of
root-filled teeth with apical periodontitis. Int Endod J 1998;31:1-7.
32. Gomes BP, Ferraz CC, Vianna ME, Berber VB, Teixeira FB, SouzaFilho FJ. In vitro antimicrobial activity of several concentrations of
sodium hypochlorite and chlorhexidine gluconate in the elimination of Enterococcus faecalis. Int Endod J 2001;34:424-8.
33. Spratt DA, Pratten J, Wilson M, Gulabivala K. An in vitro evaluation of the antimicrobial efficacy of irrigants on biofilms of root canal
isolates. Int Endod J 2001;34:300-7.
34. Grande NM, Plotino G, Falanga A, Pomponi M, Somma F. Interaction between EDTA and sodium hypochlorite: a nuclear magnetic
resonance analysis. J Endod 2006;32:460-4.
38. Wu MK, Wesselink PR. Efficacy of three techniques in cleaning the
apical portion of curved root canals. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod 1995;79:492-6.
39. Card SJ, Sigurdsson A, Orstavik D, Trope M. The effectiveness of
increased apical enlargement in reducing intracanal bacteria. J Endod
2002;28:779-83.
40. Peters OA. Current challenges and concepts in the preparation of
root canal systems: a review. J Endod 2004;30:559-67.
41. Vertucci FJ. Root canal anatomy of the human permanent teeth. Oral
Surg Oral Med Oral Pathol 1984;58:589-99.
42. Cunningham CJ, Senia ES. A three-dimensional study of canal curvatures in the mesial roots of mandibular molars. J Endod 1992;18:294-300.
43. Stropko JJ. Canal morphology of maxillary molars: clinical observations of canal configurations. J Endod 1999;25:446-50.
44. Peters OA, Laib A, Ruegsegger P, Barbakow F. Three-dimensional
analysis of root canal geometry by high-resolution computed tomography. J Dent Res 2000;79:1405-9.
45. Zeldow BI, Ingle JI. Correlation of the positive culture to the prognosis of endodontically treated teeth: a clinical study. J Am Dent
Assoc 1963;66:9-13.
46. Bystrom A, Sundqvist G. Bacteriologic evaluation of the effect of 0.5
percent sodium hypochlorite in endodontic therapy. Oral Surg Oral
Med Oral Pathol 1983;55:307-12.
47. Siqueira JF Jr. Aetiology of root canal treatment failure: why welltreated teeth can fail. Int Endod J 2001;34:1-10.
48. Grawehr M, Sener B, Waltimo T, Zehnder M. Interactions of ethylenediamine tetraacetic acid with sodium hypochlorite in aqueous solutions. Int Endod J 2003;36:411-7.
49. Lomcali G, Sen BH, Cankaya H. Scanning electron microscopic observations of apical root surfaces of teeth with apical periodontitis. Endod
Dent Traumatol 1996;12:70-6.
50. Seal GJ, Ng YL, Spratt D, Bhatti M, Gulabivala K. An in vitro comparison of the bactericidal efficacy of lethal photosensitization or
sodium hyphochlorite irrigation on Streptococcus intermedius biofilms in root canals. Int Endod J 2002;35:268-74.
51. Clegg MS, Vertucci FJ, Walker C, Belanger M, Britto LR. The effect
of exposure to irrigant solutions on apical dentin biofilms in vitro. J
Endod 2006;32:434-7.
52. De-Deus G, Paciornik S, Mauricio MH. Evaluation of the effect of
EDTA, EDTAC and citric acid on the microhardness of root dentine.
Int Endod J 2006;39:401-7.
53. De-Deus G, Paciornik S, Pinho Mauricio MH, Prioli R. Real-time atomic force microscopy of root dentine during demineralization when
subjected to chelating agents. Int Endod J 2006;39:683-92.
35. Love RM. Hemin nutritional stress inhibits bacterial invasion of radicular dentine by two endodontic anaerobes.Int Endod J 2007;40:94-9.
54. Dunavant TR, Regan JD, Glickman GN, Solomon ES, Honeyman AL.
Comparative evaluation of endodontic irrigants against Enterococcus faecalis biofilms. J Endod 2006;32:527-31.
36. Chugal NM, Clive JM, Spångberg LS. Endodontic treatment outcome: effect of the permanent restoration. Oral Surg Oral Med Oral
Pathol Oral Radiol Endod 2007;104:576-82.
55. Khemaleelakul S, Baumgartner JC, Pruksakom S. Autoaggregation
and coaggregation of bacteria associated with acute endodontic infections. J Endod 2006;32:312-8.
37. Siqueira JF Jr, Rôças IN. Community as the unit of pathogenicity: an
emerging concept as to the microbial pathogenesis of apical periodontitis. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod 2009; 107:870-8.
56. Costerton JW, Lewandowski Z, DeBeer D, Caldwell D, Korber D,
James G. Biofilms, the customized microniche. J Bacteriol 1994;176:
2137-42.
Endo do ncia 2010; 28 (Nº 4):241-256
253
F. Sirvent, E. García
57. Costerton JW, Lewandowski Z, Caldwell DE, Korber DR, LappinScott HM. Microbial biofilms. Annu Rev Microbiol 1995;49:711-45.
cies biofilms of Fusobacterium nucleatum and Peptostreptococcus
(micromonas) micros. J Endod 2007;33:819-22.
58. Costerton JW, Stewart PS, Greenberg EP. Bacterial biofilms: a common cause of persistent infections. Science 1999;284(5418):1318-22.
78. Siqueira JF Jr, Rôças IN, Alves FR, Silva MG. Bacteria in the apical
root canal of teeth with primary apical periodontitis. Oral Surg Oral
Med Oral Pathol Oral Radiol Endod 2009;107:721-6.
59. Costerton JW. Cystic fibrosis pathogenesis and the role of biofilms
in persistent infection. Trends Microbiol 2001;9:50-2.
60. Wilson M. Susceptibility of oral bacterial biofilms to antimicrobial
agents. J Med Microbiol 1996;44:79-87.
61. Distel JW, Hatton JF, Gillespie MJ. Biofilm formation in medicated
root canals. J Endod 2002;28:689-93.
62. Leonardo MR, Rossi MA, Silva LA, Ito IY, Bonifacio KC. EM evaluation of bacterial biofilm and microorganisms on the apical external root surface of human teeth. J Endod 2002;28:815-8.
63. Chavez de Paz LE, Bergenholtz G, Dahlen G, Svensater G. Response
to alkaline stress by root canal bacteria in biofilms. Int Endod J
2007;40:344-55.
64. Duggan JM, Sedgley CM. Biofilm formation of oral and endodontic
enterococcus faecalis. J Endod 2007;33:815-8.
65. Lopez-Piriz R, Aguilar L, Gimenez MJ. Management of odontogenic
infection of pulpal and periodontal origin. Med Oral Patol Oral Cir
Bucal 2007;12:116-21.
66. Ricucci D, Siqueira JF Jr, Bate AL, Pitt Ford TR. Histologic investigation of root canal-treated teeth with apical periodontitis: a retrospective study from twenty-four patients. J Endod 2009;35:493-502.
79. Metzger Z, Blasbalg J, Dotan M, Tsesis I, Weiss EI. Characterization
of coaggregation of Fusobacterium nucleatum PK1594 with six Porphyromonas gingivalis strains. J Endod 2009;35:50-4.
80. Metzger Z, Blasbalg J, Dotan M, Weiss EI. Enhanced attachment of
Porphyromonas gingivalis to human fibroblasts mediated by Fusobacterium nucleatum. J Endod 2009;35:82-5.
81. Metzger Z, Lin YY, Dimeo F, Ambrose WW, Trope M, Arnold RR.
Synergistic pathogenicity of Porphyromonas gingivalis and Fusobacterium nucleatum in the mouse subcutaneous chamber model. J
Endod 2009;35:86-94.
82. Abdullah M, Ng YL, Gulabivala K, Moles DR, Spratt DA. Susceptibilties of two Enterococcus faecalis phenotypes to root canal medications. J Endod 2005;31:30-6.
83. van der Sluis LW, Wu MK, Wesselink PR. The evaluation of removal of calcium hydroxide paste from an artificial standardized groove in the apical root canal using different irrigation methodologies.
Int Endod J 2007;40:52-7.
84. Kishen A, George S, Kumar R. Enterococcus faecalis-mediated biomineralized biofilm formation on root canal dentine in vitro. J Biomed Mater Res A 2006;77:406-15.
67. O'Toole G, Kaplan HB, Kolter R. Biofilm formation as microbial development. Annu Rev Microbiol 2000;54:49-79.
85. Tarsi R, Corbin B, Pruzzo C, Muzzarelli RA. Effect of low-molecular-weight chitosans on the adhesive properties of oral streptococci.
Oral Microbiol Immunol 1998;13:217-24.
68. George S, Kishen A, Song KP. The role of environmental changes on
monospecies biofilm formation on root canal wall by Enterococcus
faecalis. J Endod 2005;31:867-72.
86. Takemura N, Noiri Y, Ehara A, Kawahara T, Noguchi N, Ebisu S.
Single species biofilm-forming ability of root canal isolates on guttapercha points. Eur J Oral Science 2004;112:523-9.
69. Hughes CV, Kolenbrander PE, Andersen RN, Moore LV. Coaggregation properties of human oral Veillonella spp: relationship to colonization site and oral ecology. Appl Environ Microbiol 1988;54:195763.
87. Yamane K, Ogawa K, Yoshida M, Hayashi H, Nakamura T, Yamanaka T, Tamaki T, Hojoh H, Leung KP, Fukushima H. Identification
and characterization of clinically isolated biofilm-forming grampositive rods from teeth associated with persistent apical periodontitis. J Endod 2009;35:347-52.
70. Cook GS, Costerton JW, Lamont RJ. Biofilm formation by Porphyromonas gingivalis and Streptococcus gordonii. J Periodontal Res
1998;33:323-7.
71. Socransky SS, Haffajee AD. Dental biofilms: difficult therapeutic
targets. Periodontol 2002;28:12-55.
72. Walter C, Weiger R. Antibiotics as the only therapy of untreated chronic periodontitis: a critical commentary. J Clin Periodontol 2006;33:9389; author reply 940-1.
73. de Paz LC. Redefining the persistent infection in root canals: possible role of biofilm communities. J Endod 2007;33:652-62.
74. Svensäter G, Bergenholtz G. Biofilms in endodontic infections. Endod
Topics 2004;9:27-36.
75. Stewart PS, Costerton JW. Antibiotic resistance of bacteria in biofilms. Lancet 2001;358:135-8.
76. Mah TF, O'Toole GA. Mechanisms of biofilm resistance to antimicrobial agents. Trends Microbiol 2001;9:34-9.
77. Ozok AR, Wu MK, Luppens SB, Wesselink PR. Comparison of growth
and susceptibility to sodium hypochlorite of mono -and dual- spe-
254
88. Ricucci D, Martorano M, Bate AL, Pascon EA. Calculus-like deposit
on the apical external root surface of teeth with post-treatment apical periodontitis: report of two cases. Int Endod J 2005;38:262-71.
89. Carr GB, Schwartz RS, Schaudinn C, Gorur A, Costerton JW. Ultrastructural examination of failed molar retreatment with secondary
apical periodontitis: an examination of endodontic biofilms in an
endodontic retreatment failure. J Endod 2009;35:1303-9.
90. Marrie TJ, Nelligan J, Costerton JW. A scanning and transmission
electron microscopic study of an infected endocardial pacemaker
lead. Circulation 1982;66:1339-41.
91. Stewart PS. Theoretical aspects of antibiotic diffusion into microbial
biofilms. Antimicrob Agents Chemother 1996;40:2517-22.
92. Takahashi N, Ishihara K, Kimizuka R, Okuda K, Kato T. The effects
of tetracycline, minocycline, doxycycline and ofloxacin on Prevotella intermedia biofilm. Oral Microbiol Immunol 2006;21:366-71.
93. Noiri Y, Ehara A, Kawahara T, Takemura N, Ebisu S. Participation
of bacterial biofilms in refractory and chronic periapical periodontitis. J Endod 2002;28:679-83.
Endo do ncia 2010; 28 (Nº 4):241-256
Biofilm. Un nuevo concepto de infección en Endodoncia
94. Kara D, Luppens SB, Cate JM. Differences between single- and dualspecies biofilms of Streptococcus mutans and Veillonella parvula in
growth, acidogenicity and susceptibility to chlorhexidine. Eur J Oral
Sci 2006;114:58-63.
112.McGill S, Gulabivala K, Mordan N, Ng YL. The efficacy of dynamic
irrigation using a commercially available system (RinsEndo) determined by removal of a collagen 'bio-molecular film' from an ex vivo
model. Int Endod J 2008;41:602-8.
95. Williamson AE, Cardon JW, Drake DR. Antimicrobial susceptibility
of monoculture biofilms of a clinical isolate of Enterococcus faecalis.
J Endod 2009;35:95-7.
113.van der Sluis LW, Shemesh H, Wu MK, Wesselink PR. An evaluation of the influence of passive ultrasonic irrigation on the seal of
root canal fillings. Int Endod J 2007;40:356-61.
96. Fardal O, Turnbull RS. A review of the literature on use of chlorhexidine in dentistry. J Am Dent Assoc 1986;112:863-9.
114.van der Sluis LW, Versluis M, Wu MK, Wesselink PR. Passive ultrasonic irrigation of the root canal: a review of the literature. Int Endod
J 2007;40:415-26.
97. Jeansonne MJ, White RR. A comparison of 2,0% chlorhexidine gluconate and 5,25% sodium hypochlorite as antimicrobial endodontic
irrigants. J Endod 1994;20:276-8.
98. Siqueira JF, Rocas IN, Favieri A, Lima K. Chemomechanical reduction of the bacterial population in the root canal after instrumentation and irrigation with 1%, 2,5% and 5,25% sodium hypoclorite. J.
Endod 2000;6:331-34.
99. Zamany A, Safavi K, Spangberg LSW. The effect of chlorhexidine as
an endodontic disinfectant. Oral Surg Oral Med Oral Pathol Radiol
Endod 2003;96:578-81.
100.Ferraz CC, Figueiredo de Almeida Gomes BP, Zaia AA, Teixeira FB,
Souza- Fihlo FJ. In vitro assessment of the antimicrobial action and
the mechanical ability of clorhexidine gel as an endodontic irrigant.
J Endod 2001;27:452-5.
101.Buck R, Eleazar PD, Staat RH. In vitro disinfection of dentinal tubules by various endodontics irrigants. J Endod 1999;25:786-8.
102.Buck RA, Eleazer PD, Staat RH, Scheetz JP. Effectiveness of three
endodontic irrigants at various tubular depths in human dentin. J
Endod 2001;27:206-8.
103.Arias-Moliz MT, Ferrer-Luque CM, Espigares-García M, Baca P. Enterococcus faecalis biofilms eradication by root canal irrigants. J Endod
2009;35:711-4.
104.Giardino L, Ambu E, Becce C, Rimondini L, Morra M. Surface tension comparison of four common root canal irrigants and two new
irrigants containing antibiotic. J Endod 2006;32:1091-3.
105.Hems RS, Gulabivala K, Ng YL, Ready D, Spratt DA. An in vitro evaluation of the ability of ozone to kill a strain of Enterococcus faecalis. Int Endod J 2005;38:22-9.
106.Bryce G, O'Donnell D, Ready D, Ng YL, Pratten J, Gulabivala K. Contemporary root canal irrigants are able to disrupt and eradicate single- and dual-species biofilms. J Endod 2009;35:1243-8.
107.Lima KC, Fava LR, Siqueira JF Jr. Susceptibilities of Enterococcus faecalis biofilms to some antimicrobial medications. J Endod 2001;27:616-9.
108.Shen Y, Qian W, Chung C, Olsen I, Haapasalo M. Evaluation of the
effect of two chlorhexidine preparations on biofilm bacteria in vitro:
a three-dimensional quantitative analysis. J Endod 2009;35:981-5.
115.Gutarts R, Nusstein J, Reader A, Beck M. In vivo debridement efficacy of ultrasonic irrigation following hand-rotary instrumentation
in human mandibular molars. J Endod 2005;3:166-70
116.Bergmans L, Moisiadis P, Teughels W, Van Meerbeek B, Quirynen
M, Lambrechts. Bactericidal effect of Nd:YAG laser irradiation on
some endodontic pathogens ex vivo. Int Endod J 2006;39:547-57.
117.Bonsor SJ, Nichol R, Reid TM, Pearson GJ. An alternative regimen
for root canal disinfection. Br Dent J 2006;201:101-5.
118.Bonsor SJ, Nichol R, Reid TM, Pearson GJ. Microbiological evaluation of photo-activated disinfection in endodontics (an in vivo study).
Br Dent J 2006;200:337-41.
119.Garcez AS, Ribeiro MS, Tegos GP, Núñez SC, Jorge AO, Hamblin
MR. Antimicrobial photodynamic therapy combined with conventional endodontic treatment to eliminate root canal biofilm infection. Lasers Surg Med 2007;39:59-66.
120.George S, Kishen A. Advanced noninvasive light-activated disinfection: assessment of cytotoxicity on fibroblast versus antimicrobial
activity against Enterococcus faecalis. J Endod 2007;33:599-602.
121.Konopka K, Goslinski T. Photodynamic therapy in dentistry. J Dent
Res 2007;86:694-707.
122.Soukos NS, Chen PS, Morris JT, Ruggiero K, Abernethy AD, Som S,
Foschi F, Doucette S, Bammann LL, Fontana CR, Doukas AG, Stashenko PP. Photodynamic therapy for endodontic disinfection. J Endod
2006;32:979-84.
123.Lussi A, Nussbacher U, Grosrey J. A novel noninstrumented technique for cleansing the root canal system. J Endod 1993;19:549-53.
124.Lussi A, Messerli L, Hotz P, Grosrey J. A new non-instrumental technique for cleaning and filling root canals. Int Endod J 1995;28:1-6.
125.Lendini M, Alemanno E, Migliaretti G, Berutti E. The effect of highfrequency electrical pulses on organic tissue in root canals. Int Endod
J 2005;38:531-8.
126.Virtej A, MacKenzie CR, Raab W, Pfeffer K, Barthel CR. Determination of the performance of various root canal disinfection methods
after in situ carriage. J Endod 2007;33:926-9.
109.Mohammadi Z, Abbott PV. The properties and applications of chlorhexidine in endodontics. Int Endod J 2009;42:288-302.
127.Huth KC, Quirling M, Maier S, Kamereck K, Alkhayer M, Paschos
E, Welsch U, Miethke T, Brand K, Hickel R. Effectiveness of ozone
against endodontopathogenic microorganisms in a root canal biofilm model. Int Endod J 2009;42:3-13.
110.Sirvent Encinas F, Martín Buyolo N, Tapia Guadix A, García Barbero E. Importancia de la irritgación en el éxito del tratamiento de conductos radiculares necróticos. Parte 1. Endodoncia 2008;26:172-85.
128.Donado A, Gomeza A, Sirvent F, Martínez-González JM, Donado
M. Cirugía, ¿una solución en endodoncia? Recursos actuales. Parte
I. Endodoncia 2001;19:110-24.
111.Sirvent Encinas F, Martín Buyolo N, Tapia Guadix A, García Barbero E. Importancia de la irritgación en el éxito del tratamiento de conductos radiculares necróticos. Parte 2. Endodoncia 2008;26:218-27.
129.Donado A, Gomeza A, Sirvent F, Martínez-González JM, Donado
M. Cirugía, ¿una solución en endodoncia? Perspectivas futuras: Parte
II. Endodoncia 2001;19:195-207.
Endo do ncia 2010; 28 (Nº 4):241-256
255
F. Sirvent, E. García
130.Baca R, Alobera, MA, Sirvent, F. La cirugía periapical del nuevo milenio (1ª parte). Profesión Dental 2002;5:23-31.
131.Baca R, Alobera, MA, Sirvent, F. La cirugía periapical del nuevo milenio (2ª parte). Profesión Dental 2002;5:39-47.
132.Araki AT, Ibraki Y, Kawakami T, Lage-Marques JL. Er:Yag laser irradiation of the microbiological apical biofilm. Braz Dent J 2006;17:2969.
133.Roach RP, Hatton JF, Gillespie MJ. Prevention of the ingress of a known
virulent bacterium into the root canal system by intracanal medications. J Endod 2001;27:657-60.
256
134.Barrieshi KM, Walton RE, Johnson WT, Drake DR. Coronal leakage of
mixed anaerobic bacteria after obturation and post space preparation.
Oral Surg Oral Med Oral Pathol Oral Radiol Endod 1997;84:310-4.
135.Hasselgren G, Olsson B, Cvek M. Effects of calcium hydroxide and
sodium hypochlorite on the dissolution of necrotic porcine muscle
tissue. J Endod 1988;14:125-7.
136.De la Casa ML, López ME, Raiden G. Acción solvente de soluciones
de irrigación endodóncica. Endodoncia 2006;24:214-8.
137.Kayaoglu G, Erten H, Bodrumlu E, Ørstavik D. The resistance of
collagen-associated, planktonic cells of Enterococcus faecalis to calcium hydroxide. J Endod 2009;35:46-9.
Endo do ncia 2010; 28 (Nº 4):241-256